Молекулярные механизмы регуляции экспрессии генов белков теплового шока при адаптации организмов к различным условиям обитания тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, доктор биологических наук Зацепина, Ольга Георгиевна

• Зацепина, Ольга Георгиевна
• доктор биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации доктор биологических наук Зацепина, Ольга Георгиевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ б

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Общая характеристика ответа клеток и организмов на ТТТТ

1.2. Классификация и функции БТШ

1.3. Структура и эволюция генов ТШ

1.4. Регуляция экспрессии генов ТЩ

1.5. Роль белков ТШ в адаптации к условиям внешней среды и эволюции

1.6. Изучение роли БТШ в термальной адаптации на модели Drosophila

1.7. Экспрессия генов при изменении условий окружающей среды

1.8. БТШ в медицине

1.9. Мобильные элементы как возможный фактор эволюции генов ТШ 57 1.9.1. Особенности Р элемента и его использование в инсерционном мутагенезе

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Материалы

2.1.1. Виды ящериц

2.1.2. Линии и виды Drosophila

2.1.3. Штаммы Е. Coli

2.1.4. Клоны бтш 70 D. Melanogaster

2.1.5. Ферменты рестрикции

2.1.6. Олигонуклеотиды для анализа связывания факторов транскрипции с элементами ТШ

2.1.7. Антитела

2.2. Методы

2.2.1. Условия содержания дрозофилы

2.2.2. Условия теплового шока

2.2.3. Определение базальной и индуцируемой термоустойчивости

2.2.4. Включение S-метионинав белки

2.2.5. Подсчёт общего включения 358-метионина в белки

2.2.6. Диск-электрофорез белков с ДДС-Na (по Лэммли)

2.2.7. Двумерный электрофорез белков по О'Фарреллу

2.2.8. Иммуноблоттинг

2.2.9. Иммунопреципитация

2.2.10. Очистка белков методом препаративного электрофореза

2.2.11. Обработка белка модифицированным трипсином для построения пептидных карт

2.2.12. Анализ связывания факторов транскрипции с элементами ТШ

2.2.13. Включение радиоактивной метки в ДНК

2.2.14. Выделение геномной ДНК

2.2.15. Расщепление ДНК рестрицирующими эндонуклеазами

2.2.16. Электрофорез ДНК

2.2.17. Перенос и гибридизация по Саузерну

2.2.18. Определение числа копий гена по Саузерну

2.2.19. Выделение тотальной РНК

2.2.20. Электрофорез РНК

2.2.21. Нозерн-гибридизация

2.2.22. Получение геномных фаговых библиотек

2.2.23. Скрининг фаговых геномных библиотек

2.2.24. Выделение ДНК бактериофага X

2.2.25. Построение рестриктных карт рекомбинантных фагов

2.2.26. Выделение фрагментов ДНК

2.2.27. Клонирование фрагментов ДНК

2.2.28. Трансформация компетентных клеток

2.2.29. Выделение плазмидной ДНК

2.2.30. Модель генетического анализа

2.2.31. Определение фертильности трансгенных мух

2.2.32. Иммунофлуоресцентное окрашивание транскрипционных факторов

2.2.33. ПЦР-анализ

2.2.34. Секвенирование ДНК

2.2.35. Количественный ПЦР-анализ в реальном времени (qRT-PCR)

2.2.36. Статистическая обработка данных

3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. Изучение молекулярных механизмов адаптации у холоднокровных животных из контрастных по температуре обитания экологических ниш

3.1.1. Экспрессия БТШ70 и HSF у ящериц

3.1.2. Исследование комплексов факторов транскрипции с элементами теплового шока

3.2. Синтез БТШ у народов, населяющих пустыни и области с умеренным климатом

3.3. Внутривидовые различия по термоустойчивости на примере

Drosophila melanogaster

3.3.1. Сравнение линий по термоустойчивости

3.3.2. Сравнение уровня-экспрессии БТШ

3.3.3. Анализ геномной ДНК линий ТТ и OR

3.3.4. Анализ синтеза белков при тепловом шоке

3.4. Сравнительный анализ структуры и экспрессии генов бтш70 у видов филады virilis, с различной термальной адаптацией

3.4.1. Изучениетермоустойчивости

3.4.2. Определение индуцируемой термоустойчивости у видов и линий группы virilis

3.4.3. Определение термоустойчивости реципрокных гибридов

D. virilis и D. lummei

3.4.4. Изучение общего белкового синтеза при ТШ у D. virilis и D. lummei

3.4.5. Накопление БТШ70 при тепловом шоке

3.4.6. Определение кинетики индукции мРНК БТШ70 '

3.4.7. Исследование ДНК-связывающей активности HSF

3.4.8. Анализ спектра изоформ БТШ

3.4.9. Изучение паттерна других групп БТШ, индуцируемых тепловым шоком у видов группы virilis

3.4.10. Вклад нмБТШ в термоустойчивость

3.4.11. Анализ структуры кластера генов бтш70 D. virilis и D. lummei

3.4.12. Определение числа копий гена бтш70 у разных линий D. virilis и D. lummei

3.4.13. In situ гибридизация с политенными хромосомами D. virilis и D. lummei

3.4.14. Определение структуры кластера генов бтш70 D. virilis и D. lummei на основе рекомбинантных фагов X 126 3.4.15. Определение нуклеотидной последовательности генов бтш70 и прилежащих участков D. lummei и D. virilis и D. montana

3.5. Роль мобильных элементов в эволюции генов бтш

3.5.1. Получение инсерций конструкции на основе Р элемента в гены бтш!О методом /'-инссрционного мутагенеза

3.5.2. Идентификация инсерций EPgy2 методом Саузерн-блот анализа 137 3.5.3 Точная локализация полученных инсерций EPgy

3.5.4. Влияние инсерций EPgy2 на уровень транскрипции бтш

3.5.5. Анализ синтеза БТШ70 в трансгенных линиях

3.5.6. Анализ инсерций EPgy2, сопровождающихся перестройками геномной ДНК

3.5.7. Базальная и индуцированная термоустойчивость трансгенных линий

3.5.8. Определение плодовитости потомства трансгенных линий 155 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ 15 8 Выводы 172 Список литературы по теме диссертации 174 Список литературы

Список используемых сокращений а. о.

БТШ (HSP)

ДДС-Na кБТШ (HSC) proteins) т.п.о.

Трис (Tris)

HEPES аминокислотных остатков аденоз интриф осфат аденозиндифосфат бляшкообразующая единица бычий сывороточный альбумин белки теплового шока (heat shock proteins) дитиотреитол додецилсульфат натрия конститутивные белки теплового шока (cognate heat shock интерлейкин мобильные элементы пара оснований тысяча пар оснований Трис(гидроксиметил)аминометан тепловой шок фактор некроза опухолей циклоаденозинмонофосфат этилендиаминтетрауксусная кислота эндоплазаматический ретикулум immunoglobulin heavy chain-binding protein glucose-regulated protein constitutive HSE binding factor c-jun N-terminal kinase

N-2-гидроксиэтилпиперазин-М'-2-этилсерная кислота heat shock element heat shock factor mitogen-activated protein kinase

Oregon R

Termotolerance

PCR polymerase chain reaction

SAPK stress-aktivated protein kinase

TAF transcription activation factor

TBP TATA-binding protein

TEMED N,N,N' ,N' -тетраметилэтилендиамид

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярные механизмы регуляции экспрессии генов белков теплового шока при адаптации организмов к различным условиям обитания»

Повышенная температура^ или тепловой шок (ТШ) при воздействии на все известные организмы, от бактерии до человека, активирует гены теплового шока, представляющие собой эффективную защитную систему как на клеточном уровне, так и на уровне целого организма. Гены теплового шока кодируют специфические белки (БТШ). Активация специфических районов хромосом в ответ на воздействие теплового шока впервые была описана на дрозофиле в 1962 году (Ritossa, 1962).

Автор открытия обнаружил и описал появление-активно транскрибирующихся, пуфирующих районов политенных хромосом слюнных желез дрозофилы в ответ на тепловой шок (ТШ). Белки, кодируемые генами ТШ, были описаны существенно позднее - в 1974 году (Tissieres et аГ., 1974).

Гены ТШ и их продукты.сразу стали объектом пристального исследования. Стало понятно, что БТШ индуцируются' не только теплом, но и целым рядом- других повреждающих факторов как физического, так и химического происхождения (высокая температура, радиация, тяжелые металлы, пестициды, гипоксия, повышенная соленость, алкоголь, инфекции и т.д.)

Система генов ТШ очень быстро реагирует на внешний стимул. Быстрая индукция генов ТШ во многом связана с особенностями регуляции их транскрипции (Schirmer, 1996). В 5'-участке регуляторной области всех генов ТШ расположены, определенные последовательности «HSE» (Heat Shock Elements). С этими простыми последовательностями связывается белковый фактор, названный < фактором транскрипции генов ТШ-HSF (Heat Shock Factor), активируемый при стрессе.

Гены ТШ и их продукты высоко консервативны: аминокислотные вариации в кодирующих районах у разных видов весьма незначительны. Наиболее консервативным является ген, кодирующий белок с молекулярной массой 70 кДа (БТШ70). Аминокислотные последовательности у человека и Е. coli гомологичны на 50%, а ряд доменов - на 96% (Schlesinger, 1990). Такой консерватизм БТШ у всех изученных организмов считается свидетельством об исключительно важной роли этих белков в защите клеток от повреждений во время и после стресса (Lidquist, 1986; Feder, Hoffman, 1999).

Основная функция БТШ при стрессе - предотвращение агрегации и восстановление нативной третичной структуры денатурированных белков, концентрация которых резко увеличивается- при повышении температуры. Было показано, что БТШ70 неспецифически взаимодействуют с гидрофобными участками ' денатурированных белков, способствуя восстановлению нормальной вторичной и третичной структуры (Fink, 1999; Hartl, Hayer-Hartl, 2002).

С момента открытия4 БТШ< были подробно исследованыих структура и функции, а также молекулярные механизмы их экспрессии. Вначале, исследования в основном проводили на клеточном уровне. Вопрос об участии БТШ70 в адаптации на уровне целого организма в течение длительного времени оставался малоизученным.

Адаптация организма .к неблагоприятным условиям, обусловливается чрезвычайно широким спектром механизмов. Прежде всего это поведенческие реакции, а также различные физиологические- и молекулярно-биологические механизмы адаптации, выработанные в течение длительной эволюции. Исследования роли БТШ в адаптации организмов к определенным условиям' обитания4 стало возможным после описания в 70-х гг. молекулярно-генетических процессов, вызываемых ТШ. С учетом этих открытий в лаборатории М. Б. Евгеньева были предложены' принципиально* новые подходы изучения механизмов- адаптации- различных организмов к экстремальным условиям обитания.

Основное внимание в исследованиях было сконцентрировано на молекулярных механизмах адаптации организмов и возможной роли БТШ в этом процессе в разных географических популяциях одного и того же вида, а также у близких видов, живущих в условиях, резко отличающихся по средней температуре обитания. Такой подход дает возможность исследовать не только молекулярно-физиологические функции БТШ при стрессе, но и понять их значение в экологии, адаптации и эволюции популяций.

Первые работы такого плана были выполнены в России на различных видах шелкопряда, и на девяти видах ящериц, отличающихся по температуре обитания (Шейнкер и др:, 1987; Ulmasov et al., 1992). В этих исследованиях были обнаружены различия в уровне синтеза БТШ70 у разных видов, в зависимости от температуры района их обитания. Однако в то время было неясно, какие механизмы регуляции экспрессии БТШ лежат в основе этих различий.

Не было известно, имеются ли какие-нибудь различия в ответе на ТШ у теплокровных организмов, тысячелетиями проживавших в контрастных по температурному режиму районах (например, пустыни Средней Азии и северные районы России).

Основным механизмом термоустойчивости у пустынных видов ящериц (Ulmasov et al., 1992) и муравьев (Gehring, Wehner, 1995) является, по-видимому, конститутивный синтез БТШ в нормальных условиях, обусловливающий готовность организма пережить резкий подъем температуры. С другой- стороны, у некоторых организмов, например, у мух рода Drosophila, синтез БТШ70 в норме полностью репрессирован. Было актуально узнать, существует ли взаимосвязь между уровнем индукции БТШ70 и термоустойчивостью у разных видов мух рода Drosophila. Важно было выяснить, какие молекулярные механизмы лежат в, основе вариабельности уровня индукции БТШ70, обеспечивающей адаптацию мух и других организмов.к различным условиям обитания.

Устройство кластера генов 6tmu70 у D. melanogaster хорошо изучено, известна также, и структура промоторной области генов бтш у этого вида. Было интересно провести-сравнительный анализ локуса генов бтш70 у видов Drosophila группы virilis, отделённых от группы melanogaster десятками миллионов лет эволюции. Следовало также выяснить, имеются ли* различия в устройстве кластера генов бтш70 и внутри самой группы virilis, у контрастных по температуре обитания видов, таких как D: virilis и D. lummei. Такого плана исследования могут прояснить пути эволюции и адаптации у родственных видов, обитающих в разных температурных нишах.

В последние десятилетия? накоплено' много фактов, говорящих о важной роли мобильных генетических элементов*(МЭ) в адаптации и эволюции самых разных видов животных. Однако возможный вклад МЭ в адаптацию видов к определенным температурным режимам обитания* не был изучен. Встраивание МЭ в регуляторную область генов бтш может иметь весьма важные последствия, способные повлиять на тонкие механизмы регуляции и эволюции этой важнейшей адаптационной системы. Соответственно, актуальность изучения закономерностей встраивания МЭ' в промоторную область генов бтш, и влияние таких встраиваний на термоустойчивость организмов не вызывает сомнения.

Целью данной работы являлось выявление основных молекулярных механизмов регуляции генов бтш при адаптации организмов к различным условиям обитания.

В ходе работы был поставлен ряд задач:

1. Провести анализ кинетики и уровня синтеза БТШ70 в норме и после ТШ у ящериц, резко различающихся по температуре среды обитания.

2. Выявить молекулярные механизмы регуляции экспрессии БТШ70 у изучаемых модельных видов. В частности изучить: а) число копий генов бтш70 у сравниваемых видов; б) регуляцию транскрипции бтш.

3. На примере первичной культуры фибробластов, полученных из кожи коренных жителей Туркменистана и центральной части России, изучить возможные различия в термоустойчивости у теплокровных.

4. Провести детальное исследование ответа на ТШ на примере рядов видов и линий Drosophila (D. melanogaster, D lummei, D. montana, D texana, D. virilis, D. novamexicana и D. mojavensis), различающихся по температуре экологической ниши обитания. Для этого исследовать: а) базальную и индуцируемую термоустойчивость; б) уровень экспрессии БТШ70; в) паттерн белкового синтеза после ТШ; г) регуляцию транскрипции бтш;

5. Исследовать механизмы эволюции генов бтш70 у группы видов с хорошо изученной филогенией (на примере группы virilis). Для этого изучить: а) строение кластера генов бтш70 у D. virilis и D. lummei; б) клонировать и секвенировать гены бтш70 с фланкирующими последовательностями у изучаемых видов и линий.

6. Оценить вклад других групп БТШ в термоустойчивость организмов.

7. Изучить роль МЭ в адаптации организмов к изменяющимся условиям среды обитания. Для этого на модельной системе исследовать частоту и локализацию внедрения Р элемента в гены бтш70 D. melanogaster, а также описать функциональные последствия таких внедрений.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Зацепина, Ольга Георгиевна

Выводы:

1. Молекулярные механизмы адаптации к условиям обитания значительно различаются у разных организмов и связаны с уровнем. БТШ70 в клетках при нормальных условиях и тепловом шоке: Экспрессия БТШ70* у разных видов может определяться: а) на уровне регуляции транскрипции; б) числом копий гена бтш70\ в) встраиванием в промоторную область генов-бтш 70 мобильных элементов.

2. Основным молекулярным механизмом, обеспечивающим термоустойчивость пустынных видов ящериц, является, повышенная экспрессия БТШ70 при нормальных условиях. У северных видов- при нормальных условиях синтез БТШ70 отсутствует. Уровень БТШ70 у пустынных организмов' претерпевает значительные колебания в течение суток, коррелируя с изменениями температуры окружающей среды и тела животного.

3. Повышенная экспрессия! БТШ70 у термофильных ящериц контролируется на уровне транскрипции и обусловлена присутствием» активной формы HSF, связанной* с промотором в нормальных условиях.

4. На примере культур первичных фибробластов, полученных из кожи коренных жителей Туркменистана и России, впервые выявлены различия в термоустойчивости клеток у теплокровных.

5. На примере видов Drosophila выявлены сложные взаимоотношения, между уровнем синтеза БТШ и термотолерантностью. Показана положительная корреляция между уровнем синтеза БТШ70 и термоустойчивостью у различных географических линий и видов Drosophila группы virilis, однако при сравнении видов, принадлежащих к разным группам рода Drosophila, такой корреляции не наблюдается.

6. Показано наличие индивидуального спектра изоформ БТШ70 у всех изученных линий и видов Drosophila. Показано, что у термоустойчивых видов более интенсивно экспрессируются низкомолекулярные БТШ и БТШ40, по сравнению с термочувствительными, при жестком температурном воздействии.

7. Подробно изучена структура и функционирование системы генов ТШ у нескольких видов Drosophila группы virilis: а) обнаружены различия как в строении самого кластера генов, так и в числе генов бтш70 у видов и линий данной группы. Показано, что линии термофильного южного вида D. virilis имеют больше копий бтш70, чем линии северного филогенетически близкого вида D. lummei, что может иметь адаптивное значение; б) у всех копий генов бтш70 видов группы virilis в 3'-фланкирующей последовательности обнаружен древний МЭ SGM. На основании этих результатов предложена модель, объясняющая адаптивные изменения числа копий генов бтш70 у видов группы virilis.

8. Промоторная область генов бтш70 D. melanogaster имеет особую структуру, которая определяет преимущественное встраивание Р элемента в определенные участки промотора. Показано, что МЭ играют важную роль в функционировании и эволюции генов бтш70 у различных видов рода Drosophila.

Список работ, опубликованных по теме диссертации

1) Lyashko VN, Vikulova VK, Ghernicov VG, Ivanov VI, Ulmasov KA, Zatsepina OG, Evgen'ev MB'. Comparison of the heat shock response in ethnically and ecologically different human populations. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. 91 (26): 12492 - 5.

2) Ульмасов X.A., Зацепина О.Г., Рыбцов C.A., Джумагельдыев Б.Т., Евгеньев М.Б. Некоторые аспекты состояния компонентов системы теплового шока у ящериц различных экологических ниш: Известия АН. Серия биологическая. 1997. 2: 133 -44.

3) Ulmasov KA, Zatsepina OG, Molodtsov VB, Evgen'ev MB. Natural body temperature and kinetics of heat-shock protein synthesis in the toad-headed agamid lizard Phrynocephalus interscapularis. Amphibia-Reptilia. 1999. 20: 1 -9.

4) Zatsepina OG, Ulmasov KA, Beresten SF, Molodtsov VB, Rybtsov SA, Evgen'ev MB. Thermotolerant desert lizards characteristically differ in terms of heat-shock system regulation. J. Exp. Biol. 2000:203 (6): 1017-25.

5) Zatsepina OG, Velikodvorskaia VV, Molodtsov VB, Garbuz D, Lerman DN, Bettencourt BR, Feder ME and: Evgenev MB. A Drosophila melanogaster strain from sub-equatorial:>Africa has exceptional thermotolerance but decreased Hsp70 expression. The J*. Exp. Biol. 2001.204: 1869-81.

6) Молодцов В. Б., Великодворская,В. В., Гарбуз Д. Г, Зацепина О. Г., Евгеньев М. Б. Анализ экспрессии белков теплового шока и терморезистентной линии Drosophila melanogaster. Известия Академии наук, Серия биологическая, 2001. 5: 522s-32.

7) Гарбуз Д. Г., Молодцов В. Б., Велнкодворская В. В., Зацепина О: Г., Евгеньев М. Б. Эволюция ответа на тепловой шок внутри рода Drosophila. Генетика, 2002. 38 (8): 1097 -109.

8) Garbuz DG, Zatsepina OG, Feder ME, Evgen'ev MB. Evolution of termotolerance and-the heat-shock response: evidence from inter/intra specific comparison and interspecific hybridization in the Drosophila virilis species group. I/ Thermal phenotype. J: Exp. Bioh 2003. 206: 2399-408.

9) Michael B. Evgen'ev, Martin E. Feder, David Garbuz, Daniel Lerman, Vera Velikodvorskaia and Olga G. Zatsepina. Evolution of Thermotolerance and Heat-Shock Response in the virilis Species Group of Drosophila. Biology International. 2004. 46: 49-51.

10) Evgenev MB; Zatsepina OG, Garbuz DG, Lerman. DN, Velikodvorskaia W, Zelentsova ES, Feder ME. Evolution-and arrangement of the hsp70 gene cluster in two closely related species of the virilis group of Drosophila. Chromosoma. 2004. 113 (5): 223 - 32.

11) Zatsepina OG, Garbuz DG, Shilova V, Karavanov AA, Tornatore P, Evgen'ev MB. Use of surface-enhanced! laser desorption ionization - time-of-flight to identify heat shock protein 70 isoforms in closely related species of the virilis group of Drosophila. Cell Stress and Chaperones. 2005. 10 (1): 12-6.

12) Евгеньев M. Б., Гарбуз Д. Г., Зацепина О. Г. Белки теплового шока: функции и роль в адаптации к гипертермии. Онтогенез. 2005. 36 (4): 267 - 75.

13) Шилова В. Ю:, Гарбуз Д. Г., Евгеньев М. Б., Зацепина О. Г. Низкомолекулярные белки теплового шока и адаптация к гипертермии у видов Drosophila. Молекулярная4 биология. 2006. 40 (2): 271-6.

14) Victoria Y. Shilova, David G. Garbuz, Elena N. Myasniankina, Bing Chen, Michael B. Evgen'ev, Martin E. Feder, and' Olga G. Zatsepina. Remarkable Site Specificity of- Local Transposition into the hsp70 Promoter of Drosophila melanogaster. Genetics. 2006: 173: 809 -20.

15) Evgen'ev M. B, Garbuz D. G., Shilova V.Y. and Zatsepina O. G. Molecular mechanisms underlying thermal adaptation of xeric animals. J. Biosci. 2007. 32 (3): 489 - 99:

16)' Sawateeva-Popova E, Popov A, Grossman A, Nikitina E, Medvedeva A, Peresleni A, Korochkin L, Мое JG, Davidowitz E, Pyatkov K, Myasnyankina E, Zatsepina O, Schostak N, Zelentsova E, Evgen'ev M. Pathogenic chaperone-like RNA induces congophilic aggregates and facilitates neurodegeneration in Drosophila. Cell Stress Chaperones. 2007. 12 (1): 9- 19.

17) Шилова В. Ю,. Гарбуз Д. Г, Мяснянкина Е. Н.,. Евгеньев М. Б,. Зеленцова Е. С, Зацепина О. Г. Качественный и количественный анализ транспозиций генетической конструкции' на основе Р элемента в область генов бтш70 Drosophila melanogaster. Генетика, 2007.43 (12): 1333 - 43.

18) Bing Chen, V. Yu. Shilova, О. G. Zatsepina, M. B. Evgen'ev, M: E. Feder. Location of P element insertions in the proximal promoter region of Hsp70A is consequential for gene expression and fecundity in Drosophila melanogaster. Cell Stress Chaperones. 2008. 13 (1): 11 -7.

19) - Гарбуз Д-L Г, Юшенова И.А.,: Евгеньев? Mi Б;, Зацепина О. Г. Сравнительный анализ; структуры кластера генов hsp70 у видов Drosophila группы virilis. Молекулярная биология. 2009. 43 (1): 44-52. '

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Зацепина, Ольга Георгиевна, 2009 год

1. Васильева-Л: А., Ратнер В. А., Бубенщикова Е. В; Стрессовая; индукция транспозиций ретротранспозонов дрозофилы: реальность явления, характерные особенности и.возможная роль в быстрой эволюции. Генетика. 1997. Т. 33, №8, С. 1083 -10931

2. Гусев Н. Б., Богачева Н. В., Марстон С. Б. Структурами свойства малых белков теплового шока (sHsp)-и их взаимодействие с белками цитоскелета. Биохимия. 2002. Т. 67. №5, С. 613-623.

3. Гужова И: В., Новоселов С. С., Маргулис Б. А. Шаперон HSP70 и перспективы:его использования в противоопухолевоттерапии: Цитология. 2005.Л1 3. С. 187 199. .

4. Евгеньев М: Б., Мнджоян Е. И., Зеленцова:Е. С., Шостаю Н; Г., Лёзин;Г. Т., Великодворская: В;. В., Полуэктова Е. В. Мобильные; элементы» и видообразование. Молекулярная биология. 1998. Т. 32. № 1, С. 184 192.

5. Коваленко Е.И., Власкин П.А., Каневский Л.М., Стрельникова Ю.И., Сапожников А.М- Влияние белков теплового шока 70 кДа на продукцию у интерферона натуральными киллерами человека. ДАН; 2006. Т. 406, №1, С. 121 124.

6. Лозовская Е. Р., Евгеньев М. Б. Тепловой шок у дрозофилы и регуляция активности генома. Молекулярная биология. 1984. Т. 20. С. 142 185.

7. Т. Маниатис, Э. Фрич, Дж. Сэмбрук. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование. М., «Мир», 1984. С. 480;

8. Маргулис Б.А., Гужова И.В. Белки стресса в эукариотической клетке. Цитология, 2000. Т. 42. №4, С. 323 342.

9. Ульмасов X. А., Каррыева Б. Ч., Караев К. Стрессовые белки и адаптация. Ашхабад, «Ылым», 1993. С. 212.

10. Ульмасов X. А., Овезмухаммедов А., Караев К. К., Евгеньев М. Б. Молекулярные механизмы адаптации к гипертермии у высших организмов. III. Индукция белков теплового шока у двух видов лейшманий. Молекулярная биология. 1988. Т. 22. № 6. С. 1583 1589.

11. Черлин В. А., Музыченко И. В. Термобиология сетчатой ящурки ушастой и песчаной круглоголовок летом в Восточных Каракумах. Зоол. журнал. 1983. Т.62. С. 897-908.

12. Фаддеев М. А. Элементарная обработка результатов эксперимента: Учебное пособие. Изд-во Нижегородского госуниверситета, 2002. С. 108.

13. Хлебодарова,Т. М: Как клетки защищаются от стресса? Генетика, 2002, Т. 38. N4, С. 437-452.

14. Abravaya K., Myers, M.P., Murphy, S.P. and Morimoto, R.I. The human heat shock protein hsp70 interacts with HSF, the transcription factor that regulates heat shock gene expression. Genes Dev., 1992, 6: 1153 1164.

15. Agam KM, Levy S, and Ben-Ami HC. et al. Metabolic stress reversibly activates the Drosophila light-sensitive channels TRP and TRPL in vivo. J Neurosci. 2000. 20: 57485755.

16. Akerfelt M, Trouillet D, Mezger V, Sistonen L. Heat shock factors at a crossroad between stress and development. Ann N Y Acad Sci. 2007. 1113: 15-27.

17. Ali A., Bharadwaj, S., О'Carroll,R. and Ovsenek,N. Hsp90 interacts with and regulates the activity of heat shock factor 1 in Xenpous oocytes. Mol. Cell. Biol., 1998. 18: 4949-4960.

18. Amin J, Ananthan J, Voellmy R. Key features of Heat Shock Regulatory Elements. Molecular and Cell Biology, 1988. 8, 9: 3761 -3769.

19. Amin J, R. Nestril, P. Schiller, M. Dreano, R. Voellmy. Organization of the Drosophila melanogaster hsplQ regulation unit. Mol. Cell. Biol., 1987. 7, 3: 1055 1062.

20. Aminetzach Y. Т., J. M* Macpherson and <D. A. Petrov, Pesticide resistance via transposition-mediated adaptive gene truncation in Drosophila. Science. 2005. 309: 764 767.

21. Ananthan J, Goldberg AL, Voellmy R. Abnormal proteins serve as eukaryotic stress signals and trigger the activation of heat shock genes. Science. 1986. 232, 4749: 522 -4.

22. Angus DC, Wax RS. Epidemiology of sepsis: an update. Crit Care Med. 200 V. 29: 109-16.

23. Anxolabehere D. P transposable element in Drosophila melanogaster: horizontal, transfer. С R Seances Soc Biol Fil. 1992. 186, 6: 641 55.

24. Arhipova I.R., Lyubomirskaya N.V., Ilyin Y.V. Drosophila retrotransposones. 1995// Austin, Texas: R.G. Landes company. 134.

25. Arrigo A, Mehlen P et al., Small Stress Proteins as Novel Negative1 Regulators of Programmed Cell Death. In: Molecular chaperones and heat shock response. Cold» Spring Harbor, New York, 1998:21.

26. Arthur AL, Weeks AR, Sgro CM: Investigating latitudinal clines for life history and stress resistance traits in Drosophila simulans from eastern*Australia. J Evol'Bioll 2008. 6: 1470-9:

27. Asea A, Rehli M, Kabingu E, Boch JA, Bare O, Auron PE, Stevenson MA, Calderwood SK. Novel signal transduction pathway utilized by extracellular HSP70: role of toll-like receptor.(TLR) 2 and TLR4. J Biol Chem. 2002. 277. 17: 15028 34.

28. Ayme A., Tissieres.A. Locus 67B of Drosophila melanogaster contains seven, not four, closely related heat shock genes. EMBOJ., 1985, 4 (11): 2949 2954.

29. Bahn YS, Geunes-Boyer S, Heitman, J. ,Ssk2 mitogen-activated protein kinase kinase kinase governs divergent patterns of the stress-activated Hogl signaling pathway in Cryptococcus neoformans. Eukaryot Cell. 2007. 6 (12): 2278 89.

30. Bailey J.A., G. Liu and E.E. Eichler. An Alu transposition model for the origin and expansion of human segmental duplications. American Journal of Human-Genetics, 2003. 73: 823 834.

31. Balakrishnan K., A. De Maio. hsp70 binds it's own messenger RNA as part of gene expression self-limiting mechanism. Cell stress&.Chaperones. 2006, V. 11 (1): 44 50.

32. Becker J., and E. A. Craig. Heat-shock proteins as molecular chaperones. European Journal of Biochemistry. 1994.219: 11-23.

33. Becker T, Hartl F., and Wieland F. CD40, an extracellular receptor for binding and uptake of Hsp70-peptide complexes. The Journal of Cell Biology, 2002, 158 (7): 1277 -1285.

34. Beckmann Richard P., Lovett Michelle, William J. Welch. Examining the Function and Regulation of HSP70 in Cell Subjected to Metabolic Stress. The Journal of Cellular Biology, 1992. T. 117. №6. P. 1137-1150.'

35. Belikov S. V., Karpov V. L. Mapping Protein-DNA Interaction with CIS-DDP: Chromatine Structure of Promoter Region-of D. melanogaster HSP70 Gene. Biochem. Mol. Biol. Int., 1996, 38 (5): 997 1002.

36. Bellen H., C. J. O'Kane, C. Wilson, U. Grossniklaus, R.K. Pearson, W.J. Gehring. P-element mediated enhancer, detection: a versatile method* to study development in Drosophila. Genes Dev. 1989. V. 3 P. 1288 1300.

37. Benedict M. Q., Cockburn A. F., Seawright J. A. The Hsp70 heat-shock gene family of the mosquito Anopheles albimanus. Insect. Mol. Biol., 1993, 2 (2): 93 102.

38. Benedict M. Q., Levine B: J., Ke Z. X., Cockburn A. F,, Seawright J. A. Precise limitation of concerted evolution to ORFs in mosquito Hsp82 genes. Insect. Mol. Biol., 1996, 5 (1): 73-79.

39. Bettencourt B. R., I. Kim A., A. Hoffmann and M. E. Feder, Response to natural and laboratory selection at the Drosophila hsp70 genes. Evolution. 20026. v56: 1796 1801.

40. Bettencourt B.R., and M.E. Feder. Rapid concerted evolution via gene conversion at the Drosophila hsp70 genes. Journal of Molecular Evolution. 2002a. V54: 569 586.

41. Bettencourt BR; Feder ME. Hsp70 duplication? in the Drosophila melanogaster species group: how and when did two become five? Mol Biol Evol., 2001. T. 18. V. 7. P. 1272-1282.

42. Bienz M., H.Pelham. heat shock regulatory elements function as an inducible enhancern in the Xenopus hsplQ gene and when linked,to a heterologous promoter. Cell. 1986. V. 45 P.4 753-760.

43. Binganr P.Ml, Kidwell M.G., Rubin G.M: The molecular basis of P-M hibrid dysgenesis: the role of the P-element, P-strain specific transposon family. Cell. 1982. V. 29. P. 995 -1004.

44. Birch-Machin I, Gao S, Huen D, McGirr R, White RA, Russell S. Genomic analysis of heat-shock factor targets in Drosophila. Genome Biol. 2005; 6 (7): R63.

45. Bogwitz M! R., H. Chung L. Magoc, S. Rigby, W. Wong et al, Cypl2a4 confers lufenuron resistance in a natural population of Drosophila melanogaster. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2005. 102: 12807 12812.

46. Bonisch C, Temme C, Moritz B, Wahle E. Degradation of hsp70 and other mRNAs in Drosophila via the 5' 3' pathway and its regulation by heat shock. J Biol Chem. 2007. 282 (30): 21818-28.

47. Bonner J. J., Berninger M., Pardue M. L. Transcription of polytene chromosomes and of the mitochondrial genome in Drosophila melanogaster. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol., 1978, 42 (2): 803 814.

48. Bonner J. J., Pardue M. L. Polytene chromosome puffing and in situ hybridization measure different aspects ofRNA metabolism. Cell, 1977, 12 (1): 227 234.

49. Boutanaev A. M:, A. I. Kalmykova, Y. Y. Shevelyou and D. I. Nurminsky, 2002 Large clusters of co-expressed genes in the Drosophila genome. Nature. 420: 666 669.

50. Brennecke T, Gellner K, Bosch TC. The lack of a stress response in Hydra oligactis is due to reduced hsp70 mRNA stability. Eur J Biochem. 1998. 255 (3): 703 9.

51. Bucheton. A., Busseau I., Teninges D. I elements in Drosophila melanogaster. Mobie DNAII; 2002, P. 796 812.

52. Buckley BA, Gracey AY, Somero GN. The cellular response to heat stress in. the goby Gillichthys mirabilis: a cDNA microarray and protein-level analysis. J Exp Biol. 2006; 209:2660-2677.

53. Buckley В A, Hofmann GE. Magnitude and, duration of thermal stress determine kinetics of hsp gene regulation in the goby Gillichthys mirabilis. Physiol Biochem Zool. 2004. 77(4): 570-81.

54. Buckley BA, Hofmann GE. Thermal acclimation changes DNA-binding activity of heat shock factor 1F (HSF1) in the goby Gillichthys mirabilis: implications for plasticity in the heat-shock response in natural populations J Exp Biol. 2002. (Pt 20): 3231 40.

55. Buckley BA, Owen ME, Hofmann GE.Adjusting the thermostat: the threshold induction temperature for the heat-shock response in intertidab mussels (genus Mytilus) changes as a function of thermal history. J Exp Biol. 200Г. 204 (Pt 20): 3571 9.

56. Buckley BA, Place SP, Hofmann GE. Regulation of heat shock genes in isolated hepatocytes from an Antarctic fish, Trematomus bernacchii. J Exp Biol. 2004. 207 (Pt 21): 3649-56.

57. Bush KT, Goldberg AL, Nigam SK. Proteasome inhibition leads to a heat-shock response, induction of endoplasmic reticulum chaperones, and thermotolerance. J. Biol Chem. 1997. V. 272 (14) P. 9086 92.

58. Busseau I.A., Pelisson A., Bucheton A. I elements of Drosophila melanogaster generate specific chromosomal rearrangements during transposition. Mol. Gen. Genet., 1989. V. 218 (2) Ft 222-228.

59. Carver JA, Guerreiro N, Nicholls KA, Truscott RJ. On the interaction of alpha-crystallin with unfolded proteins. Biochim. Biophys. Acta. 1995; 1252: 251 -260.

60. Causton HC, Ren B, Koh SS, Harbison CT, Kanin E, Jennings EG, Lee TI, True HL, Lander ES, Young RA. Remodeling of yeast genome expression in response to environmental changes. Mol Biol Cell. 2001. 12 (2): 323 37.

61. Cervera Ji Induction of self-tolerance and; enhanced stress protein synthesis invL-132 cells by cadmium chloride andiby hyperthermia. CellBiolTnt Rep;, 1985. V.9 (2);P^ 131 — 41. ■

62. Chen Q, Ma E, Behar KL, Xu T, Haddad GG. Role of trehalose phosphate synthase in anoxia tolerance and development in Drosophila melanogaster!I J. Biol;, Chem., 2002. T.277. V.5; P.3274 3279.

63. Chomczynski P; and® Sacchi N. Single-step? method of RNA isolation! by acid guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform extraction; Anal; Biochem. 1987. 162; 156 159.

64. Clos J; Rabindran S, Wisniewski J, Wu C. Induction temperature of human heat shock factor is reprogrammed in a Drosophila cell environment. 1: Nature; 1999; 364 (6434): 252-5.

65. Corvelo R Evolutionary Dynamics of the SGM-like Insertion5. Sequences; and Phylogenetic analyses om gypsy retrotransposon, in Drosophila virilis. Universidade:de Evora: Curso de Biologia (Cientifico). 2004. P. 46.

66. Cotto J. J., Morimoto R. I. Stress-induced activation* of the heat-shock response: cell and molecular biology of heat-shock factors. Biochem Soc Symp. 1999, 64: 105 118:

67. Coveny Angela M.,1 Tammy Dray 1,2 and Gregory B. Gloor. The Effect: of Heterologous Insertions on Gene Conversion in Mitotically Dividing Cells- in Drosophila melanogaster. Genetics. 2002. V. 161, P. 249 258:

68. Cowen< LE, Lindquist S. Hsp90 potentiates the rapid, evolution of new traits: drug resistance in diverse fungi. Science. 2005. 309 (5744): 2185 9.

69. Graig CR, Fink JL, Yagi Y, Ip YT, Cagan RL A Drosophila p38> orthologue is required-for-environmental stress responses. EMBO Rep. 2004. 5 (11): 1058-63.

70. Cunningham CN, Krukenberg KA, Agard DA.Intra- andintcrmonomer interactions are required to- synergistically facilitate ATP'hydrolysis in Hsp90. J Biol Chem. 2008. 283 (30): 21170-8.

71. Daborn P.1 J., J. L. Yen, Mi R. Bbgwitz, G. Le Goff, E. Feil«. A single P450 allele associated with insecticide resistance in Drosophila. Science. 2002. 297: 2253 2256.

72. Delmas F., Trocheris V., Murat J.-C. Expression of stress proteins in cultured HT29 human cell-line; a model'for studing. environmental aggression. Int. J. Biochem. Cell Biol., 1995. V. 27 P: 385-39k

73. Diamant S., Eliahu-N., Rosenthal D., Goloubinoff P. Chemical chaperones regulate molecular chaperones in1 vitro and .in cells under combined salt and heat stresses. J. Biol. Chem., 2001, 276 (43): 39586 39591.

74. Ditzel L, Lowe J, Stock D, Stetter K, Huber H, Huber R and Steinbacher S. Crystall Structure of the thermosome, the Archaeal chaperonin and homolog of GCT. Cell, 1998, 93: 125 138.

75. Duncan. R. F., Cavener D. R., Qu-.S. Heat Shock Effects on Phosphorilation of Protein Sintesis Initiation Factor Proteins eIF4E and eIF2-alpha in Drosophila. Biochemistry, 1995, 34 (9): 2985-2997.

76. Dix DJ. Hsp70 expression and function during gametogenesis. Cell Stress Chaperones. 1997. V.2 (2), P. 73 7.

77. Dragon E, Sias S, Kato E, Gabe J. The genome of Trypanosoma cruzi containes a constitutively expressed, tandemly arranged multicopy gene homologous to a major heat shock protein. Mol Cell. Bioh, 1978, 7 (3): 1271 1275.

78. Dreher D., Vargas J.R., Hochstrasser D., Junod A.F. Effects of oxidative stress andл i

79. Ca antagonists on molecular chaperones in human umbilical vein endothelial cells. Electrophoresis. 1995*. V. 16 (7) P. 1205 14.

80. Drnevich JM, Reedy MM, Ruedi EA, Rodriguez-Zas S and Hughes KA. Quantitative evolutionary genomics: differential gene expression and male reproductive success mDrosophila melanogaster. Proc. R. Soc. Lond. B. 2004: 2267 2273.

81. Duncan RF. Inhibition of Hsp90 function delays and impairs recovery from heat shock. FEBS J. 2005. 272 (20): 5244 56.

82. Ekengren S, Hultmark D.A family of Turandot-related genes in the humoral stress response of Drosophila. Biochem Biophys Res Commun. 2001. 284 (4): 998 1003.

83. Evgen'ev M. В., Kolchinski A., Levin A., Preobrazhenskaya A.L., Sarkisova E. Heat-shock DNA homology in distantly related species of Drosophila. Chromosoma, 1978: 68 (4): 357-365.

84. Evgen'ev M., Levin A., Lozovskaya E. The analysis of a temperature-sensitive (ts) mutation influencing the expression of heat shock-inducible genes in Drosophila melanogaster. Mol. Gen. Genet., 1979. 176 (2): 275 280.

85. Fan CY. Mechanisms for regulation of hsplO function by hsp40f Cell stress&Chaperones. 2003. 8 (4): 309 316.

86. Farkas G. Chromatin organization and transcriptional control of gene expression in Drosophila. Gene. 2003. T.253. P. 117 136.

87. Feder M. E. and Hofmann G. E. Heat-Shock Proteins, Molecular Chaperones, and the Stress Response, Evolutionary and Ecological Phisiology. Annual-Review of Physiology. 1999. T. 61. P. 243-282.

88. Feder M. Necrotic fruit: a novel model system for thermal ecologists. J. Therm. Biol:, 1997.22(1): 1-9.

89. Feder ME, Blair N, Figueras H. Natural thermal stress and heat-shock protein expression in Drosophila Xarvae and pupae. Funct. Ecol. 1997. 11: 90 100.

90. Feder ME, Hofmann GE. Heat-shock proteins, molecular chaperones, and the stress response: evolutionary and ecological physiology. Annu Rev Physiol. 1999; 61: 243 82.

91. Feder ME, Hofmann GE. 1998. Evolutionary and ecological physiology of heat-shock proteins and the heat-shock response: a comprehensive bibliography. http://www.annurev.org/sup/material.htm.

92. Fernandes M, Xiao H, Lis JT. Fine structure analyses of the Drosophila and Saccharomyces heat shock factor-heat shock element interactions. Nucleic Acids Res. 1994. 22: 167-73., ' 186

93. Fernando P, Heikkila JJ. :Eunctional characterization of Xenopus small heat shock protein; Hsp3 ОС: the carboxvl end is required for stability and chaperone activity. Cell Stress Chaperones. 2000 (2): 148 -59:

94. Fink A.L. Chaperone-mediated protein folding. Physiol. Rev., 1999: 79:425-449.

95. FlajnikM. F., Canel C., Kramer J., Kasahara M. Which came first, MHC class I or class II? Immunogenetics, 1991, 33 (5 6): 295 - 300.

96. Fornace AJ Jr, Alamo-1 Jr, Hollander MG, Lamoreaux E. Ubiquitin mRNA is a major stress-induced transcript in mammalian cells. Nucleic Acids Res. 1989; 17 (3): 1215 -30.

97. Freeman BG, Myers MP, Schumacher. R; Morimoto RI Identification? of a regulatory motif in Hsp70 that affects ATPase activity, substrate binding and interaction with HDJ-1. EMBO J; 1995. 14 (10): 228T-92.

98. Freeman BG, Yamamoto KR. Disassembly of transcriptional; regulatory complexes; by molecular chaperones. Science. 2002. 296 (5576): 2232 35;

99. Frydman Judith; Folding of newly translated proteins in vivo: the role of molecular chaperones; Annu: Rev. Biochem, 2001. T. 70. P: 603 649 ■

100. Fujikake N, Nagai Y, Popiel; НА, Капо Hj. Yamaguchi M-.TodatT-. Alternative splicing^ regulates the transcriptional activity of Drosophila heat shock transcription; factor in response to heat/cold stress. FEBS Lett. 2005. 579 (17): 3842 8:

101. Gabai V.L., Sherma M.Y. Molecular biology of thermoregulation: interplay between? molecular chaperones, and signaling- pathways in survival of heat: shock. J: Appl. Physiol; 2002: 92: 1743 1748;

102. Garland, T; Adolph;, S. Why riot to Do Two-Species Comparative:, studies: Limitations on Inferring Adaptation. Physiological Zoology. 1994, 67 (4), 797 828.

103. Gasch AP, Spellman PT, Kao CM, Carmel-Harel O, Eisen MB, Storz G, Botstein D, Brown PO.Genomic expression programs in the response of yeast cells to environmental changes. Mol Biol Cell. 2000 (12): 4241 57.

104. Gebauer Mathias, Matthias Zeiner and Ulrich Gehring. Interference between proteins Hap46 and Нор/рбО, which bind to different domains of the molecular chaperone hsplO/hsclO. Mol. Cell. Biol., 1998, 18 (11): 6238 -6244.

105. Gellner K, Praetzel G, Bosch TC. Cloning and expression of a heat-inducible hsp70 gene in two species of Hydra which differ in their stress response. Eur J Biochem: 1992. 210(3): 683-91.

106. Georgel P.T. Chromatin potentiation» of the hsplO promoter is linked to GAGA-factor recruitment. Biochem.Cell Biol., 2005: Vol. 83", p. 555 565:

107. Georgiev GP.Mobile genetic elements in animal cells and- their biological significance. Eur J Biochem. 1984. 145 (2): 203 20.

108. Gilmour D. S., G. H: Thomas and S. C. Elgin. Drosophila nuclear proteins bind'to regions of alternating С and T residues in gene promoters. Science. 1989. 245: 1487 ~ 1490.

109. Girardot F, Monnier V, Tricoire H. Genome wide analysis of common and specific stress responses in adult drosophila'melanogaster. BMC Genomics. 2004; 5 (1): 74.

110. Glass D, Ramona I. Polvere and Lex H. T. Van der Ploeg. Conserved sequences and Transcription'of the hsp70 gene family w. Trypanosoma brucei. Mol. Cell: Biol.,.1986, 6 (12): 4657-4666. '

111. Gloor Gregory В., Jessica Moretti, Joanne Mouyall and* Katherine J. Keeler2Distinct P-Element Excision Products in Somatic and Germline Cells of Drosophila melanogaster Genetics. 2000. V. 155, P. 1821 1830.

112. Golovnin A, Georgieva S, Hovhannisyan H, Barseguyan K, Georgiev P. P element-mediated duplications- of genomic regions in Drosophila melanogaster. Chromosoma. 2002. V. Ill (2), P. 126- 138.

113. Gong W. J., and K. G. Golic Genomic deletions of the Drosphila melanogaster HsplO genes. Genetics. 2004. 168: 1467 1476.

114. Gray N.K. and.Wickens M. Control of translation initiation in animals. Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 1998, 14: 399 458.

115. Gross SR, Kinzy TG. Translation elongation factor 1A is essential for regulation of the actin cytoskeleton and cell morphology.Nat Struct Mol Biol. 2005. (9): 772 8.

116. GuettoucheT, Boellmann F, Lane WS, Voellmy R. Analysis of phosphorylation of human heat shock factor L in cells experiencing a stress. BMC Biochem. 2005. 6: 4.

117. Guzhova I, Kislyakova K, Moskaliova O, Fridlanskaya I, Tytell M, Cheetham M, Margulis B. In vitro studies show that Hsp70 can be released by glia and that exogenous Hsp70 can enhance neuronal stress tolerance. Brain Res. 2001; 914 (1-2): 66 73.

118. Hahn JS, Hu Z, Thiele DJ; Iyer VR: Genome-Wide Analysis of the Biology of Stress Responses through Heat Shock Transcription Factor. Mol Cell Biol. 2004; V. 24 (12) P. 5249 5256.

119. Han G. M., Lin H., Head' M.", Jin M., Blank M., Goodman' R. Application of magnetic field-induced heat shock protein 70 for presurgical cytoprotection. J. Cell. Biochem. 1998,71:577-583.

120. Harbison* ST, Chang S, Kamdar KP, Mackay TF. Quantitative genomics of starvation stress resistance in Drosophila. Genome Biol. 2005. 6 (4): R36.

121. Hardie RC; Raghu P. Visual transduction in Drosophila. Nature: 2001. 413 (6852): 186-93.

122. Harris SF, Shiau AK, Agard DA. The crystal structure of the carboxy-terminal dimerization domain of htpG, the Escherichia coli Hsp90, reveals a potential substrate binding site. Structure. 2004. (6): 1087 97.

123. Hart C., Zhao K., Laemmli U. The scs' boundary element: characterization of boundary element-associated'factors. Mol. Cell. Biol., 1997, 17: 999 1009.

124. Hartl D.L., Lohe A.R., Lozovskaya E.R. Regulation of the transposable element mariner. Genetica. 1997. V. 100, P. 177 184.

125. Hartl F.U. (1996) Molecular chaperones in cellular protein folding. Nature, 381: 571 -579.

126. Hartl FU, Hayer-Hartl M. Molecular chaperones in the cytosol: from nascent chain to folded protein. Science. 2002. 295 (5561): 1852 8.

127. Hartl D.L., Losovskaya E.R. Factors contributing to the hybrid dysgenesis syndrome in Drosophila virilisll Genet Res., 1998. V. 71, P. 109 117.

128. Heat Shock: from Bacteria to Man. 1982. Editors Schlesinger M J et al\ New York, Cold Spring Harbor Lab 440

129. Heino R., Lumme J. Inheritance of cold ,shock tolerance in hybrids of Drosophilatvirilis and Drosophila lummei. Genetica, 1989, 79: 17 — 25.

130. Hernandez G, Vazquez-Pianzola P, Sierra JM, Rivera-Pomar R. Internal ribosome entry site drives cap-independent translation of reaper and heat shock protein 70 mRNAs in Drosophila embryos: RNA.,2004; 10: 1783 1797.

131. Heschl* M. F., Baillie D. L. Characterization* of the hsp70 multigenc family of Caenorhabditis elegans. DNA, 1989;' 8 (4): 233 243.

132. Heschl M. F., Baillie, D. L. The. HSP70- multigene family of Caenorhabditis elegans. Comp; Biochem. Physiol. B:, 1990; 96 (4): 633 637.

133. Hoffmann'AA, Weeks AR*. Climatic selection.on genes and traits after a 100 year-old invasion: a critical look at the temperate-tropical;clines in Drosophila melanogaster from eastern Australia. Genetica. 2007. 129 (2): 133 47.

134. Hofmann- GE, Buckley BA, Airaksinen S, Keen JE, Somero^ GN. Heat-shock protein- expression is absent, in the antarctic fish Trematomus bernacchii (family Nototheniidae). J'Exp'Biol: 2000; (PU 5): 2331-9:

135. Holmgren R., Livak K., Morimoto R. L, Frend R., Meselson M: Studies of cloned, sequences from four Drosophila heat shock loci. Cell*. 1979. 18: 1359 1370.

136. HoltsS. E. Function Requirement of p23 and HSP90 in Telomerase Complexes. Genes and Development. 1999. T. 13.V.7. P. 817 826. .

137. Hong Y, Rogers R,. Matunis M;. Mayhew С Goodson M, Park-Sarge О and Sarge K. Regulation of heat shock transcription factor 1 by stress-induced SUMO-1 modification. J. Biol. Chem., 2001. 276 (43): 40263 -40267.

138. Huisinga KL, Pugh BF.A genome-wide housekeeping role for TFIID and a highly regulated stress-related role for SAGA in, Saccharomyces cerevisiae. Mol Cell. 2004. 13 (4): 573 85.

139. Hunt C. R., Gasser D. L., Chaplin D. D., Piers J. C., Kozak C. A. Chromosomal localization of five murine HSP70 gene family members: Hsp70-1, Hsp70-2, Hsp70-3, Hsp70t and Grp78. Genomics. 1993. 16: 193 198.

140. Hunt C., Morimoto R. I. Conserved features of eukaryotic hsp70 genes revealed by comparison with the nucleotide sequence of human hsp70. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1985. 82(19): 6455-6459.

141. Ingolia T. D., Craig E. A. Four small Drosophila heat shock proteins are related to each other and to mammalian alpha-crystallin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1982. 79 (7): 2360 -2364.

142. Ish-Horowicz D., Leigh Brown A. J. Evolution of the 87A and'87C heat-shock loci in Drosophila. Nature. 1981. 290 (5808): 677 682.

143. Jensen LT, Nielsen MM, Loeschcke V. New candidate genes for heat resistance in Drosophila melanogaster are regulated by HSF. Cell Stress Chaperones. 2008. (2): 177 82.

144. Johnson R. N., Kucey B. L. Competitive inhibition of hsp70 expression causes thermosensitivity. Science. 1988. 242: 1551 1554.

145. Kapitonov V. V., and J. Jurka Molecular paleontology of transposable elements in the Drosophila melanogaster genome. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2003. 100: 6569 6574.

146. Karpov V. L., 0.! V. Preobrazhenskaya and A. D. Mirzabekov. Chromatin structure of hsplO genes, activated by heat shock: selective removal of histones from the coding region and their absence from the 5' region. Cell. 1984. 36: 423 431.

147. Kazazian H.H. Mobile elements: Drivers of genome evolution. Science 2004. 303: 1626-1632.

148. Kellett M, McKechnie SW. A cluster of diagnostic Hsp68 amino acid sites that'are identified in Drosophila from the melanogaster species group are concentrated around beta-sheet residues involved with substrate binding.Genome. 2005. 48 (2): 226 33.

149. Kidwell M. G. The evolutionary history of the P family of transposable elements. J. Heredity. 1994. V. 85. P. 339 346.

150. Kidwell M. G., Damon R. Lisch Transposable elements as sources of genomic variation, in Mobile DNAII, edited by N.L. Craig et. al., 2002. ASM Press, Washington.

151. Kim D. A Constitutive Heat Shock Element-binding Factor Is Immunologically Identical to the Ku Autoantigen. The Journal of Biological Chemistry. 1995. 270, 25: 15277 -15284.

152. Kim S, Nollen EA, Kitagawa K, Bindokas VP, Morimoto RI Polyglutamine protein aggregates are dynamic. Nat Cell Biol. 2002. (10): 826-31.

153. King V, Tower J. Aging-specific expression of Drosophila hsp22. Dev Biol. 1999. 207:107- 118.

154. Knowlton AA,.Grenier M, Kirchhoff SR, Salfity M. Phosphorylation at tyrosine-524 influences nuclear accumulation of HSP72 with heat stress. Am. J. Physiol. Heart. Circ. Physiol., 2000. 278 (6): H2143 2149.

155. Konstantopoulou I, Nikolaidis N, Scouras ZG. The hsplO locus of Drosophila auraria (montium subgroup) is single and contains copies in a conserved arrangement. Chromosoma. 1998. T. 107. V.8. P. 577-586.

156. Konstantopoulou I, Scouras ZG The heat-shock gene hsp83 of Drosophila auraria: genomic organization, nucleotide sequence, and long antiparallel coupled ORFs (LAC ORFs). J Mol Evol. 1998. 46 (3): 334 43.

157. Kosano, H., Stensgard, В., Charlesworth, M. C., McMahon, N. and Toft, D. The assembly of progesterone receptor-hsp90 complexes using purified proteins. J. Biol. Chem. 1998.273, 32973 -32979.

158. Krebs RA, Feder ME .Deleterious consequences of Hsp70 overexpression in Drosophila melanogaster larvae. Cell Stress Chaperones. 1997; 2 (1): 60-71.

159. Krebs RA, Feder ME. Hsp70 and larval thermotolerance in Drosophila melanogaster: how much is enough and when is more too much? J Insect Physiol. 1998; 44 (11): 1091-1101.

160. Krebs RA, La Torre V, Loeschcke V, Cavicchi S.Heat-shock resistance in Drosophila populations: analysis of variation in reciprocal cross progeny. Hereditas. 1996. 124 (1): 47-55.

161. Krebs RA, Loeschcke V. A genetic analysis of the relationship between life-history variation and heat-shock tolerance in Drosophila buzzatii. Heredity. 1999; 83 (Pt 1): 46 53.

162. Krebs RA, Loeschcke V. Response to environmental change: genetic variation and fitness in Drosophila buzzatii(following temperature stress. EXS. 1994. 68: 309 -21.

163. Krebs RA. A comparison of Hsp70 expression and thermotolerance in adults and larvae of three Drosophila species. Cell Stress Chaperones. 1999; 4 (4): 243 9.

164. Kruger С., Benecke B. J. In vitro translation of Drosophila heat-shock and non-heat-shock mRNAs ^ heterologous and homologous cell-free systems. Cell. 1981. 23 (2): 595 -603.

165. Kvitek DJ, Will JL, Gasch AP. Variations in stress sensitivity and genomic expression in diverse S. cerevisiae isolates. PLoS Genet. 2008; 4 (10): el000223.

166. Latchman DS. Heat shock proteins and cardiac protection. Cardiovasc Res. 2001 Sep; 51 (4): 637-46.

167. Lee H., Kraus K., Wolfner M., Lis J. DNA sequence requirements for generating paused polymerase at the start of hsp70. Genes. Dev., 1992, 6 (2): 284 295.

168. Lepore DA, Knight KR, Anderson RL, Morrison WA.Role of priming stresses and Hsp70 in protection from ischemia-reperfusion injury in cardiac and skeletal muscle. Cell Stress Chaperones. 2001; 6 (2): 93 6.

169. Lerman D.N., and M.E. Feder. Naturally occurring transposable elements disrupt hsplO promoter function in Drosophila melanogaster. Molecular Biology and Evolution. 2005.22: 776-783.

170. Lerman Daniel' N., Payvel Michalak. Amanda; B:- Helin, Brian R. Bettencourt, Martini E. Feder; Modification? of Heat-Shock,. Gene: Expression; in Drosophila melanogaster Populations'via?Transposable Elements. Mol. Biol. Evol., 2003. 20 (1): 135 144.

171. Lewis . Alan P I. and John F. Y. Brookfield Movement of Drosophila melanogaster transposable elements, other than P elements in a P-M hybrid dysgenic cross. Molecular and GeneraKGenetics, 1987. ¥. 2085(3) P: 506 510:

172. Li GG. Heat, shock; proteins:, role in thermotolerance,, drug- resistance, and relationship to DNA,topoisomerases;.NGI Monogn 1987; (4): 99 1031

173. Li F, Mao^HP; RuchalskiiKL, Wang YH; Ghoy W, Schwartz JH; BorkamSG. Heat stress prevents:mitochondrial* injuryim ATP-depleted«renal?epithelial';cells. Am J'PhysioLGelU Physiol. 2002. 283: C917 C926.

174. Lindquist S, Kim G. Heat-shock protein 104 expression is sufficient; for thermotolerance in yeast. Proc. Natl. Acad. Sci; USA. 1996. T. 93. P. 5301?- 5306:

175. Lindquist S: The.heat-shock response. Annu. Rev. Biochem. 1986. T. 55. P. 11511191.

176. Lindquist S., Craige E. A. A heat shock proteins. Ann. Rev. Genet., 1988. 22: 631 -667.

177. Loones M. Т., Rallu M., Mezger V. Morange M. HSP Gene Expression and HSF2 in Mouse Development: Cell. Mol: Life Science. 1997. 53 (2): 179 190.

178. Lopez-Maury L, Marguerat S, Bahler J.Tuning gene expression to changing; environments:: from rapid responses to evolutionary adaptation. Nat Rev Genet; 2008: Aug;9(8): 583 -93.

179. Lori A. and Wassarman D.Localizing transcription factors on chromatin by immunofluorescence . Methods. 2002. V 26, P. 3 9.

180. Losovskaya E.R., Scheinker V.S., Evgen'ev M.B. A hybrid dysgenesis syndrome in Drosophila virilis. Genetics. 1990. V. 126 P: 619 623.

181. Lyne R, Burns G, Mata J, Penkett CJ, Rustici G, Chen D, Langford C, Vetrie D, Bahler J. Whole-genome microarrays of fission yeast: characteristics, accuracy, reproducibility, and processing of array data. BMC Genomics. 2003. 10; 4 (1): 27.

182. Mahecha A, Hales BF, Robaire B. Expression of stress response genes in germ cells during spermatogenesis . Biol Reprod. 2001; 65 (1): 119 27.

183. Marchler G, Wu C. Modulation of Drosophila heat shock transcription factor activity by the molecular chaperone DROJ1. EMBO J., 2001. V. 20 (3) P: 499 509.

184. Marcillat O, Zhang Y, Davies KJA. Oxidative and non-oxidative mechanisms in the inactivation of cardiac mitochondrial electron transport chain components by doxorubicin. Biochem J. 1989; 259: 181- 189.

185. Margulis B, Kinev A, Guzhova I. Chaperones in neurodegenerative pathologies: Therapeutic prospects. Heat Shock Proteins in Biology and Medicine. 2006. ISBN: 81-3080105-1. Editors: J.Radons and G. Multhoff.

186. Marin R, Tanguay RM.Stage-specific localization of the smalbheat shock protein Hsp27 during oogenesis in Drosophila melanogaster. Chromosoma. 1996;105 (3): 142 9.

187. Marsano, R. M., R. Caizzi, R. Moschetti and N. Junakovic, 2005 Evidence for a functional interaction between the Baril transposable element and the cytochrome P450 cypl2a4 gene in Drosophila melanogaster. Gene. 357: 122 128.

188. Maside X, Bartolome C, Charlesworth B. S-element insertions are associated with the evolution.of the HsplO genes in Drosophila melanogaster. Curr. Biol., 2002. T. 12. V.19. P. 1686-1691.

189. McGarry, T. J. and Lindquist, S. The preferential translation of Drosophila hsplO mRNA requires sequences in the untranslated leader. Cell. 1985. 42, 903 -911.

190. Mehlen P., Schulze-Osthoff K., Arrigo A.P. Small stress proteins as novel regulators of apoptosis. Heat shock protein 27 blocks Fas/APO-1- and staurosporine-induced cell death. J Biol Chem. 1996. 271 (28): 16510 16514.

191. Menon V., Thomason D, B. Heat-down Tilt Increases Rat Cardiac Muscle eIF2a Phosphorilation. American Journal of Physiology, 1995, 269 (3): 802 804.

192. Mercier PA, Foksa J, Ovsenek N, Westwood J Xenopus heat shock factor 1 is at.nuclear protein before heat stress. J Biol Chem. 1997; 272 (22): 14147-51.

193. Mercier PA, Winegarden NA, Weslwood JT. Human heat shock factor 1 is predominantly a nuclear protein before and. after heat stress. J Cell Sci. 1999; 112 (Pt 16): 2765-74.

194. Michaud S, Marin R, Westwood JT, Tanguay RM. Cell-specific expression and heat-shock induction* of Hsps during spermatogenesis in Drosophila melanogaster. J Cell. Sci. 1997. 110 (Pt 17): 1989 -97.

195. Michaud'S, Tanguay RM.' Expression of the Hsp23 chaperone during- Drosophila embryogenesis: association to distinct neural and glial lineages. BMC Dev Biol. 2003. 3: 9.

196. Miller WJ, Nagel A, Bachmann J, Bachmann L. Evolutionary dynamics of the SGM transposon family in the Drosophila obscura species group. Mol. Biol. Evol. 2000: V. 17. № 11. P. 1597-1609.

197. Milner С. M., Campbell R. D. Polymorphic analysis of three MHG-linked HSP70 genes. Immunogenetics. 1992. 36 (6): 357 -362.

198. Milner С. M., Campbell R. D. Structure and expression of the three MHC-linked HSP70 genes. Immunogenetics. 1990: 32 (4): 242-251'.

199. Morimoto Richard, Tissieres Alfred, Georgopoulos Costa. The Stress Response, Function of the Proteins, and Perspectives. Stress Proteins, in Biology and. Medicine. Cold Spring Harbor.Laboratory Press. 1990. P. 1 32.

200. Morrow G, Heikkila JJ, Tanguay RM: Differences in the chaperone-like activities of the four main small heat shock proteins of Drosophila melanogaster. Cell. Stress Chaperones. 2006V. 11 (1) P. 51 60:

201. Morrow G, Inaguma Y, Kato K, Tanguay RM. The small heat shock protein Hsp22 of Drosophila melanogaster is a mitochondrial protein displaying oligomeric organization. J Biol Chem. 2000. 275: 31204-31210.

202. Morrow G, Samson M, Michaud S, Tanguay RM. Overexpression of the small mitochondrial Hsp22 extends Drosophila life span and increases resistance to oxidative stress. FASEB J. 2004. 18: 598 599.

203. Morrow G, Tanguay RM.Heat shocks proteins and aging in Drosophila melanogaster. Semin CellDev Biol. 2003. 14: 291 -299.

204. Muhich M and. Boothroyd J. Synthesis of Trypanosome hsp70 mRNA is resistant to disruption offrww-splicing by heat shock. J. Biol. Chem., 1989. 264 (13): 7107-7110.

205. Murray JI, Whitfield ML, Trinklein ND; Myers RM, Brown PO, Botstein D. Diverse and specific gene expression1 responses to stresses in cultured human cells. Mol Biol Cell. 2004; 15 (5): 2361 -74.

206. Nacheva, G. A., D. Y. Guschin; О. V. Preobrazhenskaya; V. L. Karpov, К. K. Ebralidze. Change in the pattern of histone binding to DNA upon transcriptional activation. Cell. 1989. 58:27-36.

207. Nakai, M.Tanabe. HSF4, a new member of the human Heat Shock Factor family which lacks properties of a transcriptional activator. Molecular and cellular biology. 1997. №1. P. 469-481.

208. Nassif N W.R. Engels DNA homology requirements for mitotic gap repair in Drosophila. Proc. Nati. Acad. Sci. USA. 1993. Vol. 90, pp. 1262 1266.

209. Nassif N, J. Penney, S. Pal, W.R. Engels and G.B. Gloor. Efficient Copying of Nonhomologous Sequences from Ectopic Sites via P-Element-Induced Gap Repair. Mol and Cell Biol., 1994. V. 14 (3), P. 1613 1625.

210. Nelson R. John, Thomas Ziegelhoffer, Charies Nicolet, Margaret Werner-Washburne, and Elizabeth A. Craig. The Translation Machinery and 70kd'Heat Shock Protein Cooperate in Protein Synthesis. Cell, 1992, 71: 97 105.

211. Neupert Walter, Franz-Ulrich Hartl, Elizabeth A. Craig, and Nikolaus Pfanner. How Do Polypeptides Cross the Mitochondrial Membranes? Cell. 1990. 63: 447 450.

212. Nielsen* MM; Sorensen JG, Kruhoffer M, Justesen J, Loeschcke V. Ph'ototransduction genes are up-regulated in a global gene expression study of Drosophila melanogaster selected for heat resistance. Cell Stress Chaperones. 2006; 11 (4): 325 33.

213. Nollen EA, Morimoto RI. Chaperoning signaling pathways: molecular chaperones as stress-sensing 'heat shock' proteins. J Cell Sci. 2002; 115 (Pt 14): 2809 16.250.»Novoselova TV, Margulis BA, Novoselov SS, Sapozhnikov AM, van der Spuy J,V

214. Cheetham ME, Guzhova IV.Treatment with'extracellular HSP70/HSC70-protein can reduce polyglutamine toxicity and aggregation. JNeurochem. 2005; 94 (3): 597 606.

215. О'Hare, K., and G. M. Rubin, 1983 Structures of P-Transposable Elements and Their Sites of Insertion and Excision in the Drosophila melanogaster Genome. Cel. 34: 25-35.

216. O'Brien Т., R. C. Wilkins, C. Giardina and J>. T. Lis, 1995. Distribution of GAGA protein on Drosophila genes in vivo. Genes & Dev. 9: 1098 1110.

217. O'Farrell P.H. High resolution two-dimentional electrophoresis of proteins. J. Biol. Chem., 1975.'250: 4007-4021.

218. Ohno A., Miller E., Fraek M;, Rucker S., Beck F.-x., Thurau K. Ketoconazole inhibits organic osmolyte efflux and induces heat shock proteins in rat renal medulla1. Kidney Intern. 1996. 50: SI 10-SI 18.

219. Ostling P, Bjork JK, Roos-Mattjus P, Mezger V, Sistonen L. Heat shock factor 2 (HSF2) contributes to inducible expression of hsp genes through interplay with HSF 1 J Biol Chem. 2007. Mar 9; 282 (10): 7077 86.

220. Panjwani N, Popova L, and. Srivastava P. Heat Shock Proteins gp96 and hsp70 Activate the Release of Nitric Oxide by APCs. The Journal of Immunology. 2002: 2997 -3003.

221. Papaconstantinou M, Wu Y, Pretorius HN, Singh N, Gianfelice G, Tanguay RM, Campos AR, Bedard PA. Menin is a regulator of the stress response in Drosophila melanogaster. Mol Cell Biol. 2005; 25 (22): 9960 72.

222. Parsell D. A., Kowal A. S., Singer M. A., Lindquist S. Protein disaggregation mediated by heat-shock protein Hspl04. Nature. 1994. 372: 475 478.

223. Parsell DA, Kowal AS, Lindquist S. Saccharomyces cerevisiae Hspl04 protein. Purification and characterization of ATP-induced structural changes. J Biol Chem. 1994; 269 (6): 4480 -7.

224. Parsell DA, Lindquist S. The function of heat-shock proteins in stress tolerance: degradation and,reactivation of damaged proteins. Annu Rev Genet. 1993. b27: 437 96.

225. Patriarka E. J*., Maresca B. Acquired thermotolerance following hsp synthesis prevents, impairment in mithohondria ATP-ase activity at elevated temperatures- in Saccharomyces cerevisiae. Exp. Cell. Res., 1990. 190: 57 64.

226. Patterson, J. Т., Stone, W. S. Evolution in the genus Drosophila. New York: The Macmillan'Company. 1952. P. 610.

227. Pedra JH, Mclntyre LM, Scharf ME, Pittendrigh BR. Genome-wide transcription profile of field- and1 laboratory-selected dichlorodiphenyltrichloroethane (DDT)-resistant Drosophila. Proc Natl'Acad Sci USA. 2004. May 4; 101 (18): 7034 9.

228. Petesch SJ, Lis JT.Rapid, transcription-independent loss of nucleosomes over a large chromatin domain at Hsp70 loci. Cell. 2008; 134 (1): 74 84'.

229. Petricorena ZL, Somero GN Biochemical* adaptations of notothenioid fishes: comparisons between cold temperate South American and New Zealand species and Antarctic species. Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 2007; 147 (3): 799 807.

230. Petrov D., Schutzman J., Hartl D., Losovskaya E.R. Diverse transposable elements are mobilized in hybrid dysgenesis in Drosophila virilis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92 P. 8050-54.

231. Pile Lori A. and David A. Wassarman Localizing transcription factors on chromatin by immunofluorescence. Methods. 2002. V. 26, P. 3 9.

232. Pinsker W, Haring E, Hagemann S, Miller WJ. The evolutionary life history of P transposons: from horizontal invaders to domesticated neogenes. Chromosoma. 2001. 110 (3): 148-58.

233. Place P, Mackenzie L. Zippay, and. Hofrnann G Constitutive roles for inducible genes: evidence for the alteration in expression of the inducible hsp70 gene in Antarctic notothenioid fishes. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 2004. 287: p429 436.

234. Place SP, Hofmann GE. Comparison of Hsc70 orthologs from polar and temperate notothenioid fishes: differences in prevention of aggregation and refolding of denatured proteins. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 2005. May; 288 (5): R1195 202.

235. Podrabsky J E, Somero G N. An inducible 70 kDa-class heat shock protein is constitutively expressed during early development and diapause in the annual killifish Austrofundulus limnaeus. Cell Stress Chaperones. 2007; 12 (3): 199-204.

236. Podrabsky J E, Somero G N. Changes in gene expression associated- with acclimation to constant temperatures and fluctuating daily temperatures in an annual killifish Austrofundulus limnaeus. J Exp Biol 2004. 207 2237-2254.

237. Podrabsky JE, Lopez JP, Fan TW, Higashi R, Somero GN. Extreme anoxia tolerance in embryos of the annual killifish Austrofundulus limnaeus: insights from a metabolomics analysis. J Exp Biol. 2007; 210 (Pt 13): 2253 66.

238. Portner HO, Peck L, Somero G. Thermal limits and adaptation in marine Antarctic ectotherms: an integrative view. Philos Trans R Soc Lond В Biol Sci. 2007;362 (1488): 2233 -58.

239. Prodromou C., Roe S. M., O'Brien R., Ladbury J. E., Piper P. W., Pearl L. H. Identification and structural characterization of the ATP/ADP-binding site in the Hsp90 molecular chaperone. Cell. 1997. 90 (1): 65 75.

240. Queitsch C, Sangster ТА, Lindquist S. Hsp90 as a capacitor of phenotypic variation Nature. 2002. Jun 6; 417 (6889): 618 24.

241. Quesneville H, Anxolabehere D. A simulation of P element horizontal transfer in Drosophila. Genetica. 1997. 100 (1 -3): 295-307.

242. Rabindran К Sridhar, Haroun J Raymond, Clos Joachim, Wisnievski Jan. Regulation of Heat Shock Factor trimer formaion: role of the conserved leucine zipper. Science. 1993. T. 259. P. 230 234.

243. Raboy B, Sharon G, Parag HA, Shochat Y, Kulka RG. Effect of stress on protein degradation: role of the ubiquitin system. Acta Biol Hung. 1991; 42 (1 3): 3 - 20.

244. Radons J, Multhoff G. Immunostimulatory functions of membrane-bound and exported heat shock protein 70. Exerc Immunol Rev. 2005. 11: 17-33.

245. Riehle MM, Bennett AF, Long AD. Changes in gene expression following high-teinperature adaptation in experimentally evolved populations of E. coli. Physiol Biochem Zool. 2005; 78 (3): 299-315.

246. Rinehart J P, Hayward S A, Elnitsky M A, Sandro L H, Lee R E Jr, Denlinger D L. Continuous up-regulation of heat shock proteins in larvae, but not adults, of a polar insect; PNAS. 2006. 38. 14223 14227.

247. Rio D.C. P Transposable Elements in Drosophila melanogaste. Mobile DNA II. 2002. chapter 21. PP484 518.

248. Ritossa F. A new puffing pattern induced by heat shock and DNP in Drosophila. Experientia. 1962. 18: 571-573.

249. Rubin D. M., Mehta A. D., Zhu J., Shoham S., Chen X., Wells Q. R., Palter К. B. Genomic structure and sequence analysis of Drosophila melanogaster HSC70 genes. Gene, 1993, 128(2): 155- 163

250. Rubin DM; Mehta AD, Zhu J, Shoham S, Chen X, Wells QR, Palter KB. Genomic structure and sequence analysis, of Drosophila melanogaster HSC70 genes. Gene. 1993. T. 128. V.2.P. 155- 163.

251. Russnak RH, Candido EP. Locus encoding a family of small heat shock genes in Caenorhabditis elegans: two genes duplicated to form a 3.8-kilobase inverted repeat. Mol. Cell. Biol., 1985. T.5. V.6. P. 1268 1278.

252. Rutherford, S. L. and Lindquist, S. Hsp90 as a capacitor for morphological evolution. Nature. 1998. 396, 336 342.

253. Salter-Cid L., Kasahara M., Flajnik M. F. Hsp70 genes are linked to the Xenopus major histocompatibility complex. Immunogenetics. 1994. 39 (1): 1 -7.

254. Sambrook J, Frisch EF, Maniatis T. 1989. Molecular cloning. A laboratory manual. N. Y.: Cold Spring Harbor Press.

255. Sanchez Y, Parsell DA, Taulien J, Vogel JL, Craig EA, Lindquist S. Genetic evidence for a functional relationship between Hspl04 and Hsp70. J Bacteriol., 1993. V. 175 (20) P. 6484-6491.

256. Sanchez Y., Taulien J., K. A. Borkovich and S. Linquist. Hspl04 is required for tolerance to many forms of stress. The EMBO journal. 1992. 11 (6): 2357 2364.

257. Sangster ТА, Salathia N, Lee HN, Watanabe E, Schellenberg K, Morneau K, Wang H, Undurraga S, Queitsch C, Lindquist S. HSP90-buffered genetic variation is common in Arabidopsis thaliana. Proc Natl Acad Sci USA. 2008. Feb 26; 105 (8): 2969 74.

258. Sangster ТА, Salathia N, Undurraga S, Milo R, Schellenberg K, Lindquist S, Queitsch C. HSP90 affects the expression of genetic variation and developmental stability in quantitative traits. Proc Natl Acad Sci USA. 2008. Feb 26; 105 (8): 2963 8.

259. Sapozhnikov AM, Gusarova GA, Ponomarev ED, Telford WG. Translocation of cytoplasmic HSP70 onto the surface of EL-4 cells during apoptosis. Cell Prolif. 2002;35 (4): 193-206.

260. Sato K, Torimoto Y, Tamura Y, Shindo M, Shinzaki H, Hirai H and Kohgo Y. Immunotherapy using heat-shock protein preparations of leukemia cells after syngeneic bone marrow transplantation in mice. Blood. 2001. 98 (6): 1852 1857.

261. Sato, S., Fujita, N. and Tsuruo, T. Modulation of Akt kinase activity by binding to Hsp90j Proc Natl Acad Sci USA. 2000; 97 (20): 10832 7.

262. Schirmer EC, Glover JR, Singer MA, Lindquist S. HSPlOO/Clp proteins: a common mechanism explains diverse functions. Trends Biochem Sci. 1996. 21 (8) P. 289 -296.

263. Schlenke, T. A., and D. J. Begun. Strong selective sweep associated with a transposon insertion in Drosophila simulans./Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2004. 101: 1626 1631.

264. Schlesinger. Heat shock proteins. J Biol Chem. 1990; 265 (21): 12111 4.

265. Segal R, Ron EZ. Regulation and organization of the groE and dnaK operons in Eubacteria. FEMS Microbiol Lett. 1996; 138 (1): 1 10.

266. Sejerkilde M, Sorensen JG, Loeschcke V. Effects of cold- and heat hardening on thermal resistance in Drosophila melanogaster. J Insect Physiol. 2003; 49 (8): 719-26.

267. Shamovsky I, Ivannikov M, Kandel ES, Gershon D, Nudler E. RNA-mediated response to heat shock in mammalian cells. Nature. 2006; 440 (7083): 556 60.

268. Shamovsky I, Nudler E New insights into the mechanism of heat shock response activation. Cell Mol Life Sci. 2008; 65 (6): 855 -61.

269. Shapira M. and Pinelli E. Heat-shock protein 83 of Leishmania mexicana amazonensis is an abundant cytoplasmic protein with a tandemly repeated genomic arrangement. Eur. J. Biochem., 1989. 185: 231 -236.

270. Shi Y, Kroeger P, Morimoto R. The Carboxyl-Terminal Transcription Domen of Heat Shock Factor 1 Is Negatively Regulated and Stress Responsive. Molecular and Cellular Biology. 1995. 15 (8): 4309 -4318.

271. Sheikh M. S. and Fornace A. J. Jr. Regulation of Translation Following Stress. Oncogene, 1999; 18: 6421-6128.

272. Shiau AK, Harris SF, Southworth DR, Agard DA. Structural Analysis of E. coli hsp90 reveals dramatic nucleotide-dependent conformational rearrangements. Cell. 2006.

273. Shopland L.S., Hirayoshi K., Fernandes M., Lis, J.T. HSF access to heat shock elements in vivo depends critically on promoter architecture defined by GAGA-factor, TFIID, and RNA-polymerase II binding sites. Genes Dev. 1995. 9 (22): 2756 2769.

274. Siddiqui WH and Barlow CA. Population growth of Drosophila melanogaster at constant and alterating temperatures. Ann.Entomol.Soc.Am. 1972. 65: 993 1001.

275. Silbermann R and Tatar M. Reproductive costs of heat shock protein in transgenic Drosophila melanogster. Evolution. 2000. 54: 2038 2045.

276. Somero» GN. Linking biogeography to physiology: Evolutionary and acclimatory adjustments of thermal limits. Front Zool. 2005; 2 (1): 1-9.

277. Sorensen J G, Kristensen T N, Loeschke V. The evolutionary and ecological role of heat shock proteins. Ecology Letters. 2003. 6. 1025 1037.

278. Sorensen JG, Loeschcke V. Larval crowding in Drosophila melanogaster induces Hsp70 expression, and leads to increased adult longevity and adult thermal stress resistance. J Insect Physiol. 2001; 47 (11): 1301 1307.

279. Sorensen JG, Nielsen MM, Kruhoffer M, Justesen J, Loeschcke V. Full genome gene expression analysis of the heat stress response in Drosophila melanogaster. Cell Stress Chaperones. 2005; 10 (4): 312 -28.

280. Serensen-JG, Nielsen MM, Loeschcke V. Gene expression profile analysis of Drosophila melanogaster selected for resistance to environmental stressors. J Evol Biol. 2007; 20(4): 1624-36.

281. Southgate R., Mirault M., Ayme A., Tissieres A. Organization, sequences and induction of heat shock genes. In: Changes in eukaryotic gene expression in response to environmental stress, Academic Press, New-York, 1985:3-30.

282. Spradling, А. С., D. Stern, A. Beaton, E. J. Rhem, T. Laverty et al. The Berkeley Drosophila Genome Project gene disruption project: single P-element insertions mutating 25% of vital Drosophila genes. Genetics. 1999.153: 135-177.

283. Stratman R., Markow T. A. Resistance to thermal1 stress in desert Drosophila. Functional Ecology. 1998. 12: 965 970.

284. Terlecky S. R., Chiang H. L., Olson T. S., Dice J. F. Protein and Peptide Binding and Stimulation of In Vitro Lysosomal Proteolysis by the 73-kDa Heat Shock Cognate Protein. The Journal of Biological Chemistry. 1992. T. 267. V. 13. P. 9202 9209.

285. Timakov В., X. Liu, I. Turgut and P. Zhang Timing and Targeting of P-EIement Local Transposition in the Male Germline Cells of Drosophila melanogaster. Genetics. 2002. Vol. 160, 1011 -1022.

286. Tissieres A, Mitchell HK, Tracy UM. Protein synthesis in salivary glands of Drosophila melanogaster: relation to chromosome puffs.J Mol Biol. 1974; 84 (3): 389 98.

287. Tomanek L The importance of physiological limits in determining biogeographical range shifts due to global climate change: the heat-shock response. Physiol Biochem Zool. 2008; 81 (6): 709-17.

288. Tomanek L, Somero GN. Time course and magnitude of synthesis of heat-shock proteins in congeneric marine snails (Genus tegula) from different tidal heights.Physiol Biochem Zool. 2000; 73 (2): 249 56.

289. Tomanek L. Two-dimensional gel analysis of the heat-shock response in marine snails (genus Tegula): interspecific variation in protein expression and acclimation ability. J Exp Biol. 2005; 208 (Pt 16): 3133 -43.

290. Tower, J., G. H. Karpen, N. Craig and'A. C. Spradling. Preferential transposition of Drosophila P elements to nearby chromosomal sites. Genetics. 1993. 133: 347 359.

291. Tsukiyama, Т., P. B. Becker and C. Wu. ATP-dependent nucleosome disruption at a heat-shock promoter mediated by binding of GAGA transcription-factor. Nature. 1994. 367: 525-532.

292. Udvardy, A., E. Maine and P. Schedl. The 87A7 chromomere. Identification of novel chromatin structures flanking the heat shock locus that may define the boundaries of higher order domains. J Mol Biol. 1985. 185:341 -358.

293. Ulmasov H. A., Karaev К. K., Lyashko V. N., Evgen'ev M. B. Heat-shock response in camel (Camelus dromedarius) blood cells and adaptation to hyperthermia. Comp. Biochem. Physiol. В., 1993. 106 (4): 867 872.

294. Ulmasov KA, Shammakov S, Karavaev K, Evgen'ev MB. Heat shock proteins and thermoresistance in lizards. Proc Natl Acad Sci USA. 1992. V. 89, PP 1666 1670.

295. Uma S., Thulasiraman V., Matts R. L. Dual Role for HSC70 in the Biogenesis and Regulation of the Heme-regulated Kinase of the Alpha Subunit of Eukaryotic Translation Initiation Factor 2. Molecular and Cellular Biology. 1999. T. 19. V.9. P. 5861 5871.

296. Velazquez JM, Lindquist S. hsp70 nuclear concentration during environmental stress and cytoplasmic storage during recovery. Cell. 1984. 36 (3): 655 62.

297. Velikodvorskaia W, Lyozin GT, Feder ME, Evgen'ev MB. Unusual arrangement of the hsp68 locus in the virilis species group of Drosophila implicates evolutionary loss of an hsp68 gene. Genome. 2005; 48 (2): 234 40.

298. Venkatachalam K, Montell C. TRP channels. Annu Rev Biochem. 2007. 76: 387417.

299. Viera J., Viera C.P., Hartl D.L., Losovskaya E.R. Factors contributing to the hybrid dysgenesis syndrome in Drosophila virilis!! Genet Res., 1998. V. 71 P. 109 117

300. Voellmy R Feedback regulation of the heat shock response Handb Exp Pharmacol. 2006. (172): 43 68.

301. Voellmy R. On mechanisms that control heat shock transcription-'factor activity in metazoan cells. Cell Stress Chaperones. 2004; 9 (2): 122-133.

302. Vogel JL, Parsell DA, Lindquist S. Heat-shock proteins Hspl04 and Hsp70 reactivate mRNA splicing after heat inactivation. Curr Biol. 1995. V. 5 (3). P. 306 17.

303. Vries R. G. et al. Heat Shock Increases the Assotiation of Binding Protein-1 with Initiation Factor 4E. The Journal of Biological Chemistry, 1997, 272 (52): 32779 32784.

304. Walser JC, Chen B, Feder ME Heat-shock promoters: targets for evolution by P transposable elements in Drosophila. PLoS Genet. 2006; 2 (10): el65.

305. Walter L., Rauh F., Gunther E. Comparative analysis of the three major histocompatibility complex-linked heat shock protein 70 (hsp70) genes of the rat. Immunogenetics. 1994. 40: 325 330.

306. Wang T, Montell C. Phototransduction and retinal degeneration in Drosophila. Pflugers Arch. 2007; 454 (5): 821 -47.

307. Weber JA., Taxman DJ., Q. Lu and Gilmour DS. Molecular architecture of the hsplO promoter after deletion of the TATA box or the upstream regulation region. Molecular and Cellular Biology. 1997. Vol. 17. p. 3799 3808.

308. Welte MA, Tetrault JM, Dellavalle RP, Lindquist SL.A new method for manipulating transgenes: engineering heat tolerance in a complex, multicellular organism. Curr Biol. 1993; 3 (12): 842 53.

309. Wendy К. Bern and William R. Engels A Stable Genomic Source of P Element Transposase in Drosophila melanogaster. Genetics. 19881 118: 461 -470.

310. William L. Kelley. How J-domains turn on Hsp70s. Curr. Biol., 1999. 9: 305 308.

311. Wisniewski J., Orosz,A., Allada,R. and Wu,C. The C-terminal region of Drosophila heat, shock factor (HSF) contains a constitutively functional transactivation domain. Nucleic Acids Res., 1996. V. 24, P. 367 374.

312. Wu C. Heat Shock Transcription Factors: Structure and Regulation. Annual Review of the Cellular and Development Biology. 1995. №11. P.' 441 469.

313. Wullschleger S, Loewith R, Hall MN. TOR signaling in growth and metabolism. Cell: 2006; 124 (3): 471*-84.

314. Xiao H and Lis JT. Heat shock and developmental regulation of the Drosophila melanogaster hsp83 gene. Mol Cell Biol. 1989; 9 (4): 1746 53.

315. Xing, H. Y., D. C. Wilkerson, C. N. Mayhew, E. J. Lubert, H. S. Skaggs et al.,, Mechanism of hsp70\ gene bookmarking.Science. 2005. 307: 421 -423.

316. Xu H, Ramsey IS, and Kotecha SA. et al., TRPV3 is a calcium-permeable temperature-sensitive cation channel. Nature. 2002. 418: 181 186.

317. Xu Y, Lindquist S. Heat-shock protein hsp90 governs the activity of pp60v-src kinase. Proc. Natl. Acad. Sci. US. 1993. 90 (15): 7074 7078.

318. Yang S.-H., Hussenzweig A., Li L. et al. Modulation of thermal induction of hsplO expression by Ku autoantigen or its individual subunits. Mol. Cel. Biol., 1996. T. 16. V.7. P. 3799-3806.

319. Yanhong Shi, Morimoto R. Molecular chaperones as HSFl-specific transcriptional repressors. Genes and Development. 1998. T. 12. P. 654 666.1. Q f?

320. Yano M, Nakamuta S, Wu X, OEumura Y, Kido H. A novel function of 14-3-3 protein: 14-3-3zeta is a heat-shock-related molecular chaperone that dissolves thermal-aggregated proteins. Mol Biol Cell. 2006; 17 (11): 4769 79.

321. Yao J, Munson KM, Webb WW, Lis JT. Dynamics of heat shock factor association with native gene loci in living cells. Nature. 2006; 442 (7106): 1050 3.

322. Yueh A. and Schneider R J. Translation by ribosome shunting on adenovirus and hsp70 mRNAs facilitated by complementarity to 18S rRNA. Genes Dev., 2000, 14: 414-421.

323. Zelentsova E., Poluectova H., Mnjoian L., Lyozin G., Veleikodvorskaja V., Zhivotovsky L., Kigwell M.G., Evgen'ev MB. Distribution and evolution of mobile elements in the virilis species group of Drosophila. Chromosoma. 1999. V. 108 (7) P. 443 -456.

324. Zhao Y, Wang W, Qian L. Hsp70 may protect cardiomyocytes from stress-induced injury by inhibiting Fas-mediated apoptosis.Cell Stress Chaperones. 2007; 12 (1): 83 95.

325. Zhang, P., and A. C. Spradling. Efficient and dispersed local /"-element transposition from Drosophila females. Genetics. 1993. 133: 361 -373.

326. Zhong M., Kim, S.-Y. and Wu, C. Sensitivity of Drosophila heat shock transcription factor to low pH. J. Biol. Chem., 1999.V. 274, P. 3135 3140.

327. Zhong M., Orosz, A. and Wu, C. Direct sensing of heat and oxidation by Drosophila heat shock transcription factor. Mol. Cell 1998. V. 2, P. 101-108.

328. Zou J., Guo, Y., Guettouche, Т., Smith, D.F. and Voellmy, R. Repression of heat shock transcription factor HSF1 activation by Hsp90 (Hsp90 complex) that forms a stress-sensitive complex with HSF1. Cell. 1998. 94: 471 -480.г