Стандартизация методов лабораторной диагностики гепатита Е тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.03, кандидат наук Дьяррассуба Абдулайе
Дьяррассуба Абдулайе
кандидат наук
2016
- Специальность ВАК РФ03.02.03
- Количество страниц 99
Оглавление диссертации кандидат наук Дьяррассуба Абдулайе
Список сокращений:
Введение
Глава 1. Обзор литературы
1.1.Вирус гепатита Е
1.1.1.Общая характеристика вируса гепатита Е
1.1.2. Структура и организация генома
1.1.3. Белки вируса гепатита Е и их функции
1.1.3.1. Неструктурные белки
1.1.3.2. Капсидный белок ВГЕ
1.1.1.3. Белок ОРС3 ВГЕ
1.1.4. Репликация вируса гепатита Е
1.1.5. Генетическое разнообразие Таксономия вируса гепатита Е
1.1.6. Таксономия вируса гепатита Е
1.2. Эпидемиология гепатита Е
1.2.1 .Гепатит Е на гиперэндемичных территориях
1.2.2. Гепатит Е на эндемичных территориях
1.2.2.1. Частота обнаружения маркеров ВГЕ-инфекции в эндемичных по ВГЕ странах
1.2.2.2. Гепатит Е в Российской Федерации
1.3. Диагностика ВГЕ-инфекции
1.3.1 .Динамика маркеров ВГЕ-инфекции
1.3.2. Выявления анти-ВГЕ класса
1.3.3.Выявление анти-ВГЕ класса ^О
1.3.4 Выявление РНК вируса гепатита Е
1.3.5. Интерпретация маркеров инфицирования ВГЕ
Глава 2. Материалы и методы
2.1 Материалы исследований
2.2 Методы исследований
2.2.1. Определение чувствительности выявления РНК ВГЕ
2.2.2. Определение чувствительности теста для выявления анти-ВГЕ Ig
2.2.3. Разработка вторичного стандарта анти-ВГЕ
2.2.4. Определение авидности антител к ВГЕ класса IgG
2.3. Статистические методы
Глава З.Результаты
3.1. Чувствительность выявления РНК ВГЕ
3.2. Определение чувствительности теста для выявления анти-ВГЕ IgG
3.3. Определение диагностической значимости определения авидности антител к вирусу гепатита Е класса IgG
3.4. Разработка вторичного стандарта анти-ВГЕ
3.5. Определение концентрации анти-ВГЕ IgG в клинических образцах с
использованием вторичного стандарта анти-ВГЕ
Глава 4. Обсуждение
Выводы
Практические рекомендации
Библиографический список литературы
Введение
Актуальность и степень разработанности темы
Гепатит Е (ГЕ) является инфекционным заболеванием, вызываемым небольшим безоболочечным РНК-содержащим вирусом, принадлежим к роду Иврву1гш семейства Hepeviridae. ГЕ — одна из наиболее серьёзных и актуальных проблем здравоохранения в развивающихся, а также во многих развитых странах. По оценкам ВОЗ, в развивающихся странах ежегодно фиксируется более 3 миллионов симптоматических случаев ГЕ и 70 000 смертей, вызванных этой инфекцией [171, 209].
Вирус гепатита Е (ВГЕ) широко распространен в странах тропического пояса, где по сути занимает экологическую нишу вируса гепатита А, вызывая вспышки и спорадические случаи заболевания преимущественно среди молодых взрослых [60]. Накопление сведений о циркуляции вируса гепатита Е (ВГЕ) и случаях ассоциированного с ним заболевания на территориях, ранее считавшихся неэндемичными (страны умеренного климата, в том числе Россия), сделало актуальным надзор за данной инфекцией и включение маркеров ГЕ в систему дифференциальной лабораторной диагностики гепатитов [12]. С 2013 года ГЕ является официально регистрируемой в России нозологической формой. Основными маркерами ГЕ, применяемыми для его лабораторной диагностики, являются антитела к ВГЕ (анти-ВГЕ) классов ^М и IgG, а также вирусная РНК, выявляемая в образцах стула и/или сыворотки крови у инфицированных лиц. Как правило, период виремии при ГЕ (то есть присутствие РНК ВГЕ в крови) составляет не более двух недель на начальных этапах инфекции. Выделение вируса с фекалиями, и, соответственно, обнаружение РНК ВГЕ в стуле, происходит, как правило, на протяжении всей инфекции [15]. Поэтому с диагностической точки зрения выявление вирусной РНК в образцах фекалий более информативно по
сравнению с тестированием образцов сыворотки крови. Выявление анти-ВГЕ ^М свидетельствует об острой или недавно перенесенной ВГЕ-инфекции, тогда как присутствие анти-ВГЕ IgG без антител класса М указывает на перенесенную ранее инфекцию. Считается, что анамнестические анти-ВГЕ IgG сохраняются на протяжении многих лет и обеспечивают пожизненных иммунитет против повторного инфицирования [60].
Выявление анти-ВГЕ и РНК ВГЕ важно не только для адекватной диагностики ГЕ, но и для эпидемиологического надзора за инфекцией. Анти-ВГЕ IgG определяют в сероэпидемиологических исследованиях для оценки широты прослойки лиц, встречавшихся с данным возбудителем. Выявление РНК ВГЕ у заболевших и последующий анализ генетического материала вируса необходимы для установления источников инфекции и возможных путей передачи ВГЕ. Однако проведенный ранее анализ чувствительности и специфичности разных тестов на анти-ВГЕ методом иммуноферментного анализа (ИФА) показал существование значительных различий между диагностикумами [89]. Именно эти различия, как считается, являются причиной противоречивых результатов сероэпидемиологических исследований, выполненных на одних и тех же территориях [113]. Аналогичным образом различаются и молекулярные тесты для выявления РНК ВГЕ [24]. Очевидно, именно отсутствие национальных стандартов диагностики ГЕ является причиной противоречивого характера сведений об эпидемиологии ГЕ на разных территориях.
Разработка надежной диагностической системы ВГЕ-инфекции является важной задачей в РФ и других странах, как для теоритической вирусологии, поскольку расширяет современные представления об распространенности ВГЕ-инфекции, так и для практического здравоохранения: это помогает обнаружить группы риска и потенциальные источники инфицирования. Также остаются противоречивыми данные о сохранении и динамике концентрации анти-ВГЕ у пациентов с
реконвалесценцией [10]. Неясно также, обеспечивает ли долгое сохранение антител IgG иммунную защиту организма от будущих возможных инфекций ВГЕ и какова протективная концентрация анти-ВГЕ? Сведения о вирусной нагрузке у пациентов и концентрации РНК вируса, выделяемого больным с фекалиями, также ограничены.
Для ответов на эти вопросы необходим стандартизованный диагностический инструментарий. Для стандартизации диагностики ГЕ Всемирной организацией здравоохранения (ВОЗ) были выпущены два референсных материала - Стандарт анти-ВГЕ, разработанный Национальным институтом биологических стандартов и контролей (NIBSC) [207] и Стандарт РНК ВГЕ, разработанный Институтом Пауля Эрлиха [220]. Тем не менее, применяемые в настоящее время в России и за рубежом серологические и молекулярные тесты, как правило, не валидированы относительно единого стандарта.
Вышеизложенное определяет актуальность темы диссертации. Цель исследования
Целью диссертационного исследования является создание подходов к стандартизации системы лабораторной диагностики гепатита Е. Задачи исследования
Поставленная цель достигается путем последовательного решения следующих задач.
1. С помощью стандартов ВОЗ определить чувствительность тестов, применяемых в РФ для серологической и молекулярной диагностики ГЕ.
2. Разработать национальный стандарт выявления анти-ВГЕ и провести его валидацию относительно международного стандарта ВОЗ.
3. Определить распределение концентраций анти-ВГЕ у серопозитивных лиц и установить долгосрочную динамику изменения этого показателя у реконвалесцентов.
4. Оценить диагностическую значимость определения индекса авидности анти-ВГЕ у серопозитивных лиц.
Научная новизна работы
Впервые получен национальный количественный стандарт анти-ВГЕ, валидированный относительно стандарта ВОЗ. Впервые на представительной выборке клинических образцов установлены различия в концентрации анти-ВГЕ и их авидности в зависимости от стадии инфекции (острый гепатит Е, ранние реконвалесценты, давно перенесенная инфекция). С помощью Первого Международного стандарта Всемирной организации здравоохранения для РНК вируса гепатита Е определена аналитическая чувствительность тест-системы для выявления РНК ВГЕ и установлена четкая зависимость чувствительности детекции от объема анализируемого образца.
Теоретическая и практическая значимость и внедрение результатов
В результате проведенных исследований получены инструменты для стандартизации лабораторной диагностики гепатита Е и эпидемиологического надзора за данной инфекцией - молекулярный тест для выявления РНК ВГЕ с чувствительностью в диапазоне 125-250 МЕ/мл, данные по аналитической чувствительности коммерческого ИФА-теста для выявления анти-ВГЕ, и отечественный стандарт анти-ВГЕ с концентрацией 5 МЕ/мл. Установлены величины концентраций анти-ВГЕ и показатели авидности антител у пациентов в зависимости от стадии инфекции (острый гепатит, ранние реконвалесценты, давно перенесенная инфекция). Полученные результаты продемонстрировали, что тест на авидность
позволяет более чем в 80% случаев дифференцировать давно перенесенную ВГЕ-инфекцию от случаев ранней реконвалесценции.
Методология и методы диссертационного исследования
В основе выполненного исследования лежит количественное и полуколичественное определение анализируемых маркеров (анти-ВГЕ IgG, РНК ВГЕ) относительно стандартного референсного материала (Международные стандарты ВОЗ для анти-ВГЕ и РНК ВГЕ, соответственно). Для этого были использованы серологические и молекулярно-биологические методы детекции. Полученные результаты подвергнуты статистическому анализу с использованием стандартных статистических методик.
Положения, выносимые на защиту
1. Аналитическая чувствительность испытанных отечественных серологических и молекулярных тестов для диагностики гепатита Е, определенная относительно референсных материалов ВОЗ и выраженная в Международных Единицах, равна или превышает соответствующие показатели зарубежных аналогов.
2. Разработан национальный референсный материал для антител к вирусу гепатита Е, позволяющий проводить оценку аналитической чувствительности диагностических тестов и выражения полученных в них результатов в Международных Единицах.
3. Определены средние величины и разброс значений концентрации анти-ВГЕ в клинических образцах. Установлено, что среди лиц, недавно встречавшихся с ВГЕ, концентрация анти-ВГЕ в два раза выше по сравнению те, кто давно перенес инфекцию.
4. Продемонстрирована диагностическая значимость определения авидности анти-ВГЕ класса IgG при тестировании образцов сыворотки крови от пациентов с разными стадиями ВГЕ-инфекции (острый гепатит Е, ранние реконвалесценты, давно перенесенная инфекция).
Степень достоверности работы определяется представительностью и достоверностью анализируемых выборок, проведением экспериментальной части работы на сертифицированном оборудовании с применением валидированных диагностикумов и системы внешних и внутренних контролей, использованием валидированного референсного материала; полученные данные согласуются с опубликованными экспериментальными данными по теме диссертации. В работе использованы современные методики сбора и обработки информации, полученные данные основаны на применении обоснованных представительных выборочных совокупностей.
Рекомендованный список диссертаций по специальности «Микробиология», 03.02.03 шифр ВАК
Циркуляция вируса гепатита Е на территориях с разной степенью эндемичности в Российской Федерации2021 год, кандидат наук Потемкин Илья Александрович
Циркуляция вируса гепатита E кроликов на территориях с разной степенью эндемичности по гепатиту E2015 год, кандидат наук Мохаммед Ахмед Мохаммед Еладли
Распространённость вируса гепатита С среди условно здорового населения Российской Федерации2020 год, кандидат наук Соболева Наталья Васильевна
Серологические и молекулярно-генетические маркеры вирусных гепатитов А и Е у лабораторных приматов2020 год, кандидат наук Догадов Дмитрий Игоревич
Разработка тест-систем для иммунодиагностики вирусной геморрагической болезни кроликов на основе рекомбинантных главных капсидных белков вируса ГБК гено-типов GI.1 и GI.22024 год, кандидат наук Селезнёва Екатерина Валерьевна
Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Стандартизация методов лабораторной диагностики гепатита Е»
Апробация работы
Материалы диссертационной работы доложены и обсуждены на конференции молодых ученых Института полиомиелита и вирусных энцефалитов им. М.П. Чумакова РАМН (апрель 2013 г., г.Москва).
Публикации по теме диссертации
По теме диссертации опубликовано 5 научных работ, в том числе 4 статьи - в рецензируемых журналах, входящих в Перечень рецензируемых изданий, рекомендованных ВАК.
Объем и структура диссертации
Диссертация изложена на 96 страницах текста, состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, 4 глав собственных исследований и обсуждения полученных результатов, заключения, выводов, практических рекомендаций и списка литературы, включающего 14 отечественных и 206 зарубежных источников. Диссертационная работа иллюстрирована 8 таблицами и 13 рисунками.
ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
1.1.Вирус гепатита Е
1.1.1.Общая характеристика вируса гепатита Е
ВГЕ является единственным представителем рода Иврву1гш, семейства Hepeviridae [61]. Вирион ВГЕ представляет собой округлую, безоболочечную частицу диаметром от 30 нм до 34 нм [22], икосаэдрической формы [188]. На рисунках 1 и 2 представлено схематическое изображение вириона ВГЕ и фотография вирусных частиц под электронным микроскопом. ВГЕ имеет одноцепочечную РНК длиной около 7,2 №. Механизм передачи ВГЕ, главный образом, фекально-оральный. Выделяют два основных вида ВГЕ: (1) ВГЕ млекопитающих, вызывает острый гепатит (ОГ) у людей, в качестве резервуара вируса рассматриваются свиньи и ряд других млекопитающих; и (2) ВГЕ птиц, вызывающий увеличение печени и селезенки у кур [87]. Генетическая изменчивость ВГЕ является одной из его главных характеристик. Известны четыре основных генотипа ВГЕ млекопитающих. ВГЕ 1 и 2 генотипов являются причинами вспышек и спорадических случаев гепатита Е (ГЕ) в развивающихся регионах Азии, Африки, Южной Америки, Мексики [34], а ВГЕ 3 и 4 генотипов - причинами автохтонного ГЕ во многих развитых странах - Японии, Китае, США, России, Франции; выявляется в популяции свиней [25, 206].
Рисунок 1. Структурная модель ВГЕ. Рисунок 2. ВГЕ (электронная
[68] микроскопия) [68]
ВГЕ менее устойчив к различным факторам внешней среды по
сравнению с вирусом гепатита А (ВГА), при высушивании и при быстром размораживании теряет свои инфекционные свойства, однако сохраняется
о
при температуре -20 С [53]. S. Emerson с соавт. [62] при изучении инфекционных свойств ВГЕ было установлено, что вирус инактивируется
о
при температуре выше 60 С, таким образом, в недостаточно термически обработанном мясе ВГЕ может сохранять инфекционность.
1.1.2.Структура и организация генома вируса гепатита Е
Геном ВГЕ состоит из однонитевой линейной РНК положительной полярности, протяженностью около 7600 нуклеотидов. Геном вируса содержит: короткие некодирующие области на 5' и 3'концах (NCR) [81], три независимые открытые рамки считывания (ОРС1, ОРС2, ОРС3), каждая из которых кодирует синтез определенного белка или группы белков [60]. Область, кодирующая ОРС2, перекрывает ОРС3, но не перекрывается с ОРС1 [81]. Геном вируса организован: 5' NCR-OPC1-JR-OPC3/OPC2-3'NCR; содержит в 5'метилгуанозин кэп структуру и в 3' - полиаденил. Кроме того, были идентифицированы два цис-реактивных элемента (CRE). Первый CRE перекрывается с 3'ОРС2 и 3'NCR. Второй CRE находится в области JR. Эти элементы генома играют важную роль в репликации вируса (рис. 1, 2, 3).
ОРС1 ВГЕ размером около 5000 нуклеотидов кодирует неструктурные белки, необходимые для репликации вируса: метил-трансферазу, папаиноподобную цистеиновую протеазу, хеликазу и РНК-зависимую РНК-полимеразу [116].
ОРС2 ВГЕ длиной около 2000 нуклеотидов кодирует структурный белок вируса. Помимо основной функции - формирование вирусного капсида, этот белок выполняет ещё несколько функций: участвует в системе контроля за апоптозом и несёт сигнал о перемещении негликозилированного белка к месту сборки вириона [99].
Рисунок З.Схематическоеизображениеструктуры геномаВГЕ [68].
ОРСЗ, перекрывающаяся ОРС1 и ОРС2, кодирует фосфопротеин, который, связываясь с цитоскелетом, выполняет регуляторную функцию, оказывая влияние на выживание гепатоцитов на ранних этапах инфекции и их гибель в дальнейшем. По-видимому, ОРСЗ играет роль в вирусной репликации и морфогенезе вириона [213], а также при сборке новых вирусных частиц. Показано, что наличие ОРСЗ необходимо для успешной вирусной инфекции in vivo макак резусов (Macaca mulatta) и для выхода вирусных частиц из клетки в опытах in vitro[213].
1.1.3. Белки вируса гепатита Е и их функции
1.1.3.1. Неструктурные белки
Неструктурные белки ВГЕ кодируются ОРС1. Данный кодируемый участок начинается сразу же после 5' конца некодируемого участка (NCR). ОРС1 кодирует полипептид, состоящий из 1693 аминокислот (АК), участвующий в репликации вируса и процессинге белка [59]. ОРС1 содержит несколько предполагаемых функциональных доменов [65] (рис. 2), в том числе домен метилтрансферазу для кэпирования 5' конца геномной РНК
вируса [124]; "Y" домен с неизвестной функцией; домен папаинподобную цистеинпротеазу (PCP); участок, богатый пролином, содержащий гипервариабельную область (HVR); домен 'X' с неизвестной функцией, находящийся после PCP домена; геликазный домен (Hel) и домен РНК-зависимую РНК-полимеразу (RdRp), который отвечает за репликацию вируса [16]. Домен Met является первым функциональным домен 5' конца ОРС1[48]. В полипротеине ОРС1 молекулярной массой 110 кДа, экспрессирующемся в бакуловирусной системе, была обнаружена активность как домена гуанин-7-Met, так и гуанилтрансферазы. Участок кэп имеет решающее значение для инфекционных свойств вируса, только кэпированная геномная РНК является патогенной у низших приматов [59]. Было показано, что очищенный рекомбинантный белок Hel ВГЕ обладает С-фосфатазой, которая может катализировать первый этап формирования участка кэп [111]. Это означает, что Hel домен белка ВГЕ является активным и может быть вовлечен в синтез 5' конец кэпированного участка РНК ВГЕ.
Было высказано предположение, что домен PCP находится в ОРС1 ВГЕ [116], однако окончательные доказательства трансляционного и посттрансляционного процессинга полипротеина ОРС1 до сих пор отсутствуют. Когда ОРС1 экспрессируется в клетках млекопитающих, два потенциальных продукта посттрансляционного процессинга молекулярной массой 107 кДа и 78 кДа наблюдаются только после длительного инкубационного периода [175]. Однако разрушение протеазного каталитического центра в области ОРС1 PCP домена не влияет на процессинг продуцируемого белка.
Недавно была исследована деконъюгационная активность очищенного рекомбинантного белка, который содержит домены метилтрансферазы и папаинподобную цистеинтрансферазу (Мэтт-PCP) ОРС1. Рекомбинантный белок MetT-PCP ВГЕ обладает деконъюгационной активностью [110]. Остается неясным, функционирует ли полипротеин ОРС1 как один белок с
несколькими функциональными доменами или, при условии, что белки небольшие, они функционируют независимо друг от друга.
Вирусная RdRp содержит восемь консервативных мотивов (мотивы I-VIII), которые похожи на RdRp других вирусов с геномом, представленным РНК положительной полярности. RdRp локализована в эндоплазматическом ретикулуме (ЭПР) из клеток, экспрессирующих рекомбинантный белок RdRp [117]. Это означает, что ЭПР может быть вовлечен в процесс репликации ВГЕ. HVR был выявлен в ОРС1 ВГЕ, он перекрывает богатую пролином последовательность, которая находится между N-терминальным концом X домена и С-терминальным концом предполагаемого PCP домена [33]. HVR изменяется как по длине, так и по последовательности между различными генотипами ВГЕ [158]. Было показано, что ВГЕ может переносить небольшие делеции в HVR, и аминокислотные остатки в этой области являются необязательными для инфекционных свойств вируса [158]. Однако репликация делеционных мутантов HVR была заметно снижена в клетках Huh7, и аналогичное снижение репликации ВГЕ наблюдалось в тестах с HVR делеционными мутантами птичьего ВГЕ, которые были испытаны на клетках куриной печени [159]. Последовательности HVR функционально взаимозаменяемы между различными генотипами ВГЕ по отношению к вирусной репликации и инфекционности в условиях in vitro; однако, были также обнаружены и генотип-специфические различия в HVR, определяющие активность репликации [159]. Это говорит о том, что, в то время как малые делеции в HVR не оказывают существенного влияния на инфекционные свойства вирусов, HVR может влиять на репликацию ВГЕ за счет взаимодействия с вирусным агентом и/или организмом хозяина.
1.1.3.2. Капсидный белок ВГЕ
Я
, . г , т
PD —»
ORF2
Рисунок 4. Капсидный белок ВГЕ
Капсидный белок ВГЕ кодируется ОРС2, его длина составляет 660 АК, молекулярная масса примерно 72 кДа. Белок капсида имеет типичную аргинин-богатую последовательность сигнального пептида и три потенциальных N-связанных сайта гликозилирования [133]. В условиях in vitro была обнаружена экспрессия белков капсида разной величины [193]. Капсидный белок ОРС2 участвует в сборке частиц ВГЕ и его взаимодействии с клетками хозяев. Белок капсида содержит потенциальный сигнал локализации в ЭПР на своем N-терминальном конце; в то время как белок проникает в ЭПР происходит ретротранслокация некоторой части белка в цитоплазму [185]. Большая часть капсидного белка, экспрессирующегося в клетках млекопитающих, гликозилируется. Процесс гликозилирования очень важен для формирования инфекционных свойств вирусных частиц [82]. Белок капсида также связывается с геномной РНК ВГЕ[184] и может играть роль в процессе сборки вируса. Он взаимодействует с клетками хозяина и связывается с белком теплового шока 90 (HSP90) [219], глюкозорегулирующим белком 78 (Grp78) [215] и гепарин-сульфатными протеогликанами (HSPGs) [107]. Было показано, что HSPGs может служить рецептором для облегчения проникновения ВГЕ в клетки хозяина, в то время как Grp78 или HSP90 могут быть вовлечены во внутриклеточный транспорт. Недавно было показано, что три аминокислотные мутации (F51L, T59A и S390L) в капсидном белке ВГЕ приводят к ослаблению вирулентных свойств вируса. Эти три мутации значительно уменьшают виремию, задерживают начало виремии, сокращают продолжительность выделения вируса с
фекалиями и снижают уровень концентрации вируса в печени, желчи и содержимом кишечника [47].
Капсидный белок ОРС2 ВГЕ является иммуногенным, и, как было показано, он индуцирует синтез нейтрализующих антител. Недавние исследования продемонстрировали, что нейтрализующими являются только антитела, распознающие конформационные эпитопы. Установлено также, что аминокислотные остатки L477 и L613 в капсидном белке играют важную роль в формировании чувствительных к нейтрализации эпитопов [217]. Вестерн-блот анализ показал, что рекомбинантный белок капсида птичьего ВГЕ вступает в реакцию как с иммунной антисывороткой против человеческого ВГЕ генотипа 1, так и с антисывороткой к ВГЕ 3 генотипа свиней и человека. Похожим образом, сыворотка у реконваленсцентных кур, экспериментально зараженных птичьим ВГЕ, вступает в реакцию с рекомбинантным белком капсида свиного ВГЕ 3 генотипа и ВГЕ 1 генотипа человека [86].
Все сыворотки реконваленсцентных животных, которые были инфицированы любым из четырех генотипов ВГЕ, нейтрализуют ВГЕ 1 генотипа [63]. Несмотря на широкую антигенную перекрестную реактивность между известными генотипами ВГЕ при использовании генотип-специфичных и штамм-специфичных моноклональных антител, среди штаммов ВГЕ были обнаружены антигенные мутации [121]. Так сообщалось, что аминокислотный остаток 606 в капсиде играет важную роль в поддержании антигенности белка ОРС2 ВГЕ.
1.1.3.3. Белок ОРС3 ВГЕ
ОРС3 ВГЕ кодирует небольшой, цитоскелет-связанный фосфопротеин, длиной 114 АК, который транслоцируется из бицистронной субгеномной РНК. На своем З'-конце, ОРС3 перекрывает ОРС2 примерно на 300 н.п., но не перекрывает ОРС1 [94]. Белок, кодируемый ОРС3, содержит два ^концевых гидрофобных домена и D2) и два С-концевых, богатых пролином участка
(P1 и P2) [18]. Фосфорилированный белок ОРС3 взаимодействует с негликозилированным капсидным белком через область 25-аа в белке ОРС3.
Взаимодействие ОРС2-ОРС3 зависит от фосфорилирования белка ОРС3 на аминокислотном остатке S71 и может играть регулирующую роль в сборке вирионов ВГЕ [195], C-терминальная область белка ОРС3 многофункциональна и, по-видимому, участвует в формообразовании вириона и механизме развития болезни [196].
С помощью систем репликации in vitro было показано, что белок ОРС3 не требуется для репликации ВГЕ в клетках Huh7 и других клеточных линиях [64], однако он оказался необходимым условием для успешного экспериментального заражения макак-резусов [80], а также для выхода вирионов из инфицированных клеток [213]. Моноклональные антитела против белка ОРС3 могут захватить частицы ВГЕ из супернатанта культуры клеток и сыворотки от инфицированных пациентов, но не вирус, содержащийся в фекалиях. Это означает, что белок ОРС3 присутствует на поверхности формирующегося вириона ВГЕ [186]. Как сообщается, белок ОРС3 активирует регулируемые внеклеточным сигналом киназы (Erks) [168] через связывание и инактивацию в ERK-специфичных МАРК фосфатаз, Pyst1. Также сообщается, что белок ОРС3 повышает экспрессию ферментов гликолитического пути путём стабилизации индуцируемого гипоксией фактора 1 (HIF-1) [140], и он взаимодействует с цепью-B фибриногена (FBG) [169].
Белок ОРС3 ингибирует митохондриальный путь апоптоза [139] и задерживает перенос фосфорилированного преобразователя сигнала и активатора транскрипции 3 (pSTAT3) в ядро клетки [38]. Белок ОРС3 также задерживает блокирование и деградацию активированного рецептора фактора роста гепатоцитов (c-Met). Из-за его воздействия с рецептором фактора роста, полагают, что белок ОРС3 способствует поддержанию жизнедеятельности клеток [52]. Также было показано, что белок ОРС3
взаимодействует с альфа-1-микроглобулином и бикунином [197]. Взаимодействия между ОРС3 белком и белками организма хозяина могут создать благоприятные условия для репликации вируса и развития ГЕ. Таким образом, белок ОРС3 является многофункциональным белком, играющим важную роль в репликации и патогенности ВГЕ[52].
1.1.4. Репликация вируса гепатита Е
Детали механизмов рецепторного взаимодействия при проникновении ВГЕ в клетку и освобождении РНК вируса изучены недостаточно, однако известно, что после связывания с рецептором происходят конформационные изменения капсида, приводящие к освобождению вирусной РНК. Репликация вируса происходит в цитоплазме клетки. После попадания геномной РНК ВГЕ в цитоплазму клетки начинается трансляция неструктурного полипептида ОРС1, последующий процессинг которого осуществляется клеточными протеазами при возможном участии вирусной папаиноподобной цистеиновой протеазы. С помощью вирусной РНК-зависимой РНК-полимеразы происходит первый акт репликации, при котором геномная РНК вируса используется в качестве матрицы для образования комплементарных ей негативных целей [52]. Затем происходит второй этап репликации, в результате которого на матрице минус-цепи образуются новые копии плюс-цепи геномной РНК (Рисунок 5).
Дочерние плюс-цепи РНК не только участвуют в репликации, но и служат матрицей при трансляции вирусных белков. На поздней стадии цикла репродукции часть позитивных РНК включается в состав новых вирионов, которые выходят из клетки [60].
Рисунок 5. Цикл репликации вируса гепатита Е Комментарии:
a) Связывание поверхностных белков ВГЕ (HSPGs, HSC70) с рецепторами мембраны клетки-мишени. Ь) Проникновение в клетку и освобождение генома ВГЕ (плюс-РНК) в цитоплазме клетки. с) Трансляция генома и-РНК вируса (синтез неструктурных белковОРС1)^) Транскрипция генома плюс-РНК на промежуточный минус-РНК при помощи области RdRp генома. e) Транскрипция минус-РНК на плюс-РНК - гомологичных вирусному геному. 1 Трансляция стандарта генома и РНК на белок ОРС2 и ОРС3^)Сборка вирусных частиц при помощи белкакапсида ОРС2. И) Зарождающиеся вирионы транспортируются к клеточной мембране. 1) Выход вирионов из клетки.
1.1.5. Генетическое разнообразие вируса гепатита Е
Географическое распределение ВГЕ изменяется в зависимости от генотипа вируса. Основываясь на различиях внуклеотидной последовательности, Y. Wang с соавт. [205], предложили выделить 4 генотипа ВГЕ - 1,2,3,4. Рисунок 6 иллюстрирует глобальное распределение различных генотипов ВГЕ.
Вирус ГЕ прототипа генотипа 1 - штамм Бирмы был впервые выделен в Бирме, а затем в Индии [202]. Генотип 1 вируса встречается на азиатских и африканских континентах. В Азии он выявлен в Непале [79], Бангладеш [181] и Узбекистане [39]. В Африке генотип 1 вируса встречается в Северной Африке, в Египте [177, 194]. Его присутствие также обнаружено в нескольких африканских странах от юга Сахары: в Центрально-Африканской Республике [69], Намибии [125], Республике Чад и в суданской провинции Дарфур [146, 198]. В последующем новый штамм был идентифицирован в Мексике. Он имел только 77% идентичность нуклеотидов с 1 генотипом вируса. Это позволило разделить вирус на два генотипа 1 и 2.
Вирус ГЕ прототипа генотипа 2 - мексиканский штамм распространен в Мексике [46] и некоторых африканских странах, таких как Нигерия, Намибия, Центрально-Африканская Республика [67] и Республика Чад [146].
Вирусы ГЕ 1 и 2 генотипов инфицирует только человека, но он
способен заразить и других приматов. В настоящее время они являются
главной причиной, вызывающей развитие ОГ в тропических и субтропических регионах. Однако, хотя вирусы имеют сходные эпидемиологические характеристики, генотипы 1 и 2 вируса ГЕ отличаются по их географическому распределению.
Позже ВГЕ был выявлен у домашней свиньи, затем у двух пациентов из США [92, 132]. Выделенные последовательности отличались на 20% от последовательностей генотипов 1 и 2, таким образом, был определен генотип
3 ВГЕ. Распространение генотипа 3 вируса очень отличается от двух предыдущих. Позднее генотип 3 был обнаружен во многих странах и
континентах. В Америке, генотип 3 встречается в США, Канаде [178, 66],
Аргентине [179,143], Бразилии и Мексике [46]. В Европе генотип 3 ВГЕ был выделен во Франции [45, 129], Великобритании [48, 97], Испании [50, 180], Германии [106, 210] и Нидерландах [90, 31]. В Азии ВГЕ 3 генотипа обнаружен в Таиланде [46], Корее [103], Камбодже, Тайване [46] и Японии [43,75,118]. Генотип 3 также был выявлен в России [157].
Это глобальное распространение вируса позволило ученым задаться вопросом о его циркуляции между континентами. Недавнее филогенетическое исследование ВГЕ свиней, проведенное Y. Тапакаи соавторами [190], показало, что некоторые субтипы, встречающиеся в Японии, соответствовали субтипам вируса, выделенным ранее в Великобритании. Можно предположить тот же путь распространения и для других субтипов этого генотипа.
Генотип 4, так же как генотип 3, инфицирует и людей, и животных. Однако его распространение более ограниченно. Для генотипов 3 и 4 вируса характерен более высокий уровень изменчивости. Сравнение полных геномных последовательностей показало, что разница в нуклеотидной последовательности для 3 и 4 генотипов составляет 23,9-26,7% на уровне генотипа, 12,1-18,0% - на уровне субтипа и 5,8-10,2% - на уровне изолята. Генотип 4 был выявлен в основном в Азии - Японии [130,147], во многих китайских провинциях [120], Тайване, Вьетнаме, Индии и Индонезии [51]. Генотипа 4 недавно был идентифицирован в Европе, в Германии [210]. Вирусы ГЕ 3 и 4 генотипов являются причиной спорадических случаев ГЕ у человека во многих странах, они также способны заражать свиней, кабанов, оленей, мангустов и кроликов.
На основе распределения генотипов вируса можно сказать, что ВГЕ циркулирует на всех континентах, но только в некоторых регионах риск заражения человека очень высок.
Все генотипы ВГЕ относятся к одному серотипу, что определяет возможность перекрестных серологических реакций антител к ВГЕ с антигенами разных генотипов ВГЕ, а также других ВГЕ-подобных вирусов животных [150].
Рисунок 6. Географическое распространение генотипов ВГЕ [151].
Каждый генотип подразделяется на подтипы. Прототип генотипа 1 ВГЕ подразделяется на пять подтипов:1а, 1Ь, 1с, Ы и 1е. Генетическая изменчивость генотипа 2 намного меньше. Известно только 2 подтипа: 2а и 2Ь, содержащие, соответственно главный основной подтип мексиканского ВГЕ и несколько африканских штаммов. Уровень генетического разнообразия велик среди штаммов ГЕ 3 генотипа. Этот генотип включает в себя подтипы, которые обнаружены в индустриальных странах и способны инфицировать как человека, так и животных. Генетическая изменчивость
характеризуется 10 подтипами: 3a, 3b, 3c, 3d, 3e, 3f, 3g, 3h, 3i и 3j. Этот генотип содержит варианты вируса ГЕ человека (US-1 и US-2), которые представляют первые человеческие подтипы, выявленные в неэндемичных регионах, и вирус Swine US - первый свиной штамм ВГЕ. Генотип 4 вируса ГЕ встречается у человека и животных, выделяют его 7 подтипов: 4a, 4b, 4c, 4d, 4e, 4f, 4g. В 2001 г. вариант ВГЕ был выделен у кур в США. Для того, чтобы найти его место среди множества перечисленных вариантов вируса, филогенетическое исследование было проведено в 2004 г. F.F. Huang с соавторами [93]. Результаты анализа показали, что идентичность нуклеотидов между вирусами ГЕ птицы, человека и свиньи составляет только 50%, если рассматривать весь его геном: 48-51% - для ОРС1, 46-48% -для ОРС2 и 29-34% - для ОРС3. В Европе выделено 3 разных подтипа ВГЕ птиц [30, 153].
В целом, четыре генотипа ВГЕ млекопитающих различаются по нуклеотидной последовательности приблизительно 23-25%. Разница между подтипами внутри одного генотипа составляет приблизительно 12-15%. В одном подтипе изоляты отличаются друг от друга на 5-10% по уровню нуклеотидной последовательности.
С точки зрения патологии человека интерес представляют только четыре генотипа ВГЕ - вирусы генотипов 1 и 2, способные инфицировать только человека, и вирусы генотипов 3 и 4, способные инфицировать как человека, как и животных (преимущественно свиней и оленей) [5].
1.1.5. Таксономия вируса гепатита Е
Классификация нового вируса основана на многих параметрах, таких как геномные характеристики, филогенетические отношения или эволюционные условия, которые характерны для каждого вируса. Критерии отличия между вирусами регулярно уточняются в ходе научных открытий. Открыв вирус в 1983 г., М.С. Балаян писал, что ВГЕ является РНК-содержащим вирусом, как ВГА [22], поэтому вирус изначально был помещен
в семейство Picornaviridae. Но исследования антигенных и физико-химических свойств вируса быстро показали различия с этим семейством. Сравнительный анализ последовательностей, кодирующих РНК-полимеразу у различных групп вирусов с геномом, представленным РНК положительной полярности, показал сходство с семейством Togaviridae, содержащей род Rubivirus и Alphavirus, которые представлены соответственно вирусом Rubéole и вирусом Sindbis [116]. Затем ВГЕ был временно помещен в семейство Caliciviridae, род Hepevirus [138].
Действительно, вирус обладает общими характеристиками с семейством Caliciviridae, так как имеет одноцепочечную молекулу РНК положительной полярности и три открытые рамки считывания. Тем не менее, некоторые исследования позже выявили основные различия с семейством Caliciviridae. Во-первых, структура ВГЕ отличается от калицивирусов. Область ОРС3 в ВГЕ находится между двумя другими частями ОРС1 и ОРС2, в то время как он располагается в положении 3 - у Caliciviridae [100]. Еще одно важное отличие было обнаружено Y. Kabrane-Lazizi и соавт. в 1999 г. и подтверждено W. Zhang и соавт. в 2001 г. [105, 218]. Они продемонстрировали наличие кэпа на 5'-конце генома ВГЕ, структура которого отсутствует у Caliciviridae. Дальнейший филогенетический анализ показал, что генетическая удаленность штаммов ВГЕ от представителей Picorna-, Calici- и Togaviridae соответствует степени удаленности между представителями этих семейств. Все эти открытия позволили исключить ВГЕ из семейства Caliciviridae [56,83,114]. В 2005 г. на 8-м конгрессе вирусологов было предложено обозначить новое семейство Hepeviridae, в котором ВГЕ является единственным представителем - род Hepevirus [71].
1.2. Эпидемиология гепатита Е
Гепатит Е относится к антропозоонозным заболеваниям с фекально-оральным механизмом передачи. Данные эпидемиологических и молекулярно-биологических исследований показали, что ВГЕ распространен повсеместно. Выделяют гиперэндемичные и эндемичные регионы для этой инфекции. Спорадические случаи и вспышки ГЕ были зафиксированы во многих развивающихся странах и некоторых индустриальных странах. Распространенность маркеров ВГЕ-инфекции в общей популяции варьирует от 3,9% до 76% и зависит от возраста обследованных лиц, доли городского населения, социально-экономического уровня, диагностических тест-систем, которые были использованы.
1.2.1. Гепатит Е на гиперэндемичных территориях
Страны с тропическим и субтропическим климатом являются гиперэндемичными по ГЕ. В гиперэндемичных регионах, таких как Индия, Непал, юго-восток Азии, Африка и Центральная Америка, основной путь передачи - фекально-оральный, с питьевой водой. Возможно и алиментарное заражение при употреблении в пищу недостаточно термически обработанных моллюсков и ракообразных. Имеются данные о заражение при употреблении китайских лекарственных трав, оказавшихся контаминированными ВГЕ [87]. В гиперэндемичных регионах циркулируют вирусы 1 и 2 генотипов, которые являются причиной масштабных вспышек и спорадических случаев ГЕ. Источниками заражения являются лица с острой ВГЕ-инфекцией, преимущественно безжелтушной или латентной формой. В отличие от ГА, контактно-бытовой путь передачи реализуется крайне редко. Во всяком случае, семейные очаги не регистрируются [95].
Похожие диссертационные работы по специальности «Микробиология», 03.02.03 шифр ВАК
Молекулярно-биологические основы контроля вирусных гепатитов2012 год, доктор биологических наук Кюрегян, Карен Каренович
Биохимические и молекулярно-генетические исследования парвовируса В19 при оценке безопасности препаратов альбумина и иммуноглобулина2013 год, кандидат биологических наук Филатова, Екатерина Викторовна
Исследование роли гликозилирования белков оболочки вируса гепатита C в вирусном морфогенезе с использованием бакуловирусной системы экспрессии в клетках эукариот2014 год, кандидат наук Орлова, Ольга Владимировна
Изучение специфической безопасности вакцинных штаммов вируса краснухи2023 год, кандидат наук Шамсутдинова Ольга Анатольевна
Роль рекомбинации и межвидового перехода в возникновении циркулирующих вариантов энтеровирусов2024 год, кандидат наук Шустова Елена Юрьевна
Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Дьяррассуба Абдулайе, 2016 год
Библиографический список литературы
1. Балаян М. С. Вирусный гепатит Е // Росс. журн. гастроэнтерологии., гепатол., колопроктологии. 1995, т. 5, № 2, с. 32-37.
2. Быстрова Т.Н., Полянина А.В., Княгина О.Н., Характеристика гепатита Е-инфекции на территории с умеренными климатом // Mмедицинский альманах. 2010.-№ 2. - С. 236-239
3. Быстрова Т. Н., Полянина А. В., Княгина О. Н. Качественные и количественные параметры эпидемического процесса гепатит Е-инфекции на территории Среднеевропейского региона России. Мир вирусных гепатитов. 2010, № 1: 9-13
4. Зубкин М.Л., Семененко Т.А., Кокоева Ф.К. и др. Гепатит Е: новый взгляд на старую проблему // Клин.мед. - 2012. - № 6. - С. 4-11.
5. Кюрегян К. К., Михайлов М. И. Молекулярнобиологические основы контроля вирусных гепатитов. Издательство Икар, 2013.-С.-202-231
6. Кузыменко Е. В., Вахнина Л. Н. К вопросу о частоте обнаружения антител к вирусу гепатита Е у населения неэндемичных регионах, на примере Магаданской области // Дальневосточной журнал инфекционной патологии - 2004. №5 -С.67-68
7. Малинникова Е.Ю. Клинико-эпидемиологическая характеристика гепатита Е в Российской Федерации: Автореф. дис. док-ра мед. наук, 2014. -48 с
8. Малинникова Е.Ю., Коптюг В.Г., Потемкин И.А. и др. Неврологические проявления гепатита Е // Инфекционные бол. -2013. - № 1. - С. 16-20.
9. Малинникова Е.Ю., Михайлов М. И., Кюрегян К. К. Вирусный гепатит Е. Современные представления об этиологии, эпидемиологии, диагностике, клинике и профилактике http://infection-
nmo.geotar.ru/ru/journals_infection/7.html?SSr=4701339f4219ffffffff 27c_07e00316132f19-370c
10. Михайлов М.И., Шахгильдян И.В., Онищенко Г.Г. Энтеральные вирусные гепатиты (этиология, эпидемиология, диагностика, профилактика). М.: ВУНМЦ Росздрава, 2007. - 349с
11. Михайлов М.И., Малинникова Е.Ю., Кюрегян К.К. и др. Групповая заболеваемость гепатитом Е в г. Коврове Владимирской области // Мед.вирусология. - 2009. - Т. XXVI. - С 239-245
12. Михайлов М.И., Кюрегян К.К., Малинникова Е.Ю. и др. Вирусный гепатит Е (этиология, эпидемиология, патогенез, особенности распространения на территории Хабаровского края) // Информационно-аналитический обзор. Вып. 31. - Хабаровск, 2010. - 50 с.
13. Потемкин И.А., Кюрегян К.К., Исаева О.В., Белякова В.В., Майорова О.А., Щибрик Е.В., Поляков А.Д., Малинникова Е.Ю., Михайлов М.И. Распространенность маркеров гепатита Е среди доноров крови в регионах Российской Федерации. Гематология и трансфузиология. 2013. Т. 58. № 4. С. 26-28
14. Солонин С.А. Циркуляция вируса гепатита Е среди свиней на территории Российской Федерации: Дис. ... канд. мед. наук. М.; 2010. 125 c
15. Aalto, S. M., K. Linnavuori, H. Peltola, E. Vuori, B. Weissbrich, J. Schubert,L. Hedman, and K. Hedman. 1998. Immunoreactivation of Epstein-Barrvirus due to cytomegalovirus primary infection. J. Med. Virol. 56:186-191
16. Aggarwal R., Kini D., Sofat S. et al. Duration of viraemia and faecal viral excretion in acute hepatitis E. Lancet. 2000. Vol. 356: 1081-1082
17. Agrawal S, Gupta D, Panda SK. The 39 end of hepatitis E virus (HEV) genome binds specifically to the viral RNA-dependent RNA polymerase (RdRp). Virology 2001; 282: 87-101.
18. Ahmad I, Holla RP, Jameel S. Molecular virology of hepatitis E virus. Virus Res 2011; 161: 47-58
19. Ahokas, H., and Erkkila, M.J. (1993) Interference of PCR amplification by the polyamines, spermine and spermidine. PCR Methods Appl. 3, 65-68.
20. Anna Kramvis, Stanley Bukofzer, and Michael C. Kew Comparison of Hepatitis B Virus DNA Extractions from Serum by the QIAamp Blood Kit, Gene Releaser, and the Phenol-Chloroform MethodJournalOf Clinical Microbiology, Nov. 1996, p. 2731-2733
21. Ataei B., NokhodianZ., JavadiA. A.et al., "Hepatitis E virus in Isfahan Province: a population-based study,"International Journal of Infectious Diseases, vol. 13, no. 1, pp. 67-71, 2009.
22. Balayan M. S., Andjaparidze A. G., Savinskaya S. S Et Al., Evidence For A virus in non-A, non-B hepatitis transmitited via the fecal-oral route// Intervirology.-1983.-Vol. 20.-p. 23-31.
23. Banks M, Heath G S, Grierson SS, et al. Evidence for the presence of hepatitis E virus in pigs in the United Kingdom. Vet Rec 2004;154: 223-27.
24. Baylis SA, Hanschmann KM, Blumel J, Nubling CM. Standardization of Hepatitis E Virus (HEV) Nucleic Acid Amplification Technique-Based Assays: an Initial Study To Evaluate a Panel of HEV Strains and Investigate Laboratory Performance. J Clin Microbiol. 2011 Apr;49(4):1234-9.
25. Bendall R, Ellis V, Ijaz S, Ali R, Dalton H. A comparison of two commercially available anti-HEV IgG kits and a re-evaluation of anti-HEV IgG seroprevalence data in developed countries. J Med Virol 2010; 82:799-805.
26. Bendall R., Ellis V., Ijaz S., Thurairajah P., and Dalton H. R. Serological Response to Hepatitis E Virus Genotype 3 Infection: IgG Quantitation, Avidity, and IgM Response Journal of Medical Virology 80:95-101 (2008)
27. Beniwal M., Kuvar A., Kar P., Prevalence and severity of acute viral hepatitis and fulminant hepatitis during pregmency. A prospective study from north India //Indian J. Med. Microbiol.-2003.-vol. -p.-184-185
28. Bernal W., SmithH. M, and WilliamsR., "A community prevalence study on antibodies to hepatitis A and E in inerr-city London," Journal of Medical Virology, vol. 49, pp. 230-234, 1996.
29. Bigaillona C., Tessea S., Lagathua G., Nicanda E. Use of hepatitis E IgG avidity for diagnosis of hepatitis E infection Journal of Virological Methods Vo.164, Issues 1-2, March 2010, Pages 127-130
30. Bilic I., Jackulska B., Basic A., et al. Sequence analysis and comparison of avian hepatitis E viruses from Australia and Europe indicate the existence of different genotype // J. Gen. Virol.- 2009.-VOL.90.-P.-863-873.
31. Bouwknegt M., Lodder-Verschoor F., Van Der Poel W.H.M., Rutjes S.A., Maria A., Husman R. Hepatitis E virus RNA in commercial porcine livers in The Netherlands. J. Food. Protect., 2007, 70, 28892895
32. Brechot, C. 1993. Polymerase chain reaction for the diagnosis of viral hepatitis B and C. Gut 1993(Suppl.):S39-S44.
33. Btniwal M., Kumar A., Kar P. Prevalence and severity of acute viral hepatitis and fulminant hepatitis during pregnancy: A prospective study from north India //Indian J. Med. Microbiol. -2003.-vol.-p.184-185
34. Buisson Y, Grandadam M, Nicand E, et al. Identification of a novel hepatitis E virus in Nigeria. J Gen Virol2000; 81: 903-09.
35. Buti M., PlansP., Dom'mguezA. et al., "Prevalence of hepatitis E virus infection in children in the northeast of Spain," Clinicaland Vaccine Immunology, vol. 15, no. 4, pp. 732-734, 2008.
36. Candido A., Taffon S., Chionne P. et al., "Diagnosis of HEV infection by serological and real-time PCR assays: a study on acute non-A-C hepatitis collected from 2004 to 2010 in Italy," BMC Research Notes, vol. 5, pp. 297-303, 2012.
37. Castaneda-Ibarra, F., L. Ruiz-Maya, R. Campos-Rodriguez, and E. GarciaLatorre. 1991. Polyclonal activation of B lymphocytes in patients with amoe-bic hepatic abscess. Arch. Investig. Med. 22:13-17
38. Chandra V, Kar-Roy A, Kumari S, Mayor S, Jameel S. The hepatitis E virus ORF3 protein modulates epidermal growth factor receptor trafficking, STAT3 translocation, and the acute-phase response. J Virol 2008; 82: 7100-7110.
39. Chatterjee R., Tsarev S., Pillot J., Coursaget P., Emerson S.U., Purcell R.H. African strains of hepatitis E virus that are distinct from Asian strains. J. Med. Virol., 1997, 53, 139-144.
40. Chiu D. M. Y., ChanM. C. W., YeungA. C. M., NgaiK. L. K., and ChanP. K. S., "Seroprevalence of hepatitis E virus in Hong Kong, 2008-2009," Journal of Medical Virology, vol. 85, pp. 459- 461, 2013.
41. Christine Bigaillon, Sophie Tessé, GiseleLagathu, Elisabeth Nicand Use of hepatitis E IgG avidity for diagnosis of hepatitis E infection
Journal of Virological MethodsVo.164, Issues 1-2, March 2010, Pages 127-130
42. Clarke, S. C. (2002). Nucleotide sequence-based typing of bacteria and the impact of automation.Bioessays 24, 858-862.
43. Clemente-Casares P., Pina S., Buti M., Jardi R., Martin M., Bofillmas S. et al. Hepatitis E virus epidemiology in industrialized countries. Emerg. Infect. Dis., 2003, 9, 448-454.
44. Colson, P., Borentain, P., Queyriaux, B., Kaba, M., Moal, V., Gallian, P., Heyries, L., Raoult, D., Gerolami, R., 2010. Pig liver sausage as a source of hepatitis E virus transmission to humans. J. Infect. Dis 202, 825-834.
45. Colson P., Coze C., Gillian P., Henry M., De Micco P., Tamelet C. Transfusion associated hepatitis E, France. Emerg. Infect. Dis., 2007, 13, 648-649.
46. Cooper K., Huang F.F., Batiste L., Rayo C.D., Bezanilla J.C., Toth T.E. et al. Identification of genotype 3 hepatitis E virus (HEV) in serum and fecal samples from pigs in Thailand and Mexico, where genotype 1 and 2 HEV strains are prevalent in the respective Human population. J. Clin. Microbiol., 2005, 43, 1684- 1688.
47. Cordoba L, Huang YW, Opriessnig T et al. Three amino acid mutations (F51L, T59A, and S390L) in the capsid protein of the hepatitis E virus collectively contribute to virus attenuation. J Virol 2011; 85: 5338-5349.
48. Dalton H.R., Stableforth W., Hazeldine S., Thurairajah P., Ramnarace R., Warshow U. et al. Autochthonous hepatitis E in Southwest England: A comparison with hepatitis A. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis., 2008, 27, 579-585.
49. Das K, Agarwal A, Andrew R, Frosner G.G, Kar P. Role of hepatitis E and other hepatotropic virus in a etiology of sporadic acute viral hepatitis: a hospital based study from urbanDelhi. Eur J Epidemiol 2000; 16: 937-940
50. De Deus N., Peralta B., Pina S., Allepuz A., Mateu E., Vidal D. et al. Epidemiological study of hepatitis E virus in European wild boar (Sus scofra) in Spain. Vet. Microbiol., 2008, 129, 163-170.
51. Dewa Nyoman Wibawa I., Suryadarma I.G.A., Tsuda F., Matsumoto Y., Ninomiya M., Takahashi M. et al. Identification of genotype 4 hepatitis E virus strains from a patient with acute hepatitis E and farm pigs in Bali, Indonesia. J. Med. Virol., 2007, 79, 1138-1146.
52. Dianjun Cao and Xiang-Jin Meng Molecular biology and replication of hepatitis E virus. Emerging Microbes and Infections (2012) 1, e17; www.nature.com/emi
53. Dolja V.V., Carrington G.C., Hepatitis E Virus//Semin.Virol.-1992.-Vol. 3.- P. 315-326.
54. Drobeniuc J., Favorov M.O., Shapiro C.N. et al. Hepatitis E virus antibody prevalence among persons who work with swine // J. INFECT. Dis. -2004.-vol. 184- p. 1594-1597.
55. Drobeniuc J., Meng J., Reuter G. et al. Serologic assays specific to immunoglobulin M antibodies against hepatitis E virus: pangenotypic evaluation of performances. Clin. Infect. Dis. 2010. Vol.51 (3): 24-7
56. Ducancelle A., Payan C., Nicand E., Le Guillou H., Cales P., Lunel-Fabiani F. Intrafamilial hepatitis E in France. J. Clin. Virol., 2007, 39, 51- 53.
57. Durdiakovra, J., Kamodyovra, N., Ostatnirkovar, D., Vlkovra, B. &Celec, P. (2012). Comparison of different collection procedures and two methods for DNA isolation from saliva.ClinChem Lab Med 50,643-647.
58. Echevarrria J. M., Fogeda M., and Avellron A., "Diagnosis of acute hepatitis E by antibody and molecular testing: a study on 277 suspected cases," Journal of Clinical Virology, vol. 50, pp. 69-71, 2011.
59. Emerson SU, Zhang M, Meng XJ et al. Recombinant hepatitis E virus genomes infectious for primates: importance of capping and discovery of a cis-reactive element. Proc Natl AcadSci USA 2001; 98: 1527015275.
60. Emerson S.U., Purcell R.H. Hepatitis E virus // Rev. Med. Virol. 2003, Vol. 13: 145-54.
61. Emerson S.U., Anderson D., Arankalle V.A Et Al., Hepevirus. In: Fauquet C. M. Mayo M.A., Maniloff J., Desselberger U., Ball L.A.,
eds.Virus Taxonomy, VIIIth Report of the ICTV. London: Elsevier/ Academic press.- 2004.-p.851-855
62. Emerson S.U., Arankalle V.A., Purcel R.H. Thernal Stability Of Hepatitis Virus // J.Infect. Dis. -2005.Vol. 192.-P. 930-933.
63. Emerson S U, Clemente-Casares P, Moiduddin N, Arankalle VA, Torian U, Purcell R.H. Putative neutralization epitopes and broad cross-genotype neutralization of hepatitis E virus confirmed by a quantitative cell-culture assay. J Gen Virol 2006; 87: 697-704.
64. Emerson S U, Nguyen H, Torian U, Purcell RH. ORF3 protein of hepatitis E virus is not required for replication, virion assembly, or infection of hepatoma cells in vitro. J Virol 2006; 80: 10457-10464.
65. Emerson SU, Purcell RH. Hepatitis E Virus. In: Knipe DM, Howley PM, editors. Fields Virology. 5th ed. Philadelphia, PA: LippincottRaven Publishers; 2007. Pp 3048-3059.
66. Erker J.C., Desai S.M., Schlauder G.G., Dawson G.J., Mushahwar I.K. A hepatitis E virus variant from the United States: molecular characterization and transmission in cynomolgus macaques. J. Gen. Virol., 1999, 80, 681-690.
67. Escriba J.M., Nakoune E., Recio C., Massamba P.M., Matsikaclaquin M.D., Goumba C. et al. Hepatitis E, Central Africa Republic. Emerg.Infect. Dis., 2008, 14, 681-682.
68. Expert Reviews in Molecular Medicine www.microbiologybytes.com/virology/HEV.html
69. Eyasu H Teshale, Dale J Hu. Hepatitis E: Epidemiology And Prevention. World J Hepatol2011 December 27; 3(12): 285-291
70. Faber M. S., WenzelJ. J., JilgW., ThammM., HohleM.," and K. Stark, "Hepatitis E virus seroprevalence among adults, Germany," Emerging
Infectious Diseases, vol. 18, pp. 1654-1657, 2012.
71. Fauquet C.M., Mayo M.A., Maniloff J., Desselberger U., Ball L.A.
Virus taxonomy: VIIIth report of the International Committee on Taxonomy ofViruses. 2nd Ed. London: Elsevier Academic Press, 2005, 1162p.
72. Feagins A.R, Opriessnig T, Guenette D.K, Halbur P.G, Meng XJ. Detection and characterization of infectious Hepatitis E virus from commercial pig livers sold in local grocery stores in the USA. J Gen Virol2007; 88: 912-917
73. Ferguson M, Walker D, Mast E, Fields H. 2002. Report of a collaborative study to assess the suitability of a reference reagent for antibodies to hepatitis E virus. Biologicals 30:43-48
74. Fogeda M., Avellon A., and Echevarr'iaJ. M., "Prevalence of spe-cific antibody to hepatitis E virus in the general population of the community of Madrid, Spain," Journal of Medical Virology, vol. 84, no. 1, pp. 71-74, 2012.
75. Fukuda S., Sunaga J., Saito N., Fujimura K., Itoh Y., Sasaki M. et al. Prevalence of antibodies to hepatitis E virus among Japanese blood donors: identification of three donors infected with a genotype 3 hepatitis E virus. J. Med. Virol., 2004, 74, 554-561.
76. Galiana C., Fernadez-Barredo S., Perez-Gracia M.T. Prevalence of hepatitis Evirus (HEV) and risk factors in pig workers and blood donors // Enferm. Infec.Microbiol.Clin. 2010. 28(9)- p. 602-607.
77. Gessoni G. and Manoni F., "Hepatitis E virus infection in north-east Italy: serological study in the open population and groups at risk," Journal of Viral Hepatitis, vol. 3, no. 4, pp. 197-202, 1996.
78. Giron-Callejas A, Clark G, Irving WL, McClure CP. In silico and in
vitro interrogation of a widely used HEV RT-qPCR assay for detection of the species Orthohepevirus A. J Virol Methods. 2015 Mar; 214:25-8
79. Gouvea V., Snellings N., Jay Cohen S., Warren R.L., Myint K.S.A., Shrestha M.P. et al. Hepatitis E virus in Nepal: similarities with the Burmese and Indian variants. Virus Res., 1997, 52, 87-96.
80. Graff J, Nguyen H, Yu C et al. The open reading frame 3 gene of hepatitis E virus contains a cis-reactive element and encodes a protein required for infection of macaques. J Virol 2005; 79: 6680-6689
81. Graff J, Torian U, Nguyen H, Emerson SU. A bicistronic subgenomic mRNA encodes both the ORF2 and ORF3 proteins of hepatitis E virus. J Virol 2006; 80: 5919-5926
82. Graff J, Zhou YH, Torian U et al. Mutations within potential glycosylation sites in the capsid protein of hepatitis E virus prevent the formation of infectious virus particles. J Virol 2008; 82: 11851194
83. Green K.Y., Ando T., Balayan M.S., Berke T., Clarke I.N., Estes M.K. et al. Taxonomy of Caliciviruses. J. Infect. Dis., 2000, 181, 322330.
84. Greenfield, L., and White, T.J. (1993) Sample prepa- ration methods. In Diagnostic Molecular Microbiology; Principle and Applications. D.H. Persing, T.F. Smith, F.C. Tenover, and T.J. White eds. American Society for Microbiology,Washington, D.C. 122-137
85. Halbur P.G., AttempT to transmit swine hepatitis E virus (HEV) by consumption of fresh frozen pork loin or liver - NPB 04-087 htip.// www/pork.org/FileLibrary/ResearchDocuments/04-087-HALGUR-RU.pdf
86. Haqshenas G, Huang FF, Fenaux M et al. The putative capsid protein of the newly identified avian hepatitis E virus shares antigenic epitopes with that of swine and human hepatitis E viruses and chicken big liver and spleen disease virus. J Gen Virol 2002; 83: 2201-2209
87. Harry R Dalton, Richard Bendall, SamreenIjaz., Malcolm Banks Hepatitis E: an emerging infection in developed countries. Lancet Infect Dis 2008, 8: 698-709
88. Hau C. H, HienT. T.,TienN.T. K et al., "Prevalence of enteric hepatitis A and E viruses in the Mekong River delta region of Vietnam," The American Journal of Tropical Medicine andHygiene, vol. 60, no. 2, pp. 277-280, 1999.
89. Herremans, M., J. Bakker, E. Duizer, H. Vennema, and M. P. Koopmans. Use of serological assays for diagnosis of hepatitis E virus genotype 1 and 3 infections in a setting of low endemicity. Clin. Vaccine Immunol. 2007:14562-568
90. Herremans M., Vennema H., J. Bakker et al, "Swine-like hepatitis E viruses are a cause of unexplained hepatitis in the Netherlands," Journal of Viral Hepatitis, vol. 14, no. 2, pp. 140- 146, 2007.
91. Holodniy, M., Kim, S., Katzenstein, D., Konrad, M.,Groves, E., and Merigan, T.C. (1991) Inhibition ofhuman immunodeficiency virus gene amplificationby heparin. J. Clin. Microbiol. 29, 676-679.
92. Huang C.C., Nguyen D., Fernandez J., Yun K. Y., Fry K. E., Bradley D. W. et al. Molecular cloning and sequencing of the Mexico isolate of hepatitis E virus (HEV). Virology, 1992, 191, 550-558.
93. Huang F.F., Sun Z.F., Emerson S.U., Purcell R.H., Shivaprasad H.L., Pierson F.W. et al. Determination and analysis of the complete genomic sequence of avian hepatitis E virus (avian HEV) and
attempts to infect rhesus monkeys with avian HEV. J. Gen. Virol., 2004, 85, 1609-1618.
94. Huang YW, Opriessnig T, Halbur PG, Meng XJ. Initiation at the third in-frame AUG codon of open reading frame 3 of the hepatitis E virus is essential for viral infectivity in vivo. J Virol 2007; 81: 3018-3026.
95. Hyun Kyung Park, Sook-Hyang Jeong, Jin-Wook Kim, Byung-Hyun Woo, Dong Ho Lee, Hyun Young Kim and Soyeon Ahn., Seroprevalence of anti-hepatitis E virus (HEV) in a Korean population: comparison of two commercial anti-HEV assays. Park et al. BMC Infectious Diseases 2012, 12:142. http://www.biomedcentral.com/1471-2334/12/142
96. Ibarra H.,RiedemannS., G. Reinhardt et al., "Anti-HEV marker in blood donors and other population groups in Southern Chile, "RevistaMedicade Chile, vol.125,no.3,pp.275-278,1997.
97. Ijaz S., Arnold E., Banks M., Bendall R.P., Cramp M.E., Cunningham R. et al. Non-travel associated hepatitis E in England and Wales: Demographic, clinical, and molecular epidemiological characteristics. J. Infect. Dis., 2005, 192, 1166-1172.
98. Izraeli S., Pfleiderer C., And Lion T. Detection of gene expression by PCR amplification of RNA derived from heparinized whole blood. (1991) Nucleic Acids Res. 19, 6051.
99. Jameel, S., Zafrullah, M., Ozdener, M.H., Panda, S.K., 1996. Expression in animal cells and characterization of the hepatitis E virus structural proteins. J. Virol 70, 207-216.
100. Jilani N., Das B.C., Husain S.A., Baweja U.K., Chattopadhya D., Gupta R.K. et al. Hepatitis E virus infection and fulminant hepatic
failure during pregnancy. J. Gastroenterol. Hepatol., 2007, 22, 676682.
101. José-Manuel Echevarría. Light and Darkness: Prevalence of Hepatitis E Virus Infection among the General Population. Review Article. Volume 2014, Article ID 481016, 14 pages http://dx.doi.org/10.1155/2014/481016
102. Jothikumar N, Cromeans TL, Robertson BH, Meng XJ, Hill VR. A broadly reactive one-step real-time RT-PCR assay for rapid and sensitive detection of hepatitis E virus. JVirol Methods 2006; 131: 6571.
103. Jug K., Kang B., Song D.S., Chae C. Prevalence and genotyping of hepatitis E virus in swine population in Korea between 1995 and 2004: a retrospective study. Vet.J., 2007, 173, 683-687.
104. Jürgen J. Wenzel, Julia Preiss, Mathias Schemmerer, Barbara Huber, and Wolfgang Jilg Test Performance Characteristics of Anti-HEV IgG Assays Strongly Influence Hepatitis E Seroprevalence Estimates. Jürgen J. Wenzel, MD, Institute of Medical Microbiology and Hygiene. 2012. DOI: 10.1093/infdis/jis688
105. Kabrane-Lazizi Y., Meng X-J., Purcell R.H., Emerson S.U. Evidencethat the genomic RNA of hepatitis E virus is capped. J. Virol., 1999, 73, 8848-8850
106. Kaci S., Nockler K., Johne R. Detection of hepatitis E virus in archived German wild boar serum samples. Vet. Microbiol., 2008, 128, 380-385
107. Kalia M, Chandra V, Rahman SA, Sehgal D, Jameel S. Heparan sulfate proteoglycans are required for cellular binding of the hepatitis E
virus ORF2 capsid protein and for viral infection. J Virol 2009; 83: 12714-12724
108. Kaneko, S., R. H. Miller, S. M. Feinstone, M. Unoura, K. Kobayashi, N. Hattori, and R. H. Purcell. 1989. Detection of serum hepatitis B virus DNA in patients with chronic hepatitis using the polymerase chain reaction assay. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 86:312-316
109. Kantala T., Maunula L., von C.-H. Bonsdorff, Peltomaa J., and Lappalainen M., "Hepatitis E virus in patients with unexplained hepatitis in Finland," Journal of Clinical Virology, vol. 45, no. 2, pp. 109-113, 2009
110. Karpe Y.A, Lole K.S. Deubiquitination activity associated with hepatitis E virus putative papain-like cysteine protease. J Gen Virol 2011; 92: 2088-2092
111. Karpe Y.A, Lole KS.RNA 59-triphosphatase activity of the hepatitis E virus helicase domain. J Virol 2010; 84: 9637-9641
112. Katcher, H.L., and Schwartz, I. (1994) A distinctive property of Tth DNA polymerase: enzymatic amplification in the presence of phenol. Biotechniques 16, 84-92
113. Khudyakov Y, Kamili S. Serological diagnostics of hepatitis E virus infection. Virus Res. 2011 Oct;161(1):84-92
114. Khuroo M.S., Rustgi V.K., Dawson G.J., Mushahwar I.K., Yattoo G.N., Kamili S. etal. Spectrum of hepatitis E virus infection in India. J.Med. Virol., 1994, 43, 281-286
115. Kmush B., Wierzba T., KrainL., Nelson K., and Labrique A. B., "Epidemiology of hepatitis E in low- and middle-income countries of Asia and Africa," Seminars in Liver Disease, vol. 33, pp. 15-29, 2013
116. Koonin, E.V., Gorbalenya, A.E., Purdy, M.A., Rozanov, M.N., Reyes, G.R., Bradley, D.W., Computer-assisted assignment of functional domains in the nonstructural polyprotein of hepatitis E virus: delineation of an additional group of positive-strand RNA plant and animal viruses. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A.- 1992- 89, 8259-8263
117. Koonin E.V. The phylogeny of RNA-dependent RNA polymerases of positive-strand RNA viruses. J Gen Virol 1991; 72(Pt 9): 2197-2206
118. Kumagai M., Nishii Y., Koizumi Y., Akahane Y. Domestic infection of hepatitis E in Japan. Int. Med., 2004, 43, 807-810
119. Li X., Zhao C., Harrison T.J., Song A., Fan J., Zhang J. et al. Investigation of hepatitis E virus infection in swine from Hunan province, China. J. Med. Virol., 2008, 80, 1391-1396
120. Li W., She R., Wei H., Zhao J., Wang Y., Sun Q. et al. Prevalence of hepatitis E virus in swine under different breeding environment and abattoir in Beijing, China. Vet. Microbiol., 2009, 133, 75-83
121. Liang JH, Dai X, Dong C, Meng J.H., A single amino acid substitution changes antigenicity of ORF2-encoded proteins of hepatitis E virus. Int JMolSci 2010; 11: 2962-2975
122. Lin CC, Wu JC, Chang TT, et al. Diagnostic value of immunoglobulin G (IgG) and IgM anti-hepatitis E virus (HEV) tests based on HEV RNA in an area where hepatitis E is not endemic. J ClinMicrobiol 2000; 38: 3915-18
123. Lu J., ZhouY., LinX. et al., "General epidemiological parameters of viral hepatitis A, B, C, and E in six regions of China: a cross-sectional study in 2007," PLoS ONE, vol. 4, no. 12, Article ID e8467, 2009
124. Magden J, Takeda N, Li T et al. Virus-specific mRNA capping enzyme encoded by hepatitis E virus. J Virol 2001; 75: 6249-6255
125. Maila H.T., Bowyer S.M., Swanepoel R. Identification of a new strain of hepatitis E virus from an outbreak in Namibia in 1995. J. Gen. Virol., 2004, 85, 89-95
126. Mansuy J.-M., Bendall, R., Legrand-Abravanel, F., Sauné, K., Miédouge, M., Ellis, V., Rech, H., Destruel, F., Kamar, N., Dalton, H.R., Izopet, J., 2011. Hepatitis E virus antibodies in blood donors, France. Emerging Infect. Dis. 17, 2309-2312
127. Maria Teresa Pérez-Gracial*, Maria Luisa Mateos Lindemann and Maria Caridad Montalvo Villalba3. Hepatitis E: current status. 2013, Rev. Med. Virol. DOI: 10.1002/rmv.1759, vol. 23, 6, pp. 384-398
128. Masuda J-I., Yano K., Tamada Y., Takii Y., Ito M., Omagari K. et al. Acute hepatitis E of a man who consumed wild boar meat prior to the onset of illness in Nagasaki, Japan. Hepatol. Res., 2005, 31, 178-183
129. Matsubayashi K., Kang J-H., Sakata H., Takahashi K., Shindo M., Kato M. et al. A case of transfusion-transmitted hepatitis E caused by blood from a donor infected with hepatitis E virus via zoonotic food-borne route. Transfusion, 2008, 48, 1368-1375
130. Matsuda H, Okada K, Takahashi K, Mishiro S. Severe hepatitis E virus infection after ingestion of uncooked liver from a wild boar. J Infect Dis 2003; 188: 944
131. Maylin S, Stephan R, Molina JM, Peraldi MN, Scieux C, Nicand E, Simon F, Delaugerre C. Prevalence of antibodies and RNA genome of hepatitis E virus in a cohort of French immunocompromised. J Clin Virol. 2012, 53(4):346-9
132. Meng X-J., Purcell R.H., Halbur P.G., Lehman J.R., Webb D.M., Tsareva T.S. et al. A novel virus in swine is closely related to the
human hepatitis E virus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 1997, 94, 98609865
133. Meng XJ. Recent advances in Hepatitis E virus. J Viral Hepat 2010; 17:153-161
134. Metwally, L., Fairley, D. J., Coyle, P. V., Hay, R. J., Hedderwick, S.,McCloskey, B., O'Neill, H. J., Webb, C. H., Elbaz, W. & McMullan, R. (2008). Improving molecular detection of Candida DNA in whole blood: comparison of seven fungal DNA extraction protocols using real-time PCR. J Med Microbiol 57, 296-303
135. Minuk G. Y., SunA., SunD. F., et al., "Serological evidence of hepatitis virus infection in an indigenous North American population,"
Canadian Journal of Gastroenterology, vol. 21, no. 7, pp. 439-442, 2007
136. Minuk, M.D,1,2A Sun, BSc,1D.F Sun, MD,1J Uhanova, MD,1LE Nicolle, MD,1B Larke, MD,3 and A Giulivi, MD4 Serological evidence of hepatitis E virus infection in an indigenous North American population Can J Gastroenterol. Jul 2007; 21(7): 439-442
137. Mirazo S., Ramos N., RussiJ. C., Gagliano G., and ArbizaJ.,"Detection and molecular characterization of sporadic cases of acute human hepatitis E virus infection in Uruguay," Archives of Virology, vol. 156, no. 8, pp. 1451-1454, 2011
138. Mochizuki M., Ouchi A., Kawakami K., Ishida T., Li T-C., Takeda N. et al. Epidemiological study of hepatitis E virus infection of dogs and cats in Japan. Vet. Record, 2006, 159, 853-854
139. Moin SM, Panteva M, Jameel S. The hepatitis E virus Orf3 protein protects cells from mitochondrial depolarization and death. J BiolChem 2007; 282: 21124-21133
140. Moin S M, Chandra V, Arya R, Jameel S. The hepatitis E virus ORF3 protein stabilizes HIF-1alpha and enhances HIF-1-mediated transcriptional activity through p300/ CBP. Cell Microbiol 2009; 11: 1409-1421
141. Moyra Machado Portilho, PatriciaPais Martins, Elisabeth Lampe and Livia MeloVillar.A comparison of molecular methods for hepatitis B virus (HBV) DNA detection from oral fluid samples. Journal of Medical Microbiology (2012), 61, 844-851
142. Mullen, G.P., Serpersu, E.H., Ferrin, L.J. Loeb, L.A.,AndMildvan, A.S. (1990) Metal binding to DNA polymerase I, its large fragment, and two 3'-5'exonuclease mutants of the large fragment. J. Biol. Chem. 265, 14327-14334
143. Munne M. S., Vladimirsky S., Otegui L., Castro R., Brajterman L., Soto S. et al. Identification of the first strain of hepatitis E virus in South America and prevalence of anti-HEV antibodies in swine in Argentina. J.Med. Virol., 2006, 78, 1579-1583
144. Munnre M. S., Altabert N. R., VladimirskyS. N., et al., "Identifications of polyphyletic variants in acute hepatitis suggest an underdiagnosed circulation of hepatitis E virus in Argentina," Journal of Clinical Virology, vol. 52, no. 2, pp. 138-141, 2011
145. Naavanneethan U., Al Mohajer M., Shala M.T. Hepatitis E and pregnancy: understanding the pathogenesis // Liver. Int. -2008.-vol. 28.-p.-1190-1199
146. Nicand E., Armstrong G.L., Enouf V., Guthmann J-P., Guerin J-P., Caron M. et al. Genetic heterogeneity of hepatitis E virus in Darfur, Sudan, and neighboring Chad. J. Med. Virol., 2005, 77, 519-521
147. Nishizawa T., Takahashi M., Mizuo H., Miyajima H., Gotanda Y., Okamoto H. Characterization of Japanese swine and human hepatitis E virus isolates of genotype IV with 99% identity over the entire genome. J. Gen. Virol., 2003, 84, 1245-1251
148. Panaccio, M., And Lew, A. (1991) PCR based diagno- sis in the presence of 8% (v/v) blood. Nucleic Acids Res. 19, 1151Wiedbrauk, D. L., Werner, J. C., And Drevon, A. M. (1995) Inhibition of PCR by aqueous and vitreous fluids. J. Clin. Microbiol. 33, 2643-2646
149. Park H. K., JeongS.-H., J.-W. Kim, WooB.-H., LeeD. H., and. KimH. Y, "Seroprevalence of anti-hepatitis E virus (HEV) in a Korean population: comparison of two commercial anti-HEV assays," BMC Infectious Diseases, vol. 12, pp. 142-147, 2012
150. Pavio N., Meng X.L., Renou C. Zoonotic hepatitis E: animal reservoirs and emerging risks // Vet. Res. -2010.-vol.41.-p.1-20
151. Pelosi E., Clarke I. Hepatitis E: A complex and global disease// Emerg Health Threats J. - 2008. - Vol. 1. - P. e8
152. Peng C.-F., LinM.-R., ChueP.-Y et al., "Prevalence of antibody to hepatitis E virus among healthy individuals in Southern Taiwan," Microbiology and Immunology, vol. 39, no. 9, pp. 733- 736, 1995
153. Peralta B., Biame M., Ordonez G. et al., Evidence of widespread infection of avian hepatitis E in chickens from spain // Vet. Microbiol.-2009.-V0L.37.-P.-81-36
154. Perez O. M, MoralesW., PaniaguaM., and. StrannegardO, "Prevalence of antibodies to hepatitis A, B, C, and E viruses in a healthy population in Leon, Nicaragua," The American Journalof Tropical Medicine and Hygiene, vol. 55, no. 1, pp. 17-21, 1996
155. Peron J.M, Bureau C, Poirson H, et al. Fulminant liver failure from acute autochthonous hepatitis E in France: description of seven patients with acute hepatitis E and encephalopathy. J Viral Hepat 2007; 14: 298-303.
156. Pina S., Butti M., Cotrina M., et al. HEV identified in serum from humans with acute hepatitis and in sewage of animal origin in spain // J. Hepatol. -2000. - VOL. P. 826-839.
157. Potemkin I.A., Malinnikova E.Yu., Diarrassouba A., Mohammed А.М.Е., Schibrik E.V., Polyakov A.D. Prevalence Of Antibodies To Hepatitis E Virus In Population Of Belgorog Region. J. «Современные Проблемы Науки И Образования», 2014, № 2, УДК 578.4+(578:616-036.22)
158. Pudupakam RS, Huang YW, Opriessnig T, Halbur PG, Pierson FW, Meng XJ. Deletions of the hypervariable region (HVR) in open reading frame 1 of hepatitis E virus do not abolish virus infectivity: evidence for attenuation of HVR deletion mutants in vivo. J Virol 2009; 83: 384395.
159. Pudupakam R S, Kenney SP, Cordoba L et al. Mutational analysis of the hypervariable region of hepatitis E virus reveals its involvement in the efficiency of viral RNA replication. J Virol 2011; 85: 1003110040.
160. Pujol F.H., Favorov M.O., T. Marcano et al., "Prevalence of antibodies agains t hepatitis E virus among urban and rural populations in Venezuela, "Journal of Medical Virology, vol.42, no. 3,pp.234-236,1994.
161. Purcel R.H., Emerson S.U., Hepatitis E: An emerging awareness of an old disease // J. Hepathol. -2008.- vol. 48.-p. 404-503.
162. Purdy MA, McCaustland KA, Krawczynski K, Tam A, Beach MJ, Tassopoulos NC, Reyes GR, Bradley DW. Expression of a hepatitis E virus (HEV)-trpE fusion protein containing epitopes recognized by antibodies in sera from human cases and experimentally infected primates. Arch Virol.1992;123(3-4):335-349.
163. Purdy, M.A., Lara, J., Khudyakov, Y.E., 2012. The hepatitis e virus polyproline region is involved in viral adaptation. PLoS ONE 7, e35974.
164. Quintana A., Sanchez L., Larralde O., and Anderson D., "Prevalenceof antibodies to hepatitis E virus in residents of a district in Havana, Cuba, "Journal of Medical Virology, vol. 76,no.1,pp.69-70,2005.
165. Rab M.A, Bile MK, Mubarik MM, et al. Water-borne hepatitis E virus epidemic in Islamabad, Pakistan: a common source outbreak traced to the malfunction of a modern water treatment plant. Am J Trop Med Hyg 1997;57: 151-57
166. Raoofi R.H., Nazer M.R., and Y. Pournia, "Seroepidemiology of hepatitis E virus in Western Iran, "Brazilian Journal of Infectious Diseases, vol.16,pp.302-303, 2012.
167. Rapicetta M., Kondili L.A., S. Pretolani et al.,"Seroprevalenceand anti-HEV persistence in the general population of the Republic of San Marino, "JournalofMedical Virology, vol.58, pp.49-53,1999.
168. Ratra R, Kar-Roy A, Lal SK. The 0RF3 protein of hepatitis E virus interacts with hemopexin by means of its 26 amino acid N-terminal hydrophobic domain II. Biochemistry 2008; 47: 1957-1969.
169. Ratra R, Kar-Roy A, Lal SK. 0RF3 protein of hepatitis E virus interacts with the Bbeta chain of fibrinogen resulting in decreased
fibrinogen secretion from HuH-7 cells. J Gen Virol 2009; 90: 13591370.
170. Redlinger T., Rourke K.O', Nickey L., and G. Martinez, "Elevated hepatitis A and E seroprevalencerates in a Texas/Mexico border community, "Texas Medicine, vol.94, no.5,pp. 68-71,1998.
171. Rein, D.B., Stevens, G., Theaker, J., Wittenborn, J.S., Wiersma, S.T., 2011. The globalburden of hepatitis E virus. Hepatology (Baltimore, Md.). Reuter G., FodorD., ForgrachP., KrataiA., and SzucsG., "Characterization and zoonotic potential of endemic hepatitis E virus (HEV) strains in humans and animals in Hungary," Journal of Clinical Virology, vol. 44, no. 4, pp. 277-281, 2009.
172. Reuter G., Fodor D., P. Forgarch A., Kartai, and G. Szucs, "Characterization and zoonotic potential of endemic hepatitis E virus (HEV) strains in humans and animals in Hungary," Journal of Clinical Virology, vol. 44, no. 4,pp. 277-281,2009.
173. Rey,. Findor J. A,.Daruich J R et al., "Prevalence of IgG anti-HEV in Buenos Aires, a non endemic area for hepatitis E," Journal of Travel Medicine, vol. 4, no. 2, pp. 100-101, 1997.
174. Reyes G.R., Purdy, M.A., Kim, J.P., Luk, K.C., Young, L.M., Fry, K.E., Bradley, D.W., 1990. Isolation of a cDNA from the virus responsible for enterically transmitted non- A, non-B hepatitis. Science 247, 1335-1339
175. Ropp S L, Tam AW, Beames B, Purdy M, Frey TK. Expression of the hepatitis E virus ORF1. Arch Virol 2000; 145: 1321-1337.
176. Rutjes S A, Lodder WJ, Lodder-Verschoor F, van den Berg HH, Vennema H, Duizer E, Koopmans M, de RodaHusman AM. Sources of
hepatitis E virus genotype 3 in The Netherlands. Emerg Infect Dis 2009; 15: 381-387
177. Saad M. D., Hussein H. A., Bashandy M. M., Kamel H. H., Earhart K. C., Fryauff D. J. et al. Hepatitis E virus infection in work horses in Egypt. Inf. Gen. Evol, 2007, 7, 368-373.
178. Schlauder G.G., Dawson G.J., Erker J.C., Kwo P.Y., Knigge M.F., Smalley D.L. et al. The sequence and phylogenetic analysis of a novel hepatitis E virus isolated from a patient with acute hepatitis reported in the United States. J. Gen. Virol., 1998, 79, 447-456.
179. Schlauder G.G., Frider B., Sookian S., Castano G.C., Mushahwar I.K. Identification of 2 novel isolates of hepatitis E virus in Argentina. J. Infect. Dis., 2000, 182, 294-297.
180. Seminati C., Mateu E., Peralta B., De Deus N., Martin M. Distribution of hepatitis E virus infection and its prevalence in pigs on commercial farms in Spain. Vet. J.., 2008, 175, 130-132.
181. Sheikh A., Sugitani M., Kinukawa N., Moriyama M., Arakawa Y., Komiyama K. et al. Hepatitis E virus infection in fulminant hepatitis patients and an apparently healthy population in Bangladesh. Am. J. Trop.Med. Hyg., 2002, 66, 721-724.
182. Shioda, M., and Murakami-Murofushi, K. (1987) Selective inhibition of DNA polymerase alpha by a polysaccharide purified from slime of Physarum polycephalum. Biochem.Biophys. Res. Comm. 146, 61-66.
183. Singh S., Nohanty A., Joshi Y., et al. Mother-to-child transmission of hepatitis virus infection // Indian. J. Pediatr. -2003.-vol. 70.P.37-39.
184. Surjit M, Jameel S, Lal SK. The ORF2 protein of hepatitis E virus binds the 59 region of viral RNA. J Virol 2004; 78: 320-328.
185. Surjit M, Jameel S, Lal SK. Cytoplasmic localization of the ORF2 protein of hepatitis E virus is dependent on its ability to undergo retrotranslocation from the endoplasmic reticulum. J Virol 2007; 81: 3339-3345
186. Takahashi M, Yamada K, Hoshino Y et al. Monoclonal antibodies raised against the ORF3 protein of hepatitis E virus (HEV) can capture HEV particles in culture supernatant and serum but not those in feces. Arch Virol 2008; 153: 1703-1713
187. Takahashi M., Tamura K., Hoshino Y. et al., "A nationwide survey of hepatitis E virus infection in the general population of Japan," Journal of Medical Virology, vol. 82, no. 2, pp. 271-281, 2010.
188. Tam AW, Smith MM, Guerra ME, et al. Hepatitis E virus (HEV): molecular cloning and sequencing of the full-length viral genome. Virology 1991; 185: 120-31.
189. Tan D, Im S W, Yao J L, Ng M H. Acute sporadic hepatitis E virus infection in southern China. J Hepatol. 1995 Sep;23(3):239-45.
190. Tanaka Y., Takahashi K., Orito E., Karino Y., Kang J-H., Suzuki K. et al. Molecular tracing of Japan-indigenous hepatitis E viruses. J. Gen.Virol., 2006, 87, 949-954.
191. Tanaka E., Takeda N., LiT.-C. et al., "Seroepidemiological study of hepatitis E virus infection in Japan using a newly developed antibody assay," Journal of Gastroenterology, vol. 36, no. 5, pp. 317-321, 2001.
192. Thomas D. L Mahley., R. W., Badur S., Palaoglu E., and. Quinn T. C, "The epidemiology of hepatitis C in Turkey," Infection, vol. 22, no. 6, pp. 411-414, 1994.
193. Torresi J, Meanger J, Lambert P, Li F, Locarnini SA, Anderson DA. High level expression of the capsid protein of hepatitis E virus in
diverse eukaryotic cells using the Semliki Forest virus replicon. J Virol Methods 1997; 69: 81-91.
194. Tsarev S., Binn L.N., Gomatos P.J., Arthur R.R., Monier M.K., Van Cuyck-Gandre H. et al. Phylogenetic analysis of hepatitis E virus isolates from Egypt. J. Med. Virol., 1999, 57, 68-74.
195. Tyagi S, Korkaya H, Zafrullah M, Jameel S, Lal SK. The phosphorylated form of the 0RF3 protein of hepatitis E virus interacts with its non-glycosylated form of the major capsid protein, 0RF2. J Biol. Chem 2002; 277: 22759-22767
196. Tyagi S, Surjit M, Roy AK, Jameel S, Lal SK. The 0RF3 protein of hepatitis E virus interacts with liver-specific alpha1-microglobulin and its precursor alpha1-microglobulin/bikunin precursor (AMBP) and expedites their export from the hepatocyte. J Biol. Chem 2004; 279: 29308-29319.
197. Tyagi S, Surjit M, Lal SK. The 41-amino-acid C-terminal region of the hepatitis E virus 0RF3 protein interacts with bikunin, a kunitz-type serine protease inhibitor. J Virol 2005; 79: 12081-12087.
198. Van Cuyck H., Juge F., Roques P. Phylogenetic analysis of the first complete hepatitis E virus (HEV) genome from Africa. FEMS Imm. Med. Microbiol., 2003, 39, 133-139.
199. Vandenvelde C., Scheen R., Defoor M., Duys M., Dumon J. and Van Beers D. (1993) Suppression of the inhibitory effect of denaturated albumin on the polymerase chain reaction by sodium octanoate: application to routine clinical detection of hepatitis B virus at its infectivity threshold in serum. J. Virol. Methods 42, 251-263
200. Vanspauwen M.J, Wolffs P.F.G, Franssen F.M.E., Bruggeman C.A., WoutersE.F.M., LinssenC.F.M.1 Comparison of three different
techniques for the isolation of viral RNA in sputum Journal of Clinical Virology Volume 61, Issue 2, Pages 265-269, October 2014
201. Verhoef F., M. Koopmans, E. Duizer, J. Bakker, J. Reimerink, and W.van Pelt, "Seroprevalence of hepatitis E antibodies and risk profile of HEV seropositivity in The Netherlands, 2006-2007," Epidemiology and Infection, vol. 140, pp. 1838-1847, 2012.
202. Von Brunn A., Seebach J., Thyagarajan S.P., Mohanavalli B., Menon T., Frosner G. PCR amplification, cloning and sequence characterization of hepatitis E virus fragments from Madras, India. In: Buisson Y., Coursaget P., Kane M. (Eds). Enterically-transmitted hepatitis viruses. Tours: La Simarre, 1996, 311-313.
203. Vulcano A., Angelucci M., Candelori E et al., "HEV prevalence in the general population and among workers at zoonotic risk in Latium Region,"Annali di igiene, vol. 19, no. 3, pp. 181-186, 2007.
204. Wadowsky, R.M., Laus, S., Libert, T., States, S.J., And Erlich, G.D. (1994) Inhibition of PCR-based assay for Bordetella pertussis by using calcium algi- nate fiber and aluminum shaft components of a nasopharyngeal swab. J. Clin. Microbiol. 32, 1054-1057.
205. Wang Y., Ling R., Erker J.C. et al. Adivergent genotype of hepatitis E virus in Chinese patients with acute hepatitis // J.Gen.Virol.--1999.-Vol.80.- P.169-177.
206. Wang Y C, Zhang HY, Xia NS, et al. Prevalence, isolation, and partial sequence analysis of hepatitis E virus from domestic animals in China. J Med Virol2002; 67: 516-21.
207. WHO Reference Reagent WHO REFERENCE REAGENT FOR HEPATITIS E VIRUS ANTIBODY, human serum NIBSC code: 95/584. Instructions for use (Version 3.0, Dated 26/02/2008)
208. WH0 (Word Heath 0rganization), department of immunization, vaccines and biological. The global prevalence of hepatitis E virus infection and succeptibility. A systematic review.WH0/IVB.14
209. WH0. Viral hepatitis in the WH0 countries of south-east Asia region. http ://209.61.208.233/LinkFiles/Diarrhoea,ARI_and_hepatitis_hepatitis -E.pdf
210. Wichmann 0., Schimanski S., Koch J., Kohler M., Rothe C., Plentz A. et al. Phylogenetic and case-control study on hepatitis E virus infection in Germany.. J. Infect. Dis., 2008, 198, 1732-1741.
211. Wong K. H., LiuY. M., P. S. P. Ng, YoungB. W. Y., and LeeS. S., "Epidemiology of hepatitis A and hepatitis E infection and their determinants in adult Chinese community in Hong Kong," Journal of Medical Virology, vol. 72, no. 4, pp. 538-544, 2004.
212. Worm HC, Wirnsberger G. 2004. Hepatitis E vaccines: Progress and prospects. Drugs 64:1517-1531
213. Yamada K., Takahashi M., Hoshino Y., Takahashi H., Ichiyama K., Nagashima S., Tanaka T., 0kamoto, H 0RF3 protein of hepatitis E virus is essential for virion release from infected cells. J. Gen. Virol. 2009.- Vol. 90,1880-1891.
214. Yan Y., Zhang W., Shen Q., Cui L., Hua X. Prevalence of four different subgenotypes of genotype 4 hepatitis E virus among swine in the Shanghai area of China. Acta Vet.Scan., [online] 2008, 50.
215. Yu H, Li S, Yang C et al. Homology model and potential virus-capsid binding site of a putative HEV receptor Grp78. JMol Model 2011; 17: 987-995
216. Zhang Y, McAteeP, YarboughP 0, TamA W, and FuerstT. Expression, characterization, and immunoreactivities of a soluble
hepatitis E virus putative capsid protein species expressed in insect cells. ClinDiagn Lab Immunol. Jul 1997; 4(4): 423-428.
217. Zhang H, Dai X, Shan X, Meng J. The Leu477 and Leu613 of ORF2-encoded protein are critical in forming neutralization antigenic epitope of hepatitis E virus genotype 4. Cell Mol. Immunol 2008; 5: 447-456.
218. Zhang W., Shen Q., Mou J., Gong G., Yang Z., Cui L. et al. Hepatitis E virus infection among domestic animals in Eastern China.Zoon.Pub.Health., 2008, 55, 291-298.
219. Zheng Z.Z, Miao J, Zhao M et al. Role of heat-shock protein 90 in hepatitis E virus capsid trafficking. J Gen Virol 2010; 91: 1728-1736.
220. 1st World Health Organization International Standard for Hepatitis E Virus RNA Nucleic Acid Amplification Techniques (NAT)-Based Assays PEI code 6329/10 (Version 1.0, 7th July 2011)
Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания. В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.