Механизмы инициации транскрипции у мезофильных и термофильных бактерий тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, доктор биологических наук Кульбачинский, Андрей Владимирович

• Кульбачинский, Андрей Владимирович
• доктор биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации доктор биологических наук Кульбачинский, Андрей Владимирович

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

I. СТРУКТУРНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ БАКТЕРИАЛЬНОЙ РНКП: МЕХАНИЗМЫ ИНИЦИАЦИИ ТРАНСКРИПЦИИ И КАТАЛИЗА.

1. Общий механизм инициации транскрипции.

2. Структура бактериальной РНКП.

2.1. Структура кор-фермента РНКП.

2.2. Структура холофермента РНКП.

2.3. Структура ст-субъедшшцы РНКП.

3. Структурные модели промоторного и элонгационного комплексов.

3.1. Структурная модель промоторного комплекса.

3.2. Структурные перестройки промоторного комплекса в ходе инициации транскрипции.

3.3. Миксопиронин: антибиотик, блокирующий образование открытого промоторного комплекса.

3.4. Структура элонгационного комплекса.

4. Механизм синтеза РНК в активном центре РНКП.

4.1. Реакции, катализируемые РНКП.

4.2. Механизм синтеза РНК: присоединение NTP в активном центре и функция G-петли.

4.3. Механизм транслокации РНКП и функция F-спирали.

4.4. Антибиотики, блокирующие каталитический цикл РНКП.

4.4.1. Стрептолидигин: блокирование образования инсерционного комплекса.

4.4.2. Аманитин: блокирование транслокации РНКП.

5. Регуляция транскрипции факторами, действующими на активный центр РНКП.

5.1. Факторы, регулирующие расщепление РНК в активном центре.

5.1.1. Стимуляция расщепления РНК Gre-факторами.

5.1.2. Регуляция транскрипции белками Gfhl и Rnk.

5.2. Регуляция транскрипции ppGpp и DksA.

5.2.1. Функции ppGpp в регуляции инициации транскрипции.

5.2.2. Функции белка DksA: стимуляция связывания ppGpp.

5.3. Антибиотики, нарушающие связывание ионов Mg2+ в активном центре РНКП.

5.3.1. Тагетитоксин: связывание дополнительного иона Mg2+ в активном центре РНКП.

5.3.2. Рифампицин: нарушение связывания каталитических ионов Mg2+.

5.3.3. Сорангицин — функциональный аналог рифампицина.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Механизмы инициации транскрипции у мезофильных и термофильных бактерий»

Актуальность проблемы

Транскрипция является первой стадией экспрессии генетического материала в клетках всех организмов. Именно на уровне транскрипции действуют основные механизмы генетической регуляции. Главным ферментом, осуществляющим транскрипцию, является РНК-полимераза (РНКП) - сложная молекулярная машина, обладающая многими каталитическими активностями и способная к разнообразным структурным перестройкам. Структура РНКП и механизм синтеза РНК высоко консервативны у всех организмов, от бактерий до человека. РНКП бактерий имеет наиболее простое строение и может служить удобной моделью для изучения механизмов транскрипции с применением самых современных методов молекулярной биологии.

Наиболее сложной и жестко регулируемой стадией транскрипции является стадия инициации. Инициация транскрипции происходит в специфических участках ДНК -промоторах, - и сама состоит из нескольких стадий. В отличие от ДНК-полимераз, РНКП способна самостоятельно осуществлять инициацию и начинать синтез РНК в отсутствие затравки. В ходе инициации РНКП должна: (1) узнать промотор; (2) расплавить цепи ДНК вокруг стартовой точки транскрипции; (3) связать инициаторные нуклеотиды и начать синтез РНК; (4) разорвать контакты с промотором и перейти к продуктивному синтезу РНК - элонгации транскрипции. Детальный молекулярный механизм инициации транскрипции и механизмы структурных превращений РНКП, происходящих на разных стадиях инициации, во многом остаются неизвестными. Расшифровка данного механизма является одной из фундаментальных задач молекулярной биологии.

У бактерий все стадии инициации осуществляются холоферментом РНКП, состоящим из кор-фермента (субъединичный состав агРР'со) и фактора инициации - ст-субъединицы, которая диссоциирует при переходе к элонгации транскрипции. Одной из основных функций а-субъединицы является узнавание промоторов и плавление ДНК в районе стартовой точки транскрипции. В последние годы появились данные, показывающие, что сг-субъединица может также играть активную роль на последующих стадиях инициации, в том числе, в процессах инициации синтеза РНК и ухода РНКП с промотора. Таким образом, с-субъединица является одним из основных регуляторов транскрипции, действующим на всех стадиях инициации. Анализ функций а-субъединицы представляет огромный интерес для понимания механизма транскрипции в целом и основных принципов транскрипционной регуляции.

Анализ трехмерной структуры РНКП, проведенный для РНКП термофильных бактерий Thermus aquaticas и Thermus thermophilus, позволил создать структурные модели промоторного и элонгациоиного комплексов. Предложенные модели, хотя и не дают исчерпывающей информации о механизмах структурных превращений РНКП на разных стадиях синтеза РНК, позволяют предположить функции различных участков фермента и могут являться основой для расшифровки детального молекулярного механизма транскрипции. Наличие структурных моделей транскрипционных комплексов открывает возможности для исследований конформационной подвижности РНКП на всех стадиях транскрипции, начиная от взаимодействия ст-субъединицы с кор-ферментом, узнавания и плавления промоторов до структурных перестроек транскрипционного комплекса в ходе инициации транскрипции и механизмов катализа в активном центре РНКП.

Термофильные бактерии являются исключительно интересной моделью для изучения механизмов транскрипции и структурной подвижности РНКП, поскольку, при сохранении консервативного механизма транскрипции, они приобрели особенности, связанные с адаптацией к высоким температурам. В частности, РНКП термофилов обладают повышенной жесткостью структуры и сниженной конформационной подвижностью, обеспечивающей термостабильность. Сравнени транскрипционных свойств РНКП термофильных и мезофильных бактерий дает уникальную возможность для поиска функционально-важных участков РНКП, задействованных в узнавании промоторов и в катализе и обеспечивающих адаптивные различия между различными группами бактерий.

Понимание детального механизма транскрипции представляет не только фундаментальный интерес, но имеет и важнейшее практическое значение, поскольку многие заболевания человека связаны с нарушениями процессов инициации и элонгации транскрипции. Кроме того, анализ механизма транскрипции необходим для разработки новых методов подавления активности РНКП, получения новых ингибиторов фермента и антибиотиков, которые могут найти применение в терапии многих инфекционных заболеваний.

Цели и задачи исследования

Целью данной работы являлась расшифровка детального молекулярного механизма инициации транскрипции у различных групп бактерий и анализ структурных перестроек РНКП, происходящих в ходе данного процесса. Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. Разработать новые подходы к анализу структуры РНКП и механизмов узнавания промоторов с использованием аптамеров.

2. Установить молекулярные механизмы взаимодействий РНКП с различными промоторными элементами.

3. Изучить механизм плавления ДНК при образовании открытого промоторного комплекса РНКП и механизмы стабилизации открытого комплекса.

4. Установить механизм инициации синтеза РНК в активном центре РНКП.

5. Исследовать механизм ухода РНКП с промотора.

6. Охарактеризовать молекулярные механизмы, лежащие в основе различий транскрипционных свойств РНКП термофильных и мезофильных бактерий.

Научная новизна и практическая значимость работы

В результате работы получены важнейшие данные о молекулярных механизмах всех стадий инициации транскрипции, а также о механизмах структурных превращений РНКП, происходящих на данных стадиях. Установлены молекулярные механизмы узнавания основных промоторных элементов РНКП, открыт и охарактеризован новый элемент бактериальных промоторов (GGGA-элемент). Показано, что GGGA является промоторным элементом нового типа, который способен определять межвидовые различия в узнавании промоторов РНКП. Показано, что а-субъединица РНКП содержит функционально-активные участки связывания ДНК и способна узнавать -10, TG и GGGA-элементы промотора в составе нематричной цепи ДНК. Изучен процесс образования открытого промоторного комплекса РНКП различных мезофильных и термофильных бактерий, показано, что важную роль в плавлении ДНК играют аминокислотные остатки в участках сг-субъединицы, взаимодействующих с -10 элементом промотора и с кор-ферментом РНКП. Показано, что стабильность промоторных комплексов определяется контактами сг-субъединицы РНКП с промоторными элементами, а также контактами кор-фермента с ДНК спереди по ходу транскрипции. Изучен механизм инициации синтеза РНК в активном центре РНКП; показано, что в образовании первых связей РНК решающую роль играет ст-субъединица, которая способствует связыванию инициаторных нуклеотидов. Показано, что ст-субъединица также играет важную роль в процессе ухода РНКП с промотора при переходе к элонгации транскрипции; установлено, что растущий РНК-транскрипт конкурирует с а-субъединицей за связывание с кор-ферментом РНКП, что в результате приводит к разрыву контактов с промотором. Выявлены структурные элементы РНКП, обеспечивающие различия в каталитических свойствах РНКП мезофильных и термофильных бактерий. Получен новый тип лигандов к РНКП — аптамеры, — которые открывают широкие возможности для дальнейших исследований механизма транскрипции, а также для создания эффективных ингибиторов фермента.

В целом, полученные в работе данные существенно углубляют наши знания о молекулярных механизмах транскрипции и представляют значительный интерес для понимания основных принципов регуляции генной экспрессии. Кроме большой фундаментальной значимости, результаты работы имеют важное практическое значение и могут найти применение во многих прикладных исследованиях. В частности, открытия, сделанные в работе, могут быть использованы для создания новых типов промоторов и высокоэффективных систем генной экспрессии, разработки новых стратегий направленной регуляции транскрипции, а также для получения новых ингибиторов РНКП, имеющих терапевтическое значение.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

I. Структурные исследования бактериальной РНКП: механизмы инициации транскрипции и катализа

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Кульбачинский, Андрей Владимирович

выводы

1. Исследован механизм инициации транскрипции РНКП мезофильных и термофильных бактерий. Показано, что, при сохранении консервативного механизма инициации, РНКП разных бактерий проявляют значительные различия в узнавании промоторов, свойствах промоторных комплексов и каталитической активности.

2. Разработан новый подход к изучению структуры РНКП и механизмов инициации транскрипции с использованием аптамеров. Получены высокоаффинные и высокоспецифичные оцДНК аптамеры к ст-субъединице, холоферменту и кор-ферменту РНКП, которые взаимодействуют с участками связывания нуклеиновых кислот, транскрипционных факторов и антибиотиков. Показано, что аптамеры являются удобным инструментом для изучения взаимодействий РНКП с нуклеиновыми кислотами и регуляторными факторами, а также для создания новых ингибиторов фермента.

3. Открыт новый элемент промоторов бактерий (GGGA-элемент), который располагается справа от -10 элемента. Данный элемент узнается районом 1.2 ст-субъединицы и увеличивает стабильность промоторных комплексов РНКП. Промоторы, содержащие GGGA, узнаются РНКП разных бактерий с разной специфичностью. Межвидовые различия в узнавании GGGA-содержащих промоторов определяются различиями в неспецифических контактах РНКП с промоторной ДНК.

4. Свободная ст-субъединица РНКП содержит функционально-активные участки связывания ДНК и способна узнавать -10, TG и GGGA-элементы промотора в составе аптамеров, соответствующих нематричной цепи промотора. ДНК-связывающая активность ст-субъединицы стимулируется Р'-субъединицей кор-фермента РНКП.

5. Холофермент РНКП обладает высокой аффинностью к шпилечным структурам ДНК, содержащим TG-элемент промотора в двунитевом состоянии и -10 элемент промотора в однонитевом состоянии. Данное свойство РНКП, вероятно, лежит в основе механизма плавления ДНК при образовании открытого промоторного комплекса.

6. Контакты кор-фермента РНКП с промоторной ДНК спереди по ходу транскрипции необходимы для стабилизации промоторных комплексов.

7. Сигма-субъединица влияет на структуру активного центра РНКП на стадии инициации транскрипции. Сигма-субъединица способствует связыванию З'-инициаторного нуклеотида в активном центре РНКП, в частности, за счет контактов района 3.2 с районом switch2 Р'-субъединицы, который, в свою очередь, взаимодействует с матричной цепью ДНК в области активного центра.

8. Сигма-субъединица РНКП принимает участие в процессе перехода от инициации к элонгации транскрипции, за счет конкуренции района 3.2 с синтезируемой РНК, что, с одной стороны, является причиной абортивной инициации, а с другой - способствует разрыву контактов РНКП с промотором.

9. Выявлены элементы РНКП, определяющие различия свойств промоторных комплексов РНКП разных бактерий. Установлено, что различия в температуре плавления промоторов определяются аминокислотными остатками района 2 ст-субъединицы, контактирующими с -10 элементом промотора и с кор-ферментом РНКП, а различия в стабильности промоторных комплексов — N-концевым районом ст-субъединицы, а также кор-ферментом РНКП. Данные различия не связаны с температурной адаптацией бактерий.

10. Выявлены структурные элементы активного центра РНКП, определяющие адаптивные различия в скорости катализа РНКП термофильных и мезофильных бактерий. Показано, что район F-петли Р'-субъединицы аллостерически способствует формированию закрытой конформации активного центра в процессе присоединения нуклеотидов.

БЛАГОДАРНОСТИ

Автор искренне благодарит В.Г. Никифорова за ценные советы, научные дискуссии и критические замечания в процессе выполнения работы, В.А. Гвоздева за переданные им знания, поддержку в течение многих лет и обсуждение данной работы, Е.Д. Свердлова за большую поддержку и стимуляцию научной работы. Автор выражает искреннюю признательность К.Л. Бродолину, И.А. Басс, Е.В. Жилиной, Н.А. Миропольской, Д.В. Пупову, А.К. Севостьяновой за большую помощь работе и непосредственое участие в проведении экспериментов. Автор благодарит Е.С. Богданову, С. Борухова, Н.В. Коржеву, А. Мустаева, А.В. Феклистова, С.И. Шрама и В.Н. Эпштейна за помощь в работе, Н.С. Зенкина, Е.В. Сосунову, Ю.В. Юзенкову за обсуждение работы и полезные советы, И.В. Демидюка и Д.В. Пупова за советы по оформлению диссертации и редактирование текста. Автор благодарен А. Гольдфарбу и К. Северинову за предоставленную возможность выполнения работы в их лабораториях, С. Климашаускасу и всем сотрудникам Лаборатории биологической модификации ДНК Института биотехнологии в Вильнюсе за помощь в проведении экспериментов и гостеприимство. Автор благодарит И. Арцимович, С. Борухова, JI. Минахина, К. Кузнеделова и К. Северинова за предоставление плазмид и препаратов белков. Автор особенно благодарен Ж.М. Горленко, И.А. Басс, А.Н. Лебедеву, С. и Л. Минахиным, С.З. Миндлин, М.А. Петровой и всем сотрудникам ОМГК ИМГ РАН за постоянное внимание, дружеское отношение и огромную всестороннюю подержку в процессе выполнения этой работы.

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

BSA - бычий сывороточный альбумин DTT— дитиотреитол dNTP — дезоксирибонуклеозидтрифосфат

EDTA — этилендиаминтетраацетат

IPTG — изопропил-р-тио-Б-галактопиранозид

Мух - миксопиронин

NTP - рибонуклеозидтрифосфат

PMSF - фенилметилсульфонилфторид

Rif - рифампицин

SDS - додецилсульфат натрия

SELEX - systematic evolution of ligands by exponential enrichment Sor - сорангицин Stl - стрептолидигин Tgt - тагетитоксин а.к. - аминокислотный остаток дцДНК - двухцепочечная ДНК

НК - нуклеиновые кислоты нт - нуклеотидов оцДНК - одноцепочечная ДНК п.н. - пар нуклеотидов

ПААГ — полиакриламидный гель

ПЦР — полимеразная цепная реакция

РНКП - РНК-полимераза

ЭК - элонгационный комплекс

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Кульбачинский, Андрей Владимирович, 2009 год

1. Adelman К, Yuzenkova J, La Porta A, Zenkin N, Lee J, Lis J. T, Borukhov S, Wang M. D, Severinov K. 2004. Molecular mechanism of transcription inhibition by peptide antibiotic Microcin J25. Mol Cell 14: 753-762.

2. Allen P, Worland S, Gold L. 1995. Isolation of high-affinity RNA ligands to HIV-l integrase from a random pool. Virology 209: 327-336.

3. Allen T. A, Von Kaenel S, Goodrich J. A, Kugel J. F. 2004. The SINE-encoded mouse B2 RNA represses mRNA transcription in response to heat shock. Nat Struct Mol Biol 11: 816821.

4. Andreola M. L, Pileur F, Calmels C, Ventura M, Tarrago-Litvak L, Toulme J. J, Litvak S. 2001. DNA aptamers selected against the HIV-l RNase H display in vitro antiviral activity. Biochemistry 40: 10087-10094.

5. Aniskovitch L. P, Winkler H. H. 1995. Instability of Rickettsia prowazekii RNA polymerase-promoter complexes. JBacteriol 177: 6301-6303.

6. Anthony L. C, Burgess R. R. 2002. Conformational flexibility in sigma70 region 2 during transcription initiation. J Biol Chem 277: 46433-46441.

7. Arthur Т. M, Burgess R. R. 1998. Localization of a sigma70 binding site on the N terminus of the Escherichia coli RNA polymerase beta' subunit. J Biol Chem 273: 31381-31387.

8. Artsimovitch I, Landick R. 2000. Pausing by bacterial RNA polymerase is mediated by mechanistically distinct classes of signals. Proc Natl Acad Sci USA 97: 7090-7095.

9. Artsimovitch I, Patlan V, Sekine S, Vassylyeva M. N, Hosaka T, Ochi K, Yokoyama S, Vassylyev D. G. 2004. Structural basis for transcription regulation by alarmone ppGpp. Cell 117: 299-310.

10. Artsimovitch I., Svetlov V, Anthony L, Burgess R. R, Landick R. 2000. RNA polymerases from Bacillus subtilis and Escherichia coli differ in recognition of regulatory signals in vitro. JBacteriol 182: 6027-6035.

11. Bar-Nahum G, Epshtein V, Ruckenstein A. E, Rafikov R, Mustaev A, Nudler E. 2005. A ratchet mechanism of transcription elongation and its control. Cell 120: 183-193.

12. Bar-Nahum G, Nudler E. 2001. Isolation and characterization of sigma(70)-retaining transcription elongation complexes from Escherichia coli. Cell 106: 443-451.

13. Barne K. A, Bown J. A, Busby S. J, Minchin S. D. 1997. Region 2.5 of the Escherichia coli RNA polymerase sigma70 subunit is responsible for the recognition of the 'extended-10' motif at promoters. EMBOJ16: 4034-4040.

14. Batada N. N, Westover K. D, Bushnell D. A, Levitt M, Kornberg R. D. 2004. Diffusion of nucleoside triphosphates and role of the entry site to the RNA polymerase II active center. Proc Natl Acad Sci USA 101: 17361-17364.

15. Berezovski M, Drabovich A, Krylova S. M, Musheev M, Okhonin V, Petrov A, Krylov S. N. 2005. Nonequilibrium capillary electrophoresis of equilibrium mixtures: a universal tool for development of aptamers. J Am Chem Soc 127: 3165-3171.

16. Berezovski M, Musheev M, Drabovich A, Krylov S. N. 2006. Non-SELEX Selection of Aptamers. J Am Chem Soc 128: 1410-1411.

17. Bianchini M, Radrizzani M, Brocardo M. G, Reyes G. B, Gonzalez Solveyra C, Santa-Coloma T. A. 2001. Specific oligobodies against ERK-2 that recognize both the native and the denatured state of the protein. J Immunol Methods 252: 191-197.

18. Biroccio A, Hamm J, Incitti I, De Francesco R, Tomei L. 2002. Selection of RNA aptamers that are specific and high-affinity ligands of the hepatitis С virus RNA-dependent RNA polymerase. J Virol 76: 3688-3696.

19. Blank M, Weinschenk T, Priemer M, Schluesener H. 2001. Systematic evolution of a DNA aptamer binding to rat brain tumor microvessels. selective targeting of endothelial regulatory protein pigpen. J Biol Chem 276: 16464-16468.

20. Bock L. C, Griffin L. C, Latham J. A, Vermaas E. H, Toole J. J. 1992. Selection of single-stranded DNA molecules that bind and inhibit human thrombin. Nature 355: 564-566.

21. Boeger H, Bushnell D. A, Davis R, Griesenbeck J, Lorch Y, Strattan J. S, Westover K. D, Kornberg R. D. 2005. Structural basis of eukaryotic gene transcription. FEBS Lett 579: 899903.

22. Borukhov S., Goldfarb A. 1993. Recombinant Escherichia coli RNA polymerase: purification of individually overexpressed subunits and in vitro assembly. Protein Expr Purif 4: 503-511.

23. Borukhov S., Polyakov A., Nikiforov V., Goldfarb A. 1992. GreA protein: a transcription elongation factor from Escherichia coli. Proc Natl Acad Sci US A 89: 8899-8902.

24. Borukhov S., Sagitov V., Goldfarb A. 1993. Transcript cleavage factors from E. coli. Cell 72: 459-466.

25. Breaker R. R. 1997. DNA aptamers and DNA enzymes. Curr Opin Chem Biol 1: 26-31.

26. Bridonneau P., Chang Y. F., Buvoli A. V., O'Connell D., Parma D. 1999. Site-directed selection of oligonucleotide antagonists by competitive elution. Antisense Nucleic Acid Drug Dev 9: 1-11.

27. Brodolin K., Mustaev A., Severinov K., Nikiforov V. 2000. Identification of RNA polymerase beta' subunit segment contacting the melted region of the lacUV5 promoter. J Biol Chem 275: 3661-3666.

28. Brodolin K., Zenkin N., Mustaev A., Mamaeva D., Heumann H. 2004. The sigma 70 subunit of RNA polymerase induces lacUV5 promoter-proximal pausing of transcription. Nat Struct Mol Biol 11: 551-557.

29. Brodolin K. L., Studitsky V. M., Mirzabekov A. D. 1993. Conformational changes in E. coli RNA polymerase during promoter recognition. Nucleic Acids Res 21: 5748-5753.

30. Brody E. N., Gold L. 2000. Aptamers as therapeutic and diagnostic agents. J Biotechnol 74:5.13.

31. Brody E. N., Willis M. C., Smith J. D., Jayasena S., Zichi D., Gold L. 1999. The use of aptamers in large arrays for molecular diagnostics. Mol Diagn 4: 381-388.

32. Brown D., Gold L. 1995. Template recognition by an RNA-dependent RNA polymerase: identification and characterization of two RNA binding sites on Q beta replicase. Biochemistry 34: 14765-14774.

33. Brueckner F., Cramer P. 2008. Structural basis of transcription inhibition by alpha-amanitin and implications for RNA polymerase II translocation. Nat Struct Mol Biol 15: 811-818.

34. Bruno J. G., Kiel J. L. 1999. In vitro selection of DNA aptamers to anthrax spores with electrochemiluminescence detection. Biosens Bioelectron 14: 457-464.

35. Buc H., McClure W. R. 1985. Kinetics of open complex formation between Escherichia coli RNA polymerase and the lac UV5 promoter. Evidence for a sequential mechanism involving three steps. Biochemistry 24: 2712-2723.

36. Burgess R. R. 1969. A new method for the large scale purification of Escherichia coli deoxyribonucleic acid-dependent ribonucleic acid polymerase. J Biol Chem 244: 6160-6167.

37. Burgess R. R., Jendrisak J. J. 1975. A procedure for the rapid, large-scall purification of Escherichia coli DNA-dependent RNA polymerase involving Polymin P precipitation and DNA-cellulose chromatography. Biochemistry 14: 4634-4638.

38. Burgstaller P., Jenne A., Blind M. 2002. Aptamers and aptazymes: accelerating small molecule drug discovery. Curr Opin Drug Discov Devel 5: 690-700.

39. Burke D. H., Scates L., Andrews K., Gold L. 1996. Bent pseudoknots and novel RNA inhibitors of type 1 human immunodeficiency virus (HIV-l) reverse transcriptase. J Mol Biol 264: 650-666.

40. Bushnell D. A., Cramer P., Kornberg R. D. 2002. Structural basis of transcription: alpha-amanitin-RNA polymerase II cocrystal at 2.8 A resolution. Proc Natl Acad Sci USA 99: 12181222.

41. Bushnell D. A., Westover K. D., Davis R. E., Kornberg R. D. 2004. Structural basis of transcription: an RNA polymerase II-TFIIB cocrystal at 4.5 Angstroms. Science 303: 983-988.

42. Callaci S., Heyduk E., Heyduk T. 1998. Conformational changes of Escherichia coli RNA polymerase sigma70 factor induced by binding to the core enzyme. J Biol Chem 273: 3299533001.

43. Callaci S., Heyduk E., Heyduk T. 1999. Core RNA polymerase from E. coli induces a major change in the domain arrangement of the sigma 70 subunit. Mol Cell 3: 229-238.

44. Callaci S., Heyduk T. 1998. Conformation and DNA binding properties of a single-stranded DNA binding region of sigma 70 subunit from Escherichia coli RNA polymerase are modulated by an interaction with the core enzyme. Biochemistry 37: 3312-3320.

45. Campbell E. A., Korzheva N., Mustaev A., Murakami K., Nair S., Goldfarb A., Darst S. A. 2001. Structural mechanism for rifampicin inhibition of bacterial ma polymerase. Cell 104: 901912.

46. Campbell E. A., Muzzin O., Chlenov M., Sun J. L., Olson C. A., Weinman O., Trester-Zedlitz M. L., Darst S. A. 2002. Structure of the bacterial RNA polymerase promoter specificity sigma subunit. Mol Cell 9: 527-539.

47. Campbell E. A, Pavlova O, Zenkin N, Leon F, Irschik H, Jansen R, Severinov K, Darst S. A. 2005. Structural, functional, and genetic analysis of sorangicin inhibition of bacterial RNA polymerase. Embo J24: 674-682.

48. Carey J, Cameron V, de Haseth P. L, Uhlenbeck О. C. 1983. Sequence-specific interaction of R17 coat protein with its ribonucleic acid binding site. Biochemistry 22: 26012610.

49. Cech C. L, McClure W. R. 1980. Characterization of ribonucleic acid polymerase-T7 promoter binary complexes. Biochemistry 19: 2440-2447.

50. Cerchia L, Duconge F, Pestourie C, Boulay J, Aissouni Y, Gombert K, Tavitian B, de Franciscis V, Libri D. 2005. Neutralizing aptamers from whole-cell SELEX inhibit the RET receptor tyrosine kinase. PLoSBiol 3: el23.

51. Cerchia L, Hamm J, Libri D, Tavitian B, de Franciscis V. 2002. Nucleic acid aptamers in cancer medicine. FEBS Lett 528: 12-16.

52. Chafin D. R, Guo H, Price D. H. 1995. Action of alpha-amanitin during pyrophosphorolysis and elongation by RNA polymerase II. J Biol Chem 270: 19114-19119.

53. Chamberlin M. J. (1976). In RNA polymerase, R. Losiclc, and M. J. Chamberlin, eds. (Cold Srping Harbor, NY, Cold Srping Harbor Lab.), pp. 159-191.

54. Charlton J, Kirschenheuter G. P, Smith D. 1997a. Highly potent irreversible inhibitors of neutrophil elastase generated by selection from a randomized DNA-valine phosphonate library. Biochemistry 36: 3018-3026.

55. Charlton J, Sennello J, Smith D. 1997b. In vivo imaging of inflammation using an aptamer inhibitor of human neutrophil elastase. Chem Biol 4: 809-816.

56. Chatterji D, FujitaN, Ishihama A. 1998. The mediator for stringent control, ppGpp, binds to the beta-subunit of Escherichia coli RNA polymerase. Genes Cells 3: 279-287.

57. Chen H, Gold L. 1994. Selection of high-affinity RNA ligands to reverse transcriptase: inhibition of cDNA synthesis and RNase H activity. Biochemistry 33: 8746-8756.

58. Collett J. R, Cho E. J, Ellington A. D. 2005. Production and processing of aptamer microarrays. Methods 37: 4-15.

59. Conrad R, Keranen L. M, Ellington A. D, Newton A. C. 1994. Isozyme-specific inhibition of protein kinase С by RNA aptamers. J Biol Chem 269: 32051-32054.

60. Conrad R. C, Giver L, Tian Y, Ellington A. D. 1996. In vitro selection of nucleic acid aptamers that bind proteins. Methods Enzymol 267: 336-367.

61. Convery M. A., Rowsell S., Stonehouse N. J., Ellington A. D., Hirao I., Murray J. В., Peabody D. S., Phillips S. E., Stockley P. G. 1998. Crystal structure of an RNA aptarner-protein complex at 2.8 A resolution. Nat Struct Biol 5: 133-139.

62. Cox J. C., Hayhurst A., Hesselberth J., Bayer T. S., Georgiou G., Ellington A. D. 2002. Automated selection of aptamers against protein targets translated in vitro: from gene to aptamer. Nucleic Acids Res 30: el 08.

63. Cramer P., Bushnell D. A., Kornberg R. D. 2001. Structural basis of transcription: RNA polymerase II at 2.8 angstrom resolution. Science 292: 1863-1876.

64. Croft J. E., Love D. R., Bergquist P. L. 1987. Expression of leucine genes from an extremely thermophilic bacterium in Escherichia coli. Mol Gen Genet 210: 490-497.

65. Dang C., Jayasena S. D. 1996. Oligonucleotide inhibitors of Taq DNA polymerase facilitate detection of low copy number targets by PCR. J Mol Biol 264: 268-278.

66. Darst S. A. 2001a. Bacterial RNA polymerase. Curr Opin Struct Biol 11: 155-162.

67. Darst S. A. 2001b. Bacterial RNA polymerase. Curr Opin Struct Biol 11: 155-162.

68. Davidson E. A., Ellington A. D. 2005. Engineering regulatory RNAs. Trends Biotechnol 23: 109-112.

69. Dombroski A. J. 1997. Recognition of the -10 promoter sequence by a partial polypeptide of sigma70 in vitro. J Biol Chem 272: 3487-3494.

70. Dombroski A. J., Walter W. A., Gross C. A. 1993. Amino-terminal amino acids modulate sigma-factor DNA-binding activity. Genes Dev 7: 2446-2455.

71. Donahue J. P., Turnbough C. L., Jr. 1990. Characterization of transcriptional initiation from promoters PI and P2 of the pyrBI operon of Escherichia coli K12. J Biol Chem 265: 1909119099.

72. Drabovich A., Berezovski M., Krylov S. N. 2005. Selection* of smart aptamers by equilibrium capillary electrophoresis of equilibrium mixtures (ECEEM). J Am Chem Soc 127: 11224-11225.

73. Eaton В. E. 1997. The joys of in vitro selection: chemically dressing oligonucleotides to satiate protein targets. Curr Opin Chem Biol 1: 10-16.

74. Eaton В. E., Gold L., Zichi D. A. 1995. Let's get specific: the relationship between specificity and affinity. Chem Biol 2: 633-638.

75. Eaton В. E., Pieken W. A. 1995. Ribonucleosides and RNA. Annu Rev Biochem 64: 837863.

76. Ebright R. H. 2000. RNA polymerase: structural similarities between bacterial RNA polymerase and'eukaryotic RNA polymerase II. J Mol Biol 304: 687-698.

77. Ederth J., Artsimovitch I., Isaksson L. A., Landick R. 2002. The downstream DNA jaw of bacterial RNA polymerase facilitates both transcriptional initiation and pausing. J Biol Chem 277: 37456-37463.

78. Ellington A. D., Szostak J. W. 1990. Imvitro selection of RNA molecules that bind specific ligands. Nature 346: 818-822.

79. Ellington A. D., Szostak J. W. 1992. Selection in vitro of single-stranded DNA molecules that fold into specific ligand-binding structures. Nature 355: 850-852.

80. Epshtein V., Mustaev A., Markovtsov V., Bereshchenko O., Nikiforov V., Goldfarb-A. 2002. Swing-gate model of nucleotide entry into the RNA polymerase active center. Mol Cell 10: 623-634.

81. Espinoza C. A., Allen T. A., Hieb A. R., Kugel J. F., Goodrich J. A. 2004. B2 RNA binds directly to RNA polymerase II to repress transcript synthesis. Nat Struct Mol Biol 11: 822-829.

82. Eulberg D., Buchner K., Maasch C., Klussmann S. 2005. Development of an automated in vitro selection protocol to obtain RNA-based aptamers: identification of a biostable substance P antagonist. Nucleic Acids Res 33: e45.

83. Famulok M. 2005. Allosteric aptamers and aptazymes as probes for screening approaches. Curr Opin Mol Ther 7: Л 37-143.

84. Faraldo M. M., de Pedro M. A., Berenguer J. 1992. Sequence of the S-layer gene of Thermus thermophilus HB8 and functionality of its promoter in Escherichia coli. J Bacteriol 174: 7458-7462.

85. Fenton M. S., Gralla J. D. 2001. Function of the bacterial TATAAT -10 element as single-stranded DNA during RNA polymerase isomerization. Proc Natl Acad Sci U SA 98: 9020-9025.

86. Fenton M. S., Lee S. J., Gralla J. D. 2000. Escherichia coli promoter opening and -10 recognition: mutational analysis of sigma70. EMBO J19: 1130-1137.

87. Fields P. A. 2001. Review: Protein function at thermal extremes: balancing stability and flexibility. Comp Biochem Physiol A Mo I Integr Physiol 129: 417-431.

88. Figueroa-Bossi N., Guerin M., Rahmouni R., Leng M., Bossi L. 1998. The supercoiling sensitivity of a bacterial tRNA promoter parallels its responsiveness to stringent control. EMBO J 17: 2359-2367.

89. Fisher T. S., Joshi P., Prasad V. R. 2002. Mutations that confer resistance to template-analog inhibitors of human immunodeficiency virus (HIV) type 1 reverse transcriptase lead to severe defects in HIV replication. J Virol 76: 4068-4072.

90. Fitter S., James R. 2005. Deconvolution of a complex target using DNA aptamers. J Biol Chem 280: 34193-34201.

91. Fukuda K., Vishinuvardhan D., Sekiya S., Kakiuchi N., Shimotohno K., Kumar P. K., Nishikawa S. 1997. Specific RNA aptamers to NS3 protease domain of hepatitis С virus. Nucleic Acids Symp Ser: 237-238.

92. Gander T. R., Brody E. N. 2005. Photoaptamer chips for clinical diagnostics. Expert Rev Mol Diagn 5: 1-3.

93. Giver L., Bartel D., Zapp M., Pawul A., Green M., Ellington A. D. 1993. Selective optimization of the Rev-binding element of HIV-1. Nucleic Acids Res 21: 5509-5516.

94. Gnatt A. L., Cramer P., Fu J., Bushnell D. A., Kornberg R. D. 2001. Structural basis of transcription: an RNA polymerase II elongation complex at 3.3 A resolution. Science 292: 18761882.

95. Gold L., Brody E., Heilig J., Singer B. 2002a. One, two, infinity: genomes filled with aptamers. Chem Biol 9: 1259-1264.

96. Gold L., Brown D., He Y., Shtatland Т., Singer B. S., Wu Y. 1997a. From oligonucleotide shapes to genomic SELEX: novel biological regulatory loops. Proc Natl Acad Sci USA 94: 5964.

97. Gold L., Polisky В., Uhlenbeck O., Yarns M. 1995. Diversity of oligonucleotide functions. Annu Rev Biochem 64: 763-797.

98. Gold L, Singer B, He Y. Y, Brody E. 1997b. SELEX and the evolution of genomes. Curr Opin Genet Dev 7: 848-851.

99. Gold L, Ziehi D, Smith J. D. 2002b. Modified SELES processes without purified protein (USA).

100. Golden M. C, Collins B. D, Willis M. C., Koch Т. H. 2000. Diagnostic potential of PhotoSELEX-evolved ssDNA aptamers. JBiotechnol 81: 167-178.

101. Golding G. B, Dean A. M. 1998. The structural basis of molecular adaptation. Mol Biol Evol 15: 355-369.

102. Gourse R. L, Gaal T, Aiyar S. E, Barker M. M, Estrem S. T, Hirvonen C. A, Ross W. 1998. Strength and regulation without transcription factors: lessons from bacterial rRNA promoters. Cold Spring Harb Symp Quant Biol 63: 131-139.

103. Gross C. A, Chan C, Dombroski A, Gruber T, Sharp M, Tupy J, Young B. 1998. The functional and regulatory roles of sigma factors in transcription. Cold Spring Harb Symp Quant Biol 63: 141-155.

104. Hale S. P, Schimmel P. 1996. Protein synthesis editing by a DNA aptamer. Proc Natl Acad Sci USA 93: 2755-2758.

105. Hamaguchi N, Ellington A, Stanton M. 2001. Aptamer beacons for the direct detection of proteins. Anal Biochem 294: 126-131.

106. Hamm J. 1996. Characterisation of antibody-binding RNAs selected from structurally constrained libraries. Nucleic Acids Res 24: 2220-2227.

107. Hamm J, Fornerod M. 2000. Anti-idiotype RNAs that mimic the leucine-rich nuclear export signal and specifically bind to CRMl/exportin 1. Chem Biol 7: 345-354.

108. Hamm J, Huber J, Luhrmann R. 1997. Anti-idiotype RNA selected with an anti-nuclear export signal antibody is actively transported in oocytes and inhibits Rev- and cap-dependent RNA export. Proc Natl Acad Sci USA 94: 12839-12844.

109. Handschin J. C, Wehrli W. 1976. On the kinetics of the rifampicin-RNA-polymerase complex. Differences between crude and purified enzyme fractions. Eur J Biochem 66: 309-317.

110. Hartmann G., Honikel К. O., Knusel F., Nuesch J. 1967. The specific inhibition of the DNA-directed RNA synthesis by rifamycin. Biochim Biophys Acta 145: 843-844.

111. Hartmann R. K., Erdmann V. A. 1989. Thermus thermophilus 16S rRNA is transcribed from an isolated transcription unit. JBacteriol 171: 2933-2941.

112. Hartmann R. K., Ulbrich N., Erdmann V. A. 1987. An unusual rRNA operon constellation: in Thermus thermophilus HB8 the 23S/5S rRNA operon is a separate entity from the 16S rRNA operon. Biochimie 69: 1097-1104.

113. Haugen S. P., Berkmen M. В., Ross W., Gaal Т., Ward C., Gourse R. L. 2006. rRNA promoter regulation by nonoptimal binding of sigma region 1.2: an additional recognition element for RNA polymerase. Cell 125: 1069-1082.

114. Haugen S. P., Ross W., Gourse R. L. 2008a. Advances in bacterial promoter recognition and its control by factors that do not bind DNA. Nat Rev Microbiol 6: 507-519.

115. Haugen S. P., Ross W., Manrique M., Gourse R. L. 2008b. Fine structure of the promoter-sigma region 1.2 interaction. Proc Natl Acad Sci USA 105: 3292-3297.

116. Hermann Т., Patel D. J. 2000. Adaptive recognition by nucleic acid aptamers. Science 287: 820-825.

117. Hernandez V. J., Hsu L. M., Cashel M. 1996. Conserved region 3 of Escherichia coli final sigma70 is implicated in the process of abortive transcription. J Biol Chem 271: 18775-18779.

118. Hesselberth J., Robertson M. P., Jhaveri S.5 Ellington A. D. 2000. In vitro selection of nucleic acids for diagnostic applications. JBiotechnol 74: 15-25.

119. Heyduk E., Heyduk T. 2002. Conformation of fork junction DNA in a complex with E. coli RNA polymerase. Biochemistry 41: 2876-2883.

120. Heyduk Т., Heyduk E. 2001. Luminescence energy transfer with lanthanide chelates: interpretation of sensitized acceptor decay amplitudes. Analytical Biochemistry 289: 60-67.

121. Hicke B. J., Marion C., Chang Y. F., Gould Т., Lynott С. K., Parma D., Schmidt P. G., Warren S. 2001. Tenascin-C aptamers are generated using tumor cells and purified protein. J Biol Chem 276: 48644-48654.

122. Higashitani A., Higashitani N., Horiuchi K. 1997. Minus-strand origin of filamentous phage versus transcriptional promoters in recognition of RNA polymerase. Proc Natl Acad Sci USA 94: 2909-2914.

123. Hinkle D. C., Mangel W. F., Chamberlin M. J. 1972. Studies of the binding of Escherichia coli RNA polymerase to DNA. IV. The effect of rifampicin on binding and on RNA chain initiation. JMol Biol 70: 209-220.

124. Hirao I., Harada Y., Nojima Т., Osawa Y., Masaki H., Yokoyama S. 2004. In vitro selection of RNA aptamers that bind to colicin E3 and structurally resemble the decoding site of 16S ribosomal RNA. Biochemistry 43: 3214-3221.

125. Hogan B. P., Hartsch Т., Erie D. A. 2002. Transcript cleavage by Thermus thermophilus RNA polymerase. Effects of GreA and anti-GreA factors. J Biol Chem 277: 967-975.

126. Hogg Т., Mechold U., Malke H., Cashel M., Hilgenfeld R. 2004. Conformational antagonism between opposing active sites in a bifunctional RelA/SpoT homolog modulates (p)ppGpp metabolism during the stringent response corrected. Cell 117: 57-68.

127. Homann M., Goringer H. U. 1999. Combinatorial selection of high affinity RNA ligands to live African trypanosomes. Nucleic Acids Res 27: 2006-2014.

128. Horiuchi K. 1997. Initiation mechanisms in replication of filamentous phage DNA. Genes Cells 2: 425-432.

129. Hsu L. M. 2002. Promoter clearance and escape in prokaryotes. Biochim Biophys Acta 1577:191-207.

130. Hsu L. M. 2009. Monitoring abortive initiation. Methods 47: 25-36.

131. Hsu L. M., Vo N. V., Chamberlin M. J. 1995. Escherichia coli transcript cleavage factors GreA and GreB stimulate promoter escape and gene expression in vivo and in vitro. Proc Natl AcadSci USA 92: 11588-11592.

132. Huang D. В., Vu D., Cassiday L. A., Zimmerman J. M., Maher L. J., 3rd, Ghosh G. 2003. Crystal structure of NF-kappaB (p50)2 complexed to a high-affinity RNA aptamer. Proc Natl AcadSci USAm-. 9268-9273.

133. Jaeger J., Restle Т., Steitz T. A. 1998. The structure of HIV-1 reverse transcriptase complexed with an RNA pseudoknot inhibitor. EMBOJ11: 4535-4542.

134. Jayasena S. D. 1999. Aptamers: an emerging class of molecules that rival antibodies in diagnostics. Clin Chem 45: 1628-1650.

135. Jensen К. В., Atkinson B. L., Willis M. C., Koch Т. H., Gold L. 1995. Using in vitro selection to direct the covalent attachment of human immunodeficiency virus type 1 Rev protein to high-affinity RNA ligands. Proc Natl AcadSci USA 92: 12220-12224.

136. Jin D. J., Gross C. A. 1988. Mapping and sequencing of mutations in the Escherichia coli rpoB gene that lead to rifampicin resistance. J Mol Biol 202: 45-58.

137. Jing N., Rando R. F., Pommier Y., Hogan M. E. 1997. Ion selective folding of loop domains in a potent anti-HIV oligonucleotide. Biochemistry 36: 12498-12505.

138. Jores L., Wagner R. 2003. Essential steps in the ppGpp-dependent regulation of bacterial ribosomal RNA promoters can be explained by substrate competition. J Biol Chem 278: 1683416843.

139. Juang Y. L., Helmann J. D. 1994. A promoter melting region in the primary sigma factor of Bacillus subtilis. Identification of functionally important aromatic amino acids. J Mol Biol 235: 1470-1488.

140. Jung Y. H., Lee Y. 1997. Escherichia coli rnpB promoter mutants altered in stringent response. Biochem Biophys Res Commun 230: 582-586.

141. Kang P. J., Craig E. A. 1990. Identification and characterization of a new Escherichia coli gene that is a dosage-dependent suppressor of a dnaK deletion mutation. JBacteriol 172: 20552064.

142. Kapanidis A. N., Margeat E., Ho S. O., Kortkhonjia E., Weiss S., Ebright R. H. 2006. Initial transcription by RNA polymerase proceeds through a DNA-scrunching mechanism. Science 314: 1144-1147.

143. Kaplan C. D., Kornberg R. D. 2008. A bridge to transcription by RNA polymerase. J Biology 7: 39.31-39.34.

144. Kaplan C. D., Larsson К. M., Kornberg R. D. 2008. The RNA polymerase II trigger loop functions in substrate selection and is directly targeted by alpha-amanitin. Mol Cell 30: 547-556.

145. Kettenberger H., Armache K. J., Cramer P. 2004. Complete RNA polymerase II elongation complex structure and its interactions with NTP and TFIIS. Mol Cell 16: 955-965.

146. Kettenberger H., Eisenfiihr A., Brueckner F., Theis M., Famulok M., Cramer P. 2006a. Structure of an RNA polymerase II-RNA inhibitor complex elucidates transcription regulation by noncoding RNAs. Nat Struct Mol Biol 13: 44-48.

147. Kettenberger H., Eisenfuhr A., Brueckner F., Theis M., Famulok M., Cramer P. 2006b. Structure of an RNA polymerase II-RNA inhibitor complex elucidates transcription regulation by noncoding RNAs. Nat Struct Mol Biol 13: 44-48.

148. Knight R., Yarns M. 2003. Analyzing partially randomized nucleic acid pools: straight dope on doping. Nucleic Acids Res 31: e30.

149. Komissarova N., Kashlev M. 1997a. RNA polymerase switches between inactivated and activated states By translocating back and forth along the DNA and the RNA. J Biol Chem 272: 15329-15338.

150. Komissarova N., Kashlev M. 1997b. RNA polymerase switches between inactivated and activated states By translocating back and forth along the DNA and the RNA. J Biol Chem 272: 15329-15338.

151. Komissarova N., Kashlev M. 1997c. Transcriptional arrest: Escherichia coli RNA polymerase translocates backward, leaving the 3' end of the RNA intact and extruded. Proc Natl Acad Sci USA 94: 1755-1760.

152. Korzheva N., Mustaev A., Kozlov M., Malhotra A., Nikiforov V., Goldfarb A., Darst S. A. 2000. A structural model of transcription elongation. Science 289: 619-625.

153. Korzheva N., Mustaev A., Nudler E., Nikiforov V., Goldfarb A. 1998. Mechanistic model of the elongation complex of Escherichia coli RNA polymerase. Cold Spring Harb Symp Quant Biol 63:337-345.

154. Koulich D., Nikiforov V., Borukhov S. 1998. Distinct functions of N and C-terminal domains of GreA, an Escherichia coli transcript cleavage factor. JMol Biol 276: 379-389.

155. Kovacic R. T. 1987. The 0 degree С closed complexes between Escherichia coli RNA polymerase and two promoters, T7-A3 and lacUV5. J Biol Chem 262: 13654-13661.

156. Kramer M. G., Espinosa M., Misra Т. K., Khan S. A. 1999. Characterization of a single-strand origin, ssoU, required for broad host range replication of rolling-circle plasmids. Mol Microbiol 33:466-475.

157. Kramer M. G., Khan S. A., Espinosa M. 1997. Plasmid rolling circle replication: identification of the RNA polymerase-directed primer RNA and requirement for DNA polymerase I for lagging strand synthesis. Embo J16: 5784-5795.

158. Krummel В., Chamberlin M. J. 1992. Structural analysis of ternary complexes of Escherichia coli RNA polymerase. Individual complexes halted along different transcription units have distinct and unexpected biochemical properties. J Mol Biol 225: 221-237.

159. Kubik M. F., Stephens A. W., Schneider D., Marlar R. A., Tasset D. 1994. High-affinity RNA ligands to human alpha-thrombin. Nucleic Acids Res 22: 2619-2626.

160. Kulbachinskiy A, Feklistov A, Krasheninnikov I, Goldfarb A, Nikiforov V. 2004. Aptamers to Escherichia coli core RNA polymerase that sense its interaction with rifampicin, sigma-subunit and GreB. Eur J Biochem 271: 4921-4931.

161. Kulish D, Lee J, Lomakin I, Nowicka B, Das A, Darst S, Normet K, Borukhov S. 2000. The functional role of basic patch, a structural element of Escherichia coli transcript cleavage factors GreA and GreB. J Biol Chem 275: 12789-12798.

162. Kumar A, Malloch R. A, Fujita N, Smillie D. A, Ishihama A, Hayward R. S. 1993. The minus 35-recognition region of Escherichia coli sigma 70 is inessential for initiation of transcription at an "extended minus 10" promoter. J Mol Biol 232: 406-418.

163. Kumar P. K, Machida K, Urvil P. T, Kakiuchi N, Vishnuvardhan D, Shimotohno K, Taira K, Nishikawa S. 1997. Isolation of RNA aptamers specific to the NS3 protein of hepatitis С virus from a pool of completely random RNA. Virology 237: 270-282.

164. Kusser W. 2000. Chemically modified nucleic acid aptamers for in vitro selections: evolving evolution. JBiotechnol 74: 27-38.

165. Kuznedelov K, Lamour V, Patikoglou G, Chlenov M, Darst S. A, Severinov K. 2006. Recombinant Thermus aquaticus RNA polymerase for structural studies. J Mol Biol 359: 110121.

166. Kuznedelov K, Minakhin L, Niedziela-Majka A, Dove S. L, Rogulja D, Nickels В. E, Hochschild A, Heyduk T, Severinov K. 2002b. A role for interaction of the RNA polymerase flap domain with the sigma subunit in promoter recognition. Science 295: 855-857.

167. Majovski R. С., Khaperskyy D. A., Ghazy M. A., Ponticelli A. S. 2005. A functional role for the switch 2 region of yeast RNA polymerase II in transcription start site utilization and abortive initiation. J Biol Chem 280: 34917-34923.

168. Malhotra A., Severinova E., Darst S. A. 1996. Crystal structure of a sigma 70 subunit fragment from E. coli RNA polymerase. Cell 87: 127-136.

169. Mallik P., Paul B. J., Rutherford S. Т., Gourse R. L., Osuna R. 2006. DksA is required for growth phase-dependent regulation, growth rate-dependent control, and stringent control of fis expression in Escherichia coli. JBacteriol 188: 5775-5782.

170. Mandal M., Boese В., Barrick J. E., Winkler W. C., Breaker R. R. 2003. Riboswitches control fundamental biochemical pathways in Bacillus subtilis and other bacteria. Cell 113: 577586.

171. Markovtsov V., Mustaev A., Goldfarb A. 1996. Protein-RNA interactions in the active center of transcription elongation complex. Proc Natl Acad Sci USA 93: 3221-3226.

172. Marr M. Т., Roberts J. W. 1997. Promoter recognition as measured by binding of polymerase to nontemplate strand oligonucleotide. Science 276: 1258-1260.

173. Martin E., Sagitov V., Burova E., Nikiforov V., Goldfarb A. 1992. Genetic dissection of the transcription cycle. A mutant RNA polymerase that cannot hold onto a promoter. J Biol Chem 267: 20175-20180.

174. Maseda H., Hoshino T. 1995. Screening and analysis of DNA fragments that show promoter activities in Thermus thermophilus. FEMS Microbiol Lett 128: 127-134.

175. Mathews D. E., Durbin R. D. 1990. Tagetitoxin inhibits RNA synthesis directed by RNA polymerases from chloroplasts and Escherichia coli. J Biol Chem 265: 493-498.

176. Mathews D. E., Durbin R. D. 1994. Mechanistic aspects of tagetitoxin inhibition of RNA polymerase from Escherichia coli. Biochemistry 33: 11987-11992.

177. McCauley T. G., Hamaguchi N., Stanton M. 2003. Aptamer-based biosensor arrays for detection and quantification of biological macromolecules. Anal Biochem 319: 244-250.

178. McClure W. R. 1985. Mechanism and control of transcription initiation in prokaryotes. Annu Rev Biochem 54: 171-204.

179. McClure W. R., Cech C. L. 1978. On the mechanism of rifampicin inhibition of RNA synthesis. J Biol Chem 253: 8949-8956.

180. Mendonsa S. D., Bowser M. T. 2004. In vitro evolution of functional DNA using capillary electrophoresis. J Am Chem Soc 126: 20-21.

181. Minakhin L., Nechaev S., Campbell E. A., Severinov K. 2001. Recombinant Thermus aquaticus RNA polymerase, a new tool for structure- based analysis of transcription. J Bacteriol 183:71-76.

182. Minakhin L., Severinov K. 2003. On the role of the Escherichia coli RNA polymerase sigma 70 region 4.2 and alpha-subunit C-terminal domains in promoter complex formation on the extended -10 galPl promoter. J Biol Chem 278: 29710-29718.

183. Morris K. N., Jensen К. В., Julin С. M., Weil M., Gold L. 1998. High affinity ligands from in vitro selection: complex targets. Proc Natl AcadSci USA 95: 2902-2907.

184. Mukhopadhyay J., Das K., Ismail S., Koppstein D., Jang M., Hudson В., Sarafianos S., Tuske S., Patel J., Jansen R., Irschik H., Arnold E., Ebright R. H. 2008. The RNA polymerase "switch region" is a.target for inhibitors. Cell 135: 295-307.

185. Murakami K. S., Darst S. A. 2003. Bacterial RNA polymerases: the wholo story. Curr Opin Struct Biol 13: 31-39.

186. Murakami K. S., Masuda S., Campbell E. A., Muzzin O., Darst S. A. 2002a. Structural basis of transcription initiation: an RNA polymerase holoenzyme-DNA complex. Science 296: 1285-1290.

187. Murakami K. S., Masuda S., Darst S. A. 2002b. Structural basis of transcription initiation: RNA polymerase holoenzyme at 4 A resolution. Science 296: 1280-1284.

188. Murphy M. В., Fuller S. Т., Richardson P. M., Doyle S. A. 2003. An improved method for the in vitro evolution of aptamers and applications in protein detection and purification. Nucleic Acids Res 31: el 10.

189. Nardmann J., Messer W. 2000. Identification and characterization of the dnaA upstream region of Thermus thermophilus. Gene 261: 299-303.

190. Naryshkina Т., Kuznedelov К., Severinov К. 2006. The role of the largest RNA polymerase subunit lid element in preventing the formation of extended RNA-DNA hybrid. J Mol Biol 361: 634-643.

191. Naryshkina Т., Mustaev A., Darst S. A., Severinov K. 2001. The beta 1 subunit of Escherichia coli RNA polymerase is not required for interaction with initiating nucleotide but is necessary for interaction with rifampicin. J Biol Chem 276: 13308-13313.

192. Nechaev S., Chlenov M., Severinov K. 2000. Dissection of two hallmarks of the open promoter complex by mutation in an RNA polymerase core subunit. J Biol Chem 275: 2551625522.

193. Nechaev S., Severinov K. 1999. Inhibition of Escherichia coli RNA polymerase by bacteriophage T7 gene 2 protein. J Mol Biol 289: 815-826.

194. Nickels В. E., Mukhopadhyay J., Garrity S. J., Ebright R. H., Hochschild A. 2004. The sigma 70 subunit of RNA polymerase mediates a promoter-proximal pause at the lac promoter. Nat Struct Mol Biol 11: 544-550.

195. Nikiforov V. G. 1970. Substrate dependent heterogeneity of initiation by RNA polymerase from thermophilic B. megaterium. FEBS Lett 9: 186-188.

196. Nikiforov V. G. 1971. Hybrid RNA polymerases formed from core enzymes and sigma factors of E. coli and thermophilic B. megaterium. FEBS Lett 16: 74-76.

197. Nimjee S. M., Rusconi C. P., Sullenger B. A. 2005. Aptamers: an emerging class of therapeutics. Annu Rev Med 56: 555-583.

198. Nomura M., Gourse R., Baughman G. 1984. Regulation of the synthesis of ribosomes and ribosomal components. Annu Rev Biochem 53: 75-117.

199. Nudler E. 1999. Transcription elongation: structural basis and mechanisms. J Mol Biol 288:1.12.

200. Nudler E., Avetissova E., Markovtsov V., Goldfarb A. 1996. Transcription processivity: protein-DNA interactions holding together the elongation complex. Science 273: 211-217.

201. Nudler E., Kashlev M., Nikiforov V., Goldfarb A. 1995. Coupling between transcription termination and RNA polymerase inchworming. Cell 81: 351-357.

202. Nudler E., Mironov A. S. 2004. The riboswitch control of bacterial metabolism. Trends Biochem Sci 29: 11-17.

203. Nudler E., Mustaev A., Lukhtanov E., Goldfarb A. 1997. The RNA-DNA hybrid maintains the register of transcription by preventing backtracking of RNA polymerase. Cell 89: 33-41.

204. Nutiu R., Li Y. 2005. Aptamers with fluorescence-signaling properties. Methods 37: 16-25.

205. Opalka N., Chlenov M., Chacon P., Rice W. J., Wriggers W., Darst S. A. 2003. Structure and function of the transcription elongation factor GreB bound to bacterial RNA polymerase. Cell 114: 335-345.

206. Orlova M., Newlands J., Das A., Goldfarb A., Borukhov S. 1995. Intrinsic transcript cleavage activity of RNA polymerase. Proc Natl Acad Sci USA 92: 4596-4600.

207. Osipiuk J., Joachimiak A. 1997. Cloning, sequencing, and expression of dnaK-operon proteins from the thermophilic bacterium Thermus thermophilus. Biochim Biophys Acta 1353: 253-265.

208. Padmanabhan K., Padmanabhan K. P., Ferrara J. D., Sadler J. E., Tulinsky A. 1993. The structure of alpha-thrombin inhibited by a 15-mer single-stranded DNA aptamer. J Biol Chem 268: 17651-17654.

209. Pal M., Ponticelli A. S., Luse D. S. 2005. The role of the transcription bubble and TFIIB in promoter clearance by RNA polymerase II. Mol Cell 19: 101-110.

210. Pan W., Craven R. C., Qiu Q„ Wilson С. В., Wills J. W., Golovine S., Wang J. F. 1995. Isolation of virus-neutralizing RNAs from a large pool of random sequences. Proc Natl Acad Sci USA 92: 11509-11513.

211. Panaghie G., Aiyar S. E., Bobb K. L., Hayward R. S., de Haseth P. L. 2000. Aromatic amino acids in region 2.3 of Escherichia coli sigma 70 participate collectively in the formation of an RNA polymerase-promoter open complex. J Mol Biol 299: 1217-1230.

212. Patel D. J., Suri A. K., Jiang F., Jiang L., Fan P., Kumar R. A., Nonin S. 1997. Structure, recognition and adaptive binding in RNA aptamer complexes. J Mol Biol 272: 645-664.

213. Paul B. J., Berkmen M. В., Gourse R. L. 2005. DksA potentiates direct activation of amino acid promoters by ppGpp. Proc Natl Acad Sci USA 102: 7823-7828.

214. Paul В. J, Ross W, Gaal T, Gourse R. L. 2004b. rRNA transcription in Escherichia coli. Annu Rev Genet 38: 749-770.

215. Pemberton I. K, Muskhelishvili G, Travers A. A, Buckle M. 2000. The G+C-rich discriminator region of the tyrT promoter antagonises the formation of stable preinitiation complexes. J Mol Biol 299: 859-864.

216. Perederina A, Svetlov V, Vassylyeva M. N, Tahirov Т. H, Yokoyama S, Artsimovitch I, Vassylyev D. G. 2004. Regulation through the secondary channel—structural framework for ppGpp-DksA synergism during transcription. Cell 118: 297-309.

217. Pestourie C, Tavitian B, Duconge F. 2005. Aptamers against extracellular targets for in vivo applications. Biochimie 87: 921-930.

218. Petach H, Gold L. 2002. Dimensionality is the issue: use of photoaptamers in protein microarrays. Curr Opin Biotechnol 13: 309-314.

219. Polyakov A, Richter C, Malhotra A, Koulich D, Borukhov S, Darst S. A. 1998. Visualization of the binding site for the transcript cleavage factor GreB on Escherichia coli RNA polymerase. J Mol Biol 281: 465-473.

220. Potrykus K, Cashel M. 2008. (p)ppGpp: still magical? Annu Rev Microbiol 62: 35-51.

221. Proske D, Blank M, Buhmann R, Resch A. 2005. Aptamers—basic research, drug development, and clinical applications. Appl Microbiol Biotechnol 69: 367-374.

222. Proske D., Gilch S, Wopfner F, Schatzl H. M, Winnacker E. L, Famulok M. 2002. Prion-protein-specific aptamer reduces PrPSc formation. Chembiochem 3: 717-725.

223. Ramirez-Romero M. A, Masulis I, Cevallos M. A, Gonzalez V, Davila G. 2006. The Rhizobium etli sigma70 (SigA) factor recognizes a lax consensus promoter. Nucleic Acids Res 34: 1470-1480.

224. Reiter N. J, Maher L. J, 3rd, Butcher S. E. 2008. DNA mimicry by a high-affinity anti-NF-kappaB RNA aptamer. Nucleic Acids Res 36: 1227-1236.

225. Remold-O'Donnell E, Zillig W. 1969. Purification and properties of DNA-dependent RNA-polymerase from Bacillus stearothermophilus. Eur J Biochem 7: 318-323.

226. Revyakin A, Liu C, Ebright R. H, Strick T. R. 2006. Abortive initiation and productive initiation by RNA polymerase involve DNA scrunching. Science 314: 1139-1143.

227. Ring В. Z., Yarnell W. S., Roberts J. W. 1996. Function of E. coli RNA polymerase sigma factor sigma 70 in promoter-proximal pausing. Cell 86: 485-493.

228. Ringquist S., Jones Т., Snyder E. E., Gibson Т., Boni I., Gold L. 1995. High-affinity RNA ligands to Escherichia coli ribosomes and ribosomal protein SI: comparison of natural and unnatural binding sites. Biochemistry 34: 3640-3648.

229. Roberts C. W., Roberts J. W. 1996. Base-specific recognition of the nontemplate strand of promoter DNA by E. coli RNA polymerase. Cell 86: 495-501.

230. Roberts J. W., Yarnell W., Bartlett E., Guo J., Marr M., Ко D. C., Sun H., Roberts C. W. 1998. Antitermination by bacteriophage lambda Q protein. Cold Spring Harb Symp Quant Biol 63:319-325.

231. Robertson M. P., Knudsen S. M., Ellington A. D. 2004. In vitro selection of ribozymes dependent on peptides for activity. RNA 10: 114-127.

232. Ross W., Gosink К. K., Salomon J., Igarashi K., Zou C., Ishihama A., Severinov K., Gourse R. L. 1993. A third recognition element in bacterial promoters: DNA binding by the alpha subunit of RNA polymerase. Science 262: 1407-1413.

233. Ross W., Gourse R. L. 2005. Sequence-independent upstream DNA-alphaCTD interactions strongly stimulate Escherichia coli RNA polymerase-lacUV5 promoter association. Proc Natl AcadSci USA 102: 291-296.

234. Rowsell S., Stonehouse N. J., Convery M. A., Adams C. J., Ellington A. D., Hirao I., Peabody D. S., Stockley P. G., Phillips S. E. 1998. Crystal structures of a series of RNA aptamers complexed to the same protein target. Nat Struct Biol 5: 970-975.

235. Rozovskaya T. A., Chenchik A. A., Beabealashvilli R. 1982. Processive pyrophosphorolysis of RNA by Escherichia coli RNA polymerase. FEBS Lett 137: 100-104.

236. Rudd M. D., Izban M. G., Luse D. S. 1994. The active site of RNA polymerase II participates in transcript cleavage within arrested ternary complexes. Proc Natl Acad Sci USA 91: 8057-8061.

237. Rudd M. D., Luse D. S. 1996. Amanitin greatly reduces the rate of transcription by RNA polymerase II ternary complexes but fails to inhibit some transcript cleavage modes. J Biol Chem 271: 21549-21558.

238. Sambrook J., Fritsch E. F., Maniatis T. (1989). Molecular cloning., Cold Spring Harbour Press.).

239. Sanchez R., Roovers M., Glansdorff N. 2000. Organization and expression of a Thermus thermophilus arginine cluster: presence of unidentified open reading frames and absence of a Shine-Dalgarno sequence. JBacteriol 182: 5911-5915.

240. Sanderson A., Mitchell J. E., Minchin S. D., Busby S. J. 2003. Substitutions in the Escherichia coli RNA polymerase sigma70 factor that affect recognition of extended -10 elements at promoters. FEBS Lett 544: 199-205.

241. Sato S., Nakada Y., Kanaya S., Tanaka T. 1988. Molecular cloning and nucleotide sequence of Thermus thermophilus HB8 trpE and trpG. Biochim Biophys Acta 950: 303-312.

242. Schickor P., Metzger W., Werel W., Lederer H., Heumann H. 1990. Topography of intermediates in transcription initiation of E.coli. EmboJ9: 2215-2220.

243. Schneider D., Tuerk C., Gold L. 1992. Selection of high affinity RNA ligands to the bacteriophage R17 coat protein. J Mol Biol 228: 862-869.

244. Schneider D. J., Feigon J., Hostomsky Z., Gold L. 1995. High-affinity ssDNA inhibitors of the reverse transcriptase of type 1 human immunodeficiency virus. Biochemistry 34: 9599-9610.

245. Schroeder L. A., deHaseth P. L. 2005. Mechanistic differences in promoter DNA melting by Thermus aquaticus and Escherichia coli RNA polymerases. J Biol Chem 280: 17422-17429.

246. Schultze P., Macaya R. F., Feigon J. 1994. Three-dimensional solution structure of the thrombin-binding DNA aptamer d(GGTTGGTGTGGTTGG). J Mol Biol 235: 1532-1547.

247. Schwartz E. С., Shekhtman A., Dutta K., Pratt M. R., Cowburn D., Darst S., Muir T. W. 2008. A full-length group 1 bacterial sigma factor adopts a compact structure incompatible with DNA binding. Chem Biol 15: 1091-1103.

248. Sen R., Nagai H., Shimamoto N. 2001. Conformational switching of Escherichia coli RNA polymerase-promoter binary complex is facilitated by elongation factor GreA and GreB. Genes Cells 6: 389-401.

249. Severinov K., Darst S. A. 1997. A mutant RNA polymerase that forms unusual open promoter complexes. Proc Natl Acad Sci USA 94: 13481-13486.

250. Severinov K., Fenyo D., Severinova E., Mustaev A., Chait В. Т., Goldfarb A., Darst S. A. 1994a. The sigma subunit conserved region 3 is part of "5'-face" of active center of Escherichia coli RNA polymerase. J Biol Chem 269: 20826-20828.

251. Severinov K., Soushko M., Goldfarb A., Nikiforov V. 1993. Rifampicin region revisited. New rifampicin-resistant and streptolydigin-resistant mutants in the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J Biol Chem 268: 14820-14825.

252. Severinov K., Soushko M., Goldfarb A., Nikiforov V. 1994b. RifR mutations in the beginning of the Escherichia coli rpoB gene. Mol Gen Genet 244: 120-126.

253. Sharp M. M., Chan C. L., Lu C. Z., Marr M. Т., Nechaev S., Merritt E. W., Severinov K., Roberts J. W., Gross C. A. 1999. The interface of sigma with core RNA polymerase is extensive, conserved, and functionally specialized. Genes Dev 13: 3015-3026.

254. Shi H., Fan X., Ni Z., Lis J. T. 2002. Evolutionary dynamics and population control during in vitro selection and amplification with multiple targets. RNA 8: 1461-1470.

255. Shi H., Hoffman В. E., Lis J. T. 1997. A specific RNA hairpin loop structure binds the RNA recognition motifs of the Drosophila SR protein B52. Mol Cell Biol 17: 2649-2657.

256. Shtatland Т., Gill S. С., Javornik В. E., Johansson H. E., Singer B. S., Uhlenbeck О. C., Zichi D. A., Gold L. 2000. Interactions of Escherichia coli RNA with bacteriophage MS2 coat protein: genomic SELEX. Nucleic Acids Res 28: E93.

257. Siddhikol C., Erbstoeszer J. W., Weisblum B. 1969. Mode of action of streptolydigin. J Bacteriol 99:151-155.

258. Smith D., Collins B. D., Heil J., Koch Т. H. 2003. Sensitivity and specificity of photoaptamer probes. Mol Cell Proteomics 2: 11-18.

259. Smith J. D., Gold L. 2004. Conditional-SELEX (USA Patent).

260. Sorenson M. K., Ray S. S., Darst S. A. 2004. Crystal structure of the flagellar sigma/anti-sigma complex sigma(28)/FlgM reveals an intact sigma factor in an inactive conformation. Mol Cell 14: 127-138.

261. Sosunov V., Sosunova E., Mustaev A., Bass I., Nikiforov V., Goldfarb A. 2003. Unified two-metal mechanism of RNA synthesis and degradation by RNA polymerase. EMBO J 22: 2234-2244.

262. Sosunova E., Sosunov V., Kozlov M., Nikiforov V., Goldfarb A., Mustaev A. 2003. Donation of catalytic residues to RNA polymerase active center by transcription factor Gre. Proc Natl Acad Sci USA 100: 15469-15474.

263. Spassky A., Busby S. J., Danchin A., Buc H. 1979. On the binding of tRNA to Escherichia coli RNA polymerase. Eur J Biochem 99: 187-201.

264. Stebbins С. E., Borukhov S., Orlova M., Polyakov A., Goldfarb A., Darst S. A. 1995. Crystal structure of the GreA transcript cleavage factor from Escherichia coli. Nature 373: 636640.

265. Steinberg Т. H., Mathews D. E., Durbin R. D., Burgess R. R. 1990. Tagetitoxin: a new inhibitor of eukaryotic transcription by RNA polymerase III. J Biol Chem 265: 499-505.

266. Steitz T. A. 1998. A mechanism for all polymerases. Nature 391: 231-232.

267. Stojanovic M. N., de Prada P., Landry D. W. 2001. Aptamer-based folding fluorescent sensor for cocaine. J Am Chem Soc 123: 4928-4931.

268. Struck J. C., Toschka H. Y., Erdmann V. A. 1988. Nucleotide sequence of the 4.5S RNA gene from Thermus thermophilus HB8. Nucleic Acids Res 16: 9042.

269. Svetlov V., Vassylyev D. G., Artsimovitch I. 2004. Discrimination against deoxyribonucleotide substrates by bacterial RNA polymerase. J Biol Chem 279: 38087-38090.

270. Tan L., Wiesler S., Trzaska D., Carney H. C., Weinzierl R. O. 2008. Bridge helix and trigger loop perturbations generate superactive RNA polymerases. J Biol 7: 40.

271. Tasset D. M., Kubik M. F., Steiner W. 1997. Oligonucleotide inhibitors of human thrombin that bind distinct epitopes. J Mol Biol 272: 688-698.

272. Thomas M., Chedin S., Carles C., Riva M., Famulok M., Sentenac A. 1997. Selective targeting and inhibition of yeast RNA polymerase II by RNA aptamers. J Biol Chem 272: 2798027986.

273. Thompson К. M., Syrett H. A., Knudsen S. M., Ellington A. D. 2002. Group I aptazymes as genetic regulatory switches. BMC Biotechnol 2: 21.

274. Toulokhonov, II, Shulgina I., Hernandez V. J. 2001. Binding of the transcription effector ppGpp to Escherichia coli RNA polymerase is allosteric, modular, and occurs near the N terminus of the beta'-subunit. J Biol Chem 276: 1220-1225.

275. Toulokhonov I., Landick R. 2003. The flap domain is required for pause RNA hairpin inhibition of catalysis by RNA polymerase and can modulate intrinsic termination. Mol Cell 12: 1125-1136.

276. Toulokhonov I., Landick R. 2006. The role of the lid element in transcription by E. coli RNA polymerase. J Mol Biol 361: 644-658.

277. Toulokhonov I., Zhang J., Palangat M., Landick R. 2007. A central role of the RNA polymerase trigger loop in active-site rearrangement during transcriptional pausing. Mol Cell 27: 406-419.

278. Tran К, Gralla J. D. 2008. Control of the timing of promoter escape and RNA catalysis by the transcription factor lib fingertip. J Biol Chem 283: 15665-15671.

279. Travers A. A. 1980. Promoter sequence for stringent control of bacterial ribonucleic acid synthesis. JBacteriol 141: 973-976.

280. Triqueneaux G, Velten M, Franzon P, Dautry F, Jacquemin-Sablon H. 1999. RNA binding specificity of Unr, a protein with five cold shock domains. Nucleic Acids Res 27: 19261934.

281. Tsiang M, Jain A. K, Dunn К. E, Rojas M. E, Leung L. L, Gibbs C. S. 1995. Functional mapping of the surface residues of human thrombin. J Biol Chem 270: 16854-16863.

282. Tsujikawa L, Strainic M. G, Watrob H, Barkley M. D, DeHaseth P. L. 2002. RNA polymerase alters the mobility of an A-residue crucial to polymerase-induced melting of promoter DNA. Biochemistry 41: 15334-15341.

283. Tuerk C, Gold L. 1990. Systematic evolution of ligands by exponential enrichment: RNA ligands to bacteriophage T4 DNA polymerase. Science 249: 505-510.

284. Tuerk C, MacDougal S, Gold L. 1992. RNA pseudoknots that inhibit human immunodeficiency virus type 1 reverse transcriptase. Proc Natl Acad Sci USA 89: 6988-6992.

285. Uphoff K. W, Bell S. D, Ellington A. D. 1996. In vitro selection of aptamers: the dearth of pure reason. Curr Opin Struct Biol 6: 281-288.

286. Van de Casteele M, Chen P, Roovers M, Legrain C, Glansdorff N. 1997. Structure and expression of a pyrimidine gene cluster from the extreme thermophile Thermus strain Z05. J Bacteriol 179: 3470-3481.

287. Vassylyev D. G, Sekine S, Laptenko O, Lee J, Vassylyeva M. N, Borukhov S, Yokoyama S. 2002. Crystal structure of a bacterial RNA polymerase holoenzyme at 2.6 A resolution. Nature 417: 712-719.

288. Vassylyev D. G, Svetlov V, Vassylyeva M. N, Perederina A, Igarashi N, Matsugaki N, Wakatsuki S, Artsimovitch I. 2005. Structural basis for transcription inhibition by tagetitoxin. Nat Struct Mol Biol 12: 1086-1093.

289. Vassylyev D. G, Vassylyeva M. N, Perederina A, Tahirov Т. H, Artsimovitch I. 2007a. Structural basis for transcription elongation by bacterial RNA polymerase. Nature 448: 157-162.

290. Vassylyev D. G., Vassylyeva M. N., Zhang J., Palangat M., Artsimovitch I., Landick R. 2007b. Structural basis for substrate loading in bacterial RNA polymerase. Nature 448: 163-168.

291. Vassylyeva M. N., Svetlov V., Dearborn A. D., Klyuyev S., Artsimovitch I., Vassylyev D. G. 2007. The carboxy-terminal coiled-coil of the RNA polymerase beta'-subunit is the main binding site for Gre factors. EMBO Rep 8: 1038-1043.

292. Vater A., Jarosch F., Buchner K., Klussmann S. 2003. Short bioactive Spiegelmers to migraine-associated calcitonin gene-related peptide rapidly identified by a novel approach: tailored-SELEX. Nucleic Acids Res 31: el30.

293. Vater A., Klussmann S. 2003. Toward third-generation aptamers: Spiegelmers and their therapeutic prospects. Curr Opin Drug Discov Devel 6: 253-261.

294. Vieille C., Zeikus G. J. 2001. Hyperthermophilic enzymes: sources, uses, and molecular mechanisms for thermostability. Microbiol Mol Biol Rev 65: 1-43.

295. Vuthoori S., Bowers C. W., McCracken A., Dombroski A. J., Hinton D. M. 2001. Domain 1.1 of the sigma(70) subunit of Escherichia coli RNA polymerase modulates the formation of stable polymerase/promoter complexes. J Mol Biol 309: 561-572.

296. Vuyisich M., Beal P. A. 2002. Controlling protein activity with ligand-regulated RNA aptamers. Chem Biol 9: 907-913.

297. Wagner R. 2002. Regulation of ribosomal RNA synthesis in E. coli: effects of the global regulator guanosine tetraphosphate (ppGpp). J Mol Microbiol Biotechnol 4: 331-340.

298. Wang D., Hawley D. K. 1993. Identification of a 3'—>5' exonuclease activity associated with human RNA polymerase II. Proc Natl Acad Sci USA 90: 843-847.

299. Wassarman К. M., Saecker R. M. 2006. Synthesis-mediated release of a small RNA inhibitor of RNA polymerase. Science 314: 1601-1603.

300. Weiss S., Proske D., Neumann M., Groschup M. H., Kretzschmar H. A., Famulok M., Winnacker E. L. 1997. RNA aptamers specifically interact with the prion protein PrP. J Virol 71: 8790-8797.

301. Wen J. D., Gray D. M. 2002. The Ff gene 5 single-stranded DNA-binding protein binds to the transiently folded form of an intramolecular G-quadruplex. Biochemistry 41: 11438-11448.

302. Westover К. D., Bushnell D. A., Komberg R. D. 2004. Structural basis of transcription: nucleotide selection by rotation in the RNA polymerase II active center. Cell 119: 481-489.

303. White R., Rusconi C., Scardino E., Wolberg A., Lawson J., Hoffman M., Sullenger B. 2001. Generation of species cross-reactive aptamers using "toggle" SELEX. Mol Ther 4: 567573.

304. Wieland Т., Faulstich H. 1991. Fifty years of amanitin. Experientia 47: 1186-1193.

305. Wilson D. S., Szostak J. W. 1999. In vitro selection of functional nucleic acids. Annu Rev Biochem 68: 611-647.

306. Winter R. В., Morrissey L., Gauss P., Gold L., Hsu Т., Karam J. 1987. Bacteriophage T4 regA protein binds to mRNAs and prevents translation initiation. Proc Natl Acad Sci U S A 84: 7822-7826.

307. Xu W., Ellington A. D. 1996. Anti-peptide aptamers recognize amino acid sequence and bind a protein epitope. Proc Natl Acad Sci U SA 93: 7475-7480.

308. Xue Y., Hogan B. P., Erie D. A. 2000. Purification and initial characterization of RNA polymerase from Thermus thermophilus strain HB8. Biochemistry 39: 14356-14362.

309. Yamamoto R, Baba Т., Kumar P. K. 2000a. Molecular beacon aptamer fluoresces in the presence of Tat protein of HIY-1. Genes Cells 5: 389-396.

310. Yang X., Price C. W. 1995. Streptolydigin resistance can be conferred by alterations to either the beta or beta' subunits of Bacillus subtilis RNA polymerase. J Biol Chem 270: 2393023933.

311. Yarbrough L. R., Wu F. Y., Wu C. W. 1976. Molecular mechanism of the rifampicin-RNA polymerase interaction. Biochemistry 15: 2669-2676.

312. Young B. A., Gruber Т. M., Gross C. A. 2002. Views of transcription initiation. Cell 109: 417-420.

313. Yuzenkova Y., Zenkin N., Severinov K. 2008. Mapping of RNA polymerase residues that interact with bacteriophage XplO transcription antitermination factor p7. J Mol Biol 375: 29-35.

314. Zalenskaya K., Lee J., Gujuluva C. N., Shin Y. K., Slutsky M., Goldfarb A. 1990. Recombinant RNA polymerase: inducible overexpression, purification and assembly of Escherichia coli rpo gene products. Gene 89: 7-12.

315. Zaychikov E., Martin E., Denissova L., Kozlov M., Markovtsov V., Kashlev M., Heumann H., Nikiforov V., Goldfarb A., Mustaev A. 1996. Mapping of catalytic residues in the RNA polymerase active center. Science 273: 107-109.

316. Zenkin N., Naryshkina Т., Kuznedelov K., Severinov K. 2006. The mechanism of DNA replication primer synthesis by RNA polymerase. Nature 439: 617-620.

317. Zenkin N., Severinov K. 2004. The role of RNA polymerase sigma subunit in promoter-independent initiation of transcription. Proc Natl Acad Sci USA 101: 4396-4400.

318. Zhang G., Campbell E. A., Minakhin L., Richter C., Severinov K., Darst S. A. 1999. Crystal structure of Thermus aquaticus core RNA polymerase at 3.3 A resolution. Cell 98: 811824.

319. Zhang Z., Blank M., Schluesener H. J. 2004. Nucleic acid aptamers in human viral disease. Arch Immunol Ther Exp (Warsz) 52: 307-315.

320. Копылов A. M., Спиридонова В. A. 2000. Комбинаторная химия нуклеиновых кислот: SELEX. Молекулярная биология 34: 1097-1113.

321. Лаптенко О. А., Божков А. И., Борухов С. И. 2000. Gre-гомологичные факторы транскрипции GreA-1 и GreA-2 из Thermus thermophilus: клонирование, очистка и анализ функциональной активности. Биологический вестник 4: 3-14.