Роль вторичной структуры мРНК гена NS в жизненном цикле вируса гриппа А тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Барановская Ирина Леонидовна

• Барановская Ирина Леонидовна
• кандидат наук
• 2021

Оглавление диссертации кандидат наук Барановская Ирина Леонидовна

ВВЕДЕНИЕ

ОСНОВНАЯ ЧАСТЬ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Вирусы гриппа

1.2 Структура вириона вируса гриппа А

1.3 Геном вируса гриппа А

1.4 Жизненный цикл вируса гриппа

1.4.1 Проникновение вируса в клетку

1.4.2 Транскрипция

1.4.3 Сплайсинг

1.4.4 Трансляция

1.4.5 Репликация вирусного генома

1.4.6 Сборка вирусных частиц

1.5 Роль белков №1 и NEP в вирусном жизненном цикле

1.5.1 Ш1

1.5.2 NEP

1.6 Вторичные структуры вирусных РНК

1.6.1 Функциональные особенности вторичных структур РНК у различных вирусов

1.6.2 Вторичные структуры РНК вируса гриппа А

1.6.3 Вторичные структуры мРНК гена № как вероятный фактор патогенности

1.7 Заключение

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Материалы

2.1.1 Клеточные линии

2.1.2 Лабораторные животные

2.1.3 Вирусы

2.2 Методы

2.2.1 In silico анализ вторичной структуры РНК

2.2.2 Сайт-направленный мутагенез

2.2.3 Исследование вторичной структуры РНК in vitro

2.2.4 Конструирование ВГА методом обратной генетики

2.2.5 Секвенирование нового поколения

2.2.6 Определение инфекционной активности вирусов

2.2.7 Построение кривых роста вирусов на клеточных культурах

2.2.8 Построение кривых роста вирусов в развивающихся куриных эмбрионах

2.2.9 Определение вирусных мРНК методом количественной ПЦР

2.2.10 Измерение продукции вирусных белков в зараженных клетках методом ИФА

2.2.11 Вестерн-блоттинг

2.9.12 Инфицирование лабораторных животных

2.2.13 Реакция торможения гемагглютинации

2.2.14 Определение антител в сыворотке методом ИФА

2.2.15 Статистическая обработка данных

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1 Анализ вторичной структуры мРНК гена NS ВГА

3.5 Сборка и определение инфекционной активности вирусов

3.6 Изучение репродукции вирусов в клеточных культурах

3.7 Изучение репродукции вирусов в развивающихся куриных эмбрионах

3.8 Изучение продукции вирусных белков в зараженных клетках

3.9 Количественное определение вирусной РНК в зараженных клетках

3.10 Определение патогенности вирусов для лабораторных животных

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль вторичной структуры мРНК гена NS в жизненном цикле вируса гриппа А»

Актуальность работы

Несмотря на достигнутый прогресс в разработке противовирусных препаратов и вакцин, вирусы гриппа А (ВГА), как и другие респираторные вирусы, представляют собой серьезную угрозу для общественного здоровья и наносят ежегодный ущерб экономике [1]. Генетическая изменчивость ВГА, обуславливающая постоянное изменение антигенных свойств, обеспечивает вирусу способность обходить популяционный иммунитет, что приводит к возникновению сезонных эпидемий и периодических пандемий [2,3].

Известные детерминанты патогенности ВГА, определяющие репродуктивные особенности вируса и эффективность его распознавания иммунной системой, связаны с функциональными и структурными сайтами в вирусных белках. Однако в последнее время все больше внимания уделяют изучению роли вторичной структуры вирусных РНК. Так, консервативные области вирусной РНК рассматриваются в качестве перспективных мишеней для разработки противовирусной терапии [4,5]. Кроме того, конструирование аттенуированных вирусов с мутациями в важных структурных элементах РНК может быть актуально для разработки живых противогриппозных вакцин [6].

На сегодняшний день представления о функциональной роли структурных элементов РНК ВГА ограничены. В ранее проведенных исследованиях были выявлены отличия во вторичной структуре мРНК, кодируемых геном NS (далее мРНК гена NS). ВГА разных подтипов, в том числе у пандемического вируса A/Brevig Mission/1/1918 (H1N1) и штаммов ВГА подтипа H5N1 [7,8]. Ген NS кодирует как минимум два важных для вирусного патогенеза белка: неструктурный белок NS1 (nonstructural protein 1) и белок ядерного экспорта NEP (nuclear export protein). Предполагается, что вторичные структуры мРНК гена NS могут регулировать уровень продукции белка NS1, который, являясь антагонистом клеточного интерферонового ответа, может влиять на патогенность вируса [9]. Кроме того, вторичные структуры NS сегмента могут контролировать

продукцию белка ядерного экспорта NEP, оптимальный уровень экспрессии которого способствует поддержанию эффективной репликации вируса [10-12]. Вместе с тем, экспериментальные доказательства данных предположений ограничены. В связи с этим, актуальным является экспериментальный анализ областей гена NS, обладающих консервативной вторичной структурой РНК, и определение роли таких структур в репликации вируса и степени его патогенности.

Степень разработанности темы исследования

Ранее опубликованные исследования внесли значительный вклад в идентификацию структурных элементов мРНК гена NS термодинамическими методами in silico и в условиях in vitro [7,8,13-15]. Было показано, что для мРНК гена NS характерно образование нескольких альтернативных стабильных вторичных структур в областях (82-148 н.) и (497-564 н.), локализованных вблизи 5'- и 3'- сайтов сплайсинга.

В первой области (82-148 н.) у разных штаммов ВГА могут образовываться структуры «stem-loop» (шпилька) или «multibranch» (разветвленная шпилечная структура) [13,15]. В экспериментах по трансфекции клеток плазмидной ДНК, кодирующей рекомбинантный белок NS1, было показано, что введение коротких делеций, направленных на разрушение вторичной структуры в области (82-148 н.), негативно влияет на уровень продукции NS1 в условиях in vitro [13].

Для второй области было обнаружено две близких по энергии вторичных структуры шпильки и псевдоузла [7,16]. Для большинства штаммов ВГА характерен баланс между данными структурами, однако у высокопатогенных птичьих ВГА подтипа H5N1, появившихся после 2001 года, обнаружено смещение данного энергетического равновесия структур в сторону образования стабильной шпильки [7]. Ранее было выдвинуто предположение, что образование устойчивой РНК-шпильки в положении (497-564 н.) может потенциально влиять на вирулентность ВГА [7]. Тем не менее, в исследовании под руководством Douglas Turner при конструировании вирусов с различной вторичной структурой

в области (497-564 н.) мРНК гена NS было продемонстрировано, что нуклеотидные замены, направленные на смещение баланса в сторону образования устойчивой РНК-шпильки, приводят к уменьшению эффективности сплайсинга мРНК и аттенуации вирусной инфекции в клеточных культурах [6].

Важно отметить, что результаты ранее опубликованных исследований по изучению вторичной структуры мРНК гена NS ВГА посвящены только одной из двух образующих вторичные структуры областей и не рассматривали возможную их комбинацию. Кроме того, количество работ, в которых проводилось исследование вторичной структуры мРНК гена NS с использованием рекомбинантных вирусов in vitro, весьма ограничено. Стоит также упомянуть, что ранее не исследовалось влияние вторичных структур NS мРНК на патогенность вирусов in vivo.

Цель исследования состояла в изучении роли вторичных структур мРНК, кодируемых геном NS вируса гриппа А, в репродукции вируса in vitro и in vivo.

Задачи исследования:

1. Сопоставить результаты in silico предсказания вторичных структур мРНК гена NS с экспериментальными данными in vitro.

2. Методом обратной генетики получить рекомбинантные варианты штамма A/Puerto Rico/8/1934 (H1N1), различающиеся вторичными структурами мРНК сегмента NS.

3. Сравнить репродуктивные свойства полученных вирусов на клеточных культурах и 10-дневных куриных эмбрионах.

4. Определить влияние вторичных структур мРНК гена NS на эффективность продукции NS1 и NEP при заражении чувствительных клеток.

5. Оценить патогенность полученных вирусов in vivo.

Научная новизна

В работе методом обратной генетики впервые получены и охарактеризованы рекомбинантные штаммы ВГА, содержащие различные комбинации вторичных структур в (82-148 н.) и (497-564 н.) областях мРНК гена NS. Впервые продемонстрировано влияние вторичной структуры в области (82148 н.) мРНК гена NS на продукцию белка NS1 в зараженных клетках. Впервые продемонстрировано влияние комбинации вторичных структур (82-148 н.) и (497-564 н.) областей мРНК гена NS на продукцию белка NEP в зараженных клетках. Впервые показано, что вторичная структура мРНК гена NS ВГА может влиять на репродукцию вирусов in vivo.

Теоретическая и практическая значимость

Фундаментальная значимость выполненной работы в первую очередь определяется важностью получения новых данных о влиянии консервативных структурных РНК-мотивов гена NS на жизнеспособность и патогенность ВГА. В работе была проведена всесторонняя оценка молекулярно-биологических свойств ВГА, обладающих характерными для высокопатогенных штаммов шпилечными структурами мРНК гена NS. Продемонстрировано влияние вторичной структуры (82-148 н.) мРНК гена NS ВГА на трансляцию белка NS1 на ранних этапах инфекции. Продемонстрировано влияние комбинации вторичных структур (82148 н.) и (497-564 н.) мРНК гена NS на продукцию белка NEP. Проверена гипотеза о взаимосвязи между вторичной структурой РНК геномного сегмента NS и степенью патогенности ВГА и обнаружено влияние комбинации вторичных структур мРНК гена NS на инфекционную активность вируса в легких зараженных животных (лабораторных мышей). Практическая значимость работы заключается в возможности использования элементов вторичной структуры РНК в гене NS для аттенуации вирусов при разработке живых вакцин.

Методология и методы исследования

Для оценки возможного вклада вторичных структур РНК в репродуктивные свойства ВГА применялись молекулярно-биологические, молекулярно-генетические и вирусологические методы: выделение нуклеиновых кислот, полимеразная цепная реакция, электрофоретическое разделение нуклеиновых кислот в агарозном/ полиакриламидном геле, получение компетентных бактерий, трансформация и селекция бактериальных клонов, сайт-направленный мутагенез, секвенирование нуклеиновых кислот по Сенгеру, in vitro транскрипция, культивирование клеток, конструирование вирусов методом обратной генетики, определение инфекционной активности вирусов, реакция гемагглютинации, реакция торможения гемагглютинации, секвенирование нового поколения, экспериментальное заражение лабораторных животных, иммуноферментный анализ, электрофоретическое разделение белков в полиакриламидном геле, вестерн-блоттинг, компьютерный анализ вторичных структур РНК и методы статистического анализа.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Предсказанные методами in silico нуклеотидные замены в областях (82-148 н.) и (497-564 н.) гена NS, приводят к изменению вторичной структуры РНК in vitro.

2. Рекомбинантные вирусы гриппа А, обладающие различными комбинациями вторичных структур в областях (82-148 н.) и (497-564 н.) гена NS, не отличаются по репродукции в чувствительных клеточных культурах и в развивающихся куриных эмбрионах.

3. Рекомбинантные вирусы гриппа А, обладающие РНК-шпилькой в области (82-148 н.) гена NS, характеризуются более высоким уровнем продукции NS1 в первые часы после инфекции чувствительных клеток по сравнению с вирусами с альтернативной вторичной структурой в данной области.

4. Рекомбинантный вирус гриппа А, характеризующийся отсутствием РНК-шпильки в (82-148 н.) положении и стабильной шпилькой в области (497-

564 н.) NS гена, имеет сниженный уровень белка NEP в зараженных клетках

и сниженную патогенность для мышей по сравнению с вирусами с

альтернативными вторичными структурами в данных областях.

Степень достоверности и апробация результатов

Результаты получены с применением современных экспериментальных методов молекулярной биологии и вирусологии в соответствии с поставленными задачами. Воспроизводимость полученных результатов и применение методов статистического анализа позволили определить значимость и достоверность результатов.

Материалы исследования доложены автором работы на Международной конференции «Trends in Influenza Research» (Санкт-Петербург, 2017), на XVIII Зимней молодежной школе по биофизике и молекулярной биологии (Гатчина, 2017), на Международном конгрессе «25th International Student Congress Of (bio) Medical Science (ISCOMS)» (Гронинген, 2018), на Международном конгрессе «The 43rd FEBS CONGRESS» (Прага, 2018), на XIX Зимней молодежной школе ПИЯФ по биофизике и молекулярной биологии (Гатчина, 2018), на Международной конференции «OPTIONS X for the Control of Influenza» (Сингапур, 2019), на XX Зимней молодежной школе ПИЯФ по биофизике и молекулярной биологии (Гатчина, 2019), на Международном конгрессе «The 44rd FEBS CONGRESS» (Краков, 2019) и XXI Зимней молодежной школе по биофизике и молекулярной биологии (Гатчина, 2020).

По теме исследования опубликовано 11 печатных работ, в том числе 2 научные статьи в рецензируемых научных журналах.

Личный вклад автора

Личный вклад автора диссертации состоит в самостоятельном планировании и выполнении всех лабораторных исследований, а также анализе полученных результатов. Совместно с сотрудниками ФГБУ «НИИ гриппа им. А.А. Смородинцева» Минздрава России было проведено секвенирование

нуклеотидных последовательностей и культивирование необходимых клеточных линий.

Финансовая поддержка

Работа выполнена при финансовой поддержке гранта РНФ 18-74-00130 («Роль вторичной структуры РНК геномного сегмента № вируса гриппа А в его жизнеспособности и патогенности»)

ОСНОВНАЯ ЧАСТЬ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Вирусы гриппа

Вирусы гриппа принадлежат семейству Orthomyxoviridae и подразделяются на четыре вида: ЫАиетау^т А, ЫАжтау^т В, Influenzavirus С и ЫАиетау^т В [17]. Структурные особенности внутренних белков (КР и М), количество геномных сегментов, а также круг возможных хозяев определяют видовую принадлежность вирусов гриппа [18,19]. В человеческой популяции циркулируют вирусы гриппа А, В и С.

Среди вирусов гриппа ВГА представляет наибольшую опасность для здоровья населения, так как способен вызывать не только сезонные эпидемии, но и периодические пандемии [2,3]. Для вируса характерна повышенная генетическая изменчивость, которая позволяет ему быстро обходить существующий в популяции естественный и поствакцинальный иммунитет и приобретать резистентность к применяемым противовирусным препаратам [2022]. Это достигается благодаря высокой скорости накопления мутаций в вирусных генах (антигенный дрейф), а также реассортации геномных сегментов (антигенный сдвиг).

Природным резервуаром ВГА являются водоплавающие птицы, у которых возбудитель в большинстве случаев вызывает бессимптомные или легко протекающие инфекции [23]. У диких птиц вирус реплицируется преимущественно в эпителиальных клетках кишечника и выделяется в окружающую среду с экскрементами. Вследствие этого возникает риск инфицирования домашней птицы, которая крайне чувствительна к данному вирусу.

Благодаря способности ВГА к высокой генетической изменчивости циркулирующие среди животных либо птиц ВГА (зоонозные вирусы) могут

адаптироваться к новому хозяину, в том числе к человеку. Поскольку иммунитет к новому штамму в популяции отсутствует, существует риск быстрого распространения инфекции и возникновения эпидемии либо пандемии (пандемический грипп) [24]. После перенесенного заболевания в популяции формируется коллективный иммунитет и в последующие сезоны данный штамм, как правило, вызывает лишь локальные вспышки заболеваемости (сезонный грипп) [23].

ВГА классифицируется на подтипы в соответствии с антигенной специфичностью поверхностных белков гемагглютинина (HA, hemagglutinin) и нейраминидазы (NA, neuraminidase). На сегодняшний день насчитывается 16 подтипов НА (H1-H16) и 9 подтипов NA (N1-N9), выделенных от водоплавающих птиц [25]. Два дополнительных подтипа HA (H17 и H18) и NA (N10 и N11) недавно были идентифицированы у вирусов летучих мышей, однако, в отличие от остальных известных ВГА, данные вирусы не распознают сиаловые кислоты на поверхности рецепторов и, по-видимому, используют другую мишень для входа в клетку [26,27].

Для человеческой популяции характерны ВГА с тремя подтипами НА и двумя подтипами NA: H1N1, H2N2 и H3N2 [23]. За последние 100 лет произошло несколько пандемий гриппа: в 1918 году - «испанский грипп» H1N1, в 1957 году

- «азиатский грипп» H2N2, в 1968 году - «гонконгский грипп» H3N2, в 1977 году

- «русский грипп» H1N1 и в 2009 году «свиной грипп» H1N1pdm09 [24]. Точное происхождение пандемического штамма H1N1 1918 года до сих пор не установлено, однако предполагается, что данный вирус возник в результате прямого межвидового перехода от птиц к человеку [28]. Появление пандемических штаммов ВГА H2N2 и H3N2 произошло в результате реассортации между пандемическим штаммом H1N1 1918 года и птичьими вирусами с приобретением сегментов HA, NA, PB1 (для H2N2) и HA, PB1 (для H3N2) от гриппа птиц [29]. Пандемический вирус гриппа H1N1pdm09 является продуктом реассортации Евразийской линии свиных вирусов гриппа и тройных реассортантов вирусов гриппа свиней [30]. Данный вирус приобрел сегменты NA

и М от Евразийской линии свиных ВГА, сегменты КА, КР и № - от классических свиных ВГА и сегменты РВ2 и РА - от тройных реассортантов ВГА свиней [31].

1.2 Структура вириона вируса гриппа А

Вирионы большинства штаммов вируса гриппа имеют сферическую форму диаметром около 100 нм. Важно отметить, что морфология вирусных изолятов, выделенных из клинических образцов, варьирует, и вирионы могут также иметь филаментозную форму длиной до 20 мкм [32,33]. Однако при культивировании в клеточных культурах либо в развивающихся куриных эмбрионах филаментозная структура вирусных частиц может утрачиваться [34,35]. Предполагается, что морфология вирионов вируса гриппа главным образом определяется матриксным белком М1 [36]. На рисунке 1 схематично представлена структура вириона ВГА.

Рисунок 1 - Схема строения вириона вируса гриппа А (адаптировано из [37])

Поверхность вирионов вируса гриппа покрыта липидной оболочкой, которая представляет собой модифицированную клеточную мембрану клетки-хозяина со встроенными вирусными белками [23]. Поверхностные гликопротеины

HA и NA являются основными иммунными детерминантами вируса гриппа [38]. В настоящее время известно, что гомотримерный комплекс HA равномерно распределен по поверхности вириона и играет ключевую роль в проникновении вируса в клетку. В свою очередь, гомотетрамеры NA обеспечивают выход вирионов из клетки и, в основном, локализуются на небольшой области поверхности вириона [39]. Тетрамеры мембранного белка M2 образуют ионные каналы на поверхности вириона и обеспечивают активный транспорт протонов (H+) внутрь вириона для последующего высвобождения вирусного нуклеокапсида в цитоплазму клетки [40].

Под липидной мембраной вируса гриппа располагается слой матриксного белка M1. Данный белок взаимодействует с рибонуклеопротеиновым (РНП) комплексом и трансмембранными белками HA, NA и М2 [41,42]. Основная функция белка M1 заключается в поддержании устойчивости и жесткости вирусной оболочки вириона [36].

В сердцевине вириона ВГА располагаются восемь РНП комплексов, состоящих из геномной РНК, белков нуклеопротеина (NP) и полимеразного комплекса (PB1, PB2 и PA). Положительно заряженные мономеры белка NP неспецифично взаимодействуют с отрицательно заряженным фосфатным остовом и играют ключевую роль в структуризации молекулы РНК в РНП комплексе. В настоящее время считается, что белок NP связывает около 12 нуклеотидов вРНК, и примерное расстояние между мономерами NP составляет около 24 нуклеотидов [43]. Высококонсервативные последовательности 5'- и 3'- концов каждого геномного сегмента образуют вторичные структуры типа «panhandle» («ручка кастрюли»), с которыми связываются гетеротримерные комплексы вирусной полимеразы [44]. В РНП комплексе сегменты геномной РНК формируют гибкие антипараллельные спиральные структуры с петлей на одном конце и комплексом полимеразы на другом [45-47].

Стоит отметить, что в вирионе в небольшом количестве присутствуют неструктурные белки NS1 и NEP, а также некоторые клеточные белки, такие как

аннексины, гликолитические ферменты, тетраспанины, белки цитоскелета и другие [48].

1.3 Геном вируса гриппа А

Геном вирусов гриппа А сегментирован и состоит из 8 нитей однонитевой антисмысловой РНК (далее (-)РНК). Размер геномных сегментов ВГА варьирует от 890 н. (N3 сегмент) до 2341 н. (РВ2 сегмент). Общий размер генома вируса составляет приблизительно 13,5 тысяч нуклеотидов [49]. Каждый геномный сегмент кодирует вирусные белки, которых в настоящее время насчитывается до 18 [50]. Известно, что для продукции нескольких белков с одного геномного сегмента вирус использует механизмы альтернативного сплайсинга, альтернативной инициации трансляции и рибосомного сдвига [51-53].

Три первых геномных сегмента (1, 2, 3) кодируют субъединицы вирусной РНК-зависимой РНК-полимеразы: РВ2, РВ1 и РА соответственно. Геномный сегмент 1 дополнительно кодирует белок РВ2^1, экспрессия которого осуществляется посредством сплайсинга [54]. Геномный сегмент 2 кодирует два дополнительных белка РВ1-Р2 и РВ1-К40 с использованием альтернативных старт-кодонов [55,56]. Помимо полимеразного белка РА с третьего геномного сегмента осуществляется продукция еще трех белков: РА-Х (с помощью рибосомного сдвига), РА-Ш55 и РА-Ш82 (в процессе трансляции с альтернативных старт-кодонов) [57,58]. Геномные сегменты 4, 5 и 6 кодируют НА, нуклеопротеин КР и нейраминидазу КА соответственно. Геномный сегмент 7 кодирует белок М1, а также белок М2, формирующий ионный канал на поверхности вириона, и белок М42, который функционально аналогичен ионному каналу [59]. Самый короткий сегмент 8 кодирует три неструктурных белка: №1, КЕР и минорный белок №3, роль которого полностью не установлена [60]. В таблице 1 приведены основные свойства и функции белков вируса гриппа А.

Таблица 1 - Геномные сегменты и основные свойства белков вируса гриппа А

Сегмент Название белка и особенности его экспрессии Длина (а.°.) Свойства и функции белка

I РВ2 (несплайсированная мРНК) Трансляция начитается с AUG1 759 Субъединица вирусной РНК-полимеразы. Участвует в распознавании 5'-кэп структуры клеточной пре-мРНК и инициации транскрипции вирусной мРНК. Белок РВ2 взаимодействует с РА.

РВ2^1 (альт ернат ивный сплайсинг мРНК) 508 Локализуется в митохондриях зараженных клеток, ингибирует КЮ-1-зависимый путь передачи сигналов интерферона и влияет на активность вирусной полимеразы [54].

Трансляция начитается с AUG1

II РВ1 (несплайсированная мРНК) Трансляция начитается с AUG1 757 Каталитическая субъединица вирусной РНК-полимеразы. Распознает вирусный промотор, выполняет стадию элонгации в транскрипции и репликации. Белок РВ1 взаимодействует с субъединицами РВ2 и РА.

РВ1-Р2 (несплайсированная мРНК) Трансляция начитается с AUG4 90 Является индуктором апоптоза и провоспалительным фактором, участвует в регуляции врожденного иммунитета. Регулирует активность полимеразы через взаимодействие с белком РВ1. Локализуется в митохондриях и ядре [56].

РВ1 -N40 718 Представляет усеченную с Оконца форму белка РВ1. Участвует в

(несплайсированная мРНК Трансляция начитается с AUG5 поддержании баланса между экспрессией белков PB1 и PB1-F2. Экспрессия PB1-N40 не влияет в значительной степени на вирусную репликацию в клеточных культурах и в развивающихся куриных эмбрионах. Локализуется преимущественно в цитоплазме. Взаимодействует с PB2 [55].

III PA (несплайсированная мРНК Трансляция начитается с AUG1 716 Субъединица вирусной РНК-полимеразы. Обладает эндонуклеазной активностью: отщепляет 5'-кэп конец клеточных пре-мРНК, который используется в качестве праймера при инициации транскрипции вирусной мРНК. Белок PA взаимодействует с PB1 [61,62].

PA-X (несплайсированная мРНК) 252 Белок участвует в деградации клеточной мРНК, модулирует клеточный ответ на инфекционный процесс и является фактором вирулентности вируса гриппа [57].

Трансляция начитается с AUG1. Белок образуется посредством рибосомального сдвига рамки +1 в кодоне 191

PA-N155 (несплайсированная мРНК) 568 Белки предположительно участвуют в репликации вируса [58].

Трансляция начитается с AUG11

PA-N182 535

(несплайсированная мРНК) Трансляция начитается с AUG13

IV HA (несплайсированная мРНК) Трансляция начитается с AUG1 560 Основной поверхностный гликопротеин, гомотример. Является главной антигенной детерминантой. Участвует в проникновении вируса в клетку: распознает остатки сиаловых кислот рецепторов на поверхности клеток-мишеней и осуществляет слияние клеточной и вирусной оболочки.

V NP (несплайсированная мРНК) 498 Основной компонент вирусного нуклеокапсида. Участвует в ядерно-цитоплазматическом транспорте, репликации вирусной РНК, а также в созревании вирусного потомства.

VI NA (несплайсированная мРНК) Трансляция начитается с AUG1 465 Поверхностный гликопротеин, гомотетрамер. Отщепляя остатки сиаловых кислот с гликопротеинов, белок обеспечивает выход вирусных частиц из клетки.

VII M1 (несплайсированная мРНК) Трансляция начитается с AUG1 252 Матриксный белок, выстилает вирусную оболочку изнутри, обеспечивая устойчивость и морфологию вирионов. Играет важную роль в сборке вирусного потомства. Взаимодействует с белками РВ1, РВ2, РА, М2.

M2 (альт ернат ивный сплайсинг мРНК) 97 Тетрамеры белка М2 образуют ионные каналы, пронизывающие липидную оболочку вириона, которые участвуют в закислении рН внутри вириона для высвобождения вирусного нуклеокапсида в цитоплазму

Трансляция начитается с AUG1 клетки.

M42 (альт ернат ивный сплайсинг мРНК) 99 Является функционально аналогичным белку М2 [59].

Трансляция начитается с AUG2

XIII NS1 (несплайсированная мРНК) Трансляция начитается с AUG1 217 Неструктурный многофункциональный белок. Участвует во множестве взаимодействий с клеточными белками, регулирует сплайсинга мРНК М сегмента, ингибирует процесс полиаденилирования мРНК клетки. Белок является антагонистом системы интерферонов клетки [9].

NS2 (NEP) (альт ернат ивный сплайсинг мРНК) 121 Структурный компонент вирусной частицы. Обеспечивает экспорт РНП из ядра в цитоплазму [63], способен влиять на скорость вирусного цикла репликации [11].

Трансляция начитается с AUG1

NS3 (альтернативный сплайсинг мРНК) 174 Минорный белок, функция которого до конца не выяснена. Предполагается, что экспрессия №3 ассоциирована с вирусной адаптацией и преодолением видового барьера [60].

Трансляция начитается с AUG1

а.о. - аминокислотный остаток

1.4 Жизненный цикл вируса гриппа

1.4.1 Проникновение вируса в клетку

Адсорбция вируса гриппа на клетке осуществляется за счет узнавания вирусным белком HA остатков N-ацетилнейраминовой (сиаловой) кислоты, входящей в состав гликанов рецепторов плазматической мембраны клеток респираторного тракта. Разновидность связей прикрепления остатков сиаловых кислот определяет тропизм вирусов гриппа [64]. Так, например, ВГА человека преимущественно распознают а2,6-сиалозиды, которые в основном присутствуют на поверхности клеток эпителия верхних дыхательных путей респираторного тракта. В то же время птичьи ВГА связываются с рецепторами, в состав которых входят а2,3-сиаловые кислоты, характерные для эпителиальных клеток кишечника птиц [65]. Эпителиальные клетки свиней содержат как а2,6-, так и а2,3-сиалозиды, поэтому в данных млекопитающих могут одновременно циркулировать как птичьи, так и человеческие штаммы ВГА, что в значительной степени повышает риск возникновения реассортантных штаммов [66].

Проникновение вируса в клетку происходит в процессе рецептор-опосредованного эндоцитоза [67] или макропиноцитоза [68]. Кислый pH внутри эндосомы активирует вирусный ионный канал M2, который начинает осуществлять активный транспорт протонов из эндосомы внутрь вирусной частицы [40]. Снижение pH внутри вириона приводит к конформационной перестройке HA. Стоит отметить, что тример HA должен быть предварительно расщеплен трипсиноподобными протеазами на субъединицы HA1 и HA2 [69]. Последующее высвобождение гидрофобного «пептида слияния», расположенного на N-конце HA2, и его встраивание в мембрану эндосомы приводят к слиянию вирусной и эндосомальной мембран, разрушению межбелковых взаимодействий между M2 и РНП и высвобождению РНП комплексов в цитоплазму [70].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Барановская Ирина Леонидовна, 2021 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Iuliano A.D. et al. Estimates of global seasonal influenza-associated respiratory mortality: a modelling study // Lancet. Elsevier, 2018. Vol. 391, № 10127. P. 1285-1300.

2. Palese P. Orthomyxoviridae : the viruses and their replication // Fields Virology. Lippincott Williams & Wilkins, 2007. 1647-1689 p.

3. Saunders-Hastings P.R., Krewski D. Reviewing the History of Pandemic Influenza: Understanding Patterns of Emergence and Transmission // Pathogens. Multidisciplinary Digital Publishing Institute (MDPI), 2016. Vol. 5, № 4.

4. van Mierlo J.T., van Cleef K.W.R., van Rij R.P. Small Silencing RNAs: Piecing Together a Viral Genome // Cell Host Microbe. 2010. Vol. 7, № 2. P. 87-89.

5. Piasecka J. et al. RNA Secondary Structure Motifs of the Influenza A Virus as Targets for siRNA-Mediated RNA Interference // Mol. Ther. - Nucleic Acids. Elsevier Ltd., 2020. Vol. 19. P. 627-642.

6. Jiang T. et al. Mutations Designed by Ensemble Defect to Misfold Conserved RNA Structures of Influenza A Segments 7 and 8 Affect Splicing and Attenuate Viral Replication in Cell Culture. // PLoS One. Public Library of Science, 2016. Vol. 11, № 6. P. e0156906.

7. Gultyaev A.P., Heus H.A., Olsthoorn R.C.L. An RNA conformational shift in recent H5N1 influenza A viruses // Bioinformatics. 2007. Vol. 23, № 3. P. 272276.

8. Vasin A. V. et al. The influenza A virus NS genome segment displays lineage-specific patterns in predicted RNA secondary structure // BMC Res. Notes. BioMed Central, 2016. Vol. 9, № 1. P. 1-7.

9. Krug R.M. Functions of the influenza A virus NS1 protein in antiviral defense. // Curr. Opin. Virol. NIH Public Access, 2015. Vol. 12. P. 1-6.

10. Gao S. et al. Interaction of NS2 with AIMP2 Facilitates the Switch from Ubiquitination to SUMOylation of M1 in Influenza A Virus-Infected Cells // J. Virol. 2015. Vol. 89, № 1. P. 300-311.

11. Chua M.A. et al. Influenza A Virus Utilizes Suboptimal Splicing to Coordinate the Timing of Infection // Cell Rep. Elsevier, 2013. Vol. 3, № 1. P. 23-29.

12. Paterson D., Fodor E. Emerging Roles for the Influenza A Virus Nuclear Export Protein (NEP) // PLoS Pathog. / ed. Hobman T.C. Public Library of Science, 2012. Vol. 8, № 12. P. e1003019.

13. Ilyinskii P.O. et al. Importance of mRNA secondary structural elements for the expression of influenza virus genes // Omics. 2009. Vol. 13, № 5. P. 421-430.

14. Moss W.N., Priore S.F., Turner D.H. Identification of potential conserved RNA secondary structure throughout influenza A coding regions // Rna. 2011. Vol. 17, № 6. P. 991-1011.

15. Priore S.F. et al. Secondary structure of a conserved domain in the intron of influenza A NS1 mRNA. // PLoS One. 2013. Vol. 8, № 9. P. e70615.

16. Gultyaev A.P., Fouchier R.A.M., Olsthoorn R.C.L. Influenza Virus RNA Structure: Unique and Common Features // Int. Rev. Immunol. Taylor & Francis, 2010. Vol. 29, № 6. P. 533-556.

17. Center for Disease Control. Types of Influenza Viruses [Electronic resource]. 2019. URL: https://www.cdc.gov/flu/about/viruses/types.htm (accessed: 07.03.2020).

18. Hoffmann E. et al. A DNA transfection system for generation of influenza A virus from eight plasmids // Proc. Natl. Acad. Sci. National Academy of Sciences, 2000. Vol. 97, № 11. P. 6108-6113.

19. Kawaoka Y. et al. Orthomyxoviridae. Academic Press, 2005. 681-693 p.

20. Деева Э.Г., Мельникова Т.И. Антивирусные препараты для профилактики и лечения гриппа // Эпидемиология и вакцинопрофилактика. Общество с ограниченной ответственностью «Нумиком», 2009. № 4.

21. De Clercq E., Li G. Approved antiviral drugs over the past 50 years // Clinical Microbiology Reviews. American Society for Microbiology, 2016. Vol. 29, № 3. P.695-747.

22. Киселев О.И., Цыбалова Л.М., Покровский В.И. Грипп: эпидемиология, диагностика, лечение, профилактика. М.: МИА. 2012.

23. Webster R.G. et al. Evolution and ecology of influenza A viruses // Microbiol. Rev. American Society for Microbiology Journals, 1992. Vol. 56, № 1. P. 152— 179.

24. Smith G.J.D. et al. Dating the emergence of pandemic influenza viruses // Proc. Natl. Acad. Sci. National Academy of Sciences, 2009. Vol. 106, № 28. P. 1170911712.

25. Yoon S.W., Webby R.J., Webster R.G. Evolution and ecology of influenza a viruses // Curr. Top. Microbiol. Immunol. Springer Verlag, 2014. Vol. 385. P. 359-375.

26. Tong S. et al. A distinct lineage of influenza A virus from bats // Proc. Natl. Acad. Sci. 2012. Vol. 109, № 11. P. 4269-4274.

27. Tong S. et al. New World Bats Harbor Diverse Influenza A Viruses // PLoS Pathog. / ed. Subbarao K. Public Library of Science, 2013. Vol. 9, № 10. P. e1003657.

28. Taubenberger J.K. et al. Integrating historical, clinical and molecular genetic data in order to explain the origin and virulence of the 1918 Spanish influenza virus // Philos. Trans. R. Soc. London.Series B Biol. Sci. The Royal Society, 2001. Vol. 356, № 1416. P. 1829-1839.

29. Scholtissek C. et al. On the origin of the human influenza virus subtypes H2N2 and H3N2 // Virology. Academic Press, 1978. Vol. 87, № 1. P. 13-20.

30. Smith G.J.D. et al. Origins and evolutionary genomics of the 2009 swine-origin H1N1 influenza A epidemic // Nat. 2009 4597250. Nature Publishing Group, 2009. Vol. 459, № 7250. P. 1122-1125.

31. Taubenberger J.K., Kash J.C. Influenza virus evolution, host adaptation, and pandemic formation // Cell Host Microbe. Elsevier Inc., 2010. Vol. 7, № 6. P. 440-451.

32. Choppin P.W. Studies of two kinds of virus particles which comprise influenza A2 virus strains. III. Morphological characteristics: independence to morphological and functional traits. // J. Exp. Med. The Rockefeller University Press, 1960. Vol. 112, № 5. P. 945-952.

33. Badham M.D., Rossman J.S. Filamentous Influenza Viruses // Curr. Clin. Microbiol. Reports. Springer, 2016. Vol. 3, № 3. P. 155-161.

34. Kilbourne E.D., Murphy J.S. Genetic studies of influenza viruses. I. Viral morphology and growth capacity as exchangeable genetic traits. Rapid in ovo adaptation of early passage Asian strain isolates by combination with PR8. // J. Exp. Med. The Rockefeller University Press, 1960. Vol. 111, № 3. P. 387-406.

35. Seladi-Schulman J., Steel J., Lowen A.C. Spherical Influenza Viruses Have a Fitness Advantage in Embryonated Eggs, while Filament-Producing Strains Are Selected In Vivo // J. Virol. American Society for Microbiology, 2013. Vol. 87, № 24. P. 13343-13353.

36. Roberts P.C., Lamb R.A., Compans R.W. The M1 and M2 proteins of influenza a virus are important determinants in filamentous particle formation // Virology. Academic Press Inc., 1998. Vol. 240, № 1. P. 127-137.

37. Krug R.M., Aramini J.M. Emerging antiviral targets for influenza A virus // Trends Pharmacol. Sci. Elsevier Current Trends, 2009. Vol. 30, № 6. P. 269-277.

38. Gamblin S.J., Skehel J.J. Influenza hemagglutinin and neuraminidase membrane glycoproteins // J. Biol. Chem. American Society for Biochemistry and Molecular Biology Inc., 2010. Vol. 285, № 37. P. 28403-28409.

39. Wasilewski S. et al. Distribution of surface glycoproteins on influenza A virus determined by electron cryotomography // Vaccine. Elsevier, 2012. Vol. 30, № 51. P. 7368-7373.

40. Pinto L.H., Lamb R.A. The M2 proton channels of influenza A and B viruses // J. Biol. Chem. American Society for Biochemistry and Molecular Biology, 2006. Vol. 281, № 14. P. 8997-9000.

41. Nayak D.P. et al. Influenza virus morphogenesis and budding // Virus Res. Elsevier, 2009. Vol. 143, № 2. P. 147-161.

42. Rossman J.S., Lamb R.A. Influenza virus assembly and budding // Virology. Academic Press, 2011. Vol. 411, № 2. P. 229-236.

43. Williams G.D. et al. Nucleotide resolution mapping of influenza A virus nucleoprotein-RNA interactions reveals RNA features required for replication //

Nat. Commun. Nature Publishing Group, 2018. Vol. 9, № 1. P. 1-12.

44. Hsu M.T. et al. Genomic RNAs of influenza viruses are held in a circular conformation in virions and in infected cells by a terminal panhandle. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. National Academy of Sciences, 1987. Vol. 84, № 22. P. 8140-8144.

45. Klumpp K., Ruigrok R.W.H., Baudin F. Roles of the influenza virus polymerase and nucleoprotein in forming a functional RNP structure // EMBO J. John Wiley & Sons, Ltd, 1997. Vol. 16, № 6. P. 1248-1257.

46. Fodor E., Pritlove D.C., Brownlee G.G. The influenza virus panhandle is involved in the initiation of transcription. // J. Virol. 1994. Vol. 68, № 6. P. 4092-4096.

47. Pflug A. et al. Structure of influenza A polymerase bound to the viral RNA promoter // Nature. Nature Publishing Group, 2014. Vol. 516, № 7531. P. 355360.

48. Hutchinson E.C. et al. Conserved and host-specific features of influenza virion architecture // Nat. Commun. Nature Publishing Group, 2014. Vol. 5, № 1. P. 111.

49. Abdelwhab E.M., Abdel-Moneim A.S. Orthomyxoviruses // Recent Advances in Animal Virology. Springer Singapore, 2019. P. 351-378.

50. Vasin A. V. et al. Molecular mechanisms enhancing the proteome of influenza A viruses: An overview of recently discovered proteins // Virus Res. Elsevier B.V., 2014. Vol. 185. P. 53-63.

51. Dubois J., Terrier O., Rosa-Calatrava M. Influenza viruses and mRNA splicing: Doing more with less // MBio. 2014. Vol. 5, № 3. P. 1-13.

52. Firth A.E., Brierley I. Non-canonical translation in RNA viruses // J. Gen. Virol. Microbiology Society, 2012. Vol. 93, № Pt 7. P. 1385.

53. Yewdell J.W., Ince W.L. Frameshifting to PA-X influenza // Science (80-. ). American Association for the Advancement of Science, 2012. Vol. 337, № 6091. P. 164-165.

54. Yamayoshi S. et al. Identification of a Novel Viral Protein Expressed from the PB2 Segment of Influenza A Virus // J. Virol. American Society for

Microbiology, 2016. Vol. 90, № 1. P. 444-456.

55. Wise H.M. et al. A Complicated Message: Identification of a Novel PB1-Related Protein Translated from Influenza A Virus Segment 2 mRNA // J. Virol. American Society for Microbiology, 2009. Vol. 83, № 16. P. 8021-8031.

56. Chen W. et al. A novel influenza A virus mitochondrial protein that induces cell death // Nat. Med. Nature Publishing Group, 2001. Vol. 7, № 12. P. 1306-1312.

57. Jagger B.W. et al. An overlapping protein-coding region in influenza A virus segment 3 modulates the host response // Science (80-. ). American Association for the Advancement of Science, 2012. Vol. 337, № 6091. P. 199-204.

58. Muramoto Y. et al. Identification of Novel Influenza A Virus Proteins Translated from PA mRNA // J. Virol. American Society for Microbiology, 2013. Vol. 87, № 5. P. 2455-2462.

59. Wise H.M. et al. Identification of a Novel Splice Variant Form of the Influenza A Virus M2 Ion Channel with an Antigenically Distinct Ectodomain // PLoS Pathog. / ed. Pekosz A. Public Library of Science, 2012. Vol. 8, № 11. P. e1002998.

60. Selman M. et al. Adaptive mutation in influenza A virus non-structural gene is linked to host switching and induces a novel protein by alternative splicing // Emerg. Microbes Infect. Taylor & Francis, 2012. Vol. 1, № 11. P. e42.

61. Dias A. et al. The cap-snatching endonuclease of influenza virus polymerase resides in the PA subunit // Nature. 2009. Vol. 458, № 7240. P. 914-918.

62. Yuan P. et al. Crystal structure of an avian influenza polymerase PA N reveals an endonuclease active site // Nature. Nature Publishing Group, 2009. Vol. 458, № 7240. P. 909-913.

63. Neumann G., Hughes M.T., Kawaoka Y. Influenza A virus NS2 protein mediates vRNP nuclear export through NES-independent interaction with hCRM1 // EMBO J. John Wiley & Sons, Ltd, 2000. Vol. 19, № 24. P. 6751-6758.

64. Rogers G.N., Paulson J.C. Receptor determinants of human and animal influenza virus isolates: Differences in receptor specificity of the H3 hemagglutinin based on species of origin // Virology. Academic Press, 1983. Vol. 127, № 2. P. 361373.

65. Matrosovich M. et al. Early Alterations of the Receptor-Binding Properties of H1, H2, and H3 Avian Influenza Virus Hemagglutinins after Their Introduction into Mammals // J. Virol. American Society for Microbiology, 2000. Vol. 74, № 18. P. 8502-8512.

66. Щелканов М.Ю., Колобухина Л.В., Львов Д.К. Грипп: история, клиника, патогенез // Лечащий врач. 2011. Vol. 10. P. 33-38.

67. Rust M.J. et al. Assembly of endocytic machinery around individual influenza viruses during viral entry // Nat. Struct. Mol. Biol. Nature Publishing Group, 2004. Vol. 11, № 6. P. 567-573.

68. Sieczkarski S.B., Whittaker G.R. Influenza Virus Can Enter and Infect Cells in the Absence of Clathrin-Mediated Endocytosis // J. Virol. American Society for Microbiology, 2002. Vol. 76, № 20. P. 10455-10464.

69. Lazarowitz S.G., Choppin P.W. Enhancement of the infectivity of influenza A and B viruses by proteolytic cleavage of the hemagglutinin polypeptide // Virology. Academic Press, 1975. Vol. 68, № 2. P. 440-454.

70. Bui M., Whittaker G., Helenius A. Effect of M1 protein and low pH on nuclear transport of influenza virus ribonucleoproteins. // J. Virol. 1996. Vol. 70, № 12. P. 8391-8401.

71. Eisfeld A.J., Neumann G., Kawaoka Y. At the centre: Influenza A virus ribonucleoproteins // Nat. Rev. Microbiol. 2015. Vol. 13, № 1. P. 28-41.

72. Cros J.F., García-Sastre A., Palese P. An unconventional NLS is critical for the nuclear import of the influenza A virus nucleoprotein and ribonucleoprotein // Traffic. John Wiley & Sons, Ltd, 2005. Vol. 6, № 3. P. 205-213.

73. Engelhardt O.G., Fodor E. Functional association between viral and cellular transcription during influenza virus infection // Rev. Med. Virol. John Wiley & Sons, Ltd, 2006. Vol. 16, № 5. P. 329-345.

74. Josset L., Frobert E., Rosa-Calatrava M. Influenza A replication and host nuclear compartments: Many changes and many questions // J. Clin. Virol. Elsevier, 2008. Vol. 43, № 4. P. 381-390.

75. Terrier O. et al. The influenza fingerprints: NS1 and M1 proteins contribute to

specific host cell ultrastructure signatures upon infection by different influenza A viruses // Virology. 2012. Vol. 432, № 1. P. 204-218.

76. Pflug A. et al. Structural insights into RNA synthesis by the influenza virus transcription-replication machine // Virus Res. Elsevier B.V., 2017. Vol. 234. P. 103-117.

77. Engelhardt O.G., Smith M., Fodor E. Association of the Influenza A Virus RNA-Dependent RNA Polymerase with Cellular RNA Polymerase II // J. Virol. American Society for Microbiology, 2005. Vol. 79, № 9. P. 5812-5818.

78. Guilligay D. et al. The structural basis for cap binding by influenza virus polymerase subunit PB2 // Nat. Struct. Mol. Biol. Nature Publishing Group, 2008. Vol. 15, № 5. P. 500-506.

79. Poon L.L.M. et al. Direct Evidence that the Poly(A) Tail of Influenza A Virus mRNA Is Synthesized by Reiterative Copying of a U Track in the Virion RNA Template // J. Virol. American Society for Microbiology, 1999. Vol. 73, № 4. P. 3473-3476.

80. Nemeroff M.E. et al. Influenza virus NS1 protein interacts with the cellular 30 kDa subunit of CPSF and inhibits 3' end formation of cellular pre-mRNAs // Mol. Cell. Cell Press, 1998. Vol. 1, № 7. P. 991-1000.

81. Lamb R.A. et al. Sequences of mRNAs derived from genome RNA segment 7 of influenza virus: colinear and interrupted mRNAs code for overlapping proteins. // Proc. Natl. Acad. Sci. National Academy of Sciences, 1981. Vol. 78, № 7. P. 4170-4174.

82. Huang X. et al. An NS-segment exonic splicing enhancer regulates influenza A virus replication in mammalian cells // Nat. Commun. Nature Publishing Group, 2017. Vol. 8. P. 1-15.

83. Valcarcel J., Portela A., Ortin J. Regulated M1 mRNA splicing in influenza virus-infected cells // J. Gen. Virol. Microbiology Society, 1991. Vol. 72, № 6. P. 13011308.

84. Backström Winquist E. et al. Inefficient splicing of segment 7 and 8 mRNAs is an inherent property of influenza virus A/Brevig Mission/1918/1 (H1N1) that causes

elevated expression of NS1 protein // Virology. Virology, 2012. Vol. 422, № 1. P. 46-58.

85. Tsai P.-L. et al. Cellular RNA Binding Proteins NS1-BP and hnRNP K Regulate Influenza A Virus RNA Splicing // PLoS Pathog. / ed. Pekosz A. Public Library of Science, 2013. Vol. 9, № 6. P. e1003460.

86. Robb N.C., Fodor E. The accumulation of influenza A virus segment 7 spliced mRNAs is regulated by the NS1 protein // J. Gen. Virol. Microbiology Society, 2012. Vol. 93, № 1. P. 113-118.

87. Robb N.C. et al. Splicing of influenza A virus NS1 mRNA is independent of the viral NS1 protein // J. Gen. Virol. 2010. Vol. 91, № 9. P. 2331-2340.

88. Garaigorta U., Ortin J. Mutation analysis of a recombinant NS replicon shows that influenza virus NS 1 protein blocks the splicing and nucleo-cytoplasmic transport of its own viral mRNA // Nucleic Acids Res. 2007. Vol. 35, № 14. P. 4573-4582.

89. Warf M.B., Berglund J.A. Role of RNA structure in regulating pre-mRNA splicing // Trends Biochem. Sci. Elsevier Current Trends, 2010. Vol. 35, № 3. P. 169-178.

90. Moss W.N. et al. The influenza A segment 7 mRNA 3' splice site pseudoknot/hairpin family // RNA Biol. 2012. Vol. 9, № 11. P. 1305-1310.

91. Kash J.C. et al. Hijacking of the host-cell response and translational control during influenza virus infection // Virus Res. Elsevier, 2006. Vol. 119, № 1. P. 111-120.

92. York A., Fodor E. Biogenesis, assembly and export of viral messenger ribonucleoproteins in the influenza A virus infected cell // RNA Biol. 2013. Vol. 10, № 8. P. 1274-1282.

93. Garfinkel M.S., Katze M.G. Translational control by influenza virus. Selective translation is mediated by sequences within the viral mRNA 5'-untranslated region // J. Biol. Chem. 1993. Vol. 268, № 30. P. 22223-22226.

94. Kash J.C. et al. Selective Translation of Eukaryotic mRNAs: Functional Molecular Analysis of GRSF-1, a Positive Regulator of Influenza Virus Protein Synthesis // J. Virol. American Society for Microbiology, 2002. Vol. 76, № 20. P. 10417-10426.

95. Park Y.W., Wilusz J., Katze M.G. Regulation of eukaryotic protein synthesis: Selective influenza viral mRNA translation is mediated by the cellular RNA-binding protein GRSF-1 // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. National Academy of Sciences, 1999. Vol. 96, № 12. P. 6694-6699.

96. Aragón T. et al. Eukaryotic Translation Initiation Factor 4GI Is a Cellular Target for NS1 Protein, a Translational Activator of Influenza Virus // Mol. Cell. Biol. American Society for Microbiology, 2000. Vol. 20, № 17. P. 6259-6268.

97. Burgui I. et al. PABP1 and eIF4GI associate with influenza virus NS1 protein in viral mRNA translation initiation complexes // J. Gen. Virol. Microbiology Society, 2003. Vol. 84, № 12. P. 3263-3274.

98. Reich S., Guilligay D., Cusack S. An in vitro fluorescence based study of initiation of RNA synthesis by influenza B polymerase // Nucleic Acids Res. Oxford University Press, 2017. Vol. 45, № 6. P. 3353-3368.

99. Dou D. et al. Influenza A virus cell entry, replication, virion assembly and movement // Front. Immunol. 2018. Vol. 9, № JUL. P. 1-17.

100. Reich S. et al. Structural insight into cap-snatching and RNA synthesis by influenza polymerase // Nature. Nature Publishing Group, 2014. Vol. 516, № 7531. P. 361-366.

101. Perez J.T. et al. Influenza A virus-generated small RNAs regulate the switch from transcription to replication // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. National Academy of Sciences, 2010. Vol. 107, № 25. P. 11525-11530.

102. Robb N.C. et al. NS2/NEP protein regulates transcription and replication of the influenza virus RNA genome // J. Gen. Virol. 2009. Vol. 90, № 6. P. 1398-1407.

103. Boulo S. et al. Nuclear traffic of influenza virus proteins and ribonucleoprotein complexes // Virus Res. Elsevier, 2007. Vol. 124, № 1-2. P. 12-21.

104. Huang S. et al. A Second CRM1-Dependent Nuclear Export Signal in the Influenza A Virus NS2 Protein Contributes to the Nuclear Export of Viral Ribonucleoproteins // J. Virol. American Society for Microbiology, 2013. Vol. 87, № 2. P. 767-778.

105. Marjuki H. et al. Membrane accumulation of influenza A virus hemagglutinin

triggers nuclear export of the viral genome via protein kinase Ca-mediated activation of ERK signaling // J. Biol. Chem. American Society for Biochemistry and Molecular Biology, 2006. Vol. 281, № 24. P. 16707-16715.

106. Marjuki H. et al. Higher polymerase activity of a human influenza virus enhances activation of the hemagglutinin-induced Raf/MEK/ERK signal cascade // Virol. J. BioMed Central, 2007. Vol. 4, № 1. P. 1-19.

107. Giese S., Bolte H., Schwemmle M. The Feat of Packaging Eight Unique Genome Segments // Viruses. MDPI AG, 2016. Vol. 8, № 6. P. 165.

108. Hutchinson E.C. et al. Genome packaging in influenza A virus // J. Gen. Virol. Microbiology Society, 2010. Vol. 91, № 2. P. 313-328.

109. Klemm C. et al. Immunomodulatory Nonstructural Proteins of Influenza A Viruses // Trends Microbiol. Elsevier Ltd, 2018. Vol. 26, № 7. P. 624-636.

110. Hale B.G. et al. The multifunctional NS1 protein of influenza A viruses. Society for General Microbiology, 2008.

111. Васин А.В. et al. Эволюционная динамика структурных и функциональных доменов белка ns1 вирусов гриппа а человека // Вопросы вирусологии. 2017. Vol. 62, № 15. P. 246-258.

112. Hale B.G. Conformational plasticity of the influenza A virus NS1 protein // Journal of General Virology. Microbiology Society, 2014. Vol. 95, № 10. P. 2099-2105.

113. Bornholdt Z.A., Prasad B.V.V. X-ray structure of influenza virus NS1 effector domain // Nat. Struct. Mol. Biol. Nature Publishing Group, 2006. Vol. 13, № 6. P. 559-560.

114. Carrillo B. et al. The Influenza A Virus Protein NS1 Displays Structural Polymorphism // J. Virol. American Society for Microbiology, 2014. Vol. 88, № 8. P. 4113-4122.

115. Greenspan D., Palese P., Krystal M. Two nuclear location signals in the influenza virus NS1 nonstructural protein. // J. Virol. 1988. Vol. 62, № 8. P. 3020-3026.

116. Melen K. et al. Nuclear and Nucleolar Targeting of Influenza A Virus NS1 Protein: Striking Differences between Different Virus Subtypes // J. Virol.

American Society for Microbiology, 2007. Vol. 81, № 11. P. 5995-6006.

117. Li Y., Yamakita Y., Krug R.M. Regulation of a nuclear export signal by an adjacent inhibitory sequence: The effector domain of the influenza virus NS1 protein // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. National Academy of Sciences, 1998. Vol. 95, № 9. P. 4864-4869.

118. Min J.Y. et al. A site on the influenza A virus NS1 protein mediates both inhibition of PKR activation and temporal regulation of viral RNA synthesis // Virology. Academic Press, 2007. Vol. 363, № 1. P. 236-243.

119. Mibayashi M. et al. Inhibition of Retinoic Acid-Inducible Gene I-Mediated Induction of Beta Interferon by the NS1 Protein of Influenza A Virus // J. Virol. American Society for Microbiology, 2007. Vol. 81, № 2. P. 514-524.

120. Guo Z. et al. NS1 protein of influenza A virus inhibits the function of intracytoplasmic pathogen sensor, RIG-I // Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. American Thoracic Society, 2007. Vol. 36, № 3. P. 263-269.

121. Min J.Y., Krug R.M. The primary function of RNA binding by the influenza A virus NS1 protein in infected cells: Inhibiting the 2'-5' oligo (A) synthetase/RNase L pathway // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. National Academy of Sciences, 2006. Vol. 103, № 18. P. 7100-7105.

122. Tawaratsumida K. et al. Quantitative Proteomic Analysis of the Influenza A Virus Nonstructural Proteins NS1 and NS2 during Natural Cell Infection Identifies PACT as an NS1 Target Protein and Antiviral Host Factor // J. Virol. American Society for Microbiology, 2014. Vol. 88, № 16. P. 9038-9048.

123. Rajsbaum R. et al. Species-Specific Inhibition of RIG-I Ubiquitination and IFN Induction by the Influenza A Virus NS1 Protein // PLoS Pathog. / ed. Pekosz A. Public Library of Science, 2012. Vol. 8, № 11. P. e1003059.

124. Li T. et al. NF90 is a novel influenza A virus NS1-interacting protein that antagonizes the inhibitory role of NS1 on PKR phosphorylation // FEBS Lett. John Wiley & Sons, Ltd, 2016. Vol. 590, № 16. P. 2797-2810.

125. García-Sastre A. et al. Influenza A Virus Lacking the NS1 Gene Replicates in Interferon-Deficient Systems. 1998. Vol. 330. P. 324-330.

126. Egorov A. et al. Transfectant Influenza A Viruses with Long Deletions in the NS1 Protein Grow Efficiently in Vero Cells. 1998. Vol. 72, № 8. P. 6437-6441.

127. Talon J. et al. Activation of Interferon Regulatory Factor 3 Is Inhibited by the Influenza A Virus NS1 Protein // J. Virol. American Society for Microbiology, 2000. Vol. 74, № 17. P. 7989-7996.

128. Wang X. et al. Influenza A Virus NS1 Protein Prevents Activation of NF-kB and Induction of Alpha/Beta Interferon // J. Virol. American Society for Microbiology, 2000. Vol. 74, № 24. P. 11566-11573.

129. Ludwig S. et al. The Influenza A Virus NS1 Protein Inhibits Activation of Jun N-Terminal Kinase and AP-1 Transcription Factors // J. Virol. American Society for Microbiology, 2002. Vol. 76, № 21. P. 11166-11171.

130. Marazzi I. et al. Suppression of the antiviral response by an influenza histone mimic // Nature. Nature Publishing Group, 2012. Vol. 483, № 7390. P. 428-433.

131. Anastasina M. et al. Influenza virus NS1 protein binds cellular DNA to block transcription of antiviral genes // Biochim. Biophys. Acta - Gene Regul. Mech. Elsevier B.V., 2016. Vol. 1859, № 11. P. 1440-1448.

132. Noah D.L., Twu K.Y., Krug R.M. Cellular antiviral responses against influenza A virus are countered at the posttranscriptional level by the viral NS1A protein via its binding to a cellular protein required for the 3' end processing of cellular pre-mRNAS // Virology. Academic Press Inc., 2003. Vol. 307, № 2. P. 386-395.

133. Chen Z., Li Y., Krug R.M. Influenza A virus NS1 protein targets poly(A)-binding protein II of the cellular 3'-end processing machinery // EMBO J. Oxford University Press, 1999. Vol. 18, № 8. P. 2273-2283.

134. Qiu Y.M., Nemeroff M., Krug R.M. The influenza virus NS1 protein binds to a specific region in human U6 snRNA and inhibits U6-U2 and U6-U4 snRNA interactions during splicing. // RNA. 1995. Vol. 1, № 3. P. 304-316.

135. Satterly N. et al. Influenza virus targets the mRNA export machinery and the nuclear pore complex // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. National Academy of Sciences, 2007. Vol. 104, № 6. P. 1853-1858.

136. Ehrhardt C. et al. Influenza A Virus NS1 Protein Activates the PI3K/Akt Pathway

To Mediate Antiapoptotic Signaling Responses // J. Virol. American Society for Microbiology, 2007. Vol. 81, № 7. P. 3058-3067.

137. Heikkinen L.S. et al. Avian and 1918 Spanish influenza A virus NS1 proteins bind to Crk/CrkL Src homology 3 domains to activate host cell signaling // J. Biol. Chem. American Society for Biochemistry and Molecular Biology, 2008. Vol. 283, № 9. P. 5719-5727.

138. Zhirnov O.P., Klenk H.D. Control of apoptosis in influenza virus-infected cells by up-regulation of Akt and p53 signaling // Apoptosis. Springer, 2007. Vol. 12, № 8. P.1419-1432.

139. Wang X. et al. The non-structural (NS1) protein of influenza A virus associates with p53 and inhibits p53-mediated transcriptional activity and apoptosis // Biochem. Biophys. Res. Commun. Academic Press Inc., 2010. Vol. 395, № 1. P. 141-145.

140. Zhang C. et al. The NS1 protein of influenza a virus interacts with heat shock protein Hsp90 in human alveolar basal epithelial cells: Implication for virus-induced apoptosis // Virol. J. BioMed Central, 2011. Vol. 8, № 1. P. 1-9.

141. Han X. et al. Influenza Virus A/Beijing/501/2009(H1N1) NS1 Interacts with ß-Tubulin and Induces Disruption of the Microtubule Network and Apoptosis on A549 Cells // PLoS One / ed. Chan M.C.W. Public Library of Science, 2012. Vol. 7, № 11. P. e48340.

142. Falcon A.M. et al. Interaction of influenza virus NS1 protein and the human homologue of Staufen in vivo and in vitro // Nucleic Acids Res. Oxford Academic, 1999. Vol. 27, № 11. P. 2241-2247.

143. Iwatsuki-Horimoto K. et al. Generation of Influenza A Virus NS2 (NEP) Mutants with an Altered Nuclear Export Signal Sequence // J. Virol. American Society for Microbiology, 2004. Vol. 78, № 18. P. 10149-10155.

144. Richardson R.K., Akkina J.C. NS2 protein of influenza virus is found in purified virus and phosphorylated in infected cells // Arch Virol. 1991. Vol. 116, № 1-4. P. 69-80.

145. Mänz B. et al. Adaptive mutations in NEP compensate for defective H5N1 RNA

replication in cultured human cells // Nat. Commun. Nature Publishing Group, 2012. Vol. 3, № 1. P. 1-11.

146. Akarsu H. et al. Crystal structure of the M1 protein-binding domain of the influenza A virus nuclear export protein (NEP/NS2) // EMBO J. John Wiley & Sons, Ltd, 2003. Vol. 22, № 18. P. 4646-4655.

147. Elton D. et al. Interaction of the Influenza Virus Nucleoprotein with the Cellular CRM1-Mediated Nuclear Export Pathway // J. Virol. American Society for Microbiology, 2001. Vol. 75, № 1. P. 408-419.

148. Dong X. et al. Structural basis for leucine-rich nuclear export signal recognition by CRM1 // Nature. Nature Publishing Group, 2009. Vol. 458, № 7242. P. 11361141.

149. Shimizu T. et al. Crucial role of the influenza virus NS2 (NEP) C-terminal domain in M1 binding and nuclear export of vRNP // FEBS Lett. No longer published by Elsevier, 2011. Vol. 585, № 1. P. 41-46.

150. Hu Y. et al. CHD3 facilitates vRNP nuclear export by interacting with NES1 of influenza A virus NS2 // Cell. Mol. Life Sci. Birkhauser Verlag AG, 2015. Vol. 72, № 5. P. 971-982.

151. Chen J., Huang S., Chen Z. Human cellular protein nucleoporin hNup98 interacts with influenza A virus NS2/nuclear export protein and overexpression of its GLFG repeat domain can inhibit virus propagation // J. Gen. Virol. Microbiology Society, 2010. Vol. 91, № 10. P. 2474-2484.

152. Gorai T. et al. F1Fo-ATPase, F-type proton-translocating ATPase, at the plasma membrane is critical for efficient influenza virus budding // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. National Academy of Sciences, 2012. Vol. 109, № 12. P. 4615-4620.

153. Chen G.W. et al. Genomic signatures of human versus avian influenza A viruses // Emerg. Infect. Dis. Centers for Disease Control and Prevention (CDC), 2006. Vol. 12, № 9. P. 1353-1360.

154. Miotto O. et al. Complete-Proteome Mapping of Human Influenza A Adaptive Mutations: Implications for Human Transmissibility of Zoonotic Strains // PLoS One / ed. Poon A.F.Y. Public Library of Science, 2010. Vol. 5, № 2. P. e9025.

155. Brierley I., Gilbert R.J.C., Pennell S. RNA pseudoknots and the regulation of protein synthesis. // Biochem. Soc. Trans. Portland Press Limited, 2008. Vol. 36, № Pt 4. P. 684-689.

156. Dela-Moss L.I., Moss W.N., Turner D.H. Identification of conserved RNA secondary structures at influenza B and C splice sites reveals similarities and differences between influenza A, B, and C // BMC Res. Notes. 2014. Vol. 7, № 1.

157. Kieft J.S. Viral IRES RNA structures and ribosome interactions // Trends Biochem. Sci. Elsevier Current Trends, 2008. Vol. 33, № 6. P. 274-283.

158. Simon L.M. et al. In vivo analysis of influenza A mRNA secondary structures identifies critical regulatory motifs // Nucleic Acids Res. Oxford University Press, 2019. Vol. 47, № 13. P. 7003-7017.

159. Ramos R. et al. Functional interactions in internal translation initiation directed by viral and cellular IRES elements // J. Gen. Virol. Microbiology Society, 2001. Vol. 82, № 5. P. 973-984.

160. Martinez-Salas E. et al. Insights into structural and mechanistic features of viral IRES elements // Front. Microbiol. 2018. Vol. 8, № JAN. P. 1-15.

161. Dreher T.W. Role of tRNA-like structures in controlling plant virus replication // Virus Res. Elsevier, 2009. Vol. 139, № 2. P. 217-229.

162. Jacks T. et al. Signals for ribosomal frameshifting in the rous sarcoma virus gagpol region // Cell. 1988. Vol. 55, № 3. P. 447-458.

163. Ten Dam E.B., Pleij C.W.A., Bosch L. RNA pseudoknots: Translational frameshifting and readthrough on viral RNAs // Virus Genes. Kluwer Academic Publishers, 1990. Vol. 4, № 2. P. 121-136.

164. Clyde K., Harris E. RNA secondary structure in the coding region of dengue virus type 2 directs translation start codon selection and is required for viral replication. // J. Virol. American Society for Microbiology, 2006. Vol. 80, № 5. P. 21702182.

165. Simmonds P., Tuplin A., Evans D.J. Detection of genome-scale ordered RNA structure (GORS) in genomes of positive-stranded RNA viruses: Implications for virus-evolution and host persistence // Rna. 2004. Vol. 10, № 9. P. 1337-1351.

166. Brower-Sinning R. et al. The role of RNA folding free energy in the evolution of the polymerase genes of the influenza A virus // Genome Biol. BioMed Central, 2009. Vol. 10, № 2. P. R18.

167. Rabadan R., Levine A.J., Robins H. Comparison of Avian and Human Influenza A Viruses Reveals a Mutational Bias on the Viral Genomes // J. Virol. American Society for Microbiology, 2006. Vol. 80, № 23. P. 11887-11891.

168. Ferhadian D. et al. Structural and functional motifs in influenza virus RNAs // Front. Microbiol. 2018. Vol. 9, № MAR. P. 1-11.

169. Brownlee G.G., Sharps J.L. The RNA polymerase of influenza a virus is stabilized by interaction with its viral RNA promoter. // J. Virol. American Society for Microbiology, 2002. Vol. 76, № 14. P. 7103-7113.

170. Crow M. et al. Mutational analysis of the influenza virus cRNA promoter and identification of nucleotides critical for replication. // J. Virol. American Society for Microbiology, 2004. Vol. 78, № 12. P. 6263-6270.

171. Kim H.J. et al. Mutational analysis of the RNA-fork model of the influenza A virus vRNA promoter in vivo // J. Gen. Virol. Microbiology Society, 1997. Vol. 78, № 2. P. 353-357.

172. Flick R. et al. Promoter elements in the influenza vRNA terminal structure. // RNA. Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1996. Vol. 2, № 10. P. 1046-1057.

173. Leahy M.B., Dobbyn H.C., Brownlee G.G. Hairpin Loop Structure in the 3' Arm of the Influenza A Virus Virion RNA Promoter Is Required for Endonuclease Activity // J. Virol. American Society for Microbiology, 2001. Vol. 75, № 15. P. 7042-7049.

174. Pritlove D.C. et al. A Hairpin Loop at the 5' End of Influenza A Virus Virion RNA Is Required for Synthesis of Poly(A)+ mRNA In Vitro // J. Virol. American Society for Microbiology, 1999. Vol. 73, № 3. P. 2109-2114.

175. Leahy M.B. et al. Mutagenic Analysis of the 5' Arm of the Influenza A Virus Virion RNA Promoter Defines the Sequence Requirements for Endonuclease Activity // J. Virol. American Society for Microbiology, 2001. Vol. 75, № 1. P. 134-142.

176. Wang J. et al. Dual Roles of the Hemagglutinin Segment-Specific Noncoding Nucleotides in the Extended Duplex Region of the Influenza A Virus RNA Promoter // J. Virol. American Society for Microbiology, 2016. Vol. 91, № 1. P. 2020.

177. Noble E. et al. Biophysical analysis of influenza A virus RNA promoter at physiological temperatures // J. Biol. Chem. American Society for Biochemistry and Molecular Biology, 2011. Vol. 286, № 26. P. 22965-22970.

178. Lenartowicz E. et al. Self-folding of naked segment 8 genomic RNA of influenza a virus // PLoS One. 2016. Vol. 11, № 2. P. 1-21.

179. Ruszkowska A. et al. Secondary structure model of the naked segment 7 influenza A virus genomic RNA // Biochem. J. Portland Press Ltd, 2016. Vol. 473, № 23. P. 4327-4348.

180. Neumann G. et al. Orthomyxovirus replication, transcription, and polyadenylation // Current Topics in Microbiology and Immunology. Springer Verlag, 2004. Vol. 283. P. 121-143.

181. Flick R., Elgh F., Pettersson R.F. Mutational Analysis of the Uukuniemi Virus (Bunyaviridae Family) Promoter Reveals Two Elements of Functional Importance // J. Virol. American Society for Microbiology, 2002. Vol. 76, № 21. P. 1084910860.

182. Barr J.N., Wertz G.W. Role of the Conserved Nucleotide Mismatch within 3'- and 5'-Terminal Regions of Bunyamwera Virus in Signaling Transcription // J. Virol. American Society for Microbiology, 2005. Vol. 79, № 6. P. 3586-3594.

183. Perez M., de la Torre J.C. Characterization of the Genomic Promoter of the Prototypic Arenavirus Lymphocytic Choriomeningitis Virus // J. Virol. American Society for Microbiology, 2003. Vol. 77, № 2. P. 1184-1194.

184. Lee N. et al. Genome-wide analysis of influenza viral RNA and nucleoprotein association // Nucleic Acids Res. Oxford University Press, 2017. Vol. 45, № 15. P.8968-8977.

185. Gultyaev A.P. et al. Subtype-specific structural constraints in the evolution of influenza A virus hemagglutinin genes // Sci. Rep. Nature Publishing Group,

2016. Vol. 6, № 1. P. 1-15.

186. Kobayashi Y. et al. Computational and molecular analysis of conserved influenza A virus RNA secondary structures involved in infectious virion production // RNA Biol. 2016. Vol. 13, № 9. P. 883-894.

187. Lenartowicz E. et al. Antisense Oligonucleotides Targeting Influenza A Segment 8 Genomic RNA Inhibit Viral Replication // Nucleic Acid Ther. 2016. Vol. 26, № 5. P. 277-285.

188. Gerber M. et al. Selective packaging of the influenza A genome and consequences for genetic reassortment // Trends in Microbiology. Elsevier Ltd, 2014. Vol. 22, № 8. P. 446-455.

189. Gavazzi C. et al. A functional sequence-specific interaction between influenza A virus genomic RNA segments // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. National Academy of Sciences, 2013. Vol. 110, № 41. P. 16604-16609.

190. Gavazzi C. et al. An in vitro network of intermolecular interactions between viral RNA segments of an avian H5N2 influenza A virus: Comparison with a human H3N2 virus // Nucleic Acids Res. Oxford Academic, 2013. Vol. 41, № 2. P. 12411254.

191. Priore S.F., Moss W.N., Turner D.H. Influenza A Virus Coding Regions Exhibit Host-Specific Global Ordered RNA Structure // PLoS One. 2012. Vol. 7, № 4. P. e35989.

192. Park C.J. et al. Solution structure of the influenza A virus cRNA promoter: Implications for differential recognition of viral promoter structures by RNA-dependent RNA polymerase // Nucleic Acids Res. Oxford Academic, 2003. Vol. 31, № 11. P. 2824-2832.

193. Tchatalbachev S., Flick R., Hobom G. The packaging signal of influenza viral RNA molecules // Rna. 2001. Vol. 7, № 7. P. 979-989.

194. Marc D., Barbachou S., Soubieux D. The RNA-binding domain of influenzavirus non-structural protein-1 cooperatively binds to virus-specific RNA sequences in a structure-dependent manner // Nucleic Acids Res. Oxford Academic, 2013. Vol. 41, № 1. P. 434-449.

195. Gultyaev A.P., Olsthoorn R.C.L. A family of non-classical pseudoknots in influenza A and B viruses // RNA Biol. Taylor & Francis, 2010. Vol. 7, № 2. P. 125-129.

196. Jiang T. et al. Secondary structure of a conserved domain in an intron of influenza A M1 mRNA // Biochemistry. 2014. Vol. 53, № 32. P. 5236-5248.

197. Priore S.F. et al. The Influenza A PB1-F2 and N40 Start Codons Are Contained within an RNA Pseudoknot // Biochemistry. 2015. Vol. 54, № 22. P. 3413-3415.

198. Soszynska-Jozwiak M. et al. A conserved secondary structural element in the coding region of the influenza a virus nucleoprotein (NP) mRNA is important for the regulation of viral proliferation // PLoS One. 2015. Vol. 10, № 10. P. 1-16.

199. Chursov A. et al. Specific temperature-induced perturbations of secondary mRNA structures are associated with the cold-adapted temperature-sensitive phenotype of influenza A virus // RNA Biol. 2012. Vol. 9, № 10. P. 1266-1274.

200. Baranovskaya I. et al. Changes in RNA secondary structure affect NS1 protein expression during early stage influenza virus infection // Virol. J. BioMed Central Ltd., 2019. Vol. 16, № 1.

201. Agris C.H., Nemeroff M.E., Krug R.M. A block in mammalian splicing occurring after formation of large complexes containing U1, U2, U4, U5, and U6 small nuclear ribonucleoproteins. // Mol. Cell. Biol. American Society for Microbiology, 1989. Vol. 9, № 1. P. 259-267.

202. Nemeroff M.E. et al. Identification of cis-acting intron and exon regions in influenza virus NS1 mRNA that inhibit splicing and cause the formation of aberrantly sedimenting presplicing complexes. // Mol. Cell. Biol. American Society for Microbiology Journals, 1992. Vol. 12, № 3. P. 962-970.

203. Bao Y. et al. The influenza virus resource at the National Center for Biotechnology Information. // J. Virol. American Society for Microbiology Journals, 2008. Vol. 82, № 2. P. 596-601.

204. Squires R.B. et al. Influenza Research Database: an integrated bioinformatics resource for influenza research and surveillance // Influenza Other Respi. Viruses. John Wiley & Sons, Ltd (10.1111), 2012. Vol. 6, № 6. P. 404-416.

205. Gruber A.R. et al. The Vienna RNA Websuite // Nucleic Acids Res. 2008. Vol. 36.

206. Zheng L., Baumann U., Reymond J.L. An efficient one-step site-directed and sitesaturation mutagenesis protocol. // Nucleic Acids Res. 2004. Vol. 32, № 14.

207. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. National Academy of Sciences, 1977. Vol. 74, № 12. P. 5463-5467.

208. Olsthoorn R.C. et al. A conformational switch at the 3' end of a plant virus RNA regulates viral replication. // EMBO J. European Molecular Biology Organization, 1999. Vol. 18, № 17. P. 4856-4864.

209. Blum H., Beier H., Gross H.J. Improved silver staining of plant proteins, RNA and DNA in polyacrylamide gels // Electrophoresis. John Wiley & Sons, Ltd, 1987. Vol. 8, № 2. P. 93-99.

210. Reed L.J., Muench H. A simple method of estimating fifty per cent endpoints // Am. J. Epidemiol. Narnia, 1938. Vol. 27, № 3. P. 493-497.

211. Zhou B. et al. Single-Reaction Genomic Amplification Accelerates Sequencing and Vaccine Production for Classical and Swine Origin Human Influenza A Viruses // J. Virol. American Society for Microbiology Journals, 2009. Vol. 83, № 19. P. 10309-10313.

212. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. Nature Publishing Group, 1970. Vol. 227, № 5259. P. 680-685.

213. Кривицкая В.З. et al. Получение и характеристика панели моноклональных антител, специфичных к белку NS1 вируса гриппа А // Биотехнология. 2017. Vol. 33, № 5. P. 61-72.

214. Baranovskaya I.L. et al. Mutations designed to modify the NS gene mRNA secondary structure affect influenza A pathogenicity in vivo // Microbiol. Indep. Res. J. (MIR Journal). Doctrina, Ltd., 2021. Vol. 8, № 1. P. 1-9.

215. Vasin A. V. et al. Evolutionary dynamics of structural and functional domains of influenza a virus ns1 protein // Vopr. Virusol. Izdatel'stvo Meditsina, 2017. Vol.

62, № 6. P. 246-258.

216. Hussain A.I. et al. Comparison of egg and high yielding MDCK cell-derived live attenuated influenza virus for commercial production of trivalent influenza vaccine: In vitro cell susceptibility and influenza virus replication kinetics in permissive and semi-permissive cells // Vaccine. Elsevier, 2010. Vol. 28, № 22. P. 3848-3855.

217. Ayllon J., García-Sastre A. The NS1 protein: a multitasking virulence factor // Curr. Top. Microbiol. Immunol. Springer Verlag, 2015. Vol. 386. P. 73-107.

218. Vester D. et al. Real-time RT-qPCR assay for the analysis of human influenza A virus transcription and replication dynamics // J. Virol. Methods. Elsevier, 2010. Vol. 168, № 1-2. P. 63-71.

219. Kawakami E. et al. Strand-specific real-time RT-PCR for distinguishing influenza vRNA, cRNA, and mRNA // J. Virol. Methods. Elsevier, 2011. Vol. 173, № 1. P. 1-6.

220. Nehyba J., Hrdlicková R., Bose H.R. Dynamic Evolution of Immune System Regulators: The History of the Interferon Regulatory Factor Family // Mol. Biol. Evol. Oxford Academic, 2009. Vol. 26, № 11. P. 2539-2550.