Секреторная активность катехоламинергических и гонадотропин-рилизинг гормон-продуцирующих нейронов мозга у крыс в онтогенезе тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.13, кандидат биологических наук Лаврентьева, Антонина Валериевна

• Лаврентьева, Антонина Валериевна
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Лаврентьева, Антонина Валериевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Структурная и функциональная характеристика катехоламинергической системы мозга взрослых животных и в онтогенезе.

1.1.1. Катехоламинергическая система взрослых животных.

1.1.1.1. Функциональные характеристики ДА-нейронов.

1.1.1.1.1. Синтез катехоламинов.

1.1.1.1.2. Деградация катехоламинов.

1.1.1.1.3. Функциональная активность ДА-нейронов.

1.1.1.2. Топография и морфология ДА-нейронов.

1.1.1.3. Топография норадренергической и адренергической систем.

1.1.1.4. Функциональное значение ДА-ергической системы, ее нервная и гуморальная регуляция.

1.1.2. Дифференцировка ДА нейронов гипоталамуса и мезэнцефалона в онтогенезе.

1.1.2.1. Развитие ДА-нейронов гипоталамуса.

1.1.2.1.1. Образование ДА-нейронов гипоталамуса.

1.1.2.1.2. Морфогенез развивающихся ДА-нейронов гипоталамуса.

1.1.2.1.3. Функциональная активность развивающихся ДА-нейронов гипоталамуса.

1.1.2.1.4. Гипотеза о кооперативном синтезе ДА недофаминергическими нейронами гипоталамуса.

1.1.2.2. Развитие ДА-нейронов мезенцефалона.

1.1.2.2.1. Образование ДА-нейронов мезэнцефалона.

1.1.2.2.2.Морфогенез развивающихся ДА-нейронов мезэнцефалона.

1.1.2.2.3. Морфогенез развивающихся отростков мезэнцефалона.

1.1.2.2.4. Функциональная активность развивающихся ДА-нейронов мезэнцефалона.

1.1.2.3. Функциональная активность развивающихся норадренергических и адренергических нейронов.

I.2. Структурная и функциональная характеристика гонадотропин-рилизинг гормон-продуцирующей системы мозга взрослых животных и в онтогенезе.

1.2.1. ГРГ-система взрослых животных.

1.2.1.1. Структура и метаболизм гонадотропин-рилизинг гормона.

1.2.1.2. Топография ГРГ-нейронов.

1.2.1.3. Функциональное значение ГРГ системы у взрослых животных, ее нервная и гуморальная регуляция.

1.2.2. Развитие ГРГ системы в онтогенезе.

1.2.2.1. Образование и миграция ГРГ нейронов.

1.2.2.2. Дифференцировка ГРГ нейронов.

ГЛАВА II. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

II. 1. Животные.

И.2. Эксперименты и взятие материала.

11.2.1. Энцефалэктомия плодов крыс.

11.2.2. Взятие мозга, надпочечников и крови для определения содержания катехоламинов.

11.2.3. Выделение мозга и взятие крови для определения содержания ГРГ.

11.2.4. Выделение медиобазального гипоталамуса и мезэнцефалона, приготовление суспензии клеток.

11.3. Статичная инкубация и перфузия суспензии клеток медиобазального гипоталамуса и мезэнцефалона плодов.

11.4. Высокоэффективная жидкостная хроматография с электрохимической детекцией.

11.5. Радиоиммунологическое определение ГРГ.

II. 6. Статистическая обработка результатов.

ГЛАВА III. РЕЗУЛЬТАТЫ.

III. 1. Содержание L-ДОФА и ДА в МБГ, в мезэнцефалоне и в инкубационной среде.

III.1.1. Медиобазальный гипоталамус.

III. 1.2. Мезэнцефалон.

Ш.2. Концентрация катехоламинов в плазме крови, мозге и надпочечниках.

III.2.1. Концентрация катехоламинов в крови и в мозге интактных животных.

III. 2.1.1. 18-й день эмбрионального развития.

III. 2.1.2. 21-й день эмбрионального развития.

III. 2.1.3. 3-й день постнатального развитая.

III. 2.1.4. 30-й день постнатального развития.

III.2.2. Концентрация катехоламинов в крови и надпочечниках энцефалэктомированных плодов.

III.2.2.1. Концентрация катехоламинов в крови.

III.2.2.1. Концентрация катехоламинов в надпочечниках.

III.3. Концентрация ГРГ в плазме крови и в мозге.

111.3.1. Интактные животные.

111.3.2. Энцефалэктомированные животные.

111.3.3. Беременные самки.

ГЛАВА IV. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

IV. 1.Кооперативный синтез дофамина недофаминергическими нейронами в онтогенезе и его функциональное значение.

IV. 2. Катехоламины мозга и их значение в развивающемся организме.

IV. 3. Концентрация ГРГ в плазме крови и в мозге.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Секреторная активность катехоламинергических и гонадотропин-рилизинг гормон-продуцирующих нейронов мозга у крыс в онтогенезе»

Хорошо известно, что мозг представляет собой совокупность нейрональных ансамблей, в пределах которых информация от нейрона к нейрону передается с помощью классических нейротрансмиттеров, нейропептидов и аминокислот. Ярким представителем классических нейротрансмиттеров является дофамин (ДА), а нейропептидов - гонадотропин-рилизинг гормон (ГРГ).

Существует несколько ДА-ергических центров, выполняющих в зависимости от локализации различные функции. Нигростриатная система контролирует двигательную активность (Engel, 1972), а гипоталамическая осуществляет нейроэндокринную регуляцию, влияя на выделение ГРГ в срединном возвышении, а-меланоцитстимулирующего гормона в промежуточной доле гипофиза и пролактина в передней доле гипофиза (Everitt et al., 1992). Гибель ДА-ергических нейронов в патологии приводит к серьезным нарушениям функций мозга и организма в целом. Например, дегенерация ДА-ергических нейронов гипоталамуса приводит к развитию синдрома гиперпролактинемии (Wuttke, 1977), а нигростриатной системы - к болезни Паркинсона (Eadie, 1971).

Одним из важнейших вопросов, связанных с изучением патогенеза, профилактики и прогнозирования исхода заболеваний является изучение механизмов адаптации при функциональной недостаточности ДА-ергической системы. Примером такого механизма у взрослых животных является увеличение экспрессии ДА-рецепторов на клетках-мишенях в ответ на уменьшение содержания ДА в нигростриатной системе (Neve et al., 1985). Предполагается, что другим механизмом адаптации может являться гипотетический кооперативный синтез ДА недофаминергическими моноферментными нейронами. Другими словами, моноферментные нейроны, экспрессирующие тирозингидроксилазу, продуцируют L-ДОФА, который затем переносится в нейроны, содержащие декарбоксилазу ароматических аминокислот (ДАА) для дальнейшего превращения в ДА. Если у взрослых животных данный механизм является адаптивным, возникающим вследствие патологии, то у плодов крыс совместный синтез ДА может происходить в норме, в процессе развития. Так, было показано, что медиобазальный гипоталамус (МБГ) плодов крыс на 21-й день эмбрионального развития (Э21) содержит преимущественно нейроны, экспрессирующие по одному ферменту синтеза ДА (99%) и лишь единичные - оба фермента (биферментные нейроны) (<1%) (Balan et al., 2000; Ershov et al., 2002). Несмотря на небольшое содержание ДА-ергических нейронов, МБГ плодов способен синтезировать ДА (Melkikova et al., 1998) в количестве, достаточном для обеспечения контроля секреции пролактина аденогипофизом (Melkikova et al., 1999). На основании упомянутых данных и была выдвинута гипотеза о кооперативном синтезе ДА недофаминегрическими нейронами (Ugrumov et al., 2002), однако прямых экспериментальных доказательств данной гипотезы пока не получено.

ГРГ-продуцирующая система мозга у взрослых животных является ключевым звеном центральной регуляции репродуктивной функции. ГРГ образуется в нейронах переднего мозга и выделяется в гипофизарную портальную систему циркуляции, стимулируя выделение лютеинизирующего и фолликулостимулирующего гормонов гипофиза (Labrie, 1990; Hoffman et al., 1992; Silverman et al., 1994). Нарушения развития ГРГ-продуцирующих нейронов приводит к серьезным врожденным заболеваниям.

Одним из них является синдром Каллманна. В этом случае врожденная патология регуляции репродуктивной функции обусловлена нарушением миграции ГРГ нейронов из места их образования в назальной части черепа в область окончательной локализации в септо-преоптической области (Seminara et al., 1998).

В настоящее время считается, что у незрелорождающихся животных мозг в конце внутриутробного развития и в раннем постнатальном периоде, т.е. до полного формирования нейрональных ансамблей никоим образом не участвует в нейроэндокринной регуляции функций висцеральных органов и только в постнатальном периоде после формирования нейрональных систем берет под свой контроль гипофиз, а опосредованно через него - и всю остальную нейроэндокринную систему. Однако ряд факторов указывает на возможную функцию мозга в период онтогенеза, предшествующий формированию нейрональных ансамблей, в качестве эндокринной железы, участвующей в регуляции развития висцеральных органов. Во-первых, вскоре после образования и задолго да установления нейрональных связей, нейроны начинают экспрессировать специфический фенотип и синтезировать физиологически активные вещества (Pares-Herbute et al., 1989). Во-вторых, в вышеуказанный период отсутствует гемато-энцефалический барьер (ГЭБ) и данные вещества могут беспрепятственно попадать в кровь. В-третьих, было показано, что периферическая плазма крови плодов содержит большое количество катехоламинов (КА) (Ben-Jonathan and Maxon, 1978; Peleg et al., 1984), которые отчасти могут иметь мозговое происхождение. И, наконец, в-четвертых, в этот период наблюдается активная экспрессия рецепторов к пептидам и катехоламинам на периферических органах-мишенях (Svennilson and Aperia, 1999).

Цель и задачи исследования.

Целью данной работы явилась проверка гипотезы о том, что развивающийся мозг до формирования межнейрональных связей и ГЭБ функционирует как эндокринная железа секретирующая в общий кровоток ФАВ и промежуточные продукты их синтеза. Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1) определить динамику концентрации ГРГ в мозге и в крови у крыс в пре- и постнатальном онтогенезе;

2) оценить вклад мозга в содержание ГРГ в крови у плодов крыс;

3) определить динамику концентрации ДА в мозге и в крови у крыс в пре- и постнатальном онтогенезе;

4) оценить вклад мозга в содержание ДА в крови у плодов крыс:

5) осуществить экспериментальную проверку гипотезы о кооперативном синтезе ДА недофаминергическими нейронами в гипоталамусе крыс в пренатальном периоде развития на модели in vitro путем фармакологического ингибирования предполагаемого переноса L-ДОФА из моноферментных нейронов, экспрессирующих ТГ в моноферментные нейроны, экспрессирующие ДАА;

6) определить динамику концентрации L-ДОФА в мозге и в крови у крыс в пре- и постнатальном онтогенезе;

7) оценить вклад мозга в содержание L-ДОФА в крови у плодов крыс.

Научная новизна полученных результатов.

Впервые показано, что ДА и ГРГ мозгового происхождения до формирования ГЭБ попадают в общую систему циркуляции плодов и новорожденных крыс и создают концентрацию, достаточно высокую для оказания адекватного физиологического действия на органы-мишени. Эти данные подтверждают сформулированную нами гипотезу, согласно которой нейроны до формирования межнейрональных связей и ГЭБ функционируют как секреторные клетки, а мозг в целом как полифункциональная эндокринная железа.

Приведены прямые доказательства совместного синтеза ДА недофаминергическими нейронами, экспрессирующими только первый фермент синтеза ДА - ТГ и только второй фермент - ДАА, в гипоталамусе у плодов крыс. При этом L-ДОФА является конечным продуктом синтеза в ТГ-экспрессирующих нейронах.

Впервые показано, что L-ДОФА мозгового происхождения, как ГРГ и ДА, до формирования ГЭБ попадает в общую систему циркуляции плодов и новорожденных крыс и создает концентрацию, достаточно высокую для включения в синтез ДА периферическими клетками, экспрессирующими только ДАА, например клетками почечного эпителия. Полученные данные подтверждают, что нейроны до формирования межнейрональных связей и ГЭБ функционируют как секреторные клетки, а мозг в целом как эндокринная железа. При этом секреторным продуктом могут служить не только нейротрансмиттеры, но и промежуточные продукты их синтеза.

Научная и практическая значимость работы.

Полученные данные:

• используются для преподавания нейроэндокринологии и нейробиологии на старших курсах естественнонаучных и медицинских факультетов парижского Университета им. П. И М. Кюри, университета г. Тур (Франция), МГУ, Московской медицинской академии им. И.М. Сеченова и ряда других российских и зарубежных ВУЗов.

• имеют большое значение для перинатологии - области медицины, изучающей пре- и раннее постнатальное развитие организма и патологии, связанные с нарушениями этого развития. По крайней мере, некоторые врожденные заболевания могут быть связаны с нарушениями метаболизма катехоламинов и ГРГ в критический период развития организма и функциональной недостаточности этих систем. Примером таких заболеваний может служить синдром Каллманна, нарушения полового поведения (Swaab et al., 2002) и многие другие. Новые представления о важной роли мозга в качестве эндокринной железы в процессе развития организма могут привести к тому, что будут пересмотрены существующие представления о патогенезе врожденных заболеваний, связанных с нарушениями метаболизма физиологически активных веществ мозгового происхождения у плодов.

Заключение диссертации по теме «Физиология», Лаврентьева, Антонина Валериевна

ВЫВОДЫ

1. В развивающемся мозге в синтезе ДА наряду с ДА-ергическими нейронами участвуют недофаминергические моноферментные нейроны, экспрессирующие только ТГ или только ДАА.

2. Концентрации ГРГ в периферической крови у крыс в пренатальном и раннем постанальном периодах развития несоизмеримо выше, чем у взрослых животных.

3. Концентрации ДА в периферической крови у крыс в пренатальном и раннем постанальном периодах развития в 12-20 раз выше, чем у взрослых животных.

4. Большая часть циркулирующих в крови плодов ГРГ и ДА поступает из мозга.

5. Наряду с ДА из развивающегося мозга в общую систему циркуляции поступает его предшественник L-ДОФА, потенциально способный включаться в синтез ДА в клетках мозга и периферических органов, экспрессирующих только ДАА.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Лаврентьева, Антонина Валериевна, 2004 год

1. Адамская ЕИ, Кузнецова ТА, Шишкина ИВ, Бабичев ВН, Угрюмов MB. 1998. Взаимосвязь регуляторных влияний серотонина на развитие люлиберин-продуцирующей системы мозга у крыс в пренатальном периоде развития. Онтогенез. 29(1): 47-51.

2. Мицкевич НС, Румянценева ОН, Прошлякова ЕВ, Сергеенкова ГП. 1970. Энцефалэктомия зародышей млекопитающих (крыса, кролик, морская свинка). Онтогенез. 1(6): 612-615

3. Пронина ТС, Угрюмов MB, Калас А, Трамю Ж, Макаренко ИГ. 2001. Влияние серотонина на развитие ЛГРГ системы у плодов крыс Wistar. Журнал эволюционной биохимии и физиологии. 37(5): 426-431.

4. Самсонова ВМ, Бабичев ВН. 1977. Пробл. эндокринол. 23(5): 53-62.

5. Угрюмов MB, Иванова ИП, Липошич Ж, Шайтоло Г, Флерко Б. 1985. Иммуноцитохимическое исследование развитие ЛГРГ-системы в онтогенезе у крыс. Докл. АН СССР. Т 280, № 6, стр. 1425-1427.

6. Угрюмов MB. 1989. Нейроэндокринные регуляции в онтогенезе. Москва. "Наука".

7. Угрюмов MB. 1999. Механизмы нейроэндокринной регуляции. М.: "Наука". 301с.

8. Abbott NJ, Pichon Y. 1987. The glial blood-brain barrier of crustacea and cephalopods: a review. J Physiol 82(4): 304-13.

9. Abramova MA, Calas A, Mailly P, Thibault J, Ugryumov MV. 2000. The responses of vasopressin- and tyrosine hydroxylase-expressing neurons of the supraoptic nucleus in rats to chronic osmotic stimulation. Neurosci Behav Physiol. 30(6): 617-24.

10. Agrup G, Hansson C, Rorsman H, Rosengren AM, Rosengren E. 1979. Intracellular distribution of dopa and 5-S-cysteinyldopa in pigment cells with minimal pigment formation. Acta Derm Venereol. 59(4): 355-6.

11. Altman J, Bayer SA. 1981. Development of the brainstem in the rat.V. Thymidine-radiographic study of the time of origin of neurons in the midbrain tegmentum. J. Сотр. Neurol. 198: 677-716

12. Amara SG, Kuhar MJ. 1993. Neurotransmitter transporters: recent progress. Annu. Rev. Neurosci. 16: 73-93

13. Ambach G, Palkovits M, Szentagothai J. 1976. Blood supply of the rat hypothalamus. IY. Retrochiazmatic area, median eminance, arcuat nucleus. Acta Morphol. Acad. Sci. Hung. 24(1/2): 93-119.

14. Aprison MH, Takahashi R, Folkerth TL. 1964. Biochemistry of the avian central nervous system-1. The 5-hydroxytryptophan decarboxylase-monoamine oxidase and choline-acetylase in several discrete areas of the pigeon brain. J. Neurochem. 11: 341-350

15. Araki S, Toran-Allerand CD, Ferin M, Vande Wiele RL. 1975. Immunoreactive gonadotropin-releasing hormone (Gn-RH) during maturation in the rat: Ontogeny of regional hypothalamic differences. Endocrinology. 97: 693-697.

16. Arbogast LA, Voogt JL. 1991. Hyperprolactinemia increases and hyperprolactinemia decreases tyrosine hydroxylase mRNA levels in the arcuate nuclei, but not in the substantia nigra or zona inserta. Endocrinology. 126: 997-1005

17. Arai R, Horiike K, Hasegawa Y. 1998. Dopamine-degrading activity of monoamine oxidase is not detected by histochemistry in neurons of the substantia nigra pars compacta of the rat. Brain Res., 812: 275-278

18. Aubert ML, Begeot M, Winiger BP, Morel G, Sizonenko PC, Dubois PM. 1985. Ontogeny of hypothalamic luteinizing hormone-releasing hormone (GnRH) and pituitary GnRH receptors in fetal and neonatal rats. Endocrinology. V. 116. P. 1565-1576.

19. Axelrod J, Weil-Malherbe H, Tomchick R. 1959. The physiological disposition of H3-epinephrine and its metabolite metanephrine. J Pharmacol Exp Ther. 127:251-6.

20. Axelrod J. 1962. Purification and properties of phenylethanolamine-N-methyl transferase. J. Biol. Chem. 237: 1657-1660.

21. Axelrod J, Weinshilboum R. Catecholamines. 1972. N Engl J Med.287(5):237-42.

22. Baetge G, Pintar JE, Gershon MD. 1990. Transiently catecholaminergic (TC) cells in the bowel of the fetal rat: precursors of noncatecholaminergic enteric neurons. Dev Biol. 141(2): 353-80.

23. Balan IS, Ugrumov MV, Borisova NA, Calas A, Pilgrim C, Reisert I, Thibault J. 1996. Birthdates of the tyrosine hydroxylase immunoreactive neurons in the rat hypothalamus with reference to sexual dimorphism. Neuroendocrinology, 64,405-444

24. Barry J. 1979. Immunohistochemistry of luteinizing hormone-releasing hormone-producing neurons of the vertebrates. Inter.Rev.Cytol. 60: 179-221

25. Barraclough CA, Wise PM. 1982. The role of catecholamines in the regulation of pituitary luteinizing hormone and follicle-stimulating hormone secretion. Endocrine Reev. 1:91-119.

26. Barraclough С A, Wise PM, Selmanoff MK. 1984. A role of hypothalamic catecholamines in the regulation of gonadotropin secretion. Recent Horm. Res. 40: 487-529

27. Baum MJ, Wouterson PJA, Slob AK. 1991. Sex difference in wholebody androgen content in rats on fetal days 18 and 19 without evidence that androgen passes from males to females. Boil. Reprod. 44: 747-751.

28. Begeot M, Morel G, Riwest RW, Aubert ML, Dubois MP, Dubois PM. 1984. Influence of gonadoliberin on the differentiation of rat gonadotrophs: an in vivo and in vitro study. Neuroendocrinology. 38: 217-225.

29. Bennet-Clarke C., Josef S.A. 1982. Immunocytochemical distribution of LHRH neurons and processes in the rat: Hypothalamic and extrahypothalamic locations. Cell Tissue Res. 221:493-504.

30. Ben-Jonathan N, Maxson RE. 1978. Elevation of dopamine in fetal plasma and the amniotic fluid during gestation. Endocrinology. 102(2): 649-52.

31. Bertler A, Falck B, Rosengren E. 1963. The direct demostration of a barrier mechanism in the brain capillares. Acta Pharmacol Toxicol (Copenh). 20: 317-21

32. Bertler A, Falck B, Owman C, Rosengrenn E. 1966. The localization of monoaminergic blood-brain barrier mechanisms. Pharmacol Rev. 18(1): 369-85.

33. Beyer C, Kolbinger W, Reisert I, Pilgrim C. 1994. Activation of cultured rat hypothalamic dopaminergic neurons by long-term but not by short-term treatment with prolactin. Neurosci. Lett. 180: 231-234

34. Bless EP, Westaway WA, Schwarting GA, Tobet SA. 2000. Effects of gamma-aminobutyric acid (A) receptor manipulation on migrating gonadotropin-releasing hormone neurons through the entire migratory route in vivo and in vitro. Endocrinol. 141: 12541262.

35. Bohn MC, Dreyfus CF, Friedman WJ, Markey KA. 1987.Glucocorticoid effects on phenylethanolamine N-methyltransferase (PNMT) in explants of embryonic rat medulla oblongata. Brain Res. 465(1-2): 257-66.

36. Bohn MC, Goldstein M, Black IB. 1986. Expression and development of phenylethanolamine N-methyltransferase (PNMT) in rat brain stem: studies with glucocorticoids. DevBiol. 114(1): 180-93.

37. Borisova NA, Sapronova AY, Proshlyakova EV, Ugrumov MV. 1991. Ontogenesis of the hypothalamic catecholaminergic system in rats: synthesis, uptake and release of catecholamines. Neuroscience. 43: 223-229

38. Borisova NA, Ugrumov MV, Balan IS, Thibault J. 1993. Development of the tuberoinfundibular system in rats: birthdates of the tyrosine hydroxylase-immunopositive neurons. Brain Res Dev Brain Res. 73(2): 173-6.

39. Breese GR, Traylor TD. 1972. Developmental characteristics of brain catecholamines and tyrosine hydroxylase in the rat: effects of 6-hydroxydopamine. Br. J. Pharmacol. 44: 210-222

40. Bjorklund A, Moore RY, Nobin A, Stenevi U. 1973. The organization of tubero-hypophyseal and reticulo-infundibular catecholamine neuron systems in the rat brain. Brain Res. 51: 171-91.

41. Bjorklund A, Lindvall O. 1984. Dopamine-containing system in the CNS. In: Bjorklund, A., Hokfelt, T. (Eds.), Handbook of Chemical Neuroanatomy, Elsevier, Amsterdam, pp. 55-122.

42. Buhler HU, da Prada M, Haefely W, Picotti GB. 1978. Plasma adrenaline, noradrenaline and dopamine in man and different animal species. J Physiol. 276: 311-20.

43. Carey RM. 2001. Theodore Coopejjj Lecture: Renal dopamine system: paracrine regulator of sodium homeostasis and blood pressure. Hypertension. 38(3): 297-302.

44. Chan-Palay V, Zaborszky L, Kohler C, Goldstein M, Palay SL. 1984. Distribution of tyrosine-hydroxylase-immunoreactive neurons in the hypothalamus of rats. J Comp Neurol. 227(4): 467-96.

45. Chen W-P, Witkin JW, Silverman A-J. 1989a. Gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are directly innervated by catecholaminergic terminals. 3: 288-290.

46. Chen W-P, Witkin JW, Silverman A-J. 19896. Beta-endorphin and gonadotropin-releasing hormone synaptic input to gonadotropin-releasing hormone neurosecretory cells in male rat. J. Сотр. Neurol. 286: 85-95.

47. Chkristenson JG, Diarman W, Udenfriend S. 1970. Preparation and proportion of a homogenous aromatic I-amino acid decarboxylase from hog kidney. Arch. Biochem. And Biophys. 141: 356-367

48. Clayton RN, Katikeneni M, Chan V, Dufau ML, Catt KJ. 1980. Direct inhibition of testicular function by gonadotropin-releasing hormone: mediation by specific gonadotropin-releasing hormone. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 77: 4459-4463

49. Clayton RN. 1982. Gonadotropin-releasing hormone modulation of its own pituitary receptors: evidence forbiphasicregulation. Endocrinology. Ill: 152 161

50. Cochard P, Goldstein M, Black IB. 1979. Initial development of the noradrenergic phenotype in autonomic neuroblasts of the rat embryo in vivo. Dev Biol. 71(1): 100-14.

51. Coupland RE. 1952. The prenatal development of the abdominal para-aortic bodies in man. J Anat. 86(4): 357-72.

52. Coyle JT, Axelrod J. 1971. Development of the uptake and storage of L-(3 H)norepinephrine in the rat brain. J Neurochem. 18(11): 2061-75.

53. Coyle JT, Axelrod J. 1972. Tyrosine hydroxylase in rat brain: developmental characteristics. J. Neurosci. 19: 1117-1123

54. Coyle JT, Henry D. 1973. Catecholamines in fetal and newborn rat brain. J Neurochem. 21(1): 61-7.

55. Civelli O, Bunzow JR, Grandy DK. 1993. Molecular diversity of the dopamine receptors. Ann. Rev. Oharmacol. Toxicol. 32: 281

56. Czyrak A, Mackowiak M, Chocyk A, Fijal K, Wedzony K. 2003. Role of glucocorticoids in the regulation of dopaminergic neurotransmission. Pol J Pharmacol. 55(5): 667-74.

57. Dahlstrom A, Fuxe K. 1964. Evidence for the existence of monoamines containing neurons in the central nervous system. 1. Demonstration of monoamines in the cell bodies of brain stem neurons. Acta Physiol. Csand. 62: 1-55

58. Daikoku S, Adachi T, Kawano H, Wakabushi K. 1981. Development of the hypothalamic-hypophysial-gonadotropic activities in fetal rats. Experientia. 37: 13461347.

59. Daikoku S, Hisano S, Maki Y. 1982. Immunocitochemical demonstration of LH-RH neurons in young rat hypothalamus: light and electron microscopy. Arch. Hist. Jap. 45: 69-82.

60. Daikoku S, Kawano H, Okamura Y, Tokuzen M, Nagatsu I. 1986. Ontoginesis of immunoreactive tyrosine hydroxylase-containing neurons in rat hypothalamus. Dev. Brain Res. 28: 85-98

61. Dairman W. 1972. Catecholamine concentrations and the activity of tyrosine hydroxylase after an increase in the concentration of tyrosine in rat tissues. Br. J. Pharmacol. 44: 307-310.

62. David JC, Cavoy A, Coulon JF, Delacour J. 1984. Prenatal ontogenesis of p-, m-octopamine and phenylethanolamine in relation to catecholamines and their metabolizing enzymes in the developing rat brain and heart. Neuroscience. 12(4): 1271-1276.

63. Demarest KT, Moore KE. 1980. Accumulation of L-dopa in the median eminence: an index of tuberoinfimdibular dopaminergic nerve activity. Endocrinology. 106(2): 463-8.

64. Demarest KT, Smith DJ, Azzaro AJ. 1980. The presence of the type A form of monoamine oxidase within nigrostriatal dopamine-containing neurons. J Pharmacol. Exp. Ther. 215(2): 461-468

65. Eadie MJ. 1971. The neuropathology of Parkinson's disease. AustN Z J Med. l:Suppl 1: 7-13.

66. Ellis GB, Desjardins C, 1982. Male rats secrete luteinezins hormone and testosterone episodically. Endocrinology. 110: 1618-1623.

67. Engel J. 1972. Neurochemistry and behavior. A correlative study with special reference to central catecholamines. Goteburg.

68. Fehling C, Hansson C, Poulsen J, Rorsman H, Rosengren E. 1981. Formation of glutathionedopa in albino rats after DOPA injection. Acta Derm Venereol. 61(4): 339-42.

69. Fernald RD, White RB. 1999. Gonadotropin-relasing hormone genes: phylogeny, structure, and functions. Front. Neuroendcrinol. 20: 224-240.

70. Findell PR, Wong KH, Jackman Ж, Daniels DV. 1993. Beta 1-adrenergic and dopamine (Dl)-receptors coupled to adenylyl cyclase activation in GT1 gonadotropin-releasing hormone neurosecretory cells. Endocrinology. 132(2): 682-688.

71. Fon EA, Pothos EN, Sun ВС, Killeen N, Sulzer D, Edwards RH. 1997. Vesicular transport regulates monoamine storage and release but is not essential for amphetamine action. Neuron, 19: 1271-1283

72. Friedman WJ, Dreyfus CF, MeEwen B, Black IB. 1988. Presynaptic transmitters and depolarizing influences regulate development of the substantia nigra in culture. J. Neurosci. 8: 3616-3623

73. Friedman WJ, Dreyfus CF, McEwen B, Black IB. 1989. Developmental regulation of tyrosine hydroxylase in the mediobasal hypothalamus. Dev. Brain Res. 48: 177-185

74. Fueshko SM, Key S, Wray S. 1998. GABA inhibits migration of luteinizing hormone-releasing hormone neurons in embryonic olfactory explants. J. Neurosci. 18(7): 25602569.

75. Fuxe K, Aganti LF, Kalia M, Goldstein M, Anderson K, Harfistard A. 1985. Dopaminergic system in the brain and pituitary. Basic and clinical aspects of neuroscience. Berlin. Springer. 48: 11-25

76. Gainetdinov RR, Jones SR, Fumagalli F, Wihgman RM, Caron MG. 1998. Re-evaluation of the role of the transporter in dopamine system homeostasis. Brain Res. Rew. 26(2-3): 148-153

77. Gao DQ, Canessa LM, Mouradian MM, Jose PA. 1994. Expression of the D2 subfamily of dopamine receptor genes in kidney. Am J Physiol. 266(4 Pt 2): F646-50.

78. Garcia-Sancho F, Herreros B. 1975. Characterization of transport systems for the transfer of 3,4-dihydroxyphenylalanine into slices of rat cerebral cortex. Biochim. Biophys. Acta. 406: 538-552.

79. Gibbs DM, Neill JD. 1978. Dopamine levels in hypophysial stalk stalk blood in the rat are sufficient to inhibit prolactin secretion in vivo. Endocrinology. 102: 1895-1900

80. Gibson C, Wurtman R. 1977. Physiological control of brain catechol synthesis by brain tyrosine concentration. Biochem. Pharmacol. 26: 1137-1142.

81. Giros В, Caron MG. Molecular characterization in the dopamine transporter. TiPS. 14: 43-49

82. Glowinski J, Axelrod J, Kopin IJ, Wurtman RJ. 1964. Physiological disposition of H3-norepinephrine in the developing rat. J Pharmacol Exp Ther. 146: 48-53.

83. Goldberg LI, Kohli JD, Kotake AN, Volkman PH. 1978. Characteristics of the vascular dopamine receptor: comparison with other receptors. Fed Proc. 37(10): 2396-402.

84. Gore AC, Roberts JL. 1997. Regulation of gonadotropin-releasing hormone gene expression in vivo and in vitro. Front. Neuroendocrinol. 18: 209-245.

85. Goshima Y, Kubo T, Misu Y. 1988. Transmitter-like release of endogenous 3,4-dihydroxyphenylalanine from rat striatal slices. J Neurochem. 50(6): 1725-30.

86. Habert R. 1992. Effect of decapitation and chronic in-vivo treatment with a gonadotrophin-releasing hormone agonist on testicular steroidogenesis in the rat fetus. J. Endocrinol. 133:245-251.

87. Hayashi M, Yamaji Y, Kitajima W, Saruta T. 1990. Aromatic L-amino acid decarboxylase activity along the rat nephron. Am J Physiol. 258:28-33.

88. Hefti F, Melamed E, Wurtman RJ. 1980. The decarboxylation of DOPA in the parkinsonian brain: in vivo studies on an animal model. J Neural Transm Suppl. 16:95-101.

89. Hefti F, Melamed E. 1981. Dopamine release in rat striatum after administration of L-dope as studied with in vivo electrochemistry. Brain Res. 225(2): 333-46.

90. Herregodts P, Velkeniers B, Ebinger G, Michotte Y, Vanhaelst L, Hooghe-Peters E. 1990. Development of monoaminergic neurotransmitters in fetal and postnatal rat brain: analysis by HPLC with electrochemical detection. J Neurochem. 55(3): 774-9.

91. Hisano S, Kawano H, Maki Y, Daikoku S. 1981. Electron microscopic study of immunoreactive LHRH perikarya with special reference to neuronal regulation. Cell. Tissue Res. 220(3): 511-518.

92. Hoffman GE. 1983. LHRH neurons and their projections. In: Structure and function of peptidergic and aminergic neurons. Sano Y, Ibata Y, Zimmerman EA, eds. Japan Scientific Societies Press, Tokyo. Ch. 12.183-201.

93. Hoffman GE, Wray S, Goldstein M. 1982. Relationship of cetecholamines and LHRH: light microscopic study. Brain Res. Bull. 9: 417-430

94. Hoffman S, Lee W-S, Wray S. 1992. Gonadotropin-releasing hormone (GnRH). In Nemeroff C.B. ed. Neuroendocrinology. Boca Raton CRC Press. 85-216.

95. Hosny, S, Jennes, L. 1998. Identefication of аш adrenergic receptors in gonadotropin releasing hormone neurons of the female rat. J. Neuroendocrinol. 10: 687-692.

96. Hsueh AJW and Schaeffer JM. 1985. Gonadotropin-releasing hormone as a paracrine hormone and neurotransmitter in extra-pituitary sites. J.Steroid Biochem. 23: 757-764.

97. Huh MMO, Friedhof AJ. 1979. Multiple molecular forms of catechol-O-methyltransferase. Evidence for two distinct forms, and their purification and physical characterization. J. Biol. Chem. 254: 299-308.

98. Huhtaniemi IT, Stewart JM, Channabasaviah K, Fraser HM, Clayton RN. 1984. Pituitary-testicular function in immature rats after treatment with GnRH antagonist, GnRH antiserum and bromocriptine. Mol. Cell. Endocrinol. 34: 137-143.

99. Fagervall I, Ross SB. 1986. A and В Forms of monoamine oxidase within the monoaminergic neurons of the rat. J Neurochem. 47(2): 569-576

100. Fiszman ML, Zuddas A, Masana MI, Barker JL, di Porzio U.1991. Dopamine synthesis precedes dopamine uptake in embryonic rat mesencephalic neurons. J Neurochem. 56(2): 392-9.

101. Friedman S, Kaufman S.1965. 3,4-Dihydroxyphenylethylamine beta-hydroxylase. Physical properties, copper content, and role of copper in the catalytic activity. J. Biol. Chem. 240: 4763-4773.

102. Fujita M, Shimada S, Nishimura T, Uhl GR, Tohyama M. 1993. Ontogeny of dopamine transporter mRNA expression in the rat brain. Brain Res Mol Brain Res. 19(3): 222-6.

103. Fuxe K, Goldstein M, Hokfelt T, Jonsson G, Lidbrink P. 1974. Dopaminergic involvement in hypothalamic function: extrahypothalamic and hypothalamic control. A neuroanatomical analysis. Adv Neurol. 5: 405-19.

104. Hanaway J, McConnell JA, Netsky MG. 1971. Histogenesis of the substantia nigra, ventral tegmental area of tsai and interpeduncular nucleus: an autoradiographic study of the mesencephalon in the rat. J. Comp. Neurol. 142: 59-74

105. Hansson SR, Hoffman BJ, Mezey E. 1998. Ontogeny of vesicular monoamine transporter mRNAs VMAT1 and VMAT2. I. The developing rat central nervous system. Brain Res Dev Brain Res. 110(1): 135-58.

106. Hoffman GE, Wray S, Goldstein M. 1982. Relationship of catecholamines and LHRH: light microscopic study. Brain Res Bull. 9(1-6): 417-30.

107. Hoffman GE. 1983. LHRH neurons and their projections. In: Structure and function of peptidergic and aminergic neurons. Sano Y, Ibata Y, Zimmerman EA, eds. Japan Scientific Societies Press, Tokyo. Ch. 12. 183-201.

108. Ikemoto K, Kitahama K, Jouvet A, Arai R, Nishimura A, Nishi K, Nagatsu I. 1997. Demonstration of L-DOPA decarboxylating neurons specific to human striatum. Neurosci Lett 232: 111-114.

109. Ikemoto К, Kitahama К, Nishimura A, Jouvet A, Nishi K, Arai R, Jouvet M, Nagatsu I. 1999. Tyrosine hydroxylase and aromatic L-amino acid decarboxylase do not coexist in neurons in the human anterior cingulate cortex. Neurosci Lett 269: 37-40.

110. Ikemoto K, Nagatsu I, Nishimura A, Nishi K, Arai R. 1998. Do all of human midbrain tyrosine hydroxylase neurons synthesize dopamine? Brain Res 805: 255-258.

111. Inoue K, Kudo T, Kishimoto Y. 1991. The production mechanism of amniotic fluid dopamine in rats. Asia Oceania J Obstet Gynaecol. 17(4): 349-55.

112. Ito S, Jimbow K, Kato T, Kiyota M, Fujita K. 1983. Protein-bound dopa and 5-S-cysteinyldopa in non-melanogenic tissues. Acta Derm Venereol. 63(6): 463-7.

113. Iversen LL. 1967. The catecholamines. Nature. 214: 8-14

114. Jaeger CB. 1986. Aromatic L-amino acid decarboxylase in the rat brain: immunocytochemical localization during prenatal development. Neuroscience. 18(1): 12150.

115. Jaeger CB, Teitelman T, Joh TH, Albert VR, Park DH, Reis DJ. 1983. Some neurons of the rat central nervous system contain aromatic-L-amino-acid decarboxylase but not monoamines. Science. 219: 1233-1235

116. Jahng JW, Houpt ТА, Wessel TC, Chen K, Shin JC, Joh TH. 1997. Localization of monoamine oxidase A and В mRNA in the rat brain by in situ hybridization. Synapse. 25(1): 30-36

117. Janssens de Varebeke P, Cavalier R, David-Remacle M, Youdim MB. 1988. Formation of the neurotransmitter glycine from the anticonvulsant milacemide is mediated by brain monoamine oxidase B. J Neurochem. 50(4): 1011-1016

118. Jennes L, Beckman WS, Stumpf WE, Grzanna R. 1982. Anatomical relationships of serotoninergic and noradrenalinergic projections with the GnRH system in septum and hypothalamus. Exp. Brain Res. 46: 331-338

119. Jennes L, Stumpf WE, Tappaz ML. 1983. Anatomical relationships of dopaminergic and GABAergic systems with GnRH-systems in the septo-preoptic area. Immunohistochemical studies. Ibid. 5: 91-99

120. Jennes L. 1989. Prenatal development of the gonadotropin-releasing hormone-containing systems in rat brain. Brain Res. 113: 97-108.

121. Jennes L. 1990. Prenatal development of gonadotropin-releasing hormone receptors in the rat anterior pituitary. Endocrinology. 126: 942-947.

122. Kalra P.S., Kalra S.P. 1983. Neural regulation of luteinizins hormone secretion in the rat . Endocrin. Rev. 4(4): 311-353.

123. Kalra S.P. 1985. Neural circuits involved in the control of LHRH secretion: a model for estrous cycle regulation // J. Steroid. Bioch. 23(5B): 733-742.

124. Karhunen T, Tilgmann C, Ulmanen I, Julkunen I, Panula P. 1994. Distribution of catechol-O-methyltransferase enzyme in rat tissues. J Histochem Cytochem. 42(8): 107990.

125. Kaufman S, Fisher DB. 1974. Molecular mechanisms of oxygen activation. Ed. Hayashi O. Academic. New York: 285-369.

126. Kennedy В, Elayan H, Ziegler MG. 1993a. Glucocorticoid elevation of mRNA encoding epinephrine-forming enzyme in lung. Am J Physiol. 265(2 Pt 1): LI 17-20.

127. Kennedy B, Elayan H, Ziegler MG. 19936.Glucocorticoid hypertension and nonadrenal phenylethanolamineN-methyltransferase. Hypertension. 21(4): 415-9.

128. Kennedy B, Elayan H, Ziegler MG. 1993b. Glucocorticoid induction of epinephrine synthesizing enzyme in rat skeletal muscle and insulin resistance. J Clin Invest. 92(1): 3037.

129. Kennedy B, Ziegler MG. 1991. Cardiac epinephrine synthesis. Regulation by a glucocorticoid. Circulation. 84(2): 891-5.

130. Kennedy B, Ziegler MG. 2000.0ntogeny of epinephrine metabolic pathways in the rat: role of glucocorticoids. Int J Dev Neurosci. 18(1): 53-9.

131. Kettler R, Bartholini G, Pletscher A. 1974. In vivo enhancement of tyrosine hydroxylation in rat striatum by tetrahydrobiopterin. Nature. 249(456): 476-8.

132. Kitahama K, Geffard M, Okamura H, Nagatsu I, Mons N, Jouvet M. 1990. Dopamine and L-DOPA-immunoreactive neurons in the cat forebrain with reference to tyrosine hydroxylase immunohistochemistry. Brain Res 518: 83-94.

133. Kitahama K, Ikemoto K, Jouvet A, Nagatsu I, Sakamoto N, Pearson J. 1998. Aromatic L-amino acid decarboxylase- and tyrosine hydroxylase-immunohistochemistry in the adult human hypothalamus. J Chem Neuroanat 16: 43-55.

134. Komori K, Fujii T, Nagatsu I. 1991. Do some tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons in the human ventrolateral arcuate nucleus and globus pallidus produce only L-dopa? Neurosci Lett. 133(2): 203-6.

135. Kordon С, Anjalbert А, Негу M, Joseph-Bravo PI, Rodsztein W, Ruber M. 1980. Role of neurotransmitters in the control of adenohypophyseal secretion. Physiology of the hypothalamus. Handbook of the hypothalamus. N.Y., Basel: Dekker Inc. 2: 253-306

136. Kordon C, Drouva S, Escalera GM, Weiner RI. 1994. The Physiology of Reproduction / Eds. Knobil E., Neill N.Y.: Raven Press, pp. 1621-1681

137. Kozlowski GP, Chu L, Hostetter G, Kerdelhue B. 1980. Cellular characteristics of immunolabelled luteinizing hormone release hormone (LHRH) neurons. Peptides. Vol. 1. 37-46.

138. Kudo A, Park MN, Kawashima S. 1994. Effects of gonadotropin-releasing hormone on the cytodifferentation of gonadotropes in rat adenohypohysial primordia in organ culture. Cell. Tissue Res. 276: 35-43.

139. Lalau JD, Aubert ML, Carmignac DF, Gregoire I, Dupouy JP. 1990. Reduction in testicular function in rats. I. Reduction by a specific gonadotropin-releasing hormone antagonist in fetal rats. Neuroendocrinology. 51: 284-288.

140. Lamprecht F, Coyle JT. 1972. DOPA decarboxylase in the developing rat brain. Brain Res. 41(2): 503-6.

141. Lauder JM, Bloom FE. 1974. Ontogeny of monoamine neurons in the locus coeruleus, raphe nuclei and substantia nigra of the rat. J. Сотр. Neurol. 155: 469-482

142. Lauder JM, Bloom FE. 1975. Ontogeny of monoamine neurons in the locus coeruleus, raphe nuclei and substantia nigra of the rat. II. Synaptogenesis. J Comp Neurol. 163(3): 251-64.

143. Lee A, Talley E, Rosin DL, Lynch KR. 1995. Characterisation of alpha a 2-adrenergic receptors in the GT1 neurosecretory cells. Neuroend. 62(3): 215-225.

144. Lempinen M. 1964. Extra-adrenal chromaffin tissue of the rat and the effect of cortical hormones on it. Acta Physiol Scand.62 (suppl 231): 1-91.

145. Leposavic G, Dashwood MR, Ginsburg J, Buckingham JC. 1990. Peripubertal changes in the nature of the GnRH response to alpha-adrenoreceptor stimulation in vitro and their modulation by testosterone. Neuroend. 52(1): 82-89.

146. Levitt M, Spector S, Sjoerdsma A, Udenfriend S. 1964. Elucidation of the rate-limiting step in norepinephrine biosynthesis in the perfused guinea-pig heart. J. Pharmacol. Exp. Ther. 148: 1-8.

147. Li S, Pelletier G. 1992a. Dopamine regulation of gonadropin-releasing hormone gene expression in the female rat brain. Neurosci. Lett. 146: 207-210.

148. Li S, Pelletier G. 1992b. Role of dopamine in the regulation of gonadotrpin-releasing hormone in the male rat brain as studied by in situ hybridization. Endocrinol. 131: 395399.

149. Lidbrink P, Jonsson G, Fuxe K. 1974. Selective reserpine-resistant accumulation of catecholamines in central dopamine neurones after DOPA administration. Brain Res. 67(3): 439-56.

150. Lindvall O, Bjorklund A. 1978. Anatomy of the dopaminergic neuron systems in the rat brain. Adv Biochem Psychopharmacol. 19:1-23.

151. Loizou LA. 1970. Uptake of monoamines into central neurones and the blood-brain barrier in the infant rat. Br J Pharmacol. 40(4): 800-13.

152. Lopez A, Munoz A, Guerra MJ, Labandeira-Garcia JL. 2001. Mechanisms of the effects of exogenous levodopa on the dopamine-denervated striatum. Neuroscience. 103(3): 63951.

153. Lovenberg W, Weissbach H, Udenfriend S. 1962. Aromatic l-amino acid decarboxylase. J. Biol. Chem. 237: 89-93

154. Lowry OH, Rosebrough NJ, Farr AL, Randall RJ. 1951. J. Biol. Chem. 193: 265-275

155. Mansour A, Meador-Woodruff JH, Zhou Q, Civelli O, Akil H, Watson SJ. 1992. A comparison of D1 receptor binding and mRNA in rat brain using receptor autoradiographic and in situ hybridization techniques. Neuroscience. 46(4): 959-71.

156. Marchand R, Piorer LJ. 1983. Isthmic origin of the neurons of the rat substantia nigra. Neuriscience. 9: 373-381

157. MacKenzie ET, McCulloch J, O'Kean M, Pickard JD, Harper AM. 1976. Cerebral circulation and norepinephrine: relevance of the blood-brain barrier. Am J Physiol. 231(2): 483-8.

158. MacLeod RM. In Frontiers in neuroendocrinology (Eds. Martini L, Ganong WF). Raven Press. New York. 6: 129-156

159. McCaman RE, McCaman MW, Hunt JM, Smith MS. 1965. Microdetermination of MAO and 5-HT-decarboxylase activites in nervous tissues. J. Neurochem. 12: 15-23

160. McGeer EG, McGeer PL. 1967. In vitro screen of inhibitors of rat brain tyrosine hydroxylase. Can. J Biochem. 45: 115-131

161. Meister B, Elde R. 1993. Dopamine transporter mRNA in neurons of the rat hypothalamus. Neuroendocrinology 58: 388-395

162. Melnikova V, Orosco M, Rouch C, Calas A, Nicolaidis S, Proshlyakova E, Sapronova A, Ugrumov M. 1998. Prolactin Secretion and Its Dopamine Inhibitory Control in Rat Fetuses. European J. Endocrinol. 139: 337-342.

163. Meredith GE, Farrell T, Kellaghan P, Tan Y, Zahm DS, Totterdell S. 1999. Immunocytochemical characterization of catecholaminergic neurons in the rat striatum following dopamine-depleting lesions. Eur. J. Neurosci. 11: 3585-3596.

164. Misu Y, Goshima Y, Ueda H, Okamura H. 1996. Neurobiology of L-DOPAergic systems. Prog. Neurobiol. 49:, 415-454.

165. Miyaguchi H, Kato I, Sano T, Sobajima H, Fujimoto S, Togari H. 1999. Dopamine penetrates to the central nervous system in developing rats. Pediatr Int. 41(4): 363-8.

166. Moguilevsky JA, Wuttke W. 2001. Changes in the control of gonadotrophin secretion by neurotransmitters during sexual development in rats. Exp. Clin. Endocrinol. Diabetes. 109(4): 188-195.

167. Moore JP, Wray S. 2000. Luteinizing hormone releasing hormone (LHRH) biosynthesis and secretion in embryonic LHRH. Enodcrinol. 141(12): 4486-4495.

168. Mura A, Jackson D, Manley MS, Young SJ, Groves PM. 1995. Aromatic L-amino acid decarboxylase immunoreactive cells in the rat striatum: a possible site for the conversion of exogenous L-DOPA to dopamine. Brain Res. 704(1): 51-60.

169. Murray M, Gilles GE. 1993. Investigation of the ontogenic patterns of rat hypothalamic dopaminergic neurone morphology and function in vitro. J. Endocrinol. 139: 403-414

170. Nagatsu T, Levitt M, Udenfriend S. 1964. Tyrosine hydrohylase: The initial step in norepinephrine biosynthesis J. Biol. Chem. 239: 2910-2917

171. Nagatsu I, Komori K, Takeuchi T, Sakai M, Yamada K, Karasawa N. 1990. Transient tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons in the region of the anterior olfactory nucleus of pre- and postnatal mice do not contain dopamine. Brain Res 511: 55-62.

172. Nakai Y, Shioda S, Ochiai H, Kozasa K. 1986. Catecholamine-peptide interactions in the hypothalamus. Curr. Top. Neuroendocrinol. 7: 135-160

173. Neill JD. 1980. Neuroendocrine regulation of prolactin secretion. In Frontiers in neuroendocrinology (Eds. Martini L, Ganong WF). Raven Press. New York. 4: 169-194

174. Nemesskeri A., Detta A. and Clayton R.N. 1986. Hypothalamic GnRH and pituitary gonadotroph relationship during rat fetal life. Exp.Clin.Endocrinol. 8(3): 275-284

175. Nett TM, Akbar AM, Niswender GD, Hedlund MT, White WF. 1974. A radioimmunoassay for gonadotropin-releasing hormone (Gn-RH) in serum. J. Clin. Endocrinol. Metab. 36: 880-887.

176. Neve KA, Loeschen S, Marshall JF. 1985. Denervation accelerates the reappearance of neostriatal D-2 receptors after irreversible receptor blockade. Brain Res. 329(1-2): 225-31.

177. Novak CM, Nunez AA. 1998. Tyrosine hydroxylase- and/or aromatic L-amino acid decarboxylase-containing cells in the suprachiasmatic nucleus of the Syrian hamster (Mesocricetus auratus). J Chem Neuroanat. 14(2): 87-94.

178. Oikawa M, Dargan C, Ny T, Hsueh AJW. 1990. Expression of gonadotropin-releasing hormone and prothymosin-alpha messenger ribonucleic acid in the ovary. Endocrinology. 127: 2350-2356.

179. Okamura H, Kitahama K, Nagatsu I. 1988a. Comparative topography of dopamine and tyrosine hydroxylase immunoreactive neurons in the rat arcuate nucleus. Neurosci Lett. 95: 347-353.

180. Okamura H, Kitahama K, Raynaud B, Nagatsu I, Borri-Volatorni C, Weber M. 19886. Aromatic L-amino acid decarboxylase (AADC)-immunoreactive cells in the tuberal region of the rat hypothalamus. Biomed Res. 9: 261-267.

181. Okamura H, Kitahama K, Mons N, Ibata Y, Jouvet M, Geffard M. 1988e.L-dopa-immunoreactive neurons in the rat hypothalamic tuberal region. Neurosci Lett. 95(1-3): 426.

182. Olson L, Seiger A. 1972. Early prenatal ontogeny of central monoamine neurons in the rat: fluorescence histochemical observations.Z Anat Entwicklungsgesch. 137(3): 301-16.

183. O'Malley KL, Harmon S, Tang L, Todd RD. 1992. The rat dopamine D4 receptor: sequence, gene structure, and demonstration of expression in the cardiovascular system. New Biol. 4(2): 137-46.

184. Oota Y., Kobayashy H., Nishoka R.S.,Bern H.A., 1974. Relationship between neurosecretory axon and ependimal terminals on capillare walls in the median eminence of the several vertebrates. Neuroendocrinology. 16(2): 427-442.

185. Owman С, Roseugen E. 1967. Dopamine formation in brain capillaries an enzymic blood-brain barrier mechanism. J. Neurochem. 14: 547-550

186. Palkovits M, Zaborszki L, Feminger A, Mezey E, Fekete M, Herman J, Kanyjcska B, Szabo D. 1980. Noradrenergic innervation of the rat hypothalamus: experimental biochemical and electron microscopic studies. Brain Res. 191: 161-171

187. Palkovits M. 1986. Afferents ontoneuroendocrine cells. Current topics in neuroendocrinology. 7: 198-222

188. Pardridge WM, Oldendorf WH. 1977. Transport of metabolic substrates through the blood-brain barrier. J Neurochem. 28(1): 5-12

189. Parvez S, Parvez H. 1974. Placental transfer of 3H-epinephrine and its metabolites to the fetal heart during variable hormonal treatments. Horm Res. 5(6): 321-30.

190. Parvez H, Ismahan G, Parvez S, Youdim MB. 1979. Developmental changes in the activity of catechol-O-methyl transferase in rat and rabbit fetuses. J Neural Transm. 44(1-2): 65-75.

191. Pelletier G, Leclerc R, Dube D. 1976. Immunocitochemical localization of hypothalamic hormones. J. Histochem. and Cytochem. 247(7): 864-871.

192. Peter D, Liu Y, Sternini C, de Giorgio R, Brecha N, Edwards RH. 1995. Differential expression of two vesicular monoamine transporters. J. Neurosci. 15: 6179-6188

193. Peleg D, Arbogast LA, Peleg E, Ben-Jonathan N. 1984. Predominance of L-dopa in fetal plasma and the amniotic fluid during late gestation in the rat. Am J Obstet Gynecol. 149(8): 880-3.

194. Phillipson ОТ, Moore KE. 1975. Effects of dexamethasone and nerve growth factor on phenylethanolamine N-methyltransferase and adrenaline in organ cultures of newborn rat superior cervical ganglion. J Neurochem. 25(3): 295-8.

195. Pilotte NS, Porter JC. 1981. Dopamine in hypophysial portal plasma and prolactin in systemic plasma of rats treated with 5-hydroxytryptamine. Endocrinology. 108(6): 213741.

196. Piotte M, Beaudet A, Brawer JR. 1988. Light and electron microscopic study of tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons within the developing rat arcuate nucleus. Brain Res. 439: 127-137

197. Porritt, M.J., Batchelor, P.E., Hughes, A.J., Kalnins, R., Donnan, G.A., Howells, D.W., 2000. New dopaminergic neurons in Parkinson's disease striatum. Lancet. 356(9223); 44-5.

198. Pronina T, Ugrumov M, Calas A, Seif I, Tramu G. 2003a. Influence of monoamines on differentiating gonadotropin-releasing hormone neurones in foetal mice. J Neuroendocrinol. 15(10):925-32.

199. Racke К, Ritzel H, Trapp В, Muscholl E. 1982. Dopaminergic modulation of evoked vasopressin release from the isolated neurohypophysis of the rat. Possible involvement of endogenous opioids. Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol. 319(1): 56-65.

200. Raeside JI, Robinson DJ, Naor Z. 1984. Effects of gonadotrophin-releasing hormone on testosterone secretion by fetal and neonatal rat testes in vitro. Mol.cell.Endocrinol. 37: 191-196

201. Rastogi RK, Iela L. 1994. Gnadotropin-Releasing Hormone: Present Concepts, Future Directions. Zoological Science. 11: 363-373

202. Reese TS, Karnovsky MJ. 1967. Fine structural localization of a blood-brain barrier to exogenous peroxidase. J Cell Biol. 34(1): 207-17.

203. Reisert I, Schuster R, Zienecker R, Pilgrim C. 1990. Prenatal development of mesencephalic and diencephalic dopaminergic systems in the male and female rat. Brain Res Dev Brain Res. 53(2): 222-9.

204. Reith MEA, Xu C, Chen NH. 1997. Pharmacology and regulation of the neuronal dopamine transporter. Europ. J. Pharmacol. 324: 1-10

205. Rhoda J, Corbier P, Roffi J. 1984. Gonadal steroid concentrations in serum and hypothalamus of the rat at birth: aromatization of testosterone to 17 beta-estradiol. Endocrinology. 114: 1754-1760.

206. Roth RH, Elsworth JD. 1995. Biochemical pharmacology of midbrain dopamine neurons. In: Bloom FE, Kupfer DJ (Eds.) Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress, Raven, New York, pp. 227-243

207. Rothman TP, Specht LA, Gershon MD, Joh TH, Teitelman G, Pickel VM, Reis DJ. 1980. Catecholamine biosynthetic enzymes are expressed in replicating cells of the peripheral but not the central nervous system. Proc Natl Acad Sci USA. 77(10): 6221-5

208. Ribary U, Schlumpf M, Lichtensteiger W. 1986. Analysis by HPLC-EC of metabolites of monoamines in fetal and postnatal rat brain. Neuropharmacology. 25(9): 981-6.

209. Rubin E. 1985.Development of the rat superior cervical ganglion: ganglion cell maturation. J Neurosci. 5(3): 673-84.

210. Rubin LL, Staddon JM. 1999. The cell biology of the blood-brain barrier. Annu Rev Neurosci. 22: 11-28.

211. Sachs C. Development of the blood-brain barrier for 6-hydroxydopamine. 1973. J Neurochem. 20(6): 1753-60.

212. Sagrillo C.A, Grattan D.R., McCarthy M.M., Selmanoff M. 1996. Hormonal and neurotransmitter regulation of GnRH gene expression and related reproductive behaviors. Behavior Genetics. Vol. 26. 3. 41-277.

213. Sarkar DK. 1986. Gonadotropin-releasing hormone-like immunoreactivity in rat placenta. Neuroendocrinology. 44: 397-400.

214. Schlumpf M, Lightensteiger W, Shoemaker WJ, Bloom FE. 1980. Fetal monoamine systems: early stages and cortical projections. In: Biogenic amines in development. Eds. Parvez H and Parvez S. Amsterdam, Elsevier: 567-590

215. Schwanzel-Fukuda M., Pfaff D.W. 1990. The migration of luteinizing hormone-releasing hormone (LHRH) neurons from the medial olfactory placode into the medial basal forebrain. Experentia. V. 46. P. 956-962.

216. Seeburg PH and Adelman JP. 1984. Characterization of cDNA for precursor of human luteinizing hormone releasing hormone. Nature. 311:666-668.

217. Seminara SB, Hayes FJ, Crowley WF. 1998. Gonadotropin-Releasing Hormone Deficiency in the Human (Idiopathic Hypogonadotropic Hypogonadism and Kallmann's Syndrome): Pathophysiological and Genetic Considerations. Endocrine Reviews. 19 (5): 521-539

218. Sharifi N, Reuss AE, Wrey S. 2002. Prenatal LHRH neurons in nasal explant cultures express estrogen receptor beta transcript. Endocrinology. 143: 2503-2507.

219. Shimada S, Kitayama S, Walter D, Uhi G. 1992. Dopamine transporter mRNA: dense expression in ventral midbrain neurons. Mol. Brain. Res. 13: 359-362

220. Simpkins JW, Kalra SP, Kalra PS. 1983. Variable effects of testosterone on dopamine activity in several microdissected regions in the preoptic area and medial basal hypothalamus. Endocrinology. 112(2): 665-9.

221. Siragy HM, Felder RA, Howell NL, Chevalier RL, Peach MJ, Carey RM. 1989. Evidence that intrarenal dopamine acts as a paracrine substance at the renal tubule. Am J Physiol. 257: 469-77.

222. Silverman A.J. 1988. The Physiology of Reproduction (eds Knobil E. and Neill J.) Raven Press. New York. pp. 1283-1303

223. Skynner MJ, Sim JA, Herbison AE. 1999. Detection of estrogen receptor alpha and beta messenger ribonucleic acids in adult gonadotropin-releasing hormone neurons. Endocrinology. 140: 5195-5201.

224. Specht LA, Pickel VM, Joh TH, Reis DJ. 1981a. Light-microscopic immunocytochemical localization of tyrosine hydroxylase in prenatal rat brain. I. Early ontogeny. J. Сотр. Neurol., 199, 233-253

225. Specht LA, Pickel VM, Joh TH, Reis DJ. 19816. Light-microscopic immunocytochemical localization of tyrosine hydroxylase in prenatal rat brain. II. Late ontogeny. J Comp Neurol. 199(2): 255-76.

226. Spector S, Gordon R, Sjoerdsma A, Udenfriend S. 1967. End product inhibitor of tyrosine hydroxylase as a possible mechanism for regulation of norepinephrine synthesis. Mol. Pharmacol. 3: 549-555

227. Siuciak JA, Krause DN, Dubocovich ML. 1991. Quantitative pharmacological analysis of 2-125I-iodomelatonin binding sites in discrete areas of the chicken brain. J Neurosci. 11(9): 2855-64.

228. Svennilson J, Aperia A. 1999. Dopamine in the developing kidney. Int J Dev Biol. 43(5): 441-3.

229. Swaab DF, Chun WC, Kruijver FP, Hofman MA, Ishunina ТА. 2002. Sexual differentiation of the human hypothalamus. Adv Exp Med Biol. 511:75-100.

230. Tang L, Todd RD, Heller A, O'Malley KL. 1994. Pharmacological and functional characterization of D2, D3 and D4 dopamine receptors in fobroblast and dopaminergic cell lines. J. Pharmacol. Exp. Ther. 268: 495

231. Tashiro Y, Kaneko T, Sugimoto T, Nagatsu I, Kikuchi H, Mizuno N. 1989a. Striatal neurons with aromatic L-amino acid decarboxylase-like immunoreactivity in the rat. Neurosci. Lett. 100: 29-34.

232. Tashiro Y, Sugimoto T, Hattori T, Uemura Y, Nagatsu I, Kikuchi H, Mizuno N. 19896. Tyrosine hydroxylase-like immunoreactive neurons in the striatum of the rat. Neurosci. Lett. 97: 6-10.

233. Teitelman G, Jaeger CB, Albert V, Joh TH, Reis DJ. 1983. Expression of amino acid decarboxylase in proliferating cells of the neural tube and notochord of developing rat embryo. J Neurosci. 3(7): 1379-88.

234. Terasawa E. 1998. Cellular mechanism of pulsatile LHRH release. Gen. and Сотр. Endocrinology. 112: 276-282.

235. Tillet Y. 1994. Catecholaminergic neuronal systems in the diencephalons of mammals. In Phylogeny and Development of Catecholamine Systems in the CNS of Vertebrates (Eds. Smeets WJ, AJ and Reiner A). Cambridge: Cambridge Univ. Press. 207-246

236. Tison F, Normand E, Bloch B. 1994. Prenatal ontogeny of D2 dopamine receptor and dopamine transporter gene expression in the rat mesencephalon. Neurosci Lett. 166(1): 4850.

237. Schambra UB, Duncan GE, Breese GR, Fornaretto MG, Caron MG, Fremeau RT Jr. 1994. Ontogeny of D1A and D2 dopamine receptor subtypes in rat brain using in situ hybridization and receptor binding.Neuroscience. 62(1): 65-85.

238. Simpkins JW, Klara SP, Klara PS. 1983. Variable effects of testesterone on dopamine activity in several microdissected regions in the preoptic area and medial basal hypothalamus. Endocrinology. 112: 665-669

239. Tison F, Normand E, Bloch B. Prenatal ontogeny of D2 dopamine receptor and dopamine transporter gene expression in the rat mesencephalon. 1994. Neurosci. Lett. 166: 48-50

240. Ugrumov MV, Ivanova IP, Mitskevich MS, Liposits Zs. 1985. Axovascular relationships in developing median eminence of perinatal rats with special reference to luteinizing hormone-releasing hormone projections. Neuroscience. 16(4): 897-906

241. Ugrumov MV, Tixier-Vidal A, Taxi J, Thibault J, Mitskevich MS. 1989a. Ontogonesis of tyrosine hydroxylase-immunopositive structures in the rat hypothalamus. An atlas of neuronal cell bodies. Neuroscience, 29, 135-156

242. Ugrumov MV, Tixier-Vidal A, Taxi J, Thibault J, Mitskevich MS. 19896. Ontogenesis of tyrosine hydroxylase-immunopositive structures in the rat hypothalamus. Fiber pathways and terminal fields. Neuroscience. 29(1): 157-66.

243. Ugrumov MV. 1992. Development of the median eminence during ontogenesis (morpho-functional aspects). Prog Brain Res. 91: 349-56.

244. Ugrumov MV, Popov AP, Vladimirov SV, Kasmambetova S., Thibault J. 1994. Development of the suprachiasmatic nucleus during ontogenesis. Tyrosine hydroxylase immunopositive cell bodies and fibers. Neuroscience 58: 151-160

245. Ugrumov M, Melnikova V, Ershov P, Balan I, Calas A. 2002. Tyrosine hydroxylase-and / or aromatic L-amino acid decarboxylase-expressing neurons in the rat arcuate nucleus: Ontogenesis and functional significance. Psychoneuroendocrinol. 27: 533-548.

246. Ulmanen I, Peranen J, Tenhunen J, Tilgmann C, Karhunen T, Panula P, Bernasconi L, Aubry JP, Lundstrom K. 1997. Expression and intracellular localization of catechol O-methyltransferase in transfected mammalian cells. Eur J Biochem. 243(1-2): 452-9.

247. Van den Pol AN, Herbst RS, Powell JF. 1984. Tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons of the hypothalamus: a light and electron microscopic study. Neuroscience 13: 1117-1156.

248. Voorn P, Kalsbeek A, Jorritsma-Byham B, Groenewegen HJ. 1988. The pre- and postnatal development of the dopaminergic cell groups in the ventral mesencephalon and the dopaminergic innervation of the striatum of the rat. Neuroscience.25(3): 857-87

249. Venero JL, Absi el-H, Cano J, Machado A. 2002. Melatonin induces tyrosine hydroxylase mRNA expression in the ventral mesencephalon but not in the hypothalamus. J Pineal Res. 32(1): 6-14.

250. Vincent SR, Hope ВТ. 1990. Tyrosine hydroxylase containing neurons lacking aromatic amino acid decarboxylase in the hamster brain. The J. of Сотр. Neurol. 295: 290-298

251. Weiner N. 1960. The distribution of monoamie oxidae and succinic oxidase in brain. J New Drugs. 6: 79-86.

252. Weiner RI, Findell PR, Kordon C. 1988. Role of classic and peptide neuromediators in the neuroendocrine regulation of LH and prolactin. In The physiology of reproduction (Eds. E. Knobil, J. Neill et al.) Raven Press, New York, pp. 1235-1281

253. Weiner N, Molinoff PB. 1994. Catecholamines. In: Basic Neurochemistry: Molecular, Cellular and Medical Aspects. Eds. Siegel Gl, Agranoff BW, Alberts RW, Molinoff PB. New York: Raven press, pp. 261-281

254. Ward IL and Weisz J. 1984. Maternal stress alters plasma testosterone in fetal males. Endocrinology. 114: 1635-1644.

255. Weisz J, Ward IL. 1980. Plasma testosterone and progesterone titres of pregnant rats, their male and female fetuses, and neonatal offspring. Endocrinology. 106: 306-316

256. Westlund KN, Krakower TJ, Kwan SW, Abel CW. 1993. Intracellular distribution of monoaminoxidase A of rat and monkey brain and spinal cord. Brain Res. 612(1-2): 221230

257. Wirtshafter D, Sheppard AC. 2001. Localization of GABA(B) receptors in midbrain monoamine containing neurons in the rat. Brain Res Bull. 56(1): 1-5

258. Wray S., Hoffman G. 1986a. A developmental study of the quantitative distribution of LHRH neurons within the central nervous system of postnatal male and female rats. J. Сотр. Neurol. 252: 522-531.

259. Wray S, Hoffman G. 19866. Catecholamine innervation of LH-RH neurons: a developmental study. Brain Res. 399: 327-331.

260. Wray S, Grant P, Gainer H. 1989. Evidence that cells expressing luteinising hormone-releasing hormone mRNA in the mouse are derived from progenitor cells in the olfactory placode. Proc Natl Acad Sci USA. 86: 8132-8136.

261. Wray S, Fueshko SM, Kusano K, Gainer H. 1996. GABAergic neurons in the embryonic olfactory pit/vomeronasal organ: maintenance of functional GABAergic synapses in olfactory explants. Dev. Biol. 180: 631-645.

262. Wuttke W. 1977. Hypothalamic control of prolactin secretion. Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol. 297 (Suppl 1): S75-6.

263. Yoshida G, Kaniike K, Namba J. 1963a. Properties of a carrier system to transport L-Dopa into brain slices. Nature. 198: 191-192.

264. Yoshida H, Namba J, Kaniike K, Imaizumi R. 1963b. Studies on active transport of L-DOPA (Dihydroxyphenylalanine) into brain slices. Jap. J. Pharmacol. 13: 1-9.

265. Zaborszky L. 1982. Afferent connections of the medial basal hypothalamus. Adv. Anat. Embryol. Cell Biol. 69: 1-107