Сравнительное исследование взаимодействий РНК-полимераз термофильных и мезофильных бактерий с нуклеиновыми кислотами тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Кульбачинский, Андрей Владимирович

• Кульбачинский, Андрей Владимирович
• кандидат биологических наук
• 2002

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Кульбачинский, Андрей Владимирович

ОГЛАВЛЕНИЕ.

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Глава 1. Структура РНК-полимеразы и механизмы инициации транскрипции.

Общая схема транскрипционного цикла, промоторы.

Структура кор-ферм ента бактериальной РНКП и РНКПII дрожжей.

Модель элонгационного комплекса.

Конформационные изменения кор-РНКП в процессе элонгации транскрипции.

Структура холофермента РНКП.

Механизмы взаимодействия РНКП с промоторами.

Факторы, влияющие на силу промоторов. Различные типы промоторных комплексов.

Нестабильные промоторные комплексы.

Характеристика промоторных комплексов различных бактериальных РНКП.

Глава 2. Использование аптамеров в исследованиях структуры и функций белков.

Методы отбора и основные характеристики аптамеров.

Методы анализа аптамер-белковых комплексов.

Аптамеры к белкам, взаимодействующим с нуклеиновыми кислотами in vivo.

Аптамеры к белкам, связывающим. ДНК и РНК сиквенс-специфически.

Аптамеры к белкам, неспецифически взаимодействующим с нуклеиновыми кислотами.

Структурные особенности аптамеров.

Специфичность аптамеров.

Воспроизводимость SELEX.

Эпитопы, узнаваемые аптамерами.

Направленный отбор аптамеров.

Структура комплексов аптамеров с белками-мишенями.

Воздействие аптамеров на конформацию белков-мишеней.

Практическое применение аптамеров.

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

Бактериальные штаммы, плазмиды.

Электрофорез нуклеиновых кислот в денатурирующем геле.

Определение нуклеотидной последовательности ДНК.

Электрофорез белков в денатурирующем геле.

Получение промоторных фрагментов ДНК.

Получение радиоактивно-меченых олигонуклеотидов.

Конструирование мутаций в субъединицах РНКП.

Выделение а-субъединицы РНКП.

Выделение кор-фермента РНКП.

Реконструкция РНК-полимеразы in vitro.

Получение ковалентных сшивок РНКП с олигонуклеотидами.

Картирование сайтов ДНК-белковых сшивок.

Транскрипция in vitro.

Эксперименты с минимальным нуклеиново-кислотным каркасом.

Футпринтинг перманганатом калия.

Получение аптамеров к кор-РНКП.

Измерение Кд комплексов олигонуклеотидов с РНКП.

Измерение кинетики диссоциации комплексов аптамеров с кор-РНКП.

Футпринтинг гидроксильными радикалами.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ.

Глава 1. Исследование взаимодействий РНКП с олигонуклеотидами из

-10 области промоторов.

Взаимодействие РНКП с короткими однонитевыми олигонуклеотидами: модель узнавания промотора.

Взаимодействие с р'-субъединицей РНК-полимеразы вызывает конформационные перестройки а-субъединицы.

Сиквенс-неспецифическое взаимодействие олигонуклеотидов с кор-РНКП.

Сходства и отличия свойств открытого комплекса и комплекса РНКП с нематричным олигонуклеотидом.

Глава 2. Идентификация сегмента Р'-субъединицы РНКП Е. coli, взаимодействующего с передним дуплексом ДНК в транскрипционных комплексах.

Конструирование мутаций в (З'-субъединице РНКП.

Активность РНКП с мутациями в р'-субъеданице.

Вставка шести остатков гистидина в 217 положении (У-субъединицы (Q1) частично недоступна для узнавания.

Делеции Д1 и А2 влияют на стабильность минимальных элонгационных комплексов.

Глава 3. Сравнительное исследование транскрипционных свойств РНКП термофильных и мезофильных бактерий.

Температурная зависимость активности РНКП Есо, Dra и Taq.

РНКП Eco, Dra и Taq различаются по скорости синтеза РНК при низкой температуре. а-субъединицы Dra и Taq неспособны обеспечивать инициацию транскрипции при низких температурах.

Плавление промоторов РНКП Eco, Dra и Taq.

Стабильность промоторных комплексов РНКП Есо, Taq и Dra.

Выявление районов, ответственных за различия в свойствах а-субъединиц Есо и Taq.

Температура открывания промотора определяется консервативными районами 1 и 2 а-субъединицы.

Консервативный район 1 а-субъединицы важен для стабилизации промоторных комплексов.

Взаимодействие мозаичных сх-субъединиц с кор-ферментом Taq.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Сравнительное исследование взаимодействий РНК-полимераз термофильных и мезофильных бактерий с нуклеиновыми кислотами»

Актуальность темы

Клеточная РНК-полимераза (РНКП) катализирует ДНК-зависимый синтез РНК. РНКП в ходе транскрипции осуществляет различные типы контактов с ДНК и РНК. У бактерий транскрипция начинается с сиквенс-специфического взаимодействия холофермента РНКП (который является комплексом кор-фермента и ст-субъединицы) с промотором. В узнавании промоторов решающую роль играет ст-субъединица. Свободная ст-субъединица и кор-фермент РНКП не способны связываться с промоторами. При образовании холофермента происходят структурные перестройки, в результате которых экспонируются ДНК-связывающие сайты ст-субъединицы. В процессе взаимодействия с промотором РНКП сначала узнает дцДНК, затем происходит плавление ДНК в стартовой точке транскрипции и устанавливаются контакты с оцДНК. В ходе инициации транскрипции контакты с промоторными последовательностями разрываются, происходит диссоциация с-субъединицы. Элонгация транскрипции осуществляется кор-ферментом РНКП. На стадии элонгации РНКП контактирует с ДНК (однонитевой и двунитевой) и РНК в основном сиквенс-неспецифически. В то же время, кор-фермент способен узнавать определенные последовательности ДНК и РНК, что может приводить к паузам и терминации транскрипции.

Таким образом, в процессе транскрипции последовательно сменяются сиквенс-специфические и неспецифические контакты РНКП с ДНК. Параллельно с изменением контактов меняется и стабильность транскрипционных комплексов. Если на начальных стадиях взаимодействия с промоторами РНКП может диссоциировать из комплекса с ДНК, то элонгационный комплекс обладает исключительно высокой стабильностью. В ходе терминации транскрипции стабильность комплекса резко уменьшается, что приводит к его диссоциации.

К настоящему времени накоплен большой объем информации о важности конформационной подвижности РНКП на всех стадиях транскрипции. Значительные структурные перестройки субъединиц РНКП, видимо, осуществляются при связывании ст-субъединицы с кор-ферментом, узнавании и плавлении промоторов и в ходе инициации транскрипции. Каждый шаг присоединения нуклеотидов на стадии элонгации должен сопровождаться локальными изменениями конформации белка в области активного центра РНКП. Терминация транскрипции, вероятно, сопряжена с серьезными изменениями всей структуры элонгационного комплекса. Однако, детальные механизмы конформационных перестроек РНКП во всех рассмотренных случаях остаются неизвестными.

В структурных исследованиях РНКП в последние годы достигнуты огромные успехи. Были расшифрованы трехмерные структуры кор- и холофермента РНКП термофильных бактерий Т. aquaticus и Т. thermophilics. Анализ пространственной структуры РНКП Т. aquaticus и Т. thermophilics и использование данных о механизмах транскрипции, полученных при изучении РНКП мезофильных бактерий (прежде всего, РНКП Е. coli) позволили выделить участки фермента, ответственные за различные типы контактов с нуклеиновыми кислотами, и построить пространственные модели промоторного и элонгационного комплексов. Однако, многие молекулярные детали взаимодействий РНКП с нуклеиновыми кислотами на разных стадиях транскрипционного цикла остаются неизвестными, и созданные модели требуют экспериментальной проверки. Свойства РНКП термофильных бактерий изучены плохо. Известно, что эти РНКП неактивны при низких температурах, но предполагается, что при повышенной температуре они образуют транскрипционные комплексы, не отличающиеся по своим свойствам от комплексов РНКП мезофильных бактерий. В то же время, существуют данные, что даже РНКП разных мезофильных бактерий могут проявлять существенные различия в узнавании промоторов, сигналов пауз и терминации транскрипции и стабильности транскрипционных комплексов. Таким образом, для проверки структурно-функциональных моделей транскрипционных комплексов, созданных на основе трехмерных структур РНКП Т. aquaticus и Т. thermophilus, необходимо детальное исследование транскрипционных свойств этих РНКП.

Расшифровка трехмерной структуры РНКП открыла новые возможности в исследованиях конформационных перестроек фермента. Следует отметить, что изучение конформационной подвижности РНКП является весьма сложной задачей. Прежде всего, необходимо детектировать само наличие структурных перестроек и затем каким-либо образом зафиксировать разные структурные состояния фермента. Последующий анализ разных вариантов структуры может быть использован для выявления подвижных доменов и альтернативных конформаций РНКП. Недавно было предположено, что некоторые из известных ингибиторов РНКП могут действовать через замораживание конформационной подвижности фермента. Вероятно, что различные лиганды к РНКП могут фиксировать разные структурные состояния фермента. С этой точки зрения РНКП термофильных бактерий является весьма перспективной мишенью для получения новых лигандов, которые могут использоваться для анализа молекулярных механизмов транскрипции и изучения конформационной подвижности РНКП.

Цель работы и задачи исследования

Целью работы являлось изучение взаимодействий РНКП с ДНК на разных стадиях транкрипционного цикла (анализ механизмов узнавания промоторов, сравнение ДНК-белковых контактов в промоторном и элонгационном комплексах) и получение новых лигандов к кор-ферменту РНКП.

В работе ставились следующие задачи:

1. Проанализировать конформационные перестройки а-субъединицы, происходящие при взаимодействии с кор-ферментом. Исследовать сиквенс-специфические контакты о субъединицы с промоторными последовательностями ДНК.

2. Охарактеризовать функционально-важные участки кор-фермента, взаимодействующие с ДНК в элонгационном комплексе.

3. Сравнить свойства промоторных и элонгационных комплексов, образованных РНКП мезофильных и термофильных бактерий. Изучить роль кор-фермента и а-субъединицы в определении свойств промоторных комплексов и в инициации транскрипции.

4. Осуществить поиск специфических последовательностей оцДНК (аптамеров), узнаваемых кор-ферментом РНКП. Проанализировать взаимодействия кор-фермента с аптамерами и исследовать возможность использования этих лигандов в структурно-функциональных исследованиях транскрипции.

Для изучения взаимодействий РНКП с нуклеиновыми кислотами на разных стадиях транскрипции была поставлена задача исследовать комплексы фермента с олигонуклеотидами, имитирующими ДНК и РНК в естественных промоторных и элонгационных комплексах. В качестве модели для исследования взаимодействий РНКП с промоторами был выбран комплекс холофермента с однонитевыми олигонуклеотидами, гомологичными промоторным последовательностям. При изучении характеристик элонгационного комплекса использовался комплекс кор-фермента с синтетическими конструкциями из коротких РНК и ДНК-олигонуклеотидов, соответствующих ДНК-матрице и РНК-продукту на стадии элонгации.

Научная новизна и практическая ценность работы

В работе продемонстрировано, что изолированная Р'-субъединица способна индуцировать конформационные перестройки а-субъединицы, приводящие к демаскированию ДНК-связывающих сайтов белка. Эти данные являются первым указанием на то, что отдельные субъединицы РНКП могут обладать некоторыми функциями целого фермента.

На основании анализа структурной модели элонгационного комплекса выявлен участок кор-фермента РНКП, контактирующий с передним дуплексом ДНК в транскрипционных комплексах. Показано, что этот район РНКП важен для поддержания стабильности промоторного и элонгационного комплексов.

Проведено сравнительное исследование свойств РНКП мезофильных бактерий Е. coli и Д. radiodurans и термофильной бактерии Т. aquaticus", РНКП Д. radiodurans выделена и охарактеризована впервые. Показано, что РНКП Д radiodurans и Т. aquaticus отличаются от РНКП Е. coli по многим характеристикам. Эти РНКП неспособны открывать промоторы при низких температурах и образуют нестабильные промоторные комплексы при оптимальной температуре. Данные особенности промоторных комплексов определяются как а-субъединицами, так и кор-ферментами РНКП Д. radiodurans и Т. aquaticus и не связаны с температурной адаптацией клеток. Выявлены участки а-субъединицы, определяющие различные свойства промоторных комплексов (температуру открывания промоторов, стабильность) и ответственные за взаимодействие с кор-ферментом. Показано, что кор-фермент РНКП Т. aquaticus обладает заметно сниженной скоростью элонгации транскрипции при низких температурах, что, вероятно, связано с температурной адаптацией Т. aquaticus.

Впервые получены и охарактеризованы высокоаффинные и специфичные аптамеры к кор-РНКП Е. coli и Т. aquaticus. Показано, что аптамеры связываются в различных участках РНКП и являются эффективными ингибиторами фермента. При помощи сайт-направленного отбора получены аптамеры к сайту связывания антибиотика рифампицина. С использованием аптамеров показано, что сг-субъединица и фактор элонгации GreB вызывают конформационные изменения кор-РНКП. Аптамеры предполагается использовать в дальнейших структурно-функциональных исследованиях РНКП.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Кульбачинский, Андрей Владимирович

выводы

1. Конформационные перестройки а-субъединицы, в результате которых экспонируются ее ДНК-узнающие сайты, индуцируются Р'-субъединицей РНКП.

2. Район 202-222 Р'-субъединицы РНКП Е. coli контактирует с дцДНК спереди по ходу транскрипции в промоторном и элонгационном комплексах и важен для поддержания их стабильности.

3. РНКП Т. aquaticus и D. radiodurans неспособны открывать промоторы при пониженной температуре. Это свойство РНКП определяется в основном а-субъединицей. РНКП Т. aquaticus и D. radiodurans образуют нестабильные промоторные комплексы при оптимальной температуре. Это свойство РНКП определяется и кор-ферментом и, в меньшей степени, а-субъединицей. Перечисленные характеристики РНКП не связаны с температурной адаптацией клеток.

4. Кор-фермент РНКП Т. aquaticus обладает при низких температурах резко сниженной скоростью синтеза РНК по сравнению с РНКП Е. coli и D. radiodurans. Это свойство РНКП, вероятно, объясняется температурной адаптацией Т. aquaticus.

5. Выявлено несколько функционально-важных участков а-субъединицы. Установлено, что N-концевые последовательности а важны для стабилизации открытых промоторных комплексов, а консервативные районы 1 и 2 определяют температуру плавления промоторов. Показано, что во взаимодействии с кор-ферментом участвуют консервативные районы 1, 3 и 4 а-субъединицы.

6. В отличие от кор-фермента РНКП, холофермент не способен взаимодействовать с синтетической конструкцией из олигонуклеотидов, имитирующих РНК и ДНК в элонгационном комплексе. Таким образом, связывание с кор-ферментом а-субъединицы и РНК в элонгационном комплексе является взаимоисключающим.

7. Получены и охарактеризованы высокоспецифичные оцДНК-аптамеры к кор-РНКП Е. coli и Т. aquaticus. При помощи направленного отбора получены аптамеры к рифампицин-связывающему сайту РНКП. Аптамеры взаимодействуют с РНКП с очень высокой аффинностью и являются эффективными ингибиторами фермента.

8. Аптамеры реагируют на конформационные перестройки РНКП, индуцируемые связыванием а-субъединицы и фактора GreB, и могут быть использованы для анализа конформационной подвижности фермента.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ

ДИССЕРТАЦИИ

Кульбачинский А.В, Ершова Г.В, Коржева Н.В, Бродолин K.J1, Никифоров В.Г. 2002. Мутации в Р'-субъединице РНК-полимеразы Escherichia coli, влияющие на взаимодействие с передним дуплексом ДНК в элонгационном комплексе. Генетика 38: 1207-1211.

Kulbachinskiy A, Mustaev A, Goldfarb A, Nikiforov V. 1999. Interaction with free beta' subunit unmasks DNA-binding domain of RNA polymerase sigma subunit. FEBS Lett, 454: 71-74.

Ивановская М.Г, Анцыпович С.И, Рудакова Е.А, Кульбачинский А.В. 2002. Взаимодействие РНК-полимеразы Е. coli с олигонуклеотидами - фрагментами промотора /acUV5. Ill Съезд биохимического общества, 26 июня - 1 июля, С.-Петербург. Тезисы научных докладов, стр. 492.

Korzheva N, Mustaev A, Kuznedelov К, Severinov К, Kulbachinskiy A, Kozlov М, Malhotra A, Nikiforov V, Goldfarb A, Darst S. 2000. DNA and RNA-protein contacts in transcription elongation complex. 17th Annual meeting of the French Biophysical Society «Nucleic acid recognition by enzymes. The case of DNA-dependent polymerases», 13-16 September, Nouan-le-Fuzelier, France.

Brodolin K.L, Zaychikov E, Denissova L, Heumann H, Kulbachinsky A, Nikiforov V. 2000. Contacts of RNA polymerase with transcription bubble in open promoter complex. 17th annual meeting of the French Biophysical Society «Nucleic acid recognition by enzymes. The case of DNA-dependent polymerases», 13-16 September, Nouan-le-Fuzelier, France.

Кульбачинский А.В, Бродолин K.JI, Никифоров В.Г. 2000. Комплексы РНК-полимеразы с короткими олигонуклеотидами: аналогия с открытым промоторным комплексом. Школа-конференция "Горизонты физико-химической биологии", 28 мая - 2 июня, Пущино. Тезисы стендовых сообщений, стр. 247-248.

БЛАГОДАРНОСТИ

Автор искренне благодарит В. Г. Никифорова за организацию данной работы, руководство, ценные советы и критические замечания в процессе ее выполнения, А. Гольдфарба за создание условий для работы, И. А. Басс за огромную помощь в проведении экспериментов и редактирование текста диссертации. Автор благодарит А. Феклистова и Е. С. Богданову за советы по оформлению диссертации и редактирование текста. Автор выражает искреннюю благодарность Е. С. Богдановой, С. Борухову, К. Бродолину, Г. Ершовой, Н. Коржевой, А. Мустаеву, В. Эпштейну и С. Шраму за полезные советы и большую помощь в экспериментальной работе. Автор очень признателен К. Северинову, JI. Минахину, К. Кузнеделову, С. Борухову и Е. Волковой за предоставление плазмид и препаратов белков. Автор особенно благодарен Ж. М. Горленко, А. Феклистову, А. Лебедеву, С. и Л. Минахиным, А. Аравину, Н. Наумовой, А. Ревякину и всем сотрудникам ЛМГМ и ОМГЖ ИМГ РАН за постоянное внимание, доброе отношение и огромную моральную подержку в процессе выполнения этой работы.

Заключение

В нашей работе были получены оцДНК-аптамеры к двум различным кор-РНКП (Есо и Taq). Аптамеры связываются с кор-РНКП при повышеной ионной силе (до 0.5 М) с исключительно высоким сродством, образуя очень стабильные комплексы. Аптамеры взаимодействуют с кор-ферментом сиквенс-специфически и являются новым классом лигандов к РНКП. В одном из экспериментов по селекции аптамеров мы разработали процедуру отбора лигандов к Rif-связывающему сайту РНКП. Rif уже в течение весьма длительного времени применяется в качестве лекарства в антитуберкулезной терапии. Однако, описано большое число мутаций РНКП, делающих фермент устойчивым к Rif. Таким образом идентификация новых лигандов, которые могут воспроизводить эффект Rif, может иметь большое медицинское значение. Для поиска таких лигандов в каждом раунде

138 отбора производилась процедура контр-селекции: отбирались последовательности, которые связываются со свободной РНКП, но не взаимодействуют с РНКП в комплексе с Rif. Данная методика позволила нам найти несколько аптамеров, которые связываются с высокой аффинностью с тем же сайтом РНКП, что и антибиотик. Более того, мутация устойчивости к Rif (S531F) не оказывает заметного влияния на узнавание аптамеров. Аналогичная процедура сайт-направленного отбора может быть использована для поиска аптамеров к антибиотик-связывающим сайтам различных белков.

Было показано, что все аптамеры взаимодействуют с перекрывающимися эпитопами внутри главного канала РНКП, то есть, в тех же районах, что и нуклеиновые кислоты в элонгационном комплексе. Для более точной локализации мест связывания аптамеров на поверхности РНКП было исследовано их взаимодействие с несколькими мугационно измененными вариантами РНКП. Было показано, что различные аптамеры "чувствуют" разные мутации в задней и передней частях главного канала фермента, и, таким образом, взаимодействуют с разными доменами РНКП. Преимущественный отбор аптамеров к природным сайтам связывания нуклеиновых килот белка-мишени не является необычным (см. Обзор литературы). В случае РНКП данный феномен может объясняться крайне асимметричным распределением заряда по поверхности фермента (Darst, 2001): большая часть молекулы РНКП несет отрицательный заряд, в то время как поверхность главного канала фермента заряжена положительно.

До настоящего времени считалось, что кор-фермент взаимодействует с нуклеиновыми кислотами в основном сиквенс-неспецифически (кор-фермент в процессе элонгации способен опознавать сигналы пауз и терминации транскрипции, однако, пока не удалось однозначно выяснить, происходит ли при этом специфичное узнавание последовательностей ДНК и РНК). Идентификация большого числа последовательностей, которые специфически узнаются кор-ферментом, позволяет предположить, что кор-фермент может также опознавать некоторые специфические последовательности in vivo. Нельзя исключить, что некоторые из последовательностей аптамеров могут являться сигналами пауз транскрипции. Для исследования этого вопроса планируется проведение новых экспериментов с использованием фрагментов дцДНК, содержащих промотор и последовательности аптамеров.

В данной работе было проведено сравнение свойств комплексов РНКП с аптамерами со свойствами комплекса РНКП с МК (который является моделью элонгационного комплекса). Стоит отметить, что аптамеры обладают большей аффинностью к РНКП, чем МК. Несмотря на то, что лиганды обоих типов (аптамеры и МК) связываются с РНКП внутри главного канала, между образующимися комплексами существует ряд принципиальных отличий, которые перечислены ниже.

1. МК связывается с кор РНКП сиквенс-неспецифически, то есть, МК с разной последовательностью ДНК и РНК взаимодействуют с РНКП с одинаковой аффинностью. В противоположность этому, в комплексах РНКП с аптамерами кор-фермент взаимодействует с ДНК сиквенс-специфически и даже минимальные изменения последовательности аптамеров приводят к полному исчезновению связывания лигандов.

2. МК взаимодействует с РНКП видо-неспецифично, то есть, он узнается с одинаковой эффективностью РНКП из разных организмов. Напротив, аптамеры высокоспецифичны к своим РНКП-мишеням и не взаимодействуют с другими РНКП.

3. МК связывается с РНКП с образованием функционально-компетентного комплекса и является субстратом для полимеризации РНК. Аптамеры конкурируют с МК за связывание и ингибируют активность РНКП.

Было обнаружено, что аптамеры реагируют на связывание с кор-ферментом других известных лигандов к РНКП. Rif, а-субъединица и фактор GreB подавляют взаимодействие аптамеров с кор-ферментом (либо по механизму прямой конкуренции, либо за счет аллостерических эффектов). Для всех трех факторов были измерены кажущиеся константы ингибирования. Полученные значения, вероятно, соответствуют значениям Кд для взаимодействия этих лигандов с кор-ферментом. Таким образом, аптамеры могут быть использованы для исследования свойств самых разнообразных лигандов к кор-РНКП.

Результаты, представленные данной работе, показывают, что аптамеры могут быть перспективными лигандами для структурно-функциональных исследований РНКП. Во-первых, аптамеры связываются в естественных сайтах связывания нуклеиновых кислот. Во-вторых, связывание происходит с высокой специфичностью, и комплексы РНКП с аптамерами обладают уникальной структурой. В третьих, аптамеры способны отличать и, возможно, фиксировать различные конформационные состояния кор-фермента. Мы показали, что два хорошо изученных белковых фактора, взаимодействующих с кор-ферментом, а-субъединица и GreB, воздействуют на связывание аптамеров по аллостерическому механизму. В настоящее время планируется работа по получению кокристаллов аптамеров с кор-ферментом РНКП Taq и расшифровке структуры комплексов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Кульбачинский, Андрей Владимирович, 2002 год

1. Копылов A.M., Спиридонова В.А. 2000. Комбинаторная химия нуклеиновых кислот: SELEX. Мол. Биология 34: 1097-1113.

2. Никифоров В.Г. 1987. РНК-полимераза бактерий: сравнительные исследования. Успехи микробиологии 21: 105-151.

3. Савинкова JI.K., Кнорре B.JI, Салганик Р.И. 1983. Избирательное связывание определенных нуклеотидных последовательностей промоторов генов Escherichia coli и фага Т7 с соответствующими РНК-полимеразами. Докл. АН СССР 270: 1501-1504.

4. Allen P., Worland S., Gold L. 1995. Isolation of high-affinity RNA ligands to HIV-1 integrase from a random pool. Virology 209: 327-336.

5. Altmann C.R., Solow-Cordero D.E., Chamberlin M.J. 1994. RNA cleavage and chain elongation by Escherichia coli DNA-dependent RNA polymerase in a binary enzyme.RNA complex. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91: 3784-3788.

6. Andera L., Mikulik K., Branny P., Puscheva M.A. 1991. DNA-dependent RNA polymerase from an extremely thermophilic hydrogen-oxidizing bacterium Calderobacterium hydrogenophilum. Biochem. Biophys. Res. Commun. 175: 949-954.

7. Andreola M.L., Pileur F., Calmels C., Ventura M., Tarrago-Litvak L., Toulme J.J., Litvak S. 2001. DNA aptamers selected against the HIV-1 RNase H display in vitro antiviral activity. Biochemistry 40: 10087-10094.

8. Aniskovitch L.P., Winkler H.H. 1995. Instability of Rickettsia prowazekii RNA polymerase -promoter complexes. J. Bacteriol. 177: 6301-6303.

9. Arthur T.M., Anthony L.C., Burgess R.R. 2000. Mutational analysis of beta '260-309, a sigma 70 binding site located on Escherichia coli core RNA polymerase. J. Biol. Chem. 275: 23113-2319.

10. Artsimovitch I., Svetlov V., Anthony L., Burgess R.R., Landick R. 2000. RNA polymerases from Bacillus subtilis and Escherichia coli differ in recognition of regulatory signals in vitro. J. Bacterid. 182: 6027-6035.

11. Bardeesy N., Pelletier J. 1998. Overlapping RNA and DNA binding domains of the wtl tumor suppressor gene product. Nucleic Acids Res. 26:1784-1792.

12. Barker M.M., Gaal Т., Josaitis C.A., Gourse R.L. 2001a. Mechanism of regulation of transcription initiation by ppGpp. I. Effects of ppGpp on transcription initiation in vivo and in vitro. J. Mol. Biol. 305: 673-688.

13. Barker M.M., Gaal Т., Gourse R.L. 2001b. Mechanism of regulation of transcription initiation by ppGpp. II. Models for positive control based on properties of RNAP mutants and competition for RNAP. J. Mol. Biol. 305: 689-702.

14. Bar-Nahum G., Nudler E. 2001. Isolation and characterization of sigma(70)-retaining transcription elongation complexes from Escherichia coli. Cell 106: 443-451.

15. Barne K.A., Bown J.A., Busby S.J., Minchin S.D. 1997. Region 2.5 of the Escherichia coli RNA polymerase sigma70 subunit is responsible for the recognition of the 'extended-10' motif at promoters. EMBO J. 16: 4034-4040.

16. Bartlett M.S., Gaal Т., Ross W., Gourse R.L. 1998. RNA polymerase mutants that destabilize RNA polymerase-promoter complexes alter NTP-sensing by rrn PI promoters. J. Mol. Biol. 279: 331-345.

17. Bianchini M., Radrizzani M., Brocardo M.G., Reyes G.B., Gonzalez Solveyra C., Santa-Coloma T.A. 2001. Specific oligobodies against ERK-2 that recognize both the native and the denatured state of the protein. J. Immunol. Methods 252: 191-197.

18. Biroccio A., Hamm J., Incitti I., De Francesco R., Tomei L. 2002. Selection of RNA aptamers that are specific and high-affinity ligands of the hepatitis С virus RNA-dependent RNA polymerase. J. Virol. 76: 3688-3696.

19. Bhattacharyya S.N., Chatterjee S., Adhya S. 2002. Mitochondrial RNA import in Leishmania tropica: aptamers homologous to multiple tRNA domains that interact cooperatively or antagonistically at the inner membrane. Mol. Cell. Biol. 22: 4372-4382.

20. Blank M., Weinschenk Т., Priemer M., Schluesener H. 2001. Systematic evolution of a DNA aptamer binding to rat brain tumor microvessels. selective targeting of endothelial regulatory protein pigpen. J. Biol. Chem. 276: 16464-16468.

21. Bock L.C., Griffin L.C., Latham J.A., Vermaas E.H., Toole J.J. 1992. Selection of single-stranded DNA molecules that bind and inhibit human thrombin. Nature 355: 564-566.

22. Boiziau C., Dausse E., Yurchenko L., Toulme J.J. 1999. DNA aptamers selected against the HIV-1 trans-activation-responsive RNA element form RNA-DNA kissing complexes. J. Biol. Chem. 274: 12730-12737.

23. Borowiec J.A., Gralla J.D. 1987. All three elements of the lac ps promoter mediate its transcriptional response to DNA supercoiling. J. Mol. Biol. 195: 89-97.

24. Borukhov S., Goldfarb A. 1993. Recombinant E. coli RNA polymerase: purification of individual overexpressed subunits and in vitro assembly. Protein Expr. Purif. 4: 503-511.

25. Borukhov S, Sagitov V, Goldfarb A. 1993. Transcript cleavage factors from E. coli. Cell 72: 459-466.

26. Breaker R.R. 1997. DNA aptamers and DNA enzymes. Curr. Opin. Chem. Biol. 1: 26-31.

27. Bremer H., Yegian C., Konrad M. 1965. Inactivation of purified Escherichia coli RNA polymerase by transfer RNA. J. Mol. Biol. 16: 94-103.

28. Bridonneau P., Chang Y.F., Buvoli A.V., O'Connell D., Parma D. 1999. Site-directed selection of oligonucleotide antagonists by competitive elution. Antisense Nucleic Acid Drug. Dev. 9: 1-11.

29. Brodolin K.L., Studitsky V.M., Mirzabekov A.D. 1993. Conformational changes in E. coli RNA polymerase during promoter recognition. Nucleic Acids Res. 21: 5748-5753.

30. Brown D., Gold L. 1995. Template recognition by an RNA-dependent RNA polymerase: identification and characterization of two RNA binding sites on Q beta replicase. Biochemistry 34: 14765-14774.

31. Brown D., Brown J., Kang C., Gold L., Allen P. 1997. Single-stranded RNA recognition by the bacteriophage T4 translational repressor, regA. J. Biol. Chem. 272:14969-14974.

32. Bruno J.G., Kiel J.L. 1999. In vitro selection of DNA aptamers to anthrax spores with electrochemiluminescence detection. Biosens. Bioelectron. 14:457-464.

33. Buc H., McClure W.R. 1985. Kinetics of open complex formation between Escherichia coli RNA polymerase and the lac UV5 promoter. Evidence for a sequential mechanism involving three steps. Biochemistry 24: 2712-2723.

34. Buckle M., Pemberton I.K., Jacquet M.A., Buc H. 1999. The kinetics of sigma subunit directed promoter recognition by E. coli RNA polymerase. J. Mol. Biol. 285: 955-964.

35. Burgess R.R. 1969. A new method for the large scale purification of E.coli deoxyribonucleic acid-dependent ribonucleic acid polymerase. J. Biol. Chem. 244: 6160-6167.

36. Burgess R.R, Jendrisak J.J. 1975. A procedure for the rapid, large-scall purification of Escherichia coli DNA-dependent RNA polymerase involving Polymin P precipitation and DNA-cellulose chromatography. Biochemistry 14: 4634-4638.

37. Burgess R.R, Arthur T.M, Pietz B.C. 1998. Interaction of Escherichia coli sigma 70 with core RNA polymerase. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 63: 277-287.

38. Burgstaller P, Kochoyan M, Famulok M. 1995. Structural probing and damage selection of citrulline- and arginine-specific RNA aptamers identify base positions required for binding. Nucleic Acids Res. 23:4769-4776.

39. Burke D.H, Scates L, Andrews K, Gold L. 1996. Bent pseudoknots and novel RNA inhibitors of type 1 human immunodeficiency virus (HIV-1) reverse transcriptase. J. Mol. Biol. 264: 650-666.

40. Burke D.H, Hoffman D.C, Brown A, Hansen M, Pardi A, Gold L. 1997. RNA aptamers to the peptidyl transferase inhibitor chloramphenicol. Chem. Biol. 4: 833-843.

41. Burke D.H, Gold L. 1997. RNA aptamers to the adenosine moiety of S-adenosyl methionine: Structural inferences from variations on a theme and the reproducibility of SELEX. Nucleic Acids Res. 25: 2020-2024.

42. Bums H, Minchin S. 1994. Thermal energy requirement for strand separation during transcription initiation: the effect of supercoiling and extended protein DNA contacts. Nucleic Acids Res. 22: 3840-3845.

43. Burns H.D, Belyaeva T.A, Busby S.J, Minchin S.D. 1996. Temperature-dependence of open-complex formation at two Escherichia coli promoters with extended -10 sequences. BiochemJ. 317: 305-311.

44. Burns H.D, Ishihama A, Minchin S.D. 1999. Open complex formation during transcription initiation at the Escherichia coli galPl promoter: the role of the RNA polymerase alpha subunit at promoters lacking an UP-element. Nucleic Acids Res. 27: 2051-2056.

45. Bushnell D.A, Cramer P, Kornberg R.D. 2002. Structural basis of transcription: alpha-amanitin-RNA polymerase II cocrystal at 2.8 A resolution. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99: 1218-1222.

46. Cacace MG, De Rosa M, Gambacorta A. 1976. DNA-dependent RNA polymerase from the thermophilic bacterium Caldariella acidophila. Purification and basic properties of the enzyme. Biochemistry. 1976 Apr 20; 15(8): 1692-6.

47. Callaci S, Heyduk T. 1998. Conformation and DNA binding properties of a single-stranded DNA binding region of sigma 70 subunit from Escherichia coli RNA polymerase are modulated by an interaction with the core enzyme. Biochemistry 37: 3312-3320.

48. Callaci S., Heyduk E., Heyduk T.J. 1998. Conformational changes of Escherichia coli RNA polymerase sigma70 factor induced by binding to the core enzyme. J. Biol. Chem. 273: 3299533001.

49. Campbell E.A., KorzhevaN., Mustaev A., Murakami K., Nair S., Goldfarb A., Darst S.A. 2001. Structural mechanism for rifampicin inhibition of bacterial RNA polymerase. Cell 104: 901-912.

50. Campbell E.A., Muzzin O., Chlenov M., Sun J.L., Olson C. A., Weinman O., Trester-Zedlitz M.L., Darst S.A. 2002. Structure of the Bacterial RNA Polymerase Promoter Specificity sigma Submit. Mol. Cell 9: 527-539.

51. Cerchia L., Hamm J., Libri D., Tavitian В., de Franciscis V. 2002. Nucleic acid aptamers in cancer medicine. FEBS Lett. 528: 12-16.

52. Chaloin L., Lehmann M.J., Sczakiel G., Restle T. 2002. Endogenous expression of a high-affinity pseudoknot RNA aptamer suppresses replication of HIV-1. Nucleic Acids Res. 30: 40014008.

53. Chamberlin M.J. 1976. In: RNA polymerase (Losick R. & Chamberlin M., Eds.) pp 159-191, Cold Srping Harbor Lab., Cold Srping Harbor, NY.

54. Chan C.L., Gross C.A. 2001. The anti-initial transcribed sequence, a portable sequence that impedes promoter escape, requires sigma70 for function. J. Biol. Chem. 276: 38201-38209.

55. Charlton J., Kirschenheuter G.P., Smith D. 1997. Highly potent irreversible inhibitors of neutrophil elastase generated by selection from a randomized DNA-valine phosphonate library. Biochemistry 36: 3018-3026.

56. Chen H., Gold L. 1994. Selection of high-affinity RNA ligands to reverse transcriptase: inhibition of cDNA synthesis and RNase H activity. Biochemistry 33: 8746-8756.

57. Chen H, McBroom D.G., Zhu Y.Q., Gold L., North T.W. 1996. Inhibitory RNA ligand to reverse transcriptase from feline immunodeficiency virus. Biochemistry 35: 6923-6930.

58. Cheng Y., Dylla S.M., Turnbough C.L., Jr. 2001. A long T-A tract in the upp initially transcribed region is required for regulation of upp expression by UTP-dependent reiterative transcription in Escherichia coli. J. Bacteriol. 183: 221-228.

59. Conrad R., Keranen L.M., Ellington A.D., Newton A.C. 1994. Isozyme-specific inhibition of protein kinase С by RNA aptamers. J. Biol. Chem 269: 32051-32054.

60. Convery M.A., Rowsell S., Stonehouse N.J., Ellington A.D., Hirao I., Murray J.B., Peabody D.S., Phillips S.E., Stockley P.G. 1998. Crystal structure of an RNA aptamer-protein complex at 2.8 A resolution. Nat. Struct. Biol. 5: 133-139.

61. Craig M.L., Suh W.C., Record M.T. 1995. HO" and DNase I probing of E sigma 70 RNA polymerase-lambda PR promoter open complexes: Mg2+ binding and its structural consequences at the transcription start site. Biochemistry 34: 15624-15632.

62. Cramer P., Bushnell D.A., Kornberg R.D. 2001. Structural basis of transcription: RNA polymerase II at 2.8 angstrom resolution. Science 292: 1863-1876.

63. Cramer P. 2002. Multisubunit RNA polymerases. Curr. Opin. Struct. Biol. 12: 89-97.

64. Dang C., Jayasena S.D. 1996. Oligonucleotide inhibitors of Taq DNA polymerase facilitate detection of low copy number targets by PCR. J. Mol. Biol. 264: 268-278.

65. Darst S.A. 2001. Bacterial RNA polymerase. Curr. Opin. Struct. Biol. 11: 155-162.

66. Darst S.A., Opalka N., Chacon P., Polyakov A., Richter C., Zhang G., Wriggers W. 2002. Conformational flexibility of bacterial RNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99: 4296-4301.

67. Date Т., Suzuki K., Imahori K. 1975. Purification and some properties of DNA-dependent RNA polymerase from an extreme thermophile, Thermus thermophilus HB8. J. Biochem. (Tokyo) 78: 845-858.

68. Daube S.S., von Hippel P.H. 1999. Interactions of Escherichia coli sigma(70) within the transcription elongation complex. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96: 8390-8395.

69. Delgado M.A., Rintoul M.R., Farias R.N., Salomon R.A. 2001. Escherichia coli RNA polymerase is the target of the cyclopeptide antibiotic microcin J25. J. Bacteriol. 183: 4543-45450.

70. Deora R., Misra Т.К. 1995. Purification and characterization of DNA dependent RNA polymerase from Staphylococcus aureus. Biochem. Biophys. Res. Commun. 208: 610-616.

71. Dickson R.R., Gaal Т., deBoer H.A., deHaseth P.L., Gourse R.L. 1989. Identification of promoter mutants defective in growth-rate-dependent regulation of rRNA transcription in Escherichia coli. J. Bacteriol. 171: 4862-4870.

72. Ding H.F., Winkler H.H. 1993. Characterization of the DNA-melting function of the Rickettsia prowazekii RNA polymerase. J. Biol. Chem. 268: 3897-3902.

73. Dobinson KF, Spiegelman GB. 1987. Effect of the delta subunit of Bacillus subtilis RNA polymerase on initiation of RNA synthesis at two bacteriophage phi 29 promoters. Biochemistry 26: 8206-8213.

74. Dombroski A.J., Walter W.A., Record M.T., Jr., Siegele D.A., Gross C.A. 1992. Polypeptides, containing higly conserved regions of transcription initiation factor a70 exhibit speficity of binding to promoter DNA. Cell 70: 501-512.

75. Dombroski A.J., Walter W.A., Gross C.A. 1993. Amino-terminal amino acids modulate sigma-factor DNA-binding activity. Genes Dev. 7: 2446-2455.

76. Donahue J.P., Turnbough C.L. Jr. 1990. Characterization of transcriptional initiation from promoters PI and P2 of the pyrBI operon of Escherichia coli K12. J. Biol. Chem. 265: 19091-19099.

77. Dong F., Allawi H.T., Anderson Т., Neri B.P., Lyamichev V.I. 2001. Secondary structure prediction and structure-specific sequence analysis of single-stranded DNA. Nucleic Acids Res. 29: 3248-3257.

78. Duzgunes N, Simoes S., Konopka K., Rossi J. J., Pedroso de Lima M.C. 2001. Delivery of novel macromolecular drugs against HIV-1. Expert. Opin. Biol. Ther.l: 949-970.

79. Eaton B.E., Pieken W.A. 1995. Ribonucleosides and RNA. Annu. Rev. Biochem. 64: 837-863.

80. Eaton B.E., Gold L., Zichi D.A. 1995. Let's get specific: the relationship between specificity and affinity. Chemistry and Biology 2: 633 638.

81. Eaton B.E. 1997. The joys of in vitro selection: chemically dressing oligonucleotides to satiate protein targets. Curr. Opin. Chem. Biol. 1: 10-16.

82. Ebright R.H. 2000. RNA polymerase: structural similarities between bacterial RNA polymerase and eukaryotic RNA polymerase II. J. Mol. Biol. 304: 687-698.

83. Ederth J., Artsimovitch I., Isaksson L.A., Landick R. 2002. The downstream DNA jaw of bacterial RNA polymerase facilitates both transcriptional initiation and pausing. J. Biol. Chem. 277: 37456-37463.

84. Ellinger T, Behnke D., Bujard H., Gralla J.D. 1994. Stalling of Escherichia coli RNA polymerase in the +6 to +12 region in vivo is associated with tight binding to consensus promoter elements. J. Mol. Biol. 239: 455-465.

85. Epshtein V., Mustaev A., Markovtsov V., Bereshchenko O, Nikiforov V., Goldfarb A. 2002. Swing-Gate Model of Nucleotide Entry into the RNA Polymerase Active Center. Mol. Cell 10: 623634.

86. Erie D. 2002. The many conformational states of RNA polymerase elongation complexes and their roles in the regulation of transcription. Biochim. Biophys. Acta 1577: 224-239.

87. Estrem, S.T., Gaal, Т., Ross, W., Gourse, R.L. 1998. Identification of an UP element consensus sequence for bacterial promoters. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 95: 9761-9766.

88. Fabry M., Sumegi J., Venetianer P. 1976. Purification and properties of the RNA polymerase of an extremely thermophilic bacterium: Thermus aquaticus T2. Biochim. Biophys. Acta 435: 228-235.

89. Farrow M.A., Schimmel P. 2001. Editing by a tRNA synthetase: DNA aptamer-induced translocation and hydrolysis of a misactivated amino acid. Biochemistry 40: 4478-4483.

90. Fedoriw A. M., Liu H., Anderson V. E., deHaseth P. L. 1998. Equilibrium and kinetic parameters of the sequence-specific interaction of Escherichia coli RNA polymerase with nontemplate strand oligodeoxyribonucleotides. Biochemistry 37: 11971-11979.

91. Fenton M.S., Lee S.J., Gralla J.D. 2000. Escherichia coli promoter opening and -10 recognition: mutational analysis of sigma70. EMBO J. 19: 1130-1137.

92. Figueroa-Bossi N., Guerin M., Rahmouni R., Leng M., Bossi L. 1998. The supercoiling sensitivity of a bacterial tRNA promoter parallels its responsiveness to stringent control. EMBO J. 17:2359-2367.

93. Fisher T.S, Joshi P., Prasad V.R. 2002. Mutations that confer resistance to template-analog inhibitors of human immunodeficiency virus (HIV) type 1 reverse transcriptase lead to severe defects in HIV replication. J. Virol. 76: 4068-4072.

94. Gaal T, Bartlett M.S., Ross W, Turnbough C.L. Jr., Gourse R.L. 1997. Transcription regulation by initiating NTP concentration: rRNA synthesis in bacteria. Science 278: 2092-2097.

95. Gao С., Mao S., Lo C.H., Wirsching P., Lerner R.A., Janda K.D. 1999. Making artificial antibodies: a format for phage display of combinatorial heterodimeric arrays. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96: 6025-6030.

96. Geiger A., Burgstaller P., von der Eltz H., Roeder A., Famulok M. 1996. RNA aptamers that bind L-arginine with sub-micromolar dissociation constants and high enantioselectivity. Nucleic Acids Res. 24: 1029-1036.

97. Giladi H., Koby S., Gottesman M.E., Oppenheim A.B. 1992. Supercoiling, integration host factor, and a dual promoter system, participate in the control of the bacteriophage lambda pL promoter. J. Mol. Biol. 224: 937-948.

98. Giver L., Bartel D., Zapp M., Pawul A., Green M., Ellington A.D. 1993. Selective optimization of the Rev-binding element of HIV-1. Nucleic Acids Res. 21: 5509-5516.

99. Gnatt A.L., Cramer P., Fu J., Bushnell D.A., Kornberg R.D. 2001. Structural basis of transcription: an RNA polymerase II elongation complex at 3.3 A resolution. Science 292: 18761882.

100. Gnatt A. 2002. Elongation by RNA polymerase II: structure-function relationship. Biochim. Biophys. Acta 1577: 175-190.

101. Gold L. 1995. Oligonucleotides as research, diagnostic, and therapeutic agents. J. Biol. Chem. 270: 13581-13584.

102. Gold L, Polisky B, Uhlenbeck O, Yarns M. 1995. Diversity of oligonucleotide functions. Annu. Rev. Biochem. 64: 763-797.

103. Gourse R.L. 1988. Visualization and quantitative analysis of complex formation between E. coli RNA polymerase and an rRNA promoter in vitro. Nucleic Acids Res. 16: 9789-9809.

104. Gourse R.L, Gaal T, Aiyar S.E, Barker M.M, Estrem S.T, Hirvonen C.A, Ross W. 1998. Strength and regulation without transcription factors: lessons from bacterial rRNA promoters. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 63: 131-139.

105. Gribskov M, Burgess R.R. 1983. Overexpression and purification of the sigma subunit of Escherichia coli RNA polymerase. Gene 26: 109-118.

106. Gross C.A, Chan C, Dombroski A, Gruber T, Sharp M, Tupy J, Young B. 1998. The functional and regulatory roles of sigma factors in transcription. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 63: 141-155.

107. Guo Y, Gralla J.D. 1998. Promoter opening via a DNA fork junction binding activity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 95: 11655-11660.

108. Hale S.P, Schimmel P. 1996. Protein synthesis editing by a DNA aptamer. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93:2755-2758.

109. Hamm J, Huber J, Luhrmann R. 1997. Anti-idiotype RNA selected with an anti-nuclear export signal antibody is actively transported in oocytes and inhibits Rev- and cap-dependent RNA export. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94: 12839-12844.

110. Hamm J, Fornerod M. 2000. Anti-idiotype RNAs that mimic the leucine-rich nuclear export signal and specifically bind to CRMl/exportin 1. Chem. Biol. 7: 345-354.

111. Hamm J, Alessi D.R, Biondi R.M. 2002. Bi-functional, substrate mimicking RNA inhibits MSK1-mediated CREB phosphorylation and reveals Magnesium-ion dependent conformational changes of the kinase. J. Biol. Chem. In press.

112. Handschin J.C, Wehrli W. 1976. On the kinetics of the rifampicin-RNA-polymerase complex. Differences between crude and purified enzyme fractions. Eur. J. Biochem. 66: 309-317.

113. Harley C.B, Reynolds R.P. 1987. Analysis of E. coli promoter sequences. Nucleic Acids Res. 15:2343-2361.

114. Harley СБ., Lawrie J., Boyer H.W., Hedgpeth J. 1990. Reiterative copying by E.coli RNA polymerase during transcription initiation of mutant pBR322 tet promoters. Nucleic Acids Res. 18: 547-552.

115. Heinrichs V., Baker B.S. 1995. The Drosophila SR protein RBP1 contributes to the regulation of doublesex alternative splicing by recognizing RBP1 RNA target sequences. EMBO J. 14: 3987-4000.

116. Helmann J.D. 1995. Compilation and analysis of Bacillus subtilis sigma A-dependent promoter sequences: evidence for extended contact between RNA polymerase and upstream promoter DNA. Nucleic Acids Res. 23: 2351-2360.

117. Henkin T.M., Sonenshein A.L. 1987. Mutations of the Escherichia coli IacUV5 promoter resulting in increased expression in Bacillus subtilis. Mol. Gen. Genet. 209: 467-474.

118. Hermann Т., Patel D.J. 2000. Adaptive recognition by nucleic acid aptamers. Science 287: 820-825.

119. Hesselberth J.R., Miller D., Robertus J., Ellington A.D. 2000. In vitro selection of RNA molecules that inhibit the activity of ricin A-chain. J. Biol. Chem. 275: 4937-4942.

120. Heyduk E., Heyduk T.J. 1999. Architecture of a complex between the sigma70 submit of escherichia coli RNA polymerase and the nontemplate strand oligonucleotide. Luminescence resonance energy transfer study. J. Biol. Chem. 274: 3315-3322.

121. Hicke B.J., Marion C., Chang Y.F., Gould Т., Lynott C.K., Parma D., Schmidt P.G., Warren S. 2001. Tenascin-C aptamers are generated using tumor cells and purified protein. J. Biol. Chem. 276: 48644-48654.

122. Hirao I., Madin K., Endo Y., Yokoyama S., Ellington A.D. 2000. RNA aptamers that bind to and inhibit the ribosome-inactivating protein, pepocin. J. Biol. Chem. 275: 4943-4948.

123. Hofer В., Muller D., Koster H. 1985. The pathway of E. coli RNA polymerase-promoter complex formation as visualized by footprinting. Nucleic Acids Res. 13: 5995-6013.

124. Homann ML, Goringer H.U. 1999. Combinatorial selection of high affinity RNA ligands to live African trypanosomes. Nucleic Acids Res. 27: 2006-2014.

125. Hornung V., Hofmann H.P., Sprinzl M. 1998. In vitro selected RNA molecules that bind to elongation factor Tu. Biochemistry 37: 7260-7267.

126. Hsu L.M. 2002a. Open season on RNA polymerase. Nat. Struct. Biol. 9: 502-504.

127. Hsu L. 2002b. Promoter clearance and escape in prokaryotes. Biochim. Biophys. Acta 1577: 191-207.

128. Huang X., Lopez de Saro F.J., Helmann J.D. 1997. Sigma factor mutations affecting the sequence-selective interaction of RNA polymerase with -10 region single-stranded DNA. Nucleic Acids Res. 25, 2603-2609.

129. Irvine D., Tuerk C., Gold L. 1991. SELEXION. Systematic evolution of ligands by exponential enrichment with integrated optimization by non-linear analysis. J. Mol. Biol. 222: 739761.

130. Jacques J.P., Susskind M.M. 1990. Pseudo-templated transcription by Escherichia coli RNA polymerase at a mutant promoter. Genes Dev. 4: 1801-1810.

131. Jaeger J., Restle Т., Steitz T.A. 1998. The structure of HIV-1 reverse transcriptase complexed with an RNA pseudoknot inhibitor. EMBO J. 17:4535-4542.

132. Jayasena S.D. 1999. Aptamers: an emerging class of molecules that rival antibodies in diagnostics. Clin. Chem. 45: 1628-1650.

133. Jenison R.D., Gill S.C., Pardi A., Polisky B. 1994. High-resolution molecular discrimination by RNA. Science 263: 1425-1429.

134. Jensen K.B., Green L., MacDougal-Waugh S., Tuerk C. 1994. Characterization of an in vitro-selected RNA ligand to the HIV-1 Rev protein. J. Mol. Biol. 235: 237-247.

135. Jensen K.B., Atkinson B.L., Willis M.C., Koch Т.Н., Gold L. 1995. Using in vitro selection to direct the covalent attachment of human immunodeficiency virus type 1 Rev protein to high-affinity RNA ligands. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 92: 12220-12224.

136. Jing N., Rando R.F., Pommier Y., Hogan M.E. 1997. Ion selective folding of loop domains in a potent anti-HIV oligonucleotide. Biochemistry 36: 12498-12505.

137. Josaitis C.A., Gaal Т., Gourse R.L. 1995. Stringent control and growth-rate-dependent control have nonidentical promoter sequence requirements. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 92: 11171121.

138. Juang Y.L., Helmann J.D. 1994. A promoter melting region in the primary sigma factor of Bacillus subtilis. Identification of functionally important aromatic amino acids. J. Mol. Biol. 235: 1470-1488.

139. Kammerer W., Deuschle U., Gentz R., Bujard H. 1986. Functional dissection of Escherichia coli promoters: information in the transcribed region is involved in late steps of the overall process. EMBO J. 5: 2995-3000.

140. Klug A. 2001. Structural biology. A marvellous machine for making messages. Science 292: 1844-1846.

141. Korzheva N., Mustaev A., Nudler E., Nikiforov V., Goldfarb A. 1998. Mechanistic model of the elongation complex of Escherichia coli RNA polymerase. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 63: 337-345.

142. Korzheva N., Mustaev A., Kozlov M., Malhotra A., Nikiforov V., Goldfarb A., Darst S.A. 2000. A structural model of transcription elongation. Science 289: 619-625.

143. Korzheva N., Mustaev A. 2001. Transcription elongation complex: structure and function. Curr. Opin. Microbiol. 4: 119-125.

144. Kovacic R.T. 1987. The 0 degree С closed complexes between Escherichia coli RNA polymerase and two promoters, T7-A3 and lacUV5. J. Biol. Chem. 262: 13654-13661.

145. Koulich D., Orlova M., Malhotra A., Sali A, Darst S.A., Borukhov S. 1997. Domain organization of Escherichia coli transcript cleavage factors GreA and GreB. J. Biol. Chem. 272: 7201-7210.

146. Kubik M.F., Stephens A.W., Schneider D., Marlar R.A., Tasset D. 1994. High-affinity RNA ligands to human alpha-thrombin. Nucleic Acids Res. 22: 2619-2626.

147. Kubori Т., Shimamoto N. 1996. A branched pathway in the early stage of transcription by Escherichia coli RNA polymerase. J. Mol. Biol. 256: 449-457.

148. Kumar P.K., Machida K., Urvil P.T., Kakiuchi N., Vishnuvardhan D., Shimotohno K., Taira K., Nishikawa S. 1997. Isolation of RNA aptamers specific to the NS3 protein of hepatitis С virus from a pool of completely random RNA. Virology 237: 270-282.

149. Kusser W. 2000. Chemically modified nucleic acid aptamers for in vitro selections: evolving evolution. J. Biotechnol. 74: 27-38.

150. Kuznedelov K., Minakhin L., Severinov K. 2003. Structure-based analysis of transcription using recombinant Thermus aquaticus RNA polymerase. Methods Enzymol. In press.

151. Laemmli, U. K. 1970. Cleavage of structural proteins during the assembling of the head of bacteriophage T4. Nature, 227: 680-685.

152. Landick R. 2001. RNA polymerase clamps down. Cell 105: 567-570.

153. Lauhon C.T., Szostak J.W. 1995. RNA aptamers that bind flavin and nicotinamide redox cofactors. J. Am. Chem. Soc. 117: 1246-1257.

154. Lin Y., Padmapriya A., Morden K.M., Jayasena S.D. 1995. Peptide conjugation to an in vitro-selected DNA ligand improves enzyme inhibition. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92: 1104411048.

155. Liu C., Heath L.S., Turnbough C.L. Jr. 1994. Regulation of pyrBI operon expression in Escherichia coli by UTP-sensitive reiterative RNA synthesis during transcriptional initiation. Genes Dev. 8: 2904-2912.

156. Macaya R.F., Schultze P., Smith F.W., Roe J.A., Feigon J. 1993. Thrombin-binding DNA aptamer forms a unimolecular quadruplex structure in solution. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90: 37453749.

157. Maeda H., Fujita N., Ishihama A. 2000. Competition among seven Escherichia coli sigma subunits: relative binding affinities to the core RNA polymerase. Nucleic Acids Res. 28: 3497-3503.

158. Markovtsov V., Mustaev A., Goldfarb A. 1996. Protein-RNA interactions in the active center of transcription elongation complex. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93: 3221-3226.

159. Marr M.T., Roberts J.W. 1997. Promoter recognition as measured by binding of polymerase to nontemplate strand oligonucleotide. Science 276: 1258-1260.

160. Martin E., Sagitov V., Burova E., Nikiforov V., Goldfarb A. 1992. Genetic dissection of the transcription cycle. A mutant RNA polymerase that cannot hold onto a promoter. J. Biol. Chem. 267: 20175-20180.

161. McClure W.R. 1985. Mechanizm and control of transcription initiation in prokariotes. Ann. Rev. Biochem. 54: 171-204.

162. McKane M., Gussin G.N. 2000. Changes in the 17 bp spacer in the P(R) promoter of bacteriophage lambda affect steps in open complex formation that precede DNA strand separation. J. Mol. Biol. 299: 337-349.

163. McKane M., Malone C., Gussin G.N. 2001. Mutations at position -10 in the lambda PR promoter primarily affect conversion of the initial closed complex (RPc) to a stable, closed intermediate (RPi). Biochemistry 40: 2023-2031.

164. Minakhin L., Nechaev S., Campbell E. A., Severinov K. 2001. Recombinant Thermus aquaticus RNA polymerase, a new tool for structure-based analysis of transcription. J. Bacteriol. 183: 71-76.

165. Mizushima-Sugano J., Kaziro Y. 1985. Regulation of the expression of the tufB operon: DNA sequences directly involved in the stringent control. EMBO J. 4: 1053-1058.

166. Morris K.N., Jensen K.B., Julin C.M., Weil M., Gold L. 1998. High affinity ligands from in vitro selection: complex targets. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 95: 2902-2907.

167. Murakami K.S., Masuda S., Darst S.A. 2002a. Structural basis of transcription initiation: RNA polymerase holoenzyme at 4 A resolution. Science 296: 1280-1284.

168. Murakami K.S., Masuda S., Campbell E.A., Muzzin O., Darst S.A. 2002b. Structural Basis of Transcription Initiation: An RNA Polymerase Holoenzyme-DNA Complex. Science 296: 12851290.

169. Naryshkin N., Revyakin A., Kim Y., Mekler V., Ebright R.H. 2000. Structural organization of the RNA polymerase-promoter open complex. Cell 101: 601-611.

170. Nechaev S, Chlenov M, Severinov K. 2000. Dissection of two hallmarks of the open promoter complex by mutation in an RNA polymerase core subunit. J. Biol. Chem. 275: 2551625522.

171. Neely L.S, Lee B.M, Xu J, Wright P.E, Gottesfeld J.M. 1999. Identification of a minimal domain of 5 S ribosomal RNA sufficient for high affinity interactions with the RNA-specific zinc fingers of transcription factor IIIA. J. Mol. Biol. 291: 549-560.

172. Nickels B.E, Roberts C.W, Sun H, Roberts J.W, Hochschild A. 2002. The sigma 70 subunit of RNA polymerase is contacted by the lambda Q antiterminator during early elongation. Mol. Cell 10:611-622.

173. Nikiforov V.G. 1970. Substrate dependent heterogeneity of initiation by RNA polymerase from thermophilic B. megaterium. FEBS Lett. 9: 186-188.

174. Nikiforov V.G. 1971. Hybrid RNA polymerases formed from core enzymes and sigma factors of E. coli and thermophilic B. megaterium. FEBS Letters 16: 74-76.

175. Nissen P, Kjeldgaard M, Nyborg J. 2000. Macromolecular mimicry. EMBO J. 19: 489-495.

176. Nissen P, Kjeldgaard M, Thirup S, Polekhina G, Reshetnikova L., Clark B.F., Nyborg J. 1995. Crystal structure of the ternary complex of Phe-tRNAPhe, EF-Tu, and a GTP analog. Science 270: 1464-14672.

177. Nudler E, Kashlev M, Nikiforov V, Goldfarb A. 1995. Coupling between transcription termination and RNA polymerase inchworming. Cell 81: 351-357.

178. Nudler E, Avetissova E, Markovtsov V, Goldfarb A. 1996. Transcription processivity: protein-DNA interactions holding together the elongation complex. Science 273: 211-217.

179. Nudler E, Mustaev A, Lukhtanov E, Goldfarb A. 1997. The RNA-DNA hybrid maintains the register of transcription by preventing backtracking of RNA polymerase. Cell 89: 33-41.

180. Ohlsen K.L, Gralla J.D. 1992. Interrelated effects of DNA supercoiling, ppGpp, and low salt on melting within the Escherichia coli ribosomal RNA rrnB PI promoter. Mol. Microbiol. 6: 22432251.

181. Padmanabhan K, Padmanabhan K.P, Ferrara J.D, Sadler J.E, Tulinsky A. 1993. The structure of alpha-thrombin inhibited by a 15-mer single-stranded DNA aptamer. J. Biol. Chem. 268: 17651-17654.

182. Pan W., Craven R.C, Qiu Q., Wilson C.B., Wills J.W., Golovine S., Wang J.F. 1995. Isolation of virus-neutralizing RNAs from a large pool of random sequences. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92:11509-11513.

183. Panaghie G., Aiyar S.E., Bobb K.L., Hayward R.S., de Haseth P.L. 2000. Aromatic amino acids in region 2.3 of Escherichia coli sigma 70 participate collectively in the formation of an RNA polymerase-promoter open complex. J. Mol. Biol. 299: 1217-1230.

184. Park C.S., Hillel Z., Wu C.W. 1980. DNA strand specificity in promoter recognition by RNA polymerase. Nucleic Acids Res. 8: 5895-5912.

185. Patel D.J., Suri A.K., Jiang F., Jiang L, Fan P., Kumar R.A., Nonin S. 1997. Structure, recognition and adaptive binding in RNA aptamer complexes. J. Mol. Biol. 272: 645-664.

186. Pemberton I.K., Muskhelishvili G., Travers A.A., Buckle M. 2000. The G+C-rich discriminator region of the tyrT promoter antagonises the formation of stable preinitiation complexes. J. Mol. Biol. 299: 859-864.

187. Petach H, Gold L. 2002. Dimensionality is the issue: use of photoaptamers in protein microarrays. Curr. Opin. Biotechnol. 13: 309-314.

188. Peterson E.T., Blank J., Sprinzl M., Uhlenbeck O.C. 1993. Selection for active E. coli tRNA(Phe) variants from a randomized library using two proteins. EMBO J. 12: 2959-2967.

189. Peterson E.T., Pan Т., Coleman J., Uhlenbeck O.C. 1994. In vitro selection of small RNAs that bind to Escherichia coli phenylalanyl-tRNA synthetase. J. Mol. Biol. 242: 186-192.

190. Pfeffer S.R., Stahl S.J., Chamberlin M.J. 1977. Binding of Escherichia coli RNA polymerase to T7 DNA. Displacement of holoenzyme from promoter complexes by heparin. J. Biol. Chem. 252: 5403-5407.

191. Polyakov A., Severinova E., Darst S. 1995. Three-dimentional structure of E.coli core RNA polymerase: promoter binding and elongation conformations of the enzyme. Cell 83: 365-373.

192. Potrykus K., Wegrzyn G., Hernandez V.J. 2002. Multiple mechanisms of transcription inhibition by ppGpp at the Lambda PR promoter. J. Biol. Chem. In press.

193. Proske D., Gilch S., Wopfner F., Schatzl H.M., Winnacker E.L., Famulok M. 2002. Prion-Protein-Specific Aptamer Reduces PrPSc Formation. Chembiochem. 3: 717-725.

194. Qiu J., Helmann J. D. 1999. Adenines at -11, -9 and -8 play a key role in the binding of Bacillus subtilis Esigma(A) RNA polymerase to -10 region single-stranded DNA. Nucleic Acids Res. 27: 4541-4546.

195. Remold-O'Donnell E., Zillig W. 1969. Purification and properties of DNA-dependent RNA-polymerase from Bacillus stearothermophilus. Eur. J. Biochem. 7: 318-323.

196. Richet E., Raibaud O. 1991. Supercoiling is essential for the formation and stability of the initiation complex at the divergent malEp and malKp promoters. J. Mol. Biol. 218: 529-542.

197. Ring B. Z., Yarnell W. S., Roberts J. W. 1996. Function of E. coli RNA polymerase sigma factor sigma 70 in promoter-proximal pausing. Cell 86:485-493.

198. Ringquist S., Jones Т., Snyder E.E., Gibson Т., Boni I., Gold L. 1995. High-affinity RNA ligands to Escherichia coli ribosomes and ribosomal protein SI: comparison of natural and unnatural binding sites. Biochemistry 34: 3640-3648.

199. Roberts J.W., Yarnell W., Bartlett E„ Guo J., Marr M„ Ко D.C., Sun H., Roberts C.W. 1998. Antitermination by bacteriophage lambda Q protein. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 63: 319325.

200. Roe J.H., Burgess R.R., Record M.T. Jr. 1984. Kinetics and mechanism of the interaction of Escherichia coli RNA polymerase with the lambda PR promoter. J. Mol. Biol. 176: 495-522.

201. Roe J.H., Record M.T. Jr. 1985. Regulation of the kinetics of the interaction of Escherichia coli RNA polymerase with the lambda PR promoter by salt concentration. Biochemistry 24: 47214726.

202. Rojo F., Nuez В., Mencia M., Salas M. 1993. The main early and late promoters of Bacillus subtilis phage 029 form unstable open complexes with aA -RNA polymerase that are stabilized by DNA supercoiling. Nucleic Acids Res. 21: 935-940.

203. Ross W., Gosink K.K., Salomon J., Igarashi K., Zhou C., Ishihama A., Severinov K., Gourse R.L. 1993. A third recognition element in bacterial promoters: DNA binding by the a-subunit of RNA polymerase. Science 262: 1407-1413.

204. Rowsell S., Stonehouse N.J., Convery M.A., Adams C.J., Ellington A.D., Hirao I., Peabody D.S., Stockley P.G., Phillips S.E. 1998. Crystal structures of a series of RNA aptamers complexed to the same protein target. Nat. Struct. Biol. 5: 970-975.

205. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. 1989. Molecular cloning. Cold spring harbor press.

206. Sampson J.R., Saks M.E. 1996. Selection of aminoacylated tRNAs from RNA libraries having randomized acceptor stem sequences: using old dogs to perform new tricks. Methods Enzymol. 267: 384-410.

207. Sasse-Dwight S., Gralla J.D. 1989. KMn04 as a probe for lac promoter DNA melting and mechanism in vivo. J. Biol. Chem. 264: 8074-8081.

208. Schickor P., Metzger W., Werel W., Lederer H., Heumann H. 1990. Topography of intermediates in transcription initiation of E.coli. EMBO J. 9: 2215-2220.

209. Schneider D., Tuerk C., Gold L. 1992. Selection of high affinity RNA ligands to the bacteriophage R17 coatprotein. J. Mol. Biol. 228: 862-869.

210. Schneider D, Gold L, Piatt T. 1993. Selective enrichment of RNA species for tight binding to Escherichia coli rho factor. FASEB J. 7: 201-207.

211. Schneider D.J., Feigon J., Hostomsky Z., Gold L. 1995. High-affinity ssDNA inhibitors of the reverse transcriptase of type 1 human immunodeficiency virus. Biochemistry 34: 9599-9610.

212. Sen R., Nagai H., Shimamoto N. 2000. Polymerase arrest at the lambdaP(R) promoter during transcription initiation. J. Biol. Chem. 275: 10899-10904.

213. Severinov K., Soushko M., Goldfarb A., Nikiforov V. 1993. Rifampicin region revisited. New rifampicin-resistant and streptolydigin-resistant mutants in the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 268: 14820-14825.

214. Severinov K., Darst S.A. 1997. A mutant RNA polymerase that forms unusual open promoter complexes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94: 13481-13486.

215. Sharp M.M., Chan C.L., Lu C.Z., Marr M.T., Nechaev S., Merritt E.W., Severinov K., Roberts J.W., Gross C.A. 1999. The interface of sigma with core RNA polymerase is extensive, conserved, and functionally specialized. Genes Dev. 13: 3015-3026.

216. Shi H., Hoffman B.E., Lis J.T. 1997. A specific RNA hairpin loop structure binds the RNA recognition motifs of the Drosophila SR protein B52. Mol. Cell. Biol. 17: 2649-2657.

217. Silvian L.F., Wang J., Steitz T.A. 1999. Insights into editing from an ile-tRNA synthetase structure with tRNAile and mupirocin. Science 285: 1074-1077.

218. Simpson R.B. 1979. Contacts between Escherichia coli RNA polymerase and thymines in the lac UV5 promoter. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 76: 3233-3237.

219. Spassky A., Busby S.J., Danchin A., Buc H. 1979. On the binding of tRNA to Escherichia coli RNA polymerase. Eur. J. Biochem. 99: 187-201.

220. Stefano JE, Gralla J. Lac UV5 transcription in vitro. 1979. Rate limitation subsequent to formation of an RNA polymerase-DNA complex. Biochemistry 18: 1063-1067.

221. Stefano J.E., Gralla J.D. 1982. Spacer mutations in the lac ps promoter. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 79: 1069-10672.

222. Steitz ТА, Smerdon SJ, Jager J, Joyce CM. 1994. A unified polymerase mechanism for nonhomologous DNA and RNA polymerases. Science 266: 2022-2025.

223. Strainic M.G. Jr., Sullivan J.J., Velevis A., deHaseth P.L. 1998. Promoter recognition by Escherichia coli RNA polymerase: effects of the UP element on open complex formation and promoter clearance. Biochemistry 37: 18074-18080.

224. Suh W.C., Ross W., Record M.T. Jr. 1993. Two open complexes and a requirement for Mg2+ to open the lambda PR transcription start site. Science 259: 358-361.

225. Sullivan J.J., Bjornson K.P., Sowers L.C., deHaseth P.L. 1997. Spectroscopic determination of open complex formation at promoters for Escherichia coli RNA polymerase. Biochemistry 36: 8005-8012.

226. Susa M., Sen R., Shimamoto N. 2002. Generality of the branched pathway in transcription initiation by Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 277: 15407-15412.

227. Szkaradkiewicz K., Nanninga M., Nesper-Brock M., Gerrits M., Erdmann V.A., Sprinzl M. 2002. RNA aptamers directed against release factor 1 from Thermus thermophilus. FEBS Lett. 514: 90-95.

228. Tacke R., Manley J.L. 1995. The human splicing factors ASF/SF2 and SC35 possess distinct, functionally significant RNA binding specificities. EMBO J. 14: 3540-3551.

229. Tagami H., Aiba H. 1998. A common role of CRP in transcription activation: CRP acts transiently to stimulate events leading to open complex formation at a diverse set of promoters. EMBO J. 17: 1759-1767.

230. Tagami H., Aiba H. 1999. An inactive open complex mediated by an UP element at Escherichia coli promoters. Proc. Natl. Acad. Sci USA 96: 7202-7207.

231. Tasset D.M., Kubik M.F., Steiner W. 1997. Oligonucleotide inhibitors of human thrombin that bind distinct epitopes. J. Mol. Biol. 272: 688-698.

232. Thomas M., Chedin S., Carles C., Riva M., Famulok M., Sentenac A. 1997. Selective targeting and inhibition of yeast RNA polymerase II by RNA aptamers. J. Biol. Chem. 272: 2798027986.

233. Tissieres A., Bourgeois S., Gros F. 1963. Inhibition of RNA polymerase by RNA. J. Mol. Biol. 7: 100-103.

234. Toulokhonov I, Artsimovitch I, Landick R. 2001. Allosteric control of RNA polymerase by a site that contacts nascent RNA hairpins. Science 292: 730-733.

235. Travers A.A. 1980. Promoter sequence for stringent control of bacterial ribonucleic acid synthesis. J. Bacterid. 141: 973-976.

236. Travers A., Muskhelishvili G. 1998. DNA microloops and microdomains: a general mechanism for transcription activation by torsional transmission. J. Mol. Biol. 279: 1027-1043.

237. Triqueneaux G., Velten M., Franzon P., Dautry F., Jacquemin-Sablon H. 1999. RNA binding specificity of unr, a protein with five cold shock domains. Nucleic Acids Res. 27: 1926-1934.

238. Tsiang M., Jain A.K., Dunn K.E., Rojas M.E., Leung L.L., Gibbs C.S. 1995a. Functional mapping of the surface residues of human thrombin. J. Biol. Chem. 270: 16854-16863.

239. Tsiang M., Gibbs C.S., Griffin L.C., Dunn K.E., Leung L.L. 1995b. Selection of a suppressor mutation that restores affinity of an oligonucleotide inhibitor for thrombin using in vitro genetics. J. Biol. Chem. 270: 19370-19376.

240. Tuerk C., Gold L. 1990. Systematic evolution of ligands by exponential enrichment: RNA ligands to bacteriophage T4 DNA polymerase. Science 249: 505-510.

241. Tuerk C., MacDougal S., Gold L. 1992. RNA pseudoknots that inhibit human immunodeficiency virus type 1 reverse transcriptase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 89: 6988-6992.

242. Tuerk C., MacDougal-Waugh S. 1993. In vitro evolution of functional nucleic acids: high-affinity RNA ligands of HIV-1 proteins. Gene 137: 33-39.

243. Tullius T.D., Dombroski B.A., Churchill M.E., Kam L. 1987. Hydroxyl radical footprinting: a high-resolution method for mapping protein-DNA contacts. Methods Enzymol. 155: 537-558.

244. Uphoff K.W., Bell S.D., Ellington A.D. 1996. In vitro selection of aptamers: the dearth of pure reason. Curr. Opin. Struct. Biol. 6: 281-288.

245. Vassylyev D.G., Sekine S., Laptenko O., Lee J., Vassylyeva M.N., Borukhov S., Yokoyama S. 2002. Crystal structure of a bacterial RNA polymerase holoenzyme at 2.6 A resolution. Nature 417:712-719.

246. Vieille C., Zeikus G.J. 2001. Hyperthermophilic enzymes: sources, uses, and molecular mechanisms for thermostability. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 65: 1-43.

247. Voskuil M.I., Chambliss G.H. 1998. The -16 region of Bacillus subtilis and other gram-positive bacterial promoters. Nucleic Acids Res. 26: 3584-3590.

248. Vuthoori S., Bowers C.W, McCracken A, Dombroski A.J, Hinton D.M. 2001. Domain 1.1 of the sigma(70) subunit of Escherichia coli RNA polymerase modulates the formation of stable polymerase/promoter complexes. J. Mol. Biol. 309: 561-572.

249. Vuyisich M, Beal P. 2002. Controlling protein activity with ligand-regulated RNA aptamers. Chem. Biol. 9: 907-913.

250. Walter G, Bussow K, Lueking A, Glokler J. 2002. High-throughput protein arrays: prospects for molecular diagnostics. Trends Mol. Med. 8: 250-253.

251. Weiss S, Proske D, Neumann M, Groschup M.H, Kretzschmar H.A, Famulok M, Winnacker E.L. 1997. RNA aptamers specifically interact with the prion protein PrP. J. Virol. 71: 8790-8797.

252. Wen J.D, Gray C.W, Gray D.M. 2001. SELEX selection of high-affinity oligonucleotides for bacteriophage Ff gene 5 protein. Biochemistry 40: 9300-9310.

253. Whipple F.W, Sonenshein A.L. 1992. Mechanism of initiation of transcription by Bacillus subtilis RNA polymerase at several promoters. J. Mol. Biol. 223: 399-414.

254. White R, Rusconi C, Scardino E, Wolberg A, Lawson J, Hoffinan M, Sullenger B. 2001. Generation of species cross-reactive aptamers using "toggle" SELEX. Mol. Ther. 4: 567-573.

255. Wien M.W, Filman D.J, Stura E.A, Guillot S, Delpeyroux F, Crainic R, Hogle J.M. 1995. Structure of the complex between the Fab fragment of a neutralizing antibody for type 1 poliovirus and its viral epitope. Nat. Struct. Biol. 2: 232-243.

256. Wiggs J.L, Bush J.W, Chamberlin M.J. 1979. Utilization of promoter and terminator sites on bacteriophage T7 DNA by RNA polymerases from a variety of bacterial orders. Cell 16: 97-109.

257. Wilson K.S, von Hippel P.H. 1994. Stability of Escherichia coli transcription complexes near an intrinsic terminator. J. Mol. Biol. 244: 36-51.

258. Wilson C, Dombroski A.J. 1997. Region 1 of sigma70 is required for efficient isomerization and initiation of transcription by Escherichia coli RNA polymerase. J. Mol. Biol. 267: 60-74.

259. Wilson D.S, Szostak J.W. 1999. In vitro selection of functional nucleic acids. Annu. Rev. Biochem. 68:611-647.

260. Wnendt S., Hartmann R.K., Ulbrich N., Erdmann V.A. 1990. Isolation and physical properties of the DNA-directed RNA polymerase from Thermus thermophilus HB8. Eur. J. Biochem. 191:467-472.

261. Xu W., Ellington A.D. 1996. Anti-peptide aptamers recognize amino acid sequence and bind a protein epitope. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93: 7475-7480.

262. Xue Y., Hogan B.P., Erie D.A. 2001. Purification and initial characterization of RNA polymerase from Thermus thermophilus strain HB8. Biochemistry 39:14356-14362.

263. Yamamoto R, Baba T, Kumar P.K. 2000b. Molecular beacon aptamer fluoresces in the presence of Tat protein of HIV-1. Genes Cells 5: 389-396.

264. Yarbrough L.R., Wu F.Y., Wu C.W. 1976. Molecular mechanism of the rifampicin-RNA polymerase interaction. Biochemistry 15: 2669-2676.

265. Ye X., Gorin A., Frederick R., Hu W., Majumdar A., Xu W., McLendon G., Ellington A., Patel D.J. 1999. RNA architecture dictates the conformations of a bound peptide. Chem. Biol. 6: 657-669.

266. Young B.A., Gruber T.M., Gross C.A. 2002. Views of Transcription Initiation. Cell 109: 417-420.

267. Zalenskaya K., Lee J., Gujulova C.N., Shin Y.K., Slutsky M., Goldfarb A. 1990. Recombinant RNA polymerase: inducible overexpression, purification and assembly of Escherichia coli rpo gene products. Gene 89: 7-12.

268. Zaychikov E., Denissova L., Meier Т., Gotte M., Heumann H. 1997. Influence of Mg2+ and temperature on formation of the transcription bubble. J. Biol. Chem. 272: 2259-2267.

269. Zhang G., Campbell E.A., Minakhin L., Richter C, Severinov K., Darst S.A. 1999. Crystal structure of Thermus aquaticus core RNA polymerase at 3.3 A resolution. Cell, 98: 811-824.