СТРУКТУРНАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ АСТРОЦИТОВ НЕОКОРТЕКСА КРЫСЫ И ЧЕЛОВЕКА, СОДЕРЖАЩИХ ГЛИАЛЬНЫЙ ФИБРИЛЛЯРНЫЙ КИСЛЫЙ БЕЛОК тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат медицинских наук Сухорукова, Елена Геннадьевна

• Сухорукова, Елена Геннадьевна
• кандидат медицинских наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Сухорукова, Елена Геннадьевна

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы

Цель и задачи исследования

Основные положения, выносимые на защиту

Научная новизна работы

Теоретическое и практическое значение работы

Апробация работы

Объем и структура диссертации

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Глиальный фибриллярный кислый белок

1.2. Происхождение и структурная организация астроцитов

1.3. Взаимодействие астроцитов между собой и с другими клетками

1.4. Астроциты и гематоэнцефалический барьер

1.5. Астроциты и внеклеточное пространство

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Характеристика исследованного материала

2.2. Подготовка материала для гистологического исследования

2.3. Обзорные окраски

2.4. Иммуноцитохимические исследования

2.5. Методы флюоресцентной и конфокальной лазерной микроскопии

2.6. Фотографирование препаратов

2.7. Количественные методы исследования

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.1. Структурная организация астроцитов неокортекса конечного мозга крысы

3.2. Структурная организация астроцитов неокортекса интактного конечного мозга человека

3.3. Морфологическая характеристика астроцитов головного мозга человека после механической травмы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «СТРУКТУРНАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ АСТРОЦИТОВ НЕОКОРТЕКСА КРЫСЫ И ЧЕЛОВЕКА, СОДЕРЖАЩИХ ГЛИАЛЬНЫЙ ФИБРИЛЛЯРНЫЙ КИСЛЫЙ БЕЛОК»

Актуальность темы

Глиальный фибриллярный кислый белок (GFAP) является одним из главных иммуноцитохимических маркеров астроцитов — важнейшего представителя макроглии в центральной нервной системе млекопитающих. В качестве маркера астроцитов он широко применяется в диагностических целях и в экспериментальных работах при исследовании функций нервной системы в норме и при патологии [Калиниченко и др., 2004; Zhu, Dahlström, 2007; Paulus, 2009]. Постоянно возрастающее число работ, посвященных астроцитам, связано с многообразием функций, которые, как установлено за последние два десятилетия, выполняют в центральной нервной системе эти клетки.

Одной из ключевых и наиболее исследуемых функций астроцитов является их участие в организации и регуляции проницаемости барьерной системы мозга (гематоэнцефалического и ликвороэнцефалического барьеров) [Abbott, 2002; Engelhardt, Sorokin, 2009; Li et al., 2010]. Известно, что именно накопление GFAP связано с обеспечением астроцитами барьерных функций [Pekny, 2001; Ribotta et al., 2004]. До недавнего времени наибольшее внимание физиологи и морфологи уделяли структурной организации и функциональным характеристикам гематоэнцефалического барьера [Bradbury, 1984; Abbott, 1991; Pardridge, 1999], в то время как организации поверхностных структур головного мозга (одной из областей локализации ликвороэнцефалического барьера) уделялось меньше внимания. Тем не менее, недооценка значения этой барьерной зоны приводит к существенному пробелу в наших знаниях о функционировании барьерной системы мозга в целом и об особенностях организации путей циркуляции цереброспинальной жидкости у человека и других млекопитающих.

Среди анатомических зон локализации барьеров головного мозга наружная поверхность занимает особое место [Отеллин, Саульская, 2000]. Во всех областях большого мозга она образована первым слоем коры, который формируется раньше других кортикальных слоев [Федосихина, 1984; Хожай, Отеллин, 1999; Bystron et al., 2008] и играет определяющую роль в становлении характерной цитоархитектоники всего неокортекса [Marin-Padilla, 1992]. Кроме того, этот слой служит коллектором афферентных волокон кортикального и экстракортикального происхождения [Marin-Padilla, 1990; Коржевский, Отеллин, 2002]. Важнейшим элементом первого слоя коры, обеспечивающим поддержание целостности ликвороэнцефалического барьера, является поверхностная глиальная пограничная мембрана (ПГПМ), которая в эмбриогенезе начинает формироваться клетками радиальной глии [Отеллин, Коржевский, 2002], а в постнатальный период онтогенеза образована астроцитами первого слоя коры. Несмотря на существование традиционных представлений о строении ПГПМ, базирующихся на реконструкциях, выполненных по данным электронной микроскопии [Крстич, 2001], отсутствует ясность в вопросе о том, насколько широко распространена подобная организация поверхностных мозговых структур у различных животных и человека.

Другой немаловажной проблемой, которая имеет отношение к оценке морфологических изменений астроцитов при реакции на повреждающие воздействия, является проблема правильной классификации их особых форм, обнаруживаемых в головном мозге различных животных и человека [Colombo, Reisin, 2004; Коржевский, Отеллин, Григорьев, 2004; Oberheim et al., 2006]. Эти клетки не всегда могут быть однозначно определены как протоплазматические или фиброзные (волокнистые), выделяемые современной гистологической номенклатурой [Банин, Быков, 2009]. Без четкой классификации форм астроцитов, наблюдаемых в норме, и отсутствии знаний о том, в какой мере они сопоставимы у животных и человека, существенно снижается диагностическая ценность показателей, связанных с учетом морфологии астроцитов в клинико-патологических и экспериментальных исследованиях.

До недавнего времени предполагалось, что морфологические характеристики астроцитов у человека и лабораторных животных не имеют существенных различий. Однако отдельные исследования [Colombo et al., 2000; Oberheim et al., 2009] свидетельствуют о наличии видовых особенностей структурной организации астроцитов коры у грызунов и приматов. Кроме того, остаются неизученными и региональные особенности астроцитов. Принимая во внимание противоречивые данные о строении астроцитов неокортекса млекопитающих, представляется актуальным проведение сравнительного исследования структурной и цитохимической организации астроцитов человека и крыс, наиболее часто используемых в экспериментальных исследованиях, связанных с моделированием заболеваний и повреждений головного мозга, характерных для человека [Чумасов и др., 2010; Srivareerat et al., 2009; Boyko et al., 2011 и др.].

Астроциты участвуют в реактивных изменениях, происходящих в головном мозге при различных повреждениях [Коржевский и др., 2007; Takano et al., 2009; Yu, 2010], заболеваниях [Новожилова, Гайкова, 2001; De Keyser et al., 2010; Li et al., 2011], в том числе и врожденных [Mignot et al., 2004].

В последние годы в научных исследованиях, выполненных как за рубежом, так и в нашей стране, все чаще используются иммуноцитохимические методы для выявления астроцитов в органах ЦНС [Liu et al., 2006; Дробленков, Карелина, 2009; Хожай, Отеллин и др., 2010; Bernal, Peterson, 2011 и др.]. В связи с этим, исследование, посвященное оптимизации одного из наиболее распространенных иммуноцитохимических методов определения астроцитов, оценки возможности его использования на аутопсийном материале, а также сравнительное исследование астроцитов коры головного мозга у лабораторных животных и человека, актуально как для фундаментальной нейробиологии, так и для клинической диагностики заболеваний и травм головного мозга. Полученные данные будут способствовать унификации оценки гистопатологических процессов при различных вариантах глиальной реакции в ЦНС.

Таким образом, сравнительное изучение структурной организации астроцитов, экспрессирующих глиальный фибриллярный кислый белок, актуально и имеет не только фундаментальное, но и практическое значение.

Цель и задачи исследования

Целью настоящего исследования явилось сравнительное изучение структурной и цитохимической организации ОБАР-иммунопозитивных астроцитов коры головного мозга крысы и человека.

В соответствии с целью исследования были поставлены следующие задачи:

1. Разработать унифицированный протокол выявления астроцитов, позволяющий получать сопоставимые результаты при постановке реакции на срезах головного мозга крысы и человека, а также проводить трехмерную реконструкцию.

2. Исследовать распределение и структурную организацию ОБАР-иммунопозитивных астроцитов в коре головного мозга крысы.

3. Исследовать распределение и структурную организацию ОРАР-иммунопозитивных астроцитов в коре головного мозга человека.

4. Провести сравнительный анализ особенностей структурной и цитохимической организации астроцитов коры головного мозга у крысы и у человека.

5. Изучить изменения структурной организации астроцитов неокортекса при механической травме головного мозга у человека.

Основные положения, выносимые на защиту

1. У крысы СБ АР определяется в астроцитах различных слоев коры, наиболее интенсивная реакция на этот белок промежуточных филаментов проявляется в астроцитах поверхностной части I слоя и субкортикального белого вещества. Для неокортекса крысы характерны следующие морфологические типы астроцитов: уплощенные астроциты, расположенные на поверхности коры, формирующие поверхностную глиальную пограничную мембрану, вариантом которых являются полигональные астроциты поверхностной части первого слоя базальной области коры; типичные звездчатые астроциты; веретеновидные астроциты субкортикального белого вещества.

2. У человека ОБ АР определяется в астроцитах различных слоев коры, наиболее интенсивная реакция на этот белок промежуточных филаментов проявляется в астроцитах I и VI слоев и субкортикального белого вещества. Для неокортекса человека характерны следующие морфологические типы астроцитов: два морфологических типа астроцитов I слоя (астроциты, формирующие своими отростками ПГПМ и трансламинарные астроциты), типичные протоплазматические астроциты, инвертированные трансламинарные астроциты VI слоя с длинными неветвящимися отростками, типичные фиброзные астроциты субкортикального белого вещества. С возрастом у человека наблюдается повышение иммунореактивности астроцитов Ш-У слоев коры.

3. Во всех исследованных областях неокортекса у крысы ПГПМ сформирована телами астроцитов, лежащих в один или несколько слоев, в части которых в области основания мозга имеется ассоциация ОБ АР с виментином. У человека ПГПМ образована сплетением тонких отростков астроцитов, тела которых лежат в глубоких отделах I слоя.

4. Структурная организация астроцитов при травме головного мозга существенно изменяется, в составе белков промежуточных филаментов астроцитов появляется нестин. Количество ОРАР-иммунореактивных астроцитов увеличивается, изменяется их распределение в слоях коры, наблюдается скопление измененных астроцитов на границе повреждения и отграничение ими травматического очага.

Научная новизна

Впервые проведено систематическое иммуноцитохимическое исследование астроцитов, содержащих ОБ АР, у крысы и человека. Показано, что не все клетки с морфологическими и цитохимическими признаками астроцитов содержат ОБАР в концентрациях, обеспечивающих его иммуноцитохимическое определение. В работе выделены и охарактеризованы неизвестные ранее формы ОРАР-иммунопозитивных астроцитов коры головного мозга крысы и человека, установлены сходство и различия в их структурной и цитохимической организации. Установлена возрастная зависимость накопления ОБ АР в астроцитах средних слоев неокортекса человека. Благодаря применению конфокальной лазерной микроскопии и возможности создания трехмерных реконструкций, установлен факт локализации амилоидных телец внутри отростков астроцитов. Показано, что у человека в условиях повреждения головного мозга наблюдается активация астроцитов, содержащих ОБ АР, как в области барьеров мозга, так и локально, в поврежденных участках неокортекса. Детально описаны преобразования астроцитов при механической травме головного мозга человека.

Теоретическое и практическое значение исследования

Настоящая работа относится к числу фундаментальных исследований в области гистологии и нейроморфологии. Полученные данные о сходстве и различиях структурной организации гемато- и ликвороэнцефалического барьеров коры большого мозга человека и крысы позволят оценить адекватность экспериментального моделирования патологических состояний, связанных с повреждением барьерной системы головного мозга. Данные о возрастных изменениях астроцитов коры головного мозга человека могут быть использованы при создании новых экспериментальных моделей хронических нейродегенеративных заболеваний. Кроме того, результаты исследования могут служить основой для разработки новых подходов, применяемых в судебно- медицинской диагностике повреждений головного мозга. Разработанный в рамках настоящего исследования протокол выявления GFAP-иммунопозитивных астроцитов рекомендован для использования в диагностических целях (методическое пособие: «Особенности судебно-гистологического исследования головного мозга при смерти от тупой травмы головы», СПбМАПО, 2011).

Апробация работы

Основные положения работы доложены и обсуждены на научно-практической конференции молодых ученых и специалистов «Актуальные вопросы клинической и экспериментальной медицины» (14 мая 2009г., Санкт-Петербург), III Международном молодежном медицинском конгрессе «Санкт-Петербургские научные чтения-2009» (2-4 декабря 2009 г., Санкт-Петербург), VI Международном междисциплинарном конгрессе «Нейронаука для медицины и психологии» (5-15 июня 2010г., Судак, Украина), Петербургском научном обществе судебных медиков (636-е пленарное заседание, 20 октября 2010г., Санкт-Петербург), VIII Всероссийской конференции по патологии клетки (11-12 ноября 2010 г., Москва).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 4 статьи в рецензируемых журналах, рекомендованных ВАК и 5 работ в сборниках трудов научно-практических конференций.

Объем и структура диссертации

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материала и методов исследования, изложения результатов исследования, обсуждения полученных результатов, выводов и списка литературы. Работа изложена на 139 стр. машинописного текста, иллюстрирована 38 рисунками и 5 таблицами.

Заключение диссертации по теме «Клеточная биология, цитология, гистология», Сухорукова, Елена Геннадьевна

Выводы

1. У крысы астроциты, содержащие ОБ АР, обнаружены во всех слоях неокортекса, однако наиболее интенсивную реакцию на этот белок промежуточных филаментов проявляют клетки, расположенные в первом слое, вблизи поверхности коры, а также астроциты субкортикального белого вещества. В головном мозге крысы выявлены ранее не описанные морфологические формы астроцитов — уплощенные поверхностные («эпителиоморфные») астроциты, которые принимают участие в формировании поверхностной глиальной пограничной мембраны и веретеновидные астроциты субкортикального белого вещества.

2. У человека ОГАР-иммунопозитивные астроциты обнаружены во всех слоях неокортекса. Наиболее интенсивную реакцию на этот белок, как и у крысы, проявляют клетки, расположенные в первом слое коры и субкортикальном белом веществе, однако структурная организация этих клеток у крысы и человека различается. Так, у человека отсутствуют «эпителиоморфные» поверхностные астроциты, а в белом веществе определяются преимущественно типичные фиброзные астроциты. Для коры головного мозга человека установлено присутствие особых морфологических форм астроцитов, которые отсутствуют у крысы. Это — трансламинарные астроциты первого слоя и инвертированные трансламинарные астроциты шестого слоя.

3. Одной из характерных особенностей неокортекса человека является зависимое от возраста накопление в зоне поверхностной и периваскулярной глиальных пограничных мембран сферических образований полисахаридной природы, часть из которых инкорпорирована в отростки астроцитов, что свидетельствует о возможном участии астроцитов в формировании этих структур.

4. Структурная организация астроцитов при травме головного мозга существенно изменяется. Они увеличиваются в размерах, отростки их укорачиваются и утолщаются, теряется звездчатая форма, ядро смещается на периферию клетки, появляются двухядерные формы, в их цитоплазме происходит накопление липофусцина. В составе промежуточных филаментов астроцитов появляются виментин и нестин. Количество GFAP-иммунореактивных астроцитов увеличивается, наблюдается скопление измененных астроцитов на границе повреждения и отграничение ими травматического очага, что свидетельствует об их активном участии в ответной реакции на травму и ведущей роли в формировании глиального рубца.

5. Разработанный в ходе настоящего исследования протокол иммуноцитохимического исследования пригоден для изучения структурной организации GFAP-иммунопозитивных астроцитов как у крысы, так и у человека.

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Сухорукова, Елена Геннадьевна, 2011 год

1. Банин В.В., Быков B.JI. Terminología Histológica. Международные термины по цитологии и гистологии человека с официальным списком русских эквивалентов. // Москва: Гоэтар-Медиа. — 2009. — 272 с.

2. Гайдар Б.В. Практическая нейрохирургия. // СПб: Гиппократ. — 2002. -648 с.

3. Гайдар Л.И., Березин В.А., Василов Р.Г. Экспрессия глиального фибриллярного кислого белка в развивающемся мозге человека. // Биохимия. 1991. - Т. 56, вып. 7. - С. 1322-1329.

4. Гиляров А.В. Нестин в клетках центральной нервной системы // Морфология. -2007. Т. 131, №1. - С. 85-90.

5. Гиляров А.В., Коржевский Д.Э., Отеллин В.А. Изменение состава промежуточных филаментов в клетках конечного мозга крыс в ранний постнатальный период онтогенеза. // Журн. эвол. биохим. и физиол. -2009.-Т. 45, № 1.-С. 130-137.

6. Дзамоева Э.И., Лазриев И.Л. Ультраструктура нейроглии // Общая физиология нервной системы / Руководство по физиологии под ред. П.Г. Костюка, А.И. Ройтбака. Л., 1979. С. 547-554.

7. Дробленков А.В., Карелина Н.Р. Структурные особенности нейронов и макроглиоцитов взаимосвязанных отделов мезоаккумбоцингулярной дофаминергической системы крыс. // Морфология. — 2009. Т. 136, № 5.-С. 11-17.

8. Зинькова H.H., Гилерович Е.Г., Соколова И.Б., Шведова Е.В. Влияние трансплантации мезенхимных стволовых клеток на динамику морфологических изменений в головном мозге крыс после ишемического инсульта. // Цитология. 2007. — № 11. — С. 923-932.

9. Калиниченко С.Г., Дудина Ю.В., Дюйзен И.В., Мотавкин П.А. Индукция NO-синтетазы и глиального кислого фибриллярного белка в астроцитах височной коры крыс с аудиогенной эпилептиформной реакцией. // Морфология. 2004. - Т. 125, № 3. - С. 68-73.

10. Коржевский Д.Э. Нейрогенез и нейральные стволовые клетки. // Мед.академ.журнал. 2010. - Т. 10, № 4. - С. 175-182.

11. Коржевский Д.Э., Гилерович Е.Г., Зинькова H.H., Григорьев И.П., Отеллин В.А. Иммуноцитохимическое выявление нейронов головного мозга с помощью селективного маркера NeuN. // Морфология. 2005. -Т. 128,№5.-С. 76-78.

12. Коржевский Д.Э., Гиляров A.B. Оптимизация метода иммуногмтохимического выявления нестина для парафиновых срезов л головного мозга крысы. // Морфология. 2006. — Т. 130, № 6. - С. 7880.

13. Коржевский Д.Э., Гиляров A.B. Ядерный белок NeuN в амилоидных тельцах головного мозга человека. // Морфология. 2007. — Т. 131, № 2.-С. 75-76.

14. Коржевский Д.Э., Гиляров A.B. Иммуноцитохимическое выявление тканевых антигенов после длительного хранения объектов в метилсалицилате. // Морфология. 2008. - Т. 134, № 6. - С. 76-78.

15. Коржевский Д.Э., Григорьев И.П., Отеллин В.А. Применение обезвоживающих фиксаторов, содержащих соли цинка, в нейрогистологических исследованиях. // Морфология. — 2006. — Т. 129, № 1. С. 85-86.

16. Коржевский Д.Э., Кирик O.B. Белки промежуточных филаментов нестин и виментин в клетках почки крысы. // Морфология. 2008. - Т. 134, № 6. - С. 50-54.

17. Коржевский Д.Э., Кирик О.В., Сухорукова Е.Г., Гиляров A.B. Применение полупроводниковых нанокристаллов (квантовых точек) в иммуноцитохимических исследованиях. // Морфология. — 2010. — Т. 137, №3.-С. 71-75.

18. Коржевский Д.Э., Ленцман М.В., Кирик О.В., Отеллин В.А. Виментин-иммунопозитивные клетки конечного мозга крысы после экспериментального ишемического инсульта. // Морфология. 2007. -Т. 132, №5.-С. 23-27.

19. Коржевский Д.Э., Отеллин В.А. Структурные основы становления гематоликворного барьера у человека. // Усп. физиол. наук. — 2002. — Т. 122, №6.-С. 14-18.

20. Коржевский Д.Э., Отеллин В.А., Григорьев И.П. Глиальный фибриллярный кислый белок в астроцитах неокортекса человека. // Морфология. 2004. - Т. 126, № 5. - С. 7-10.

21. Коржевский Д.Э., Отеллин В.А., Григорьев И.П., Косткин В.Б., Поленов С.А., Ленцман М.В., Балестрино М. Структурная организация астроцитов гиппокампа в постишемический период. // Морфология. -2004.-Т. 125, №2.-С. 19-21.

22. Крстич Р.В. Иллюстрированная энциклопедия по гистологии человека // СПб: Сотис. 2001. - 536 е., 1576 ил.

23. Минин A.A., Молдавер M.B. Виментиновые промежуточные филаменты и их роль во внутриклеточном распределении органелл. // Успехи биологической химии. 2008. - Т. 48.-С. 221-252.

24. Новожилова А.П., Гайкова О.Н. Клеточный глиоз белого вещества большого мозга человека и его значение в патогенезе очаговой эпилепсии. // Морфология. 2001. - Т. 119, № 2. - С. 20-24.

25. Отеллин В.А., Коржевский Д.Э. Формирование и структурная организация барьера на наружной поверхности головного мозга. // Морфология. 2002. - Т. 122, № 6. - С. 14-18.

26. Отеллин В.А., Рыбаков B.JL, Байковская М.Н. Ультраструктурная характеристика внутримозговых компонентов гематоэнцефалического барьера. // Журнал невропатологии и психиатрии. 1979. - Т. 79, вып. 7. - С. 843-848.

27. Отеллин В.А., Саульская Н.Б. Межклеточная интеграция в центральной нервной системе. // Рос. физиол. журнал им. И.М.Сеченова. 2000. - Т. 86, № 7. - С. 801-809.

28. Петрова Е.С. Изучение гистогенетических и нейродегенеративных процессов в нервной системе с помощью гетеротопической нейротрансплантации. // Морфология. 2009. - Т. 136, № 6. - С. 8-19.

29. Петрова Е.С., Отеллин В.А. Дистрофические изменения и гибель клеток в длительно живущих гомо- и гетеротопических трансплантатах эмбриональных закладок неокортекса крыс. // Бюллетень эксперим. биологии и медицины. 2003. - Т. 136, № 9. - С. 343-347.

30. Семьянов A.B., Годухин О.В. Клеточно-молекулярные механизмы фокального эпилептогенеза. // Усп. физиол. наук — 2001. — Т. 32, № 1. — С. 60-78.

31. Сухорукова Е.Г., Кирик О.В., Коржевский Д.Э. Применение иммуногистохимического метода для выявления микроглии головногомозга в парафиновых срезах. // Бюллетень эксперим. биол. имед. 2010. - Т. 149, № 6. - С. 709-712.

32. Федосихина JI.A. Ультраструктурная характеристика первого слоя коры поясной области большого мозга крысы. // Арх. анат. 1984. -Т. 86, вып. 2. - С. 22-28.

33. Харченко Е.П. Иммунная привилегия мозга: новые факты и проблемы. // Иммунология. 2006. - Т. 27, № 1. - С.51-56.

34. Хожай Л.И., Отеллин В.А. Морфогенез слоя I коры мозга мышей в пренатальный период развития. // Онтогенез. 1999. - Т. 30, № 1. - С. 40-46.

35. Хожай Л.И., Отеллин В.А., Шишко Т.Т., Косткин В.Б. Нарушения становления разных полей гиппокампа у крыс как отдаленные последствия острой перинатальной гипоксии. // Морфология. 2010. -Т. 138, №5.-С. 10-15.

36. Челноков B.C., Ильина Е.В. Патоморфологические изменения при черепно-мозговой травме // Суд.-мед. эксперт. —2001. — № 1. — С. 7-9.

37. Чумасов Е.И., Коржевский Д.Э., Петрова Е.С., Кузнецова Н.Н., Сапронов Н.С. Реакция глии субвентрикулярной зоны конечного мозга крысы при моделировании болезни Альцгеймера. // Морфология. -2010. Т. 138, № 6. - С. 24-28.

38. Abbott N.J. Permeability and transport of glial blood-brain barriers. // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1991. - Vol. 633. - P. 378-394.

39. Abbott NJ. Astrocyte-endothelial interactions and blood-brain barrier permeability. // J. Anat. 2002. - Vol. 200. - P. 629-638.

40. Amara S.G., Fontana A.C. Excitatory amino acid transporters: keeping up with glutamate. // Neurochem. Int. 2002. - Vol.41. - P. 313-318.

41. Andersen J., Shafi N.I., Bryan R.M. Endothelial influences in cerebrovascular tone // J. API. Physiol. 2006. - Vol.100. - P. 318-327.

42. Anderson C.M., Nedergaard M. Astrocyte-mediated control of cerebral microcirculation. // Trends. Neurosci. 2003. - Vol. 26, № 7. - P. 340-344.

43. Apte M.V., Haber P.S., APlegate T.L., Norton I.D., McCaughan G.W., Korsten M.A., Pirola R.C., Wilson J.S. Periacinar stellate shaped cells in rat pancreas: identification, isolation, and culture. // Gut. —1998. Vol. 43, № 1. -P. 128-33.

44. Araque A. Astrocytes process synaptic information. // Neuron Glia Biol. — 2008.-Vol.4, № 1-p. 3-10.

45. Bacci A., Verderio C., Pravettoni E., Matteoli M. The role of glial cells in synaptic function. // Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 1999. - Vol. 354.-P. 403-409.

46. Badaut J., Lasbennes F., Magistretti P.J., Regli L. Aquaporins in brain: distribution, physiology, and pathophysiology. // J. Cereb. Blood Flow Metab. 2002. - Vol. 22, № 4 - P.367-378.

47. Bak L.K., Schousboe A., Waagepetersen H.S. The glutamate/GABA-glutamine cycle: aspects of transport, neurotransmitter homeostasis and ammonia transfer. // J. Neurochem. 2006. - Vol. 98, № 3. - P. 641-653.

48. Basarsky T.A., Feighan D., Mac Vicar B.A. Glutamate release through volume-activated channels during spreading depression. // J. Neurosci. —1999. Vol. 19. - P. 6439-6445.

49. Basco E., Woodhams P.L., Hajos F., Balazs R. Immunocytochemical demonstration of glial fibrillary acidic protein in mouse tanycytes. // Anat. Embryol. (Berl). 1981. - Vol. 162, № 2. -P. 217-222.

50. Belmadani A., Tran P.B., Ren D., Miller R.J. Chemokines regulate the migration of neural progenitors to sites of neuroinflammation. // J. Neurosci. 2006. - Vol. 26. - P. 3182-3191.

51. Bernal G.M., Peterson D.A. Phenotypic and gene expression modification with normal brain aging in GFAP-positive astrocytes and neural stem cells.

52. Aging Cell. 2011 Mar 8. doi: 10.111 l/j.14749726.2011.00694.x. Epub ahead of print.

53. Bloch O., Manley G.T. The role of aquaporin-4 in cerebral water transport and edema. // Neurosurg. Focus. 2007. - Vol. 22, № 5. - E3.

54. Bouzier-Sore A.K., Serres S., Canioni P., Merle M. Lactate involvement in neuron-glia metabolic interaction: (13)C-NMR spectroscopy contribution. // Biochimie. 2003. - Vol. 85, № 9. - P. 841-848.

55. Bradbury M.W. The structure and function of the blood-brain barrier. // Fed. Proc.- 1984. Vol. 43, № 2. - P. 186-190.

56. Bramlett H.M., Dietrich W.D. Pathophysiology of cerebral ischemia and brain trauma: similarities and differences. // J. Cereb. Blood Flow Metab. -2004.-Vol. 24, №2.-P. 133-150.

57. Brenner M., Lampel K., Nakatani Y., Mill J., Banner C., Mearow K., Dohadwala M., Lipsky R., Freese E. Characterization of human cDNA and genomic clones for glial fibrillary acidic protein. // Brain Res. Mol. Brain Res. 1990. - Vol. 7. - P. 177-286.

58. Brown A.M., Ransom B.R. Astrocyte glycogen and brain energy metabolism. // Glia. 2007. - Vol. 55, № 12 - P. 1263-1271.

59. Bruzzone R., White T.W., Paul D.L. Connections with connexins: the molecular basis of direct intercellular signaling. // Eur. J. Biochem. — 1996. -Vol. 238,№ l.-P. 1-27.

60. Buffo A., Rolando C., Ceruti S. Astrocytes in the damaged brain: Molecular and cellular insights into their reactive response and healing potential. // Biochem. Pharmacol. 2010. - Vol. 79, № 2. - P. 77-89.

61. Bystron I., Blakemore C., Rakic P. Development of the human cerebral cortex: Boulder Committee revisited. // Nat. Rev. Neurosci. — 2008. Vol. 9, №2.-P. 110-122.

62. Carmen J., Magnus T., Cassiani-Ingoni R., Sherman L., Rao M.S., Mattson M.P. Revisiting the astrocyte-oligodendrocyte relationship in the adult CNS. // Prog. Neurobiol. 2007. - Vol. 82, № 3. - P. 151-162.

63. Casha S., Yu W.R., Fehlings M.G. FAS deficiency reduces apoptosis, spares axons and improves function after spinal cord injury. // Exp. Neurol. 2005. - Vol. 196, № 2. - P. 390-400.

64. Castejon O.J. Electron microscopic study of capillary wall in human cerebral edema. // J. Neuropathol. Exp. Neurol. 1980. — Vol. 39, № 3 - P. 296-328.

65. Cavanagh J.B. Corpora-amylacea and the family of polyglucosan diseases. // Brain Res. Brain Res. Rev. 1999. - Vol. 29, № 2-3. - P. 265-295.

66. Cho W., Messing A. Properties of astrocytes cultured from GFAP over-expressing and GFAP mutant mice. // Exp. Cell Res. 2009. - Vol. 315, № 7.-P. 1260-1272.

67. Colombo J.A., Fuchs E., Hartig W., Marotte L.R., Puissant V. "Rodentlike" and "primate-like" types of astroglial architecture in the adult cerebral cortex of mammals: a comparative study. // Anat. Embryol. (Berl). 2000. -Vol. 201,№2.-P. 111-120.

68. Colombo J.A., Reisin H.D. Interlaminar astroglia of the cerebral cortex: a marker of the primate brain. // Brain Res. 2004. - Vol. 1006, № l.-P. 126-131.

69. Colombo J.A., Yanez A., Puissant V., Lipina S. Long, interlaminar astroglial cell processes in the cortex of adult monkeys. // J. Neurosci. Res. -1995. Vol. 40, № 4. - P. 551-556.

70. Condorelli D. F., Nicoletti V. G., Barresi V., Caruso A., Conticello S., de Vellis J., Giuffrida Stella A. M. Tissue-specific DNA methylation patterns of the rat glial fibrillary acidic protein gene. // J. Neurosci. Res. 1994. - Vol. 39. - P. 694-707.

71. Cotrina M.L., Lin J.H.C., Lopez-Garcia J.C., Naus C.C.G., Nedergaard M. ATP-mediated glia signaling. // J. Neurosci 2000. - Vol. 20. - P. 28352844.

72. Dahl D., Chi N.H., Miles L.E., Nguyen B.T., Bignami A. Glial fibrillary acidic (GFA) protein in Schwann cells: fact or artifact? // J. Histochem. Cytochem. 1982.-Vol. 30, № 9. - P. 912-918.

73. Dani J.W., Chernjavsky A., Smith SJ. Neuronal activity triggers calcium waves in hiPocampal astrocyte networks. // Neuron. — 1992. Vol. 8. - P. 429-440.

74. Davidoff M.S., Middendorff R., Kofuncii E., Muller D., Jezek D., Holstein A.F. Leydig cells of the human testis possess astrocyte and oligodendrocyte marker molecules. // Acta Histochem. 2002. - Vol. 104, № 1. - P. 39-49.

75. Davis S., Thomas A., Perry R., Oakley A., Kalaria R.N., O'Brien J.T. Glial fibrillary acidic protein in late life major depressive disorder: an immunocytochemical study. // J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 2002. -Vol. 73, №5.-P. 556-560.

76. De Keyser J., Laureys G., Demol F., Wilczak N., Mostert J., Clinckers R. Astrocytes as potential targets to suPress inflammatory demyelinating lesions in multiple sclerosis. // Neurochem Int. 2010. — Vol. 57, № 4. — P. 446-450.

77. Del ZoPo G.J., Milner R., Mabuchi T., Hung S., Wang X., Koziol J.A. Vascular matrix adhesion and the blood-brain barrier. // Biochem. Soc. Trans. 2006. - Vol. 34, № 6. - P. 1261-1266.

78. Dermietzel R., Hertzberg E.L., Kessler J.A., Spray D.C. Gap junctions between cultured astrocytes: immunocytochemical, molecular, and electrophysiological analisis. // J. Neurosci. — 1991. Vol. 11, № 5. - P. 1421-1432.

79. Ding M., Eliasson C., Betsholtz C., Hamberger A., Pekny M. Altered taurine release following hypotonic stress in astrocytes from mice deficient for GFAP and vimentin. // Brain Res. Mol. Brain Res. 1998. - Vol. 62, № l.-P. 77-81.

80. Doetsch F., Caillé I., Lim D.A., Garcia-Verdugo J.M., Alvarez-Buylla A. Subventricular zone astrocytes are neural stem cells in the adult mammalian brain. // Cell. 1999. - Vol. 97, № 6. - P. 703-716.

81. Doetsch F., Garcia-Verdugo J.M., Alvarez-Buylla A. Cellular composition and three-dimensional organization of the subventricular germinal zone in the adult mammalian brain. // J. Neurosci. 1997. - Vol. 17, № 13. - P. 5046-5061.

82. Doherty P., Walsh F.S. The contrasting roles of N-CAM and N-cadherin as neurite outgrowth-promoting molecules. // J. Cell Sci. SuPl. 1991. - Vol. 15.-P. 13-21.

83. Dong Y., Benveniste E.N. Immune function of astrocytes. // Glia. 2001. -Vol. 30, №2.-P. 180-190.

84. Dringen R., Gutterer J.M., Hirrlinger J. Glutathione metabolism in brain. Metabolic interaction between asrtrocytes and neurons in the defense against reactive oxygen species. // Eur. J. Biochem. 2000. - Vol. 267. - P. 49124916.

85. Duan S., Anderson C.M., Keung E.C., Chen Y., Chen Y., Swanson R.A. P2X7 receptor-mediated release of excitatory amino acids from astrocytes. // J. Neurosci. -2003. Vol. 23. - P. 1320-1328.

86. Eliasson C., Sahlgren C., Berthold C.H., Stakeberg J., Celis J.E., Betsholtz C., Eriksson J.E., Pekny M. Intermediate filament protein partnership in astrocytes. // J. Biol. Chem. 1999. - Vol. 274, № 34. -P. 23996-24006.

87. Eng L.F. Glial fibrillary acidic protein (GFAP): the major protein of glial intermediate filaments in differentiated astrocytes. // J. Neuroimmunol. -1985. Vol. 8, № 4-6. - P. 203-214.

88. Eng L.F., Vanderhaeghen J.J., Bignami A., Gerstl B. An acidic protein isolated from fibrous astrocytes. // Brain Res. 1971. — Vol. 28, № 2. — P. 351-354.

89. Engelhardt B., Sorokin L. The blood-brain and the blood-cerebrospinal fluid barriers: function and dysfunction. // Semin. Immunopathol. 2009. - Vol. 31, № 4. - P. 497-511.

90. Esposito P., Gheorghe D., Kandere K., Pang X., Connolly R., Jacobson S., Theoharides T.C. Acute stress increases permeability of the blood-brain-barrier through activation of brain mast cells. // Brain Res. -2001.-Vol. 888, № l.-P. 117-127.

91. Faraci F.M., Heistad D.D. Regulation of the cerebral circulation: role of endothelium and potassium channels. // Physiol. Rev. — 1998. — Vol. 78. — P. 53-97.

92. Faulkner J.R., Herrmann J.E., Woo M.J., Tansey K.E., Doan N.B., Sofroniew M.V. Reactive astrocytes protect tissue and preserve function after spinal cord injury. // J. Neurosci. 2004. - Vol. 24, № 9. - P. 21432155.

93. Feletou M., Vanhoutte P. M. Endothelium-Derived Hyperpolarizing Factor: Where Are We Now? // Arterioscler. Thromb. Vase. Biol. 2006. -Vol. 26.-P. 1215-1225.

94. Fellin T., Carmignoto G. Neurone-to-astrocyte signalling in the brain represents a distinct multifunctional unit. // J. Physiol. 2004. - Vol. 559. -P. 3-15.

95. Fellin T., Sul J.Y., D'Ascenzo M., Takano H., Pascual O., Haydon P.G. Bidirectional astrocyte-neuron communication: the many roles of glutamate and ATP. // Novartis. Found. Symp. 2006. - Vol. 276.-P. 208-217.

96. Ferguson A.V., Bains J.S. Electrophysiology of the circumventricular organs. // Front. Neuroendocrinol. 1996. - Vol. 17, № 4. - P. 440-475.

97. Fields R.D., Stevens-Graham B. New insights into neuron-glia communication. // Science. 2002. — Vol. 298. — P. 556-562.

98. Filosa J.A., Bonev A.D., Straub S.V., Meredith A.L., Wilkerson M.K., Aldrich R.W. Local potassium signaling couples neuronal activity to vasodilation in the brain. // Nat. Neurosci. 2006. - Vol. 9. - P. 1397-1403.

99. Filosa J. A., Blanco V. M. Neurovascular coupling in the mammalian brain. // Exp. Physiol. 2007. - Vol. 92, № 4 - P. 641-646.

100. Finkbeiner S. Calcium waves in astrocytes-filling in the gaps. // Neuron. 1992. -Vol. 8. - P. 1101-1108.

101. Frisen J., Johansson C.B., Török C., Risling M., Lendahl U. Rapid, widespread, and longlasting induction of nestin contributes to the generation of glial scar tissue after CNS injury. // J. Cell Biol. 1995. - Vol. 131, № 2. -P. 453-464.

102. Fry M., Hoyda T.D., Ferguson A.V. Making sense of it: roles of the sensory circumventricular organs in feeding and regulation of energy homeostasis. // Exp. Biol. Med. (Maywood). 2007. - Vol. 232, № 1. - p. 14-26.

103. Fukuda S., Kato F., Tozuka Y., Yamaguchi M., Miyamoto Y., Hisatsune T. Two distinct subpopulations of nestin-positive cells in adultmouse dentate gyrus. // J. Neurosci. 2003. - Vol. 23, №28.-P. 9357-9366.

104. Ganong W.F. Circumventricular organs: definition and role in the regulation of endocrine and autonomic function. // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 2000. - Vol. 27, № 5-6. - P. 422-427.

105. Goldman J.E. Lineage, migration, and fate determination of postnatal subventricular zone cells in the mammalian CNS. // J Neurooncol. 1995. -Vol. 24, №1. -P. 61-64.

106. Gourine A.V., Kasymov V., Marina N., Tang F., Figueiredo M.F., Lane S., Teschemacher A.G., Spyer K.M., Deisseroth K., Kasparov S. Astrocytes control breathing through pH-dependent release of ATP. // Science. 2010. - Vol. 329, № 5991. - P. 571-575.

107. Gross P.M. Circumventricular organ capillaries. // Prog. Brain Res. -1992. Vol. 91. - P. 219-233.

108. Guerri C., Renau-Piqueras J. Alcohol, astroglia, and brain development. // Mol. Neurobiol. 1997. - Vol. 15, № 1. - P. 65-81.

109. Guthrie P.B., KnaPenberger J., Segal M., Bennett M.V., Charles A.C., Kater S.B. ATP released from astrocytes mediates glial calcium waves. // J. Neurosci 1999. - Vol. 19. - P. 520-528.

110. Hagemann T.L., Connor J.X., Messing A. Alexander disease-associated glial fibrillary acidic protein mutations in mice induce Rosenthal fiber formation and a white matter stress response. // J. Neurosci. — 2006. — Vol. 26, № 43. P. 11162-11173.

111. Hainfellner J.A., Voigtlander T., Strobel T., Mazal P.R., Maddalena A.S., Aguzzi A., Budka H. Fibroblasts can express glial fibrillary acidicprotein (GFAP) in vivo. // J. Neuropathol. Exp. Neurol. —2001. Vol. 60, № 5. - P. 449-461.

112. Halassa M.M., Florian C., Fellin T., Munoz J.R., Lee S.Y., Abel T., Haydon P.G., Frank M.G. Astrocytic modulation of sleep homeostasis and cognitive consequences of sleep loss. // Neuron. 2009. - Vol. 61, № 2. - P. 213-219.

113. Hamby M.E., Sofroniew M.V. Reactive astrocytes as therapeutic targets for CNS disorders. // Neurotherapeutics. 2010. - Vol. 7, № 4. - P. 494-506.

114. Harder D.R., Alkayed N.J., Lange A.R. et al. Functional hyperemia in the brain. Hypothesis for astrocyte-derived vasodilator metabolites. // Stroke. 1998. - Vol. 28. - P. 229-234.

115. Hatfield J.S., Skoff R.P., Maisel H., Eng L. Glial fibrillary acidic protein is localized in the lens epithelium. // J. Cell Biol. 1984. - Vol. 98, №5.-P. 1895-1898.

116. Hausmann R., Betz P. Course of glial immunoreactivity for vimentin, tenascin and alphal-antichymotrypsin after traumatic injury to human brain. // Int. J. Legal Med. 2001. - Vol. 114, № 6. - P. 338-342.

117. Hawkins B.T., Davis T.P. The blood-brain barrier/Neurovascular unit in health and disease. // Pharmacol. Rev. 2005. - Vol. 57, № 2. - P. 173185.

118. Hertz L., Zeilke H.R. Astrocytic control of glutamatergic activity: astrocytes as stars of the show // Trends. Neurosci. 2004. - Vol. 27. - P. 735-743.

119. Hewett J.A. Determinants of regional and local diversity within the astroglial lineage of the normal central nervous system. // J. Neurochem. -2009.-Vol. 110, №6.-P. 1717-1736.

120. Higashi K., Fujita A., Inanobe A., Tanemoto M., Doi K., Kubo T., Kurachi Y. An inwardly rectifying K(+) channel, Kir4.1, expressed inastrocytes surrounds synapses and blood vessels in brain. // Am.

121. J. Physiol. Cell Physiol. 2001. - Vol. 281, № 3. - P. 922-931.

122. Holthoff K., Witte O.W. Directed spatial potassium redistribution in rat neocortex. // Glia. 2000. - Vol. 29, № 3. - P. 288-292.

123. Hsiao V.C., Tian R., Long H., Der Perng M., Brenner M., Quinlan R.A., Goldman J.E. Alexander-disease mutation of GFAP causes filament disorganization and decreased solubility of GFAP. // J. Cell Sci. — 2005. -Vol. 118, № 9. — P. 2057-2065.

124. Huang A. M., Lee E. H. Identification of a novel glial fibrillary acidic protein mRNA isotype related to memory retention in rate. // Neuroreport. -1997. Vol. 68, № 7. - P. 1619-1624.

125. Huber J.D., Egleton R.D., Davis T.P. Molecular physiology and pathophysiology of tight junctions in the blood-brain barrier. // Trends. Neurosci. -2001. Vol. 24, № 12. - P. 719-725.

126. Ito U., Nagasao J., Kawakami E., Oyanagi K. Fate of disseminated dead neurons in the cortical ischemic penumbra: ultrastructure indicating a novel scavenger mechanism of microglia and astrocytes. // Stroke. 2007. -Vol. 38, № 9. - P. 2577-2583.

127. Jagadha V., Halliday W.C., Becker L.E. Glial fibrillary acidic protein (GFAP) in oligodendrogliomas: a reflection of transient GFAP expressionby immature oligodendroglia. // J. Neurol. Sci. 1986. - Vol. 13,4.-P. 307-311.

128. Jakovcevic D., Harder D.R. Role of astrocytes in matching blood flow to neuronal activity. // Curr. Top. Dev. Biol. 2007. - Vol. 79. - P. 75-97.

129. Johansson C.B., Lothian C., Molin M., Okano H., Lendahl U. Nestin enhancer requirements for expression in normal and injured adult CNS. // J. Neurosci. Res. 2002. - Vol. 69, № 6. - P. 784-794.

130. Kang W., Hébert J.M. Signaling Pathways in Reactive Astrocytes, a Genetic Perspective. // Mol. Neurobiol. 2011. - Vol. 43, № 3. - P. 147154.

131. Kasantikul V., Shuangshoti S. Positivity to glial fibrillary acidic protein in bone, cartilage, and chordoma. // J. Surg. Oncol. — 1989. Vol. 41,№ l.-P. 22-26.

132. Kepes J.J., Perentes E. Glial fibrillary acidic protein in chondrocytes of elastic cartilage in the human epiglottis: an immunohistochemical study with polyvalent and monoclonal antibodies. // Anat. Rec. 1988. - Vol. 220, № 3. - P. 296-299.

133. Kielian T. Toll-like receptors in central nervous system glial inflammation and homeostasis. // J. Neurosci. Res. 2006. — Vol. 83, № 5. -P. 711-730.

134. Kimelberg H.K. The problem of astrocyte identity. // Neurochem. Int. -2004.-Vol. 45, №2-3.-P. 191-202.

135. Kobayashi H., Yanagita T., Yokoo H., Wada A. Molecular mechanisms and drug development in aquaporin water channel diseases: aquaporins in the brain. //J. Pharmacol. Sci. 2004. - Vol. 96, № 3 - P. 264270.

136. Koehler R.C., Gebremedhin D., Harder D.R. Role of astrocytes in cerebrovascular regulation. // J. API. Physiol. — 2006. — Vol. 100, № 1. — P. 307-317.

137. Kofuji P., Newman E.A. Potassium buffering in the central nervous system. // Neuroscience. 2004. - Vol. 129, № 4. - P. 1045-1056.

138. Kriegstein A., Alvarez-Buylla A. The glia nature of embyionic and adult neural stem cells. // Ann.Rev.Neurosci. 2009. - Vol. 32. - P. 149184.

139. Kurosinski P., Gotz J. Glial cells under physiologic and pathologic conditions. // Arch. Neurol. 2002. - Vol. 59, № 10. - P. 1524-1528.

140. Laird M.D., Vender J.R., Dhandapani K.M. OPosing roles for reactive astrocytes following traumatic brain injury. // Neurosignals. 2008. - Vol. 16, №2-3.-P. 154-164.

141. Laming P.R., Kimelberg H., Robinson S., Salm A., Hawrylak N., Miiller C., Roots B., Ng K. Neuronal-glial interactions and behaviour. // Neurosci. Biobehav. Rev. 2000. - Vol. 24, № 3. - P. 295-340.

142. Lee S.J., Zhou T., Choi C., Wang Z., Benveniste E.N. Differential regulation and function of Fas expression on glial cells. // J. Immunol. -2000.-Vol. 164, №3.-P. 1277-1285.

143. Lendahl U., Zimmerman L.B., McKay R.D. CNS stem cells express a new class of intermediate filament protein. // Cell. 1990. - Vol. 60, № 4. -P. 585-595.

144. Lepekhin E.A., Eliasson C., Berthold C.H., Berezin V., Bock E., Pekny M. Intermediate filaments regulate astrocyte motility. // J. Neurochem. 2001. - Vol. 79, № 3. - P. 617-625.

145. Li R., Messing A., Goldman J.E., Brenner M. GFAP mutations in Alexander disease. // Int. J. Dev. Neurosci. 2002. - Vol. 20, № 3-5. - P. 259-268.

146. Li C., Zhao R., Gao K., Wei Z., Yin M.Y., Lau L.T., Chui D., Hoi Yu A.C. Astrocytes: implications for neuroinflammatory pathogenesis of Alzheimer's disease. // Curr. Alzheimer Res. 2011. - Vol. 8, № 1. — P. 6780.

147. Liesi P. Laminin and fibronectin in normal and malignant neuroectodermal cells. // Med. Biol. 1984. - Vol. 62, № 3. - P. 163-180.

148. Liu X., Bolteus A.J., Balkin D.M., Henschel O., Bordey A. GFAP-expressing cells in the postnatal subventricular zone display a unique glial phenotype intermediate between radial glia and astrocytes. // Glia. 2006. -Vol. 54, №5.-P. 394-410.

149. Ludwin S.K., Kosek J.C., Eng L.F. The topographical distribution of S-100 and GFA proteins in the adult rat brain: an immunohistochemical study using horseradish peroxidase-labelled antibodies. // J. Comp. Neurol. -1976. Vol. 165, № 2. - P. 197-207.

150. Magistretti P.J., Pellerin L. Cellular mechanisms of brain energy metabolism and their relevance to functional brain imaging. // Phil. Trans. R. Soc. Lond. B. 1999. - Vol. 354. - P. 1155-1163.

151. Marin-Padilla M. Ontogenesis of the pyramidal cell of the mammalian neocortex and developmental cytoarchitectonics. A unifying theory. // J.Comp.Neurol. 1992. - Vol. 321, № 2. - P. 223-240.

152. Marin-Padilla M. Three-dimensional structural organization of layer I of the human cerebral cortex. A Golgi study. // J.Comp.Neurol. 1990. -Vol. 229.-P. 89-105.

153. Mauch D.H., Nägler K., Schumacher S., Göritz C., Müller E.C., Otto A., Pfrieger F.W. CNS synaptogenesis promoted by glia-derived cholesterol. // Science. -2001. Vol. 294, № 5545. - P. 1354-1357.

154. Mignot C., Boespflug-Tanguy O., Gelot A., Dautigny A., Pham-Dinh D., Rodriguez D. Alexander disease: putative mechanisms of an astrocytic encephalopathy. // Cell Mol. Life Sei. 2004. - Vol. 61, № 3. - P. 369-385.

155. Nadkarni S., Jung P., Levine H. Astrocytes optimize the synaptic transmission of information. // PLoS. Comput. Biol. 2008. - Vol. 4, № 5 -P.1-11.

156. Nakamura T., Xi G., Hua Y., Hoff J.T., Keep R.F. Nestin expression after experimental intracerebral hemorrhage. // Brain Res. 2003. - Vol. 981, № 1-2-P. 108-117.

157. Newman E.A. High potassium conductance in astrocyte endfeet. // Science. 1986 - Vol. 233, № 4762. - P. 453-454.

158. Newman E.A. New roles for astrocytes: regulation of synaptic transmission. // Trends. Neurosci. — 2003. Vol. 26. - P. 536-542.

159. Norenberg M.D., Martinez-Hernandez A. Fine structural localization of glutamine synthetase in astrocytes of rat brain. // Brain Res. 1979. -Vol. 161, №2. -P. 303-310.

160. Nortje J., Menon D.K. Traumatic brain injury: physiology, mechanisms, and outcome. // Curr. Opin. Neurol. 2004. - Vol. 17, № 6. -P. 711-718.

161. Oberheim N.A., Wang X., Goldman S., Nedergaard M. Astrocytic complexity distinguishes the human brain. // Trends. Neurosci. — 2006. — Vol. 29, №10.-P. 547-553.

162. Ong W.Y., Garey L.J., Reynolds R. Distribution of glial fibrillary acidic protein and glutamine synthetase in human cerebral cortical astrocytes~a light and electron microscopic study. // J. Neurocytol. 1993. - Vol. 22, № 10. - P. 893-902.

163. Papadopoulos M.C., Verkman A.S. Aquaporin-4 and brain edema. // Pediatr. Nephrol. 2007. - Vol. 22, № 6. - P. 778-784.

164. Pardridge W.M. Blood-brain barrier biology and methodology. // J. Neurovirol. 1999. - Vol. 5, № 6. - P. 556-569.

165. Park E., Bell J.D., Baker A J. Traumatic brain injury: can the consequences be stoped? // Canadian Med.Association J. — 2008. — Vol. 178, №9.-P. 1163-1170.

166. Parpura V., Basarsky T.A., Liu F., Jeftinija K., Jeftinija S., Haydon P.G. Glutamate-mediated astrocyte-neuron signaling. // Nature. 1994. -Vol. 369, № 6483. - P. 744-747.

167. Paulson O.B., Newman E.A. Does the release of potassium from astrocyte endfeet regulate cerebral blood flow? // Science. 1987. - Vol. 237.-P. 896-897.

168. Paulus W. GFAP, Ki67 and IDH1: perhaps the golden triad of glioma immunohistochemistry. // Acta Neuropathol. 2009. - Vol. 118, № 5. - P. 603-604.

169. Pekny M. Astrocytic intermediate filaments: lessons from GFAP and vimentin knock-out mice. // Prog. Brain Res. 2001. - Vol. 132. - P. 23-30.

170. Pekny M., Nilsson M. Astrocyte activation and reactive gliosis. // Glia. 2005. - Vol. 50, № 4. - P. 427-434.

171. Pfrieger F.W., Barres B.A. Synaptic efficacy enhanced by glial cells in vitro. // Science. 1997. - Vol. 277, № 5332. - P. 1684-1687.

172. Quinlan R.A., Brenner M., Goldman J.E., Messing A. GFAP and its role in Alexander disease. // Exp. Cell Res. 2007. - Vol. 313. - P. 20772087.

173. Rash J.E., Yasumura T., Dudek F.E., Nagy J.I. Cell-specific expression of connexins and evidence of restricted gap junctional coupling between glial cells and between neurons. // J. Neurosci. — 2001. Vol. 21, №6.-P. 1983-2000.

174. Reeves S. A., Helman L. J., Allison A., Israel M. A. (1989). Molecular cloning and primary structure of human glial fibrillary acidic protein. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1989. - Vol. 86. - P. 5178-5182.

175. Ribotta M.G., Menet V., Privat A. Glial scar and axonal regeneration in the CNS: lessons from GFAP and vimentin transgenic mice. // Acta Neurochir. SuPl. 2004. - Vol. 89. - P. 87-92.

176. Ronnevi L.-O. Origin of the glial processes responsible for the spontaneous postnatal phagocytosis of boutons on cat spinal motoneurons. // Cell Tissue Res. 1978. - Vol. 189. - P. 203-217.

177. Rubin L.L., Hall D.E., Porter S., Barbu K., Cannon C., Horner H.C., Janatpour M., Liaw C.W., Manning K., Morales J., Tanner L., Tomaselli K.

178. J., Bard F. A cell culture model of the blood-brain barrier. // J.

179. Cell Biol.-1991.-Vol. 115, №6.-P. 1725-1735.

180. Sabbatini M., Barili P., Bronzetti E., Zaccheo D., Amenta F. Age-related changes of glial fibrillary acidic protein immunoreactive astrocytes in the rat cerebellar cortex. // Mech. Ageing Dev. 1999. - Vol. 108, № 2. -P. 165-172.

181. Sanderson M.J., Charles A.C., Boitano S., Dirksen E.R. Mechanisms and function of intercellular calcium signaling. // Mol. Cell. Endocrinol. -1994.-Vol. 98.-P. 173-187.

182. Sarnat HB. Regional differentiation of the human fetal ependyma: immunocytochemical markers. // J. Neuropathol. Exp. Neurol. 1992. -Vol. 51, №1.-P. 58-75.

183. Shapiro S.D. Matrix metalloproteinase degradation of extracellular matrix: biological consequences. // Curr. Opin. Cell Biol. 1998. - Vol. 10, №5.-P. 602-608.

184. Schmechel S.E., Rakic P. A Golgi study of .radial glial cells in developing monkey telencephalon: morphogenesis and transformation into astrocytes. // Anat. Embryol. 1979. - Vol. 156. - P. 115-152.

185. Shin T.K., Lee Y.D., Sim K.B. Embryonic intermediate filaments, nestin and vimentin, expression in the spinal cords of rats with experimental autoimmune encephalomyelitis. // J. Vet. Sci. 2003. - Vol. 4, № 1. - P. 913.

186. Silver J., Miller J.H. Regeneration beyond the glial scar. // Nat. Rev. Neurosci. 2004. - Vol. 5, № 2. - P. 146-156.

187. Simard M., Arcuino G., Takano T. Signalling at the gliovascular interface. // J. Neurosci. 2003. - Vol. 23, № 27. - P. 9254-9262.

188. Simpson I.A., Carruthers A., Vannucci SJ. SuPly and demand in cerebral energy metabolism: the role of nutrient transporters. // J. Cereb. Blood Flow Metab. -2007. Vol. 27, № 11. - P. 1766-1791.

189. Sofroniew M.V. Reactive astrocytes in neural repair and protection. // Neuroscientist. 2005. - Vol. 11, № 5. - P. 400-407.

190. Somjen G.G. Nervenkitt: notes on the history of the concept of neuroglia. // Glia. 1988. - Vol. 1, № 1. - P. 2-9.

191. Sonnewald U., Qu H., Aschner M. Pharmacology and toxicology of astrocyte-neuron glutamate transport and cycling. // J. Pharmacol. Exp. Ther. -2002.-Vol. 301.-P. 1-6.

192. Sontheimer H. Voltage-dependent ion channels in glial cells. // Glia. -1994.-Vol. 11, №2.-P. 156-172.

193. Sontheimer H., Fernandez-Marques E., Ullrich N., PaPas C.A., Waxman S.G. Astrocyte Na+ channels are required for maintenance of Na+/K(+)-ATPase activity. // J. Neurosci. 1994. - Vol. 14. - P. 24642475.

194. Stamatovic S. M., Keep R. F., Andjelkovic A. V. Brain Endothelial Cell-Cell Junctions: How to "Open" the Blood Brain Barrier. // Curr. Neuropharm. 2008. - Vol. 6. - P. 179-192.

195. Stitt J.T. Passage of immunomodulators across the blood-brain barrier. // Yale J. Biol. Med. 1990. - Vol. 63, № 2. - P. 121-131.

196. Strnad P., Stumptner C., Zatloukal K., Denk H. Intermediate filament cytoskeleton of the liver in health and disease. // Histochem. Cell Biol. -2008. Vol. 129, № 6. - P. 735-749.

197. Suarez I., Bodega G., Fernandez B. Glutamine synthetase in brain: effect of ammonia. // Neurochem. Int. 2002. - Vol. 41. - P. 123-142.

198. Swanson R.A., Ying W., KauPinen T.M. Astrocyte influences on ischemic neuronal death. // Curr. Mol. Med. 2004. - Vol. 4, № 2. - P. 193205.

199. Takano T., Oberheim N., Cotrina M.L., Nedergaard M. Astrocytes and ischemic injury. // Stroke. 2009. - Vol. 40, № 3. - P. 8-12.

200. Tsang K.K., Whitfield P.C. Traumatic brain injury: review of current management strategies. // Br. J. Oral Maxillofac. Surg. — 2011 Apr 27. Epub ahead of print.

201. Unterberg A.W., Stover J., Kress B., Kiening K.L. Edema and brain trauma. // Neuroscience. 2004. - Vol. 129, № 4. - P. 1021-1029.

202. Vaca K., Wendt E. Divergent effects of astroglial and microglial secretions on neuron growth and survival. // Exp Neurol. 1992. - Vol. 118, № l.-P. 62-72.

203. Verkhratsky A., Kirchhoff F. Glutamate-mediated neuronal-glial transmission. // J. Anat. 2007. - Vol.210, № 6 - P. 651-660.

204. Verkhratsky A., Orkand R. K., Kettenmann H. Glial Calcium: Homeostasis and Signaling Function. // Physiol. Rew. — 1998. -Vol. 78, №1.-P. 99-141.

205. Vitellaro-Zuccarello L., Mazzetti S., Bosisio P., Monti C., De Biasi S. Distribution of Aquaporin 4 in rodent spinal cord: relationship with astrocyte markers and chondroitin sulfate proteoglycans. // Glia. — 2005. — Vol. 51, № 2.-P. 148-159.

206. Waagepetersen H.S., Sonnewald U., Schousboe A. The GABA paradox: multiple roles as metabolite, neurotransmitter, and neurodifferentiative agent. // J. Neurochem. 1999. - Vol. 73, № 4. - P. 1335-1342.

207. Warr O., Takahashi M., Attwell D. Modulation of extracellular glutamate concentration in rat brain slices by cystine-glutamate exchange. // J. Physiol. 1999. - Vol. 514. - P. 783-793.

208. Wiencken A.E., Casagrande V.A. Endothelial nitric oxide synthetase (eNOS) in astrocytes: another source of nitric oxide in neocortex. // Glia. — 1999. Vol. 26, № 4. - P. 280-290.

209. Xu H.L., Pelligrino D.A. ATP release and hydrolysis contribute to rat pial arteriolar dilatation elicited by neuronal activation. // Exp. Physiol. -2007. Vol. 92, № 4. - P. 647-651.

210. Yang P.L., He X.J., Li H.P., Lan B.S., Wang D., Wang G.Y., Xu S.Y., Liu Y.H. Reactive astrocytes and nestin expression in adult rats following spinal cord compression injury. // Nan. Fang Yi Ke Da Xue Xue Bao. -2008. Vol. 28, № 10. - P. 1752-1755.

211. Ye Z.C., Wyeth M.S., Baltan-Tekkok S., Ransom B.R. Functional hemichannels in astrocytes: a novel mechanism of glutamate release. // J. Neurosci. 2003. - Vol. 23. - P. 3588-3596.

212. Zhu H., Dahlstrom A. Glial fibrillary acidic protein-expressing cells in the neurogenic regions in normal and injured adult brains. // J. Neurosci. Res. 2007. - Vol. 85, № 12. - P. 2783-2792.

213. Zonta M., Angulo M.C., Gobbo S., Rosengarten B., Hossmann K.A., Pozzan T., Carmignoto G. Neuron-to-astrocyte signaling is central to the dynamic control of brain microcirculation. // Nat. Neurosci. — 2003. Vol. 6.-P. 43-50.

214. Zonta M., Carmignoto G. Calcium oscillations encoding neuron-to-astrocyte communication. // J. Physiol. 2002. - Vol. 96. - P. 193-198.