Сходные черты в механизмах инициации трансляции у прокариот и эукариот тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Андреев, Дмитрий Евгеньевич

• Андреев, Дмитрий Евгеньевич
• кандидат химических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат химических наук Андреев, Дмитрий Евгеньевич

Список сокращений

Введение

Обзор литературы

1 Механизмы трансляции у прокариот и эукариот

1.1 Инициация трансляции

1.1.1 Прокариоты

1.1.2 Эукариоты

1.2 Элонгация

1.3 Терминация 17 2. Структура и функции рибосомы

3. Сравнение малых рибосомных субьединиц

3.1 рРНК

3.2 Рибосомные белки

3.2.1 Гомологичные рибосомные белки прокариот и эукариот

3.2.2 Рибосомные белки, уникальные для прокариот

3.2.3 Рибосомные белки, уникальные для эукариот

Результаты и их обсуждение

1. IRES-элемент вируса RhPV способен направлять внутреннюю инициацию in vivo

2. Безлидерная С1 мРНК способна связываться с недиссоциированной 80S рибосомой и инициаторной Мет-тРНКиМет в отсутствии факторов инициации трансляции

3. Тройной комплекс 808*С1мРНК*Мет-тРНК„Мет является функциональным элонгационным комплексом.

4. Образование 48S инициаторного комплекса на CllacZ мРНК 60 5 Необычные трансляционные свойства безлидерной мРНК С1 lacZ

5.1 Увеличение уровня трансляции безлидерной мРНК CllacZ при повышении ее концентрации в бесклеточной трансляционной системе

5.2 Трансляция безлидерной мРНК С1 lacZ не зависит от кепа

5.3 Безлидерная мРНК CllacZ эффективно транслируется при частичной инактивации eIF

6. Свойства безлидерной мРНК CllacZ, которые позволяют ей связываться с 80S рибосомой.

Материалы и методы

1 Реактивы и материалы

2 Плазмидные конструкции

3 Генноинженерные манипуляции

4 Получение РНК-транскриптов

5 Трансляция в лизате ретикулоцитов кролика

6 Реконструкция инициаторных и элонгационных комплексов из очищенных компонентов

7 Количественная обработка результатов

8 РНК-трансфекция 82 Выводы 83 Обзор Литературы

Список сокращений.

5'-НТО 5'-нетранслируемая область;

JIPK лизат ретикулоцитов кролика;

Мет-тРНК„Мет инициаторная тРНК, заряженная метионином; мРНК матричная РНК;

ПААГ полиакриламидный гель;

ПЦР полимеразная цепная реакция;

ПЭГ полиэтиленгликоль;

CrPV вирус паралича сверчка (от англ. Cricket Paralysis Virus);

DTT 1,4-дитио-0,Ь-треитол;

EDTA этилендиаминтетраацетат elF эукариотический фактор инициации трансляции (от. англ. eucaryotic initiation factor);

EMCV вирус энцефаломиокардита (от англ. Encephalomyocarditis Virus);

GMPPNP гуанозин-5'-[Р,у-имидо]трифосфат;

GTP гуанозин-5'-трифосфат;

GTPa3a белок, гидролизующий GTP;

HCV вирус гепатита С (от англ. Hepatitis С Virus);

HEPES 4-(2-гидроксиэтил)-1-пиперазинэтансульфоновая кислота;

HPRI ингибитор рибонуклеаз из плаценты человека (от англ. human placenta ribonuclease inhibitor);

Hsp белок теплового шока (от англ. heat shock protein);

IRES участок внутренней посадки рибосомы (от англ. internal ribosome entry site);

RRM белковый мотив, узнающий РНК (от англ. RNA recognition motif);

RhPV вирус черемуховой тли (от англ. Rhopalosiphum Padi Virus)

SDS додецилсульфат натрия;

Tris трис-(гидроксиметил)-аминометан.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Сходные черты в механизмах инициации трансляции у прокариот и эукариот»

До недавнего времени считалось, что механизмы инициации трансляции у прокариот и эукариот кардинально различны. В последнее десятилетие, однако, появились данные, которые похоже начали "перекидывать мостик" между механизмами инициации трансляции у эукариот и прокариот. Обнаружено, что несмотря на отсутствие гомологии в первичной структуре и на различные размеры, эукариотические факторы инициации elFl, elFIA и eIF5B являются структурными и функциональными аналогами бактериальных IF3, IF1 и IF2. Кроме того, оказалось, что для некоторых эукариотических мРНК, прежде всего вирусного происхождения, несомненно возможен механизм связывания рибосомы на их специфических внутренних участках - т.н. IRES-элементах (от англ Internal Ribosome Entry Site). Следует подчеркнуть, что если в случае прокариотических мРНК внутренняя посадка рибосомы требует только белка S1 и/или наличия в них последовательности Шайна-Дальгарно, а также участия в процессе инициации только трех факторов инициации (IF1, IF2 и IF3), то IRES-элементы это протяженные участки с развитой вторичной структурой. Классические IRES-элементы РНК пикорнавирусов содержат высоко специфические сайты связывания для инициирующих факторов, чего нет в бактериальных мРНК. Для инициации трансляции на таких элементах РНК пикорнавирусов требуются почти все эукариотические факторы инициации трансляции (за исключением кеп-связывающего фактора eIF4E), и ряд вспомогательных мРНК-связывающих белков. Гораздо большее сходство с бактериальной системой обнаруживают IRES-элемент из РНК вируса гепатита С (Hepatitis С Virus, HCV), который для образования 40S инициирующего комплекса (48S комплекс) обходится всего двумя факторами инициации, eIF2 и eIF3, и таким образом не требует ни кепа, ни процесса сканирования цепи мРНК при выборе инициирующего кодона. До недавнего времени IRES-элемент HCV, не считая совсем экзотического случая IRES-элемента РНК вируса паралича сверчка {Cricket Paralysis Virus, CrPV), где не нужны никакие факторы инициации трансляции и даже инициаторная Мет-тРНК, был по-существу единственным примером, показывающим сходство в механизмах связывания мРНК у про- и эукариот.

Автор диссертации и его коллеги исходили из предположения, что сравнение не только структур рибосом или отдельных факторов трансляции, но и самих механизмов трансляции у бактерий и эукариот может быть весьма полезным для более глубокого понимания этого фундаментального процесса. Подробный анализ этих механизмов позволяет более четко выявить, что же в них является сходным, а что кардинально различным и тем самым „ сфокусировать внимание исследователей на еще совсем неисследованных проблемах. В данной работе обсуждаются новые примеры, которые показывают очевидное сходство во взаимодействии мРНК с рибосомами бактерий и эукариот (млекопитающих).

Нами было показано, что 'внутренняя инициация трансляции для IRES-элемента РНК вируса черемуховой тли (Rhopalosiphum Padi Virus, RhPV) возможна не только в бесклеточных системах, но и in vivo - следовательно, все данные, полученные ранее in vitro методом реконструкции инициаторных комплексов-из-очищенных компонентов (совместно с И.М. Терениным) отражают "упрощенный" способ инициации трансляции, который напоминает инициацию трансляции у прокариот.

Основное внимание в диссертационной работе было уделено изучению механизмов инициации трансляции для безлидерных мРНК. Ранее в нашей лаборатории Балакиным и др. было показано, что безлидерная С1 мРНК фага X способна связываться с недиссоциированной прокариотической 70S рибосомой и инициаторной тРНКи в отстутствие факторов инициации трансляции. В ходе данной работы было показано, что модельная безлидерная С1 мРНК способна связываться с 80S рибосомой и инициировать белковый синтез в отсутствие факторов инициации трансляции. Установлено, что связывание безлидерной мРНК с 80S

1 рибосомой обусловливается расположением инициаторного триплета на самом 5' конце мРНК и одноцепочечной конформацией мРНК непосредственно за инициаторным триплетом.

Чтобы приблизиться к пониманию механизма инициации трансляции безлидерных мРНК, который может реализовываться in vivo в условиях конкуренции с обычными мРНК и в присутствии полного набора факторов инициации, нами был проанализирован возможный "стандартный" механизм инициации через образование 48S предынициаторного комплекса. Методом реконструкции 48S комплексов из очищенных компонентов было показано, что фактор инициации elFl оказывает дестабилизирующее влияние на 48S комплекс, собранный на безлидерной мРНК, что делает инициацию трансляции для безлидерной мРНК через связывание с 80S рибосомой предпочтительной.

Исследованные нами трансляционные свойства безлидерной мРНК в бесклеточной системе (JIPK) представили весомые аргументы в пользу того, что в системе, в которой присутствуют все компоненты трансляционного аппарата, для безлидерной мРНК реализуется (хотя бы частично) фактор -независимый механизм инициации через связывание с 80S рибосомой.

Таким образом, в данной работе был предложен новый механизм инициации трансляции у эукариот и показана практически полная аналогия в связывании безлидерной мРНК с 70S и 80S рибосомами.

Обзор литературы

Структура и функции рибосомы, ключевого компонента биосинтеза белка, с самого своего открытия привлекают внимание ученых. Действительно, сложно представить себе более фундаментальный процес в клетке, чем синтез полипептида, и более сложно устроенный рибонуклеопротеиновый комплекс, отвечающий вместе со вспомогательными белковыми факторами за выбор инициаторного триплета на мРНК, удлинение полипептидной цепи и ее высвобождение после окончания цикла трансляции.

В конце 1990 годов в изучении структуры рибосомы был сделан настоящий прорыв - увенчались успехом попытки закристаллизовать рибосомную субчастицу из термофильной бактерии Thermus thermophilics и получить ее рентген с атомным разрешением. В дальнейшем были решены структуры не только отдельных прокариотических рибосомных субъединиц и целой 70S рибосомы, но и комплексов рибосомы с мРНК, тРНК и белковыми факторами. В отличие от прокариотической, эукариотическую рибосому до сих пор закристаллизовать не удалось, однако в последнее время был достигнут значительный прогресс благодаря развитию метода криоэлектронной микроскопии. Сравнивая имеющуюся атомную структуру прокариотической рибосомы со структурой эукариотической рибосомы, полученную методом криоэлектронной микроскопии, можно с достаточно большой степенью надежности выдвигать предположения о структуре последней.

Все известные рибосомы выполняют очень похожие функции, и весьма схожи структурно. Однако механизмы трансляции в прокариотах и эукариотах отличаются довольно сильно, особенно на самом сложном этапе, который обычно и определяет уровень экспрессии данной мРНК -стадии инициации. Цель данного обзора литературы - попытка разобрать сходства (ввиду схожести функций) и различия (которые неизбежны из-за принципиально разных механизмов трансляции и биогенеза рибосом) прокариотической и эукариотической рибосомы. Для большей полноты такого сравнения необходим хотя бы краткий обзор основных трех стадий биосинтеза белка - инициации, элонгации и терминации.

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Андреев, Дмитрий Евгеньевич

Выводы

1. Показано, что безлидерная С1 мРНК способна связываться с 80S рибосомой в отстутствие факторов инициации трансляции.

2. Установлено, что тройной комплекс, образуемый 80S рибосомой, С1 мРНК и Мет-тРНКиМет, способен участвовать в элонгации трансляции, т.е. является полностью функциональным инициаторным комплексом.

3. Показано, что С1 мРНК способна образовывать 48S инициаторный комплекс с 40S рибосомой и факторами инициации трансляции, однако выход такого комплекса сравним с выходом тройного 80S инициаторного комплекса. Кроме того, показано, что фактор инициации elFl способен частично дестабилизировать инициаторный комплекс только в том случае, если в системе присутствует фактор инициации eIF4F, а также то, что eIF4F оказывает стимулирующий эффект на образование 48S инициаторного комплекса в присутствии АТР и активного фактора инициации eIF4A.

4. Изучены трансляционные свойства С1 мРНК в бесклеточной системе трансляции ЛРК - показано, что трансляция С1 мРНК не ингибируется при повышении ее концентрации, что трансляция С1 мРНК не зависит от присутствия кеп-структуры на 5'-конце, и что С1 мРНК способна эффективно транслироваться при инактивации eIF2.

5. Показано, что расположение инициаторного триплета на самом 5' конце мРНК и одноцепочечная конформация области непосредственно после инициаторного триплета являются определяющими факторами, позволяющими мРНК непосредственно связываться с 80S рибосомой в отсутствии факторов инициации трансляции.

6. Доказана способность к трансляции неспецифического IRES-элемента вируса насекомых RhPV in vivo и в усовершенствованной бесклеточной системе. Полученные данные подтверждают сделанный ранее вывод о кеп-независимом способе инициации трансляции на РНК RhPV, сходным с прокариотическим механизмом инициации трансляции.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Андреев, Дмитрий Евгеньевич, 2006 год

1. Butler J.S., Springer M., Dondon J., Graffe M., Grunberg-Manago M.(1986) Escherichia coli protein synthesis initiation factor IF3 controls its own gene expression at the translational level in vivo. J.Mol.Biol. 192,767-780.

2. Shine J., Dalgarno L.(1974) The З'-terminal sequence of Escherichia coli 16S ribosomal RNA: complementarity to nonsense triplets and ribosome binding sites. Proc.Natl.Acad.Sci.U S A 71,1342-1346.

3. Calogero R.A., Pon C.L., Canonaco M.A., Gualerzi C.O.(1988) Selection of the mRNA translation initiation region by Escherichia coli ribosomes. Proc.Natl.Acad.Sci.U S A 85,6427-6431.

4. Melancon P., Leclerc D., Destroismaisons N., Brakier-Gingras L.(l 990) The anti-Shine-Dalgarno region in Escherichia coli 16S ribosomal RNA is not essential for the correct selection of translational starts. Biochemistry 29, 3402-3407.

5. Szer W., Hermoso J.M., Leffler S.(1975) Ribosomal protein SI and polypeptide chain initiation in bacteria. Proc.Natl.Acad.Sci.U S A 72,2325-2329.

6. Tedin K., Resch A., Blasi U.( 1997) Requirements for ribosomal protein S1 for translation initiation of mRNAs with and without a 5' leader sequence. Mol.Microbiol. 25,189199.

7. Boni I.V., Isaeva D.M., Musychenko M.L., Tzareva N.V.(1991) Ribosome-messenger recognition: mRNA target sites for ribosomal protein SI. Nucleic Acids Res. 19, 155-162.

8. Olins P.O., Devine C.S., Rangwala S.H., Kavka K.S.(1988) The T7 phage gene 10 leader RNA, a ribosome-binding site that dramatically enhances the expression of foreign genes in Escherichia coli. Gene 73,227-235.

9. Olins P.O., Rangwala S.H.(1989) A novel sequence element derived from bacteriophage T7 mRNA acts as an enhancer of translation of the lacZ gene in Escherichia coli. J.Biol.Chem. 264,16973-16976.

10. Gallie D.R., Kado C.I.(1989) A translational enhancer derived from tobacco mosaic virus is functionally equivalent to a Shine-Dalgarno sequence. Proc.Natl.Acad.Sci.U S A 86,129-132.

11. Komarova A.V., Tchufistova L.S., Dreyfus M., Boni I.V.(2005) AU-rich sequences within 5' untranslated leaders enhance translation and stabilize mRNA in Escherichia coli. J.Bacteriol. 187,1344-1349.

12. Gualerzi C.O., Pon C.L.(1990) Initiation of mRNA translation in prokaryotes. Biochemistry 29,5881-5889.

13. Gualerzi С., Risuleo G., Pon C.L.(1977) Initial rate kinetic analysis of the mechanism of initiation complex formation and the role of initiation factor IF-3. Biochemistry 16,1684-1689.

14. Wintermeyer W., Gualerzi C.(1983) Effect of Escherichia coli initiation factors on the kinetics of N-Acphe-tRNAPhe binding to 30S ribosomal subunits. A fluorescence stopped-flow study. Biochemistry 22,690-694.

15. Sussman J.K., Simons E.L., Simons R.W.(1996) Escherichia coli translation initiation factor 3 discriminates the initiation codon in vivo. Mol.Microbiol. 21, 347-360.

16. Haggerty T.J., Lovett S.T.(1997) IF3-mediated suppression of a GUA initiation codon mutation in the recJ gene of Escherichia coli. J.Bacteriol. 179,6705-6713.

17. Shapkina T.G., Dolan M.A., Babin P., Wollenzien P.(2000) Initiation factor 3-induced structural changes in the 30 S ribosomal subunit and in complexes containing tRNA(f)(Met) and mRNA. J.Mol.Biol. 299, 615-628.

18. Celano В., Pawlik R.T., Gualerzi C.O.(l 988) Interaction of Escherichia coli translation-initiation factor IF-1 with ribosomes. Eur.J.Biochem. 178,351-355.

19. Stringer E.A., Sarkar P., Maitra U.(1977) Function of initiation factor 1 in the binding and release of initiation factor 2 from ribosomal initiation complexes in Escherichia coli. J.Biol.Chem. 252,1739-1744.

20. Sundari R.M., Stringer E.A., Schulman L.H., Maitra U.(1976) Interaction of bacterial initiation factor 2 with initiator tRNA. J.Biol.Chem. 251,3338-3345.

21. Antoun A., Pavlov M.Y., Andersson K., Tenson Т., Ehrenberg M.(2003) The roles of initiation factor 2 and guanosine triphosphate in initiation of protein synthesis. EMBO J. 22,5593-5601.

22. Tomsic J., Vitali L.A., Daviter Т., Savelsbergh A., Spurio R., Striebeck P., Wintermeyer W., Rodnina M.V., Gualerzi C.0.(2000) Late events of translation initiation in bacteria: a kinetic analysis. EMBO J. 19,2127-2136.

23. Iborra F.J., Jackson D.A., Cook P.R.(2004) The case for nuclear translation. J.Cell Sci. 117,5713-5720.

24. Banerjee A.K.(1980) 5'-terminal cap structure in eucaryotic messenger ribonucleic acids. Microbiol .Rev. 44,175-205.

25. Lim L., Canellakis E.S.(1970) Adenine-rich polymer associated with rabbit reticulocyte messenger RNA. Nature 227,710-712.

26. Kozak M.(1978) How do eucaryotic ribosomes select initiation regions in messenger RNA? Cell 15,1109-1123.

27. Asano K., Clayton J., Shalev A., Hinnebusch A.G.(2000) A multifactor complex of eukaryotic initiation factors, elFl, eIF2, eIF3, eIF5, and initiator tRNA(Met) is an important translation initiation intermediate in vivo. Genes Dev. 14,2534-2546.

28. Fekete C.A., Applefield D.J., Blakely S.A., Shirokikh N., Pestova Т., Lorsch J.R., Hinnebusch A.G.(2005) The elFIA C-terminal domain promotes initiation complex assembly, scanning and AUG selection in vivo. EMBO J. 24,3588-3601.

29. Olsen D.S., Savner E.M., Mathew A., Zhang F., Krishnamoorthy Т., Phan L., Hinnebusch A.G.(2003) Domains of elFIA that mediate binding to eIF2, eIF3 and eIF5B and promote ternary complex recruitment in vivo. EMBO J. 22,193-204.

30. Marintchev A., Wagner G.(2004) Translation initiation: structures, mechanisms and evolution. Q.Rev.Biophys. 37,197-284.

31. Rogers G.W., Jr., Richter N.J., Merrick W.C.(1999) Biochemical and kinetic characterization of the RNA helicase activity of eukaryotic initiation factor 4A. J.Biol.Chem. 274,12236-12244.

32. Rogers G.W., Jr., Lima W.F., Merrick W.C.(2001) Further characterization of the helicase activity of eIF4A. Substrate specificity. J.Biol.Chem. 276,12598-12608.

33. Rogers G.W., Jr., Richter N.J., Lima W.F., Merrick W.C.(2001) Modulation of the helicase activity of eIF4A by eIF4B, eIF4H, and eIF4F. J.Biol.Chem. 276,30914-30922.

34. Rogers G.W., Jr., Komar A. A., Merrick W.C.(2002) eIF4A: the godfather of the DEAD box helicases. Prog.Nucleic Acid Res.Mol.Biol. 72,307-331.

35. Yoder-Hill J., Pause A., Sonenberg N. Merrick W.C.(1993) The p46 subunit of eukaryotic initiation factor (eIF)-4F exchanges with eIF-4A. J.Biol.Chem. 268,5566-5573.

36. Altmann M., Muller P.P., Wittmer В., Ruchti F., Lanker S., Trachsel H.( 1993) A Saccharomyces cerevisiae homologue of mammalian translation initiation factor 4B contributes to RNA helicase activity. EMBO J. 12,3997-4003.

37. Ray B.K., Lawson T.G., Kramer J.C., Cladaras M.H., Grifo J.A., Abramson R.D., Merrick W.C., Thach R.E.(1985) ATP-dependent unwinding of messenger RNA structure by eukaryotic initiation factors. J.Biol.Chem. 260,7651-7658.

38. Pestova T.V., Kolupaeva V.G.(2002) The roles of individual eukaryotic translation initiation factors in ribosomal scanning and initiation codon selection. Genes Dev. 16,2906-2922.

39. Majumdar R., Maitra U.(2005) Regulation of GTP hydrolysis prior to ribosomal AUG selection during eukaryotic translation initiation. EMBO J. 24,3737-3746.

40. Kozak M.(l 999) Initiation of translation in prokaryotes and eukaryotes. Gene 234,187-208.

41. Fletcher C.M., Pestova T.V., Hellen C.U., Wagner G.(1999) Structure and interactions of the translation initiation factor elFl. EMBO J. 18,2631-2637.

42. Chaudhuri J., Si K., Maitra U.(l997) Function of eukaryotic translation initiation factor 1A (elFl A) (formerly called eIF-4C) in initiation of protein synthesis. J.Biol.Chem. 272, 7883-7891.

43. Chaudhuri J., Chowdhury D., Maitra U.(1999) Distinct functions of eukaryotic translation initiation factors elFIA and eIF3 in the formation of the 40 S ribosomal preinitiation complex. J.Biol.Chem. 274,17975-17980.

44. Raychaudhuri P., Chaudhuri A., Maitra U.(1985) Formation and release of eukaryotic initiation factor 2 X GDP complex during eukaryotic ribosomal polypeptide chain initiation complex formation. J.Biol.Chem. 260,2140-2145.

45. Pestova T.V., Lomakin I.B., Lee J.H., Choi S.K., Dever Т.Е., Hellen C.U.(2000) The joining of ribosomal subunits in eukaryotes requires eIF5B. Nature 403, 332-335.

46. Jackson R.J.(2005) Alternative mechanisms of initiating translation of mammalian mRNAs. Biochem.Soc.Trans. 33,1231-1241.

47. Komar A.A., Hatzoglou M.(2005) Internal ribosome entry sites in cellular mRNAs: mystery of their existence. J.Biol.Chem. 280,23425-23428.

48. Pestova T.V., Kolupaeva V.G., Lomakin I.B., Pilipenko E.V., Shatsky I.N., Agol V.I., Hellen C.U.(2001) Molecular mechanisms of translation initiation in eukaryotes. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 98,7029-7036.

49. Ryabova L.A., Pooggin M.M., Hohn T.(2002) Viral strategies of translation initiation: ribosomal shunt and reinitiation. Prog.Nucleic Acid Res.Mol.Biol. 72,1-39.

50. Ramakrishnan V.(2002) Ribosome structure and the mechanism of translation. Cell 108, 557-572.

51. Francklyn C., Perona J.J., Puetz J., Hou Y.M.(2002) Aminoacyl-tRNA synthetases: versatile players in the changing theater of translation. RNA 8,1363-1372.

52. Ogle J.M., Brodersen D.E., Clemons W.M., Jr., Tarry M.J., Carter A.P., Ramakrishnan V.(2001) Recognition of cognate transfer RNA by the 30S ribosomal subunit. Science 292, 897-902.

53. Rodnina M.V., Wintermeyer W.(2001) Fidelity of aminoacyl-tRNA selection on the ribosome: kinetic and structural mechanisms. Annu.Rev.Biochem. 70,415-435.

54. Uchiumi Т., Honma S., Nomura Т., Dabbs E.R., Hachimori A.(2002) Translation elongation by a hybrid ribosome in which proteins at the GTPase center of the Escherichia coli ribosome are replaced with rat counterparts. J.Biol.Chem. 277,3857-3862.

55. Kisselev L., Ehrenberg M., Frolova L.(2003) Termination of translation: interplay of mRNA, rRNAs and release factors? EMBO J. 22,175-182.

56. Spahn C.M., Beckmann R., Eswar N., Penczek P.A., Sali A., Blobel G., Frank J.(2001) Structure of the 80S ribosome from Saccharomyces cerevisiae~tRNA-ribosome and subunit-subunit interactions. Cell 107,373-386.

57. Wuyts J., Van de P.Y., Winkelmans Т., De W.R.(2002) The European database on small subunit ribosomal RNA. Nucleic Acids Res. 30,183-185.

58. Wimberly B.T., Brodersen D.E., Clemons W.M., Jr., Morgan-Warren R.J., Carter

59. A.P., Vonrhein C., Hartsch Т., Ramakrishnan V.(2000) Structure of the 30S ribosomal subunit. Nature 407, 327-339.

60. Demianova M., Formosa T.G., Ellis S.R.(1996) Yeast proteins related to the p40/laminin receptor precursor are essential components of the 40 S ribosomal subunit. J.Biol.Chem. 271,11383-11391.

61. Tabb-Massey A., Caffrey J.M., Logsden P., Taylor S., Trent J.O., Ellis S.R.(2003) Ribosomal proteins RpsO and Rps21 of Saccharomyces cerevisiae have overlapping functions in the maturation of the 3' end of 18S rRNA. Nucleic Acids Res. 31,6798-6805.

62. Ford C.L., Randal-Whitis L., Ellis S.R.(1999) Yeast proteins related to the p40/laminin receptor precursor are required for 20S ribosomal RNA processing and the maturation of 40S ribosomal subunits. Cancer Res. 59,704-710.

63. Liotta L.A.(1986) Tumor invasion and metastases-role of the extracellular matrix: Rhoads Memorial Award lecture. Cancer Res. 46, 1-7.

64. Torok I., Herrmann-Horle D., Kiss I., Tick G., Speer G., Schmitt R., Mechler

65. B.M.(1999) Down-regulation of RpS21, a putative translation initiation factor interacting with P40, produces viable minute imagos and larval lethality with overgrown hematopoietic organs and imaginal discs. Mol.Cell Biol. 19,2308-2321.

66. Keppel E., Schaller H.C.(1991) A 33 kDa protein with sequence homology to the 'laminin binding protein' is associated with the cytoskeleton in hydra and in mammalian cells. J.Cell Sci. 100, 789-797.

67. Valasek L., Mathew A.A., Shin B.S., Nielsen K.H., Szamecz В., Hinnebusch A.G.(2003) The yeast eIF3 subunits TIF32/a, NIPl/c, and eIF5 make critical connections with the 40S ribosome in vivo. Genes Dev. 17,786-799.

68. Ramakrishnan V., Graziano V., Capel M.S.(1986) A role for proteins S3 and S14 in the 30 S ribosomal subunit. J.Biol.Chem. 261,15049-15052.

69. Brandt R., Gualerzi C.O.(1992) Ribosomal localization of the mRNA in the 30S initiation complex as revealed by UV crosslinking. FEBS Lett. 311,199-202.

70. Takahashi Y., Mitsuma Т., Hirayama S., Odani S.(2002) Identification of the ribosomal proteins present in the vicinity of globin mRNA in the 40S initiation complex. J.Biochem. 132, 705-711.

71. Westermann P., Nygard 0.(1984) Cross-linking of mRNA to initiation factor eIF-3,24 kDa cap binding protein and ribosomal proteins SI, S3/3a, S6 and SI 1 within the 48S pre-initiation complex. Nucleic Acids Res. 12, 8887-8897.

72. Wilson D.M., III, Deutsch W.A., Kelley M.R.(1994) Drosophila ribosomal protein S3 contains an activity that cleaves DNA at apurinic/apyrimidinic sites. J.Biol.Chem. 269,25359-25364.

73. Hegde V., Wang M., Deutsch W.A.(2004) Human ribosomal protein S3 interacts with DNA base excision repair proteins hAPE/Ref-1 and hOGGl. Biochemistry 43,1421114217.

74. Sandigursky M., Yacoub A., Kelley M.R., Deutsch W.A., Franklin W.A.(1997) The Drosophila ribosomal protein S3 contains a DNA deoxyribophosphodiesterase (dRpase) activity. J.Biol.Chem. 272,17480-17484.

75. Yacoub A., Augeri L., Kelley M.R., Doetsch P.W., Deutsch W.A.(1996) A Drosophila ribosomal protein contains 8-oxoguanine and abasic site DNA repair activities. EMBO J. 15,2306-2312.

76. Kim S.H., Lee J.Y., Kim J.(2005) Characterization of a wide range base-damage-endonuclease activity of mammalian rpS3. Biochem.Biophys.Res.Commun. 328,962-967.

77. Saeboe-Larssen S., Lyamouri M., Merriam J., Oksvold M.P., Lambertsson A.(1998) Ribosomal protein insufficiency and the minute syndrome in Drosophila: a dose-response relationship. Genetics. 148,1215-1224.

78. Jang C.Y., Lee J.Y., Kim J.(2004) RpS3, a DNA repair endonuclease and ribosomal protein, is involved in apoptosis. FEBS Lett. 560, 81-85.

79. Pogue-Geile K., Geiser J.R., Shu M., Miller C., Wool I.G., Meisler A.I., Pipas J.M.(1991) Ribosomal protein genes are overexpressed in colorectal cancer: isolation of a cDNA clone encoding the human S3 ribosomal protein. Mol.Cell Biol. 11,3842-3849.

80. Jantzen H., Schulze 1.(1987) Effect of essential amino acids on the phosphorylation of a 40S ribosomal protein and protein synthesis in Acanthamoeba castellanii. J.Cell Physiol. 130,444-452.

81. Kim H.D., Lee J.Y., Kim J.(2005) Erk phosphorylates threonine 42 residue of ribosomal protein S3. Biochem.Biophys.Res.Commun. 333,110-115.

82. Kim T.S., Jang C.Y., Kim H.D., Lee J.Y., Ahn B.Y., Kim J.(2006) Interaction of Hsp90 with Ribosomal Proteins Protects from Ubiquitination and Proteasome-dependent Degradation. Mol.Biol.Cell. 17,824-833.

83. Markus M.A., Gerstner R.B., Draper D.E., Torchia D.A.(1998) The solution structure of ribosomal protein S4 delta41 reveals two subdomains and a positively charged surface that may interact with RNA. EMBO J. 17,4559-4571.

84. Spedding G., Draper D.E.(1993) Allosteric mechanism for translational repression in the Escherichia coli alpha operon. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 90,4399-4403.

85. Tang C.K., Draper D.E.(1989) Unusual mRNA pseudoknot structure is recognized by a protein translational repressor. Cell. 57, 531-536.

86. Jinks-Robertson S., Nomura M.(1982) Ribosomal protein S4 acts in trans as a translational repressor to regulate expression of the alpha operon in Escherichia coli. J.Bacteriol. 151,193-202.

87. Stansfield I., Jones K.M., Herbert P., Lewendon A., Shaw W.V., Tuite M.F.(1998) Missense translation errors in Saccharomyces cerevisiae. J.Mol.Biol. 282,13-24.

88. Dahlgren A., Ryden-Aulin M.(2000) A novel mutation in ribosomal protein S4 that affects the function of a mutated RF1. Biochimie 82,683-691.

89. Westermann P., Nygard 0.(1983) The spatial arrangement of the complex between eukaryotic initiation factor eIF-3 and 40 S ribosomal subunit. Cross-linking between factor and ribosomal proteins. Biochim.Biophys.Acta. 741,103-108.

90. Antoine M., Reimers K., Wirz W., Gressner A.M., Muller R., Kiefer P.(2005) Identification of an unconventional nuclear localization signal in human ribosomal protein S2. Biochem.Biophys.Res.Commun. 335,146-153.

91. Antoine M., Reimers K., Wirz W., Gressner A.M., Muller R., Kiefer P.(2005) Fibroblast growth factor 3, a protein with a dual subcellular fate, is interacting with human ribosomal protein S2. Biochem.Biophys.Res.Commun. 338,1248-1255.

92. Kowalczyk P., Woszczynski M., Ostrowski J.(2002) Increased expression of ribosomal protein S2 in liver tumors, posthepactomized livers, and proliferating hepatocytes in vitro. Acta Biochim.Pol. 49, 615-624.

93. Chiao P.J., Shin D.M., Sacks P.G., Hong W.K., Tainsky M.A.(1992) Elevated expression of the ribosomal protein S2 gene in human tumors. Mol.Carcinog. 5,219-231.

94. Swiercz R., Person M.D., Bedford M.T.(2005) Ribosomal protein S2 is a substrate for mammalian PRMT3 (protein arginine methyltransferase 3). Biochem.J. 386, 85-91.

95. Bachand F., Silver P.A.(2004) PRMT3 is a ribosomal protein methyltransferase that affects the cellular levels of ribosomal subunits. EMBO J. 23,2641-2650.

96. Sylvers L.A., Kopylov A.M., Wower J., Hixson S.S., Zimmermann R.A.(1992) Photochemical cross-linking of the anticodon loop of yeast tRNA(Phe) to 30S-subunit protein S7 at the ribosomal A and P sites. Biochimie. 74,381-389.

97. Robert F., Brakier-Gingras L.(2003) A functional interaction between ribosomal proteins S7 and SI 1 within the bacterial ribosome. J.Biol.Chem. 278,44913-44920.

98. Dean D., Yates J.L., Nomura M.(1981) Identification of ribosomal protein S7 as a repressor of translation within the str operon of E. coli. Cell. 24,413-419.

99. Saito K., Mattheakis L.C., Nomura M.( 1994) Post-transcriptional regulation of the str operon in Escherichia coli. Ribosomal protein S7 inhibits coupled translation of S7 but not its independent translation. J.Mol.Biol. 235,111-124.

100. Robert F., Brakier-Gingras L.(2001) Ribosomal protein S7 from Escherichia coli uses the same determinants to bind 16S ribosomal RNA and its messenger RNA. Nucleic Acids Res. 29,677-682.

101. McKim K.S., Dahmus J.B., Hawley R.S.(1996) Cloning of the Drosophila melanogaster meiotic recombination gene mei-218: a genetic and molecular analysis of interval 15E. Genetics. 144,215-228.

102. Weijers D., Franke-van D.M., Vencken R.J., Quint A., Hooykaas P., Offringa R.(2001) An Arabidopsis Minute-like phenotype caused by a semi-dominant mutation in a RIBOSOMAL PROTEIN S5 gene. Development 128,4289-4299.

103. Williams M.E., Sussex I.M.(1995) Developmental regulation of ribosomal protein LI6 genes in Arabidopsis thaliana. Plant J. 8,65-76.

104. Fukushi S., Okada M., Stahl J., Kageyama Т., Hoshino F.B., Katayama K.(2001) Ribosomal protein S5 interacts with the internal ribosomal entry site of hepatitis С virus. J.Biol.Chem. 276,20824-20826.

105. Jagannathan I., Culver G.M.(2003) Assembly of the central domain of the 30S ribosomal subunit: roles for the primary binding ribosomal proteins S15 and S8. J.Mol.Biol. 330,373-383.

106. Mougel M., Allmang C., Eyermann F., Cachia C., Ehresmann В., Ehresmann C.(1993) Minimal 16S rRNA binding site and role of conserved nucleotides in Escherichia coli ribosomal protein S8 recognition. Eur.J.Biochem. 215,787-792.

107. Merianos H.J., Wang J., Moore P.B.(2004) The structure of a ribosomal protein S8/spc operon mRNA complex. RNA 10,954-964.

108. Dean D., Yates J.L., Nomura M.(1981) Escherichia coli ribosomal protein S8 feedback regulates part of spc operon. Nature. 289, 89-91.

109. Lavoie C., Tarn R., Clark M., Lee H., Sonenberg N., Lasko P.(1994) Suppression of a temperature-sensitive cdc33 mutation of yeast by a multicopy plasmid expressing a Drosophila ribosomal protein. J.Biol.Chem. 269,14625-14630.

110. Bonham-Smith P.C., Oancia T.L., Moloney M.M.(1992) Cytoplasmic ribosomal protein SI5a from Brassica napus: molecular cloning and developmental expression in mitotically active tissues. Plant Mol.Biol. 18,909-919.

111. Akiyama N. Matsuo Y., Sai H., Noda M., Kizaka-Kondoh S.(2000) Identification of a series of transforming growth factor beta-responsive genes by retrovirus-mediated gene trap screening. Mol.Cell Biol. 20,3266-3273.

112. Lian Z., Liu J., Li L., Li X., Tufan N.L., Wu M.C., Wang H.Y., Arbuthnot P, Kew M., Feitelson M.A.(2004) Human SI5a expression is upregulated by hepatitis В virus X protein. Mol.Carcinog. 40,34-46.

113. Yusupov M.M., Yusupova G.Z., Baucom A., Lieberman K., Earnest T.N., Cate J.H., Noller H.F.(2001) Crystal structure of the ribosome at 5.5 A resolution. Science 292,883896.

114. Noller H.F., Hoang L., Fredrick K.(2005) The 30S ribosomal P site: a function of 16S rRNA. FEBS Lett. 579, 855-858.

115. Hoang L., Fredrick K., Noller H.F.(2004) Creating ribosomes with an all-RNA 30S subunit P site. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 101,12439-12443.

116. Malygin A.A., Shaulo D.D., Karpova G.G.(2000) Proteins S7, S10, S16 and S19 of the human 40S ribosomal subunit are most resistant to dissociation by salt. Biochim.Biophys.Acta. 1494,213-216.

117. Tsugeki R., Kochieva E.Z., Fedoroff N.V.(1996) A transposon insertion in the Arabidopsis SSR16 gene causes an embryo-defective lethal mutation. Plant J. 10,479-489.

118. Zengel J.M., Lindahl L.(1990) Ribosomal protein L4 stimulates in vitro termination of transcription at a NusA-dependent terminator in the S10 operon leader. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 87,2675-2679.

119. Mogridge J., Mah T.F., Greenblatt J.(1995) A protein-RNA interaction network facilitates the template-independent cooperative assembly on RNA polymerase of a stable antitermination complex containing the lambda N protein. Genes Dev. 9,2831-2845.

120. Nodwell J.R., Greenblatt J.( 1993) Recognition of boxA antiterminator RNA by the E. coli antitermination factors NusB and ribosomal protein S10. Cell. 72,261-268.

121. Friedman D.I., Schauer A.T., Baumann M.R., Baron L.S., Adhya S.L.(1981) Evidence that ribosomal protein S10 participates in control of transcription termination. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 78,1115-1118.

122. Hermann-Le D.S., Sipiczki M., Thuriaux P.(1994) Suppression of yeast RNA polymerase III mutations by the URP2 gene encoding a protein homologous to the mammalian ribosomal protein S20. J.Mol.Biol. 240,1-7.

123. Goldstone S.D., Lavin M.F.(1993) Isolation of a cDNA clone, encoding the ribosomal protein S20, downregulated during the onset of apoptosis in a human leukaemic cell line. Biochem.Biophys.Res.Commun. 196,619-623.

124. David C.L., Keener J., Aswad D.W.(1999) Isoaspartate in ribosomal protein SI 1 of Escherichia coli. J.Bacteriol. 181,2872-2877.

125. Fewell S.W., Woolford J.L., Jr.(1999) Ribosomal protein S14 of Saccharomyces cerevisiae regulates its expression by binding to RPS14B pre-mRNA and to 18S rRNA. Mol.Cell Biol. 19, 826-834.

126. Tasheva E.S., Roufa D.J.(1995) Regulation of human RPS14 transcription by intronic antisense RNAs and ribosomal protein S14. Genes Dev. 9,304-316.

127. Jakovljevic J., de Mayolo P.A., Miles T.D., Nguyen T.M., Leger-Silvestre I., Gas N., Woolford J.L., Jr.(2004) The carboxy-terminal extension of yeast ribosomal protein S14 is necessary for maturation of 43S preribosomes. Mol.Cell. 14,331-342.

128. Moritz M., Paulovich A.G., Tsay Y.F., Woolford J.L., Jr.(1990) Depletion of yeast ribosomal proteins LI6 or rp59 disrupts ribosome assembly. J.Cell Biol. Ill, 2261-2274.

129. Ogle J.M., Murphy F.V., Tarry M.J., Ramakrishnan V.(2002) Selection of tRNA by the ribosome requires a transition from an open to a closed form. Cell 111, 721-732.

130. Wilson D.N., Nierhaus K.H.(2005) Ribosomal proteins in the spotlight. Crit Rev.Biochem.Mol.Biol. 40,243-267.

131. Synetos D., Frantziou C.P., Alksne L.E.(1996) Mutations in yeast ribosomal proteins S28 and S4 affect the accuracy of translation and alter the sensitivity of the ribosomes to paromomycin. Biochim.Biophys.Acta. 1309,156-166.

132. Alksne L.E., Anthony R.A., Liebman S.W., Warner J.R.(1993) An accuracy center in the ribosome conserved over 2 billion years. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 90,95389541.

133. Cukras A.R., Southworth D.R., Brunelle J.L., Culver G.M., Green R.(2003) Ribosomal proteins S12 and S13 function as control elements for translocation of the mRNA:tRNA complex. Mol.Cell. 12,321-328.

134. Van L.M., Vanderhaeghen R., De B.M., Bauw G., Villarroel R., Van M.M.(1994) An SI 8 ribosomal protein gene copy at the Arabidopsis PFL locus affects plant development by its specific expression in meristems. EMBO J. 13,3378-3388.

135. Mishra-Gorur K., Singer H.A., Castellot J.J., Jr.(2002) The S18 ribosomal protein is a putative substrate for Ca2+/calmodulin-activated protein kinase II. J.Biol.Chem. 277, 33537-33540.

136. Khanna N., Sen S., Sharma H., Singh N.(2003) S29 ribosomal protein induces apoptosis in H520 cells and sensitizes them to chemotherapy. Biochem.Biophys.Res.Commun. 304,26-35.

137. Khanna N., Reddy V.G., Tuteja N., Singh N.(2000) Differential gene expression in apoptosis: identification of ribosomal protein S29 as an apoptotic inducer. Biochem.Biophys.Res.Commun. 277,476-486.

138. Zhou Z.D., Bao L., Liu D.G., Li M.Q., Ge Y.Z., Huang Y.L., Liu W.Y.(2003) Low content of protein S29 in ribosomes of human lung cancer cell line a549: detected by two-dimensional electrophoresis. Protein Pept.Lett. 10,91-97.

139. Yano R., Yura T.(1989) Suppression of the Escherichia coli rpoH opal mutation by ribosomes lacking S15 protein. J.Bacteriol. 171,1712-1717.

140. Serganov A., Polonskaia A., Ehresmann В., Ehresmann C., Patel D.J.(2003) Ribosomal protein S15 represses its own translation via adaptation of an rRNA-like fold within its mRNA. EMBO J. 22,1898-1908.

141. Braun F., Le D.J., Regnier P.(1998) Ribosomes inhibit an RNase E cleavage which induces the decay of the rpsO mRNA of Escherichia coli. EMBO J. 17,4790-4797.

142. Haugel-Nielsen J., Hajnsdorf E., Regnier P.(l996) The rpsO mRNA of Escherichia coli is polyadenylated at multiple sites resulting from endonucleolytic processing and exonucleolytic degradation. EMBO J. 15,3144-3152.

143. Kim K.Y., Park S.W., Chung Y.S., Chung C.H., Kim J.I., Lee J.H.(2004) Molecular cloning of low-temperature-inducible ribosomal proteins from soybean. J.Exp.Bot. 55,1153-1155.

144. Denis M.G., Chadeneau C., Lecabellec M.T., LeMoullac В., LeMevel В., Meflah K., Lustenberger P.(1993) Over-expression of the S13 ribosomal protein in actively growing cells. Int.J.Cancer. 55,275-280.

145. Beaud G., Masse Т., Madjar J.J., Leader D.P.(1989) Identification of induced protein kinase activities specific for the ribosomal proteins uniquely phosphorylated during infection of HeLa cells with vaccinia virus. FEBS Lett. 259,10-14.

146. Simitsopoulou M., Avila H., Franceschi F.(1999) Ribosomal gene disruption in the extreme thermophile Thermus thermophilus HB8. Generation of a mutant lacking ribosomal protein SI7. Eur.J.Biochem. 266,524-532.

147. Dabbs E.R.(1978) Mutational alterations in 50 proteins of the Escherichia coli ribosome. Mol.Gen.Genet. 165, 73-78.

148. Boni IV, Zlatkin IV, Budowsky EI.(1982) Ribosomal protein SI associates with Escherichia coli ribosomal 30-S subunit by means of protein-protein interactions. Eur. J. Biochem. 121(2), 371-376.

149. Karlin S., Theriot J., Mrazek J.(2004) Comparative analysis of gene expression among low G+C gram-positive genomes. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 101, 6182-6187.

150. Sorensen M.A., Fricke J., Pedersen S.(1998) Ribosomal protein SI is required for translation of most, if not all, natural mRNAs in Escherichia coli in vivo. J.Mol.Biol. 280, 561569.

151. Komarova A.V., Tchufistova L.S., Supina E.V., Boni I.V.(2002) Protein S1 counteracts the inhibitory effect of the extended Shine-Dalgarno sequence on translation. RNA 8,1137-1147.

152. Boni I.V., Artamonova V.S., Tzareva N.V., Dreyfus M.(2001) Non-canonical mechanism for translational control in bacteria: synthesis of ribosomal protein SI. EMBO J. 20, 4222-4232.

153. Schnier J., Kitakawa M., Isono K.(l 986) The nucleotide sequence of an Escherichia coli chromosomal region containing the genes for ribosomal proteins S6, SI8, L9 and an open reading frame. Mol.Gen.Genet. 204,126-132.

154. Arnold R.J., Reilly J.P.( 1999) Observation of Escherichia coli ribosomal proteins and their posttranslational modifications by mass spectrometry. Anal.Biochem. 269,105-112.

155. Brodersen D.E., Clemons W.M., Jr., Carter A.P., Wimberly B.T., Ramakrishnan V.(2002) Crystal structure of the 30 S ribosomal subunit from Thermus thermophilus: structure of the proteins and their interactions with 16 S RNA. J.Mol.Biol. 316,725-768.

156. Persson B.C., Bylund G.O., Berg D.E., Wikstrom P.M.(1995) Functional analysis of the ffh-trmD region of the Escherichia coli chromosome by using reverse genetics. J.Bacteriol. Ill, 5554-5560.

157. Held W.A., Nomura M.(1975) Escherichia coli 30 S ribosomal proteins uniquely required for assembly. J.Biol.Chem. 250, 3179-3184.

158. Ryden-Aulin M., Shaoping Z., Kylsten P., Isaksson L.A.(1993) Ribosome activity and modification of 16S RNA are influenced by deletion of ribosomal protein S20. Mol.Microbiol. 7,983-992.

159. Gotz F., Dabbs E.R., Gualerzi C.0.(1990) Escherichia coli 30S mutants lacking protein S20 are defective in translation initiation. Biochim.Biophys.Acta. 1050, 93-97.

160. Gotz F„ Fleischer C., Pon C.L., Gualerzi C.O.(1989) Subunit association defects in Escherichia coli ribosome mutants lacking proteins S20 and LI 1. Eur.J.Biochem. 183,19-24.

161. Wirth R., Littlechild J., Bock A.(1982) Ribosomal protein S20 purified under mild conditions almost completely inhibits its own translation. Mol.Gen.Genet. 188,164-166.

162. Parsons G.D., Donly B.C., Mackie G.A.(1988) Mutations in the leader sequence and initiation codon of the gene for ribosomal protein S20 (rpsT) affect both translational efficiency and autoregulation. J.Bacteriol. 170,2485-2492.

163. Mackie G.A.(1992) Secondary structure of the mRNA for ribosomal protein S20. Implications for cleavage by ribonuclease E. J.Biol.Chem. 267,1054-1061,

164. Van D.J., Wijnands R.(1981) The function of ribosomal protein S21 in protein synthesis. Eur.J.Biochem. 118,615-619.

165. Held W.A., Nomura M., Hershey J.W.(1974) Ribosomal protein S21 is required for full activity in the initiation of protein synthesis. Mol.Gen.Genet. 128,11-22.

166. Izutsu K., Wada C., Komine Y., Sako Т., Ueguchi C., Nakura S., Wada A.(2001) Escherichia coli ribosome-associated protein SRA, whose copy number increases during stationary phase. J.Bacteriol. 183,2765-2773.

167. Maki Y., Yoshida H., Wada A.(2000) Two proteins, YfiA and YhbH, associated with resting ribosomes in stationary phase Escherichia coli. Genes Cells 5,965-974.

168. Wada A.(1998) Growth phase coupled modulation of Escherichia coli ribosomes. Genes Cells. 3,203-208.

169. Lutsch G., Stahl J., Kargel H.J., Noll F., Bielka H.(1990) Immunoelectron microscopic studies on the location of ribosomal proteins on the surface of the 40S ribosomal subunit from rat liver. Eur.J.Cell Biol. 51,140-150.

170. Westermann P., Heumann W., Bommer U.A., Bielka H., Nygard O., Hultin T.(1979) Crosslinking of initiation factor eIF-2 to proteins of the small subunit of rat liver ribosomes. FEBS Lett. 97,101-104.

171. Nygard O., Nilsson L., Westermann P.(1987) Characterisation of the ribosomal binding site for eukaryotic elongation factor 2 by chemical cross-linking. Biochim.Biophys.Acta. 910,245-253.

172. Kho C.J., Zarbl H.( 1992) Fte-1, a v-fos transformation effector gene, encodes the mammalian homologue of a yeast gene involved in protein import into mitochondria. Proc.Natl.Acad.Sci. U.S.A. 89,2200-2204.

173. Cui K., Coutts M., Stahl J., Sytkowski A.J.(2000) Novel interaction between the transcription factor CHOP (GADD153) and the ribosomal protein FTE/S3a modulates erythropoiesis. J.Biol.Chem. 275,7591-7596.

174. Reynaud E., Bolshakov V.N., Barajas V., Kafatos F.C., Zurita M.(1997) Antisense suppression of the putative ribosomal protein S3A gene disrupts ovarian development in Drosophila melanogaster. Mol.Gen.Genet. 256, 462-467.

175. Jegalian K., Page D.C.(1998) A proposed path by which genes common to mammalian X and Y chromosomes evolve to become X inactivated. Nature. 394,776-780.

176. Zinn A.R., Alagappan R.K., Brown L.G., Wool I., Page D.C.(1994) Structure and function of ribosomal protein S4 genes on the human and mouse sex chromosomes. Mol. Cell Biol. 14, 2485-2492.

177. Watanabe M., Zinn A.R., Page D.C., Nishimoto T.(1993) Functional equivalence of human X- and Y-encoded isoforms of ribosomal protein S4 consistent with a role in Turner syndrome. Nat.Genet. 4,268-271.

178. Ashworth A., Rastan S., Lo veil-Badge R., Kay G.(1991) X-chromosome inactivation may explain the difference in viability of XO humans and mice. Nature. 351,406408.

179. Nygard O., Nilsson L.(1990) Translational dynamics. Interactions between the translational factors, tRNA and ribosomes during eukaryotic protein synthesis. Eur.J.Biochem. 191,1-17.

180. Hay N., Sonenberg N.(2004) Upstream and downstream of mTOR. Genes Dev. 18,1926-1945.

181. Raught В., Peiretti F., Gingras A.C., Livingstone M., Shahbazian D., Mayeur G.L., Polakiewicz R.D., Sonenberg N., Hershey J.W.(2004) Phosphorylation of eucaryotic translation initiation factor 4B Ser422 is modulated by S6 kinases. EMBOJ. 23,1761-1769.

182. Pei L.(l 999) Pituitary tumor-transforming gene protein associates with ribosomal protein S10 and a novel human homologue of DnaJ in testicular cells. J.Biol. Chem. 274, 31513158.

183. Patel H.R., Terada N., Gelfand E.W.(1996) Rapamycin-sensitive phosphorylation of ribosomal protein S17 by p70 S6 kinase. Biochem.Biophys.Res.Commun. 227, 507-512.

184. Matsson H., Davey E.J., Draptchinskaia N., Hamaguchi I., Ooka A., Leveen P., Forsberg E., Karlsson S., Dahl N.(2004) Targeted disruption of the ribosomal protein SI 9 gene is lethal prior to implantation. Mol.Cell Biol 24,4032-4037.

185. Ellis S.R., Massey A.T.(2006) Diamond Blackfan anemia: A paradigm for a ribosome-based disease. Med.Hypotheses 66,643-648.

186. Soulet F., A1 S.T., Roga S., Amalric F., Bouche G.(2001) Fibroblast growth factor-2 interacts with free ribosomal protein SI9. Biochem.Biophys.Res.Commun. 289,591596.

187. Sato M., Saeki Y., Tanaka K., Kaneda Y.(1999) Ribosome-associated protein LBP/p40 binds to S21 protein of 40S ribosome: analysis using a yeast two-hybrid system. Biochem.Biophys.Res.Commun. 256, 385-390.

188. Xu W.B., Roufa D.J.(1996) The gene encoding human ribosomal protein S24 and tissue-specific expression of differentially spliced mRNAs. Gene. 169,257-262.

189. Bommer U.A., Lutsch G., Stahl J., Bielka H.(1991) Eukaryotic initiation factors eIF-2 and eIF-3: interactions, structure and localization in ribosomal initiation complexes. Biochimie. 73,1007-1019.

190. Uchiumi Т., Ogata K.(1986) Cross-linking study on localization of the binding site for elongation factor 1 alpha on rat liver ribosomes. J.Biol. Chem. 261,9668-9671.

191. Laine R.O., Hutson R.G., Kilberg M.S.(1996) Eukaryotic gene expression: metabolite control by amino acids. Prog.Nucleic Acid Res.Mol.Biol. 53,219-248.

192. Laine R.O., Shay N.F., Kilberg M.S.(1994) Nuclear retention of the induced mRNA following amino acid-dependent transcriptional regulation of mammalian ribosomal proteins L17 and S25. J.Biol.Chem. 269,9693-9697.

193. Adilakshmi Т., Laine R.0.(2002) Ribosomal protein S25 mRNA partners with MTF-1 and La to provide a p53-mediated mechanism for survival or death. J.Biol.Chem. 277, 4147-4151.

194. Ivanov A.V., Malygin A.A., Karpova G.G.(2004) Human ribosomal protein S26 inhibits splicing of its own pre-mRNA. Mol.Biol.(Mosk). 38,676-683.

195. Baudin-Baillieu A., Tollervey D., Cullin C., Lacroute F.(1997) Functional analysis of Rrp7p, an essential yeast protein involved in pre-rRNA processing and ribosome assembly. Mol.Cell Biol. 17, 5023-5032.

196. Revenkova E., Masson J., Koncz C., Afsar K., Jakovleva L., Paszkowski J.(1999) Involvement of Arabidopsis thaliana ribosomal protein S27 in mRNA degradation triggered by genotoxic stress. EMBO J. 18,490-499.

197. Redman K.L., Rechsteiner M.( 1989) Identification of the long ubiquitin extension as ribosomal protein S27a. Nature. 338,438-440.

198. Chan Y.L., Suzuki K., Wool I.G.(1995) The carboxyl extensions of two rat ubiquitin fusion proteins are ribosomal proteins S27a and L40. Biochem.Biophys.Res.Commun. 215, 682-690.

199. Olvera J., Wool I.G.(1993) The carboxyl extension of a ubiquitin-like protein is rat ribosomal protein S30. J.Biol.Chem. 268,17967-17974.

200. Nakamura M., Tanigawa Y.(1999) Biochemical analysis of the receptor for ubiquitin-like polypeptide. J.Biol.Chem. 274,18026-18032.

201. Baker R.T., Williamson N.A., Wettenhall R.E.(1996) The yeast homolog of mammalian ribosomal protein S30 is expressed from a duplicated gene without a ubiquitin-like protein fusion sequence. Evolutionary implications. J.Biol.Chem. 271,13549-13555.

202. Davis L., Engebrecht J.(1998) Yeast dom34 mutants are defective in multiple developmental pathways and exhibit decreased levels of polyribosomes. Genetics. 149,45-56.

203. McCahill A., Warwicker J., Bolger G.B., Houslay M.D., Yarwood S.J.(2002) The RACK1 scaffold protein: a dynamic cog in cell response mechanisms. Mol.Pharmacol. 62, 1261-1273.

204. Nilsson J., Sengupta J., Frank J., Nissen P.(2004) Regulation of eukaryotic translation by the RACK1 protein: a platform for signalling molecules on the ribosome. EMBO Rep. 5, 1137-1141.

205. Ron D., Chen C.H., Caldwell J., Jamieson L., Orr E., Mochly-Rosen D.(1994) Cloning of an intracellular receptor for protein kinase C: a homolog of the beta subunit of G proteins. Proc.Natl.Acad.Sci. U.S.A. 91, 839-843.

206. Liliental J., Chang D.D.(1998) Rackl, a receptor for activated protein kinase C, interacts with integrin beta subunit. J.Biol.Chem. 273,2379-2383.

207. Link A.J., Eng J., Schieltz D.M., Carmack E., Mize G.J., Morris D.R., Garvik B.M., Yates J.R., 111(1999) Direct analysis of protein complexes using mass spectrometry. Nat.Biotechnol. 17, 676-682.

208. Gerbasi V.R., Weaver C.M., Hill S., Friedman D.B., Link А.Ц2004) Yeast Asclp and mammalian RACK1 are functionally orthologous core 40S ribosomal proteins that repress gene expression. Mol.Cell Biol. 24, 8276-8287.

209. Sengupta J., Nilsson J., Gursky R., Spahn C.M., Nissen P., Frank 1(2004) Identification of the versatile scaffold protein RACK1 on the eukaryotic ribosome by cryo-EM. Nat. Struct. Mol. Biol 11,957-962.

210. Baum S., Bittins M., Frey S., Seedorf M.(2004) Asclp, a WD40-domain containing adaptor protein, is required for the interaction of the RNA-binding protein Scpl60p with polysomes. Biochem.J. 380,823-830.

211. Shor В., Calaycay J., Rushbrook J., McLeod M.(2003) Cpc2/RACK1 is a ribosome-associated protein that promotes efficient translation in Schizosaccharomyces pombe. J.Biol.Chem. 278,49119-49128.

212. Balakin A.G., Skripkin E.A., Shatsky I.N., Bogdanov A.A.(1992) Unusual ribosome binding properties of mRNA encoding bacteriophage lambda repressor. Nucleic Acids Дел 20, 563-571.

213. Tzareva N.V., Makhno V.I., Boni I.V.(1994) Ribosome-messenger recognition in the absence of the Shine-Dalgarno interactions. FEBS Lett. 337,189-194.

214. Terenin I.M., Dmitriev S.E., Andreev D.E., Royall E., Belsham G.J., Roberts L.O., Shatsky I.N.(2005) A cross-kingdom internal ribosome entry site reveals a simplified mode of internal ribosome entry. Mol.Cell Biol 25, 7879-7888.

215. Merrick W.C.(1979) Purification of protein synthesis initiation factors from rabbit reticulocytes. Methods Enzymol 60, 101-108.

216. Grifo J.A., Tahara S.M., Morgan M.A., Shatkin A.J., Merrick W.C.(1983) New initiation factor activity required for globin mRNA translation. J.Biol.Chem. 258, 5804-5810.

217. Schreier M.H., Erni В., Staehelin T.(l 977) Initiation of mammalian protein synthesis. I. Purification and characterization of seven initiation factors. J.Mol.Biol. 116,727753.

218. Shimizu Y., Inoue A., Tomari Y., Suzuki Т., Yokogawa Т., Nishikawa K., Ueda T.(2001) Cell-free translation reconstituted with purified components. Nat.Biotechnol 19, 751755.