Система генов hsp70: эволюция, регуляция экспрессии и перспективы практического применения белка Hsp70 тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, доктор наук Гарбуз Давид Григорьевич

• Гарбуз Давид Григорьевич
• доктор наук
• 2017

Оглавление диссертации доктор наук Гарбуз Давид Григорьевич

Список сокращений

Введение

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Классификация и номенклатура Hsps

1.2. Функции Hsps

1.2.1. Внутриклеточные функции основных групп Hsps

1.2.2. Происхождение и функции экзогенных Hsps

1.2.3. Механизмы развития болезни Альцгеймера и участие в них Hsp70 и Hsp90

1.3. Регуляция экспрессии генов ТШ

1.4. Роль Hsps в адаптации к неблагоприятным условиям окружающей среды

1.4.1. Общие аспекты адаптации к неблагоприятным условиям среды на уровне клетки и организма

1.4.2. Роль Hsps в адаптации к гипертермии на примере Drosophila

1.4.3. Исследования роли Hsp70 в термальной адаптации у немодельных видов

1.4.4. Закономерности синтеза Hsps у видов, обитающих в контрастных температурных условиях

1.5. Структура и эволюция генов ТШ

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Линии D. melanogaster

2.2. Штаммы E. coli

2.3. Ферменты рестрикции

2.4. Векторы

2.5. Антитела

2.6. Лабораторные животные

2.7. Сбор видов Diptera в естественных условиях обитания

2.8. Сбор видов Amphipoda

2.9. Получение образцов ткани верблюда Camelus dromedarius

2.10. Выделение лейкоцитарных фракций крови

2.11. Линии эукариотических клеток, условия культивирования

2.12. Условия теплового шока и определение термоустойчивости

2.13. Выделение тотальной РНК

2.14. Получение библиотек кДНК, ПЦР с обратной транскрипцией и RACE - анализ

2.15. Электрофорез РНК

2.16. Нозерн-гибридизация

2.17. Включение 35Б-метионина в белки

2.18. Диск-электрофорез белков с ДДС-Na (по Лэммли) и окрашивание гелей Кумасси G-250

2.19. Двумерный электрофорез белков по О'Фарреллу

2.20. Иммуноблоттинг

2.21. Идентификация белков методом пептидного фингерпринтинга

2.22. Выделение геномной ДНК

2.23. Расщепление ДНК рестрицирующими эндонуклеазами

2.24. Получение геномных фаговых и космидных библиотек

2.25. Скрининг геномных фаговых и космидных библиотек

2.26. Выделение ДНК бактериофага А

2.27. Электрофорез ДНК

2.28. Построение рестриктных карт рекомбинантных фагов

2.29. Включение радиоактивной метки в ДНК

2.30. Перенос и гибридизация по Саузерну

2.31. Выделение фрагментов ДНК из геля

2.32. Субклонирование фрагментов ДНК

2.33. Трансформация компетентных клеток

2.34. Выделение плазмидной ДНК

2.35. Секвенирование ДНК

2.36. Анализ последовательностей in silico

2.37. ПЦР и ОТ-ПЦР с анализом по конечной точке и в реальном времени

2.38. Экспрессия и очистка рекомбинантного белка GAF D. melanogaster

2.39. Получение белковых экстрактов из ядер клеток личинок D. melanogaster и S. singularior, культур клеток S2 и HEK293

2.40. Анализ связывания факторов транскрипции с элементами теплового шока (EMSA)

2.41. Получение репортерных конструкций на основе вектора pGL4

2.42. Трансфекция и измерение интенсивности люминесценции

2.43. Получение плазмид для трансформации D. melanogaster

2.44. Р-элемент-зависимая трансформация D. melanogaster

2.45. Иммунопреципитация хроматина (ChIP-анализ)

2.46. Экспрессия рекомбинантных Hsp70 в клетках E. coli

2.47. Экспрессия рекомбинантного Hsp70 в культуре клеток Spodoptera frugiperda

2.48. Очистка рекомбинантного Hsp70 из молока трансгенных мышей

2.49. Мечение очищенного рекомбинантного Hsp70 флуоресцентным красителем (Alexa Fluor 647) и изотопом

2.50. Определение субстрат-связывающей активности рекомбинантного Hsp70

2.51. Определение шаперонной активности рекомбинантного человеческого Hsp70

2.52. Действие рекомбинантного Hsp70 на продукцию активных форм кислорода нейтрофилами

2.53. Введение рекомбинантного Hsp70 подопытным крысам и индукция эндотоксинового шока

2.54. Определение основных биохимических характеристик плазмы крови при введении рекомбинантного Hsp70 и ЛПС

2.55. Бульбэктомия мышей линии NMRI

2.56. Введение рекомбинантного Hsp70 подопытным мышам

2.57. Биопсия и гистологическое исследование тканей головного мозга

2.58. Измерение уровня синаптофизина и липофусцина в тканях головного мозга

2.59. Определение уровня ß-амилоида и эндогенного Hsp70 в мозгу бульбэктомированных мышей

2.60. Статистическая обработка результатов

3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. Термоустойчивость исследуемых видов Díptera и Amphipoda

3.2. Транскрипция генов ТШ у личинок исследуемых видов Díptera при нормальных условиях и гипертермии

3.3. ДНК-связывающая активность HSF при нормальных условиях и Ш у видов семейства Stratiomyidae

3.4. Синтез Hsp70 у различных видов Díptera при нормальной температуре и ТШ

3.5. Уровень мРНК и белка Hsp70 у байкальских амфипод при нормальной температуре и после ТШ

3.6. Структура генов hsp70 и hsp83 у видов семейства Stratiomyidae

3.6.1. Получение и анализ кДНК генов hsp70 видов Stratiomys

3.6.2. Структура кластера генов hsp70 S. singularior

3.6.3. Структура кластера генов hsp70 O. pardalina

3.6.4. Характеристики белков Hsp70 S. singularior и O. pardalina

3.7. Структура генов hsp70 байкальских видов Amphipoda

3.8. Структура генов hsp83 S. singularior и O. pardalina

3.9. Клонирование и анализ структуры кластера генов группы HspAl верблюда Camelus dromedarius

3.10. Анализ нуклеотидных последовательностей регуляторных областей генов hsp70 и hsp83 in silico

3.10.1. Структура промоторных областей генов hsp70 S. singularior и O. pardalina

3.10.2. Структура промоторов генов hsp83 Diptera

3.10.3. Сравнительный анализ структуры промоторных областей генов группы hspAl верблюда и других видов млекопитающих

3.11. Функциональный анализ активности промоторов генов ТШ разных видов двукрылых и млекопитающих

3.11.1. Сравнение активности промоторов hsp70 и hsp83 S. singularior и D. melanogaster в культуре клеток D. melanogaster Schneider

3.11.2. Анализ связывания факторов транскрипции с промоторными областями генов hsp70 и hsp83 S. singularior in vitro

3.11.3. Влияние вставки GAGA-сайтов на активность промотора гена hsp70S3 в клетках S2

3.11.4. Определение активности различных вариантов промоторов hsp70 S. singularior в клетках D. melanogaster in vivo

3.11.5. Анализ взаимодействия GAF с промоторными областями генов hsp70Aa и hsp70S3 у трансгенных линий in vivo

3.11.6. Сравнение активности промоторов hsp70 C. dromedarius и H. sapiens в культурах клеток человека

3.12. Изменения стабильности Hsp70 S. singularior при экспрессии в клетках D. melanogaster

3.13. Изучение потенциала применения рекомбинантного Hsp70 в качестве иммуномодулятора и нейропротектора

3.13.1. Выделение и анализ активности различных форм рекомбинантного Hsp

3.13.2. Влияние экзогенного рекомбинантного Hsp70 на выживаемость лабораторных животных в эксперименте по моделированию эндотоксинового шока

3.13.3. Влияние экзогенного Hsp70 на значения биохимических показателей крови при моделировании эндотоксиного шока

3.13.4. Изменения уровней эндогенного Hsp70, ß-амилоида и пространственной памяти у бульбэктомированных мышей

3.13.5. Регистрация флуоресцентно и радиоактивно меченого экзогенного Hsp70 в мозгу после интраназального введения

3.13.6. Экзогенный Hsp70 при интраназальном введении снижает аккумуляцию Aß в мозгу бульбэктомированных и трансгенных (5XFAD) мышей

3.13.7. Интраназальное введение рекомбинантного Нвр70 приводит

к нормализации уровня синаптофизина и липофусцина в мозгу старых животных

4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

4.1. Характер экспрессии генов ЬврЮ у видов, относящихся к различным семействам отряда Diptera, обитающих в контрастных температурных условиях

4.2. Эволюция кластера генов ЬврЮ и ЬврвЭ

4.3. Структурно-функциональная специфичность промоторов генов Ьвр70 и ЬврвЭ разных видов Diptera и млекопитающих

4.4. Иммуномодулирующее действие экзогенного Hsp70

4.5. Экзогенный Hsp70 как нейропротектор

5. ВЫВОДЫ

Благодарности

Список цитируемой литературы

Приложения

Список сокращений

а.о. аминокислотных остатков

АТФ аденозинтрифосфат

АДФ аденозиндифосфат

АФК активные формы кислорода

БОЕ бляшкообразующая единица

БСА бычий сывороточный альбумин БТШ (Hsps) белки теплового шока (heat shock proteins)

Д^ дитиотреитол

ДДС-Na додецилсульфат натрия

Hsc конститутивные белки теплового шока ( cognate heat

shock proteins)

IL интерлейкин

п.о. пар оснований

т.п.о. тысяча пар оснований

Трис (Tris) Трис(гидроксиметил)аминометан

ТШ тепловой шок

TNF фактор некроза опухолей (tumor necrosis factor)

цАМФ циклоаденозинмонофосфат

ЦНС центральная нервная система

ЭДТА этилендиаминтетрауксусная кислота

ЭC эндоплазаматическая сеть

BiP immunoglobulin heavy chain-binding protein

GRP glucose-regulated protein

CDS coding DNA sequence, кодирующая последовательность

CHBF constitutive HSE binding factor

JNK c-jun N-terminal kinase

HEPES N-2-гидроксиэтилпиперазин-N'-2-этилсерная кислота

HSE heat shock element

HSF heat shock factor

MAPK mitogen-activated protein kinase

SAPK stress-aktivated protein kinase

TBP TATA-box binding protein

TEMED N,N,N',N'-тетраметилэтилендиамид

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Система генов hsp70: эволюция, регуляция экспрессии и перспективы практического применения белка Hsp70»

Актуальность и степень разработанности проблемы

Действие любых стрессовых факторов (повышение температуры, гипоксия, оксидативный стресс, высокие концентрации ионов тяжелых металлов, вирусные инфекции и др.) приводят к повышению в клетках концентрации частично денатурированных белков и вызывают активацию группы генов, получивших название генов теплового шока (ТШ), или стрессовых генов. Кодируемые ими белки (белки теплового шока, сокращенно БТШ или Hsps от «heat shock proteins») выполняют в клетке разнообразные защитные функции, в основном заключающиеся в предотвращении агрегации частично денатурированных белков, а также утилизации необратимо поврежденных белков. Белки, способные таким образом контролировать гомеостаз других клеточных белков, получили название «молекулярные шапероны» (от французского chaperone - «компаньонка»). Данная система абсолютно универсальна (обнаружена у всех исследованных на сегодня организмов: бактерий, архей, растений, proto- и metazoa) и до недавнего времени считалась исключительно консервативной (Schlesinger et al. 1982; Hunt, Morimoto 1985; Feder, Hofmann 1999; Rinehart et al. 2007).

Ключевым компонентом системы фолдинга белков, синтезируемых de novo, и рефолдинга частично денатурированных белков, концентрация которых в клетке повышается после стрессовых воздействий, считается белок Hsp70 в силу своей наибольшей универсальности по отношению к белкам-субстратам. У всех описанных на сегодняшний день эукариот индукция транскрипции генов ТШ осуществляется при участии единого семейства транскрипционных факторов, получивших название HSF (heat shock factor). Все представители семейства HSF, активирующиеся при стрессовых воздействиях, узнают один и тот же тип регуляторных последовательностей, называемых HSE (heat shock element) и расположенных в промоторной области стрессовых генов (Amin et al. 1988; Äkerfelt et al. 2010). При этом гены-мишени HSF при нормальных условиях (в отсутствие стрессовых воздействий), как правило, транскрибируются на очень низком уровне (у Drosophila мРНК гена hsp70 обнаруживается только методом высокочувствительной RT-PCR), а при тепловом шоке происходит значительная индукция их экспрессии (в сотни и тысячи раз по отношению к контрольному уровню). Подобный характер транскрипции группы индуцируемых генов ТШ был описан для ряда модельных организмов и систем in vitro (Drosophila, дрожжи Saccharomyces cerevisiae, Xenopus, Caenorhabditis elegans, культуры клеток млекопитающих), и в течение долгого времени считался общим для большинства живых организмов (Schlesinger et al. 1982; Feder, Hofmann 1999).

Будучи наиболее универсальной и эволюционно древнейшей защитной системой, гены ТШ в значительной степени определяют способность организмов адаптироваться к неблагоприятным условиям окружающей среды (Feder, Hofmann 1999). В последнее время появляется все больше данных о том, что при сохранении высокой консервативности в области кодирующих последовательностей, число копий, структура промоторов и уровень экспрессии генов hsp70 может значительно отличаться у разных организмов. Такие отличия могут быть следствием нейтральных изменений в ходе эволюционной дивергенции, но также могут иметь адаптивное значение в случае организмов, обитающих в контрастных условиях среды (например, при высокой и низкой температуре, различных уровнях солености и др.) (Евгеньев и др. 1987; Gehring, Wehner 1995; Feder, Hofmann 1999; Zatsepina et al. 2000&2001; Evgen'ev et al. 2004). Теоретически, изменения структуры и характера экспрессии генов, относящихся к семействам hsp70, могут играть ведущую роль в адаптации организмов к тем или иным условиям окружающей среды и способствовать заселению новых биотопов, в. т. ч. характеризующихся экстремальными условиями, с последующей эволюционной дивергенцией и обособлением новых видов, а также более крупных (надвидовых) систематических групп. В связи с этим изучение характера экспрессии Hsp70 у организмов, контрастных по условиям обитания и имеющих различную степень филогенетического родства, может дать ответ на вопрос о путях эволюционных изменений защитных систем организма и роли этих изменений в формировании устойчивости к действию неблагоприятных факторов окружающей среды.

Одной из модельных систем, наиболее широко используемых в изучении вопросов микроэволюции и адаптации, являются различные виды Drosophila. Ранее структура и регуляция экспрессии генов ТШ были подробно описаны на примере Drosophila melanogaster (Ayme, Tissieres 1985; Lindquist 1986; Sorger, Pelham 1987; Zimarino et al. 1990; Rubin et al. 1993). Было показано, что у большинства видов Drosophila, характеризующихся высоким уровнем термальной адаптации (тропических и субтропических), концентрация Hsp70 после ТШ повышена по сравнению с видами, обитающими в умеренном климате (Garbuz et al. 2003). В дальнейшем работы по сравнению уровней различных белков теплового шока были проведены также на видах, относящихся к другим таксонам и обитающих в контрастных температурных условиях: насекомых, моллюсках, ракообразных, позвоночных и др. (Barua, Heckathorn 2004). При этом микроэволюционные изменения системы генов ТШ, наблюдаемые у внутривидовых популяций и близкородственных видов, характеризующихся различными температурными условиями среды обитания, как правило, носят истинно адаптивный характер, тогда как при сравнении эволюционно отдаленных видов обнаруживаемые различия структуры и характера

экспрессии стрессовых генов могут обусловливаться нейтральными изменениями в ходе эволюционной дивергенции. С другой стороны, достаточно большая выборка эволюционно отдаленных видов, контрастных по уровню адаптации к неблагоприятным условиям среды и сгруппированных по филогенетическому признаку, может выявить более масштабные эволюционные изменения системы стрессового ответа в ходе заселения новых экологических ниш и формирования крупных таксонов (на надвидовом уровне). Наиболее перспективным подходом в этой области является изучение немодельных видов живых организмов, полученных непосредственно из естественных мест обитания и не подвергшихся длительной селекции в лабораторных условиях (Oppenheim et al. 2015). В связи с этим в качестве основного объекта данной работы были выбраны различные виды насекомых, относящиеся к отряду Diptera (двукрылых), отвечающие двум требованиям: 1) распространение в условиях, контрастных по ряду абиотических факторов, в частности по температуре; 2) наличие хорошо аргументированных данных по систематическому положению и филогенетическим отношениям с другими видами. Помимо видов Diptera, в работе были использованы два вида ракообразных из отряда Amphipoda, обитающие на разных глубинах с различной температурой воды, представляющие интерес как эндемики озера Байкал (Тимофеев и др. 2006). Наконец, участие Hsp70 в адаптации к неблагоприятным условиям окружающей среды у млекопитающих, температура тела которых не зависит от изменений температуры окружающей среды, на сегодня остается практически неисследованным. С этой точки зрения несомненный интерес представляет верблюд Camelus dromedarius, подверженный регулярной гипертермии в естественных условиях обитания (пустыни и полупустыни Средней Азии). Ранее было показано, что уровень Hsp70 в фибробластах кожи верблюда повышен по сравнению с фибробластами других млекопитающих (Ulmasov et al. 1993). В связи с этим структура генов Hsp70 Camelus dromedarius представляла интерес с точки зрения особенностей регуляции их экспрессии.

Некоторые Hsps, в частности Hsp70, помимо выполнения функций молекулярных шаперонов в качестве внутриклеточных белков, способны секретироваться в межклеточное пространство, играя определенную роль в межклеточных коммуникациях. Секретируемые Hsps узнаются рядом рецепторов (TLR2, TLR4 и некоторыми другими). В этом качестве Hsp70 выступает как иммуномодулятор, задействованный в регуляции активности иммунной системы в ходе развития воспалительных реакций (Srivastava 2002; Calderwood et al. 2007). Кроме того, как внутриклеточный, так и секретируемый Hsp70 обнаруживает нейропротекторную активность, повышая выживаемость нейронов, в частности, в системах, моделирующих развитие болезни Альцгеймера (Kakimura et al. 2002). В связи с этим,

индукторы синтеза Hsp70 и/или собственно рекомбинантный Hsp70 могут рассматриваться как перспективные иммуномодуляторы и цитопротекторы.

В данной работе было изучено действие рекомбинантного белка Hsp70 человека на моделях септического (эндотоксинового) шока и болезни Aльцгеймера in vivo (лабораторные мыши и крысы). Сепсис при генерализованных инфекциях, в особенности вызываемых госпитальными (внутрибольничными) штаммами возбудителей, является важной медицинской проблемой современности. На 2001-й год сепсис являлся одной из ведущих причин смерти больных, поступающих в палаты интенсивной терапии (Angus, Wax 2001). Частота встречаемости сенильной (старческой) формы болезни Aльцгеймера ^A) постоянно повышается прежде всего в развитых странах как результат увеличения продолжительности жизни населения, приводя к значительной нагрузке на экономику (Meek et al. 1998). Причинами развития БA считается накопление патологически агрегированного ß-амилоидного пептида (продукта процессинга белка APP), с последующей агрегацией тау-белка и развитием нейровоспаления (Reisberg, Saeed 2004). Основными симптомами БA являются потеря долговременной памяти, нарушения речи и другие когнитивные расстройства. Постепенная потеря функций центральной нервной системы в результате массовой гибели нейронов неизбежно приводит к смерти пациентов (Reisberg, Saeed 2004). На сегодня не существует средств для адекватной терапии болезни Aльцгеймера, несколько препаратов применяются в качестве попыток симптоматического лечения, эффективность большинства из них при этом не доказана (Raina et al. 2008; Guoyan et al. 2013; Татарникова и др. 2015).

Цели и задачи исследования

В связи с вышеизложенными положениями были определены следующие цели работы:

1. Выявление роли Hsp70 в адаптации организмов к неблагоприятным условиям среды обитания на примере природных популяций.

2. Поиск закономерностей в эволюции генов Hsp70 и механизмов регуляции ответа на стресс у видов, обитающих в условиях, контрастных по температурному режиму.

3. Изучение свойств рекомбинантного Hsp70 человека в качестве потенциального иммуномодулятора и нейропротектора.

В соответствии с целями исследования были сформулированы следующие задачи:

1. Изучить характер экспрессии генов hsp7Q у видов различных семейств отрядов Diptera и Amphipoda с известными филогенетическими отношениями и различным уровнем термоустойчивости.

2. Определить влияние различий аминокислотной последовательности на время существования Hsp70 в клетках у разных видов Diptera.

3. Клонировать и секвенировать гены hsp70 различных видов Diptera, обитающих в контрастных температурных условиях. Получить трансгенные линии D. melanogaster, трансформированные гетерологичными генами hsp70.

4. Описать структуру генов hsp70 у представителей отряда Amphipoda, эндемичных для оз. Байкал.

5. Клонировать гены hsp83 различных видов Diptera. Сравнить скорость эволюционных изменений генов из семейств hsp70 и hsp83.

6. Выявить закономерности эволюционных изменений структуры и характера экспрессии кластера генов hsp70 в ходе адаптации к неблагоприятным условиям окружающей среды на примере филогенетически отдаленных видов двукрылых.

7. Клонировать и секвенировать гены Hsp70 группы HspAl верблюда Camelus dromedarius, провести сравнение структуры кластера генов HspAl различных видов позвоночных, включая человека.

8. Определить активность промоторов генов hsp70 и hsp83 различных видов двукрылых в клетках D. melanogaster. Провести мутационный анализ с целью выявления видоспецифичных регуляторных последовательностей, отвечающих за особенности регуляции транскрипции генов hsp70 и hsp83 изучаемых видов.

9. Определить уровень активности промоторов генов HspAlA, HspAlB и HspAlL верблюда Camelus dromedarius в культурах клеток человека в сравнении с активностью эндогенных промоторов человеческих генов группы HspAl.

10. Разработать методы получения различных форм рекомбинантного Hsp70 для использования в экспериментах по изучению иммуномодулирующего и нейропротективного действия Hsp70, провести сравнительный анализ активности Hsp70, полученного с использованием различных экспрессионных систем.

11. Изучить иммуномодулирующую активность рекомбинантного Hsp70 на модели эндотоксинового шока in vivo.

12. Определить влияние эндогенного и экзогенного Hsp70 на развитие симптомов болезни Альцгеймера на модельных системах in vivo.

Научная новизна, теоретическая и практическая значимость работы

Впервые описан характер экспрессии генов hsp70 при различных условиях (нормальной температуре и ТШ) у широкого ряда немодельных видов с известными филогенетическими отношениями и различным уровнем термальной адаптации

(обитающих в контрастных температурных условиях). Обнаружено, что многие семейства отряда двукрылых характеризуются индивидуальными паттернами ответа на ТШ. Показано, что модельные организмы, в частности Drosophila, использовавшиеся ранее в качестве основных объектов при изучении механизмов регуляции экспрессии генов ТШ, являются скорее исключением в плане характера ответа на ТШ. Описаны закономерности синтеза Hsp70 и эволюционных изменений генов hsp70 у организмов с различным уровнем термальной адаптации, как беспозвоночных (двукрылых, ракообразных), так и млекопитающих. Описана неизвестная ранее структура кластера генов hsp83 в виде тандемного повтора.

Показано, что система регуляции экспрессии генов hsp70 очень вариабельна и в некоторых случаях помимо основного транскрипционного фактора (HSF), требует участия видоспецифичных факторов, задействованных в процессах модификации хроматина. Исследования в этом направлении свидетельствуют о том, что система регуляции ответа на стресс достаточно пластична, и в ходе эволюции подвергалась множеству тонких «настроек». Эти изменения оптимизировали экспрессию отдельных генов ТШ у разных видов в плане особенностей геномного окружения, физиологии организма и условий среды обитания. Полученные данные могут быть использованы для дизайна генно-инженерных конструкций под контролем промоторов теплового шока для трансформации клеточных культур и получения трансгенных организмов с повышенной термоустойчивостью.

Разработан спектр методов для выделения различных вариантов человеческого рекомбинантного Hsp70. Впервые показано, что рекомбинантный Hsp70 эффективно подавляет симптомы эндотоксинового (септического) шока и развитие симптомов болезни Альцгеймера на моделях in vivo (лабораторные животные). В связи с этим рекомбинантный Hsp70 может рассматриваться как перспективный иммуномодулятор и нейропротектор.

Методология и методы диссертационного исследования

Работа выполнена с использованием широкого спектра методов молекулярной и клеточной биологии и биохимии. Анализ уровня экспрессии генов осуществлялся с помощью Нозерн- и Вестерн-блоттинга и количественной обратнотранскриптной ПЦР (далее Q-RT-PCR). Структуру генов hsp70 и hsp90 анализировали при помощи получения геномных библиотек в составе фаговых или космидных векторов с последующим отбором и секвенированием положительных клонов. Трансгенные линии D. melanogaster получали методом Р-элемент-зависимой трансформации. Сравнение активности промоторов генов hsp70 и hsp90 проводили в системах in vitro и in vivo методами люциферазного репортера, гибридизации in situ и Q-RT-PCR. Для очистки рекомбинантных белков Hsp70

использовали металл-хелатную и аффинную хроматографию. Действие рекомбинантного №р70 на подопытных животных оценивали с применением ряда биохимических и гистологических методик.

Положения и результаты, выносимые на защиту

Характер экспрессии генов hsp70 значительно различается у видов, относящихся к разным семействам двукрылых (Б1р1ега). При этом соблюдается общая закономерность: термоадаптированные виды по сравнению с холодолюбивыми характеризуются повышенным базальным уровнем №р70, либо повышенным накоплением №р70 при гипертермии. Исследования широкого спектра видов, относящихся к разным таксонам, показывают, что строго индуцируемый характер экспрессии генов hsp70, описанный ранее у Drosophila и ряда других модельных организмов, и считавшийся универсальным, является скорее исключением.

У видов Б1р1ега с продолжительным циклом онтогенетического развития в отличие от видов с короткой личиночной стадией №р70 отличается высокой стабильностью и сохраняется в клетках в течение длительного времени после ТШ. Скорость протеолиза №р70 при этом не зависит от его аминокислотной последовательности и определяется общей скоростью обменных процессов у разных видов.

У термоустойчивых видов Б1р1ега (81ха1;юту1ёае, Drosophila) гены hsp70 образуют компактные кластеры, структура генов в составе которых стабилизируется за счет генной конверсии. Предположительно, такая геномная огранизация генов hsp70 имеет адаптивное значение за счет более интенсивной транскрипции близко расположенных копий вследствие кооперативного взаимодействия. У холодолюбивых видов, не подвергающихся действию ТШ в естественных условиях обитания, гены hsp70 в геноме находятся на значительных расстояниях друг от друга; часть копий генов hsp70 при этом подвергаются псевдогенизации вследствие отсутствия конверсии при больших расстояниях между генами. У видов АтрЫроёа, обитающих в стабильных температурных условиях, гены hsp70 также не образуют кластера и слабо индуцируются тепловым шоком. У позвоночных в отличие от насекомых кластер генов И8Р70 (группа И8РЛ1) высококонсервативен у всех исследованных видов.

Обнаружен неизвестный ранее вариант геномной организации генов hsp83 (группа №р90) в виде тандемного повтора. Показана более высокая скорость эволюционных изменений генов hsp83 по сравнению с hsp70 у двукрылых. По данным сравнения аминокислотных последовательностей белков №р70 и №р83 более 20-и видов, относящихся к различным таксонам, гены hsp70 находятся под сильным влиянием

стабилизирующего отбора; в отношении генов hsp83 давление отбора в ходе адаптации к неблагоприятным условиям действует слабее.

Промоторы генов hsp70, ранее считавшиеся высококонсервативными в плане способности обеспечивать транскрипцию в клетках широкого спектра видов, используют различные молекулярные механизмы активации транскрипции при ТШ, связанные с модификацией хроматина. Обнаружены различия в активности промоторов генов группы HSPA1 разных видов млекопитающих, имеющие адаптивное значение. Промоторы генов hsp83 гораздо более универсальны.

Разработаны методы получения рекомбинантного Hsp70 чаловека с использованием различных экспрессионных систем, позволяющие получать функционально активный белок, свободный от примесей липополисахарида, который может использоваться в экспериментах по иммуномодулирущему действию экзогенного Hsp70, требующих высокой чистоты препаратов белка.

Hsp70 подавляет проявления эндотоксинового шока при действии ЛПС и оказывает нейропротективный эффект при интраназальном введении на модели болезни Альцгеймера. Таким образом рекомбинантный Hsp70 или индукторы синтеза эндогенного Hsp70 могут рассматриваться как возможные кандидаты в поиске средств для профилактики болезни Альцгеймера.

Вклад соискателя

Основные результаты получены автором самостоятельно, либо под его непосредственным руководством. Клонирование генов hsp70 и hsp83 проводили с участием О.Г. Зацепиной, И.А. Юшеновой и Л.Н. Астаховой (ИМБ РАН). Линии D. melanogaster, трансформированные генами hsp70 Stratiomys singularior, были получены при участии Е.С. Зеленцовой и Н.Г. Шостак (ИМБ РАН). Работы по получению различных вариантов рекомбинантного человеческого Hsp70 проводились совместно с Я.Г. Гурским (Институт экспериментальной кардиологии), С. Н. Белжеларской (ИМБ РАН) и С.Г. Георгиевой (ИБГ РАН). Эксперименты по изучению иммуномодулирующего и нейропротективного действия Hsp70 проводились в совместных исследованиях с участием М.Г. Винокурова, М.М. Юринской и проф. Н.В. Бобковой (Институт биофизики клетки РАН).

Степень достоверности и апробация результатов

Результаты работы были опубликованы в рецензируемых научных журналах (Molecular Ecology, Proc. Nat. Acad. Sci. USA, Insect Molecular Biology, BMC Evolutionary Biology, J. Alzheimers Disease, PLoS One, Молекулярная биология и др.) и представлены на

конференциях: «Результаты фундаментальных и прикладных исследований для создания новых лекарственных средств» (Москва, 2008); отчетных конференциях «Биоразнообразие и динамика генофондов» (Москва, 2008); 14-й и 16-й Пущинской международной школе-конференции молодых ученых «Биология - наука XXI века» (Пущино, 2010); XXI съезде Физиологического общества им. И.П. Павлова (Калуга, 2010); IV Международной школе молодых ученых по молекулярной генетике «Геномика и биология клетки» (Звенигород, 2010); конференции «Хромосома 2012» (Россия, Новосибирск); XIX Международной научной конференции «Ломоносов - 2013» (Москва, 2013); II Всероссийском научном форуме «Наука будущего - наука молодых» (Казань, 2016); 2nd Moscow International Conference «Molecular Phylogenetics» (Moscow, Russia) 2010); 5 th International Congress on Stress Response in Biology and Medicine (Quebec, Canada, 2011); 10th International Conference on Alzheimer's&Parkinson's Diseases AD/PD (Barcelona, Spain, 2011); 38th FEBS Congress 2013 «Mechanisms in Biology» (St-Petersburg, Russia, 2013); 4th Conference of ISOCARD «Silk Road Camel: the Camelids, Main Stakes for Sustainable Development» (Almaty, Kazakhstan, 2015); 2nd International Conference on General Nervous System Disorders and Therapeutics (Dubai, UAE, 2016), International conference «Genome Mapping, Organization and Evolution» (Haifa, Israel, 2016).

Публикации

По теме диссертации опубликованы 25 печатных работ, в т.ч. 1 монография и 1 глава в тематическом сборнике.

Структура и объем работы

Диссертационная работа состоит из введения, четырех разделов («Обзор литературы», Материалы и методы», «Результаты», Обсуждение результатов») и выводов. Диссертация содержит 313 страниц, 70 рисунков, 13 таблиц и 7 приложений. Список литературы содержит ссылки на 606 источников.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1.1. Классификация и номенклатура Hsps

Методом электрофоретического разделения радиоактивно меченых белков было установлено, что при повышении температуры в клетке синтезируется несколько фракций Hsps с различными молекулярными массами (Parsell, Lindquist 1993; Feder, Hofmann 1999). Выяснилось, что фракции Hsps, выделенные из разных организмов, приблизительно соответствуют друг другу. Общепринятой стала классификация, основанная на разделении Hsps по молекулярным массам на несколько семейств: семейство низкомолекулярных Hsps (sHsp) с молекулярными массами от 10 до 30 кДа, Hsp40 (40 кДа); Hsp60 (шаперонины); Hsp70 (68 - 78 кДа), Hsp90 (82 - 96 кДа), Hsp100 (гетерогенная группа белков с молекулярными массами от 78 до 104 кДа) и Hsp110 (группа белков с широким разбросом значений молекулярной массы от 80 до 170 кДа) (Lindquist 1986; Easton et al. 2009; Kampinga et al. 2009). Каждая группа может включать до нескольких десятков индивидуальных белков, обладающих сходными структурно-функциональными свойствами. Помимо классификации по молекулярным массам все Hsps также разделяют по характеру экспрессии на две большие группы: индуцируемые и когнатные (или конститутивные, обозначаются как Hsc). Считается, что гены индуцируемых (индуцибельных) Hsps в нормальных условиях экспрессируются на очень низком уровне у большинства организмов (например, у D. melanogaster мРНК Hsp70 в отсутствие стресса обнаруживается только высокочувствительной RT-PCR), а при ТШ уровень их транскрипции и трансляции вырастает за несколько минут в несколько сотен раз. Гены, кодирующие конститутивные Hsps, имеют 50 - 75% идентичность с индуцируемыми генами. В каждом семействе Hsps как правило имеется несколько индуцируемых и несколько конститутивных членов. Далее приводится современная классификация Hsps человека и D. melanogaster. Номенклатура Hsps человека дана в соответствии с (Kampinga et al. 2009).

Семейство низкомолекулярных Hsps (sHsp) характеризуется наличием консервативного кристаллинового домена, фланкируемого вариабельными N- и C-терминальными участками. В геноме человека предполагается наличие 11 -ти генов, кодирующих белки данного семейства и объединяемых в группу HSPB. Соответственно, они обозначаются номерами от HSPB1 до HSPB11. Наиболее изученными являются белок HSPB1, обозначаемый также как HSP27, а также белки HSPB4 и HSPB5 (или аА- и аВ-кристаллины соответственно) (Kampinga et al. 2009). У Drosophila основная группа белков этого семейства кодируется семью генами, образующими компактный кластер в локусе 67В (Ayme, Tissieres 1985). Считается, что основная роль в защите от стрессовых воздействий

принадлежит четырем белкам: Hsp22, Hsp23, Hsp26, Hsp27. Их экспрессия индуцируется стрессом, они обладают высокой гомологией, но имеют различную внутриклеточную локализацию: Hsp22 находится в митохондриальном матриксе, Hsp23 и Hsp26 - в цитозоле, Hsp27 - преимущественно в ядре (Marin, Tanguay 1996; Morrow et al. 2000). Всего в геноме D. melanogaster выявлено 12 открытых рамок считывания белков, содержащих а-кристаллиновый домен (Morrow et al. 2006).

Белки Hsp40 образуют наиболее многочисленную и разнообразную группу Hsps. В данное семейство объединены белки, включающие так называемый J-домен, имеющий гомологию с Hsp40 Escherichia coli (DnaJ) и отвечающий за взаимодействие с Hsp70 (см. раздел 1.2). J-белки выступают в роли кофакторов Hsp70, стимулируя АТФ-азную активность последних. В геноме человека предполагается наличие не менее 50-и генов, кодирующих J-домен-содержащие белки. Они делятся на три подгруппы по степени гомологии с DnaJ и обозначаются как DNAJA, DNAJB и DNAJC. К подгруппе DNAJA относят четыре белка, обозначаемые как DNAJA1, А2, A3 и А4. J-домен в их составе расположен на N-конце молекулы, далее следует участок, богатый глицином и фенилаланином, затем цистеин-богатый участок и вариабельный С-концевой домен. Группа DNAJB включает 14 гомологов, из них максимальная индукция при стрессе наблюдается в случае белка DNAJB1. Наконец, геном человека содержит 22 гена, относимых к группе DNAJC. У белков, входящих в данную группу, также имеется J-домен, но он не обязательно находится на N-конце молекулы, как в случае DNAJA и DNAJB. Кроме того, поиск по базам данных NCBI и InterPro дает еще как минимум 8 гипотетических рамок считывания, которые могут кодировать белки, имеющие ту или иную степень гомологии с DnaJ E. coli. Также в геноме человека было обнаружено множество псевдогенов, которые также могут относиться к данному семейству (Kampinga et al. 2009). Поиск в геноме D. melanogaster на сегодня обнаруживает 5 генов, имеющих в своем составе последовательности, кодирующие J-домен-подобную структуру. Один из них, droJl, описан как ортолог гена HDJ1 (DNAJB1) (Kazemi-Esfarjani, Benzer 2000).

Список литературы диссертационного исследования доктор наук Гарбуз Давид Григорьевич, 2017 год

Список цитируемой литературы

1. Abe T, Konishi T, Hirano T, Kasai H, Shimizu K et al. 1995. Possible correlation between DNA damage induced by hydrogen peroxide and translocation of heat shock 70 protein into the nucleus. Biochem. Biophys. Res. Commun. 206: 548 - 55

2. Abravaya K, Myers MP, Murphy SP, Morimoto RI. 1992. The human heat shock protein hsp70 interacts with HSF, the transcription factor that regulates heat shock gene expression. Genes Dev. 6: 1153 - 64

3. Afrazi A, Sodhi CP, Good M, Jia H, Siggers R, Yazji I, Ma C, Neal MD, Prindle T, Grant ZS, Branca MF, Ozolek J, Chang EB, Hackam DJ. 2012. Intracellular heat shock protein-70 negatively regulates TLR4 signaling in the newborn intestinal epithelium. J. Immunol. 188: 4543

- 57

4. Ahn JH, Ko YG, Park WY, Kang YS, Chung HY, Seo JS. 1999. Suppression of Ceramide-mediated Apoptosis by HSP70. Mol. Cells. 9: 200 - 6

5. Aisen PS, Gauthier S, Ferris SH, Saumier D, Haine D et al. 2011. Tramiprosate in mild-to-moderate Alzheimer's disease - a randomized, double-blind, placebo-controlled, multi-centre study (the Alphase Study). Arch. Med. Sci. 7: 102 - 11

6. Äkerfelt M, Morimoto RI, Sistonen L. 2010. Heat shock factors: integrators of cell stress, development and lifespan. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 11: 545 - 55

7. Amin J, Ananthan J, Voellmy R. 1988. Key Features of Heat Shock Regulatory Elements. Mol. Cell. Biol. 8: 3761 - 69

8. Amin J, Nestril R, Schiller P, Dreano M, Voellmy R. 1987. Organization of the Drosophila melanogaster hsp70 heat shock regulation unit. Mol. Cell. Biol. 7: 1055 - 62

9. Amoroso MR, Matassa DS, Sisinni L, Lettini G, Landriscina M, Esposito F. 2014. TRAP1 revisited: novel localizations and functions of a 'next-generation' biomarker. Int. J. Oncol. 45: 969

- 77

10. Ananthan J, Goldberg AL, Voellmy R. 1986. Abnormal proteins serve as eukaryotic stress signals and trigger the activation of heat shock genes. Science. 232: 522 - 4

11. Anckar J, Sistonen L. 2007. Heat Shock Factor 1 as a coordinator of Stress and Developmental Pathways. Adv. Exp. Med. Biol. 594: 78 - 88

12. Aneja R, Odoms K, Dunsmore K, Shanley TP, Wong HR. 2006. Extracellular heat shock protein-70 induces endotoxin tolerance in THP-1 cells. J. Immunol. 177: 7184 - 92

13. Angelidis CE, Lazaridis I, Pagoulatos GN. 1991. Constitutive expression of heat-shock protein 70 in mammalian cells confers thermoresistance. Eur. J. Biochem. 199: 35 - 9

14. Angus DC, Wax RS. 2001. Epidemiology of sepsis: an update. Crit. Care Med. 7: S109 -S116

15. Archibald JM, Logsdon JM Jr, Doolittle WF. 2000. Origin and evolution of eukaryotic chaperonins: phylogenetic evidence for ancient duplications in CCT genes. Mol. Biol. Evol. 17: 1456 - 66

16. Arias E, Cuervo AM. Chaperone-mediated Autophagy in Protein Quality Control. Curr. Opin. Cell Biol. 23: 184 - 9

17. Armitage PD, Cranston PS and Pinder LCV. 1995. The Chironomidae: biology and ecology of non-biting midges. London: Chapman & Hall: 578

18. Arnould T, Sébastien Michel and Patricia Renard. 2015. Mitochondria Retrograde Signaling and the UPRmt: Where Are We in Mammals? Int. J. Mol. Sci. 16: 18224 - 51

19. Arrigo A, Mehlen P, Paul C, Preville X, Gonin S et al. 1998. Small Stress Proteins as Novel Negative Regulators of Programmed Cell Death. In: Molecular chaperones and heat shock response. Cold Spring Harbor, New York: 21

20. Arthur AL, Weeks AR, Sgrô CM. 2008. Investigating latitudinal clines for life history and stress resistance traits in Drosophila simulans from eastern Australia. J. Evol. Biol. 6: 1470 - 9

21. Aruda AM, Baumgartner MF, Reitzel AM, Tarrant AM. 2011. Heat shock protein expression during stress and diapause in the marine copepod Calanus finmarchicus. J. Insect. Physiol. 57: 665 - 75

22. Asea A. 2008. Hsp70: a chaperokine. NovartisFoundSymp. 291: 173 - 9

23. Asea A, Kraeft SK, Kurt-Jones EA, Stevenson MA, Chen LB, Finberg RW, Koo GC, Calderwood SK. 2000. HSP70 stimulates cytokine production through a CD14-dependant pathway, demonstrating its dual role as a chaperone and cytokine. Nat. Med. 6: 435 - 42

24. Ashburner M, Golic KG and Hawley RS. 2005. Drosophila: a laboratory handbook. Second edition: xxviii + 1408 p.

25. Atkinson PW, O'Brochta DA. 1992. In vivo expression of two highly conserved Drosophila genes in Australian sheep blowfly, Lucilia cuprina. InsectBiochem. Mol. Biol. 22: 423 - 31

26. Avila J. 2006. Tau phosphorylation and aggregation in Alzheimer's disease pathology. FEBS Letters. 580: 2922 - 7

27. Ayme A, Tissieres A. 1985. Locus 67B of Drosophila melanogaster contains seven, not four, closely related heat shock genes. EMBO J. 4: 2949 - 54

28. Bailey TL, Bodén M, Buske FA, Frith M, Grant EC et al. 2009. MEME SUITE: tools for motif discovery and searching. Nucleic Acids Res. 37: W202 - 8

29. Balistreri CR, Grimaldi MP, Chiappelli M, Licastro F, Castiglia L et al. 2008. Association between the Polymorphisms of TLR4 and CD14 Genes and Alzheimer's Disease. Curr. Pharm. Des. 14: 2672 - 7

30. Barua D, Heckathorn SA. 2004. Acclimation of the temperature set-points of the heat-shock response. Journal of Thermal Biology. 29: 185 - 93

31. Basu S, Binder RJ, Ramalingam T, Srivastava PK. 2001. CD91 is a common receptor for heat shock proteins gp96, hsp90, hsp70, and calreticulin. Immunity. 14: 303 - 13

32. Bausinger H, Lipsker D, Ziylan U, Manié S, Briand JP et al. 2002. Endotoxin -free heat-shock protein 70 fails to induce APC activation. Eur. J. Immunol. 32: 3708 - 13

33. Bedulina DS, Zimmer M, Timofeyev MA. 2010. Sub-littoral and supra-littoral amphipods respond differently to acute thermal stress. Comp. Biochem. Physiol. PartB. 155: 413 - 8

34. Belikov SV, Karpov VL. 1996. Mapping Protein-DNA Interaction with CIS-DDP: Chromatine Structure of Promoter Region of D. melanogaster HSP70 Gene. Biochem. Mol. Biol. Int. 38: 997 - 1002

35. Benedict MQ, Cockburn AF, Seawright JA. 1993. The Hsp70 heat-shock gene family of the mosquito Anopheles albimanus. Insect. Mol. Biol. 2: 93 - 102

36. Bercovich B, Stancovski I, Mayer A, Blumenfeld N, Laszlo A. et al. 1997. Ubiquitin-dependent degradation of certain protein substrates in vitro requires the molecular chaperone Hsc70. J. Biol. Chem. 272: 9002 - 10

37. Berger EM, Marino G, Torrey D. 1985. Expression of Drosophila hsp 70-CAT hybrid gene in Aedes cells induced by heat shock. Somat. Cell. Mol. Genet. 11: 371 - 7

38. Beristain P, Gajardo G, Bossier P. 2010. Species-specific RFLP pattern in the Heat Shock Protein26 gene (Hsp26): a single-locus tool for species identification and experimental testing of habitat-induced isolation in the New World Artemia species. Mol. Ecol. Resour. 10: 229 - 31

39. Bernabô P, Rebecchi L, Jousson O, Martinez-Guitarte JL and Lencioni V. 2011. Thermotolerance and hsp70 heat shock response in the cold-stenothermal chironomid Pseudodiamesa branickii (NE Italy). Cell Stress Chaperones. 16: 403 - 10

40. Bettencourt BR, Feder ME, Cavicchi S. 1999. Experimental evolution of Hsp70 expression and thermotolerance in Drosophila melanogaster. Evolution. 53: 484 - 92

41. Bettencourt BR, Feder ME. 2001. Hsp70 duplication in the Drosophila melanogaster species group: how and when did two become five? Mol. Biol. Evol. 18: 1272 - 82

42. Bettencourt BR, Feder ME. 2002. Rapid concerted evolution via gene conversion at the Drosophila hsp70 genes. J. Mol. Evol. 54: 569 - 86

43. Bettencourt BR, Hogan CC, Nimali M, Drohan BW. 2008. Inducible and constitutive heat shock gene expression responds to modification of Hsp70 copy number in Drosophila melanogaster but does not compensate for loss of thermotolerance in Hsp70 null flies. BMC Biol. 22: 5

44. Bevilacqua A, Fiorenza MT, Mangia F. 1997. Developmental Activation of an Episomic HSP70 Gene Promoter in Two-cells Mouse Embryos by Transcription Factor Sp1. Nucleic Acids Res. 25: 1333 - 8

45. Bibl MB, Gallus M, Welge V, Lehmann S, Sparbier K. et al. 2012. Characterization of cerebrospinal fluid aminoterminally truncated and oxidized amyloid-ß peptides. Proteomics -Clinical Applications. 6: 163 - 9

46. Bienz M, Pelham HRB. 1982. Expression of a Drosophila heat-shock protein in Xenopus oocytes: conserved and divergent regulatory signals. EMBO J. 1: 1583 - 8

47. Bienz M, Pelham HRB. 1986. Heat shock regulatory elements function as an inducible enhancer in the Xenopus hsp70 gene and when linked to a heterologous promoter. Cell. 45: 753 -60

48. Binder RJ, Blachere NE, Srivastava PK. 2001. Heat Shock Protein-chaperoned Peptides but Not Free Peptides Introduced into the Cytosol Are Presented Efficiently by Major Histocompatibility Complex I Molecules. J. Biol. Chem. 276: 17163 - 71

49. Biswas S, Sharma YD. 1994. Enhanced expression of Plasmodium falciparum heat shock protein PFHSP70-I at higher temperatures and parasite survival. FEMSMicrobiol. Lett. 124: 425 -9

50. Black SA, Stys PK, Zamponi GW, Tsutsui S. 2014. Cellular prion protein and NMDA receptor modulation: protecting against excitotoxicity. Front. Cell. Dev. Biol. 2: 45

51. Bobkova N, Vorobyov V, Medvinskaya N, Aleksandrova I, Nesterova I. 2008. Interhemispheric EEG differences in olfactory bulbectomized rats with different cognitive abilities and brain beta-amyloid levels. Brain Res. 1232: 185 - 94

52. Bobkova NV, Nesterova IV, Nesterov VV. 2001. The state of cholinergic structures in forebrain of bulbectomized mice. Bull. Exp. Biol. Med. 131: 427 - 31

53. Bolos M, Perea JR, Avila J. 2017. Alzheimer's disease as an inflammatory disease. Biomol. Concepts. 8: 37 - 43

54. Bonardi MA, Giovanetti E, Legname G, Fossati G, Porro G, Gromo G, Modena D, Marcucci F. 1995. Cochaperonins are histonebinding proteins. Biochem. Biophys. Res. Commun. 206: 260 -5

55. Bonner JJ, Berninger M, Pardue ML. 1978. Transcription of polytene chromosomes and of the mitochondrial genome in Drosophila melanogaster. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 42: 803 - 14

56. Bonner JJ, Pardue ML. 1977. Polytene chromosome puffing and in situ hybridization measure different aspects of RNA metabolism. Cell. 12: 227 - 34

57. Borges TJ, Lopes RL, Pinho NG, Machado FD, Souza AP, Bonorino C. 2013. Extracellular Hsp70 inhibits pro-inflammatory cytokine production by IL-10 driven down-regulation of C/EBPß and C/EBPS. Int. J. Hyperthermia. 29: 455 - 63

58. Bork P, Sander C, Valencia A. 1992. An ATPase domain common to prokaryotic cell cycle proteins, sugar kinases, actin, and hsp70 heat shock proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 89: 7290 - 4

59. Borkent A. and Wirth W. 1997. World species of biting midges (Diptera: Ceratopogonidae). Bulletin of the American Museum of Natural History, New-York. 233: 257.

60. Brackley KI, Grantham J. 2009. Activities of the chaperonin containing TCP-1 (CCT): implications for cell cycle progression and cytoskeletal organisation. Cell Stress Chaperones. 14: 23 - 31

61. Brake I, Baechli G. 2008. Title: Drosophilidae (Diptera) (World Catalogue of Insects 9). Apollo books. 412

62. Brammer CA, von Dohlen CD. 2007. The evolutionary history of Stratiomyidae (Insecta: Diptera): the molecular phylogeny of a diverse family of flies. Mol. Phylogenet. Evol. 43: 660 -73

63. Brar BK, Stephanou A, Wagstaff MJ, Coffin RS, Marber MS et al. 1999. Heat Shock Proteins Delivered with a Virus Vector Can Protect Cardiac Cells Against Apoptotic as Well as Against Thermal or Hypoxic Stress. J. Mol. Cell. Cardiol. 31: 135 - 46

64. Brennecke T, Gellner K, Bosch TC. 1998. The lack of a stress response in Hydra oligactis is due to reduced hsp70 mRNA stability. Eur. J. Biochem. 255: 703 - 9

65. Brouwers N., Sleegers K., Van Broeckhoven C. 2008. Molecular genetics of Alzheimer's disease: An update. Ann. Med. 40: 562 - 83

66. Buckley BA, Gracey AY, Somero GN. 2006. The cellular response to heat stress in the goby Gillichthys mirabilis: a cDNA microarray and protein-level analysis. J. Exp. Biol. 209: 2660 - 77

67. Buckley BA, Hofmann GE. 2002. Thermal acclimation changes DNA-binding activity of heat shock factor 1 (HSF1) in the goby Gillichthys mirabilis: implications for plasticity in the heat-shock response in natural populations. J. Exp. Biol. 205: 3231 - 40

68. Buckley BA, Owen ME, Hofmann GE. 2001. Adjusting the thermostat: the threshold induction temperature for the heat-shock response in intertidal mussels (genus Mytilus) changes as a function of thermal history. J. Exp. Biol. 204: 3571 - 9

69. Buckley BA, Place SP, Hofmann GE. 2004. Regulation of heat shock genes in isolated hepatocytes from an Antarctic fish, Trematomus bernacchii. J. Exp Biol. 207: 3649 - 56

70. Buckley BA, Somero GN. 2009. cDNA microarray analysis reveals the capacity of the cold-adapted Antarctic fish Trematomus bernacchii to alter gene expression in response to heat stress. Polar Bio. 32: 403 - 15

71. Bügl B, Staker BL, Zheng F, Kushner SR, Saper MA et al. 2000. RNA methylation under heat shock control. Mol. Cell. 6: 349 - 60

72. Burke JE, Ish-Horowicz D. 1982. Expression of Drosophila heat-shock genes is regulated in Rat-1 cells. Nucleic Acids Res. 10: 3821 - 30

73. Cakala M, Malik AR, Strosznajder JB. 2007. Inhibitor of cyclooxygenase-2 protects against amyloid peptide-evoked memory impairment in mice. Pharmacological reports. 59: 164 - 72

74. Calderwood SK, Mambula SS, Gray PJJr, Theriault JR. 2007. Extracellular heat shock proteins in cell signaling. FEBSLett. 581: 3689 - 94

75. Calderwood SK. 2013. Molecular cochaperones: tumor growth and cancer treatment. Scientifica (Cairo). 2013: 217513

76. Carey HV, Frank CL, Seifert JP. 2000. Hibernation induces oxidative stress and activation of NK-kappaB in ground squirrel intestine. J. Comp. Physiol. B. 170: 551 - 9

77. Carmel J, Rashkovetsky E, Nevo E and Korol A. 2011. Differential Expression of Small Heat Shock Protein Genes Hsp23 and Hsp40, and heat shock gene Hsr-omega in Fruit Flies (Drosophila melanogaster) along a Microclimatic Gradient. J. Heredity. 102: 593 - 603

78. Carrero I, Gonzalo MR, Martin B, Sanz-Anquela JM, Arevalo-Serrano J, Gonzalo-Ruiz A. 2012. Oligomers of beta-amyloid protein (Aß1-42) induce the activation of cyclooxygenase-2 in astrocytes via an interaction with interleukin-1beta, tumour necrosis factor-alpha, and a nuclear factor kappa-B mechanism in the rat brain. Experimental Neurology. 236: 215 - 27

79. Carrion J, Folgueira C, Soto M, Fresno M, Requena JM. 2011. Leishmania infantum HSP70-II null mutant as candidate vaccine against leishmaniasis: a preliminary evaluation. Parasit Vectors. 4: 150

80. Carver JA, Guerreiro N, Nicholls KA, Truscott RJ. 1995. On the interaction of alpha-crystallin with unfolded proteins. Biochim. Biophys. Acta. 1252: 251 - 60

81. Catorce MN, Gevorkian G. 2016. LPS-induced Murine Neuroinflammation Model: Main Features and Suitability for Pre-clinical Assessment of Nutraceuticals. Current Neuropharmacology. 14: 155 - 64

82. Charlesworth J, Eyre-Walker A. 2008. The McDonald-Kreitman Test and Slightly Deleterious Mutations. Molecular Biology and Evolution. 25: 1007 - 1015

83. Chekhonin VP, Lebedev SV, Ryabukhin IA, Petrov SV, Gurina OI et al. 2004. Selective accumulation of monoclonal antibodies against neurospecific enolase in brain tissue of rats with middle cerebral artery occlusion. Bull. Exp. Biol. Med. 10: 343 - 347

84. Chen B, Jia T, Ma R, Zhang B, Kang L. 2011. Evolution of hsp70 gene expression: a role for changes in AT-richness within promoters. PLoS One. 6: e20308

85. Chen B, Shilova VY, Zatsepina OG, Evgen'ev MB, Feder ME. 2008. Location of P element insertions in the proximal promoter region of Hsp70A is consequential for gene expression and correlated with fecundity in Drosophila melanogaster. Cell Stress Chaperones. 13: 11 - 7

86. Chen B, Walser JC, Rodgers TH, Sobota RS, Burke MK et al. 2007. Abundant, diverse, and consequential P elements segregate in promoters of small heat-shock genes in Drosophila populations. J. Evol. Biol. 20: 2056 - 66

87. Chen B, Zhong D, Monteiro A. 2006. Comparative genomics and evolution of the HSP90 family of genes across all kingdoms of organisms. BMC Genomics 7: 156

88. Chen W, Lin H, Feng PM, Ding C, Zuo YC, Chou KC. 2012. iNuc-PhysChem: a sequence-based predictor for identifying nucleosomes via physicochemical properties. PLoS One. 7: e47843

89. Chen Y, Brandizzi F. 2013. IRE1: ER stress sensor and cell fate executor. Trends Cell. Biol. 23:547 - 55

90. Chen Y, Yip P, Huang Y, Sun Y, Wen L et al. 2012. Sequence Variants of Toll Like Receptor 4 and Late-Onset Alzheimer's Disease. PLoS ONE. 7: e50771

91. Cheney CM, Shearn A. 1983. Developmental regulation of Drosophila imaginal disc proteins: synthesis of a heat shock protein under non-heat-shock conditions. Dev. Biol. 95: 325 -30

92. Choi D, Oh HJ, Goh CJ, Lee K, Hahn Y. 2015. Heat shock RNA 1, known as a eukaryotic temperature-sensing noncoding RNA, is of bacterial origin. J. Microbiol. Biotechnol. 25: 1234 -40

93. Chong KY, Lai CC, Lille S, Chang C, Su CY. 1998. Stable overexpression of the constitutive form of heat shock protein 70 confers oxidative protection. J. Mol. Cell. Cardiol. 30: 599 - 608

94. Christis C, Lubsen NH, Braakman I. 2008. Protein folding includes oligomerization -examples from the endoplasmic reticulum and cytosol. FEBS J. 275: 4700 - 27

95. Chu B, Soncin F, Price BD, Stevenson MA, Calderwood SK. 1996. Sequential Phosphorylation by Mitogen-activated Kinase and Glycogen Synthase Kinase 3 Represses Transcriptional Activation by Heat Shock Factor-1. J. Biol. Chem. 271: 30847 - 57

96. Chvala M, Lyneborg L, Moucha J. 1972. The Horse Flies of Europe: (Diptera, Tabanidae) Entomological Society of Copenhagen; sole agent: E. W. Classey, Hampton, Middlesex, Eng., 1972:498

97. Ciechanover A, Stanhill A. 2014. The complexity of recognition of ubiquitinated substrates by the 26S proteasome. Biochim. Biophys. Acta. 1843: 86 - 96

98. Clark MS, Fraser KP, Peck LS. 2008. Antarctic marine molluscs do have an HSP70 heat shock response. Cell Stress Chaperones. 13: 39 - 49

99. Clark TG, Abrahamsen MS, White MW. 1996. Developmental expression of heat shock protein 90 in Eimeria bovis. Mol. Biochem. Parasitol. 78: 259 - 63

100. Clarke A, Johnston IA. 1996. Evolution and adaptive radiation of antarctic fishes. Trends Ecol. Evol. 11: 212 - 8

101. Clayton A et al. 2005. Induction of heat shock proteins in B-cell exosomes. J. Cell. Sci. 118: 3631 - 3638

102. Clos J, Rabindran S, Wisniewski J, Wu C. 1993. Induction temperature of human heat shock factor is reprogrammed in a Drosophila cell environment. Nature. 364: 252 - 5

103. Concha C, Edman RM, Belikoff EJ, Schiemann AH, Carey B and Scott MJ. 2012. Organization and expression of the Australian sheep blowfly (Lucilia cuprina) hsp23, hsp24, hsp70 and hsp83 genes. Insect Mol Biol. 21: 169 - 180

104. Cotto JJ, Morimoto RI. 1999. Stress-induced activation of the heat-shock response: cell and molecular biology of heat-shock factors. Biochem. Soc. Symp. 64: 105 - 118

105. Cowen LE, Lindquist S. 2005. Hsp90 potentiates the rapid evolution of new traits: drug resistance in diverse fungi. Science. 309: 2185 - 9

106. Craig EA, Jacobsen K. 1984. Mutations of the heat inducible 70 kilodalton genes of yeast confer temperature sensitive growth. Cell. 38: 841 - 9

107. Daniels MJD, Rivers-Auty J, Schilling T, Spencer NG, Watremez W et al. 2016. Fenamate NSAIDs inhibit the NLRP3 inflammasome and protect against Alzheimer's disease in rodent models. Nat. Commun. 7: 12504

108. Davies EL et al. 2006. Heat shock proteins form part of a danger signal cascade in response to lipopolysaccharide and GroEL. Clin. Exp. Immunol. 145: 183 - 189

109. de Jong WW, Caspers GJ, Leunissen JA. 1998. Genealogy of the alpha-crystallin-small heat-shock protein superfamily. Int. J. Biol. Macromol. 22: 151 - 62

110. de Mena L, Chhangani D, Fernandez-Funez P, Rincon-Limas DE. 2017. secHsp70 as a tool to approach amyloid-ß42 and other extracellular amyloids. Fly (Austin). In press.

111. Dehghani M, Xiao C, Money TG, Shoemaker KL, Robertson RM. 2011. Protein expression following heat shock in the nervous system of Locusta migratoria. J. Insect Physiol. 57: 1480 - 8

112. Delrio G. and Cocco A. 2011. Tephritidae. In Vacante V. and Gerson, U. (eds). Integrated Cotrol of Citrus Pests in the Mediterranean Region. Bentham E-book, Science Publishers: 206 -22

113. Demain AL, Vaishnav P. 2009. Production of recombinant proteins by microbes and higher organisms. Biotechnol. Adv. 27: 297 - 306

114. Ding XZ, Tsocos GC, Kiang JG. 1997. Heat Shock Factor-1 in Heat Shock Factor-1 gene-Transfected Human Epidermoid A431 Cells Requires Phosphorylation before Inducing Heat Shock Protein-70 Production. J. Clin. Invest. 99: 136 - 43

115. Ditzel L, Lowe J, Stock D, Stetter K, Huber H et al. 1998. Crystall Structure of the thermosome, the Archaeal chaperonin and homolog of CCT. Cell. 93: 125 - 38

116. Dominiak P. 2012. Biting midges of the genus Dasyhelea Kieffer (Diptera: Ceratopogonidae) in Poland. Polish Journal of Entomology. 81: 211 - 314

117. Dong Y, Miller LP, Sanders JG, Somero GN. 2008. Heat-shock protein 70 (Hsp70) expression in four limpets of the genus Lottia: interspecific variation in constitutive and inducible synthesis correlates with in situ exposure to heat stress. Biol. Bull. 2: 173 - 81

118. Dowson JH. 1982. The evaluation of autofluorescence emission spectra derived from neuronal lipopigment. J. Microsc. 128: 261 - 70

119. Dragon E, Sias S, Kato E, Gabe J. 1978. The genome of Trypanosoma cruzi containes a constitutively expressed, tandemly arranged multicopy gene homologous to a major heat shock protein. Mol. Cell. Biol. 7: 1271 - 5

120. Dragovic Z, Broadley SA, Shomura Y, Bracher A, Hartl FU. 2006. Molecular chaperones of the Hsp110 family act as nucleotide exchange factors of Hsp70s. EMBO J. 25: 2519 - 28

121. Drickamer K, Taylor ME. 2006. Introduction to glycobiology, 2nd edn. Oxford University Press, USA : 304

122. Dubois MF, Marshall NF, Nguyen VT, Dacmus GK, Bonnet F et al. 1999. Heat Shock of HeLa Cells Inactivates a Nuclear Protein Phosphatase Specific for Dephosphorilation of the C-terminal Domen of RNA Polymerase II. Nucleic Acids Res. 27: 1338 - 44

123. Duncan RF, Cavener DR, Qu S. 1995. Heat Shock Effects on Phosphorilation of Protein Sintesis Initiation Factor Proteins eIF4E and eIF2-alpha in Drosophila. Biochemistry. 34: 2985 -97

124. Dursun E, Gezen-Ak D, Hanagasi H, Bilgi9 B, Lohmann E, Ertan S et al. 2015. The interleukin 1 alpha, interleukin 1 beta, interleukin 6 and alpha-2-macroglobulin serum levels in patients with early or late onset Alzheimer's disease, mild cognitive impairment or Parkinson's disease. J. Neuroimmunol. 283: 50 - 7

125. Duvernoy HM, Risold PY. 2007. The circumventricular organs: An atlas of comparative anatomy and vascularization. Brain Research Reviews. 56: 119 - 47

126. Easton DP, Kaneko Y, Subjeck JR. 2000. The hsp110 and Grp1 70 stress proteins: newly recognized relatives of the Hsp70s. Cell Stress Chaperones. 5: 276 - 90

127. Ekimova IV, Nitsinskaya LE, Romanova IV, Pastukhov YF, Margulis BA, Guzhova IV. 2010. Exogenous protein Hsp70/Hsc70 can penetrate into brain structures and attenuate the severity of chemically-induced seizures. J. Neurochem. 115: 1035 - 44

128. Elekonich MM. 2009. Extreme thermotolerance and behavioral induction of 70-kDa heat shock proteins and their encoding genes in honey bees. Cell Stress Chaperones 14: 219 - 26

129. Ellis RJ, van der Vies SM, Hemmingsen SM. 1989. The molecular chaperone concept. Biochem. Soc. Symp. 55: 145 - 53

130. Evgen'ev M, Levin A, Lozovskaya E. 1979. The analysis of a temperature-sensitive (ts) mutation influencing the expression of heat shock-inducible genes in Drosophila melanogaster. Mol. Gen. Genet. 176: 275 - 80

131. Evgen'ev MB, Kolchinski A, Levin A, Preobrazhenskaya AL, Sarkisova E. 1978. Heat-shock DNA homology in distantly related species of Drosophila. Chromosoma. 68: 357 - 65

132. Evgen'ev MB, Zatsepina OG, Garbuz D, Lerman DN, Velikodvorskaya V et al. 2004. Evolution and arrangement of the hsp70 gene cluster in two closely related species of the virilis group of Drosophila. Chromosoma. 113: 223 - 32

133. Falcone JA, Salameh TS, Yi X, Cordy BJ, Mortell WG, Kabanov AV, Banks WA. 2014. Intranasal administration as a route for drug delivery to the brain: evidence for a unique pathway for albumin. J. Pharmacol. Exp. Ther. 351: 54 - 60

134. Feder JH, Rossi JM, Solomon J, Solomon N, Lindquist S. 1992. The consequences of expressing hsp70 in Drosophila cells at normal temperatures. Genes Dev. 6: 1402 - 13

135. Feder M. 1997. Necrotic fruit: a novel model system for thermal ecologists. J. Therm. Biol. 22: 1 - 9

136. Feder ME, Cartano NV, Milos L, Krebs RA, Lindquist SL. 1996. Effect of engineering hsp70 copy number on Hsp70 expression and tolerance of ecologically relevant heat shock in larvae and pupae of Drosophila melanogaster. J. Exp. Biol. 199: 1837 - 44

137. Feder ME, Hofmann GE. 1999. Heat-shock proteins, molecular chaperones, and the stress response: evolutionary and ecological physiology. Annu. Rev. Physiol. 61: 243 - 82

138. Feder ME, Krebs RA. 1997. Ecological and evolutionary physiology of heat shock proteins and the stress response in Drosophila: complementary insights from genetic engineeringand natural variation. In: R. Bijlsma and V. Loeschcke (eds). Stress, adaptation, and evolution. Birkha user Verlag, Basel: 155 - 73

139. Feder ME, Krebs RA. 1998. Natural and genetic engineering of thermotolerance in Drosophila melanogaster: consequence for thermotolerance. Am. Zool. 38: 503 - 17

140. Feder ME. 2007. Key issues in achieving an integrative perspective on stress. J. Biosci. 32: 433 - 40

141. Felts SJ, Owen BA, Nguyen P, Trepel J, Donner DB, Toft DO. 2000. The hsp90-related protein TRAP1 is a mitochondrial protein with distinct functional properties. J. Biol. Chem. 275: 3305 - 12

142. Fernando P, Heikkila JJ. 2000. Functional characterization of Xenopus small heat shock protein, Hsp30C: the carboxyl end is required for stability and chaperone activity. Cell Stress Chaperones. 5: 148 - 59

143. Ferrari D, Pizzirani C, Adinolfi E, Lemoli RM, Curti A, Idzko M, Panther E, Di Virgilio F. 2006. The P2X7 receptor: a key player in IL-1 processing and release. J. Immunol. 176: 3877 - 3

144. Ferri CP, Prince M, Brayne C et al. 2005. Global prevalence of dementia: a Delphi consensus study. Lancet. 366: 2112 - 7

145. Fields PA. 2001. Protein function at thermal extremes: balancing stability and flexibility. Comp. Biochem. Physiol. 129: 417 - 31

146. Finka A, Sharma SK, Goloubinoff P. 2015. Multi-layered molecular mechanisms of polypeptide holding, unfolding and disaggregation by HSP70/HSP110 chaperones. Front. Mol. Biosci. 2: 29

147. Fiori A, Kucharikova S, Govaert G, Cammue BP, Thevissen K, Van Dijck P. 2012. The heat-induced molecular disaggregase Hsp104 of Candida albicans plays a role in biofilm formation and pathogenicity in a worm infection model. Eukaryot. Cell. 11: 1012 - 20

148. Flaherty KM, DeLuca-Flaherty C, McKay DB. 1990. Three-dimensional structure of the ATPase fragment of a 70K heat-shock cognate protein. Nature. 346: 623 - 8

149. Flajnik MF, Canel C, Kramer J, Kasahara M. 1991. Which came first, MHC class I or class II? Immunogenetics. 33: 295 - 300

150. Fleshner M and Johnson JD. 2005. Endogenous extra-cellular heat shock protein 72: Releasing signal(s) and function Int. J. Hyperthermia. 21: 457 - 471

151. Fornace AJ, Alamo I, Hollander MC, Lamoreaux E. 1989. Ubiquitin mRNA is a major stress-induced transcript in mammalian cells. Nucleic Acids Res. 17: 1215 - 30

152. Foti DM, Welihinda A, Kaufman RJ, Lee AS. 1999. Conservation and Divergence of the Yeast and Mammalian Unfolded Protein Response. J. Biol. Chem. 274: 30402 - 9

153. Franklin TB, Krueger-Naug AM, Clarke DB, Arrigo AP, Currie RW. 2005. The role of heat shock proteins Hsp70 and Hsp27 in cellular protection of the central nervous system. Int. J. Hyperthermia. 21: 379 - 92

154. Fraser KP, Clarke A, Peck LS. 2007. Growth in the slow lane: protein metabolism in the Antarctic limpet Nacella concinna (Strebel 1908). J. Exp. Biol. 210: 2691 - 9

155. Fraser KP, Rogers AD. 2007. Protein metabolism in marine animals: the underlying mechanism of growth. Adv. Mar. Biol. 52: 267 - 362

156. Freeman BC, Yamamoto KR. 2002. Disassembly of transcriptional regulatory complexes by molecular chaperones. Science. 296: 2232 - 35

157. Frydman J. 2001. Folding of newly translated proteins in vivo: the role of molecular chaperones. Annu. Rev. Biochem. 70: 603 - 49

158. Fujimoto M, Hayashida N, Katoh T, Oshima K, Shinkawa T et al. 2010. A novel mouse HSF3 has the potential to activate nonclassical heat-shock genes during heat shock. Mol. Biol. Cell. 21: 106 - 16

159. Gabai VL, Meriin AB, Yaglom JA, Volloch V, Sherman MY. 1998. Role of HSP70 in Regulation of Stress-kinase JNK: Implications in Apoptosis and Aging. FEBSLetters., 438: 1 - 4

160. Gallie DR, Le H, Caldwell C, Tanduay RL, Hoang NX, Browning KS. 1997. The Phosphorilation State of Translation Initiation Factors Is Regulated Developmentally and Following Heat Shock in Wheat. J. Biol. Chem. 272: 1046 - 53

161. Gallo GJ, Schuetz TJ, Kingston RE. 1991. Regulation of heat shock factor in Schizosaccharomyces pombe more closely resembles regulation in mammals than in Saccharomyces cerevisiae. Mol. Cell. Biol. 11: 281 - 8

162. Gao X, Carroni M, Nussbaum-Krammer C, Mogk A, Nillegoda NB, Szlachcic A, Guilbride DL, Saibil HR, Mayer MP, Bukau B. 2015. Human Hsp70 Disaggregase Reverses Parkinson's-Linked a-Synuclein Amyloid Fibrils. Mol. Cell. 59: 781 - 93

163. Garbuz D, Evgenev MB, Feder ME, Zatsepina OG. 2003. Evolution of thermotolerance and the heat-shock response: evidence from inter/intraspecific comparison and interspecific hybridization in the virilis species group of Drosophila. I. Thermal phenotype. J. Exp. Biol. 206: 2399 - 408

164. Garcia-Carbonero R, Carnero A, Paz-Ares L. 2013. Inhibition of HSP90 molecular chaperones: moving into the clinic. Lancet Oncol. 14: 358 - 69

165. Gasch AP, Spellman PT, Kao CM, Carmel-Harel O, Eisen MB et al. 2000. Genomic expression programs in the response of yeast cells to environmental changes. Mol. Biol. Cell. 12: 4241 - 57

166. Gehring WJ, Wehner R. 1995. Heat shock protein synthesis and thermotolerance in Cataglyphis, an ant from the Sahara desert. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 92: 2994 - 8

167. Ghosh AK, Sinha D, Mukherjee S, Biswas R, Biswas T. 2015. LPS stimulates and Hsp70 down-regulates TLR4 to orchestrate differential cytokine response of culture-differentiated innate memory CD8(+) T cells. Cytokine. 73: 44 - 52

168. Gilissen EP et al. 2014. A neuronal aging pattern unique to humans and common chimpanzees. Brain Struct. Funct. 221: 647 - 64

169. Girardot F, Monnier V, Tricoire H. 2004. Genome wide analysis of common and specific stress responses in adult drosophila melanogaster. BMC Genomics. 5: 74.

170. Glass D, Polvere RI and Van der Ploeg LHT. 1986. Conserved sequences and Transcription of the hsp70 gene family in Trypanosoma brucei. Mol. Cell. Biol. 6: 4657 - 66

171. Glinski W, ME Gershwin, and AD Steinberg. 1976. Fractionation of cells on a discontinuous Ficoll gradient. Study of subpopulations of human T cells using anti-T-cell antibodies from patients with systemic lupus erythematosus. J. Clin. Invest. 57: 604 - 14

172. Go M, Kou J, Lim J, Yang J, Fukuchi K. 2016. Microglial response to LPS increases in wild-type mice during aging but diminishes in an Alzheimer's mouse model: Implication of TLR4 signaling in disease progression. Biochem. Biophys. Res. Communications. 479: 331 - 7

173. Gong WJ, Golic KG. 2004. Genomic deletions of the Drosphila melanogaster Hsp70 genes. Genetics. 168: 1467 - 76

174. Gong WJ, Golic KG. 2006. Loss of Hsp70 in Drosophila is pleiotropic, with effects on thermotolerance, recovery from heat shock and neurodegeneration. Genetics. 172: 275 - 86

175. Goto SG, Kimura MT. 2004. Heat-shock-responsive genes are not involved in the adult diapause of Drosophila triauraria. Gene. 326: 117 - 22

176. Gray DA, Woulfe J. 2005. Lipofuscin and aging: A matter of toxic waste. Sci. Aging Knowledge Environ. 2005: re1

177. Guertin MJ, Petesch SJ, Zobeck KL, Min IM, Lis JT. 2010. Drosophila heat shock system as a general model to investigate transcriptional regulation. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 75: 1 - 9

178. Guettouche T, Boellmann F, Lane WS, Voellmy R. 2005. Analysis of phosphorylation of human heat shock factor 1 in cells experiencing a stress. BMC Biochem. 6: 4

179. Guo J, Arai T, Miklossy J, McGeer P. 2006. Abeta and tau form soluble complexes that may promote self aggregation of both into the insoluble forms observed in Alzheimer's disease. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 103: 1953 - 8

180. Guoyan Y, Wang Yuyi, Tian Jinzhou, Liu Jian-Ping. 2013. Huperzine A for Alzheimer's Disease: A Systematic Review and Meta-Analysis of Randomized Clinical Trials. PLoS ONE. 8: e74916

181. Gusev O, Cornette R, Kikawada T, Okuda T. 2011. Expression of heat shock protein-coding genes associated with anhydrobiosis in an African chironomid Polypedilum vanderplanki. Cell Stress Chaperones. 16: 81 - 90

182. Guzhova I, Kislyakova K, Moskaliova O, Fridlanskaya I, Tytell M, Cheetham M, Margulis B. 2001. In vitro studies show that Hsp70 can be released by glia and that exogenous Hsp70 can enhance neuronal stresstolerance. Brain Res. 914: 66 - 73

183. Haass C, Selkoe DJ. 2007. Soluble protein oligomers in neurodegeneration: Lessons from the Alzheimer's amyloid beta-peptide. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 8: 101 - 12

184. Hackett RW, Lis JT. 1983. Localization of the hsp83 transcript within a 3292 nucleotide sequence from the 63B heat shock locus of D. melanogaster. Nucleic Acids Res. 11: 7011 - 30

185. Hamilton A, Zamponi GW, Ferguson SS. 2015. Glutamate receptors function as scaffolds for the regulation of ß-amyloid and cellular prion protein signaling complexes. Mol. Brain. 8: 18.

186. Hamman BD, Hendershot LM, Johnson AE. 1998. BiP Maintains the Permeability Barrier of the ER Membrane by Sealing the Lumenal End of the Translocon Pore Befor and Early in Translocation. Cell. 92: 747 - 58

187. Hanawa T, Fukuda M, Kawakami H, Hirano H, Kamiya S, Yamamoto T. 1999. The Listeria monocytogenes DnaK chaperone is required for stress tolerance and efficient phagocytosis with macrophages. Cell Stress Chaperones. 4: 118 - 8

188. Haney RA, Feder ME. 2009. Contrasting patterns of transposable element insertions in Drosophila heat-shock promoters. PLoS One. 4: e8486

189. Hansen JJ, Bross P, Westergaard M, Nielsen MN, Eiberg H et al. 2003. Genomic structure of the human mitochondrial chaperonin genes: HSP60 and HSP10 are localised head to head on chromosome 2 separated by a bidirectional promoter. Hum. Genet. 112: 71 - 7

190. Harding HP, Novoa I, Zhang Y, Zeng H, Wek R et al. 2000. Regulated translation initiation controls stress-induced gene expression in mammalian cells. Mol. Cell. 6: 1099 - 108

191. Hardy J, Higgins G. 1992. Alzheimer's disease: the amyloid cascade hypothesis. Science. 256: 184 - 5

192. Hargitai J, Lewis H, Boros I, Racz T, Fiser A, Kurucz I, Benjamin I, Vigh L, Penzes Z, Csermely P, Latchman DS. 2003. Bimoclomol, a heat shock protein co-inducer, acts by the prolonged activation of heat shock factor-1. Biochem. Biophys. Res. Commun. 307: 689 - 95

193. Harris SA, Harris EA. 2015. Herpes Simplex Virus Type 1 and Other Pathogens are Key Causative Factors in Sporadic Alzheimer's Disease. J. Alz. Disease. 48: 319 - 53

194. Harris SF, Shiau AK, Agard DA. 2004. The crystal structure of the carboxy-terminal dimerization domain of htpG, the Escherichia coli Hsp90, reveals a potential substrate binding site. Structure. 6: 1087 - 97

195. Hart C, Zhao K, Laemmli U. 1997. The scs' boundary element: characterization of boundary element-associated factors. Mol. Cell. Biol. 17: 999 - 1009

196. Hartl FU, Bracher A, Hayer-Hartl M. 2011. Molecular chaperones in protein folding and proteostasis. Nature. 475: 324 - 32

197. Hartl FU, Hayer-Hartl M. 2002. Molecular chaperones in the cytosol: from nascent chain to folded protein. Science. 295: 1852 - 8

198. Hartley D., Blumenthal T., Carrillo M., DiPaolo G., Esralew L. et al. 2015. Down syndrome and Alzheimer's disease: Common pathways, common goals. Alzheimers Dement. 11: 700 - 709

199. Hashikawa N, Mizukami Y, Imazu H, Sakurai H. 2006. Mutated yeast heat shock transcription factor activates transcription independently of hyperphosphorylation. J. Biol. Chem. 281:3936 - 42

200. He B, Meng Y, Mivechi NF. 1998. Glycogen Synthase Kinase 3ß and Extracellular SignalRegulated Kinase Inactivate Heat Shock Transcription Factor 1 by Facilitating the Disappiarence of Transcriptionally Active Granules After Heat Shock. Mol. Cell. Biol. 18: 6624 - 33

201. He Y, Zheng M, Maa Y, Han X, Maa X et al. 2012. Soluble oligomers and fibrillar species of amyloid b-peptide differentially affect cognitive functions and hippocampal inflammatory response. Biochem. Biophys. Res. Commun. 429: 125 - 30

202. Hebert LE, Scherr PA, Bienias JL, Bennett DA, Evans DA. 2003. Alzheimer disease in the US population: prevalence estimates using the 2000 census. Arch. Neurol. 60: 1119 - 22

203. Heneka MT, Carson MJ, Khoury JE, Landreth GE, Brosseron F et al. 2015. Neuroinflammation in Alzheimer's disease. Lancet Neurol. 14: 388 - 405

204. Heneka MT, Golenbock DT, Latz E. 2015. Innate immunity in Alzheimer's disease. Nature Immunology. 16: 229 - 36

205. Heppner FL, Ransohoff RM, Becher B. 2015. Immune attack: the role of inflammation in Alzheimer disease. Nat. Rev. Neurosci. 16: 358 - 72

206. Hernández G, Vázquez-Pianzola P, Sierra JM, Rivera-Pomar R. 2004. Internal ribosome entry site drives cap-independent translation of reaper and heat shock protein 70 mRNAs in Drosophila embryos. RNA. 10: 1783 - 97

207. Heschl MF, Baillie DL. 1989. Characterization of the hsp70 multigene family of Caenorhabditis elegans. DNA. 8: 233 - 43

208. Heschl MF, Baillie DL. 1990. The HSP70 multigene family of Caenorhabditis elegans. Comp. Biochem. Physiol. B. 96: 633 - 7

209. Hightower LE, Guidon PTJr. 1989. Selective release from cultured mammalian cells of heat-shock (stress) proteins that resemble glia-axon transfer proteins. J. Cell. Physiol. 138: 257 - 66

210. Hoffmann AA, Weeks AR. 2007. Climatic selection on genes and traits after a 100 year-old invasion: a critical look at the temperate-tropical clines in Drosophila melanogaster from eastern Australia. Genetica. 129: 133 - 47

211. Hofmann GE, Buckley BA, Airaksinen S, Keen JE, Somero GN. 2000. Heat-shock protein expression is absent in the antarctic fish Trematomus bernacchii (family Nototheniidae). J. Exp. Biol. 203: 2331 - 9

212. Holland D, Brewer JB, Hagler DJ, Fennema-Notestine C, Dale AM. 2009. Alzheimer's disease neuroimaging initiative Subregional neuroanatomical change as a biomarker for Alzheimer's disease. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 106: 20954 - 9

213. Holmes C, Boche D, Wilkinson D, Yadegarfar G, Hopkins V et al. 2008. Long-term effects of Aß42 immunisation in Alzheimer's disease: follow-up of a randomised, placebo-controlled phase I trial. The Lancet. 372: 216 - 23

214. Holmgren R, Livak K, Morimoto RI, Frend R, Meselson M. 1979. Studies of cloned sequences from four Drosophila heat shock loci. Cell. 18: 1359 - 70

215. Horwitz J. 1976. Some properties of the low molecular weight alpha-crystallin from normal human lens: comparison with bovine lens. Exp. Eye. Res. 23: 471 - 81

216. Hsu JH, Yang RC, Lin SJ, Liou SF, Dai ZK, Yeh JL, Wu JR. 2014. Exogenous heat shock cognate protein 70 pretreatment attenuates cardiac and hepatic dysfunction with associated anti-inflammatory responses in experimental septic shock. Shock. 42: 540 - 7

217. Hunt C, Morimoto RI. 1985. Conserved features of eukaryotic hsp70 genes revealed by comparison with the nucleotide sequence of human hsp70. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 82: 6455 -9

218. Hunt CR, Gasser DL, Chaplin DD, Piers JC, Kozak CA. 1993. Chromosomal localization of five murine HSP70 gene family members: Hsp70-1, Hsp70-2, Hsp70-3, Hsp70t and Grp78. Genomics. 16: 193 - 198

219. Iki T, Yoshikawa M, Meshi T, Ishikawa M. 2012. Cyclophilin 40 facilitates HSP90-mediated RISC assembly in plants. EMBO J. 31: 267 - 78

220. Inoue H, Nojima H, Okayama H. 1990. High efficiency transformation of Escherichia coli with plasmids. Gene. 96: 23 - 8

221. Iqbal Kh, del C Alonso A, Chen S, M Chohan O, El-Akkad E. et al. 2005. Tau pathology in Alzheimer disease and other tauopathies. Biochim. Biophys. Acta. 1739: 198 - 210

222. Ish-Horowicz D, Leigh Brown AJ. 1981. Evolution of the 87A and 87C heat-shock loci in Drosophila. Nature. 290: 677 - 82

223. Jaattela M, Wissing D, Kokholm K, Kallunki T, Egeblad M. 1998. HSP70 Exerts its Anti-apoptosic Function Downstream of Caspase-3-like Proteases. EMBO J. 17: 6124 - 34

224. Jaattela M. 1999. Escaping Cell Death: Survival Proteins in Cancer. Exp. Cell Res. 248: 30 -43

225. Jacoby DB and Wensink PC. 1994. Yolk Protein Factor 1 Is a Drosophila Homolog of Ku, the DNA-binding Subunit of a DNA-dependent Protein Kinase from Humans. J. Biol. Chem. 269: 11484 - 91

226. Jantschitsch C, Trautinger F. 2003. Heat shock and UV-B-induced DNA damage and mutagenesis in skin. Photochem. Photobiol. Sci. 2: 899 - 903

227. Jedlicka P, Mortin MA, Wu C. 1997. Multiple functions of Drosophila heat shock transcription factor in vivo. EMBO Journal. 16: 2452 - 62

228. Jeong S, Stein A. 1994. Micrococcal nuclease digestion of nuclei reveals extended nucleosome ladders having anomalous DNA lengths for chromatin assembled on non-replicating plasmids in transfected cells. Nucleic Acids Res. 22: 370 - 5

229. Jin JJ, Kim HD, Maxwell JA, Li L, Fukuchi K. 2008. Toll-like receptor 4-dependent upregulation of cytokines in a transgenic mouse model of Alzheimer's disease. J. Neuroinflammation. 5:23

230. Johnson RN, Kucey BL. 1988. Competitive inhibition of hsp70 expression causes thermosensitivity. Science. 242: 1551 - 54

231. Jonsson T, Atwal JK, Steinberg S, Snaedal J, Jonsson PV et al. 2012. A mutation in APP protects against Alzheimer's disease and age-related cognitive decline. Nature. 488: 96 - 9

232. Jurivich DA, Pachetti C, Qiu L, Welk JF. 1995. Salicylate triggers heat shock factor differently than heat. J. Biol. Chem. 270: 24489 - 95

233. Kakimura J, Kitamura Y, Takata K, Umeki M, Suzuki S, Shibagaki K, Taniguchi T, Nomura Y, Gebicke-Haerter PJ, Smith MA, Perry G, Shimohama S. 2002. Microglial activation and amyloid-beta clearance induced by exogenous heat-shock proteins. FASEB J. 16: 601 - 3

234. Kalosaka K, Chrysanthis G, Rojas-Gill AP, Theodoraki M, Gourzi P et al. 2006. Evaluation of the activities of the medfly and Drosophila hsp70 promoters in vivo in germ-line transformed medflies. InsectMol. Biol. 15: 373 - 82

235. Kalosaka K, Soumaka E, Politis N, Mintzas AC. 2009. Thermotolerance and HSP70 expression in the Mediterranean fruit fly Ceratitis capitata. Journal of Insect Physiology. 55: 568 -573

236. Kamera AR, Pirragliad, Tsuid EW, Rusinekd H, Vallabhajosula S et al. 2015. Periodontal disease associates with higher brain amyloid load in normal elderly. Neurobiol. Aging. 36: 627 -33

237. Kampinga HH, Hageman J, Vos MJ, Kubota H, Tanguay RM et al. 2009. Guidelines for the nomenclature of the human heat shock proteins. Cell Stress Chaperones. 14: 105 - 11

238. Kamradt MC, Chen F, Cryns VL. 2001. The small heat shock protein alpha B-crystallin negatively regulates cytochrome c- and caspase-8-dependent activation of caspase-3 by inhibiting its autoproteolytic maturation. J. Biol. Chem. 276: 16059 - 63

239. Karouna-Renier NK, Zehr JP. 2003. Short-term exposures to chronically toxic copper concentrations induce HSP70 proteins in midge larvae (Chironomus tentans). The Science of the Total Environment. 312: 267 - 272

240. Karpov VL, Preobrazhenskaya OV, Mirzabekov AD. 1984. Chromatin structure of hsp70 genes, activated by heat shock: selective removal of histones from the coding region and their absence from the 5' region. Cell. 36: 423 - 31

241. Kaul SC, Deocaris CC, Wadhwa R. 2007. Three faces of mortalin: a housekeeper, guardian and killer. Exp. Gerontol. 42: 263 - 74

242. Kawazoe Y, Tanabe M, Sasai N, Nagata K, Nakai A. 1999. HSF3 is a major heat shock responsive factor duringchicken embryonic development. Eur. J. Biochem. 265: 688 - 97

243. Kazemi-Esfarjani P, Seymour Benzer. 2000. Genetic Suppression of Polyglutamine Toxicity in Drosophila. Science. 287: 1837 - 1840

244. Kellett M, McKechnie SW. 2005. A cluster of diagnostic Hsp68 amino acid sites that are identified in Drosophila from the melanogaster species group are concentrated around beta-sheet residues involved with substrate binding. Genome. 48: 226 - 33

245. Kepp KP. 2017. Ten Challenges of the Amyloid Hypothesis of Alzheimer's Disease. J. Alz. Disease. 55: 447 - 57

246. Kihara F, Niimi T, Yamashita O, Yaginuma T. Heat shock factor binds to heat shock elements upstream of heat shock protein 70a and Samui genes to confer transcriptional activity in Bombyx mori diapause eggs exposed to 5°C. Insect Biochem Mol Biol. 1(11): 843 - 51

247. Kim D, Ouyang H, Yang SH, Nussenzweig A, Burgman P, Li GC. 1995. A Constitutive Heat Shock Element-binding Factor Is Immunologically Identical to the Ku Autoantigen. J. Biol. Chem. 270: 15277 - 84

248. Kim DS, Lee Y, Hahn Y. 2010. Evidence for bacterial origin of heat shock RNA-1. RNA. 16: 274 - 9

249. Kim S, Willison KR, Horwich AL. 1994. Cystosolic chaperonin subunits have a conserved ATPase domain but diverged polypeptide-binding domains. Trends Biochem. Sci. 19: 543 - 8

250. Kimura MT, Yoshida KM, Goto SG. 1998. Accumulation of Hsp70 mRNA under environmental stresses in diapausing and nondiapausing adults of Drosophila triauraria. J. Insect. Physiol. 44: 1009 - 1015

251. King AM, Toxopeus J, MacRae TH. 2013. Functional differentiation of small heat shock proteins in diapause-destined Artemia embryos. FEBS J. 280: 4761 - 72

252. Kinoshita K, Shinka T, Sato Y, Kurahashi H, Kowa H et al. 2006. Expression analysis of a mouse orthologue of HSFY, a candidate for the azoospermic factor on the human Y chromosome. J. Med. Invest. 53: 117 - 22

253. Knowlton AA, Grenier M, Kirchhoff SR, Salfity M. 2000. Phosphorylation at tyrosine-524 influences nuclear accumulation of HSP72 with heat stress. Am. J. Physiol. Heart. Circ. Physiol. 278:2143 - 9

254. Konstantopoulou I, Nikolaidis N, Scouras ZG. 1998. The hsp70 locus of Drosophila auraria (montium subgroup) is single and contains copies in a conserved arrangement. Chromosoma. 107: 577 - 86

255. Konstantopoulou I, Scouras ZG. 1998. The heat-shock gene hsp83 of Drosophila auraria: genomic organization, nucleotide sequence, and long antiparallel coupled ORFs (LAC ORFs). J. Mol. Evol. 46: 334 - 43

256. Korol A, Rashkovetsky E, Iliadi K, Nevo E. 2006. Drosophila flies in "Evolution Canyon" as a model for incipient sympatric speciation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 103: 18184 - 9

257. Kosano H, Stensgard B, Charlesworth MC, McMahon N, Toft D. 1998. The assembly of progesterone receptor-hsp90 complexes using purified proteins. J. Biol. Chem. 273: 32973 - 9

258. Kostyuchenko M, Savitskaya E, Koryagina E, Melnikova L, Karakozova M, Georgiev P. 2009. Zeste can facilitate long-range enhancer-promoter communication and insulator bypass in Drosophila melanogaster. Chromosoma. 118: 665 - 74

259. Kozak M. 1987. An analysis of 5'-noncoding sequences from 699 vertebrate messenger RNAs. Nucleic Acids Res. 15: 8125 - 48

260. Kozin SA, Cheglakov IB, Ovsepyan AA, Telegin GB, Tsvetkov PO, Lisitsa AV, Makarov AA. 2013. Peripherally applied synthetic peptide isoAsp7-Aß(1-42) triggers cerebral ß-amyloidosis. NeurotoxRes. 24: 370 - 6

261. Krebs RA, Feder ME. 1997. Deleterious consequences of Hsp70 overexpression in Drosophila melanogaster larvae. Cell Stress Chaperones. 2: 60 - 71

262. Krebs RA, Feder ME. 1998. Hsp70 and larval thermotolerance in Drosophila melanogaster: how much is enough and when is more too much? J. Insect. Physiol. 44: 1091 - 101

263. Krebs RA, La Torre V, Loeschcke V, Cavicchi S. 1996. Heat-shock resistance in Drosophila populations: analysis of variation in reciprocal cross progeny. Hereditas. 124: 47 - 55

264. Krebs RA. 1999. A comparison of Hsp70 expression and thermotolerance in adults and larvae of three Drosophila species. Cell Stress Chaperones. 4: 243 - 9

265. Kruger C, Benecke BJ. 1981. In vitro translation of Drosophila heat-shock and non-heat-shock mRNAs in heterologous and homologous cell-free systems. Cell. 23: 595 - 3

266. Kruuv J, Glofcheski D, Cheng KH, Campbell SD, Al-Qysi HM et al. 1983. Factors influencing survival and growth of mammalian cells exposed to hypothermia. I. Effects of temperature and membrane lipid perturbers. J. Cell. Physiol. 115: 179 - 85

267. Ku Z, Yang J, Menon V, Thomason DB. 1995. Decreased Polysomal HSP70 May Slow Polypeptide Elongation During Skeletal Muscle Atrophy. Am. J. Physiol. 268: 1369 - 74

268. Kumar DK, Choi SH, Washicosky KJ, Eimer WA, Tucker S et al. 2016. Amyloid-b peptide protects against microbial infection in mouse and worm models of Alzheimer's disease. Sci. Transl. Med. 8: 340ra72

269. Kumar S, Stokes J 3rd, Singh UP, Scissum Gunn K, Acharya A, Manne U, Mishra M. 2016. Targeting Hsp70: A possible therapy for cancer. Cancer Lett. 374: 156 - 66

270. Kumar Y, Tatu U. 2003. Stress protein flux during recovery from simulated ischemia: Induced heat shock protein 70 confers cytoprotection by suppressing JNK activation and inhibiting apoptotic cell death. Proteomics. 3: 513 - 26

271. Kustanova G, Murashev A, Karpov V, Margulis B, Guzhova IV, Prokhorenko IR, Grachev SV, Evgen'ev MB. 2006. Exogenous heat shock protein 70 mediates sepsis manifestations and decreases the mortality rate in rats. Cell Stress Chaperones. 11: 276 - 86

272. Lakhotia SC, Prasanth KV. 2002. Tissue- and development-specific induction and turnover of hsp70 transcripts from loci 87A and 87C after heat shock and during recovery in Drosophila melanogaster. J. Exp. Biol. 205: 345 - 58

273. Lambowitz AM, Kobayashi GS, Painter A, Medoff G. 1983. Possible relationship of morphogenesis in pathogenic fungus, Histoplasma capsulatum, to heat shock response. Nature. 303:806 - 8

274. Lasagna-Reeves C, Castillo-Carranza D, Guerrero-Muoz M, Jackson G, Kayed R. 2010. Preparation and characterization of neurotoxic tau oligomers. Biochemistry. 49. 10039 - 41

275. Lasunskaia EB, Fridlianskaia II, Guzhova IV, Bozhkov VM, Margulis BA. 1997. Accumulation of Major Stress Protein 70kDa Protects Myeloid and Lymphoid Cells from Death by Apoptosis. Apoptosis. 2: 156 - 63

276. LaTerza A, Papa G, Miceli C, Luporini P. 2001. Divergence between two Antarctic species of the ciliate Euplotes, E. focardii and E. nobilii, in the expression of heat-shock protein 70 genes. Mol. Ecol. 10: 1061 - 7

277. Leak RK. 2014. Heat shock proteins in neurodegenerative disorders and aging. J. Cell Commun. Signal. 8: 293 - 310

278. Lebedeva LA, Nabirochkina EN, Kurshakova MM, Robert F, Krasnov AN et al. 2005. Occupancy of the Drosophila hsp70 promoter by a subset of basal transcription factors diminishes upon transcriptional activation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 102: 18087 - 92

279. Lee AS. 2001. The glucose-regulated proteins: stress induction and clinical applications. Trends Biochem. Sci. 26: 504 - 10

280. Lee C, Li X, Hechmer A, Eisen M, Biggin MD et al. 2008. NELF and GAGA factor are linked to promoter-proximal pausing at many genes in Drosophila. Mol. Cell. Biol. 28: 3290 - 300

281. Lee H, Kraus K, Wolfner M, Lis J. 1992. DNA sequence requirements for generating paused polymerase at the start of hsp70. Genes. Dev. 6: 284 - 5

282. Lee JW, Lee YK, Yuk DY, Choi DY, Ban SB et al. 2014. Neuro-inflammation induced by lipopolysaccharide causes cognitive impairment through enhancement of beta-amyloid Generation. J. Neuroinflammation. 5: 37

283. Lee KH, Jeong J, Yoo CG. 2013. Positive feedback regulation of heat shock protein 70 (Hsp70) is mediated through Toll-like receptor 4-PI3K/Akt-glycogen synthase kinase-3ß pathway. Exp. Cell Res. 319: 88 - 95

284. Lee PS, Lee S, Park C and Choi J. 2006. Expression of heat shock protein and hemoglobin genes in Chironomus tentans (Diptera, chironomidae) larvae exposed to various environmental pollutants: A potential biomarker of freshwater monitoring. Chemosphere. 65: 1074 - 1081

285. Lee SM, Lee SB, Park CH, Choi J. 2006. Expression of heat shock protein and hemoglobin genes in Chironomus tentans (Diptera, chironomidae) larvae exposed to various environmental pollutants: a potential biomarker of freshwater monitoring. Chemosphere. 65: 1074 - 81

286. Lee K, Park JY, Yoo W, Gwag T, Lee JW, Byun MW, Choi I. 2008. Overcoming muscle atrophy in a hibernating mammal despite prolonged disuse in dormancy: proteomic and molecular assessment. J. Cell. Biochem. 104: 642 - 56

287. Lee-Yoon D, Easton D, Murawski M, Burd R, Subjeck JR. 1995. Identification of a Major Subfamily of Large hsp70-like Proteins through the Cloning of the Mammalian 110-kDa Heat Shock Protein. J. Biol. Chem. 270: 15725 - 33

288. Lefevre G. 1976. A photographic representation and interpretation of the polytene chromosomes of Drosophila melanogaster salivary glands, pp. 31-66 in The Genetics and Biology of Drosophila, edited by M. Ashburner and E. Novitski. Academic Press, New-York.

289. Lencioni V, Bernabo P, Cesari M, Rebecchi L and Cesari M. 2013. Thermal stress induces HSP70 proteins synthesis in larvae of the cold stream non-biting midge Diamesa cinerella Meigen. Arch Insect Biochem Physiol. 83: 1 - 14

290. Lerman DN, Feder ME. 2005. Naturally occurring transposable elements disrupt hsp70 promoter function in Drosophila melanogaster. Mol. Biol. Evol. 22: 776 - 783

291. Lerman DN, Michalak P, Helin AB, Bettencourt BR, Feder ME. 2003. Modification of Heat-Shock Gene Expression in Drosophila melanogaster Populations via Transposable Elements. Mol. Biol. Evol. 20: 135 - 144

292. Li D, Duncan RF. 1995. Transient acquired thermotolerance in Drosophila, correlated with rapid degradation of Hsp70 during recovery. Eur. J. Biochem. 231: 454 - 465

293. Li S, Chien S, Branemark PI. 1999. Heat Shock-induced Necrosis and Apoptosis in Osteoblasts. J. Orthop. Res. 17: 891 - 9

294. Librado P, Rozas J. 2009. DnaSP v5: a software for comprehensive analysis of DNA polymorphism data. Bioinformatics. 25: 1451 - 2

295. Lim JK. 1993. In situ hybridization with biotinylated DNA. Dros. Inf. Serv. 72: 73 - 77

296. Lin WR, Wozniak MA, Cooper RJ, Wilcock GK, Itzhaki RF. 2002. Herpesviruses in brain and Alzheimer's disease. J. Pathol. 197: 395 - 402

297. Lindquist S, Craig EA. 1988. The heat-shock proteins. Annu. Rev. Genet. 22: 631 - 77

298. Lindquist S, Kim G. 1996. Heat-shock protein 104 expression is sufficient for thermotolerance in yeast. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 93: 5301 - 6

299. Lindquist S. 1986. The heat-shock response. Annu. Rev. Biochem. 55: 1151 - 91

300. Lis JT, Simon JA, Sutton CA. 1983. New heat shock puffs and beta-galactosidase activity resulting from transformation of Drosophila with an hsp70-lacZ hybrid gene. Cell. 35: 403 - 10

301. Liu D, Brockman JM, Dass B, Hutchins LN, Singh P, McCarrey JR et al. 2006. Systematic variation in mRNA 3'-processing signals during mouse spermatogenesis. Nucleic Acids Res. 35: 234 - 46

302. Loones MT, Rallu M, Mezger V, Morange M. 1997. HSP Gene Expression and HSF2 in Mouse Development. Cell. Mol. Life Science. 53: 179 - 90

303. Lu R, Tan M, Wang H, Xie A, Yu J, Tan L. 2014. Heat Shock Protein 70 in Alzheimer's Disease. Biomed. Res. Int. 2014: 435203

304. Luckow VA. 1993. Baculovirus systems for the expression of human gene products. Curr. Opin. Biotechnol. 4: 564 - 72

305. Lye T.C., Shores E.A. 2000. Traumatic brain injury as a risk factor for Alzheimer's disease: a review. Neuropsychol. Rev. 10: 115 - 29

306. Lyne R, Burns G, Mata J, Penkett CJ, Rustici G et al. 2003. Whole-genome microarrays of fission yeast: characteristics, accuracy, reproducibility, and processing of array data. BMC Genomics. 4: 27

307. Lyons RE, Johnson AM. 1995. Heat shock proteins of Toxoplasma gondii. Parasite Immunol. 17: 353 - 9

308. Magrane J, Smith RC, Walsh K, Querfurth HW. 2004. Heat shock protein 70 participates in the neuroprotective response to intracellularly expressed beta-amyloid in neurons. J. Neurosci. 24: 1700 - 6

309. Makiya Nishikawa, Seiji Takemoto, Yoshinobu Takakura. 2008. Heat shock protein derivatives for delivery of antigens to antigen presenting cells. International Journal of Pharmaceutics. 354: 23 - 27

310. Malmendal A, Overgaard J, Bundy JG, S0rensen JG, Nielsen NC et al. 2006. Metabolomic profiling of heat stress: hardening and recovery of homeostasis in Drosophila. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 291: 205 - 12

311. Malone CD, Hannon GJ. 2009. Small RNAs as guardians of the genome. Cell. 136: 656 -668

312. Mambula SS, Calderwood SK. 2006. Heat shock protein 70 is secreted from tumor cells by nonclassical pathway involving lysosomal endosomes. J. Immunol. 177: 7849 - 57

313. Mambula SS, Stevenson MA, Ogawa K, Calderwood SK. 2007. Mechanisms for Hsp70 secretion: crossing membranes without a leader. Methods. 43: 168 - 75

314. Mandell RB, Feldherr CM. 1990. Identification of two HSP70-related Xenopus oocyte proteins that are capable of recycling across the nuclear envelope. J. Cell. Biol. 111: 1775 - 83

315. Manjili MH, Park J, Facciponte JG, Subjeck JR. 2005. HSP110 induces "danger signals" upon interaction with antigen presenting cells and mouse mammary carcinoma. Immunobiology. 210:295 - 303

316. Manukhov IV et al. 1999. Folding and refolding of thermolabile and thermostable bacterial luciferases: The role of DnaKJ heat-shock proteins. FEBSLett. 448: 265 - 8

317. Marin R, Tanguay RM. 1996. Stage-specific localization of the small heat shock protein Hsp27 during oogenesis in Drosophila melanogaster. Chromosoma. 105: 142 - 9

318. Martinez J, Perez Serrano J, Bernadina WE, Rodriguez-Caabeiro F. 1999. Influence of parasitization by Trichinella spiralis on the levels of heat shock proteins in rat liver and muscle. Parasitology. 118: 201 - 9

319. Maside X, Bartolome C, Charlesworth B. 2002. S-element insertions are associated with the evolution of the Hsp70 genes in Drosophila melanogaster. Curr. Biol. 12: 1686 - 91

320. Mayer MP. 2010. Gymnastics of Molecular Chaperones. Mol. Cell. 39: 321 - 31

321. Maynard JC, Pham T, Zheng T, Jockheck-Clark A, Rankin HB et al. 2010. Gp93, the Drosophila GRP94 ortholog, is required for gut epithelial homeostasis and nutrient assimilationcoupled growth control. Dev. Biol. 339: 295 - 306

322. McAlpine FE, Lee JK, Harms AS, Ruhn KA, Blurton-Jones M. et al. 2009. Inhibition of soluble TNF signaling in a mouse model of Alzheimer's disease prevents pre-plaque amyloid-associated neuropathology. Neurobiol. Dis. 34: 163 - 77

323. McMahon AP, Novak TJ, Britten RJ, and Davidson EH. 1984. Inducible expression of a cloned heat shock fusion gene in sea urchin embryos. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 81: 7490 - 4

324. Meek PD, McKeithan K, Schumock GT. 1998. Economic considerations in Alzheimer's disease. Pharmacotherapy. 18: 68 - 73

325. Mehlen P, Schulze-Osthoff K, Arrigo AP. 1996. Small stress proteins as novel regulators of apoptosis. Heat shock protein 27 blocks Fas/APO-1- and staurosporine-induced cell death. J. Biol. Chem. 271: 16510 - 14

326. Mehta CR, Patel NR. 1997. Exact inference in categorical data. Biometrics. 53: 112 - 117

327. Melnick J, Argon Y. 1995. Molecular Chaperones and the Biosintesis of Antigen Receptors. Immunology Today. 16: 243 - 50

328. Menon V, Thomason DB. 1995. Heat-down Tilt Increases Rat Cardiac Muscle eIF2a Phosphorilation. Am. J. Physiol. 269: 802 - 4

329. Meriin AB, Sherman MY. 2005. Role of molecular chaperones in neurodegenerative disorders. Int. J. Hyperthermia. 21: 403 - 19

330. Michalak P, Minkov I, Helin A, Lerman DN, Bettencourt BR et al. 2001. Genetic evidence for adaptation-driven incipient speciation of Drosophila melanogaster along a microclimatic contrast in "Evolution Canyon," Israel. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. 98: 13195 - 200

331. Michaud MR, Teets NM, Peyton JT, Blobner BM, Denlinger DL. 2011. Heat shock response to hypoxia and its attenuation during recovery in the flesh fly, Sarcophaga crassipalpis. J. Insect. Physiol. 57: 203 - 10

332. Mignone F, Gissi C, Liuni S, Pesole G. 2002. Untranslated regions of mRNAs. Genome Biology. 3: 0004.1 - 0004.10

333. Miller WJ, Nagel A, Bachmann J, Bachmann L. 2000. Evolutionary dynamics of the SGM transposon family in the Drosophila obscura species group. Mol. Biol. Evol. 17: 1597 - 609

334. Millington C, Sonego S, Karunaweera N, Rangel A, Aldrich-Wright JR, Campbell IL, Gyengesi E, Münch G. 2014. Chronic neuroinflammation in Alzheimer's disease: new perspectives on animal models and promising candidate drugs. Biomed. Res. Int. 2014: 309129

335. Milner CM, Campbell RD. 1990. Structure and expression of the three MHC-linked HSP70 genes. Immunogenetics. 32: 242 - 51

336. Milner CM, Campbell RD. 1992. Polymorphic analysis of three MHC-linked HSP70 genes. Immunogenetics. 36: 357 - 362

337. Mirambeau G, Duguet M, Forterre P. 1984. ATP-dependent DNA topoisomerase from the archaebacterium Sulfolobus acidocaldarius. Relaxation of supercoiled DNA at high temperature. J. Mol. Biol. 179: 559 - 63

338. Mirault ME, Southgate R, Delwart E. 1982. Regulation of heat shock genes: a DNA sequence up-stream of Drosphila hsp70 genes is essential for their induction in monkey cells. EMBO J. 1: 1279 - 85

339. Misquitta CM, Iyer VR, Werstiuk ES, Grover AK. 2001. The role of 3'-untranslated region (3' -UTR) mediated mRNA stability in cardiovascular pathophysiology. Molecular and Cellular Biochemistry. 224: 53 - 67

340. Mitchell HK, Petersen NS, Buzin CH. 1985. Self-degradation of heat shock proteins. Proc Nat Acad Sci USA. 82: 4969 - 4973

341. Miyoshi T, Takeuchi A, Siomi H, Siomi MC. 2010. A direct role for Hsp90 in pre-RISC formation in Drosophila. Nat. Struct. Mol. Biol. 17: 1024 - 6

342. Mladenova V, Mladenov E, Russev G. 2009. Organization of Plasmid DNA into Nucleosome-Like Structures after Transfection in Eukaryotic Cells. Biotechnology and Biotechnological Equipment. 23: 1044-1047

343. Monzani PS, Adona PR, Ohashi OM, Meirelles FV, Wheeler MB. 2016. Transgenic bovine as bioreactors: Challenges and perspectives. Bioengineered. 7: 123 - 31

344. Moore AH, Bigbee MJ, Boynton GE, Wakeham CM, Rosenheim HM et al. 2010. Non-Steroidal Anti-Inflammatory Drugs in Alzheimer's Disease and Parkinson's Disease: Reconsidering the Role of Neuroinflammation. Pharmaceuticals. 3: 1812 - 41

345. Morgan RW, Christman MF, Jacobson FS, Storz G, Ames BN. 1986. Hydrogen peroxide-inducible proteins in Salmonella typhimurium overlap with heat shock and other stress proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 83: 8059 - 63

346. Morgan WD, Williams GT, Morimoto RI, Greene J, Kingston RE, Tjian R. 1987. Two Transcriptional Activators, CCAAT-Box-Binding Transcription Factor and Heat Shock Factor, Interact with a Human HSP70 Gene Promoter. Mol. Cell. Biol. 7: 1129 - 38

347. Mori K, Kawahara T, Yoshida H, Yanagi H, Yura T. 1996. Signaling from Endoplasmic Reticulum to Nucleus: Transcription Factor With a Basic-Leucine Zipper Motif Is Required for the Unfolded Protein-response Pathway. Genes Cells. 1: 803 - 17

348. Mori K, Ogawa N, Kawahara T, Yanagi H, Yura T. 1998. Palindrome with Spacer of One Nucleotide Is Characteristic of the cis-Acting Unfolded Protein Response Element in Saccharomyces Cerevisiae. J. Biol. Chem. 273: 9912 - 20

349. Moribe Y, Oka K, Niimi T, Yamashita O, Yaginuma T. 2010. Expression of heat shock protein 70a mRNA in Bombyx mori diapause eggs. J. Insect. Physiol. 56: 1246 - 52

350. Moriguchi S, Han F, Nakagawasai O, Tadano T, Fukunaga K. 2006. Decreased calcium/calmodulin-dependent protein kinase II and protein kinase C activities mediate impairment of hippocampal long-term potentiation in the olfactory bulbectomized mice. J. Neurochem. 97: 22 - 9

351. Morimoto RI. 1998. Regulation of the Heat Shock Transcription Response: Cross Talk Between a Family of HSFs, Molecular chaperones, and negative regulators. Genes Dev. 12: 3788 - 96

352. Morita MT, Tanaka Y, Kodama TS, Kyogoku Y, Yanagi H, Yura T. 1999. Translational Induction of Heat Shock Transcription Factor a-32: Evidence for a Built-in RNA Thermosensor. Genes Dev. 13: 655 - 65

353. Morrow G, Heikkila JJ, Tanguay RM. 2006. Differences in the chaperone-like activities of the four main small heat shock proteins of Drosophila melanogaster. Cell Stress Chaperones. 11: 51 - 60

354. Morrow G, Inaguma Y, Kato K, Tanguay RM. 2000. The small heat shock protein Hsp22 of Drosophila melanogaster is a mitochondrial protein displaying oligomeric organization. J. Biol. Chem. 275: 31204 - 10

355. Mosser DD, Caron AW, Bourged L, Denis-Larose C, Massie B. 1997. Role of the Human Heat Shock Protein HSP70 in Protection Against Stress-Induced Apoptosis. Mol. Cell. Biol. 17: 5317 - 27

356. Mosser DD, Caron AW, Bourget L, Meriin AB, Sherman MY et al. 2000. The chaperone function of hsp70 is required for protection against stress-induced apoptosis. Mol. Cell. Biol. 20: 7146 - 59

357. Muhich ML, Boothroyd JC. 1989. Synthesis of Trypanosome hsp70 mRNA is resistant to disruption of trans-splicing by heat shock. J. Biol. Chem. 264: 7107 - 10

358. Müller UC, Deller T, Korte M. 2017. Not just amyloid: physiological functions of the amyloid precursor protein family. Nat. Rev. Neurosci. 18: 281 - 98

359. Murray JI, Whitfield ML, Trinklein ND, Myers RM, Brown PO, Botstein D. 2004. Diverse and specific gene expression responses to stresses in cultured human cells. Mol. Biol. Cell. 15: 2361 - 74

360. Musiek ES, Holtzman DM. 2015. Three dimensions of the amyloid hypothesis: time, space and 'wingmen'. Nature Neuroscience. 18: 800 - 6

361. Nagata Y, Anan T, Yoshida T, Mizukami T, Taya Y et al. 1999. The Stabilization Mechanism of Mutant-type p53 by Impaired Ubiquitination: the Loss of Wild-type p53 Function and the HSP90 Assotiation. Oncogene. 18: 6037 - 49

362. Nakada J, Matsura T, Okazaki N, Nishida T, Togawa A, Minami Y, Inagaki Y, Ito H, Yamada K, Ishibe Y. 2005. Oral administration of geranylgeranylacetone improves survival rate in a rat endotoxin shock model: administration timing and heat shock protein 70 induction. Shock. 24: 482 - 7

363. Nakai A, Morimoto RI. 1993. Characterization of a novel chicken heat shock transcription factor, heat shock factor 3, suggests a new regulatory pathway. Mol. Cell. Biol. 13: 1983 - 97

364. Nazem A, Sankowski R, Bacher M, Al-Abed Y. 2015. Rodent models of neuroinflammation for Alzheimer's disease. J. Neuroinflammation. 12: 74

365. Nelson RJ, Ziegelhoffer T, Nicolet C, Werner-Washburne M, Craig EA. 1992. The translation machinery and 70 kd heat shock protein cooperate in protein synthesis. Cell. 71: 97 -105

366. Nesterova IV, Bobkova NV, Medvinskaya NI, Samokhin AN, Aleksandrova IY. 2008. Morphofunctional state of neurons in the temporal cortex and hippocampus in relation to the level of spatial memory in rats after ablation of the olfactory bulbs. Neurosc. Behav. Physiol. 38: 349 -53

367. Neumann S, Ziv E, Lantner F, Schechter I. 1993. Regulation of HSP70 gene expression during the life cycle of the parasitic helminthes Schistosoma mansoni. Eur. J. Biochem. 212: 589 -96

368. Neupert W, Hartl FU, Craig EA, Pfanner N. 1990. How do polypeptides cross the mitochondrial membranes? Cell. 63: 447 - 50

369. Ng'oma E et al. 2014. The age related markers lipofuscin and apoptosis show different genetic architecture by QTL mapping in short-lived Nothobranchius fish. Aging (Albany, NY). 6: 468 - 80

370. Nielsen MM, Overgaard J, Sorensen JG, Holmstrup M, Justensen J, Loeschcke V. 2005. Role of HSF activation for resistance to heat, cold and high-temperature knock-down. J. Insect Physiol. 51: 1320 - 9

371. Nikolova-Karakashian MN, Rozenova KA. 2010. Ceramide in stress response. Adv. Exp. Med. Biol. 688: 86 - 108

372. Nishikawa S, Brodsky JL, Nakatsukasa K. 2005. Roles of molecular chaperones in endoplasmic reticulum (ER) quality control and ER-associated degradation (ERAD). Journal of Biochemistry. 137: 551 - 5

373. Nollen EA, Morimoto RI. 2002. Chaperoning signaling pathways: molecular chaperones as stress-sensing 'heat shock' proteins. J. CellSci. 115: 2809 - 16

374. Nowotny K, Jung T, Grune T, Höhn A. 2014. Accumulation of modified proteins and aggregate formation in aging. Exp. Gerontol. 57: 122 - 31

375. Nussenzweig A, Chen C, da Costa Soares V, Sanchez M, Sokol K et al. 1996. Requirement for Ku80 in growth and immunoglobulin V(D)J recombination. Nature. 382: 551 - 5

376. O'Brien T, Wilkins RC, Giardina C, Lis JT. 1995. Distribution of GAGA protein on Drosophila genes in vivo. Genes Dev. 9: 1098 - 1110

377. O'Farrell PH. 1975. High resolution two-dimensional electrophoresis of proteins. J. Biol. Chem. 250: 4007 - 21

378. Oakley H, Cole SL, Logan S, Maus E, Shao P, Craft J, Guillozet-Bongaarts A, Ohno M, Disterhoft J, Van Eldik L, Berry R, Vassar R. 2006. Intraneuronal beta-amyloid aggregates, neurodegeneration, and neuron loss in transgenic mice with five familial Alzheimer's disease mutations: Potential factors in amyloid plaque formation. J. Neurosci. 26: 10129 - 40

379. Ofengeim D, Yuan J. 2013. Regulation of RIP1 kinase signalling at the crossroads of inflammation and cell death. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 14: 727 - 36

380. Olsen I, Singhrao SK. 2015. Can oral infection be a risk factor for Alzheimer's disease? J. Oral Microbiol. 7: 29143

381. Omelina ES, Baricheva EM, Oshchepkov DYu, Merkulova TI. 2011. Analysis and recognition of the GAGA transcription factor binding sites in Drosophila genes. Comp. Biol. Chem. 35: 363 - 70

382. Oppenheim SJ, Baker RH, Simon S, DeSalle R. 2015. We can't all be supermodels: the value of comparative transcriptomics to the study of non-model insects. Insect Mol. Biol. 24: 139 - 54

383. Orosz A, Wisniewski J, Wu C. 1996. Regulation of Drosophila heat shock factor trimerisation: global sequence requirements and independence of nuclear localization. Mol. Cell. Biol. 16: 7018 - 30

384. Ostling P, Björk JK, Roos-Mattjus P, Mezger V, Sistonen L. 2007. Heat shock factor 2 (HSF2) contributes to inducible expression of hsp genes through interplay with HSF1. J. Biol. Chem. 282: 7077 - 86

385. Panchapakesan J, Daglis M, Gatenby P. 1992. Antibodies to 65 kDa and 70 kDa heat shock proteins in rheumatoid arthritis and systemic lupus erythematosus. Immunol. Cell. Biol. 70: 295 -300

386. Pandey MK, Prasad S, Tyagi AK, Deb L, Huang J, Karelia DN, Amin SG, Aggarwal BB. 2016. Targeting Cell Survival Proteins for Cancer Cell Death. Pharmaceuticals (Basel). 9: E11

387. Papadimitriou E, Kritikou D, Mavroidis M, Zacharopoulou A, Mintzas AC. 1998. The heat shock 70 gene family in the Mediterranean fruit fly Ceratitis capitata. Insect Mol. Biol. 7: 279 - 90

388. Park JM, Werner J, Kim JM, Lis JT, Kim YJ. 2001. Mediator, not holoenzyme, is directly recruited to the heat shock promoter by HSF upon heat shock. Mol. Cell. 8: 9 - 19

389. Park KC, Kim DS, Choi HO, Kim KH, Chung JH et al. 2000. Overexpression of HSP70 prevents ultraviolet B-induced apoptosis of a human melanoma cell line. Arch. Dermatol. Res. 292: 482 - 7

390. Parsell DA, Lindquist S. 1993. The function of heat-shock proteins in stress tolerance: degradation and reactivation of damaged proteins. Annu. Rev. Genet. 27: 437 - 96

391. Parsons PA. 1973. Genetics of resistance to environmental stresses in Drosophila populations. Annu. Rev. Genet. 7: 239 - 65

392. Patki JM, Pawar SS. 2013. HSP90: Chaperone-me-not. Pathol. Oncol. Res. 19: 631 - 40

393. Patriarca EJ, Maresca B. 1990. Acquired thermotolerance following heat shock protein synthesis prevents impairment of mitochondrial ATPase activity at elevated temperatures in Saccharomyces cerevisiae. Exp. Cell Res. 190: 57 - 64

394. Patterson JT, Stone WS. 1952. Evolution in the genus Drosophila. New York: The Macmillan Company: 610

395. Pelham HR. 1986. Speculations on the functions of the major heat shock and glucose-regulated proteins. Cell. 46: 959 - 61

396. Peng W, Zhang Y, Zheng M, Cheng H, Zhu W et al. 2010. Cardioprotection by CaMKII-deltaB is mediated by phosphorylation of heat shock factor 1 and subsequent expression of inducible heat shock protein 70. Circ. Res. 106: 102 - 10

397. Peri F, Calabrese V. 2014. Toll-like receptor 4 (TLR4) modulation by synthetic and natural compounds: an update. J. Med. Chem. 57: 3612 - 22