Рекомбинация РНК, катализируемая Q β репликазой тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Демиденко, Александр Анатольевич

• Демиденко, Александр Анатольевич
• кандидат биологических наук
• 2001

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Демиденко, Александр Анатольевич

Использованные сокращения.

1. ВВЕДЕНИЕ.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ Qß РЕПЛИКАЗА И ЕЁ МАТРИЦЫ.

2.1. Состав и роли субъединиц.

2.1.1. Для репликации Qß РНК необходим дополнительный клеточный белок

2.2. Матрицы Qb репликазы.

2.2.1. Репликация и однократное копирование РНК.

2.2.2. Qß РНК.

2.2.3. Малые реплицирующиеся РНК (RQ РНК).

2.2.3.1. RQ РНК - сателлиты Qß фага.

2.3. Синтез РНК Qb репликазой.

2.3.1. Репликационный цикл.

2.3.1.1. Инициация.

2.3.1.2. Элонгация.

2.3.1.3. Терминация.

2.3 .1.4. Поддержание матрицы и продукта в одноцепочечном состоянии.

2.3.1.5. Репликация RQ РНК.

2.3.1.6. Одну молекулу матрицы могут одновременно прочитывать несколько молекул репликазы.

2.3.1.7. Ингибиторы Qß репликазы.,,,.,.

2.3.2. Копирование неспецифических матриц.

2.4. другие) катализируемые репликазой реакции.: j. .li.

2.4.1. У^лин^ние праймера Qß репликазой.

2.4.2. Сщтез РНК de novo.: •.

2.4.3. Рекомбинация РНК в присутствии Qß репликазы.

2.4.3.1. RQ РНК образуются в клетках Е. coli путём негомологичной рекомбинации.

2.4.3.%'. Гомологичная рекомбинация Qß РНК in vivo.

2.4.3.3 ! Рекомбинация комплементарных цепей RQ 87 и формирование RQ 116 f^i^itro.

2.5. Резюме'., .v.

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

3.1. микрбб^лргические и генноинженерные методы.

3.1.1. ЩпиШмы E.coli.

3.1.2. Плазмиды.

3.1.3. Микробиологические среды.• •,• •••.

3.1.4. Трансформация.'.

3.1.5. Реакции рестрикции.

3.1.6. Фосфорширование и дефосфорилирование ДНК.

3.1.7. Лйгирование.;.!.

3.2. Выделение и очистка плазмидной ДНК.

3.2.1. Грубое выделение плазмидной ДНК.

3.2.2. Очйстка плазмидной ДНК.

3 .2.2.1. Очистка плазмиды с помощью РНКазы А и полиэтиленгликоля (ПЭГ: 6000).::.

3.2.2.2. Очистка плазмидной ДНК при помощи кипячения в присутствии Mg2+ :.J. ■■■ . i ) f '

3.2.2.3. Очйстка плазмидной ДНК центрифугированием в градиенте CsCl.

3.3. Транскрипция in vitro.

3.4. Электрофорез нуклеиновых кислот.

3.4.1. Электрофорез ДНК и РНК в агарозных гелях.

3.4.2. Электрофорез ДНК и РНК в полиакриламидных гелях.

3.4.2.1. В денатурирующих условиях.

3 .4.2.2. В неденатурирующих условиях.

3.4.3. ЭлюцияДНК и РНК из полиакриламидного геля.

3.4.3.1. ЭлюцияДНК.

3.4.3.2. ЭлюцияРНК (очистка РНК после транскрипции).

3.5. Химические и ферментативные модификации РНК.

3.5.1. Дефосфорилирование РНК.

3.5.2. Окисление РНК периодатом.

3.5.3. Биотинилирование 3' конца РНК и стабилизация биотиновой модификации.

3.5.4. Обработка окисленной РНК анилином (элиминация 3' концевого остатка)

3.5.5. Удлинение РНК с 3 '-конца на один нуклеотид.

3.5.6. Анализ РНК с помощью неполной деградации Т1 нуклеазой.

3.6. Получение фрагментов RQ135.1.

3.6.1. 5'(-)-фрагмент типаI (с чужеродным довеском, гомологичным довеску

3'(-)-фрагмента).

3.6.2. 5'(-)-фрагмент типаII(с довеском, негомологичным довеску З'(-)-фщ^&нта). г,.,.

3.6.3. 3 '(-)-фрагмент (с 53 по 134 основание).

3.6.4. 5'(+)-фрагмент (с довеском, комплементарным довеску 5'(-)-фрагмента murtal).

3.6.5. 3'(■ )-фрагмент.

3.7. Клонирование и секвенсирование рекомбинантньгх РНК.

3.7.1. Элюция РНК из агарозного геля.

3.7.2. Синтез кДНК (обратная транскрипция).

3.7.3. Полимеразная цепная реакция (PCR).

3.7.4. Клонирование и отбор рекомбинантов.t.

3.7.5. Определение первичной структуры (секвенирование) ДНК.

3.8. Клонирование комплементарной копии 5'-фрлгмнпта первого типа.

3.9. Рекомбинация и репликация RQ РНК.'.'.'.'.'.'.

3.9.1. Рекомбинация.

3.9.1.1, Рекомбинация in situ.г • V 1'.

3.9.1.2. Рекомбинация до посева.

3.9.2. Твердофазная репликация.

3.9.3. Гибридизация мембран после твердофазной репликации.

3.9.3.1, Приготовление меченого зонда для гибридизации.

3.9.3.2. Гибридизация.

3.9.4. Репликация в жидкости.

3.10. ВЫДЕЙЩЕ И ОЧИСТКА Qß РЕПЛИКАЗЫ.

3.10.1. Выращивание продуцентов ()ррепликазы.

3.10.2. Методы анализа препаратов QßpemuKa3bi.

3.10.2,1(. Определение активности.

3.10.2.2. Определение концентрации белка.

3.10.2.3. Гель-электрофорез белков в присутствие додецилсульфата натрия.

3.10.3. Выделение и очистка QßpermuKa3bi.

4. РЕЗУЛЬТАТЫ.

4.1. Задача работы и экспериментальная система.

4.1.1. Экспериментальная задача.

7.2. Образование и детекция рекомбинантов (твердофазная система репликации).

4.1.3. Методы получения рекомбинантных РНК.

4.1.3.1. Рекомбинация in situ.

4.1.3.2. Рекомбинация до посева.

4.2. рекомбина1щя/^от'/7между5,-из,-фра1^нтат(-)цепик0135.1.

4.2.1. Отжиг фрагментов стимулирует рекомбинацию.

4.2.2. Химические модификации 3'-конца 5'-фрагмента подавляют рекомбинацию.

4.2.3. Структура рекомбинантов.

4.2.4. Действительно ли рекомбинация негомологична?.

4.3. Минимальная система рекомбинации.

4.4. Является ли синтез РНК необходимой стадией рекомбинации?.

4.4.1. Для рекомбинации нужен синтез достаточно длинных РНК.

4.5. Копирование фрагментов RQ 135.1 и полноразмерных реплицирующихся молекул Qb репликазой в условиях рекомбинации.

4.5.1. Доказательства образования комплементарных копий фрагментов.

4.5.2. 5'(-)-фрагмента типа II не копируется репликазой ни при каких концентрациях нуклеотидов.

4.5.3. Особенности копирования фрагментов, находящихся в гетеродуплексе

4.5.4. Зависимость копирования фрагментов от концентрации нуклеотидов

4.5.5. Копирование реплицирующихся молекул.

4.6. СИНТО какой РНК необходим для рекомбинации?

4.6.1. Копирование 5'-фрагмента не требуется для рекомбинации.

4.6.2. Эффективность рекомбинации коррелирует $ кодированием 3'-фрагмента.

4.7. Способна ли Qb репликаза проводить рекомбинацию РНК путём удлинения праймера?.!.

4.7.1. Репликаза не способна удлинять праймер в массовых количествах.

4.7.2. Общая схема рекомбинации между двумя 5'-фрагментами.

4.7.3. Влияние окисления одного из 5'-фрагментов.

4.7.4. Рекомбинация между двумя 5'-фрагментами не^гомологична.

4.7.4.1, Рекомбинация с удлинённым на 1 нуклеотид 5'(+)-фрагментом.

4.7.4.2. Структура рекомбинантов.

4.7.5. Последовательность, соответствующая 3'-части будущего рекомбинанта, синтезируется при праймер-независимом копировании 5'(-)-фрагмента.

4.8. резюме;.,,:,:!.'.'.'.

5. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

5.1. эксперим1 -птальная система изучения рекомбйЩии РНК in vitro.

5.2. Свойства специфических и неспецифических матриц Qb репликазы в условиях дефи1 [ига по GTP.•••VV--.

5.3. qb репликаза катализирует рекомбинацию РНК':.

5.3.1. Основные свойства рекомбинации.

5.3.1.1. Рекомбинация происходите межфрагментном нековалентном комплексе.

5.3.1.2. Влияние вторичной структуры на распределение мест рекомбинации • ■ ■ - ' ' . •„•,•. ни

5.3.1.3. Частота рекомбинации.

5.3.1.4. Негомологичность.

5.3.1.5. В состав рекомбинанта входит родительский 5'-фрагмент.

5.3.2. Рекомбинация происходит в процессе синтеза РНК.

5.4. Механизм рекомбинации РНК в С>в репликазной системе.

5.4.1. Гипотеза смены матриц.

5.4.1.1. Определение.

5.4.1.2. Наблюдаемые факты противоречат гипотезе смены матриц.

5.4.2. "Отжиг и удлинения праймера ".

5.4.2.1. Определение.

5.4.2.2. В массовых количествах праймер репликазой не удлиняется.

5.4.2.3. Объяснение негомологичности -трудно расплавить дуплекс.

5.4.3. Рекомбинация между двумя 5'-фрагментами не включает стадию удлинения праймера.

5.4.4. Для рекомбинация между двумя 5'-фрагментами необходимо праймер-независимое копирование 5'(-)-фрагмента.

5.4.5. Происхождение вставок в РНК, образовавшихся в результате рекомбинации между двумя 5'-фрагментами.

5.5. трансэтерификация - наиболее вероятный механизм рекомбинации.

5.5.1.1. Рекомбинацию катализирует репликаза, синтезирующая РНК в данный момент.

5.6. Некоторые способы выяснить, входит ли в состав рекомбинанта родительский 3-фрагмент.

5.6.1.1. Запрещение копирования первичных рекомбирантов.

5.6.1.2, Запрещение размножения копий в твердофазной системе репликации .:;.:.:.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Рекомбинация РНК, катализируемая Q β репликазой»

Первые сообщения о межмолекулярной рекомбинации РНК появились в начале шестидесятых годов на основании результатов исследования вируса полиомиелита (Hirst, 1962, Ledinko, 1963). Немногим позже рекомбинация была продемонстрирована для другого члена группы пикорнавирусов - вируса FMDV (Pringle, 1965).

В течение долгого времени пикорнавирусы оставались единственной группой организмов, где наблюдали рекомбинацию РНК. Ситуация изменилась в середине восьмидесятых с открытием рекомбинации у коронавирусов (Lai et al., 1985) и вирусов растений (Bergh et al, 1985; Bujarski and Kaesberg, 1986). Тогда же была показана рекомбинация между вирусными и клеточными РНК (Monroe and Schlesinger, 1984). " ' 1

И наконец, была открыта рекомбинация РНК у прокариот - в частности, в клетках, заражённых Qß фагом (Munishkin et al., 1988; Palasingam and Shaklee, 1992).

Итак, рекомбинация РНК - процесс объединения фрагментов разных молекул РНК в одну новую - широко распространенный феномен, наблюдаемый у многих животных, растительных и бактериальных РНК-содержащих вирусов, а также между клеточными РНК. г- . iii! 7

Главным критерием для классификации рекомбинационных событий является анализ нуклеотидной последовательности в области перекреста. Если последовательность в области перекреста одинакова (гомологична) у обоих родителей, то такая рекомбинация называется гомологичной, если нет -негомологичной. Для того, чтобы рекомбинацию назвать гомологичной, достаточно, чтобы гомологичными были участки родительских РЙК длиной в два и более нуклеотидов (King, 1988). ' , . г :U I ;

Ь I

С момента открытия и вплоть до недавнего времени рекомбинацию РНК изучали исключительно in vivo, в основном с помощью генетических методов -заражая клетки хозяина двумя генетически различающимися вирусами и отбирая потомство с комбинацией признаков, отличной от родительских. В результате таких исследований подавляющее большинство выявленных рекомбинантных вирусов оказывалось продуктом гомологичной рекомбинации.

Возможно два объяснения преобладания гомологичных рекомбинантов над негомологичными при постановке эксперимента in vivo. С одной стороны, возможно, что эффективность негомологичной рекомбинации просто недооценена исследователями. В методах in vivo обнаруживаются не все рекомбинанты. Без размножения невозможно наблюдать рекомбинантные молекулы, а для размножения рекомбинантных вирусных РНК используются те же самые механизмы, что и для нормальных вирусов. Следовательно, экспериментаторы в первую очередь выявляют жизнеспособные рекомбинантные РНК, то есть максимально похожие на родительские молекулы. Естественно, при таких ограничениях значительная доля негомологичньгх рекомбинантов утратят жизнеспособность (например, из-за сдвига рамки считывания при синтезе какого-либо важного белка) и экспериментатором Í. замечены не будут. : ¡ : i■■;; .u i :

С другой стороны, можно предположить, что наблюдаемое соотношение гомологичной и негомологичной рекомбинаций отражает реальное, то есть рекомбинация у большинства вирусов действительно происходит по гомологичному механизму. Преобладание гомологичной рекомбинации легче всего объяснить с помощью механизма смены матриц (Cooper et al., 1974), в котором главной движущей

• . I ' М.: л силой рекомбинации РНК является вирусная репликаза. Согласно этой гипотезе i > . ;гт :t: вирусная репликаза в процессе копирования одной матрицы может вместе с i '."ib новосинтезированной цепочкой диссоциировать от матрицы, присоединиться к гомологичному участку другой РНК и продолжить синтез. В результате образуется молекула, унаследовавшая последовательности от обоих родительских РНК.

Гипотеза смены матриц стала общепринятой. С её помощью объясняют все случаи рекомбинации РНК, в том числе и негомологичные.

Однако прямые экспериментальные доказательства в пользу как механизма смены матриц, так и других возможных механизмов рекомбинации РНК, отсутствуют. Основной причиной этого мы считаем отсутствие подходящей экспериментальной системы. Мы видим два принципиальных ограничения, присущих всем методам, в которых образование, размножение и выявление рекомбинантных РНК происходят в живой клетке. Это селекция на стадии размножения рекомбинанта (выявляются только жизнеспособные) и неконтролируемость со стороны экспериментатора процесса образования рекомбинантов.1 Клетка - слишком сложный объект. В живой клетке крайне трудно выявить тот конкретный процесс, в результате которого образовалась данная рекомбинантная РНК - параллельно с ним происходит множество других реакций.

Экспериментальная система, использованная в данной работе, является первой in vitro системой изучения рекомбинации РНК. Она выгодно отличается от использовавшихся ранее in vivo систем. Во-первых, применение чувствительного и количественного метода молекулярных колоний (Chetverina and Chetverin, 1993) ; .' i. позволяет точно подсчитывать даже малое количество индивидуальных . Cv1.' i рекомбинационных актов. Во-вторых, снято ограничение на выявление негомологичных рекомбинантов. В третьих, появилась возможность проводить рекомбинацию в строго контролируемых условиях и наблюдать в одном и том же образце как образование рекомбинантных РНК, так и другие процессы, сопровождающие рекомбинацию.

В методе молекулярных колоний, использованном в данной работе, для размножения рекомбинантных РНК применяется QP репликаза - РНК-зависимая РНК-полимераза бактериофага Q|3. РНК, способные эффективно размножаться (реплицироваться) QP репликазой, образуются в нашей системе в результате рекомбинации между двумя РНК-предшественниками, каждый из которых сам по себе к репликации не способен.

Поскольку единственным ферментом, присутствовавшем в нашей системе, была только QP репликаза, а также поскольку in vivo в присутствии QP репликазы наблюдали рекомбинацию РНК, основной нашей задачей стало выяснение роли QP репликазы в рекомбинации РНК. В частности, представлялось интересным проверить способность QP репликазы осуществлять рекомбинацию путём смены матриц.

Данная работа была выполнена в лаборатории биохимии вирусных РНК

Института белка РАН. В диссертации использованы ' данные, полученные в

1 1 . i:.: i совместной работе с Е. В. Четвериной, В. И. Угаровым, Т. Р. Саматовым и

А. Б. Четвериным.

Автор искренне благодарит всех сотрудников и технический персонал нашей лаборатории за обучение, непосредственную помощь в проведении экспериментов и i'-:'- г !:. :у. постоянное критическое обсуждение результатов, без чего работа не могла бы быть выполнена. Особо автор благодарит В. И. Присяжного за предоставленные реактивы и ценные советы по химическим модификациям РНК. i' ru V

В наибольшей степени автор благодарен своему научному руководителю 3 .

А. Б. Четверину за постоянное участие в планировании и проведении экспериментов, í!. л ¡ i (Ы а также за прекрасную школу научной работы, которую автор получил под его руководством.'

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Демиденко, Александр Анатольевич

6. ВЫВОДЫ

1. В чистой бесклеточной системе показано, что Ор репликаза катализирует рекомбинацию между 5'-фрагментом и З'-фрагментом КО 135-1 РНК с образованием реплицирующихся молекул.

2. Обнаружено, что рекомбинация происходит в условиях, обеспечивающих синтез комплементарной копии З'-фрагмента - в присутствии всех четырёх рибонуклеозидтрифосфатов и ионов

3. Установлены следующие свойства рекомбинации, катализируемой <ЗР репликазой:

7 (л

-средняя частота рекомбинации составляет 10-10"° на нуклеотид за один час при 22°С;

- рекомбинируют фрагменты РНК, находящиеся в составе межмолекулярного комплекса;

- рекомбинируют предпочтительно нуклеотиды, не участвующие в комплементарных взаимодействиях;

- рекомбинация негомологична;

-для рекомбинации необходим интактный З'-концевой гидроксил 5'-фрагмента;

- 5'-фрагмент целиком входит в состав рекомбинанта;

4. Обнаружено, что С>р репликаза способна в отсутствие праймера копировать РНК, не имеющие олиго(С) последовательности на З'-конце.

5. Показано, что образование рекомбинантных РНК (}р репликазой нельзя объяснить с помощью механизмов, основанных на удлинении праймера (в частности, механизма смены матрицы). Установлено, что <ЗР репликаза не способна удлинять РНК-праймер.

5.7. Заключение

В данной работе представлены результаты экспериментов по рекомбинации молекул РНК, катализируемой ферментом QP репликазой. Эксперименты проводили в бесклеточной системе с использованием высокоочищенных компонентов. Из результатов следует, что рекомбинация в данной системе происходит, скорее всего, по трансэтерификационному механизму. Механизмы, связанные с удлинением праймера, в наблюдаемой рекомбинации не участвуют.

Наши результаты не могут быть интерпретированы как доказательство того, что рекомбинация в других in vitro и in vivo системах не происходит по механизму смены матрицы. Мы не можем даже исключить, что в других условиях, например, в клетке, сама QP репликаза может осуществлять рекомбинацию по схеме удлинения праймера. Мы можем лишь сказать, что без помощи других белков или ферментных систем репликаза не способна удлинять праймер и реализовывать связанные с этим механизмы рекомбинации.

В работе предложено несколько подходов, направленных на прямое экспериментальное доказательство механизма трансэтерификадии.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Демиденко, Александр Анатольевич, 2001 год

1. Броуде Н.Е., Будовский Э.И., Кочетков Н.К. Модификация глиоксалем тРНК. (1967) Молекулярная биология, v. 1, по. 2, 214-223.

2. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Молекулярное клонирование. (1984) "Мир", Москва.

3. Четверин А. Б., Воронин Л. А. Матричная специфичность QP-репликазы: анализ структуры реплицирующихся РНК. (1987) Структура и биосинтез белков 1, 43-52.

4. Четверин А. Б. Реплицирующиеся РНК-векторы. Диссертация в виде научного доклада на соискание ученой степени доктора биологических наук. (1995) Пущино, Институт белка РАН.

5. Четверин А. Б. Бактериофаг QP как объект молекулярной биологии. (1998) Усп. Биол. Хим., 38, 3-75.

6. Четверин А. Б. Новый взгляд на рекомбинацию РНК. (1999) Мол. Биол., т. 33, н. 6, 985-996.

7. An G., Bendiak D. S., Mamelak L. A., Friesen J. D. Organization and nucleotide sequence of a new ribosomal operon in Escherichia coli containing the genes for ribosomal protein S2 and elongation factor Ts. (1981) Nucleic Acids Res., 9, 41634172.

8. August J. Т., Baneijee A, K., Eoyang L., Franze de Fernandez M. Т., Hori K., Kuo C. H., Rensing U., Shapiro L. Synthesis of bacteriophage QP RNA. (1968) Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 33, 73-81.

9. Axelrod V. D., Brown E., Priano C., Mills D. R. Coliphage Qß RNA replication: RNA catalytic for single-stranded release. (1991) Virology, 184, 595-608.

10. Azam, T. A., and Ishihama, A. Twelve species of the nucleoid-associated protein from Escherichia coli. (1999) J. Biol. Chem., 274, 33105-33113.

11. Banerjee A. K., Eoyang L., Hon K., August J. T. Replication of RNA viruses. IV. Initiation of RNA synthesis by the Qß RNA polymerase. (1967) Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 57, 986-993.

12. Barrera I., Schuppli D., Sogo J. M. and Weber H. Different mechanisms of recognition of bacteriophage Qß plus and minus strand RNAs by Qß replicase. (1993) J. Mol. Biol., 232,512-521.

13. Berestowskaya N. H., Vasiliev V. D., Volkov A. A., Chetverin A. B. Electron microscopy study of Qß replicase. (1988) FEBS Letters, v. 228, 263-267.

14. Bergh S. T., Koziel M. G., Huang S., Thomas R. A., Gilley D. P., and Seigel A. The nucleotide sequence of tobacco rattle virus RNA-2 (CAM strain). (1985) Nucl. Acids Res., 13,8507.

15. Biebricher C. K. Replication and evolution of short-chained RNA species replicated by Qß replicase. (1987) Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 52. p. 299-306.

16. Biebricher C. K., Diekmann S., Luce R. Structural analysis of self-replicating RNA synthesized by Qß replicase. (1982) J. Mol. Biol., 154, 629-648.

17. Biebricher C. K., Eigen M., Gardiner W. C. Kinetics of RNA replication. (1983) Biochemistry, 22, 2544-2559.

18. Biebricher C. K., Eigen M., Luce R. Kinetic analysis of template-instructed and de novo RNA synthesis by Qp replicase. (1981) J. Mol. Biol., 148, 391-410.

19. Biebricher C. K., Eigen M., Luce R. Product analysis of RNA generated de novo by Qp replicase. (1981) J. Mol. Biol., 148, 369-390.

20. Biebricher C. K., Eigen M., Luce R. Template-free RNA synthesis by Qp replicase. (1986) Nature, 321, 89-91.

21. Biebricher C. K., Eigen M., McCaskil J. S. Template-directed and template-free RNA synthesis by Qp replicase. (1993) J. Mol. Biol., 231, 175-179.

22. Biebricher C. K., Luce R. In vitro recombination and terminal elongation of RNA by Qp replicase. (1992) EMBO J., 11, 5129-5135.

23. Biebricher C. K., Luce R. Sequence analysis of RNA species synthesized by Qp replicase without template. (1993) Biochemistry, 32, 4848-4854.

24. Billeter M. A. Sequence and location of large RNase T1 oligonucleotides in bacteriophage Qp RNA. (1978) J. Biol. Chem, 253, 8381-8389.

25. Billeter M. A., Dahlberg J. E., Goodman H. M., Hindley J., Weissmann, C. Sequence of the first 175 nucleotides from the 5' terminus of Qp RNA synthesized in vitro. (1969) Nature, 224, 1083-1086.

26. Billeter M. A., Libonati M., Vinuela E., Weissmann C. Replication of viral ribonucleic acid. X. Turnover of virus-specific double-stranded ribonucleic acid during replication of phage MS2 in Escherichia coli. (1966) J. Biol. Chem., 241, 4750-4757.

27. Birnboim H. C., Doly J. A. rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA. (1979) Nucleic Acids Res., v.7, p. 1513 1525.

28. Blumenthal T. Interaction of Qp RNA replicase with guanine nucleotides. Different modes of inhibition and inactivation. (1977) Biochem. Biophys. Acta, 478, 201-208.

29. Blumenthal T. Qp RNA replicase and protein synthesis elongation factors EF-Tu and EF-Ts. (1979) Methods Enzymol., v. 60, 628 638.

30. Blumenthal T. QP replicase template specificity: Different templates require different GTP concentrations for initiation. (1980) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, v. 77, 2601 -2605.

31. Blumenthal T. Qp replicase. (1982) The enzymes, v. XV, 267-279.

32. Blumenthal T., Carmichel G. RNA replication: Function and structure of QP replicase. (1979) Ann.Rev.Biochem., v. 48, 525-548.

33. Blumenthal T., Landers T. A. The inhibition of nucleic acid-binding proteins by urintricarboxylic acid. (1973) Biochem. Biophys. Res. Commun., 55, 680-688.

34. Blumenthal T., Landers T. A. Renaturation of a multisubunit multiactivity enzyme complex: Recovery of phage QP RNA replicase, EF-Tu and EF-Ts activities after denaturation in urea. (1976) Biochemistry, v. 15, 422 425.

35. Blumenthal T., Landers T. A., Weber K. Bacteriophage QP replicase contains the protein biosynthesis elongation factors EF-Tu and EF-Ts. (1972) Proc. Natl. Acad. Sci. USA, v. 69, 1313 1317.

36. Blumenthal T., Young R. A., Brown S. Function and structure in phage Qbeta RNA replicase. Association of EF-Tu-Ts with the other enzyme subunits. (1976) J. Biol. Chem., 251, 2740-2743.

37. Bodkin D. K., Knudson D. L. Sequence relatedness of palyam virus genes to cognates of the palyam serogroup viruses by RNA-RNA blot hybridization. (1985) Virology, 143,55 -62.

38. Brooks R. R., Andersen J. A. Substrate, metal and template effects on inhibition of bacteriophage-qbeta ribonucleic acid polymerase by ortho- and pyro-phosphate. (1978) Biochem. J., 171, 725-732.

39. Broude N.E., Budowsky E.I. The reaction of glyoxal with nucleic acid components. III. Kinetics of the reaction of monomers. (1971) Biophys. Biochim. Acta, v. 254, no. 3, 380-388.

40. Brown D. and Gold L. Selection and characterization of RNAs replicated by QP replicase. (1995) Biochemistry, 34,14775-14782.

41. Brown S., Blumenthal T. Function and structure in ribonucleic acid phage Q(3 ribonucleic acid replicase. Effect of inhibitors of EF-Tu on ribonucleic acid synthesis and renaturation of active enzyme. (1976) J. Biol. Chem., v. 251, 2749 2753.

42. Brown, L., and Elliott, T. Efficient translation of the RpoS sigma factor in Salmonellatyphimurium requires host factor 1, an RNA-binding protein encoded by the hfq gene. (1996) J. Bacteriol., 178, 3763-3770.

43. Bujarski J. J., and Kaesberg P. Genetic recombination between RNA components of a multipartite plant viruses. (1986) Nature, 321, 528.

44. Cameron Vicki, Uhlenbeck Olke C., 3' phosphatase activity in T4 polynucleotide kinase. (1977) Biochemistry, vol. 16, no. 23, 5120 5126.

45. Capecchi M. R., Webster R. E. Bacteriophage RNA as template for in vitro protein synthesis. (1975) In "RNA Phages". / N. D. Zinder. Cold Spring Harbor, New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 279-299.

46. Carmichael G. G. Isolation of bacterial and phage proteins by homopolymer RNA-cellulose chromatography. (1975) J. Biol. Chem., 250, 6160-6167.

47. Carmichael G. G., Landers T. A., Weber K. Immunochemical analysis of the functions of the subunits of phage Qbeta ribonucleic acid replicase. (1976) J. Biol. Chem., 251, 2744-2748.

48. Cech T. R. and Bass B. L. Biological catalysis by RNA. (1986) Ann. Rev. Biochem. 55, 599-629.

49. Chetverin A. B. Evidence for diprotomeric structure of Na,K-ATPase: Accurate determination of protein concentration and quantitative end-group analysis. (1986) FEBS Lett., 196, 121-125.

50. Chetverin A. B. The puzzle of RNA recombination. (1999) FEBS Lett., 460.

51. Chetverin, A. B., Chetverina, H.V., Demidenko, A.A., and Ugarov, V.I. Nonhomologous RNA recombination in a cell-free system: evidence for a transesterification mechanism guided by secondary structure. (1997) Cell 88, 503-513.

52. Chetverin A. B., Chetverina H. V., Munishkin A. V. On the nature of spontaneous RNA synthesis by Qp replicase. (1991) J. Mol. Biol. 222, 3-9.

53. Chetverina, H.V., and Chetverin, A.B. (1993). Cloning of RNA molecules in vitro. Nucleic Acids Res. 21, 2349-2353.

54. Chetverina H. V., Demidenko A. A., Ugarov V. I. and Chetverin A. B. (1999) Spontaneous rearrangements in RNA sequences. FEBS Lett., 450, 89-94.

55. Cooper P. D., Steiner-Pryor S., Scotti P. D. and Delong D. (1974). On the nature of poliovirus genetic recombinants. J. Gen. Virol. 23, 41-^19.

56. De Haseth P. L., Uhlenbeck O. C. (1980) Interaction of Escherichia coli host factor protein with QP ribonucleic acid. Biochemistry., 19, 6146-6151.

57. Dobkin C., Mills D. R., Kramer F. R. and Spiegelman S. RNA replication: required intermediates and the dissociation of template, product, and Qß replicase. (1979) Biochemistry, 18, 2038-2044.

58. Domingo E., Sabo D., Taniguchi T., Weissman C. Nucleotide sequence heterogeneity of an RNA phage population. (1978) Cell, 13, 735-744.

59. Eikhom T. S. (1975) Isolation of free minus strands from Qß-infected Escherichia coli cells. J. Mol. Biol., 93, 99-109.

60. Eikhom T. S., Spiegelman S. (1967) The dissociation of Qß-replicase and the relation of one of the components to a poly-C-dependent poly-G-polymerase. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 57, 1833-1840.

61. Eikhom T. S., Stockley D., Spiegelman S. (1968) Direct participation of a host protein in the in vitro replication of viral RNA. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 59, 527-1840.

62. England T.E., Uhlenbeck O.C. (1978) 3'-Terminal labeling of RNA with T4 RNA ligase. Nature, 275, 560-561.

63. Fedoroff N. V., Zinder N. D. Properties of the phage f2 replicase. II. Comparative studies on the ribonucleic acid-dependent and poly (C)-dependent activities of the replicase. (1972) J. Biol. Chem., 247, 4586-4592.

64. Fedoroff N. V., Zinder N. D. Properties of the phage f2 replicase. I. Optimal conditions for replicase activity and analysis of the polynucleotide product synthesized in vitro. (1972) J. Biol. Chem., 247, 4586-4592.

65. Feix G. (1976) Primer-dependent copying of rabbit globin mRNA with Qß replicase. Nature, v. 259, 593 594.

66. Feix G., Hake H. (1975) Primer directed initiation of RNA synthesis catalyzed by Qß replicase. Biochem. Biophys. Res. Commun., v. 65, 503 509.

67. Feix G., Saho H. (1975) Initiation specificity of the poly(cytidylic acid)-dependent Qß replicase activity. Eur. J. Biochem., v. 58, 59 64.

68. Feix G., Sano H. (1976) Polydeoxyribonucleotides as templates for RNA synthesis catalyzed by Qß replicase. FEBS Lett., v. 63, 201 204.

69. Feix G., Slor H., Weissmann C. (1967) Replication of viral RNA. XIII. The early product of phage RNA synthesis in vitro. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, v. 57, 1401 -1408.

70. Franze de Fernandez M. T., Eoyang L., August J. T. (1968) Factor fraction required for the synthesis of bacteriophage Qß RNA. Nature, 219, 588-590.

71. Franze de Fernandez M. T., Hayward W. S., August J. T. (1972) Bacterial proteins required for replication of phage Qß ribonucleic acid. Purification and properties of host factor I, a ribonucleic acid-binding protein. J. Biol. Chem., 247, 824-831.

72. Fukami Y., Haruna I. Template specificity of Qbeta and SP phage RNA replicases as studied by replication of small variant RNAs. (1979) Mol. Gen. Genet. 169, 173-181.

73. Gaillard C. and Strauss F. Ethanol precipitation of DNA with linear Polyacrylamide as carrier. (1990) Nucl. Acids Res., 18, 2, 378.

74. Goelz S., Steitz J. A. Escherichia coli ribosomal protein SI recognizes two sites in bacteriophage Qbeta RNA. (1977) J. Biol. Chem., 252, 5177-5179.

75. Goodman H. M. Billeter M. A., Hindley J., Weissmann C. (1970) The nucleotide sequence at the 5'-terminus of the Qß RNA minus strand. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, v. 67, 921 928.

76. Gross H. J., Domdey H., Lossow C., Jank P., Raba M., Alberty H., Sänger H. L. Nucleotide sequence and secondary structure of potato spindle tuber viroid. (1978) Nature, 273, 203-206.

77. Grunau C., Clark S. J., Rosenthal A. Bisulfite genomic sequencing: systematic investigation of critical experimental parameters. (2001) Nuc. Acids Res. Jul 1, 29 13, E65-5

78. Hajnsdorf, E., and Regnier, P. (2000). Host factor Hfq of Escherichia coli stimulates elongation of poly(A) tails by poly(A) polymerase I. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 97, 1501-1505.

79. Haruna I., Itoh Y. H., Yamane K., Miyake T., Shiba T., Watanabe I. (1971) Isolation and properties of RNA replicases induced by SP and FI phages. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 68, 1778-1779.

80. Haruna I., Spiegelman S. (1965a) Specific template requirements of RNA replicases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, v. 54, 579 587.

81. Haruna I., Spiegelman S. (1965b) Recognition of size and sequence by an RNA replicase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, v. 54, 1189 1193.

82. Haruna I., Spiegelman S. (1965c) Autocatalytic synthesis of a viral RNA in vitro. Science, v. 150, 884- 886.

83. Hayward W. S., Franze de Fernandez M. T. (1971). Host cell factor I for synthesis of QP RNA. In: "Procedures in Nucleic Acid Research" / G. L. Cantoni, D. R. Davies. -New York: Harper and Row, Publishers, 840 845.

84. Hengge-Aronis, R. (1993). Survival of hunger and stress: the role of rpoS in early stationary phase gene regulation in E. coli. Cell, 72, 165-168.

85. Hengge-Aronis, R. (1996). Back to log phase: as as a global regulator in the osmotic control of gene expression in Escherichia coli. Mol. Microbiol., 21, 887-893.

86. Hirst G. K. (1962). Genetic recombination with Newcastle disease virus, poliovirus and influenza virus. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 27, 303 309.

87. Hori K. Replication of viral nucleic acids. I. Enzyme-RNA complexes involved in the synthesis of Q-beta RNA. (1970) Biochym. Biophys. Acta, 217, 394-497.

88. Hori K. Submit complex 3-IV as the nucleotide binding site of Q-beta replicase. (1974) Nature, 249, 659-662.

89. Hori K., Eoyang L., Banerjee A. K., August J. T. (1967) Replication of RNA viruses. V. Template activity of synthetic ribopolymers in the QD RNA polymerase reaction. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 57, 1790-1797.

90. Hutton J.R., Wetmur J.G. (1973) Effect of chemical modification on the rate of renaturation of deoxynucleic acid. Deaminated and glyoxylated deoxynucleic acid. Biochemistry, v. 12, no. 3, 558-563.

91. Igloi, G.L. (1983). A silver stain for the detection of nanogram amounts of tRNA following two-dimensional electrophoresis. Anal. Biochem. 134, 184-188.

92. Iida S, Ooi T. (1969) Titration of ribonuclease Tl. Biochemistry, v. 8, no. 10, 38973902.

93. Inouye H., Pollack Y. I., Petre J. (1974) Physical and functional homology between ribosomal protein SI and interference factor i. Eur. J. Biochem., 45, 109-117.

94. Inouye M. (1988) Antisense RNA: Its functions and applications in gene regulation areview. Gene, 72, 25-34. lOl.Irie M. (1967) pH-profile of the kinetic parameters of ribonuclease Tl. J. Biochem (Tokyo), v. 61, no. 5, 550-4.

95. Jacobson A. B. Secondary structure of coliphage QP RNA. Analysis by electron microscopy. (1991) J. Mol. Biol., 221, 557-570.

96. Jacobson A. B., Zuker M. Structural analysis by energy dot plot of a large mRNA. (1993) J. Mol. Biol., 233, 261-269.

97. Kacian D. L., Mills D. R., Kramer F. R., Spiegelman S. (1972) A replicating RNA molecule suitable for a detailed analysis of exracellular evolution and replication. Proc. Natl. Acad. Sci USA, 69, 3038-3042.

98. Kamen R. (1970) Characterization of the subunits of Qp replicase. Nature, 228, 527533.

99. Kamen R. (1972). A new method for the purification of Qp RNA-dependent RNA polymerase. Biochim. Biophys. Acta, v. 262, 88 100.

100. Kamen R. (1975). Structure and function of the QP replicase. In "RNA phages", ed. by N. D. Zinder. Cold Spring Harbor, New York. Cold Spring Harbor Laboratory Press, p. 95 127.

101. O.King A. M. Q. Genetic recombination in positive-strand RNA viruses. (1988) in RNA Genetics (Domingo E., Holland J. J. and August P., eds) CRC Press, vol. II, 149-165.

102. Kondo M. and Weissmann C. (1972) Polyethylene sulfonate as inhibitor of initiation by QP replicase. Biochem. Biophys. Acta, 259, 41-49.

103. Kondo M., Galleriani R., Weissmann C. (1970). Subunit structure of QP replicase. Nature, v. 228, 525 527.

104. Kozak M., Nathans D. Translation of the genome of a ribonucleic acid bacteriophage. (1972) Bacteriol. Rev., 36, 109-134.

105. Kuge, S., Saito, I., and Nomoto, A. (1986) Primary structure of poliovirus defective-interfering particle genomes and possible generation mechanisms of the particles. J. Mol. Biol. v. 192,473-487.

106. Laemmli D. K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of Bacteriophage T4. Nature, v. 227, 680 685.

107. Lai, M.M.C. (1992). RNA recombination in animal and plant viruses. Microbiol. Rev. v. 56, 61-79.

108. Lai, M. M. C., Baric R. C., Makino S., Keck J. G., Egbert J., Leibowitz J. L., and Stohlman S. A. Recombination between non-segmented RNA genomes of murine coronavirus. (1985) J. Virol., 56, 449.

109. Landers T. A., Blumenthal T., Weber K. (1974). Function and structure in ribonucleic acid phage QP ribonucleic acid replicase. J. Biol. Chem., v. 249, 5801 5808.

110. Ledinko, N. (1963). Genetic recombination with poliovirus type 1: studies of crosses between a normal horse serum-resistant mutant and several guanidine-resistant mutants of the same strain. Virology v. 180, 107-119.

111. Levisohn R., Spiegelman S. (1968) The cloning of a self-replicating RNA molecule. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 60, 866-872.

112. Levisohn R., Spiegelman S. (1969) Futher extracellular darwinian experiments with replicating RNA molecules: Diverse variants isolated under different selective conditions. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 63, 805-811.

113. Lewin, B. Genes IV. 4th edition. Oxford University Press, Oxford, and Cell Press, Cambridge. 1990.

114. Loewen, P. C., and Hengge-Aronis, R. (1994). The role of the sigma factor as (KatF) in bacterial global regulation. Annu. Rev. Microbiol., 48, 53-80.

115. Lowry O.H., Rosenbrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. (1951) Protein measurement with the Folinphenol reagent. J. Biol. Chem., 193., 265-275.

116. Maruyama I. N., Rakow T. L. and Maruyama H. I. cRACE: a simple method for identification of the 5' end of mRNAs. (1995) Nucl. Acids Res., 23, 18, 3796-3797.

117. Mazurenko N.N. Broude N.E., Budowsky E.I. The reaction of glyoxal with nucleic acid components.IV. Reduction of guanine-glyoxal adduct with sodium borohydride. (1971) BBA, v. 254, no. 3, 389-392.

118. McCaskill J. S., Bauer G. J. Images of evolution: Origin of spontaneous RNA replication waves. Proc. (1993) Natl. Acad. Sci. USA, 90, 4191-4195.

119. McMaster G.K., Carmichael G.G Analysis of single- and double-stranded nucleic acids on polyacrilamide and agarose gels bye using glyoxal and acridine orange. (1977) PNAS, v. 74, no. 11, 4835-4838.

120. Meyer F., Weber H., Weissmann C. Interactions of Qp replicase with Qp RNA. (1981) J. Mol. Biol., 153,631-660.

121. Milligan, J. F., and Uhlenbeck, O. C. (1989) Determination of RNA-protein contacts using thiophosphate substitutions. Biochemistry 28, 2849-2855.

122. Mills D. R. (1988) Engineered recombinant messenger RNA can be replicated and expressed inside bacterial cells by an RNA bacteriophage replicase. J. Mol. Biol., 200, 489-500.

123. Mills D. R., Dobkin C., Kramer F. R. (1978) Template-determined, variable rate of RNA chain elongation. Cell, 15, 541-550.

124. Mills D. R., Kramer F. R., Dobkin C., Nishihara T., Spiegelman S. (1975) Nucleotide sequence of micro variant RNA: Another small replicating molecule. Proc. Natl. Acad. Sci USA, 72, 4252-4256.

125. Mills D. R., Kramer F. R., Spiegelman S. (1973) Complete Nucleotides Sequence of a Replicating RNA molecule. Science, 180, 916-927.

126. Mills' D. R., Nishihara T., Dobkin C., Kramer F. R., Cole P. E., Spiegelman S. (1977) The role of template structure in the recognition mechanism of QP replicase. In: "Nucleic Acid-Protein Recognition" H. J. Vogel. New York: Academic Press, , 533547.

127. Mills D. R., Peterson R. I., Spiegelman S. (1967) An extracellular darwinian experiment with a self-duplicating nucleic acid molecule. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 58,217-224.

128. Mitsunari Y., Hori K. (1973) Qß replicase-associated, polycytidylic acid-dependent polyguanylic acid polymerase. 1. Characterization of the reaction. J. Biochem., 74, 263271.

129. Miyake T., Haruna I., Shiba T., Itoh Y. H., Yamane K., Watanabe I. (1971) Grouping of RNA phages based on the template specificity of their RNA replicases. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 68, 2022-2024.

130. Monroe S. S., Schlesinger S. (1984) Common and distinct regions of defective-interfering RNAs of Sindbis virus. J. Virol., 49, 865-872.

131. Monroe, S. S., and Schlesinger, S. RNAs from two independently isolated defective interfering particles of Sindbis virus contain a cellular tRNA sequence at their 5'-ends. (1983) Proc. Natl. Acad. Sei. USA 80, 3279-3283.

132. Morozov I. Yu., Ugarov V. I., Chetverin A. B., Spirin A. S. Synergism in replication and translation of messenger RNA in a cell-free system. (1993) Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 90, 9325-9329.

133. Muffler, A., Fischer, D., and Hengge-Aronis, R. The RNA-binding protein HF-1, known as a host factor for phage Qß RNA replication, is essential for rpoS translation in Escherichia coli. (1996) Genes Dev., 10, 1143-1151.

134. Munishkin, A.V., Voronin, L.A., and Chetverin, A.B. An in vivo recombinant RNA capable of autocatalytic synthesis by Qß replicase. (1988) Nature 333, 473-475.

135. Munishkin, A.V., Voronin, L.A., Ugarov, V.l., Bondareva, L.A., Chetverina, H.V., and Chetverin, A.B. (1991). Efficient templates for Qß-replicase are formed by recombination from heterologous sequences. J. Mol. Biol. 221, 463-472.

136. Negroni, M., Riccheti, M., Nouvel, P. and Buc, C. Homologous recombination by reverse transcriptase during copying of two distinct RNA templates. (1995) Proc. Nat. Acad. Sei. USA, 92, 6971-6975.

137. Nishihara T., Mills D. R., Kramer F. R. Localization of the QD replicase recognition site in MDV-1 RNA. (1983) J. Biochem., 93, 669-674.

138. Uhlenbeck Olke C., Gumport Richard I. T4 RNA ligase. (1982) The Enzymes, vol. XV.150.0binata M., Nasser D. S., McCarthy B. J. Synthesis of probes for RNA using QDreplicase. (1975) Biochem. Biophys. Res. Commun., 64, 640-647.

139. Owens R. A., Diener T. O. Synthesis of RNA complementary to potato spindle tuber viroid using Qß replicase. (1977) Virology, 79, 109-120.

140. Pace N. R., Spiegelman S. In vitro synthesis of an infectious mutant RNA with a normal RNA replicase. (1966) Science, v. 153, 64 67.

141. Palasingam, K., Shaklee, P.N. Reversion of Qß phage mutants by homologous RNA recombination. (1992) J. Virol. 66, 2435-2442.

142. Palmenberg A., Kaesberg P. Amber mutant of Bacteriophage Qß capable of causing overproduction of Qß replicase. (1973) J. Virol., 11, 603-605.

143. Palmenberg A., Kaesberg P. Synthesis of complementary strands of heterologous RNAs with Qß replicase. (1974) Proc. Natl. Acad. Sei USA, 71, 1371-1375.

144. Paranchych W. Attachment, ejection and penetration stages of the RNA phage infectious process. (1975) In "RNA Phages". / N. D. Zinder. Cold Spring Harbor, New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 85-111.

145. Pongs O. Influences of pH and substrate analogs on ribonuclease T1 fluorescence. (1970) Biochemistry, v. 9, no. 11, 2316-22.

146. Priano C., Kramer F. R., Mills D. R. Evolution of the RNA coliphages: The role of secondary structures during RNA replication. (1987) Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 52, 321-330.

147. Pringle C. R. Evidence of genetic recombination in foot-and-mouth disease virus. (1965) Virology, 25,48.

148. Rensing U., August J. T. The 3'-terminus and the replication of phage RNA. (1969) Nature, 224, 853-856.

149. Richardson Charles C., Bacteriophage T4 polynucleotide kinase. (1981) The Enzymes, vol. XIV, 299-314.

150. Robertson H. D. Functions of replicating RNA in cells infected by RNA bacteriophages. (1975) In "RNA Phages". / N. D. Zinder. Cold Spring Harbor, New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press,, 113-145.

151. Robertson H. D., Webster R. E., Zinder N. D. Purification and properties of ribonuclease III from Escherichia coli. (1968) J. Biol. Chem., 243, 82-91.

152. Sambrook, J., Fritsch, E.F., and Maniatis, T. (1989) Molecular cloning: a laboratory manual. 2nd edition. Cold Spring Harbor Laboratory Press.

153. Senear A. W., Steitz J. A. Site-specific interaction of QD host factor and ribosomal protein SI with QD and R17 bacteriophage RNAs. (1976) J. Biol. Chem., 251, 19021912.

154. Scháffner W., Rüegg K. J., Weissmann C. Nanovariant RNAs: Nucleotide Sequence and Interaction with Bacteriophage QD Replicase. (1977) J. Mol. Biol., 117, 877-907.

155. Schuppli, D., Miranda, G., Tsui, H. C. T., Winkler, M.E., Sogo, J.M., and Weber, H. (1997). Altered 3'-terminal RNA structure in phage QP adapted to host factor-less Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 94, 10239-10242.

156. Shaklee P. N., Miglietta J. J., Palmenberg A. C., Kaesberg P. (1988) Infectious positive- and negative -strand transcript RNA from bacteriophage QP cDNA clones. Virology, v. 163,209-213.

157. Shapiro R., Cohen B.I., Shiuey S.-J., Maurer H. (1969) On the reaction of guanine with glyoxal, pyruvaldehyde, and ketoxal, and the structure of acylguanines. A new synthesis of N2-alkylguanines. Biochemistry, v. 8, no. 1.

158. Shapiro R., Hachmann J. (1966) The reaction of guanine derivates with 1,2-dicarbonyl compounds. Biochemistry, v. 5, no. 9, 2799-2807.

159. Spiegelman S., Pace N. R„ Mills D. R., Levinsohn R., Eikhom T. S., Taylor M. M., Peterson R. L., Bishop D. H. L. (1968) The mechanism of RNA replication. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 33, 101-124.

160. Staehelin M. (1959) Inactivation of virus nucleic acid with glyoxal derivatives. BBA, v. 31, no.2, 448-454.

161. Steinschneider, A. and Fraenkel-Konrat, H. (1966a). Studies of nucleotide sequences in tobacco mosaic virus nucleic acid. III. Periodat oxidation and semicarbazone formation. Biochemistry, 5, 2729-2734.

162. Steinschneider, A. and Fraenkel-Konrat, H. (1966b). Studies of nucleotide sequences in tobacco mosaic virus nucleic acid. IV. Use of aniline in stepwise degradation. Biochemistry, 5, 2735-2743.

163. Step-by-step protocols for DNA sequencing with Sequenase Version 2.0 T7 DNA Polymerase, 9th ed., Amersham LIFE SCIENCE, 1994.

164. Sumper, M., Luce, R. Evidence for de novo production of self-replicating and environmentally adapted RNA structures by bacteriophage QD replicase. (1975) Proc. Natl. Acad. Sci USA, 72, 162-166.

165. Takahashi K, Uchida T, Egami F. (1970) Ribonuclease Tl, Structure and function. Adv Biophys., 1, 53-98.

166. Takahashi K. (1974) Effects of temperature, salts, and solvents on the enzymatic activity of ribonuclease Tl. J Biochem (Tokyo), v. 75, no. 1, 201-4.

167. Thach S. S., Thach R. E. Mechanism of viral replication. I. Structure of replication complexes of R17 bacteriophage. (1973) J. Mol. Biol., 81,367-380.

168. Thomas E. England and Olke C. Uhlenbeck. (1978) Enzymatic oligonucleotide synthesis with T4 RNA ligase. Biochemystry, vol.17, no. 11, 2069 2076.

169. Trown P. W., Meyer P. L. Recognition of template RNA by QD polymerase: Sequence ofthe 3'-terminus of QD 6S RNA. (1973) Arch. Biochem. Biophys., 154, 250-262.

170. Tsui, H.-C. T., Feng, G., and Winkler, M. E. (1997). Negative regulation of mutS and mutH repair gene expression by the Hfq and RpoS global regulators of Escherichia coli K-12. J. Bacteriol., 179, 7476-7487.

171. Ugarov V. I., Morozov I. Yu., Jung G. Y., Chetverin A. B., Spirin A. S. (1994) Expression and stability of recombinant RQ-mRNAs in cell-free translation systems. FEBSLett., 341, 131-134.

172. Vollenweider H. J., Koller T., Weber H., Weissman C. Physical mapping of Qbeta replicase binding sites on Qbeta RNA. (1976) J. Mol. Biol., 101. 367-377.

173. Vournakis J. N., Carmichael G. G., Efstratiadis A. (1976) Synthesis of RNA complementary to rabbit globin mRNA by QP replicase. Biochem. Biophys. Res. Commun, 70, 774-782.

174. Vytvytska, O., Moll, I., Kaberdin, V. R., von Gabain, A., and Blaesi, U. (2000). Hfq (HF-I) stimulates ompA mRNA decay by interfering with ribosome binding. Genes Dev., 14, 1109-1118.

175. Wahba A. J., Miller M. J., Niveleau A., Landers T. A., Carmichael G. C., Weber K., Hawley D. A., Slobin L. I. (1974) Subunit I of QD replicase and 30S ribosomal protein SI of E. coli. J. Biol. Chem., 249, 3314-3316.

176. Warrington R.C. Ribonuclease (1974) T1 catalyzed degradation of transfer RNA: an unusual alteration induced by urea. BBA, v 353, no. 1, 63-68.

177. Watanabe I., Miyake T., Sakurai T, Shiba T., Ohno T. (1967) Isolation and grouping of RNA phages. Proc. Japan Acad., 43,204-209.

178. Watson J. D., Crick F. H. C. (1953a) Genetical implications of the structure of deoxyribonucleic acid. Nature, 171, 964-967.

179. Watson J. D., Crick F. H. C. (1953b) Molecular structure of nucleic acids. Nature, 171, 737-738.

180. Weber H., Billeter M. A., Kahane S., Weissman C., Hindley G., Porter A. Molecular basis for repressor activity of QP replicase. (1972) Nature New Biol, 237, 166-170.

181. Weber H., Weissmann C. (1970) The 3'-termini of bacteriophage QP plus and minus strands. J. Mol. Biol., 51, 215-224.

182. Weber K., Königsberg W. (1975) Proteins of the RNA phages. In "RNA Phages". / N. D. Zinder. Cold Spring Harbor, New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 5184.

183. Weissmann C., Billeter M. A., Goodman H. M., Hindley J, Weber H. (1973) Structure and function of phage RNA. Ann. Rev. Biochem., 42, 303-328.

184. Weissmann C., Colthart L., Libonati M. (1968a) Determination of viral plus and minus ribonucleic acid strands by an isotope dilution assay. Biochemistry, 7, 865-874.

185. Weissmann C., Feix G. (1966) Replication of viral RNA. XI. Synthesis of viral "minus" strands in vitro. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 55, 1264-1268.

186. Weissmann C., Feix G., Slor H. (1968b) In vitro synthesis of phage RNA: The nature of the intermediates. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 33, 83-100.

187. Weissmann C., Feix G., Slor H., Pollet R. (1967) Replication of viral RNA. XIV. Single-stranded minus strands as template for the synthesis of viral plus strands in vitro. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 57, 1870-1877.

188. Winder A. F., Gent W. L. G. (1971) Correction of light-scattering errors in spectrophotometric protein determinations. Biopolymers, v. 10, p. 1243-1251.

189. Wu Y., Zhang D. Y., Kramer F. R. (1992) Amplifiable messenger RNA. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 89, 11769-11773.

190. Yonesaki T., Furuse K., Haruna I., Watanabe I. (1982) Relationships among four groups of RNA coliphages based on the template specificity of GA replicase. Virology, 116, 379-381.

191. Yoshinari S. and Dreher T. W. (2000) Internal and 3' RNA initiation by Qß replicase directed by CCA boxes. Virology, 271, 363-370.

192. Yoshinari S., Nagy P. D., Simon A. E. and Dreher T. W. (2000) CCA initiation boxes without unique promoter elements support in vitro transcription by three viral RNA-dependent RNA polymerases. RNA, 6, 698-707.