Состояние дистрофинового слоя и макромолекулярная проницаемость сарколеммы волокон скелетных мышц в условиях тренировки и гравитационной разгрузки тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.13, кандидат медицинских наук Гасникова, Наталья Михайловна

• Гасникова, Наталья Михайловна
• кандидат медицинских наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Гасникова, Наталья Михайловна

Список сокращений

Введение

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Дистрофии

1.1.1. Строение молекулы дистрофина

1.1.2. Костамеры. Дистрофин-дистрогликановый комплекс

1.1.3. Методы изучения дистрофина

1.1.4. Состояние дистрофинового слоя сарколеммы нормальных мышечных волокон при различных воздействиях

1.2. Макромолекулярная проницаемость сарколеммы

1.2.1. Методы изучения макромолекулярной проницаемости

1.2.2. Содержание креатинфосфокиназы и других мышечных белков в сыворотке крови

1.2.3. Поступление макромолекул в мышечные волокна

1.2.4. Механизм изменения макромолекулярной проницаемости, возможная роль в регуляции механозависимой пластичности скелетных мышц

1.3. Дистрофия Дюшенна и мыши линии mdx: морфологические и функциональные последствия нарушения синтеза дистрофина

1.3.1. Клиническое течение миодистрофии Дюшенна

1.3.2. Гистологические признаки дистрофии

1.3.3. Мыши линии mdx

1.3.4. Патогенез развития дистрофии

Глава 2. Материалы и методы исследования

2.1. Организация экспериментов

2.1.1. Силовая тренировка мышц-разгибателей коленного сустава на фоне применения креатина

2.1.2. Хроническая низкочастотная стимуляция мышц-разгибателей коленного сустава

2.1.3. Определение уровня креатинфосфокиназы в крови космонавтов в рамках космического эксперимента «Профилактика»

2.1.4. Космический эксперимент «Мион»

2.1.5. 7-суточная «сухая» иммерсия

2.1.6. Антиортостатическое вывешивание крыс с последующей эксцентрической нагрузкой

2.1.7. Антиорто статическое вывешивание крыс в сочетании с хроническим введением калъций-связывающего агента ЭГТА

2.1.8. Антпиортостатическое вывешивание мышей линии mdx

2.2. Забор и хранение экспериментального материала

2.2.1. Забор и хранение крови

2.2.2. Получение и хранение мышечных проб

2.3. Обработка экспериментального материала

2.3.1. Определение уровня креатинфосфокиназы в сыворотке крови

2.3.2. Определение уровня креатинфосфокиназы в капиллярной крови космонавтов

2.3.3. Иммуногистохимическое окрашивание мышечных срезов моноклоналъными антителами против дистрофина

2.3.4. Оценка состояния дистрофинового слоя

2.3.5. Подготовка мышечных срезов к флуоресцентной микроскопии для выявления волокон, содержащих синьку Эванса

2.3.6. Оценка мышечных срезов при флуоресцентной микроскопии

2.3.7. Статистическая обработка результатов

Глава 3. Результаты исследования

3.1. Силовая тренировка мышц-разгибателей коленного сустава на фоне применения креатина

3.1.1. Уровень мышечной креатинфосфокиназы в сыворотке крови

3.1.2. Состояние дистрофинового слоя в т. vastus lateralis

3.2. Хроническая низкочастотная стимуляция мышц-разгибателей коленного сустава

3.3. Определение уровня креатинфосфокиназы в крови космонавтов в рамках космического эксперимента «Профилактика»

3.4. Космический эксперимент «Мион»

3.5. 7-суточная «сухая» иммерсия

3.5.1. Состояние дистрофинового слоя в т. soleus

3.5.2. Уровень мышечной креатинфосфокиназы в сыворотке крови

3.6. Антиортостатическое вывешивание крыс с последующей эксцентрической нагрузкой

3.6.1. Состояние дистрофинового слоя в т. soleus

3.6.2. Количество волокон, содержащих сывороточный альбумин, в т. soleus

3.6.3. Уровень общей креатинфосфокиназы в сыворотке крови

3.7. Антиортостатическое вывешивание крыс в сочетании с хроническим введением кальций-связывающего агента ЭГТА

3.8. Антиортостатическое вывешивание мышей линии mdx

Глава 4. Обсуждение

4.1. Состояние дистрофинового слоя и макромолекулярная проницаемость сарколеммы в условиях обычной физической активности

4.2. Влияние однократной нагрузки на состояние дистрофинового слоя и макромолекулярную проницаемость сарколеммы

4.3. Влияние тренировки на состояние дистрофинового слоя и макромолекулярную проницаемость сарколеммы

4.4. Состояние дистрофинового слоя и макромолекулярная проницаемость сарколеммы в условиях гравитационной разгрузки

4.5. Состояние дистрофинового слоя и макромолекулярная проницаемость сарколеммы в условиях реадаптационной нагрузки

4.6. Влияние гравитационной разгрузки на чувствительность сарколеммы к повреждающему действию нагрузки

4.7. Влияние антиортостатического вывешивания на течение дистрофического процесса в мышцах задних конечностей мышей линии mdx

Выводы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Состояние дистрофинового слоя и макромолекулярная проницаемость сарколеммы волокон скелетных мышц в условиях тренировки и гравитационной разгрузки»

Дистрофии - цитоскелетный белок молекулярной массой 427 кДа, располагается под сарколеммой мышечного волокна таким образом, что один его конец связан с у-актином, другой — с комплексом так называемых дистрофинассоциированных белков (ДАБ), которые пронизывают сарколемму и соединяются с а-ламинином, белком внеклеточного матрикса [Blake et al., 2002]. Дистрофин-дистрогликановый комплекс обеспечивает передачу силы, генерируемой саркомером, в латеральном направлении и укрепляет относительно лабильный фосфолипидный слой сарколеммы, предохраняя его от повреждений при сокращении или растяжении мышцы [Ervasti, 2003]. Кроме того, с этим комплексом связан ряд сигнальных молекул, что делает возможным его участие в передаче внутриклеточных сигналов [Yang et al., 1995; Brenman et al., 1996; Iwata et al., 1998; Hasegawa et al., 1999; Sotgia et al., 2000]. При мутации гена, кодирующего синтез дистрофина, развивается миодистрофия Дюшенна - тяжелое заболевание, приводящее к ранней инвалидизации вследствие слабости скелетной мускулатуры и летальному исходу в возрасте около 20 лет из-за дыхательной и/или сердечной недостаточности [Гринио, 2004]. Сарколемма волокон с нарушенным синтезом дистрофина становится более чувствительной к повреждающему действию сокращений, следствием чего является увеличение ее проницаемости как для макромолекул, так и для ионов кальция, играющих ключевую роль в патогенезе этого заболевания [Alderton et al., 2000]. Одним из клинических признаков дистрофии служит резкое увеличение содержания мышечной изоформы креатинфосфокиназы (КФК) в сыворотке крови, увеличивается и поступление сывороточных белков в саркоплазму мышечных волокон [Ozawa et al., 1999; Gillis, 1999]. В экспериментах с использованием мышей линии mdx с аналогичной мутацией для оценки макромолекулярной проницаемости сарколеммы часто применяют синьку Эванса — флуоресцентный краситель, который связывается с альбумином сыворотки крови и в комплексе с ним поступает в саркоплазму волокон с проницаемой сарколеммой, где и обнаруживается при флуоресцентной микроскопии [Hamer et al., 2002].

Однако увеличение проницаемости сарколеммы для макромолекул отмечается не только при патологических состояниях. Хорошо известно, что как выход мышечных белков в сыворотку крови, так и поступление сывороточных белков в саркоплазму нормальных мышечных волокон усиливается в результате мышечной работы, особенно эксцентрического характера [Armstrong et al., 1986; Ebbeling et al., 1989; McNeil et al., 1992; Lovering et al., 2004]. Более того, описано разрушение дистрофинового слоя в нормальных мышечных волокнах после максимальных эксцентрических нагрузок [Biral et al., 2000; Shenkman at al., 2001; Lovering et al., 2004]. Однако морфологические данные о состоянии дистрофинового слоя при умеренных нагрузках и длительной тренировке отсутствуют. В то же время в

I. условиях функциональной разгрузки, в частности гравитационной, уровень КФК в сыворотке крови человека снижается [Leach, 1992; Markin et al., 1998; Clarke et al., 1998], данные же о содержании дистрофина весьма противоречивы и малочисленны [Rezvani et al., 1996; Chopard et al., 1998, 2001, 2005]. При изучении влияния гравитационной разгрузки на чувствительность сарколеммы к повреждающему действию сокращений получены разнонаправленные данные [Dworzak et al., 1993; Warren et al., 1994; Shenkman et al., 2000]. В послеполетном периоде описано увеличение уровня КФК в сыворотке крови космонавтов [Маркин с соавт., 2001] и деструкция дистрофинового слоя в т. soleus, однако не ясно, является ли она следствием космического полета или реадаптационной нагрузки [Belozerova et al., 2002]. Показано увеличение проницаемости сарколеммы для сывороточного альбумина при возвращении вывешенных крыс к обычной двигательной активности [Kasper, 1995; Tidball et al., 1999], тогда как состояние дистрофинового слоя в реадаптационном периоде остается неизученным.

Поскольку нарушение синтеза дистрофина приводит к значительному увеличению проницаемости сарколеммы, мы предположили, что изменения макромолекулярной проницаемости сарколеммы при различной функциональной активности мышц могут быть обусловлены изменениями состояния дистрофинового слоя.

Цель работы

Изучить состояние дистрофинового слоя и макромолекулярную проницаемость сарколеммы волокон скелетных мышц человека и животных в условиях реальной и моделируемой гравитационной разгрузки и тренировки.

Задачи исследования

1. Изучить влияние однократной нагрузки и длительной тренировки на целостность дистрофинового слоя и макромолекулярную проницаемость сарколеммы. ;

2. Оценить воздействие гравитационной разгрузки и реадаптационной нагрузки на состояние дистрофинового слоя и проницаемость сарколеммы для макромолекул.

3. Исследовать влияние гравитационной разгрузки на чувствительность сарколеммы к повреждающему действию нагрузки.

4. Оценить влияние гравитационной разгрузки на макромолекулярную проницаемость сарколеммы мышечных волокон с нарушенным синтезом дистрофина.

Научная новизна

Впервые морфологически показано, что длительная силовая тренировка приводит к увеличению количества волокон с нарушенным дистрофиновым слоем в т. vastus lateralis человека. Зафиксировано уменьшение содержания КФК в сыворотке крови человека в ходе 7-суточной «сухой» иммерсии на фоне практически неизмененного состояния дистрофинового слоя в т. solens. Обнаружено, что 14-суточное антиортостатическое вывешивание крыс сопровождается деструкцией дистрофинового слоя в т. soleus, причем выраженность деструкции уменьшается на фоне хронического введения кальций-связывающего агента ЭГТА в ходе вывешивания и усугубляется при возвращении вывешенных крыс к обычной активности. Впервые выявлено, что антиортостатическое вывешивание старых мышей линии mdx сопровождается усугублением течения дистрофического процесса и увеличением проницаемости сарколеммы для сывороточного альбумина в мышцах задних конечностей.

Научно-практическая значимость

Полученные результаты расширяют представления о влиянии функциональной активности на состояние субсарколеммального цитоскелета и проницаемость сарколеммы мышечных волокон, углубляя имеющиеся данные о феномене механозависимой пластичности скелетных мышц. Эти результаты имеют большое практическое значение, поскольку исследование макромолекулярной проницаемости сарколеммы и состояния дистрофинового слоя в мышцах человека при моделируемой и реальной гравитационной разгрузке позволяет оценить эффективность подходов, направленных на уменьшение или предотвращение негативного влияния невесомости на мышцы. Кроме того, эти показатели могут быть использованы как дополнительные методы оценки состояния мышечной ткани спортсменов на разных этапах тренировки. Полученные данные имеют и важное клиническое значение, поскольку свидетельствуют о неэффективности функциональной разгрузки на поздней стадии дистрофического процесса и могут служить теоретической основой для поиска новых путей замедления развития дистрофии.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Целостность дистрофинового слоя сарколеммы мышечных волокон нарушается как при повышенной, так и при пониженной сократительной активности мышц.

2. При повышенной сократительной активности мышц в обычных условиях и в реадаптационном периоде после гравитационной разгрузки нарушение целостности дистрофинового слоя сопровождается двусторонним увеличением макромолекулярной проницаемости сарколеммы мышечных волокон.

3. При пониженной сократительной активности мышц в условиях гравитационной разгрузки, несмотря на деструкцию дистрофинового слоя, макромолекулярная проницаемость сарколеммы уменьшается.

Заключение диссертации по теме «Физиология», Гасникова, Наталья Михайловна

выводы

1. Умеренная эксцентрическая нагрузка (10-минутный бег вниз) сопровождается деструкцией дистрофинового слоя в т. soleus крысы и некоторым увеличением проницаемости сарколеммы для сывороточного альбумина.

2. Длительная силовая тренировка мышц-разгибателей коленного сустава приводит к увеличению количества волокон с нарушенным дистрофиновым слоем в т. vastus lateralis человека.

3. Содержание КФК в сыворотке крови человека уменьшается как в ходе длительного космического полета, так и в ходе 7-суточной «сухой» иммерсии.

4. Количество волокон с нарушенным дистрофиновым слоем в т. soleus человека увеличивается после длительного космического полета и практически не меняется после 7-суточной иммерсии.

5. 14-суточное антиортостатическое вывешивание приводит к выраженной деструкции дистрофинового слоя в т. soleus крысы, в то же время проницаемость сарколеммы для сывороточного альбумина несколько снижается.

6. Хроническое введение кальций-связывающего агента ЭГТА позволяет уменьшить деструкцию дистрофинового слоя в т. soleus крысы в ходе антиортостатического вывешивания.

7. Возвращение вывешенных крыс к обычной активности усугубляет деструкцию дистрофинового слоя в т. soleus и сопровождается существенным увеличением проницаемости сарколеммы для сывороточного альбумина.

8. Эксцентрическая нагрузка (10-минутный бег вниз), выполненная после 14-суточного антиортостатического вывешивания, приводит к значительно более выраженному увеличению проницаемости сарколеммы для сывороточного альбумина в т. soleus крысы по сравнению с обычными условиями.

9. 9-суточное антиортостатическое вывешивание старых мышей линии mdx приводит к усугублению дистрофического процесса в мышцах задних конечностей, о чем свидетельствует увеличение количества волокон с центрально расположенными ядрами и волокон, содержащих сывороточный альбумин.

Автор работы выражает глубокую признательность научным руководителям Шенкману Борису Стивовичу и Лариной Ирине Михайловне. Автор искренне благодарит Таракина П.П., Литвинову К.С. и Саяпину М.В. за помощь в проведении экспериментов на животных, Хотченкова В.П., Маркина А. А. и Заболоцкую И.В. за помощь в обработке экспериментального материала, сотрудников лаборатории Физиологии мышечной деятельности и Физиологии движения ГНЦ РФ — ИМБП РАН, а также Хуснутдинову Д.Р. за плодотворное сотрудничество. Автор считает своим приятным долгом выразить благодарность рецензентам проф. Валиуллину В.В. и Таирбекову М.Г, и проф. Буравковой Л.Б. за помощь в работе над текстом. Автор также признателен сотрудникам ЦУП и ЦПК им. Ю.А.Гагарина за оказанную поддержку и сотрудникам проф. Роберта Фиттца за помощь при взятии биопроб. Автор благодарит за сотрудничество добровольцев и российских космонавтов, участвовавших в экспериментах.

Работа была поддержана Программой фундаментальных исследований Российской академии наук и Министерства промышленности, науки и технологий РФ, контрактом с Федеральным агентством по науке и инновациям № 02.467.11.3005, грантами РФФИ 04-04-49044 и 04-04-48757а, грантом поддержки молодых ученых ГНЦ РФ - ИМБП РАН.

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Гасникова, Наталья Михайловна, 2006 год

1. Гринио Л.П. Дюшенновская миодистрофия: Биб-ка практ. врача. М., 1998.

2. Закс Л. Статистическое оценивание. М., 1976.

3. Кузнецов С.Л., Горячкина В.Л. Гликоген-подобные гранулы в митохондриях мышечных волокон человека при различных воздействиях. Морфология, Т. 109, No 1, С. 66-67, 1996.

4. Маркин А.А., Журавлева О.А. Биохимическое исследование крови. Орбитальная станция «Мир». Космическая биология и медицина. Под редакцией Григорьева А.И. Т. 1, С. 606-612. М., 2001.

5. Шульженко Е.Б., Виль-Вильямс И.Ф. Имитация детренированности организма методом "сухого" погружения. В кн.: X чтения КЭ. Циолковского, секц. Пробл.косм.мед.биол., с. 39-47, 1975.

6. Юнкеров В.И, Григорьев С.Г. Математико-статистическая обработка данных медицинских исследований. — СПб.: ВМедА, 2002. 266 с.

7. Adams G.R. Autocrine/paracrine IGF-I and skeletal muscle adaptation. J Appl Physiol 93: 1159-1167, 2002.

8. Alderton J.M., Steinhardt R.A. Calcium influx through calcium leak channels is responsible for the elevated levels of calcium-dependent proteolysis in dystrophic myotubes. J Biol Chem 275: 9452-9460, 2000.

9. Anderson J.T., Rogers R.P., Jarrett H.W. Ca" -calmodulin binds to the carboxyl-terminal domain of dystrophin. J Biol Cem 271: 6605-6610, 1996.

10. Armstrong R.B. Muscle damage and endurance events. Sports Med 3 (5): 370-381, 1986.

11. Armstrong R.B., Warren G.L., Warren J.A. Mechanisms of exercise-induced muscle fibre injury. Sports Med 12: 184-207, 1991.

12. Augier N., Leger J., Robert A., Pons F., Leger J.J., Mornet D. Proteolytic susceptibility of the central domain in chicken gizzard and skeletal muscle dystrophins. Biochim Biophys Acta 1138: 297-304, 1992.

13. Belcastro A.N. Skeletal muscle calcium-activated neutral protease (calpain) with exercise. J Appl Physiol 74: 1381-1386, 1993.

14. Bell C.D. and Conen P.E. Histopathological changes in Duchenne muscular dystrophy. J Neurol Sci 7: 529-544, 1968.

15. Belozerova I.N., Nemirovskaya T.L., Shenkman B.S., Savina N.V., Kozlovskaya I.B. Structural and metabolic characteristics of human soleus fibers after long duration spaceflight. J Gravit Physiol 9 (1): P125-126, 2002.

16. Bergstrom J. Percutaneous needle biopsy of skeletal muscle in physiological and clinical research. Scand J Clin Lab Invest 35, 609-616, 1975.

17. Betto R., Senter L., Ceoldo S., Tarricone E., Biral D., and Salviati G. Ecto-ATPase activity of alpha-sarcoglycan (adhalin). J Biol Chem 274: 79077912, 1999.

18. Biral D., Senter L., Salviati G. Increased expression of dystrophin, dystroglycan and adhalin in denervated rats muscles. J Muscle res Cell Motil 17: 523-532, 1996.

19. Blake D. J., A. Weir, S.E. Newey, and K.E. Davies. Function and Genetics of Dystrophin and Dystrophin-Related Proteins in Muscle. Physiol Rev 82: 291-329, 2002.

20. Bodine-Flowler S.C., Pierotti DJ., Talmadge RJ. Functional and cellular adaptation to weightlessness in primates. J Gravit Physiol, v. 2, № 1, P43-P46, 1995.

21. Boudriau S., Cote C.H., Vincent M., Houle P., Tremblay R.R., and Rogers P.A. Remodeling of the cytoskeletal lattice in denervated skeletal muscle. Muskle Nerve 19: 1383-1390, 1996.

22. Bradley W.G., Hudgson P., Larson P.F., Papapetropoulos T.A., and Jenkinson M. Structural changes in the early stages of Duchenne muscular dystrophy. J Neurol Neurosurg Psychiatry 35: 451-455, 1972.

23. Brooks S.V. Rapid recovery following contraction-induced injury to in situ skeletal muscles in mdx mice. J Muscle Res Cell Motil 19: 179-187, 1998.

24. Brussee V., Tardif F., Tremblay J.P. Muscle fibers of mdx mice are more vulnerable to exercise than those of normal mice. Neuromuscular Disorders 1, 487-492, 1997.

25. Bulfield G., Siller W.G., Wight P.A., Moore K.J. X chromosome-linked muscular dystrophy (mdx) in the mouse. Pro с Natl Acad Sci USA 81: 11891192, 1984.

26. Campbell K. and Stull J. Skeletal muscle basement membrane-sarcolemma-cytoskeleton interactions. The Journal of Biological Chemistry Vol. 278, No. 15, Issue of April 11, pp. 12599-12600, 2003.

27. Carafoli E., Mlinari M. Calpain: a protease in search of a function? Biochem Biophys Res Commun 247: 193-203, 1998.

28. Carroll S., Nicotera P., and Pette D. Calcium transients in single fibers of low-frequency stimulated fast-twitch muscle of rat. Am J Physiol Cell Physiol 277: C1122-C1129, 1999.

29. Chen T.C., Hsieh S.S. Effects of a 7-day eccentric training period on muscle damage and inflammation. Med Sci Sports Exerc 33 (10): 17321738, 2001.

30. Chockalingam P.S., R. Cholera, S.A. Oak, Yi Zheng, H.W. Jarrett, and D.B. Thomason. Dystrophin-glycoprotein complex and Ras and Rho GTPase signaling are altered in muscle atrophy. Am J Physiol Cell Physiol 283: C500-C511,2002.

31. Chopard A., Leclerc L., Muller J., Pons F., Leger J.J. and Marini J.F. Effect of a 14-day spaceflight on dystrophin associated proteins complex in rat soleus muscle. J Grav Physiol, Vol 5(1), P 67-68, 1998.

32. Chopard A., Pons F., Marini J. Cytoskeletal protein contents before and after hindlimb suspension in a fast and slow rat skeletal muscle. Am J Physiol Regulatory Integrative Comp Physiol 280: R323-R330, 2001.

33. Clarke M.S.F., and P. L. McNeil. Syringe loading introduces macromolecules into living mammalian cell cytosol. J Cell Sci 102: 535541, 1992.

34. Clarke M.S.F., R. Khakee and P.L. McNeil. Loss of cytoplasmic basic fibroblast growth factor from physiologically wounded myofibers of normal and dystrophic muscle. Journal of Cell Science 106, 121-133, 1993.

35. Clarke M.S.F., R.W. Caldwell, Hsi Chiao, K. Miyake, P.L. McNeil. Contraction-induced cell wounding and release of fibroblast growth factor in heart. Circ res. 76: 927-934, 1995.

36. Clarke M.S.F., K. A. Pritchard, M.S. Medows, and P. L. McNeil. An atherogenic level of native LDL increases endothelial cell vulnerability to shear-induced plasma membrane wounding and consequent FGF release. Endothelium A: 127-139, 1995.

37. Clarke M.S.F and D.L. Feeback. Mechanical load induces sarcoplasmic wounding and FGF release in differentiated human skeletal muscle cultures. FASEB J10, 502-509, 1996.

38. Clarke M.S.F., M.M. Bamman, and D.L. Feeback. Bed rest decreases mechanically induced myofiber wounding and consequent wound-mediated FGF release during bed rest. JAppl Physiol 85(2): 593-600, 1998.

39. Clarke M.S., Caldwell R.W., Feeback D.L. Modulation of sarcoplasmic reticulum cholesterol content during mechanical unloading-induced muscleatrophy. In Abs XIII IAA "Human in Space" Symp, Santorini, Greece, P.241-244, 2000.

40. Clarkson P.M., Litchfield P., Graves J., Kirwan J.P., Byrnes W.C. Serum creatine kinase activity following forarm flexion isometric exercise. Eur J ApplPhysiol 53: 368-371, 1985.

41. Clarkson P.M., Sayers S.P. Etiology of exercise-induced muscle damage. Can J Appl Physiol 24 (3): 234-248, 1999.

42. Clarkson P.M., Hubal M.J. Exercise-induced muscle damage in humans. Am JPhys MedRehabil 81(11 Suppl): S52-69, 2002.

43. Cottin P., Poussard S., Mornet D., Brustis J.J., Mohammadpour M., Leger J., and Ducastain A. In vitro digestion of dystrophin by calcium-dependent proteases, calpains I and II. Biochimie 74: 565-570, 1992.

44. Coulton G.R., Morgan J.E., Partridge T.A., and Sloper J.C. The mdx mouse skeletal muscle myopathy. I. A histological, morphometric and biochemical investigation. Neuropathol Appl Neurobiol 14: 53-70, 1988.

45. Culligan K.G., Mackey A.J., Finn D.M., Maguire P.B., Ohlendieck K. Role of dystrophin isoforms and associated proteins in muscular dystrophy. Int J Mo I Med 2: 639-648, 1998.

46. Dapp C., Schmutz S., Hoppeler H., Fluck M. Transcriptional reprogramming and ultrastructure during atrophy and recovery of mouse soleus muscle. Physiol Genomics 20 (1): 97-107, 2004.

47. Deconinck N., Tinsley J., De Backer F., Fisher R., Kahn D., Phelps S., Davies K., Gillis J.M. Expression of truncated utrophin leads to major functional improvements in dystrophin-deficient muscles of mice. Nat Med 3: 1216-1221, 1997.

48. De Reuck J., De CCoster W., van der Eecken H. Influence of stretch on the target phenomenon in the tenotomized and immobilized gastrocnemius muscle of the rat. Acta Neuropathol (Berl) 60: 142-144, 1983.

49. Desplanches D. Structural and functional adaptations of skeletal muscle to weightlessness. Int. Sports Med., v. 18 (Suppl. 4), S259-S264, 1997.

50. Devol D.L., Rotwein P., Sadow J.L., Novakofski J., and Bechtel P.J. Activation of insulin-like growth factor gene expression during work-induced skeletal muscle growth. Am J Physiol 259, E89-E95, 1990.

51. Dimario J.X., Uzman A., and Strohman R.C. Fiber regeneration is not persistent in dystrophic (MDX) mouse skeletal muscle. Dev Biol 148: 314321, 1991.

52. Duan C., Delp M.D., Hayes D. A., Delp P.D. and Armstrong R.B. Rat skeletal muscle mitochondrial Ca . and injury from downhill walking. J Appl Physiol 68 (3): 1241-1251, 1990.

53. Dworzak A.E., Secnik P., Parrak V., Puschendorf В., Marosi M., Muigg A., Gerstenbrand F. and Koller A. Changes in muscular proteins during simulated microgravity. Journal of the Neurological Sciences, 119, 119120, 1993.

54. Ebbeling C.B., Clarkson P.M. Exercise-induced muscle damage and adaptation. Sports Medl{4)\ 207-234, 1989.

55. Ebbeling C.B., Clarkson P.M. Muscle adaptation prior to recovery following eccentric exercise. Eur J Appl Physiol Occup Physiol 60(1): 2631, 1990.

56. Edstrom L. Selective changes in the size of red and white muscle fibers in upper motor lesions and Parkinsonism. J Neurol Sci 11: 537-550, 1970.

57. Emery A.E. Muscle histology and creatine kinase levels in the foetus in Duchenne muscular dystrophy. Nature 266: 472-473, 1977.

58. Ervasti J. Costameres: the Achilles' heel of Herculean muscle. The Journal of Biological Chemistry Vol. 278, No. 16, Issue of April 18, pp. 1359113594, 2003.

59. Eston R.G., Finney S., Baker S., Baltzopoulos V. Muscle tenderness and peak torque changes after downhill running following a prior bout of isokinetic eccentric exercise. J Sports Sci 14 (4): 291-299, 1996.

60. Evans W.J., C.N. Meredith, J.C. Cannon, et al. Metabolic changes following eccentric exercise in trained and untrained men. J Appl Physiol 61: 1864-1868, 1986.

61. Everts M.E., Lomo Т., Clausen T. Changes in K+, Na+ and calcium contents during in vivo stimulation of rat skeletal muscle. Acta Physiol Scand 147 (4): 357-368, 1993.

62. Fellenberg A., Lin S. and Burgunder J.-M. Disturbed trafficking of dystrophin and associated proteins in targetoid phenomena after chronic muscle denervation. Neuropathology and Applied Neurobiology 30, 255266, 2003.

63. Franco-Obregon A. Jr., Lansman J.B. Mechanosensitive ion channels in skeletal muscle from normal and dystrophic mice. J Physiol (bond) 481: 299-309, 1994.

64. Gillis J.M. Understanding dystrophinopathies: an inventory of the structural and functional consequences of the absence of dystrophin in muscle of the mdx mouse. Journal of Muscle Research and Cell Motility 20: 605-625, 1999.

65. Gissel H. and Clausen T. Excitation-induced Ca" influx in rat soleus and EDL muscle: mechanisms and effects on cellular integrity. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 279: R917-R924, 2000.

66. Goodman C., Henry G., Dawson В., Gillam I., Beilby J., Ching S., Fabian V., Dasig D., Kakulas В., Morling P. Biochemical and ultrastructuralindices of muscle damage after a twenty-one kilometre run. Anst J Sci Med Sport 29 (4): 95-98, 1997.

67. Graves J.E., Clarkson P.M., Litchfield P., Kirwan J.P., Norton J.P. Serum creatine kinase activity following repeated bouts of isometric exercise with different muscle groups. Eur J Appl Physiol 56: 657-661, 1987.

68. Guthridge M., M. Wilson, J. Cowing, J. Bertolini, and M.T.W. Hearn. The role of basic fibroblast growth factor in skeletal muscle regeneration. Growth Factors 6: 53-63, 1992.

69. Hamer P.W., McGeachie J.M., Davies M.J. and Grounds M.D. Evans Blue Day as an in vivo marker of myofibre damage: optimising parameters for detecting initial myofibre membrane permeability. J Anat 200, pp 69-79, 2002.

70. Haws C.M., Lansman J.B. Developmental regulation of mechanosensitive calcium channels in skeletal muscle from normal and mdx mice. Proc R Soc bond В Biol Sci 245: 173-177, 1991.

71. Hohenester E., Tisi D., Talts J.F., and Timpl R. The crystal structure of a laminin G-like module reveals the molecular basis of alpha-dystroglycan binding to laminins, perlecan, and agrin. Mol Cell 4: 783-792, 1999.

72. Ho-Kim M.-A. and P.A. Rogers. Quantitative analysis of dystrophin in fast- and slow-twitch mammalian skeletal muscle. FEBS Lett 304: 187-191, 1992.

73. Hopf F.W., Turner P.R., Denetclaw W.F., Reddy P., Steinhardt R.A. A critical evaluation of resting intracellular free calcium regulation in dystrophic mdx muscle. Am J Physiol Cell Physiol 271: C1325-C1339,1996.

74. Hori S., Ohtani S., Nguyen T.M., and Morris G.E. The N-terminal half of dystrophin is protected from proteolysis in situ. Biochem Biophys Res Commun 209: 1062-1067, 1995.

75. Ingalls C., Gordon L., and Armstrong R. Intracellular Ca transients in mouse soleus muscle after hindlimb unloading and reloading. J Appl Physiol 87 (1): 386-390, 1999.

76. Iwata Y., Pan Y., Yoshida Т., Hanada H., and Shigekawa M. Alphal-syntrophin has distinct binding sites for actin and calmodulin. FEBS Lett 423: 173-177, 1998.

77. Jackson M.J., Jones D.A., and Edwards R.H. Experimental skeletal muscle damage: the nature of the calcium-activated degenerative processes. Eur J Clin Invest 14: 369-374, 1984.

78. Jackson M.J., Brooke M.H., Kaiser K., and Edwards R.H. Creatine kinase and prostaglandin E2 release from isolated Duchenne muscle. Neurology 41: 101-104, 1991.

79. Jakubiec-Puka A., and Biral D. Caveolae in the muscle overworked in an extended position. Basic Appl Myol 10 (4): 191-195, 2000.

80. Jamurtas A.Z., Theocharis V., Tofas Т., Tsiokanos A., Yfanti C., Paschalis V., Koutedakis Y., Nosaka K. Comparison between leg and arm eccentric exercises of the same relative intensity on indices of muscle damage. Eur J Appl Physiol Jul 9, 2005.

81. Jin Y., Murakami N., Saito Y., Goto Y., Koishi K., and Nonaka I. Expression of MioD and myogenin in dystrophic mice, mdx and dy, during regeneration. Acta Neuropathol 99: 619-627, 2000.

82. Jones D.A., Jackson M.J., McPhail G., Edwards R.H. Experimental mouse muscle damage: the importance of external calcium. Clin Sci (Lond) 66 (3): 317-322, 1984.

83. Karpati G. and Carpenter S. Small-caliber skeletal muscle fibers do not suffer deleterious consequences of dystophic gene expression. Am J Med Genet 25: 653-658, 1986.

84. Kasper C.E., Timothy P. White, and Leo C. Maxwell. Running during recovery from hindlimb suspension induces transient muscle injury. J Appl Physiol 68 (2): 533-539, 1990.

85. Kasper C.E. Sarcolemmal disruption in reloaded atrophic skeletal muscle. J Appl Physiol 79 (2): 607-614, 1995.

86. Khusnutdinova D., Netreba A., Kozlovskaya I. Mechanic stimulation of the soles support zones as a countermeasure of the contractile properties decline under microgravity conditions. J Grav Physiol 11(2): 141-142, 2004.

87. Kirwan J.P., Clarkson P.M., Graves J.E., Litchfield P.L., Byrnes W.C. Levels of serum creatine kinase and myiglobin in women after two isometric exercise conditions. Eur J Appl Physiol 55: 330-333, 1986.

88. Koenig M., Monaco A.P., and Kunkel L.M. The complete sequence of dystrophin predicts a rod-shaped cytoskeletal protein. Cell 53: 219-226, 1988.

89. Koenig M. and Kunkel L.M. Detailed analysis of the repeat domain of dystrophin reveals four potential hinge segments that may confer flexibility. J Biol Chem 265: 4560-4566, 1990.

90. Komulainen J., Takala Т.Е., Vihko V. Does increased serum creatine kinase activity reflect exercise-induced muscle damage in rats? Int J Sports Med 16 (3): 150-154, 1995.

91. Leach C.S. Biochemical and hematologic changes after short-term space flight. Microgravity Quarterly 2: 69-75, 1992.

92. Leijendekker W.J., Passaquin A.C., Metzinger L., Ruegg U.T. Regulation of cytosolic calcium in skeletal muscle cells of the mdx mouse under conditions of stress. Br J Pharmacol 118: 611-616, 1996.

93. Linch G.S., Hinkle R.T., Chamberlain J.S., Brooks S.V., and Faulkner J.A. Force and power output of fast and slow skeletal muscles from mdx mice 6-28 mo old. J Physiol (bond) 535: 591-600, 2001.

94. Litvinova K.S., I.M. Vikhlyantsev, Z.A. Podlubnaya, B.S. Shenkman.2+

95. Effects of Ca -binding agent EGTA on fiber contractility and content of sarcomeric cytoskeletal proteins of hindlimb suspended rats. J Gravit Physiol Vol.12, No 1, P159-P160, 2005.

96. Lotz B.P. and Engel A.G. Are hypercontracted muscle fibers artifacts and do they cause rupture of the plasma membrane? Neurology 37: 14661475, 1987.

97. Lovering R.M., De Deyne P.G. Contractile function, sarcolemma integrity, and the loss of dystrophin after skeletal muscle eccentric contraction-induced injury. Am J Physiol Cell Physiol 286: C230-C238, 2004.

98. Lynch G.S., Fary C.J., Williams D.A. Quantitative measurement of resting skeletal muscle Ca2+.i following acute and long-term downhill running exercise in mice. Cell Calcium 22 (5): 373-383, 1997.

99. Lynch G.S., Rafael J.A., Chamberlain J.S., and Faulkner J.A. Contraction-induced injury to single permeabilized muscle fibers from mdx, transgenic mdx, and control mice. Am J Physiol Cell Physiol 279: С1290-1294, 2000.

100. Macias M.J., Hyvonen M., Baraldi E., Schultz J., Sudol M., Saraste M., and Oschkinat H. Structure of the WW domain of a kinase-associated protein complexed with a proline-rich peptide. Nature 382: 646-649, 1996.

101. MacLennan P.A., McArdle A., Edwards R.H. Effects of calcium on protein turnover of incubated muscles from mdx mice. Am J Physiol Endocrinol Metab 260: E594-E598, 1991.

102. Markin A., Strogonova L., Balashov O., Polyakov V., Tigner T. The dynamics of blood biochemical parameters in cosmonauts during long-term space flights. Acta Astronautica v.42, 1-8, p.247-253, 1998.

103. Masuda Т., Fujimaki N., Ozawa E., Ishikawa H. Confocal laser microscopy of dystrophin localization in guinea pig skeletal muscle fibers. J Cell Biol 119: 543-548, 1992.

104. Mayer S.J and Clarlson P.M. Serum creatine kinase levels following isometric exercise. Res Q55: 191-194, 1984.

105. McArdle A., Edwards R.H., and Jackson MJ. Time course of changes in plasma membrane permeability in the dystrophin-deficient mdx mousq. Muscle Nerve 17: 1378-1384, 1994.

106. McCarter G.C., Steinherdt R.A. Increased activity of calcium leak channels caused by proteolysis near sarcolemmal ruptures. J Membr Biol 176:169-174,2000.

107. McCully K.K., and J.A. Faulkner. Characteristics of lengthening contractions associated with injury to skeletal muscle fibers. JAppl Physiol 61:293-299, 1986.

108. McDouall R.M., Dunn M.J., and Dubowitz V. Nature of the mononuclear infiltrate and the mechanism of muscle damage in juvenile dermatomyositis and Duchenne muscular dystrophy. J Neurol Sci 99: 199217, 1990.

109. McNeil P.L., Khakee R. Disruptions of muscle fiber plasma membranes. Role in exercise-induced damage. Am J Pathol 140, 10971109, 1992.

110. McNeil P.L, Terasaki M. Coping with the inevitable: how cells repair a torn surface membrane. Nature Cell Biol 3, E124-E129, 2001.

111. Mehler M.F. Brain dystrophin, neurogenetics and mental retardation. Brain Res 32: 277-307, 2000.

112. Meier T. and Ruegg M. The role of dystroglycan and its ligands in physiology and disease. News Physiol Sci, Volume 15, October, 2000.

113. Michele D. and Campbell K. Dystrophin-glycoprotein complex: Post-translational processing and dystroglycan function. The Journal of Biological Chemistry Vol. 278, No. 18, Issue of May 2, pp. 15457-15460, 2003.

114. Minetti С., Beltrame F., Marcenaro G., Bonilla E. Dystrophin at the plasma membrane of human muscle fibers shows a costameric localization. Neuromuscul Disord 2: 99-109, 1992.

115. Mizuno Y. Prevention of myonecrosis in mdx mice: effect of immobilization by the local tetanus method. Brain Dev 14: 319-322, 1992.

116. Mizuno Y., Thompson T.G., Guyon J.R., Lidov H.G., Brosius M., Imamura M., Ozawa E., Watkins S.C., and Kunkel L.M. Desmuslin, an intermediate filament protein that interacts with alpha-dystrobrevin and desmin. Proc Natl Acad Sci USA 98:6156-6161,2001.

117. Moens P., Baatsen P.H., and Marechal G. Increased susceptibility of EDL muscles from mdx mice to damage induced by contractions with stretch. J Muscle Res Cell Motil 14: 446-451, 1993.

118. Mokhtarian A., Lefaucheur J., Even P. and Sebille A. Hindlimb immobilization applied to 21-day-old mdx mice prevents the occurrence of muscle degeneration. J Appl Physiol 86(3): 924-931, 1999.

119. Mokri B. and Engel A.G. Duchenne dystrophy: electron microscopic findings pointing to a basic or early abnormality in the plasma membrane of the muscle fiber. Neurology 25: 1111-1120, 1975.

120. Moll J., Barzaghi P., Lin S., Bezakova G., Lochmuller H., Engvall E., Muller U., and Ruegg M.A. An agrin minigene rescues dystrophic symptoms in a mouse model for congenital muscular dystrophy. Nature 413:302-307, 2001.

121. Morey-Holton E.R., Globus R.K. Hindlimb unloading rodent model: technical aspects. J Appl Physiol 92(4): 1367-1377, 2002.

122. Morrow N.G., W.E. Kraus, J.W. Moore, R. Sanders-Williams, and J.L. Swain. Increased expression of fibroblast growth factors in a rabbitskeletal muscle model of exercise conditioning. J Clin Invest 85: 18161820, 1990.

123. Netreba A.I., Khusnutdinova D.R., Vinogradova O.L., Kozlovskaya LB. Effect of dry immersion in combination with stimulation of foot support zones upon muscle force-velocity characteristics. J Grav Physiol 11(2): 129-130, 2004.

124. Newey S.E., Benson M.A., Ponting C.P., Davies K.E., and Blake D.J. Alternative splicing of dysrobrevin regulates the stoichiometry of syntrophin binding to the dystrophin protein complex. Curr Biol 10: 12951298, 2000.

125. Newham D.J., McPhail G., Mills K.R., Edwards R.H. Ultrastructual changes after concentric and eccentric contractions of human muscle. J Neurol Sci 61: 109-122, 1983.

126. Newham D.J., Jones D.A., and Edwards R.H. Plasma creatine kinase changes after eccentric and concentric contractions. Muscle Nerve 9: 59-63, 1986.

127. Newham D.J., Jones D.A., and Clarkson P.M. Repeated high-force eccentric exercise: effects on muscle pain and damage. J Appl Physiol 63: 1381-1386, 1987.

128. Nosaka K., Clarkson P.M. Relationship between post-exercise plasma CK elevation and muscle mass invoved in the exercise. Int J Sports Med 13: 471-475, 1992.

129. Nosaka K., Clarkson P.M. Muscle damage following repeated bouts of high force eccentric exercise. Med Sci Sports Exerc 27 (9): 1263-1269, 1995.

130. Nosaka К., Newton M. Concentric or eccentric training effect on eccentric exercise-induced muscle damage. Med Sci Sports Exerc 34(1):63-69, 2002.

131. Ogilvie R.W., R.B. Armstrong, K.E. Baird, and C.L. Bottoms. Lesions in rat soleus muscle following eccentrically based exercise. Am. J. Anat. 182: 335-346, 1988.

132. Overgaard K., Fredsted A., Hyldal A., Ingemann-Hansen Т., Gissel H., Clausen T. Effects of running distance and training on Ca2+ content and damage in human muscle. Med Sci Sports Exerc 36 (5): 821-829, 2004.

133. Ozawa E., Hagiwara Y. and Yoshida M. Creatine kinase, cell membrane and Duchenne muscular dystrophy. Mol Cel Biochem 190: 143151, 1999.

134. Pagel N.C., Partridge T.A. Covert persistence of mdx mouse myopathy is revealed by acute and chronic effects of irradiation. J Neurol Sci 164, 103-116, 1999.

135. Pardo J.V., Siliciano J.D., and Craig S.W. A vinculin-containing cortical lattice in skeletal muscle: transverse lattice elements ("costameres") mark sites of attachment between myofibrils and sarcolemma. Proc Natl Acad Sci USA 80: 1008-1012, 1983.

136. Paschalis V., Koutedakis Y., Baltzopoulos V., Mougios V., Jamurtas A.Z., Giakas G. Short vs. long length of rectus femoris during eccentric exercise in relation to muscle damage in healthy males. Clin Biomech (Bristol, Avon) 20(6): 617-622, 2005.

137. Paschalis V., Koutedakis Y., Jamurtas A.Z., Mougios V., Baltzopoulos V. Equal volumes of high and low intensity of eccentric exercise in relation to muscle damage and performance. J Strength Cond Res 19(1): 184-188, 2005.

138. Pastoret C. and Sebille A. Further aspects of muscular dystrophy in mdx mice. Neuromuscular Disorders 3: 471-475, 1993.

139. Pastoret С. and Sebille A. Mdx mice show progressive weakness and muscle deterioration with age. J Neurol Sci 129: 97-105, 1995.

140. Paul G.L., DeLany J.P., Snook J.T., Scifert J.G., and Kirby Т.Е. Serum and urinary markers of skeletal muscle tissue damage after weight lifting exercise. Eur J Appl Physiol 58: 786-790, 1989.

141. Peake J.M., Suzuki K., Wilson G., Hordern M., Nosaka K., Mackinnon L., Coombes J.S. Exercise-induced muscle damage, plasma cytokines, and markers of neutrophil activation. Med Sci Sports Exerc 37(5): 737-745, 2005.

142. Petrof B.J. The molecular basis of activity-induced muscle injury in Duchenne muscular dystrophy. Mol Cel Biochem 179: 111-123, 1998.

143. Pette D., Starton R.S. Transitions of muscle fiber phenotypic profiles. Histochem Cell Biol 115: 359-372, 2001.

144. Ponting C.P., Blake D.J., Davies K.E., Kendrick-Jones J., and Winder S.J. ZZ and TAZ: new putative zinc fingers in dystrophin and other proteins. Trends Biochem Sci 21: 11-13, 1996.

145. Popov D.V., Saenko I.V., Vinogradova O.L., Kozlovskaya LB. Mechanical stimulation of foot support zones for preventing unfavorable effects of gravitational unloading. J Grav Physiol, Vol 10 (1), P59-60, 2003.

146. Popov D.V., D.R. Khusnutdinova, O.L. Vinogradova, B.S. Shenkman, and LB. Kozlovskaya Dynamics of Physical Performance during Long-Duration Space Flight (First Results of "Countermeasure" Experiment) J Gravit Physiol V.l 1(2): P231-P232, 2004.

147. Porter G.A., G.M. Dmitrenko, J.C. Winkelmann, and R.J. Bloch. Dystrophin colocalizes with р-spectrin in distinct subsarcolemmal domains in mammalian skeletal muscle. J Cell Biol 117: 997-1005, 1992.

148. Pulido S.M., Passaquin A.C., Leijendekker W.J., Challet C., Wallimann Т., Ruegg U.T. Creatine supplementation improves intracellular

149. Ca" handling and survival in mdx skeletal muscle cells. FEBS Lett 439: 357-362, 1998.

150. Rentschler S., Linn H., Deininger K., Bedford M.T., Espanel X., and Sudol M. The WW domain of Dystrophin requires EF-hands region to interact with beta-dystroglycan. Biol Chem 380: 431-442, 1999.

151. Rezvani M., Ornatsky O.I., Connor M.K., Eisenberg H.A. and D.A. Hood. Dystrophin, vinculin, and aciculin in skeletal muscle subject to chronic use and disuse. Med Sci Sports Exerc 28: 79-84, 1996.

152. Riggs J.E., Schochet S.J., Kopitnik T.A., Gutmann L. Target fibers in multiple sclerosis: implications for pathogenesis. Neurology 36: 297-298, 1986.

153. Riley D.A., S. Ellis, C.S. Giometti, J.F.Y. Hoh, E.I. Ilyina-Kakueva, V.S. Oganov, G.R. Slocum, J.L.W. Bain, and F.R. Sedlack. Muscle sarcomere lesions and thrombosis after spaceflight and suspension unloading. J Appl Physiol 73, SuppL: 33S-43S, 1992.

154. Rosa G., Ceccarini M., Cavaldesi M., Zini M., and Petrucci T.C. Localization of the dystrophin binding site at the carboxyl terminus of beta-dystroglycan. Biochem Biophys Res Commun 223: 272-277, 1996.

155. Rowland L.P. Pathogenesis of muscular dystrophies. Arch Neurol 33: 315-321, 1976.

156. Rybakova I.N., Amann К J., and Ervasti J.M. A new model for the interaction of dystrophin with F-actin. J Cell Biol 135: 661-672, 1996.

157. Rybakova I.N., Jitandrakumar R. Patel, and James M. Ervasti. The dystrophin complex forms a mechanically strong link between the sarcolemma and costameric actin. The Journal of Cell Biology, Volume 150, Number 5, September 4, 1209-1214, 2000.

158. Sacco P., Jones D.A., Dick J.R., and Vrbova G. Contractile properties and susceptibility to exercise-induced damage of normal and mdx mouse tibialis anterior muscle. Clin Sci 82: 227-236, 1992.

159. Sadoulet-Puccio H.M., Rajala M., and Kunkel L.M. Dystrobrevin and dystrophin: an interaction through coiled-coil motifs. Proc Natl Acad Sci USA 94: 12413-12418, 1997.

160. Schmalbruch H. Regenerated muscle fibers in Duchenne muscular dystrophy: a serial section study. Neurology 34: 60-65, 1984.

161. Schwane J.A., Armstrong R.B. Effect of training on skeletal muscle injury from downhill running in rats. JAppl Physiol 55: 969-975, 1983.

162. Shenkman B.S., Kozlovskaya I.B., Kuznetsov S.L., Nemirovskaya T.L., Desplanches D. Plasticity of skeletal muscle fibres in spaceflown primates. JGrav Physiol Vol 1 (1), P64-P66, 1994.

163. Shenkman B.S., Belozerova I.N., Lee P., Nemirovskaya T.L. Structural and metabolic characteristics of rhesus monkey m.soleus after space flight. JGrav Physiol Vol 7(1), 39-42, 2000.

164. Shenkman B.S., Belozerova I.N., Nemirovskaya T.L., Goncharova S.A., Strogonova L.B. Dystrophin in limb skeletal muscle fibers and creatinkinase leakage after acute +3 Gz acceleration in rhesus monkeys. J Gravit Physiol 8 (1): P75-76, 2001.

165. Sicinski P., Geng Y., Ryder Cook A.S., Barnard E.A., Darlison M.G., and Barnard P.J. The molecular basis of muscular dystrophy in the mdx mouse: a point mutation. Science 244: 1578-1580, 1989.

166. Smith L.L., Fulmer M.G., Holbert D., McCammon M.R., Houmard J.A., Frazer D.D., Nsien E., Israel R.G. The impact of a repeated bout of eccentric exercise on muscular strength, muscle soreness and creatine Kinase. Br J Sports Med 28: 267-271, 1994.

167. Soares J.M.C., J.A.R. Duarte, J Carvalho, and HJ. Appell. The possible role of intracellular С a" accumulation for the development of immobilization atrophy. Int J Sports Med 14: 437-439, 1993.

168. Sorichter S., Mair J., Koller A., Gebert W., Rama D., Calzolari C., Artner-Dworzak E., Puschendorf B. Skeletal troponin I as a marker of exercise-induced muscle damage. J Appl Physiol 83 (4): 1076-1082, 1997.

169. Spenser M.J., Croall D.E., and Tidball J.G. Calpains are activated in necrotic fibers from mdx dystrophic mice. J Biol Chem 270: 10909-10914, 1995.

170. Steinhardt R.A., B. Guoqiang, J.M. Alderton. Cell membrane resealing by a vesicular mechanism similar to neurotransmitter release. Science Wash DC 263: 390-393, 1994.

171. Straub V., R.E. Bittner, J.J. Leger, and T. Voit. Direct visualization of the dystrophin network on skeletal muscle fiber membrane. J. Cell Biol. 119: 1183-1191, 1992.

172. Straub V., Rafael J., Chamberlain J., and Campbell K. Animal models for muscular dystrophy show different patterns of sarcolemmal disruption. The Journal of Cell Biology, Volume 139, Number 2, October 20, 375-385, 1997.

173. Straub V., Donahue K.M., Allamand V., Davisson R.L., Kim Y.R., and Campbell K.P. Contrast agent-enhanced magnetic resonance imaging ofskeletal muscle damage in animal models of muscular dystrophy. Magn Reson Med 44: 655-659, 2000.

174. Takekura H., Fujinami N., Nishizawa Т., Ogasawara H. and Kasuga N. Eccentric exercise-induced morphological changes in the membrane systems involved in excitation-contraction coupling in rat skeletal muscle. J Physiol 533.2, pp. 571-583, 2001.

175. Tanabe Y., Esaki K., and Nomura T. Skeletal muscle pathology in X chromosome-linked muscular dystrophy (mdx) mouse. Acta Neuropathol 69: 91-95, 1986.

176. Thomason D.B., Booth F.W. Atrophy of the soleus muscle by hindlimb unweighting. JAppl Physiol 68(1): 1-12, 1990.

177. Thompson H.S., Clarkson P.M., Scordilis S.P. The repeated bout effect and heat shock proteins: intramuscular HSP27 and HSP70 expression following two bouts of eccentric exercise in humans. Acta Physiol Scand 174(1): 47-56, 2002.

178. Thompson T.G., Chan Y.M., Hack A.A., Brosius M., Rajala M., Lidov H.G., Mcnally E.M., Watkins S., and Kunkel L.M. Filamin 2 (FLN2): a muscle-specific sarcoglycan interacting protein. J Cell Biol 148: 115-126,2000.

179. Tidball J.G., Berchenko E., Frenette J. Macrophage invasion does not contribute to muscle membrane injury during inflammation. J Leukocyte Biol 65, 492-498, 1999.

180. Tidball J.G. and Spenser M.J. Calpains and muscular dystrophies. Int JBiochem Cell Biol 32: 1-5, 2000.

181. Togo Т., Alderton J.M., Bi G.Q., Steinhardt R.A. The mechanism of facilitated cell membrane resealing. J. Cell Sci. 112, 719-731, 1999.

182. Triffletti P., Litchfield P.E., Clarkson P.M., Byrnes W.C. Creatine kinase and muscle soreness after repeated isometric exercise. Med Sci Sports Exerc 20 (3): 242-248, 1988.

183. Turner P.R., Westwood Т., Regen C.M., Steinhardt R.A. Increased protein degradation results from elevated free calcium levels found in muscle from mdx mise. Nature 335: 735-738, 1988.

184. Turner P.R., Fong P.Y., Denetclaw W.F., Steinhardt R.A. Increased calcium influx in dystrophic muscle. J Cell Biol 115: 1701-1712, 1991.

185. Turner P.R., Schultz R., Ganguly В., Steinhardt R.A. Proteolysis results in altered leak channel kinetics and elevated free calcium in mdx muscle. JMembr Biol 133: 243-251, 1993.

186. Tutdibi O., Brinkmeier H., Rudel R., Fohr K.J. Increased calcium entry into dystrophin-deficient muscle fibres of mdx and adr-mdx mice is reduced by ion channel blockers. J Physiol (bond) 515: 859-868, 1999.

187. Vainzof M., Moreira E.S., Ferraz G., Passos-Bueno M.R., Marie S.K., and Zatz M. Further evidence for the organisation of the for sarcoglycans proteins within the dystrophin-glycoprotein complex. Eur J Hum Genet 7: 251-254, 1999.

188. Warren G., Hayes D., Lowe D., Williams J. and Armstrong R. Eccentric contraction-induced injury in normal and hindlimb-suspended mouse soleus and EDL muscles. J. Appl. Physiol. 77(3): 1421-1430, 1994.

189. Weller В., Karpati G., and Carpenter S. Dystrophin-deficient mdx muscle fibers are preferentially vulnerable to necrosis induced by experimental lengthening contractions. J Neurol Sci 100: 9-13, 1990.

190. Williams M.W. and Bloch R.J. Extensive but coordinated reorganization of the membrane skeleton in myofibers of dystrophic (mdx) micq.J Cell Biol 144: 1259-1270, 1999.

191. Winder S.J., Gibson T.J., and Kendrick-Jones J. Dystrophin and utrophin: the missing links! FEBS Lett 369: 27-33, 1995.

192. Yang В., Jung D., Motto D., Meyer J., Koretzky G., and Campbell K.P. Sh3 domain-mediated interaction of dystroglycan and Grb2. J Biol Chem 270: 11711-11714, 1995.

193. Yoshida Т., Pan Y., Hanada H., Iwata Y., and Shigekawa M. Biderectional signaling between sarcoglycans and the integrin adhesion system in cultured L6 myocytes. J Biol Chem 273: 1583-1590, 1998.

194. Zaidi S.I., and Narahara H.T. Degradation of skeletal muscle plasma membrane proteins by calpain. JMembr Biol 110: 209-216, 1989.