Регенерация, мутагенез и сомаклональная вариабельность при клональном микроразмножении овощного стахиса тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.23, кандидат биологических наук Хуссейн Исам Абдель Салам

• Хуссейн Исам Абдель Салам
• кандидат биологических наук
• 2000

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Хуссейн Исам Абдель Салам

Введение.

Глава 1. Обзор литературы. '

1.1. Род Стахис и его представители.

1.2. Методы микроразмножения растений in vitro.

1.3.Изучение явления соматональной изменчивости в культуре растительных тканей.

1.4. Значение соматональной изменчивости.

1.5.Возможные механизмы возникновения соматональной изменчивости.

1.6. Способы обнаружения соматональных вариаций.

1.6.1. Фенотипический уровень.

1.6.2. Цитологи ческий уровен ь.

1.6.3. Биохимический уровень (изоферментный анализ).

1.6.4. Испол ьзование молекулярн ых методов для изучения геномного полиморфизма у соматонов растений.

Экспериментальная часть.

Глава 2. Материалы и методы.

2.1. Растительный материал.

2.2. Поверхностная стерилизация.

2.3. Питательные среды.

2.4. Индукция столоно - и тубнеобразования.

2.5. Регуляторы роста.

2.6. Мутагенная обработка.

2.7. Перечень использованных в работе питательных сред.

2.8. Метод определения катодных пероксидаз путем электрофореза в полиакриламидном геле (по Бияшеву, 1985).

2.9. Определение стахиозы методом хроматографии на бумаге.

2.10. Гистологические методы анализа.

2.11. Выделение тотальной ДНК из листьев стахиса.

2.12. Амплификация ДНК.

Результаты и обсуждение.

Глава 3. Разработка и изучение эффективности разных способов микроклонального размножения Stackys sieboldii in vitro. 50 3.1 Влияние цитокининов на адвентивное побегообразование у узловых сегментов стахиса. 5О

3.2. Изучение соотношения ауксина и цитокинина на морфогенетические процессы у узловых сегментов стахиса.

3.3.Разработка микроклонального размножения овощного стахиса с помощью микроклубней.

3.4. Изучение каллусогенеза у стахиса и регенерация растений из каллусных культур.

3.4.1. Индукция каллусогенеза у стахиса.

3.4.2. Регенерация из каллуса.

3.5. Получение коллекции растений после мутагенной обработки 5-бромдезоксиуридином.

Глава 4. Характеристика растений-регенерантов овощного стахиса, полученных различными методами.

4.1 Морфологическая характеристика регенерантов. 79 4.2. Изучение спектров пероксидаз у исходных растений и регенерантов стахиса.

4.3. Изменение пероксидазных спектров после обработки бромдизоксиуридином.

4.4. Анализ полиморфизма пероксидаз в каллусной культуре стахиса.

Глава 5. Молекулярно-генетический анализ исходных растений и регенерантов стахиса.

5.1. Разработка метода выделения ДНК.

5.1.1. Выделение ДНК с использованием детергента СТАВ.

5.1.2. Метод выделения ДНК с использованием протеиназы К.

5.1.3. Метод выделения ДНК с использованием

5М ацетата калия.

5.2. Оптимизация методики проведения RAPD анализа для изучения генома стахиса.

5.3. RAPD анализ ДНК каллусных культур и растений регенерантов стахиса.

5.3.1. RAPD анализ растений регенерантов стахиса.

5.3.2. Выявление ДНК полиморфизма у различных типов каллусов стахиса и у растений, регенерировавших из каллусных культур.

5.3.3. Изменение RAPD спектров регенерантов стахиса после обработки 5-бромдизоксиуридином.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Регенерация, мутагенез и сомаклональная вариабельность при клональном микроразмножении овощного стахиса»

Современная биотехнология представляет собой большую область, которая использует методы молекулярной биологии и культуры растительных тканей для манипуляций с растениями.

Культура in vitro клеток, тканей и органов растений - один из развивающихся разделов биотехнологии, который обладает большим потенциалом для улучшения важных сельскохозяйственных, лекарственных и декоративных культур. В современной биотехнологии интенсивно развиваются такие области, как микроразмножение, метагенез, получение гаплоидов, получение вторичных продуктов метаболизма растений, изменение генотипа растений при помощи множественного переноса генов (слияние протопластов, перенос клеточных органелл) или введения единичных генов ( трансформация растений с помощью агробактерий, несущих векторы на основе Ti- ил Ri-плазмид, или с помощью ДНК). Особенный интерес представляет регенерация растений, позволяющая получить полноценный организм из единичных измененных или неизмененных клеток.

Микроразмножение в настоящее время рассматривается как целостное достаточно хорошо разработанное коммерческое направление современной биотехнологии растений. В качестве важных источников усовершенствования растений рассматриваются также мутагенез и сомаклональная вариабельность, возникающая при культивировании растительных тканей in vitro. Явление сомаклональной вариабельности постоянно наблюдается у растений, регенерированных из культивируемых in vitro клеток, тканей и органов.

Предполагается, что вариации вызываются условиями культивирования или уже имеются в тканях исходного эксплантата. Как показано в целом ряде исследований, генетические события, которые при этом происходят, могут включать в себя изменение нуклеотидных последовательностей, структуры и количества хромосом, фенотипические вариации и многие другие изменения. С другой стороны, при этом могут иметь место эпигенетические вариации как результат физиологически измененного уровня экспрессии генов. В настоящее время с использованием явления сомаклональной вариабельности улучшен ряд количественных и качественных признаков у большого числа важных сельскохозяйственных культур, например, моркови, сельдерея, томатов, картофеля, сахарного тростника и многих других.

Целью настоящей работы была разработка и усовершенствование методов микроклонального размножения интересной в пищевом и лекарственном отношении культуры - овощного стахиса (Stachys sieboldii Miq.); ^изучение возможности-возникновения сомаклональной вариабельности при разных способах микроклонального размножения, а также индукции генетических изменений с помощью мутагенеза in vitro. Многие представители рода Stachys (чистец) из семейства Lamiaceae, в том числе овощной стахис, представляют большой интерес в связи с наличием у них ряда уникальных алкалоидов, флавоноидов, эфирных масел, Сахаров, а также таннинов, гликозидов, пигментов, иридоидов, витаминов и других биологически активных веществ, оказывающих положительное влияние на метаболизм животных и человека. Овощной стахис в условиях средней полосы России размножается только вегетативным путем, так как не образует всхожих 6 семян. Вследствие этого получение новых, более перспективных форм методами традиционной селекции у него затруднено.

В связи с изложенным были поставлены следующие задачи:

1. Сравнить эффективность разных способов размножения стахиса in vitro.

2.Получить серию растений-регенерантов овощного стахиса. из узловых сегментов стебля и столонов путем адвентивного побегообразования на средах с низким и высоким содержанием цитокининов и после цикла последовательных регенераций;

3.Изучить возможность индукции каллуса и адвентивного побегообразования из каллуса S.sieboldii у эксплантатов различного происхождения;

4.Разработать условия мутагенеза S.sieboldii in vitro, получить серию мутагенизированных растений-регенерантов;

5.Определить наличие (или отсутствие) изменений у полученных растений по морфологическим и биохимическим признакам, а также на молекулярном

Заключение диссертации по теме «Биотехнология», Хуссейн Исам Абдель Салам

ВЫВОДЫ.

1. Изучено влияние условий микроразмножения на возникновение сомаклональной изменчивости у стахиса Зибольда. Установлено, что применение высоких доз цитокининов и многократной регенерации способствует появлению изменений, выражающихся в полиморфизме изоферментов пероксидаз и RAPD спектров ДНК.

2. Впервые показана возможность индукции микроклубней из одноузловых черенков пробирочных растений посредством увеличения содержания сахара и цитокинина в питательной среде, не зависящая от времени года.

3. Впервые были определены условия получения регенирирующего первичного каллуса при использовании 2.5 мг/л 6БАП и 8% сахарозы, а также возможность получения морфогенного каллуса на безгормональной среде после длительной осенне-зимней задержки роста.

4. Были определены условия проведения мутагенеза у S. sieboldii 5БДУ и как на биохимическом, так и на молекулярном уровнях показаны изменения, возникающие у мутантных растений.

5. Впервые определен спектр изопероксидаз овощного стахиса. состоящий из 9 изомеров у растений и 4 изомеров у каллусной ткани. Установлена возможность идентификации сомаклональной вариабельности у стахиса с помощью белковых маркеров.

6. Впервые осуществлено выделение ДНК из растений рода Stachys. Показано, что наибольшее количество ДНК выделяется из листовой ткани при использовании метода выделения с помощью протеиназы К и

119

5М ацетата калия.

7. Были подобраны методики экстракции и впервые выделена ДНК из растений рода Лас/г^; оптимизирована методика проведения ЛАРБ анализа для видов стахиса и подобраны праймеры, позволяющие маркировать геном стахиса.

8. С помощью 11АРО анализа были выявлены различия на уровне нуклеотидных последовательностей между регенерантами стахиса, полученными при регенерации на средах с высоким содержанием цитокининов, многоступенчатой регенерации и химическом мутагенезе, а также между регенерантами и контрольными растениями.

Заключение.

Стахис Зибольда (сем. Ьагшасеае) - одна из перспективных нетрадиционных культур, так как представляет собой одновременно и овощное, и лекарственное растение. Листья.и клубни стахиса могут служить ценной добавкой к пищевому рациону. Это растение содержит много биологически активных веществ, например, гликозиды, обладающие антибактериальным действием, витамины (в частности, витамин С) и редкий тетрасахарид стахиозу. Стахиоза содержится, в основном, в клубнях и обладает инсулиноподобным действием, поэтому клубни стахиса можно рекомендовать для питания при диабете. Галеновая настойка из клубней овощного стахиса, как показано во Всероссийском институте лекарственных растений, может понижать артериальное давление и уровень сахара в крови. Известно, что в китайской медицине овощной стахис используют для понижения артериального давления и как успокаивающее средство, а также для лечения туберкулеза. Как уже отмечалось в обзоре литературы, обнаружена антиметастазная и адьювантная активность экстракта стахиса Зибольда.

Основной проблемой, с которой сталкиваются селекционеры при выращивании стахиса в России, является невозможность получения всхожих семян, вследствие чего его размножают только вегетативным путем с помощью клубней. Это сопровождается накоплением в посадочном материале фитопатогенов, что приводит к снижению его качества. С другой стороны, невозможность проведения скрещиваний затрудняет проведение программ по селекции новых сортов стахиса.

В связи с изложенными выше причинами представлялось интересным использовать для улучшения этой культуры методы биотехнологии, которые позволяют получать при культивировании in vitro здоровый растительный материал для посадки, осуществлять программы селекции in vitro растений с улучшенными свойствами, сохранять и размножать уникальные генотипы в лабораторных условиях, а также получать большое количество растений из небольшого стартового исходного материала.

Настоящая работа была посвящена разработке и сравнительному изучению эффективности методов микроклонального размножения овощного стахиса и влияния условий культивирования на качество получаемых растений. Кроме того, изучали возможность получения новых вариантов с помощью мутагенеза in vitro. Микроразмножение осуществляли с помощью адвентивного побегообразования из узловых сегментов стебля и столонов, а также путем регенерации растений из первичного каллуса. Была разработана лабораторная методика микроразмножения овощного стахиса с помощью микроклубней, индуцированных in vitro. Впервые было показано, что образование столонов и микроклубней можно индуцировать у черенков асептических растений в условиях длинного светового периода посредством увеличения содержания сахара в питательной среде до 6 - 12% и введении цитокининов в концентрации 2,5 - 10 мг/л, при этом 6БАП был эффективен в меньшей концентрации, чем кинетин

Кроме того, показана возможность индукции клубней у пробирочных растений, растущих в воде, посредством двухмесячной холодовой обработки. Метод микроразмножения стахиса с помощью микроклубней, несмотря на более низкий по сравнению с другими методами коэффициент размножения, также представляет несомненный научый и практический интерес. Во-первых, изучение процесса клубнеобразования in vitro позволило создать более удобную и экономичную систему размножения и поддержания здорового посадочного материала для данной культуры. Во-вторых, изменяя условия культивирования черенков, можно вызвать индукцию микроклубней в течение всего года, т.е. преодолеть явление сезонности размножения, которое четко наблюдается при черенковании пробирочных растений стахиса. В-третьих, при размножении стахиса с помощью микроклубней исчезает проблема адаптации посадочного материала к условиям внешней среды, которая всегда возникает при переносе растений из пробирки в почву.

В работе изучено влияние концентрации цитокининов в питательной среде и количества циклов регенерации на возникновение возможных сомаклональных изменений у растений-регенерантов. Для определения вариаций использовали наблюдения за морфологическими признаками, а также изоферментный и молекулярно-генетический анализ. В связи с тем, что на сегодняшний момент никаких молекулярно-генетических работ на представителях рода Stachys не опубликовано, впервые была проведена работа по оптимизации методов выделения ДНК и проведения RAPD анализа на Stachys sieboldii. Была показана возможность применения этого метода для анализа полиморфизма ДНК у регенерантов стахиса. Были выявлены различия на уровне нуклеотидных последовательностей как между самими растениями -регенерантами, так и между регенерантами и контрольными растениями.

Впервые в экстракте листьев стахиса был определен также спектр анодных изопероксидаз, который состоял из 9 изомеров. Поскольку на фенотипическом уровне ни в одном из вариантов не было обнаружено изменений, а также не отмечено вараций и при анализе качественного состава Сахаров, для выявления вариабельности использовали, в основном, изоферментный анализ.

В результате показано, что при размножении растений путем адвентивного побегообразования при низких (1 -2 мг/л) концентрациях цитокининов коэффициент размножения культуры по сравнению с микрочеренкованием резко (более, чем в 20 раз) увеличивался. При этом не наблюдалось появления измененных вариантов ни на фенотипическом, ни на биохимическом (изопероксидазные спектры), ни на молекулярном уровне (RAPD анализ).

Повышение концентрации цитокининов до 10 мг/л и выше приводило к появлению вариаций среди регенерантов, которые обнаруживались при анализе изопероксидазных спектров в виде ослабления или исчезновения ряда полос. Эффективность процесса микроразмножения при этом увеличивалась незначительно. Аналогичные изменения вызывало увеличение циклов регенерации, а также добавление к регенерационной среде абсцизовой кислоты в концентрации 5 мг/л и выше. Таким образом, полученные результаты подтверждают данные ряда авторов о влиянии компонентов питательной среды на возникновение сомаклональных изменений при культивировании растительных тканей in vitro.

С целью изучения возможности появления сомаклональных вариаций при регенерации растений из каллуса были проведены опыты по определению условий каллусогенеза у стахиса. Получить регенерирующий первичный каллус удалось при использовании в качестве эксплантатов узловых сегментов, повышении концентрации сахарозы в среде до 8% и использовании в качестве индуктора одного цитокинина (2,5 - 5 мг/л 6БАП). Помимо этого, регенерирующий каллус образовывался у узловых черенков стахиса на среде без фитогормонов после длительной осенне-зимней задержки роста при возобновлении развития. Среди регенерантов, полученных из первичного каллуса, также не было выявлено морфологически измененных растений, а у нескольких регенерантов отмечали отсутствие и ослабление нескольких полос в изопероксидазном спектре. RAPD анализ регенеранта, обнаружившего изменения в изопероксидазном спектре, выявил изменения и на молекулярном уровне.При анализе регенерирующего и нерегенерирующего каллуса методом RAPD анализа были выявлены различия в амплифицированных спектрах ДНК, в то время как спекрты изопероксидаз были мономорфны. Однако обнаружилась тканеспецифичность экспрессии разных изомеров и зависимость экспрессии от степени клеточной дифференцировки

При изучении возможности получения вариантных форм стахиса с помощью химического мутагенеза in vitro мутагенез проводили, включая 5-бромдезоксиуридин в питательную среду. Культивирование узловых сегментов стахиса в присутствии 5-бромдезоксиуридина также вызывало индукцию изменений, выявляемых как на биохимическом, так и на молекулярном уровне (в последнем случае только при использовании обработке максимальной концентрации ей БДУ 0,75 мг/л).

При RAPD анализе растений стахиса, полученных при регенерации на среде с высоким содержанием 6БАП (20 мг/л) или, а также при многократной регенерации на среде с 10 мг/л 6БАП, уровень детектируемого полиморфизма ДНК регенератов стахиса значительно повышался. Интересно отметить, что увеличение концентрации цитокинина от 1 - 2 до 10 мг/л вызывало возникновение меньшего числа изменений в спектрах пероксидаз, чем повышение его содержания с 10 до 20 мг/л или многоступенчатая регенерация: в последних случаях изменения наблюдались у всех исследованных регенерантов и они были сравнимы с изменениями у регенерантов, полученных после мутагенеза. Однако в нашем случае в связи с исключительно вегетативным способом размножения овощного стахиса наследуемость приобретенных изменений проверить не представлялось возможным.

В заключение следует отметить, что применение методов биотехнологии к вегетативно размножаемым культурам, представителем которых в данной работе был овощной стахис, позволило решить проблемы, вызванные особенностями их размножения: повысить коэффициент размножения, получать здоровый растительный материал, уменьшить вегетационный период и, следовательно, передвинуть сроки уборки урожая на более благоприятный период, расширить возможности селекции форм с новыми признаками, а также разработать методику микроклубнеобразования, которая упрощает процедуру хранения ценных генотипов и облегчает высадку в грунт. Применение изоферментного анализа и ЯДРО-маркирования к этой культуре дает возможность проводить экспресс-идентификацию возникающих на молекулярном уровне изменений, вести ранний скрининг растений с положительными изменениями и выбраковку неперспективных вариантов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Хуссейн Исам Абдель Салам, 2000 год

1. Андронова Е.В.,Лемешев Н.К. Особенности клонального микроразмножения Stevia rebaundiana Bertoni //Научно-техн.бюлл.ВИР.Л.1992.Вып.204.С.55 60.

2. Анулов О.В.,Щербухин В.Д.,Кононков П.Ф. Характеристика моно- и олигосахаридного состава клубеньков Stachys sieboldii Miq.//MaT.II междунар.симпоз. «Новые и нетрадиционные растения и перспективы их практического использования». 1997.Пущино.Т.2.С. 16 17.

3. Бияшев P.M. Полиморфизм изоферментов ячменя и возможность его использования в селекционно-генетических исследованиях // Дисс.на соиск.степени канд.биол.наук. МЛ 986.

4. Бунин М.С. Интродукция новой овощной культуры стахиса (Stachys sieboldii Miq.) в Нечерноземье. Автореф. дисс. канд. с/х наук. М.:ВНИИССОК. 1982.21 с.

5. Бургутин А.Б.,Мусин С.М.,Бутенко Р.Г. Сегрегация биохимических генетических детерминант у сомаклональных вариантов соматического гибрида картофеля // Физиология растений. 1994.Т.41.№ 6.С.843 852.

6. Бутенко Р.Г. Некоторые физиологические проблемы при культивировании in vitro картофеля // В кн.: «Регуляция роста и развития картофеля»/Под ред. Чайлахяна М.Х. и др.М. 1990.С.88 98.

7. Гавриленко Т.А., Дорохов Д.Б., Никуленкова Т.В. Характеристика межродовых соматических гибридов томата Lycopersicon esculentum Mill, и неклубненосных видов картофеля серии Etuberosa //Генетика. 1994.Т.30.№ 12.С.1605 1615.1994

8. В кн.: Гормональная регуляция онтогенеза растений. М. «Наука». 1984.240 с.

9. Дейнеко Е. В., Цевелева О. Н., Пельтек С. Е., Бабенко В., Н., Сидорчук Ю. В., Шумный В. К. Сомаклональная изменчивость морфологических и биологических признаков у растений регенерантов люцерны//Физиология растений. 1997,Т. 44,№5,С. 775 781.

10. Долгих Ю.И.,Шамина З.Б. Современные представления о причинах и механизмах сомаклональной изменчивости// В кн.: «Молекулярные механизмы генетических процессов». М., «Наука»,1991. С.123 127.

11. П.Дорохов Д.Б., Клоке Э.Быстрая и экономичная технология RAPD анализа растительных геномов // Генетика. 1997.Т.ЗЗ.№ 4.С.443 450.

12. Дрейпер Дж., Скотт П. Выделение нуклеиновых кислот из клеток растений \\ в кн. Генная инженерия растений (под ред. Дрейпер Дж и др.), 1991, с. 236-276.

13. И.Карцев В.Г.,Степаниченко H.H., Ауелбеков С.А. Химический состав и фармакологические свойства растений из рода Stachysll Химия природ.соед. 1994.Т.30.№ 6.С.699 709.

14. Кокаева З.Г., Боброва В.К., Вальехо-Роман K.M., Гостимский С.А., Троицкий A.B. RAPD-анализ сомаклональной и межсортовой изменчивости гороха // ДАН. 1997. Т. 355. № 1.С. 134- 136.

15. Кокаева З.Г., Бобров В.К., Петрова Т.В., Гостимский С.А., Троицкий A.B. Генетический полиморфизм сортов, линий и мутантов гороха по данным RAPD анализа// Генетика, 1998, Т.38, С.803-809.

16. Кононков П.Ф.Технология выращивания и использования стахиса (рекомендации) НЫЛ 989.17 с.

17. КононковП.Ф.,Бунин М.С. Биология развития и клоновая селекция стахиса в условиях Нечерноземья //Труды по селекции овощных культур.М. 1981 (82).В. 14.С. 100 106.

18. Константинов Ю.М.,Ривкин М.И. Возможный свободнорадикальный механизм возникновения сомаклональной изменчивости у растений // В кн.: «Молекулярные механизмы генетических процессов». М., «Наука». 1991.С. 127 -129.

19. Костюченко О.И. Химический состав и фармакологические свойства видов Stachys Ь.//Раст.ресурсы. 1983.Т. 19.Вып. З.С. 407 413.

20. Мелик-Саркисов О.С.Овчинникова В.Н.,Ульянов Р.П. Получение безвирусного посадочного материала картофеля микроклубнями, индуцированными в культуре in vitro (Методические рекомендации). М.:ВАСХНИЛ.1985.17с.

21. Морозова С.Е.,Мелик-Саркисов О.С. Влияние гибберелловой кислоты и кинетина на морфогенез изолированных в разное время года апексов картофеля //Физиология растений. 1982.Т.29.С.1170- 1175.

22. Мусин С.М. Полиморфизм белков и возможность его использования в идентификации генотипов картофеля в культуре in vitro. Автореф.дис на соиск.степ.канд.биол.наук. М.: МГУ. 1989. 19с.

23. Оганисян А.Н., Кочиева Е.З.,Рысков А.П. Фингерпринтирование сортов и видов картофеля с помощью RAPD-PCR метода // Генетика. 1996.Т.32.№ 3.C.391 -394.

24. Супрунова Т.П. Идентификация вариабелльности генома томата с помощью маркеров на основе ДНК // Дисс.на соиск.степени канд.с/х наук. Москва.ВНИИССОК. 1997.

25. Трофимец JI.H и др. Биотехнологические методы получения оздоровленного картофеля. Методич. рекомендации). М.Агропромиздат. 1988.34 с.

26. Трумпе Т.Е.,Соколов С.Я.,Белова Л.Фю и др. Фармакологические свойства стахиса. Состояние и перспективы использования биологически активных веществ из растений и создание на их основе лекарственных препаратов // Сб. научн. трудов ВИЛР.М.1983.С.172 177.

27. Турова А.Д. Лекарственные растения СССР и их применение // МЛ 974. 258 с.

28. Хавкин Э. X., Забродина М. В. Наследуемые изменения в спектрах пероксидаз и эстераз у сомаклонов кукурузы// Физиология растений., 1994, Т. 6, No. 6, с. 859869.

29. Хадеева Н.В.,Дегтяренко Л.В.,Гордон Н.Ю.,Яковлева Е.Ю. Введение в культуру in vitro стахиса (Stachys sieboldii Miq.) 11 Физиология растений. 1995. T.42.№ 6.С.923 928.

30. Хадеева Н.В.,Гордон Н.Ю. Некоторые закономерности столонообразования при культивировании стахиса in vitro// Физиология растений. 1998.Т.45.№ 2.С.301 -307.

31. Чережанова JI.B., Мелик-Саркисов О.С.Овчинникова В. Цитогенетический эффект сахарозы // Генетика. 1988.Т.24.№ 8.С.1501 1504.

32. Шамина З.Б. Стратегия получения мутантных штаммов клеток-продуцентов биологически активных веществ//Физиология растений. 1994.Т.41.№ 6.С.879 -884.

33. Шевелуха B.C., Калашникова Е.А.Дегтярев С.В.Дочиева Е.З., и др. Сельскохозяйственная биотехнология. М. «Высш. шк.»., 1998.416 с.

34. Adkins S. W. RAPD polymorphism among variant and phenotypically normal rice 0Oryza sativa var. indica) somaclonal progenies// Plant Cell Rep., 1997, v. 16, p. 320324.

35. Allicchio R., Antonio C. Graziana, L., Roncarati R.e.a//. Plant Sci. 1987, v. 53, p. 8186. (c.f. Jackson,C.A. and Dale, P.J. Somaclonal variation in Lolium multiforum and L. temulentum L.Plant Cell Reports// 1989, v. 8, p. 161-164).

36. Altamura M. M., Bassi P., Cavallini A. Nuclear DNA changes during plant developmentand morphogenetic responce in vitro of Nicotiana tabacum tissue // Plant Science, 1987, v. 53, p 73-79.

37. Armstrong C. L. and Phillips R. L. Genetic and cytogenetic variation in plants regenerated from organogenic and friable embryogenic tissue culture of maize// Crop Sci., 1988 v. 28, p. 363-369.

38. Balzan R. Karyotype instability in tissue cultures derived from the mesocotyle of Zea mays seedlings// Caryologia., 1978, v. 31, p. 75-87.

39. Bassiri A. Barley cultivar identification by the use of isozyme electrophoretic patterns// Can. J. Plant Sci., 1976, v. 56, p. 1-6.

40. Bayliss M. W. Origin of chromosome number variation in cultured plant cell// Nature, 1973, v 264, p. 529-530.

41. Bayliss M. W. The effect of growth in vitro on the chromosome complement of Daucus carota (L) suspension culture// Chromosoma, 1975, v. 51, p. 401-411.

42. Bayliss M. W. Chromosomal variation in plant tissue culture.// Env. Exptl. Bot. 1980, v. 21, p. 325-332

43. Behnke M. General resistance to late blight of Solarium tuberosum plants regenerated from callus resistant to culture filtrates of Phytophthora infestans//Teor. Appl. Genet, 1980. v. 56, p. 151-152.

44. Ben Jouira H.,Hassairi A.,Bigot C.,Dorion N.Adventitious shoot production from strips of stem in the Dutch elm hybrid "Commelin": plantlet regeneration and neomycin sensitivity//Plant Cell.Tiss.Organ Culture.l998.v.53.N 2.P.153 160.

45. Blakely L. M., Steward F. C. Growth and organized development of cultured cells// Am. J. Bot., 1964, v. 51, p. 809-820.

46. Bogani P., Simoni A., Lio P., Scialpi A., Buiatti M. Genome flux in tomato cell clones cultured in vitro in different physiological equillibria. II. A RAPD analysis of variabilityW Genome, 1996, V.39, P. 846-853.

47. Boxus P. The production of strawberry plants by in vitro micropropagation // J.Hort.Sci. 1974. v.49. N 3. P. 209 210.

48. Breiman A., Rotem-Abarbanell D., Karp A., Shaskin H. Heritable somaclonal variation in barley Horcleum spontaneum)// Theor.Appl.Genet., 1987, v. 74, p. 4-111.

49. Brettell R. J. S., Dennis E. S., Scowcroft W. R., Peacock W. J. Molecular analysis of somaclonal mutant of maize dehydrogenase// Mol. Gen. Genet., 1986, v. 202, p. 235239.

50. Brettell R.J.S., Ingram D.S. Tissue culture in the production of novel disease-resistant crop plants //Biol.Rev. 1979.Pt.3.P.329 345.

51. Brettell R. J.S., Pallotta M. A., Gustafson J. P., Appls R. Variation at the nor loci in triticale derived from tissue culture// Theor. Appl. Genet., 1986, v. 71, p. 637-643.

52. Bright S. Modification of genomic traits using in vitro technology. In: S.Mantell and H. Smith (eds.). Plant Biotechnology. Cambride Univ. Press. Cambridge. 1983.

53. Brown P T N 1991 in Godwin I D, Saangduen N, Kunanuvatchaidash R, Piperidis Gand Adkin S W.// Rapid polymorphism among variant and phenotypically normal rice Oryza sativa indica somaclonal progenies.//1997. Plant Cell Reports, v. 16, p. 320-324.

54. Bourque J.E.,Miller J.C.,Park W.D. Use of an in vitro tuberization system to study tuber protein gene expression // In Vitro Cell Developm.Biol.1987.v.23.N 5.P.381 -386.

55. Burk L. and Matzinger D. F. Variation among anther derived haploids from an inbrid line of tobacco// J. Hered., 1976, v. 67, p. 381-384.

56. Caetano-Allos G., Bassam B. J., Gresshoff P. M. DNA amplification fingerprinting using very short arbitrary oligonucleotide primers// Biol. Technology, 1991, v. 9, p. 553-557.

57. Caetano-Anolles G. Amplifying DNA with arbitrary oligonucleotide primers// 1992. PCR Methods and Applications, v.3, p.85-94.

58. Carlson J. E., Tulsieram L. K., Glaubitz J. C„ Luk V. W. K„ Kauffeit C„ Rutledge R. Segregation of random amplified DNA markers in Fl progeny of conifers// Theor.Appl.Genet., 1991, v. 83, p. 194-200.

59. Cavallini A., Cremonini R., Cionini J., Cionini P. G. Polysomatic reduction in Phaseolus coccineus// Genome, 1988, v. 30, 671-676.

60. Cecchini E., Natalie L., Cavallini A., Durant M. DNA variation in regenerated plants of pea (Pisum sativum L.)// Theor. Appl. Genet. 1992, v. 84, p. 874-879.

61. Chaleff R.S.,Carlson P.S. Somatic cell genetics of higher plants // Annu.Rev.Genet. 1974.v.8.P.267 278.

62. Chand S. and Chandra R. S. Cytological abnormalities during culture of Nigella sativa//Protoplasma, 1980, v. 104, p. 355-357.

63. Cullis C. A. and Cleary W. DNA variation in flax tissue culture// Can. J. Genet. Cytol., 1986, v. 28, p. 247-251.

64. Cullis C. A. Environmental induction of heritable changes in flax: defined environments inducing changes in ribosomal DNA and peroxidase band pattern// Heredity, 1981, v. 47, p, 87-94.

65. Day A. and Ellis T. N. N. Deleted forms of plasmid DNA in Albino plants from cereal anther culture// Curr.Genet., 1985, v. 9, p. 674-678.

66. Decai Cui, Myers J.R., Collins G.B., Lazzeri P.A. In vitro regeneration in Trifolium. 1. Direct somatic embryogenesis in T.rubens (L.) // Plant Cell Tis.Org.Cult. 1988. v. 15. N1. P. 33-45.

67. De Paepe R., Prat D. and Huguet T. Heritable nuclear DNA changes in doublled haploid plants obtained by pollen culture of Nicotiana sylvestrisll Plant Sci. Lett., 1982, v. 18, p. 11-28.

68. De-Klerk G. J. How to measure somaclonal variation// Acta Bot. Neerl., 1990, v. 39, №2, p. 129-144.

69. Dennis E. S., Brettell R. I. S., Peacock W. J. A tissue culture induced Adhl nullmutant of maize resulted from a single base change// Mol. Gen. Genet., 1987 v. 210, p.181-183.

70. Deus-Neumann B. and Zenk M. H. Instability of indol alkaloid production in Catharanthus roseus cell suspension cultures// Planta Medica., 1984, v. 47, p. 427431.

71. Dolzel J. and Novak F. J. Effect of plant tissue culture media on the frequency of somatic mutations in Tradescantia stamen hairs// Z. Pflanzen-Physiol., 1948, v. 114, p. 51-58.

72. D'Ovidio R., Tanzarella O. A. Porceddi E. Rapid and efficient detection of genetic polymorphism in wheat through amplification by polymerase chain reaction// Plant Mol. Biol., 1990, v. 15, p. 169-171.

73. Edwards S. K., Johnstone C., Thompson C.A simple and rapid method for the preparation of plante genomic DNA for PCR analyses// Nucleic Acids Res., 1991, Vol. 19, No. 6, p. 1349.

74. El-Ansari M.A., Barron D., Abdallah M.F., Saleh N.A.M., Querre- Jl-Le, Le-Querre-Jl. Flavonoid constituents of Stachys aegiptiaca //Phytochemistry/ 1991.V.30.No 40.P.1169- 1173.

75. El-Ansari M.A., Nawwar M.A., Saleh N.A.M. Stachysetin, a diapigenin -7-glucoside-P, P-dihydroxytruxinate from Stachys aegiptiaca // Phytochem.,1995.V.40.No 5.P.1543 1548.

76. Evans A. D. and Sharp R. W. Application of somaclonal variation// Biotechnology, 1986, V. 4, P. 528-532.

77. Fedak G. Allozymes as aids to Canadian barley cultivar identification// Euphytica, 1975, v. 23, p. 166-173.

78. Forsyth C.,Van Staden J.An improved method of in vitro propagation of Dioscorea bulbifera //Plant Cell,Tiss.Organ Culture. 1982.V. 1 .N 4.P.275 281.

79. Forsyth C.,Van Staden J. Tuberization of Dioscorea bulbifera stem nodes in culture //J.Plant Physiol. 1984.V. 115.P.79 83.

80. Gavazzi G., Tonelli C., Todesco G.,Arreghini E et al. Somaclonal variation versus chemically induced mutagenesis in tomato (Lycopersicum esculentum L.) // Theor.Appl.Genet. 1987.V.74.No 6.P.733 738.

81. Gamborg O. L., Miller R. A., Ojima K. Nutrient requirements of suspension cultures of Soybean root cells// Exp. Cell Res., 1968, v. 50, No 2, p. 150-155.

82. Gamburg Z K, Vysotskaya, E F, Gaamanets,L V .Microtuber formationin micropropagated Jerosalem Artichoke ( Helianthus tuberosus ) // Plant Cell Repts.l999,v 55, p. 1156-118.

83. George E. F. and Sherrington P. J. Plant Propagation By Tissue Culture// Exegetics, Eversley. Exptl. Bot., 1984, v 21, p. 325-332.

84. Ghosh A. and Gadgil N. V. Shift in ploidy of callus tissue: A function of growth substances// Ind. J. Exp. Biol., 1977, v. 17, p. 325-564.

85. Godwin I. D., Sangduen S. W., Kunanuvatchaidash R., Piperidis G., Adkins S. W. RAPD polymorphisms among variant and phenotypically normal rice (Oryza sativa var. indica) somaclonal progenies// Plant Cell Rep., 1997, v. 16, p. 320-324.

86. Gopal J.,Minocha J.L.,Dhalival H.S. Microtuberization in potato (Solarium tuberosum L.) //Plant Cell Repts.l998.v.l7.N 10.P.794 798.

87. Gould A. R. Control of the cell cycle in cultured plant cell// CRC Crit. Rev. Plant Sci., 1984, v 1, p. 315-344.

88. Hanna W.W., Lu C., Vasil I.K. Uniformity of plants regenerated from somatic embryos of Panicum maximum Jacq. (Guuinea grass ) // Theor.Appl.Genet. 1984. v 67. P. 155-159

89. Hartman A., Henery Y., De Buyser J., Aubery C., Rode A. Identification of new mitochonderial genome organization in wheat plants regenerated from somatic tissue culture// Theor. Appl. Genet., 1989, v. 77, p. 169-175.

90. Hashmi G., Huettel R., Meyer R., Krusberg L., Hammerschlag F. RAPD analysis of somaclonal variants derived from embryo callus culture of peach// Plant Cell Rep., 1997,v. 16, p. 624-627.

91. Hussey G., in vito propagation of horticultural and agricultural crops.in Mantil S H and Smith H. (eds.) // Plant Biotechnology 1983 p. 111-138. Cambridge University Press, Cambridge.

92. Isabel N., Tremblay L., Michaua M., Tremblay F. M„ Bouquet J. RAPD's as an aid to evaluate the genetic integrity of somatic embrygenesis derived populations of Picea mariana (Mill) Plant Cell Reports.//., 1993, v. 86, p. 81-87.

93. Jackson J. A. And Dale P. J. Somaclonal variation on Lollium multiflorum L. and L. temulentom L. //., Plant. Cell Reports\9%9,v. 8, p. 161-164

94. Karp A. and Bright S. W. J. On The Causes and Origin of Somaclonal Variation// Oxford surveys of Plant Molecular and Cell Biology, 1985, v. 2, p. 199-234

95. Karp A., Nelson R. S., Thomas E. and Bright S. W. J. Chromosome.variation in protoplast drived potato plants// Theor.Appl.Genet 1982. V. 63, p. 265-272.

96. Karp A., Steele H., Parmer S., Jones M. J. K., Shewry D. R., Breiman A. Relative stability among barley plants regenerated from culture immature embryos// Genome, 1987, v. 29, p. 405-412.

97. Kassanis B., White R. F., Woods R. D. Beet cryptic virus// Phytopathol. Z., 1977, v. 90, p. 350-360.

98. Klein-lankhorst R. M., Vermunt A., Weide R., Liharska T., Zabel P. Isolation of molecular marker of tomato (Lycopersicon esculentum)using random amplified polymorphic DNA (RAPD)// Theo.Appl.Genet., 1991, v. 83, p. 108-114.

99. Klekowski E. J. and Kazarinova-Fukshansky N. Shoot apical meristem and mutation, selective loss of advantageous cell genotype//Am.J.Bot., 1984, v. 71, p. 2834.

100. Kobayashi S. Uniformity of plants regenerated from orange (Citrus sinensis Osb.) protoplasts // Theor.Appl.Genet. 1987. V.74. N 1. P. 10-14.

101. Krishnamurthi M. and Tlaskal J. Fiji disease resistant Saccharum officinarum Var. Pindar subclones from tissue culture// Proc. Int. Soc. Sugarcane. Technol., 1974, v. 15, p. 130-137.

102. Krishnamurthi M. Notes on disease resistance of tissue culture subclones and fusion of sugarcane protoplastsW Sugarcane Breeders Newslett., 1974, v. 35, p. 24-26.

103. La Rue C. D. Cultures on the endosperm of maize// Am. J. Bot., 1949, v. 34, p. 585-586.

104. Latch G. C. M., Potter L. R. Interaction between crown rust (Puccinia coronata) and two viruses of ryegrass// Ann. Appl. Biol., 1977, v. 87, p. 139-145.

105. Lavee S. and Galston A. W. Hormonal control of peroxidase activity in cultured Pelargonium pith//Am. J.Bot., 1968, v. 55, p. 890-893.

106. Lee M. and Phillips R. L. The chromosomal bases of somaclonal variation// Ann.Rev.Plant Physiol. Plant Mol.Biol., 1988, v. 39, p. 413-437.

107. Lee T. T. Promotion of IAA oxidase isozyme in tobacco callus culture by IAA// Plant Physiol., 1971a, v. 48, p. 56-59.

108. Lee T. T. Increase of IAA oxidase isozymes by gibberellic acid in tobacco calluscultures// Can. J. Bot., 1971b, v. 49, p. 687-693.

109. Lee T. T. Cytokinin controlled IAA oxidase isozymes in tobacco callus cultures// Plant Physiol., 1971c, v. 47, p. 181-185.

110. Lee T. T. Changes in IAA oxidase isozymes in tobacco tissues after treatment with 2,4-D// Plant Physiol., 1972a, v. 49, p. 957-960.

111. Lee T. T. Interaction of cytokinin, auxin and gibberelline on peroxidase isozymes in tobacco tissue cultured in vitro// Can. J. Bot., 1972b, v. 50, p. 2471-2477.

112. Lenherr A. Three flavonoid glycosides containing acetylated allose from Stachys recta//Phytochem. 1984.V.23.No 10.P.2343 2345.

113. Liu M. C. and Chen W. H. Tissue and cell cultures as aids to sugarcane breeding. I- Creation of genetic variation through callus culture// Euphytica, 1976, v. 25, p. 393-403.

114. Lorz H. and Scowcroft W. R. Variability among plants and their progeny regenerated from protoplasts of Su/Su heterozygots of Nicotiana tabacum// Theor. Appl. Genet., 1983, v. 66, p. 67-75.

115. Lu Z„ Reighard G. I., Baird W. V., Abbott A. G., Rajapaksi S. Identification of peach rootstock cultivars by RAPD markers// Hort. Sci., 1996, v. 31, p. 127-129.

116. Maheswaran G., Williams E.G. Uniformity of plants regenerated by direct somatic embryogenesis from zygotic embryos of Trifolium repens // Ann.Bot. 1987. v. 59. P. 93-97.

117. Market C. L. and Moller F. Multiple forms of enzymes: tissue ontogenetic and species specific patterns// Proc. Natl. Acad.USA, 1959, v. 45, p. 753-763.

118. Martin G. B., Williams J. G. K., Tanksly S. D. Rapid identification of markers linked to a Pseudomonas resistance gene in tomato by using random primers and near isogenic lines with arbitrary primers// Proc.Natl.Acad.Sci., 1991, v. 88, p. 23362340.

119. Matern U., Strobel G., Shepard J. Reaction to phytotoxin in a potato population derived from mesophyll protoplasts // Proc Nat. Acad. Sci. (USA), 1978, v. 75, pp. 4935-4939.

120. Mc Clintock B. The significances of responces of the genome to challenge// Science, 1984, v. 66, pp. 792-801.

121. Melis R.J.M., van Staden J. Tuberization and hormones //Z.Pflanzenphysiol. 1984.Bd. 113.S .271 283.

122. Micheli M.R., R. Bova (edr ) Figerprinting methods based on arbitrary primed PCR//, 1996, Springer, Berlin.

123. Mix G., Schittenhelm S. Langzeitlagerung von Topinambur (Helianthus tuberosus L.) in vitro //Landbauforschung Völkenrode. 1988.v.38.N 3. S.178 181.

124. Munthali M.T., Newbury H.J.,Ford-Lloyd B.v. The detection of somaclonal variants of beet using RAPD // Plant Cell Repts.l996.v.l5. No 7.P.474 478.

125. Murashige T. and Skoog F. A revised medium for rapid growth and biopassays with tobacco tissue culture// Physiol. Plant., 1962, v. 15, No 4, p. 473-479.

126. Ng S.Y.C. In vitro tuberization in white yam (Dioscorea rotundata Poir.) //Plant Cell,Tiss.Organ Culture. 1988.v.14.N 2.P.121 128.

127. Okazama V., Chapman H.W. Regulation of tuber formation in the potato plant //Physiol.plantarum. 1962.v. 15.N 3.P.413 -419.

128. Ortiz-Montiel G.,Lozoya-Saldana H. Potato minitubers: Technology validation in Mexico //Amer.Potato J.,1987.v 64.N 10.P.535 544.

129. Orton T. J. Genetic instability during embryogenic cloning of celery// Plant Cell, Tissue Organ Culture, 1985, v. 4, p. 159-169.

130. Palmer C.E.,Smith O.E. Cytokinins and tuber initiation in the potato Solanum tuberosum //Nature. 1969.V.221.N 5177.P.279 280.

131. Partheir B Hormone Induced Alterations of Gene Expression. // Biochem. Physiol. Pflanzen 1989, v. 185, no. 5/6 p. 289-314.

132. Pierik, R.L.M. In vitro culture of higher plants. Martinus Nijhoff Publishers. Ad Dordrecht. The Neerlands.1987. 345 P.

133. Peerbelte R., Ruigork P., Wellems G., Schilperoort R. T-DNA re arrangement due to tissue culture: Somaclonal variation in crown gall tissue// Plant Mol.Biol., 1987, v. 9, p. 51-57.

134. Pijnacker L. P., Sree-Ramulu K., Dijkhais P. and Ferwerd M. A. Flow plant development and morphogenetic reasons in vitro of Nicotiana tabacum tissue// Plant Science, 1989, v. 53, p. 73-79.

135. Potter L. R. The effects of barley yellow dwarf virus and powdery mildew in oat and barley with single and double infections// Ann. Appl. Biol., 1980, v. 94, p. 11-17.

136. Prat D. Genetic variability indued in Nicotiana sylvestris by protoplast culture// Theor. Apll. Genet., 1983, v. 67, p. 263-266.

137. Quiros C. F., Hu G., This P., Chense A. M., Delseny M.: Development of chromosomal localization of genome by specific markers by polymerase chain reaction in Brassica// Theor. Appl. Genet., 1991, v. 82, p. 627-632.

138. Rajapaksi S., Belthoff L. E., Hr G., Estager A. E„ Scorza R„ Verde I., Balard R.

139. E., Baird W. V., Callahan A., Monet R„ Abbott A. G., Genetic linkage mapping in peach using morphological, RAPD markers// Theo. Appl. Genet., 1995, v. 90, p. 503510.

140. Roscher K.,Schenk G.,Meltzer H. von.,Ulbricht G.,Schulze S. Biotechnologie und neue Verfahren in der Kartoffelerhaltungszuchtung // Feldwirtschaft.l988.Bd.29.N 7.S.318 320.

141. Ryan S. A., Larkin P. J., Ellison F. W. Somaclonal variation in some agronomic and quality characters in Wheat// Theor. Appl. Genet., 1987, v. 74, p. 77-82.

142. Scandalios J. G. and Sorenson J. C. Isoenzymes in plant tissue culture// In Applied and Fundamental Aspects of Plant Tissue Culture, 1988, p 719-730 Narosa Puplishing House, New Delhi, India.

143. Sengupta J.M.G.S.,Sharma A.K. Organjgenesis and tuberization in cultures of Dioscorea floribunda //Plant, Cell,Tiss.Organ Culture. 1984.v.3.N 4.P.325 331.

144. Sharma N., Chandel K.P.S., Srivastava V.K. In vitro propagation of Coleus forskohlii Briq. a threatened medicinal plant // Plant Cell Repts. 1991. v 10. P. 67 -70.

145. Scowcroft W. R., Davis P., Ryan S. A., Brettll R. I. S., Pallota M. A., Larkin P. J. The analysis of somaclonal variation mutants// Plant Genetics, 1985 pp. 799-815.

146. Seabrook J.T.A.,Coleman S.,Levy D/ Effect of photoperiod on in vitro tuberization of potato (Solanum tuberosum L.) //Plant Cell,Tiss.Organ Culture.1993.v.7.N 1.P.3 10.

147. Shirzadegan M., Christy M., Earle E. D., Palmer J. D., Rearrangment, amplficaion and assortment of mitochondrial DNA molecules in cultured cells of Brassica campestrisH Theor. Appl. Genet., 1989, v. 77, p. 17-25.

148. Shoyama Y.,Zhu X.X.,Nakai R.,Shiraishi S.,Kohda H. Micropropagation of Panax notoginzeng by somatic embryogenesis and RAPD analysis of regenerated plantlets //Plant Cell Repts.l997.v.l6.N 7.P.450 453.

149. Siril E.A.,Dhar U. Micropropagation of mature Chinese tallow tree (Sapium sebiferum Rozb.) //Plant Cell Repts.l997.v.l6.N 9.P.637 640.

150. Skivrin R. M. and Janick J. Tissue culture induced variation in scented Pelargonium spJU. Am. Soc. Hort. Sei., 1976, v. 101, p. 281-290.

151. Straus J., Larue C. D. Maize endosperm tissue grown in vitro. I. Culture requirements// Am. J. Bot., 1954, v. 41, p. 687-694.

152. Strenheimer E. P. Method of culture and growth endosperm in vitro// Bull. Tarry Botan. Cl„ 1954, v. 81, p. 111-113.

153. Sudha S.G., Seeni S. In vitro multiplication and field establishment of Adhatoda beddomei C.B.Clarke a rare medicinal plant // Plant Cell Repts 1994. v. 13. N P. 203 207.

154. Sung Z.R. Mutagenesis of cultured plant cells //Genetics. 1976. v.84.N.1.P.51 57.

155. Swedlund B. V. In: Jackson J. A. and Dale P. J. Somaclonal variation in Lolium multiforum L. and L. temulentum L.// Plant Cell Rep., 1989, v. 8, p. 161-164.

156. Tabata M. Motoyoshi F. Heridity control of callus formation of maize endosperm cultured in vitro// Japan J.Genet., 1965, v. 40, p. 345-355.

157. Taylor P.W.J., Geijskes J.R., Ko H.L., Henry R.J., Birch R.G. Sensitivity of random amplified polymorphic DNA analysis to detect genetic change in sugarcane during tissue culture// 1995. Theor. Appl. Genet, v.90, p. 1169-1173).

158. Vajrahbaya T. Variation in clonal propagation// In: Orditti, J.(eds): Orchid

159. Biology, 1977, p. 179-201. Cornell University. Press, Ithaca.

160. Vardi A. Isolation of protoplasts in Citrus// Proc. Intl. Soc. Citricult., 1977, v.56, p. 134-139.

161. Verga A., Thomas L. H. and Bruinsma J. Effect of auxins on the epigenetic instability of callus propagated Kalanchoe blossfeldiana pollen// Plant Cell, Tissue, Organ Culture, 1988, v. 15, p. 223-231.

162. Walbot V. and Cullis C. A. Rapid genomic changes in higher plant// Ann. Rev. Plant Physiol., 1985, v. 36: 367-396.

163. Warburton M. L. and Bliss F. A. Genetic diversity in peach (Pronus persica L. Batsch) revealed by randomly amplified polymorphic DNA (RAPD) markers and compared to inbreeding coefficients// J. Amer. Soc. Hort. Sci., 1996, v. 121, p. 10121019.

164. Weining S. and Langridge P. Identification and mapping of polymorphisms in cereals based on the polymerase chain reaction// Theor. Appl. Genet., 1991., v. 82, p. 209-216.

165. Welsh J., Honeycett R. J., Mc Clelland M., Sobral B. W. S. Parentage determination in maize hybrids using the arbitrarily primed polymerase chain reaction (AP-PCR) // Theo. Appl. Genet., 1991, Vol. 82, pp. 473-476.

166. Welsh J. McClelland M. Fingerprinting genome using PCR arbitrary primers// Nucl. Acid Res., 1990, v. 8, No. 24, p. 7213-7218.

167. Wersuhn G. Obtaining mutants from cell cultures //Plant Breed. 1989.v. 102.N l.P.l -9.

168. Willafranca M.J.,Veramendi J.,Sota V.,Mingo-Castel A.M. Effect of physiological age on mother tuber and number of subcultures on in vitro tuberization of potato (Solanum tuberosum L.) //Plant Cell Repts.1998. v.17/N 10.P.787 790.

169. Williams G. J. K„ Kubelir A. R., Livak K. J., Rafalski J. A., Tingey S.V. DNA polymorphism amplified by arbitrary primers are useful genetic markers// Nucl.Acid Res., 1990, v. 18, p. 6531-6535.

170. Witrzens B., Scowcroft W.R., Downes R.W., Larkin P.J. Tissue culture and plant regeneration from sunflower (Helianthus annuus) and interspecific hybrids140

171. Helianthus tuberosus X Helianthus annuus) // Plant Cell, Tiss. Organ Culture. 1988.V. 13.No 1.P.61 -76.

172. Yamahara J., Kitani T., Kobayashi H., Kawahara Y. Studies on Stachys sieboldii Miq. II. Anti-anoxia action and the active constituents // Yakugaku Zasshi.l990.V.l 10.N 12.P.932 935.

173. Yang X. and Quiros C. Identification and classification of celery cultivars with (RAPD) markers// Theor. Appl. Genet., 1993, v. 86, p. 205-212.

174. Zinchenko T.Y. Antiflammatory, anti-toxic and hypoazothenic action of the drug stachyrene obtained from Stachys recta II FarmakolJ. 1981.V.44.No 2.P.191 194.