Неканонические комплексы РНК-полимеразы с нуклеиновыми кислотами тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Зенкин, Николай Сергеевич

• Зенкин, Николай Сергеевич
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Зенкин, Николай Сергеевич

Оглавление.

Актуальность темы.

Цель работы и задачи исследования.

Научная новизна и практическая ценность.

Структура и объём работы.

1. Обзор литературы.

1.1 Промоторы.

1.2 а-субъединицы.

1.3 Структура холофермента.

1.4 Функции доменов а-субъединицы.

1.4.1. Район 1.

1.4.2. Район 2.

1.4.3. Районы 2.5 и 3.

1.4.4. Район 4.

1.5 Детерминанты узнавания ДНК РНК-полимеразой.

1.5.1. Матрицы с одноцепочечными поли-dC 3'-концами (tailed template).

Гетеродуплексные матрицы (bubble).

Промоторы с дефектами в двойной спирали.

Одноцепочечные ДНК олигонуклеотиды.

Естественные гетеродуплексные промоторные элементы: участки начала репликации {УHP) некоторых плазмид и нитчатых бактериофагов.

1.6 Абортивная инициация.

1.7 Путь от узнавания промотора до ухода в элонгацию - структурная модель

1.8 Диссоциация а-субъединицы.

1.9 Бесфакторная регуляция транскрипции.

1.10 Влияние конформации ДНК на силу промотора.

1.11 Взаимовлияние промоторов.

2. Материалы и методы.

2.1. Бактериальные штаммы и плазмиды.

2.2. Бактериальные среды.

2.3. Электрофорез.

2.4. Компетентные клетки и трансформация бактерий.

2.5 Коньюгация бактерий.

2.6 Заражение клеток бактериофагом М13.

2.6 Белки.

2.8 Приготовление а -субъединицы и фрагментов а-субъединицы.

2.9. Приготовление РНК-полимеразы из клеток.

2.10. Полимеразная цепная реакция (ПЦР).

2.11. Направленный ПЦР-мутагенез.

2.12. Транскрипция in vitro.

2.12.1. Транскрипция с lacUVS промотора.

2.12.2. Транскрипция с Т7А1 промотора.

2.12.3. Транскрипция на УНР М13.

2.13 ДНК-белковая сшивка формальдегидом.

2.14 Футпринтинг ДНКазой 1.

2.15 Аффинное мечение РНКП.

2.16 ДНК-белковая и белок-белковая сшивки в элонгационных комплексах.

2.17 Расщепление РНК гидроксильными радикалами.

2.18 Гель-фильтрация реакционных смесей после синтеза пРНК.

3. Результаты и обсуждение.

3.1 Изучение механизма воникновения паузы транскрипции при переходе от инициации к элонгации на промоторе lacUVS.

3.1.1. Введение.

3.1.2. Комплекс в состоянии паузы является элонгационным, сдвинутым назад (backtracked).

3.1.3. Пауза транскрипции в положении +17- явление, зависящее от а -субъединицы.

3.1.4. Пауза транскрипции в положении +17 возникает благодаря специфическому взаимодействию а70-субъединицы с ДНК.

3.1.5. Положение формальдегидной сшивки а70-субъединицы на ДНК.

3.1.6. Последовательность района 2 а-субъединицы важна для образования паузы.

3.1.6. Детерминанты взаимодействия ст70-субъединицы с корферментом в элонгационном комплексе.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Неканонические комплексы РНК-полимеразы с нуклеиновыми кислотами»

3.2.2. Роль SSB в узнавании УНР.112

3.2.3. Предполагаемые -10 и -35 районы УНР не играют роли в узнавании.114

70

3.2.4. а -субъединица необходима для синтеза пРНК, но не нужна для узнавания УНР.116

3.2.5. ст70-субъединица важна на стадии синтеза тринуклеотида.118

3.2.6. Роль района 3.2 <т70-субъединицы в транскрипции пРНК.124

3.2.7. Функция в синтезе пРНК является общей для а-факторов а70-семейства.125

3.2.8. Место связывания шпильки УНР в корферменте.127

3.2.9. Заключение.129

3.3 Изучение механизма формирования РНК-праймера для репликации одно цепочечного генома бактериофага М13.132

3.3.1. Введение.132

3.3.2. После остановки синтеза РНК-полимераза продолжает быть связанной с РНК и ДНК, образуя необычный элонгационный комплекс. .132

3.3.3. Причина образования необычного элонгационного комплекса при синтезе пРНК.137

3.3.4. Расположение РНК-ДНК гибрида в РНК-полимеразе.147

3.3.5. Заключение.149

Выводы.151

Список сокращений.152

Список сокращений.152

Список литературы.153

Список опубликованных работ.177

Актуальность темы.

Инициация транскрипции является наиболее сложно регулируемым процессом транскрипционного цикла. Несмотря на опубликование кристаллической структуры холофермента РНК-полимеразы (Vassylyev et al., 2002), инициация остается наименее изученным этапом транскрипции. Одними из наиболее важных вопросов, на которые не получено ответов, являются вопросы о функциях а-субъединицы и механизме перехода от инициации транскрипции к элонгации.

Известно, что а-субъединица необходима для узнавания и плавления промоторов, также считается, что а-субъединица диссоциирует из комплекса с РНК-полимеразой после синтеза РНК длиной 7-11 нуклеотидов. Однако, в последнее время начали появляться данные о неизвестных прежде свойствах ст-субъединицы. Например, было показано, что при переходе от инициации к элонгации а-субъединица может не диссоциировать, оставаясь связанной с элонгационным комплексом (Bar-Nahum and Nudler, 2001, Mukhopadhyay et al., 2001). С другой стороны, из структурных данных видно, что а-субъединица может принимать непосредственное участие в абортивном синтезе (Vassylyev et al., 2002). Эта информация свидетельствует о гораздо более сложной роли, которую играет а-субъединица в инициации транскрипции и переходе к элонгации.

Кроме того, не до конца изучен механизм перехода от инициации к элонгации, однако понятно, что этот процесс зависит от разных факторов. Так, при переходе к элонгации в ходе синтеза РНК-праймера на геноме фага М13, РНК-полимераза по непонятным причинам останавливается, переходя в арестованное состояние. Было показано, что при переходе к элонгации на lacUV5 промоторе происходит образование паузы транскрипции с формированием необычного комплекса, содержащего а-субъединицу (Brodolin et al., 2004). Изучение таких необычных комплексов поможет углубить наше понимание процесса перехода к элонгации.

Помимо чисто научного, изучение инициации транскрипции несет в себе и практический интерес. Понимание механизма инициации транскрипции и его регуляции можно применить к управлению экспрессией отдельных интересующих генов, а также к разработке антибиотиков, специфичных к данному виду, или даже к конкретному гену.

Цель работы и задачи исследования.

Целью настоящей работы было изучение роли а-субъединицы в инициации транскрипции и при переходе от инициации к элонгации. В задачи данного исследования входило:

1) Изучить механизм возникновения паузы транскрипции при переходе от инициации к элонгации на lacUVS промоторе.

2) Изучить роль <т70-субъединицы в синтезе РНК-полимеразой E.coli праймера для инициации репликации генома бактериофага М13.

3) Изучить механизм формирования праймера для репликации генома бактериофага М13.

Научная новизна и практическая ценность. ф В работе исследованы новые, неизвестные прежде функции ст-субъединицы.

Изучен механизм возникновения паузы транскрипции при переходе от инициации к элонгации на промоторе lacUV5. Показано, что за возникновение паузы ответственны взаимодействия с нематричной цепью ДНК ст -субъединицы, не диссоциировавшей из комплекса с РНК-полимеразой после ухода с промотора. Предложен новый механизм регуляции транскрипции с помощью ст-зависимых пауз, возникающих при переходе к элонгации.

Подробно изучен механизм инициации репликации бактерофага М13 клеточной РНК-полимеразой. Показано, что в этой системе а70-субъединица не участвует в узнавании промотора, осуществляемом полностью корферментом, но необходима для перехода от абортивной инициации к элонгации. Предложенный в ^ работе механизм действия ст70-субъединицы может являться общим для инициации с бактериальных промоторов. Показано, что образование праймера определенной длины происходит в результате формирования необычного праймирующего комплекса, возникающего из-за нерасплетания РНК-ДНК гибрида позади полимеразы. Сравнение известных данных с данными, полученными в этой работе, указывает на возможность использования описанного механизма другими бактериофагами, а также эписомами бактерий.

В работе получена система, в которой удалось отделить начало синтеза РНК от а-зависимого узнавания и плавления промотора, что предоставляет широкие возможности для исследования механизма инициации транскрипции, минуя ее начальные стадии. Полученная система может использоваться в тестировании активности мутантных РНК-полимераз, дефектных в узнавании или открывании промотора, а также при выяснении механизма действия транскрипционных факторов и антибиотиков, влияющих на инициацию.

Структура и объём работы.

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, изложения полученных результатов и их обсуждения, выводов и списка цитируемой литературы. Работа изложена на 176 страницах машинописного текста и содержит 34 рисунка. Библиография включает в себя 190 названий.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Зенкин, Николай Сергеевич

Выводы.

1. а70 -субъединица остается связанной с корферментом при переходе от инициации к элонгации на lacUV5 промоторе благодаря специфическому взаимодействию района 2 с последовательностью нематричной цепи начальнотранскрибируемой области, что приводит к возникновению паузы транскрипции в положении +17.

ЧЛ

2. Присутствие района 1.1 необходимо для связывания а -субъединицы с корферментом в элонгационном комплексе в области последовательности, вызывающей паузу транскрипции.

3. Узнавание участка начала репликации минус цепи бактериофага Ml3 является независимым от ст70-субъединицы и осуществляется корферментом РНК-полимеразы за счет взаимодействия правой шпильки участка начала репликации с каналом корфермента, ответственным за связывание переднего дуплекса ДНК.

4. Корфермент способен специфически инициировать абортивный синтез динуклеотида на участке начала репликации М13. Для образования тринуклеотида

70 необходим район 3.2 а -субъединицы. Дальнейшее удлинение тринуклеотида является независимым от ст70-субъединицы.

5. Остановка транскрипции при синтезе пРНК на участке начала репликации минус цепи бактериофага М13 происходит из-за нерасплетания РНК-ДНК гибрида позади РНК-полимеразы, что приводит к образованию необычного праймирующего комплекса, содержащего РНК-полимеразу, ДНК матрицу и праймерную РНК, 3'-конец которой спарен с матричной ДНК и экспонирован.

33.5. Заключение.

Строго определенная длина РНК-ДНК гибрида довольно давно считается ® условием стабильности элонгационного комплекса, однако полагается, что именно длина не менее 7 нуклеотидов является определяющим фактором. В настоящей работе продемонстрировано, что удлинение гибрида также приводит к дестабилизации комплекса, указывая на то, что стабильность элонгационного комплекса определяется не только термодинамической стабильностью РНК-ДНК гибрида, но и геометрией нуклеиновых кислот в элонгационном комплексе, в данном случае при переходе от инициации к элонгации.

Полученные данные косвенно свидетельствуют о важности заднего дуплекса ДНК в поддержании правильной геометрии задней части транскрипционного пузыря. Можно предположить, что расплетание РНК-ДНК дуплекса обусловлено не только белковыми структурами, отводящими РНК в РНКвыводящий канал, но и задним дуплексом ДНК, уводящим матричную цепь в противоположном направлении.

Результаты настоящей работы свидетельствуют, что 3'-конец РНК в праймирующем комплексе на УНР фага М13 спарен с матричной ДНК и экспонирован из РНК-полимеразы. Таким образом, требования к олигонуклеотиду, необходимые для того, чтобы он служил праймером для ДНК репликации, в этой системе выполнены. Остается неясным, может ли ДНК-полимераза Ш узнать пРНК в комплексе с РНК-полимеразой, или же РНК полимераза должна быть активно вытеснена из праймосомы.

Изученный в этой работе механизм синтеза РНК-праймера для репликации одноцепочечной ДНК бактериофага М13, возможно, является общим для некоторых эписом и бактериофагов, имеющих в цикле размножения одноцепочечную форму ДНК (например, фактор конъюгации F). Аналогичные по структуре УНР описаны для множества плазмид, в том числе и для фактора F. Описанный механизм остановки транскрипции при синтезе пРНК может также использоваться при транскрипции на двуцепочечной ДНК. Например, известно, что РНК П, синтезирующаяся при инициации репликации плазмиды ColEl, специфически взаимодействуя с нематричной цепью ДНК в районе участка начала репликации, предотвращает схлопывание заднего края транскрипционного пузыря, возможно, обуславливая этим остановку транскрипции.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Зенкин, Николай Сергеевич, 2004 год

1. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. 1984. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование. Баев А.А., Скрябин К.Г. (ред.), М.: Мир

2. Aiyar, S. Е., Gourse, R. L., and Ross, W. (1998). Upstream A-tracts increase bacterial promoter activity through interactions with the RNA polymerase alpha subunit. Proc Natl Acad Sci U S A 95,14652-14657.

3. Aiyar, S. E., Helmann, J. D., and deHaseth, P. L. (1994). A mismatch bubble in double-stranded DNA suffices to direct precise transcription initiation by Escherichia coli RNA polymerase. J Biol Chem 269,13179-13184.

4. Arthur, Т. M., and Burgess, R. R. (1998). Localization of a sigma70 binding site on the N terminus of the Escherichia coli RNA polymerase beta' subunit J Biol Chem 273,3138131387.

5. Ayers, D. G., Auble, D. Т., and deHaseth, P. L. (1989). Promoter recognition by Escherichia coli RNA polymerase. Role of the spacer DNA in functional complex formation. J Mol Biol 207,749-756.

6. Bartlett, M. S., Thomm, M., and Geiduschek, E. P. (2000). The orientation of DNA in anarchaeal transcription initiation complex. Nat Struct Biol 7,782-785.

7. Bentley, S. D., Chater, K. F., Cerdeno-Tarraga, A. M., Challis, G. L., Thomson, N. R.,

8. James, K. D., Harris, D. E., Quail, M. A., Kieser, H., Harper, D., et al (2002). Completegenome sequence of the model actinomycete Streptomyces coelicolor A3 (2). Nature 417,141.147.

9. Bracco, L., Kotlarz, D., Kolb, A., Diekmann, S., and Buc, H. (1989). Synthetic curved DNA sequences can act as transcriptional activators in Escherichia coli. Embo J 8,42894296.

10. Breslauer, K. J., Frank, R., Blocker, H., and Marky, L. A. (1986). Predicting DNA duplex stability from the base sequence. Proc Natl Acad Sci U S A 83,3746-3750.

11. Brodolin К., Zenkin N., Mustaev A., Mamaeva D., Heumann H. (2004). ст70 subunit of RNA polymerase induces lacUV5 promoter-proximal pausing of transcription. Nat Struct Mol Biol // (in press)

12. Buck, M., Gallegos, M. Т., Studhohne, D. J., Guo, Y., and Gralla, J. D. (2000). The bacterial enhancer-dependent sigma(54) (sigma(N)) transcription factor. J Bacteriol 182, 4129-4136.

13. Burgess, R. R., Travers, A. A., Dunn, J. J., and Bautz, E. K. (1969). Factor stimulating transcription by RNA polymerase. Nature 221,43-46.

14. Burns, H., and Minchin, S. (1994). Thermal energy requirement for strand separation during transcription initiation: the effect of supercoiling and extended protein DNA contacts. Nucleic Acids Res 22,3840-3845.

15. Bushnell, D. A., Westover, K. D., Davis, R. E., and Kornberg, R. D. (2004). Structural basis of transcription: an RNA polymerase II-TFIIB cocrystal at 4.5 Angstroms. Science 303,983-988.

16. Callaci, S., Heyduk, E., and Heyduk, T. (1999). Core RNA polymerase from E. coli induces a major change in the domain arrangement of the sigma 70 subunit. Mol Cell 3, 229-238.

17. Caramori, Т., and Galizzi, A. (1998). The UP element of the promoter for the flagellin gene, hag, stimulates transcription from both SigD- and SigA-dependent promoters in Bacillus subtilis. Mol Gen Genet 258, 385-388.

18. Carpousis, A. J., and Gralla, J. D. (1980). Cycling of ribonucleic acid polymerase to• produce oligonucleotides during initiation in vitro at the lac UV5 promoter. Biochemistry 19,3245-3253.

19. Daube, S. S., Hart, C. R., and von Hippel, P. H. (1994). Coupling of RNA displacement and intrinsic termination in transcription from synthetic RNA.DNA bubble duplex constructs. Proc Natl Acad Sci U S A 91,9539-9543.

20. Deuschle, U., Kammerer, W., Gentz, R., and Bujard, H. (1986). Promoters of Escherichiacoli: a hierarchy of in vivo strength indicates alternate structures. Embo J 5,2987-2994.

21. Dombroski, A. J. (1997). Recognition of the -10 promoter sequence by a partialpolypeptide of sigma70 in vitro. J Biol Chem 272,3487-3494.

22. Dombroski, A. J., Walter, W. A., Record, M. Т., Jr., Siegele, D. A., and Gross, C. A.1992). Polypeptides containing highly conserved regions of transcription initiation factorsigma 70 exhibit specificity of binding to promoter DNA. Cell 70, 501-512.

23. Drew, H. R., Weeks, J. R., and Travers, A. A. (1985). Negative supercoiling inducesspontaneous unwinding of a bacterial promoter. Embo J 4,1025-1032.

24. Dvir, A. (2002). Promoter escape by RNA polymerase П. Biochim Biophys Acta 1577,208.223.

25. Ellinger, Т., Behnke, D., Bujard, H., and Gralla, J. D. (1994). Stalling of Escherichia coli RNA polymerase in the +6 to +12 region in vivo is associated with tight binding to consensus promoter elements. J Mol Biol 239,455-465.

26. Elliott, Т., and Geiduschek, E. P. (1984). Defining a bacteriophage T4 late promoter: absence of a "-35" region. Cell 36,211-219.

27. Erickson, J. W., and Gross, C. A. (1989). Identification of the sigma E subunit of Escherichia coli RNA polymerase: a second alternate sigma factor involved in high-temperature gene expression. Genes Dev 3,1462-1471.

28. Fang, M., and Wu, H. Y. (1998). A promoter relay mechanism for sequential gene activation. J Bacteriol 180,626-633.

29. Fraser, С. M., Gocayne, J. D., White, O., Adams, M. D., Clayton, R. A., Fleischmann, R.• D., Bult, C. J., Kerlavage, A. R., Sutton, G., Kelley, J. M., and et al. (1995). The minimal gene complement of Mycoplasma genitalium. Science 270,397-403.

30. Gnatt, A. L., Cramer, P., Fu, J., Bushnell, D. A., and Kornberg, R. D. (2001). Structural basis of transcription: an RNA polymerase П elongation complex at 3.3 A resolution. Science 292, 1876-1882.

31. Gross, С., Lonetto, M., and Losick, R. (1998a). Bacterial sigma factors. In• Transcriptional Regulation (Cold Spring Harbor, NY, Cold Spring Harbor Laboratory Press), pp. 126-176.

32. Gross, C. A., Chan, C., Dombroski, A., Gruber, Т., Sharp, M., Tupy, J., and Young, B. (1998b). The functional and regulatory roles of sigma factors in transcription. Cold Spring Harb Symp Quant Biol 63,141-155.

33. Guo, Y., and Gralla, J. D. (1998). Promoter opening via a DNA fork junction binding• activity. Proc Natl Acad Sci U S A 95,11655-11660.

34. Hansen, U. M., and McClure, W. R. (1980). Role of the sigma subunit of Escherichia coli RNA polymerase in initiation. П. Release of sigma from ternary complexes. J Biol Chem 255,9564-9570.

35. Harley, С. В., and Reynolds, R, P. (1987). Analysis of E. coli promoter sequences. Nucleic Acids Res 15,2343-2361.

36. Hawley, D. К., and McClure, W. R. (1983). Compilation and analysis of Escherichia colipromoter DNA sequences. Nucleic Acids Res 11,2237-2255.

37. Heldwein, E. E., and Brennan, R. G. (2001). Crystal structure of the transcriptionactivator BmrR bound to DNA and a drug. Nature 409,378-382.

38. Helmann, J. D., and Chamberlin, M. J. (1988). Structure and function of bacterial sigmafactors. Annu Rev Biochem 57,839-872.

39. Helmann, J. D., and deHaseth, P. L. (1999). Protein-nucleic acid interactions during open complex formation investigated by systematic alteration of the protein and DNA binding partners. Biochemistry 38,5959-5967.

40. Hsu, L. M., Vo, N. V., and Chamberlin, M. J. (1995). Escherichia coli transcript cleavage factors GreA and GreB stimulate promoter escape and gene expression in vivo and in vitro. Proc Natl Acad Sci U S A 92,11588-11592.

41. Jensen, P. R., and Hammer, K. (1998). The sequence of spacers between the consensus sequences modulates the strength of prokaryotic promoters. Appl Environ Microbiol 64, 82-87.

42. Kabata, H., Kurosawa, O., Arai, I., Washizu, M., Margarson, S. A., Glass, R. E., and Shimamoto, N. (1993). Visualization of single molecules of RNA polymerase sliding along DNA. Science 262, 1561-1563.

43. Kadesch, T. R., and Chamberlin, M. J. (1982). Studies of in vitro transcription by calf thymus RNA polymerase П using a novel duplex DNA template. J Biol Chem 257,52865295.

44. Kaguni, J. M., and Kornberg, A. (1982). The rho subunit of RNA polymeraseholoenzyme confers specificity in priming M13 viral DNA replication. J Biol Chem 257, 5437-5443.

45. Kammerer, W., Deuschle, U., Gentz, R., and Bujard, H. (1986). Functional dissection of Escherichia coli promoters: information in the transcribed region is involved in late steps of the overall process. Embo J 5,2995-3000.

46. Krummel, В., and Chamberlin, M. J. (1989). RNA chain initiation by Escherichia coli• RNA polymerase. Structural transitions of the enzyme in early ternary complexes. Biochemistry 28,7829-7842.

47. Krummel, В., and Chamberlin, M. J. (1992). Structural analysis of ternary complexes of Escherichia coli RNA polymerase. Deoxyribonuclease I footprinting of defined complexes. J Mol Biol 225,239-250.

48. Kulbachinskiy, A., Mustaev, A., Goldfaib, A., and Nikiforov, V. (1999). Interaction with free beta1 subunit unmasks DNA-binding domain of RNA polymerase sigma subunit. FEBS Lett 454,71-74.

49. McClure, W. R. (1985). Mechanism and control of transcription initiation in prokaryotes. Annu Rev Biochem 54,171-204.

50. McMahan, S. A., and Burgess, R. R. (1999). Mapping protease susceptibility sites on the

51. Merrick, M. J. (1993). In a class of its own—the RNA polymerase sigma factor sigma 54• (sigma N). Mol Microbiol 10,903-909.

52. Mollegaard, N. E., Buchardt, O., Egholm, M., and Nielsen, P. E. (1994). Peptide nucleic acid.DNA strand displacement loops as artificial transcription promoters. Proc Natl Acad Sci U S A 91,3892-3895.

53. Mooney, R., Landick, R. (2003) Tethering Sigma 70 to RNAP reveals high in vivo activity of sigma factors and sigma 70 dependent pausing at promoter-distal locations. Genes Dev 17,2839-51

54. Mulligan, M. E., Brosius, J., and McClure, W. R. (1985). Characterization in vitro of the effect of spacer length on the activity of Escherichia coli RNA polymerase at the TAC promoter. J Biol Chem 260,3529-3538.

55. Mulligan, M. E., Hawley, D. K., Entriken, R., and McClure, W. R. (1984). Escherichia coli promoter sequences predict in vitro RNA polymerase selectivity. Nucleic Acids Res 12,789-800.

56. Murakami, K. S., and Darst, S. A. (2003). Bacterial RNA polymerases: the wholo story. Curr Opin Struct Biol 13,31-39.

57. Murakami, K. S., Masuda, S., Campbell, E. A., Muzzin, O., and Darst, S. A. (2002a). Structural basis of transcription initiation: an RNA polymerase holoenzyme-DNA complex. Science 296,1285-1290.

58. Nasim, M, Eperon, I., Wilkins, В., Brammar, W. (2004). The activity of a single-stranded promoter of plasmid Collb-P9 depends on its secondary structure. Mol Microbiol 53,405-417

59. Nickels, В., Mukhopadhyay, J., Garrity, S., Ebright, R., Hochschild, A. (2004). The sigma 70 subunit of RNA polymerase mediates a promoter-proximal pause at the lac promoter. Nat Struct Mol Biol 11,544-50

60. Nitta, Т., Nagamitsu, H., Murata, M., Izu, H., and Yamada, M. (2000). Function of the sigma(E) regulon in dead-cell lysis in stationary-phase Escherichia coli. J Bacteriol 182, 5231-5237.

61. Nudler, E., Avetissova, E., Markovtsov, V., and Goldfarb, A. (1996). Transcription processivity: protein-DNA interactions holding together the elongation complex. Science 273,211-217.

62. Ozoline, O., Deev, A., Arkhipova, M., Chasov, V., Travers, A. (1999). Proximal transcribed regions of bacterial promoters have non-random distribution of A/T tracts. Nicleic Acids Res 27, А16Ъ-4П4

63. Ricchetti, M., Metzger, W., and Heumann, H. (1988). One-dimensional diffusion of Escherichia coli DNA-dependent RNA polymerase: a mechanism to facilitate promoter location. 1988 55,4610-4614.

64. Schickor, P., Metzger, W., Werel, W., Lederer, H., and Heumann, H. (1990). Topography of intermediates in transcription initiation of E.coli. EMBO J 9,2215-2220.

65. Schnetz, К., and Wang, J. C. (1996). Silencing of the Escherichia coli bgl promoter: effects of template supercoiling and cell extracts on promoter activity in vitro. Nucleic Acids Res 24,2422-2428.

66. Sentenac, A. (1985). Eukaryotic RNA polymerases. CRC Crit Rev Biochem 18,31-90.

67. Severinov, K., and Darst, S. A. (1997). A mutant RNA polymerase that forms unusualopen promoter complexes. Proc Natl Acad Sci U S A 94, 13481-13486.

68. Severinov, K., Mustaev, A., Severinova, E., Kozlov, M., Darst, S. A., and Goldfarb, A.1995). The beta subunit Rif-cluster I is only angstroms away from the active center of

69. Escherichia coli RNA polymerase. J Biol Chem 270,29428-29432.

70. Severinova, E., Severinov, K., Fenyo, D., Marr, M., Brody, E. N., Roberts, J. W., Chait,

71. В. Т., and Darst, S. A. (1996). Domain organization of the Escherichia coli RNApolymerase sigma 70 subunit. J Mol Biol 263,637-647.

72. Sharp, M. M., Chan, C. L., Lu, C. Z., Marr, M. Т., Nechaev, S., Merritt, E. W.,

73. Severinov, K., Roberts, J. W., and Gross, C. A. (1999). The interface of sigma with core

74. RNA polymerase is extensive, conserved, and functionally specialized. Genes Dev 13,3015-3026.

75. Singer, P., and Wu, W. (1987). Promoter search by Escherichia coli RNA polymerase on a circular DNA template. J Biol Chem 262,14178-14189.

76. Singer, P. Т., and Wu, C. W. (1988). Kinetics of promoter search by Escherichia coli RNA polymerase. Effects of monovalent and divalent cations and temperature. J Biol Chem 263,4208-4214.

77. Sluder, A. E., Price, D. H., and Greenleaf, A. L. (1988). Elongation by Drosophila RNA polymerase П. Transcription of З'-extended DNA templates. J Biol Chem 263,99179925.

78. Steitz, T. A. (2004). The structural basis of the transition from initiation to elongation phases of transcription, as well as translocation and strand separation, by T7 RNA polymerase. Curr Opin Struct Biol 14,4-9.

79. Straney, R., Krah, R., and Menzel, R. (1994). Mutations in the -10 TATAAT sequence of the gyrA promoter affect both promoter strength and sensitivity to DNA supercoiling. J Bacterid 176,5999-6006.

80. Straus, D. В., Walter, W. A., and Gross, C. A. (1987). The heat shock response of E. coli Ш' is regulated by changes in the concentration of sigma 32. Nature 329,348-351.

81. Tabak, H. F., Griffith, J., Geider, K., Schaller, H., and Kornberg, A. (1974). Initiation of deoxyribonucleic acid synthesis. VII. A unique location of the gap in the Ml 3 replicative duplex synthesized in vitro. J Biol Chem 249,3049-3054.

82. Voskuil, M. L, and Chambliss, G. H. (2002). The TRTGn motif stabilizes the transcription initiation open complex. J Mol Biol 322, 521-532.

83. Vuthoori, S., Bowers, C. W., McCracken, A., Dombroski, A. J., and Hinton, D. M.2001). Domain 1.1 of the sigma(70) subunit of Escherichia coli RNA polymerase modulates the formation of stable polymerase/promoter complexes. J Mol Biol 309,561572.

84. Zhang, G., Campbell, E. A., Minakhin, L., Richter, C., Severinov, K., and Darst, S. A. (1999). Crystal structure of Thermus aquaticus core RNA polymerase at 3.3 A resolution. Cell 98,811-824.

85. Список опубликованных работ

86. Zenkin N., Severinov К. (2004). The role of RNA polymerase о subunit in promoter-independent initiation of transcription. Proc Natl Acad Sci U S A101,4396-4400

87. Brodolin K., Zenkin N., Mustaev A., Mamaeva D., Heumann H. (2004). o70 subunit of RNA polymerase induces lac\TV5 promoter-proximal pausing of transcription. Nat Struct Mol Biol 11,551-7

88. Adelman K., Yuzenkova J., La Porta A., Zenkin N., Lee J., Lis J., Borukhov S., Wang M., Severinov K. (2004). Molecular mechanism of transcription inhibition by antibiotic Microcin J25. Mol Cell 14,753-62

89. Zenkin N., Severinov K. o70-dependent synthesis of primer for M13 DNA replication on promoter-less DNA. FASEB summer research conference «Mechanism and regulation of # prokaryotic transcription»; June 21-26,2003. Saxtons River, Vermont1. Благодарности