Исследование функциональной роли специфических и неспецифических взаимодействий РНК-полимеразы Escherichia coli с ДНК на разных стадиях транскрипции тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат биологических наук Пупов, Данил Владимирович

• Пупов, Данил Владимирович
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Пупов, Данил Владимирович

Список используемых сокращений.

ВВЕДЕНИЕ.

Актуальность проблемы.

Цели и задачи исследования.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Часть 1. Структура и функции бактериальной РНКП. Взаимодействия РНКП с ДНК и РНК на разных стадиях транскрипции.

1.1. Введение

1.2. Структура бактериальной РНКП.

1.2.1. Структура кор-фермента РНКП.

1.2.2. Структура холофермента РНКП.

1.2.3. Структура а-субъединицы.

1.3. Структурные модели транскрипционных комплексов.

1.3.1. Структурная модель промоторного комплекса.

1.3.2. Структурная модель элонгационного комплекса.

1.4. Механизмы работы активного центра РНКП.

1.4.1. Реакции, катализируемые РНКП.

1.4.2. Механизм синтеза РНК.

1.4.3. Механизм транслокации РНКП.

Часть 2. Взаимодействия РНКП с некодирующими нуклеиновыми кислотами.

1.5. Неканонические транскрипционные матрицы.

1.5.1. Система синтеза затравки для отстающей цепи при репликации плазмид по типу катящегося кольца.

1.5.2. Система синтеза затравки при репликации нитевидных фагов.

1.5.3. Репликация вироидов: РНКП может использовать РНК в качестве матрицы для транскрипции.

1.5.4. Регуляция транскрипции у прокариот с помощью 6S РНК.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование функциональной роли специфических и неспецифических взаимодействий РНК-полимеразы Escherichia coli с ДНК на разных стадиях транскрипции»

Актуальность проблемы

ДНК-зависимая РНК-полимераза (РНКП) - главный фермент, осуществляющий процесс транскрипции генетического материала в клетках всех живых организмов. Процесс транскрипции включает три основные стадии: инициацию, элонгацию и терминацию, которые сопровождаются сложными структурными перестройками транскрипционного комплекса и изменениями контактов РНКП с ДНК-матрицей. РНКП является эволюционно консервативным ферментом, структура которого сходна у всех изученых прокариот и эукариот. В последние годы понимание тонких молекулярных механизмов функционирования РНКП стало возможным благодаря успехам в расшифровке пространственной структуры РНКП термофильных бактерий (Thermus aquaticus и Thermus thermophilus) и РНКП II Saccharomyces cerevisiae, а также частичных структур элонгационных комплексов этих РНКП (Cramer et al., 2001а; Gnatt et al., 2001; Vassylyev et al., 2002a; Vassylyev et al, 2007a; Vassylyev et al., 2007d; Zhang et al., 1999a). Имеющиеся на сегодняшний день данные позволяют утверждать, что молекулярные механизмы разных стадий синтеза РНК очень похожи у бактерий и у эукариот. Благодаря более простому строению, бактериальная РНКП может служить удобной моделью для изучения фундаментальных механизмов транскрипции и ее регуляции.

Каталитически активный кор-фермент бактериальной РНКП представляет собой комплекс из пяти субъединиц (а2[3[3'ю); две наиболее крупные субъединицы - Р и Р', -образуют активный центр, расположенный в глубине главного канала РНКП, и принимают участие в формировании основных контактов РНКП- с ДНК и РНК, которые в процессе транскрипции располагаются внутри главного канала. Инициация транскрипции осуществляется холоферментом РНКП, который содержит дополнительную ст-субъединицу, необходимую для узнавания промоторов и плавления ДНК вокруг стартовой точки транскрипции. В ходе инициации РНКП может синтезировать короткие абортивные РНК-продукты, оставаясь при этом прочно связанной с промотором. Переход к синтезу полноразмерных РНК сопровождается диссоциацией с-субъединицы из транскрипционного комплекса. Элонгационный комплекс РНКП характеризуется очень высокой стабильностью, что является необходимым условием для обеспечения процессивности работы фермента, позволяя РНКП оставаться связанной с ДНК и РНК в течение всего процесса элонгации. Таким образом, эффективный и точный синтез РНК бактериальной РНКП определяется сложными и динамическими взаимодействиями фермента с нуклеиновыми кислотами.

Анализ пространственной структуры РНКП позволил предположить, какие домены фермента ответственны за узнавание промоторов, плавление ДНК, уход РНКП с промотора и стабилизацию промоторных и элонгационных комплексов (Cramer et al., 2001а; Gnatt et al., 2001; Vassylyev et al., 2002a; Vassylyev et al., 2007a; Vassylyev et al., 2007d; Zhang et al., 1999a). В то же время, функции большинства из этих районов РНКП в процессе транскрипции и ее регуляции детально не изучены. Сделанные на основе структурного анализа предположения о функциях различных доменов РНКП во взаимодействиях с ДНК требуют экспериментальной проверки. Структура РНКП Escherichia coli, которая лучше всего изучена биохимическими и генетическими методами, остается неизвестной. Кроме того, неизвестна пространственная структура промоторных комплексов бактериальной РНКП. В связи в этим, в настоящее время остро стоит вопрос о необходимости поиска новых подходов к изучению механизмов взаимодействий РНКП с ДНК на разных стадиях транскрипции. Одним из таких подходов может являться анализ ДНК-аптамеров, специфически узнаваемых РНКП, который может бьтть использован для изучения механизмов РНКП-ДНК взаимодействий на разных стадиях транскрипции, в том числе, специфических взаимодействий с промоторами.

Сравнение пространственных структур РНКП в различных состояниях выявило несколько подвижных доменов в р- и Р'-субъединицах (в частности, домен P'-clamp, «зажим»), которые способны занимать различное положение на разных стадиях транскрипции и участвовать в контактах с ДНК. Было предположено, что P'-clamp играет основную роль в стабилизации транскрипционных комплексов, за счет «закрывания» переднего дуплекса ДНК и ДНК-РНК-гибрида внутри главного канала РНКП (Gnatt et al., 2001; Vassylyev et al., 2002a; Vassylyev et al., 2007a; Zhang et al., 1999a). Домен p'-clamp соединяется с основным телом РНКП через несколько подвижных «шарниров» (так называемые switch-районы), наиболее консервативным из которых является район P'-switch2 (SW2), который напрямую контактирует с матричной цепью ДНК в районе активного центра фермента (Brueckner and Cramer, 2008а; Gnatt et al., 2001; Kettenberger et al., 2004b; Vassylyev et al., 2007a; Vassylyev et al., 2007d; Wang et al., 2006b). Кроме того, в холоферменте РНКП район SW2 взаимодействует с районом 3.2 а-субъединицы, который, как было показано ранее, участвует в связывании инициаторных нуклеотидов и уходе РНКП с промотора в процессе инициации (Kulbachinskiy and Mustaev, 2006; Murakami et al., 2002c; Nickels et al., 2005). Это позволяет предполагать, что SW2 также может играть роль в инициации транскрипции. Кроме того, рядом с районом SW2 находится участок связывания важнейшего ингибитора работы бактериальной РНКП — антибиотика рифампицина (Artsimovitch et al., 2005; Campbell et al., 2001), однако, возможное участие района SW2 в подавлении активности РНКП рифампицином остается неизвестным.

Таким образом, детальное исследование функциональной роли района SW2 должно дать важную информацию о механизмах инициации и элонгации транскрипции РНКП.

В ходе элонгации транскрипции РНКП может совершать временные остановки -транскрипционные паузы, — которые могут быть вызвана наличием в последовательности ДНК особых регуляторных сигналов. Транскрипционные паузы имеют важное значение для регуляции работы оперонов прокариот, а также многих генов эукариот (Nechaev and Adelman, 2008). В настоящее время существует несколько различных моделей механизмов образования таких пауз, однако механизм узнавания сигналов пауз РНКП во многом остается неисследованным. По-видимому должны существовать районы РНКП, способные специфически взаимодействовать с сигналами таких пауз и приводящие к ряду структурных перестроек в активном центре РНКП при остановке элонгации (Artsimovitch and Landick, 1998; Chan et al., 1997). Предполагается, что узнавание некоторых типов сигналов пауз может происходить в результате контактов нематричной цепи ДНК с РНКП. Однако, современные структурные модели элонгационного комплекса не позволяют точно предсказать положение нематричной цепи ДНК. Моделирование показывает (Vassylyev et al., 2007а), что важную роль в контактах с нематричной цепью ДНК в расплавленном участке и в узнавании сигналов пауз может играть район p-fork-loop2 (FL2) (З-субъединицы РНКП. Исследование функциональной роли района FL2 на разных стадиях транскрипции, в том числе, в процессах узнавания сигналов пауз, позволит более детально понять некоторые принципы регуляции транкрипции и вклад в них специфических взаимодействий РНКП с ДНК в ходе элонгации.

Важно подчеркнуть, что понимание детальных механизмов транскрипции и ее регуляции представляет не только фундаментальный интерес, но и имеет важнейшее практическое значение. Многие опаснейшие заболевания человека и домашних животных связаны с возбудителями бактериальной природы, поэтому создание новых антибиотиков является одной из важнейших задач. Исследование механизмов транскрипции, детальное изучение функциональной роли районов РНКП, взаимодействующих с ДНК, и механизмов работы известных антибиотиков необходимо для разработки новых методов подавления активности РНКП, получения новых ингибиторов фермента и антибиотиков, которые могут применятся для терапии широкого спектра инфекционных заболеваний.

Цели и задачи исследования

Целью данной работы являлось исследование функциональной роли специфических и неспецифических взаимодействий бактериальной РНКП Escherichia coli с ДНК на разных стадиях транскрипции: при узнавании и плавлении промоторов, инициации и элонгации синтеза РНК. Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. Охарактеризовать одноцепочечные ДНК-аптамеры, специфически взаимодействующие с холоферментом РНКП Е. coli. Получить искусственные промоторы на основе алтамеров и определить, какие элементы последовательности ДНК являются необходимыми для инициации транскрипции.

2. Изучить функциональную роль участков РНКП switch2 Р' и fork-loop2 р, взаимодействующих с матричной и нематричной цепями ДНК в области активного центра фермента, на разных стадиях транскрипции: в образовании промоторных комплексов, связывании инициаторных нуклеотидов, уходе РНКП с промотора, элонгации синтеза РНК и узнавании регуляторных сигналов на стадии элонгации.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Пупов, Данил Владимирович

4. ВЫВОДЫ

1. Холоферменх РНКП Е. coli специфически узнает одноцепочечные ДНК-аптамеры, которые содержат в своем составе -10 и TG-элементы промотора и по своей вторичной структуре аналогичны расплавленному участку ДНК в составе открытого промоторного комплекса.

2. На основе аптамеров получены искусственные одноцепочечные промоторы нового типа. Для инициации транскрипции на аптамерных промоторах необходимо наличие в их составе -10 и TG элементов.

3. Контакты района switch2 ß'-субъединицы с матричной цепью ДНК в области активного центра РНКП Е. coli играют роль в плавлении промотора в точке старта транскрипции, в стабилизации промоторного и элонгационного комплексов и в уходе РНКП с промотора.

4. Контакты района switch2 с ДНК стимулируют связывание инициаторных нуклеотидов в активном центре РНКП Е. coli. Район 3.2 осубъединицы, взаимодействующий с switch2, может играть аналогичную роль в связывании нуклеотидов в процессе инициации.

5. Антибиотик рифампицин значительно ухудшает связывание субстратов в процессе инициации транскрипции. Мутации в районе switch2 ß'-субъединицы и районе 3.2 ст-субъединицы влияют на эффективность действия антибиотика.

6. Район fork-loop2 ß-субъединицы, контактирующий с нематричной цепью ДНК в области активного центра РНКП, участвует в стабилизации промоторного комплекса и узнавании регуляторных сигналов пауз в процессе элонгации транскрипции.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

Статьи:

1. Pupov Р., Miropolskaya N., Sevostyanova A., Bass I., Artsimovitch I., Kulbachinskiy

A. 2010. Multiple roles of the RNA polymerase 'P SW2 region in transcription initiation, promoter escape, and RNA elongation. Nucleic Acids Research. 38 (17): 5784-5796

2. Пупов Д.В., Кульбачинский A.B. 2010. Структурная динамика активного центра многосубъединичных РНК-полимераз в процессе синтеза и редактирования РНК. Молекулярная биология, т. 44: 573-590

Материалы всероссийских и международных конференций:

1. Kulbachinskiy A., Pupov Р., Miropolskaya N., Esyunina P. Molecular mechanisms underlying fidelity of RNA synthesis by bacterial RNA polymerase. The 7th International Conference on Bioinformatics of Genom Regulation and Structure. June 20-27, 2010, Novosibirsk, Russia.

2- Пупов Д.В., Кульбачинский A.B. Механизмы подавления активности бактериальной РНК-полимеразы антибиотиком рифампицином и аптамерами. 14 Международная Пущинская школа-конференция молодых ученых «Биология — наука XXI века». Пущино, 2010 г., 20-23 апреля. Том 2, с. 174

3. Пупов Д.В., Миропольская Н.А., Кульбачинский А.В. Роль района switch-2 во взаимодействиях РНК-полимеразы с ДНК на разных стадиях транскрипции. 2-й Международный форум по нанотехнологиям. 6-8 октября 2009 г., Москва, Россия, с. 490-491.

4. Пупов Д.В., Есюнина Д.М., Кульбачинский А.В. Создание однонитевых транскрипционных матриц для РНК-полимеразы с использованием метода SELEX.

I-й Международный форум по нанотехнологиям. 3-5 декабря 2008 г., Москва, Россия, с. 504-505.

5. Kulbachinskiy A., Pupov P., Barinova N. Analysis of promoter recognition by bacterial RNA polymerase using model DNA substrates. XX International Congress of Genetics. «Genetics - understanding living systems». July 12-17,2008, Berlin, Germany, p.292

6. Кульбачинский A.B., Пупов Д.В., Баринова H.A. Исследование структуры РНК-полимеразы и механизмов узнавания промоторов при помощи аптамеров. IV Съезд Российского общества биохимиков и молекулярных биологов. Новосибирск, 2008 г.,

II-15 мая. с. 66.

БЛАГОДАРНОСТИ

Автор искренне благодарит A.B. Кульбачинского и В.А. Гвоздева за организацию данной работы, руководство, ценные советы и критические замечания в процессе ее выполнения, И.А. Басс за огромную помощь в проведении экспериментов. Автор благодарит H.A. Миропольскую, М.А. Петрову и Д.М. Есюнину за советы по оформлению диссертации и редактирование текста. Автор очень признателен И. Арцимович и А. Севостъяновой за предоставление плазмид и препаратов белков. Автор особенно благодарен Ж. М. Горленко, Г.Л. Коган, С.З. Миндлин, Т.С. Логутенковой и всем сотрудникам ЛМГМ и ОМГЖ ИМГ РАН за постоянное внимание, доброе отношение и огромную моральную подержку в процессе выполнения этой работы. Кроме того, автор благодарен преподавателям Кафедры молекулярной биологии Биологического факультета МГУ им. М.В. Ломоносова за полученные знания и навыки экспериментальной работы.

3.4. Заключение

В данной работе мы исследовали функциональную роль специфических и неспецифических взаимодействий РНКП Е. coli с различными участками ДНК-матрицы на разных стадиях транскрипции. Первая часть данной работы была посвящена анализу структуры и функциональных характеристик оцДНК-аптамеров, специфически узнаваемых холоферментов РНКП Е. coli, и созданию однонитевых матриц на их основе Вторая и третья части работы были посвящены исследованию функции районов ß'-switch2 (SW2) и ß-fork-1оор2 (FL2) РНКП, которые способны контактировать с матричной и нематричной цепями ДНК в области активного центра РНКП, соответственно. Таким образом, в нашей работе получены важные данные как о механизмах узнавания промоторных элементов в ДНК и о механизмах узнавания однонитевых транскрипционных матриц РНКП, так и о функциях нескольких районов фермента, которые вовлечены в образование специфических и неспецифических взаимодействий с ДНК и играют важную роль на разных стадиях транскрипции.

В ходе работы впервые охарактеризованы однонитевые аптамеры, которые связываются с РНКП Е. coli и Т. thermophilus с высокой аффинностью, сравнимой с аффинностью РНКП к природным промоторам. Аптамеры содержат в своем составе TG и -10-элементы бактериального промотора, которые необходимы для связывания с РНКП. Структура аптамеров соответствует структуре расплавленного участка двунитевых промоторов, образующейся в ходе инициации транскрипции. На основе аптамеров получены транскрипционные матрицы, на которых РНКП Е. coli способна осуществлять специфическую инициацию транскрипции. Аптамеры могут служить основой для создания новых типов однонитевых промоторов для специфической инициации транскрипции различными РНКП и использоваться в структурных исследованиях механизмов инициации транскрипции. Полученные данные проясняют некоторые детали механизмов РНКП-ДНК взаимодействий на разных стадиях транскрипции, в том числе, специфических взаимодействий с промоторами.

Полученные во второй части работы результаты показывают, что район SW2 РНКП играет ключевую роль в процессах инициации и элонгации транскрипции, в том числе, в связывании промотора, образовании открытого промоторного комплекса, инициации синтеза РНК, уходе РНКП с промотора и удлинении растущей цепи РНК. Изменение конформации района SW2 с участием различных факторов может являться одним из эффективных механизмов регуляции активности РНКП на разных стадиях транскрипции. Антибиотик рифампицин способен аллостерически нарушать связывание нуклеотидов в активном центре

РНКП, причем в передаче аллостерических изменений может быть задействован район SW2. Таким образом, этот район является перспективной мишенью для получения новых ингибиторов РНКП и антибиотиков.

Полученные в третьей части работы данные позволяют предположить, что район FL2 ß-субъединицы РНКП Е. coli принимает участие во взаимодействиях фермента с нематричной цепью ДНК в области активного центра РНКП на разных стадиях транскрипции. Данные взаимодействия могут быть важны для поддержания стабильности транскрипционного комплекса, а также для узнавания РНКП сигналов транскрипционных пауз. Вместе с тем, следует подчеркнуть, что имеющиеся данные пока не позволяют однозначно утверждать, что район FL2 напрямую контактирует с нематричной ДНК. Дальнейшие исследования роли района FL2 в специфических и неспецифических взаимодействиях РНКП с ДНК требуют более полного анализа пространственных структур промоторного и элонгационного комплексов.

В целом, полученные в работе данные существенно расширяют имеющиеся представления о структуре и функциональной роли контактов РНКП с ДНК на разных стадиях транскрипции. Дальнейшие исследования функциональной роли взаимодействий РНКП с ДНК должны быть направлены с одной стороны на установление более детальной картины молекулярных событий, происходящих на разных стадиях транскрипции, с другой стороны на изучение различных механизмов регуляции синтеза РНК. Наиболее важными из задач, которые предстоит решить в дальнейших исследованиях, являются следующие.

1. Получение новых типов промоторов на основе охарактеризованных нами аптамеров для детальных структурных исследований промоторных комплексов и контактов нуклеиновых кислот с ферментом.

2. Исследование функциональной роли взаимодействий районов switch2 и fork-loop2 РНКП с ДНК в регуляции работы фермента при связывании различных транскрипционных факторов на стадиях элонгации и терминации транскрипции, а так же в механизмах образования специфических транскрипционных пауз.

3. Поиск новых ингибиторов РНКП, связывающихся в исследованных нами районах фермента, действие которых может быть основано на подавлении разных стадий транскрипции.

Можно надеяться, что прогресс в структурных исследованиях РНКП, сопряженный с биохимическим и генетическим анализом транскрипции, будет способствовать быстрому и эффективному решению поставленных задач в самое ближайшее время. Проведение этих исследований не только поможет более глубже понять один из наиболее фундаментальных генетических процессов, но будет иметь и важнейшее практическое значение, в том числе, для создания искусственных тонко-регулируемых систем генной экспрессии, получения новых лекарств и антибиотиков.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Пупов, Данил Владимирович, 2010 год

1. Artsimovitch, I. and Landick, R., 1998. Interaction of a nascent RNA structure with RNA polymerase is required for hairpin-dependent transcriptional pausing but not for transcript release. Genes Dev, 12(19): 3110-22.

2. Artsimovitch, I. and Landick, R., 2000. Pausing by bacterial RNA polymerase is mediated by mechanistically distinct classes of signals. Proc Natl Acad Sei USA, 97(13): 7090-5.

3. Artsimovitch, I. and Landick, R, 2002. The transcriptional regulator RfaH stimulates RNA chain synthesis after recruitment to elongation complexes by the exposed nontemplate DNA strand. Cell, 109: 193-203.

4. Artsimovitch, I. et al., 2004. Structural basis for transcription regulation by alarmone ppGpp. Cell, 117(3): 299-310.

5. Artsimovitch, I. et al., 2005. Allosteric modulation of the RNA polymerase catalytic reaction is an essential component of transcription control by rifamycins. Cell, 122(3): 351-63.

6. Bailey, M.J., Hughes, C. and Koronakis, V., 1997. RfaH and the ops element, components of a novel system controlling bacterial transcription elongation. Mol Microbiol, 26(5): 845-51.

7. Bar-Nahum, G. et al., 2005. A ratchet mechanism of transcription elongation and its control. Cell, 120(2): 183-193.

8. Bar-Nahum, G. and Nudler, E., 2001. Isolation and characterization of sigma(70)-retaining transcription elongation complexes from Escherichia coli. Cell, 106(4): 443-51.

9. Barinova, N., Kuznedelov, K., Severinov, K. and Kulbachinskiy, A., 2008. Structural modules of RNA polymerase required for transcription from promoters containing downstream basal promoter element GGGA. J Biol Chem, 283(33): 22482-9.

10. Barne, K.A., Bown, J. A., Busby, S J. and Minchin, S.D., 1997. Region 2.5 of the Escherichia coli RNA polymerase sigma70 subunit is responsible for the recognition of the 'extended-10' motif at promoters. EMBO J., 16(13): 4034-4040.

11. Barrick, J.E., Sudarsan, N., Weinberg, Z., Ruzzo, W.L. and Breaker, R.R., 2005. 6S RNA is a widespread regulator of eubacterial RNA polymerase that resembles an open promoter. RNA, 11(5): 774-84.

12. Bartlett, M.S., Gaal, T., Ross, W. and Gourse, R.L., 1998. RNA polymerase mutants that destabilize RNA polymerase-promoter complexes alter NTP-sensing by rrn PI promoters. J Mol Biol, 279(2): 331-45.

13. Batada, N.N., Westover, K.D., Bushneil, D.A., Levitt, M. and Kornberg, R.D., 2004. Diffusion of nucleoside triphosphates and role of the entry site to the RNA polymerase II active center. Proc Natl Acad Sei USA, 101(50): 17361-4.

14. Belogurov, G.A. et al., 2008. Transcription inactivation through local refolding of the RNA polymerase structure. Nature, 457(7227): 332-335.

15. Belogurov, G.A. et al., 2009. Transcription inactivation through local refolding of the RNA polymerase structure. Nature, 457(7227): 332-5.

16. Birch, P. and Khan, S.A., 1992. Replication of single-stranded plasmid pT181 DNA in vitro. Proc Natl Acad Sei USA, 89(1): 290-4.

17. Boe, L., Gros, M.F., te Riele, H., Ehrlich, S.D. and Gruss, A., 1989. Replication origins of single-stranded-DNA plasmidpUBl 10. J Bacteriol, 171(6): 3366-72.

18. Brodolin, K., Zenkin, N., Mustaev, A., Mamaeva, D. and Heumann, H., 2004. The sigma 70 subunit of RNA polymerase induces lacUV5 promoter-proximal pausing of transcription. Nat Struct Mol Biol, 11(6): 551-7.

19. Bron, S., Bosma, P., van Belkum, M. and Luxen, E., 1987. Stability function in the Bacillus subtilis plasmid pTA 1060. Plasmid, 18(1): 8-15.

20. Brueckner, F. and Cramer, P., 2008. Structural basis of transcription inhibition by alpha-amanitin and implications for RNA polymerase II translocation. Nat. Struct. Mol. Biol., 15(8): 811-818.

21. Brueckner, F., Ortiz, J. and Cramer, P., 2009. A movie of the RNA polymerase nucleotide addition cycle. Curr Opin Struct Biol, 19(3): 294-9.

22. Buc, H. and McClure, W.R., 1985. Kinetics of open complex formation between Escherichia coli RNA polymerase and the lac UV5 promoter. Evidence for a sequential mechanism involving three steps. Biochemistry, 24(11): 2712-2723.

23. Burton, Z.F. et al., 2005. NTP-driven translocation and regulation of downstream template opening by multi-subunit RNA polymerases. Biochem Cell Biol, 83(4): 486-96.

24. Bushnell, D.A., Cramer, P. and Kornberg, R.D., 2002. Structural basis of transcription: alpha-amanitin-RNA polymerase II cocrystal at 2.8 A resolution. Proc Natl Acad Sci USA, 99(3): 1218-22.

25. Bussiere, F., Lehoux, J., Thompson, D.A., Skrzeczkowski, L.J. and Perreault, J., 1999. Subcellular localization and rolling circle replication of peach latent mosaic viroid: hallmarks of group A viroids. J Virol, 73(8): 6353-60.

26. Callaci, S., Heyduk, E. and Heyduk, T., 1998. Conformational changes of Escherichia coli RNA polymerase sigma70 factor induced by binding to the core enzyme. J. Biol. Chem., 273(49): 32995-3001.

27. Callaci, S., Heyduk, E. and Heyduk, T., 1999. Core RNA polymerase from E. coli induces a major change in the domain arrangement of the sigma 70 subunit. Mol. Cell, 3(2): 229-38.

28. Campbell, E.A. et al., 2001. Structural mechanism for rifampicin inhibition of bacterial rna polymerase. Cell, 104(6): 901-912.

29. Campbell, E.A. et al., 2002. Structure of the bacterial RNA polymerase promoter specificity sigma subunit. Mol Cell, 9(3): 527-39.

30. Campbell, E.A. et al., 2005. Structural, functional, and genetic analysis of sorangicin inhibition of bacterial RNA polymerase. Embo J, 24(4): 674-82.

31. Carey, J., Cameron, V., de Haseth, P.L. and Uhlenbeck, O.C., 1983. Sequence-specific interaction of R17 coat protein with its ribonucleic acid binding site. Biochemistry, 22(11): 2601-2610.

32. Chamberlin, M.J., 1976. In: R. Losick and M.J. Chamberlin (Editors), RNA polymerase. Cold Srping Harbor Lab., Cold Srping Harbor, NY, pp. 159-191.

33. Chan, C.L. and Landick, R., 1993. Dissection of the his leader pause site by base substitution reveals a multipartite signal that includes a pause RNA hairpin. J Mol Biol, 233(1): 25-42.

34. Chan, C.L., Wang, D. and Landick, R., 1997. Multiple interactions stabilize a single paused transcription intermediate in which hairpin to 3' end spacing distinguishes pause and termination pathways. J Mol Biol, 268(1): 54-68.

35. Cramer, P., 2002. Multisubunit RNA polymerases. Curr Opin Struct Biol, 12(1): 89-97.

36. Cramer, P., Bushnell, D.A. and Kornberg, R.D., 2001. Structural basis of transcription: RNA polymerase II at 2.8 angstrom resolution. Science, 292(5523): 1863-1876.

37. Dang, C. and Jayasena, S.D., 1996. Oligonucleotide inhibitors of Taq DNA polymerase facilitate detection of low copy number targets by PCR. J. Mol. Biol., 264(2): 268-278.

38. Dempsey, L.A., Zhao, A.C. and Khan, S.A., 1995. Localization of the start sites of laggingstrand replication of rolling-circle plasmids from gram-positive bacteria. Mol Microbiol, 15(4): 679-87.

39. Dombroski, A.J., Walter, W.A. and Gross, C.A., 1993. Amino-terminal amino acids modulate sigma-factor DNA-binding activity. Genes Dev, 7(12A): 2446-55.

40. Donahue, J.P. and Turnbough, C.L., Jr., 1990. Characterization of transcriptional initiation from promoters PI and P2 of the pyrBI operon of Escherichia coli K12. J Biol Chem, 265(31): 19091-9.

41. Eaton, B.E., Gold, L. and Zichi, D.A., 1995. Let's get specific: the relationship between specificity and affinity. Chem. Biol., 2(10): 633-638.

42. Ebright, R.H., 2000. RNA polymerase: structural similarities between bacterial RNA polymerase and eukaryotic RNA polymerase II. J Mol Biol, 304(5): 687-98.

43. Ederth, J., Artsimovitch, I., Isaksson, L.A. and Landick, R., 2002. The downstream DNA jaw of bacterial RNA polymerase facilitates both transcriptional initiation and pausing. J Biol Chem, 277(40): 37456-63.

44. Epshtein, V. et al., 2002. Swing-gate model of nucleotide entry into the RNA polymerase active center. Mol. Cell, 10(3): 623-634.

45. Feklistov, A. et al., 2006. A basal promoter element recognized by free RNA polymerase sigma subunit determines promoter recognition by RNA polymerase holoenzyme. Mol Cell, 23(1): 97-107.

46. Figueroa-Bossi, N., Guerin, M., Rahmouni, R., Leng, M. and Bossi, L., 1998. The supercoiling sensitivity of a bacterial tRNA promoter parallels its responsiveness to stringent control. EMBO J., 17(8): 2359-2367.

47. Flores, R, Daros, J.A. and Hernandez, C., 2000. Avsunviroidae family: viroids containing hammerhead ribozymes. Adv Virus Res, 55: 271-323.

48. Flores, R. et al., 1999. Viroids with hammerhead ribozymes: some unique structural and functional aspects with respect to other members of the group. Biol Chem, 380(7-8): 849-54.

49. Gnatt, A.L., Cramer, P., Fu, J., Bushnell, D.A. and Romberg, R.D., 2001. Structural basis of transcription: an RNA polymerase II elongation complex at 3.3 A resolution. Science, 292(5523): 1876-82.

50. Gold, L., Polisky, B., Uhlenbeck, O. and Yarns, M., 1995. Diversity of oligonucleotide functions. Annu Rev Biochem, 64: 763-97.

51. Gong, X.Q., Zhang, C., Feig, M. and Burton, Z.F., 2005. Dynamic error correction and regulation of downstream bubble opening by human RNA polymerase II. Mol Cell, 18(4): 461-70.

52. Gourse, R.L. et al., 1998. Strength and regulation without transcription factors: lessons from bacterial rRNA promoters. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol., 63: 131-9.

53. Gross, C.A. et al., 1998. The functional and regulatory roles of sigma factors in transcription. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol., 63: 141-155.

54. Gruss, A.D., Ross, H.F. and Novick, R.P., 1987. Functional analysis of a palindromic sequence required for normal replication of several staphylococcal plasmids. Proc Natl Acad Sci US A, 84(8): 2165-9.

55. Guajardo, R. and Sousa, R, 1997. A model for the mechanism of polymerase translocation. J Mol Biol, 265(1): 8-19.

56. Handschin, J.C. and Wehrli, W., 1976. On the kinetics of the rifampicin-RNA-polymerase complex. Differences between crude and purified enzyme fractions. Eur. J. Biochem., 66(2): 309-317.

57. Härders, J., Lukacs, N., Robert-Nicoud, M., Jovin, T.M. and Riesner, D., 1989. Imaging of viroids in nuclei from tomato leaf tissue by in situ hybridization and confocal laser scanning microscopy. EMBO J, 8(13): 3941-9.

58. Harel-Sharvit, L. et al., RNA Polymerase II Subunits Link Transcription and mRNA Decay to Translation. Cell, 143(4): 552-63.

59. Haugen, S.P., Ross, W. and Gourse, R.L., 2008. Advances in bacterial promoter recognition and its control by factors that do not bind DNA. Nat Rev Microbiol, 6(7): 507-19.

60. Higashitani, A., Higashitani, N. and Horiuchi, K., 1997. Minus-strand origin of filamentous phage versus transcriptional promoters in recognition of RNA polymerase. Proc Natl Acad Sei USA, 94(7): 2909-14.

61. Higashitani, N, Higashitani, A., Guan, Z.W. and Horiuchi, K., 1996. Recognition mechanisms of the minus-strand origin of phage fl by Escherichia coli RNA polymerase. Genes Cells, 1(9): 829-41.

62. Higashitani, N., Higashitani, A. and Horiuchi, K., 1995. SOS induction in Escherichia coli by single-stranded DNA of mutant filamentous phage: monitoring by cleavage of LexA repressor. J Bacteriol, 177(12): 3610-2.

63. Higashitani, N., Higashitani, A., Roth, A. and Horiuchi, K., 1992. SOS induction in Escherichia coli by infection with mutant filamentous phage that are defective in initiation of complementary-strand DNA synthesis. J Bacteriol, 174(5): 1612-8.

64. Hinkle, D.C., Mangel, W.F. and Chamberlin, M.J., 1972. Studies of the binding of Escherichia coli RNA polymerase to DNA. IV. The effect of rifampicin on binding and on RNA chain initiation. J. Mol. Biol., 70(2): 209-220.

65. Holmes, S.F. and Erie, D.A., 2003. Downstream DNA sequence effects on transcription elongation. Allosteric binding of nucleoside triphosphates facilitates translocation via a ratchet motion. J Biol Chem, 278(37): 35597-608.

66. Horiuchi, K. and Zinder, N.D., 1976. Origin and direction of synthesis of bacteriophage fl DNA. Proc Natl Acad Sei USA, 73(7): 2341-5.

67. Hsu, L.M., 2002. Promoter clearance and escape in prokaryotes. Biochim Biophys Acta, 1577(2): 191-207.

68. Hsu, L.M., 2009. Monitoring abortive initiation. Methods, 47(1): 25-36.

69. Jin, D.J. and Gross, C.A., 1988. Mapping and sequencing of mutations in the Escherichia coli rpoB gene that lead to rifampicin resistance. J. Mol. Biol., 202(1): 45-58.

70. Johnson, R.S., Strausbauch, M., Cooper, R. and Register, J.K., 2008. Rapid kinetic analysis of transcription elongation by Escherichia coli RNA polymerase. J Mol Biol, 381(5): 110613.

71. Kaguni, J.M. and Kornberg, A., 1982. The rho subunit of RNA polymerase holoenzyme confers specificity in priming M13 viral DNA replication. J Biol Chem, 257(10): 5437-43.

72. Kapanidis, A.N. et al., 2006. Initial transcription by RNA polymerase proceeds through a DNA-scrunching mechanism. Science, 314(5802): 1144-7.

73. Kaplan, C.D., Larsson, K.M. and Kornberg, R.D., 2008. The RNA polymerase II trigger loop functions in substrate selection and is directly targeted by alpha-amanitin. Mol Cell, 30(5): 547-56.

74. Kettenberger, H., Armache, K.J. and Cramer, P., 2004. Complete RNA polymerase II elongation complex structure and its interactions with NTP and TFIIS. Mol. Cell, 16(6): 955965.

75. Kettenberger, H. et al., 2006. Structure of an RNA polymerase II-RNA inhibitor complex elucidates transcription regulation by noncoding RNAs. Nat Struct Mol Biol, 13(1): 44-8.

76. Khan, S.A., 2000. Plasmid rolling-circle replication: recent developments. Mol Microbiol, 37(3): 477-84.

77. Kireeva, M., Kashlev, M. and Burton, Z.F., 2010. Translocation by multi-subunit RNA polymerases. Biochim Biophys Acta.

78. Kireeva, M. et al., 2009. Millisecond phase kinetic analysis of elongation catalyzed by human, yeast, and Escherichia coli RNA polymerase. Methods, 48(4): 333-45.

79. Kireeva, M.L. et .al., 2008. Transient reversal of RNA polymerase II active site closing controls fidelity of transcription elongation. Mol Cell, 30(5): 557-566.

80. Koepsel, R.R., Murray, R.W., Rosenblum, W.D. and Khan, S.A., 1985. The replication initiator protein of plasmid pT181 has sequence-specific endonuclease and topoisomerase-like activities. Proc Natl Acad Sei USA, 82(20): 6845-9.

81. Komissarova, N. and Kashlev, M., 1997a. RNA polymerase switches between inactivated and activated states By translocating back and forth along the DNA and the RNA. J Biol Chem, 272(24): 15329-38.

82. Komissarova, N. and Kashlev, M., 1997b. Transcriptional arrest: Escherichia coli RNA polymerase translocates backward, leaving the 3' end of the RNA intact and extruded. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 94(5): 1755-1760.

83. Korzheva, N. et al., 2000. A structural model of transcription elongation. Science, 289(5479): 619-625.

84. Kovacic, R.T., 1987. The 0 degree C closed complexes between Escherichia coli RNA polymerase and two promoters, T7-A3 and lacUV5. J Biol Chem, 262(28): 13654-61.

85. Kramer, M.G., del Solar, G. and Espinosa, M., 1995. Lagging-strand origins of the promiscuous plasmid pMV158: physical and functional characterization. Microbiology, 141 (Pt 3): 655-62.

86. Kramer, M.G., Espinosa, M., Misra, T.K. and Khan, S.A., 1999. Characterization of a singlestrand origin, ssoU, required for broad host range replication of rolling-circle plasmids. Mol Microbiol, 33(3): 466-75.

87. Kramer, M.G., Khan, S.A. and Espinosa, M., 1997. Plasmid rolling circle replication: identification of the RNA polymerase-directed primer RNA and requirement for DNA polymerase I for lagging strand synthesis. EMBO J, 16(18): 5784-95.

88. Kramer, M.G., Khan, S.A. and Espinosa, M., 1998. Lagging-strand replication from the ssoA origin of plasmid pMV158 in Streptococcus pneumoniae: in vivo and in vitro influences of mutations in two conserved ssoA regions. J Bacteriol, 180(1): 83-9.

89. Kulbachinskiy, A., Feklistov, A., Krasheninnikov, I., Goldfarb, A. and Nikiforov, V., 2004. Aptamers to Escherichia coli core RNA polymerase that sense its interaction with rifampicin, sigma-subunit and GreB. Eur. J. Biochem., 271(23-24): 4921-4931.

90. Kulbachinskiy, A. and Mustaev, A., 2006. Region 3.2 of the sigma subunit contributes to the binding of the 3'-initiating nucleotide in the RNA polymerase active center and facilitates promoter clearance during initiation. J Biol Chem, 281(27): 18273-6.

91. Kulbachinskiy, A.V., 2007. Methods for selection of aptamers to protein targets. Biochemistry (Mose), 72(13): 1505-18.

92. Kuznedelov, K. et al., 2002. A role for interaction of the RNA polymerase flap domain with the sigma subunit in promoter recognition. Science, 295(5556): 855-7.

93. Kuznedelov, K., Minakhin, L. and Severinov, K., 2003. Preparation and characterization of recombinant Thermus aquaticus RNA polymerase. Methods Enzymol., 370: 94-108.

94. Laemmli, U.K., 1970. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 227(5259): 680-5.

95. Landick, R., 2005. NTP-entiy routes in multi-subunit RNA polymerases. Trends Biochem Sci, 30(12): 651-4.

96. Lane, W.J. and Darst, S.A., 2010. Molecular evolution of multisubunit RNA polymerases: sequence analysis. J Mol Biol, 395(4): 671-85.

97. Lee, C.A., Fournier, M.J. and Beckwith, J., 1985. Escherichia coli 6S RNA is not essential for growth or protein secretion. J Bacteriol, 161(3): 1156-61.

98. Lisitsyn, N.A., Gur'ev, S.O., Sverdlov, E.D., Moiseeva, E.P. and Nikiforov, V.G., 1984a. Nucleotide substitutions in the rpoB gene leading to rifampicin resistance of E. coli RNA polymerase. Bioorg. Khim., 10(1): 127-128.

99. Lisitsyn, N.A., Sverdlov, E.D., Moiseyeva, E.P., Danilevskaya, O.N. and Nikiforov, V.G., 1984b. Mutation to rifampicin resistance at the beginning of the RNA polymerase beta subunit gene in Escherichia coli. Mol. Gen. Genet., 196(1): 173-174.

100. Malhotra, A., Severinova, E. and Darst, S.A., 1996. Crystal structure of a sigma 70 subunit fragment from E. coli RNA polymerase. Cell, 87(1): 127-136.

101. McClure, W.R. and Cech, C.L., 1978. On the mechanism of rifampicin inhibition of RNA synthesis. J. Biol. Chem., 253(24): 8949-8956.

102. Meijer, W.J., van der Lelie, D., Venema, G. and Bron, S., 1995. Effects of the generation of single-stranded DNA on the maintenance of plasmid pMV158 and derivatives in Lactococcus lactis. Plasmid, 33(2): 91-9.

103. Mukhopadhyay, J. et al., 2008. The RNA polymerase "switch region" is a target for inhibitors. Cell, 135(2): 295-307.

104. Mukhopadhyay, J. et al., 2001. Translocation of sigma(70) with RNA polymerase during transcription: fluorescence resonance energy transfer assay for movement relative to DNA. Cell, 106(4): 453-63.

105. Murakami, K.S., Masuda, S., Campbell, E.A., Muzzin, O. and Darst, S.A., 2002a. Structural basis of transcription initiation: an RNA polymerase holoenzyme-DNA complex. Science, 296(5571): 1285-1290.

106. Murakami, K.S., Masuda, S. and Darst, S.A., 2002b. Structural basis of transcription initiation: RNA polymerase holoenzyme at 4 A resolution. Science, 296(5571): 1280-1284.

107. Murray, H.D., Schneider, D.A. and Gourse, R.L., 2003. Control of rRNA expression by small molecules is dynamic and nonredundant. Mol Cell, 12(1): 125-34.

108. Naji, S., Bertero, M.G., Spitalny, P., Cramer, P. and Thomm, M., 2008. Structure-function analysis of the RNA polymerase cleft loops elucidates initial transcription, DNA unwinding and RNA displacement. Nucleic Acids Res, 36(2): 676-87.

109. Naryshkin, N. Revyakin, A., Kim, Y., Mekler, V. and Ebright, R.H., 2000. Structural organization of the RNA polymerase-promoter open complex. Cell, 101(6): 601-611.

110. Naryshkina, T., Kuznedelov, K. and Severinov, K., 2006. The role of the largest RNA polymerase subunit lid element in preventing the formation of extended RNA-DNA hybrid. J Mol Bioi 361(4): 634-43.

111. Navarro, J.A., Daros, J.A. and Flores, R., 1999. Complexes containing both polarity strands of avocado sunblotch viroid: identification in chloroplasts and characterization. Virology, 253(1): 77-85.

112. Navarro, J.A., Vera, A. and Flores, R., 2000. A chloroplastic RNA polymerase resistant to tagetitoxin is involved in replication of avocado sunblotch viroid. Virology, 268(1): 218-25.

113. Nechaev, S. and Adelman, K., 2008. Promoter-proximal Pol II: when stalling speeds things up. Cell Cycle, 7(11): 1539-44.

114. Nedialkov, Y.A. et al., 2003. NTP-driven translocation by human RNA polymerase II. J Biol Chem, 278(20): 18303-12.

115. Nickels, B.E. et al., 2005. The interaction between sigma70 and the beta-flap of Escherichia coli RNA polymerase inhibits extension of nascent RNA during early elongation. Proc Natl Acad Sei USA, 102(12): 4488-93.

116. Nickels, B.E., Mukhopadhyay, J., Garrity, S.J., Ebright, R.H. and Hochschild, A., 2004. The sigma 70 subunit of RNA polymerase mediates a promoter-proximal pause at the lac promoter. Nat Struct Mol Biol, 11(6): 544-50.

117. Nudler, E., 1999. Transcription elongation: structural basis and mechanisms. J Mol Biol, 288(1): 1-12.

118. Nudler, E., 2009. RNA polymerase active center: the molecular engine of transcription. Annu Rev Biochem, 78: 335-61.

119. Nudler, E., Kashlev, M., Nikiforov, V. and Goldfarb, A., 1995. Coupling between transcription termination and RNA polymerase inchworming. Cell, 81(3): 351-357.

120. Nudler, E., Mustaev, A., Lukhtanov, E. and Goldfarb, A., 1997. The RNA-DNA hybrid maintains the register of transcription by preventing backtracking of RNA polymerase. Cell, 89(1): 33-41.

121. Orlova, M., Newlands, J., Das, A., Goldfarb, A. and Borukhov, S., 1995. Intrinsic transcript cleavage activity of RNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 92(10): 4596-4600.

122. Ovchinnikov, Y.A. et al., 1983. RNA polymerase rifampicin resistance mutations in Escherichia colt sequence changes and dominance. Mol. Gen. Genet., 190(2): 344-8.

123. Pelchat, M., Cote, F. and Perreault, J.P., 2001. Study of the polymerization step of the rolling circle replication of peach latent mosaic viroid. Arch Virol, 146(9): 1753-63.

124. Pelchat, M., Grenier, C. and Perreault, J.P., 2002. Characterization of a viroid-derived RNA promoter for the DNA-dependent RNA polymerase from Escherichia coli. Biochemistry, 41(20): 6561-71.

125. Pelchat, M. et al., 2000. Sequencing of peach latent mosaic viroid variants from nine North American peach cultivars shows that this RNA folds into a complex secondary structure. Virology, 271(1): 37-45.

126. Revyakin, A., Liu, C., Ebright, R.H. and Strick, T.R., 2006. Abortive initiation and productive initiation by RNA polymerase involve DNA scrunching. Science, 314(5802): 1139-43.

127. Ring, B.Z., Yarnell, W.S. and Roberts, J.W., 1996. Function of E. coli RNA polymerase sigma factor sigma 70 in promoter-proximal pausing. Cell, 86(3): 485-93.

128. Rozovskaya, T.A., Chenchik, A.A. and Beabealashvilli, R., 1982. Processive pyrophosphorolysis of RNA by Escherichia coli RNA polymerase. FEBS Lett, 137(1): 1004.

129. Rozovskaya, T.A. et al., 1984. The mechanism of pyrophosphorolysis of RNA by RNA polymerase. Endowment of RNA polymerase with artificial exonuclease activity. Biochem. J., 224(2): 645-650.

130. Rudd, M.D., Izban, M.G. and Luse, D.S., 1994. The active site of RNA polymerase II participates in transcript cleavage within arrested ternary complexes. Proc Natl Acad Sci U S A, 91(17): 8057-61.

131. Rutherford, S.T., Villers, C.L., Lee, J.H., Ross, W. and Gourse, R.L., 2009. Allosteric control of Escherichia coli rRNA promoter complexes by DksA. Genes Dev, 23(2): 236-48.

132. Sambrook, J., Fritsch, E.F. and Maniatis, T., 1989. Molecular cloning. Cold Spring Harbour Press.

133. Sasse-Dwight, S. and Gralla, J.D., 1989. KMn04 as a probe for lac promoter DNA melting and mechanism in vivo. J Biol Chem, 264(14): 8074-81.

134. Schickor, P., Metzger, W., Werel, W., Lederer, H. and Heumann, H., 1990. Topography of intermediates in transcription initiation of E.coli. Embo J, 9(7): 2215-20.

135. Schroeder, L.A. and deHaseth, P.L., 2005. Mechanistic differences in promoter DNA melting by Thermus aquaticus and Escherichia coli RNA polymerases. J Biol Chem, 280(17): 17422-9.

136. Schwartz, E.C. et al., 2008. A full-length group 1 bacterial sigma factor adopts a compact structure incompatible with DNA binding. Chem Biol, 15(10): 1091-103.

137. Seegers, J.F. et al., 1995. Structural and functional analysis of the single-strand origin of replication from the lactococcal plasmid pWVOl. Mol Gen Genet, 249(1): 43-50.

138. Severinov, K., Soushko, M., Goldfarb, A. and Nikiforov, V., 1993. Rifampicin region revisited. New rifampicin-resistant and streptolydigin-resistant mutants in the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem., 268(20): 14820-14825.

139. Severinov, K., Soushko, M., Goldfarb, A. and Nikiforov, V., 1994. RifR mutations in the beginning of the Escherichia coli rpoB gene. Mol. Gen. Genet., 244(2): 120-126.

140. Sosunov, V. et al., 2003. Unified two-metal mechanism of RNA synthesis and degradation by RNA polymerase. EMBO J., 22(9): 2234-2244.

141. Sosunov, V. et al., 2005. The involvement of the aspartate triad of the active center in all catalytic activities of multisubunit RNA polymerase. Nucleic Acids Res, 33(13): 4202-4211.

142. Spassky, A., Busby, S.J., Danchin, A. and Buc, H., 1979. On the binding of tRNA to Escherichia coli RNA polymerase. Eur J Biochem, 99(1): 187-201.

143. Steitz, T.A., 1998. A mechanism for all polymerases. Nature, 391(6664): 231-232.

144. Steitz, T.A., 2006. Visualizing polynucleotide polymerase machines at work. Embo J, 25(15): 3458-68.

145. Steitz, T.A., 2009. The structural changes of T7 RNA polymerase from transcription initiation to elongation. Curr Opin Struct Biol, 19(6): 683-90.

146. Steitz, T.A., Smerdon, S.J., Jager, J. and Joyce, C.M., 1994. A unified polymerase mechanism for nonhomologous DNA and RNA polymerases. Science, 266(5193): 2022-5.

147. Svetlov, V. and Nudler, E., 2009. Macromolecular micromovements: how RNA polymerase translocates. Curr Opin Struct Biol, 19(6): 701-7.

148. Svetlov, V., Vassylyev, D.G. and Artsimovitch, I., 2004. Discrimination against deoxyribonucleotide substrates by bacterial RNA polymerase. J. Biol. Chem., 279(37): 38087-90.

149. Sydow, J.F. et al., 2009. Structural basis of transcription: mismatch-specific fidelity mechanisms and paused RNA polymerase II with frayed RNA. Mol Cell, 34(6): 710-21.

150. Sydow, J.F. and Cramer, P., 2009. RNA polymerase fidelity and transcriptional proofreading. Curr Opin Struct Biol, 19(6): 732-9.

151. Temiakov, D. et al., 2005. Structural basis of transcription inhibition by antibiotic streptolydigin. Mol. Cell, 19(5): 655-666.

152. Thomas, M. et al., 1997. Selective targeting and inhibition of yeast RNA polymerase II by RNA aptamers. J. Biol. Chem., 272(44): 27980-27986.

153. Toulokhonov, I. and Landick, R, 2006. The role of the lid element in transcription by E. coli RNA polymerase. J Mol Biol, 361(4): 644-58.

154. Toulokhonov, I., Zhang, J., Palangat, M. and Landick, R, 2007. A central role of the RNA polymerase trigger loop in active-site rearrangement during transcriptional pausing. Mol Cell, 27(3): 406-419.

155. Trotochaud, A.E. and Wassarman, K.M., 2004. 6S RNA function enhances long-term cell survival. J Bacteriol, 186(15): 4978-85.

156. Trotochaud, A.E. and Wassarman, K.M., 2005. A highly conserved 6S RNA structure is required for regulation of transcription. Nat Struct Mol Biol, 12(4): 313-9.

157. Tuerk, C., MacDougal, S. and Gold, L., 1992. RNA pseudoknots that inhibit human immunodeficiency virus type 1 reverse transcriptase. Proc. Natl. Acad. Sei. U. S. A., 89(15): 6988-6992.

158. Vassylyev, D.G. et al., 2002. Crystal structure of a bacterial RNA polymerase holoenzyme at 2.6 A resolution. Nature, 417(6890): 712-719.

159. Vassylyev, D.G. et al., 2005. Structural basis for transcription inhibition by tagetitoxin. Nat Struct Mol Biol, 12(12): 1086-93.

160. Vassylyev, D.G., Vassylyeva, M.N., Perederina, A., Tahirov, T.H. and Artsimovitch, I., 2007. Structural basis for transcription elongation by bacterial RNA polymerase. Nature, 448(7150): 157-62.

161. Vassylyev, D.G. et al., 2007. Structural basis for substrate loading in bacterial RNA polymerase. Nature, 448(7150): 163-8.

162. Vuthoori, S., Bowers, C.W., McCracken, A., Dombroski, A.J. and Hinton, D.M., 2001. Domain 1.1 of the sigma(70) subunit of Escherichia coli RNA polymerase modulates the formation of stable polymerase/promoter complexes. J. Mol. Biol., 309(3): 561-572.

163. Walmacq, C. et al., 2009. Rpb9 subunit controls transcription fidelity by delaying NTP sequestration in RNA polymerase II. J Biol Chem, 284(29): 19601-12.

164. Walter, P. and Blobel, G., 1983. Disassembly and reconstitution of signal recognition particle. Cell, 34(2): 525-33.

165. Wang, D. et al., 2009. Structural basis of transcription: backtracked RNA polymerase II at 3.4 angstrom resolution. Science, 324(5931): 1203-6.

166. Wang, D., Bushnell, D.A., Westover, K.D., Kaplan, C.D. and Kornberg, R.D., 2006. Structural basis of transcription: role of the trigger loop in substrate specificity and catalysis. Cell, 127(5): 941-954.

167. Wang, D. and Hawley, D.K., 1993. Identification of a 3'—>5' exonuclease activity associated with human RNA polymerase II. Proc Natl Acad Sei USA, 90(3): 843-7.

168. Wassarman, K.M., 2007. 6S RNA: a small RNA regulator of transcription. Curr Opin Microbiol, 10(2): 164-8.

169. Wassarman, K.M. and Saecker, R.M., 2006. Synthesis-mediated release of a small RNA inhibitor of RNA polymerase. Science, 314(5805): 1601-3.

170. Wassarman, K.M. and Storz, G., 2000. 6S RNA regulates E. coli RNA polymerase activity. Cell, 101(6): 613-23.

171. Westover, K.D., Bushnell, D.A. and Kornberg, R.D., 2004. Structural basis of transcription: nucleotide selection by rotation in the RNA polymerase II active center. Cell, 119(4): 481-9.

172. Yarbrough, L.R., Wu, F.Y. and Wu, C.W., 1976. Molecular mechanism of the rifampicin-RNA polymerase interaction. Biochemistry, 15(12): 2669-2676.

173. Young, B.A., Gruber, T.M. and Gross, C.A., 2002. Views of transcription initiation. Cell, 109(4): 417-20.

174. Zaychikov, E. et al., 1996. Mapping of catalytic residues in the RNA polymerase active center. Science, 273(5271): 107-9.

175. Zenkin, N., Naryshkina, Т., Kuznedelov, K. and Severinov, K., 2006. The mechanism of DNA replication primer synthesis by RNA polymerase. Nature, 439(7076): 617-20.

176. Zenkin, N. and Severinov, K., 2004. The role of RNA polymerase sigma subunit in promoter-independent initiation of transcription. Proc Natl Acad Sci USA, 101(13): 4396400.

177. Zhang, G. et al., 1999. Crystal structure of Thermus aquaticus core RNA polymerase at 3.3 A resolution. Cell, 98(6): 811-24.

178. Zhang, J., Palangat, M. and Landick, R., 2010. Role of the RNA polymerase trigger loop in catalysis and pausing. Nat Struct Mol Biol, 17(1): 99-104.

179. Сологуб, М.Ю., Кочетков, C.H. and Темяков, Д.Е., 2009. Транскрипция и ее регуляция в митохондриях млекопитающих и человека. Молекулярная биология, 43(2): 215-229.

180. Туницкая, B.JI. and Кочетков, С.Н., 2002. Структурно-функциональный анализ РНК-полимеразы бактериофага Т7. Биохимия, 67(10): 1360-1373.