Пуринергическая система вкусовой почки млекопитающих. Идентификация сигнальных белков тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Яценко, Юлия Евгеньевна

• Яценко, Юлия Евгеньевна
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Яценко, Юлия Евгеньевна

ВВЕДЕНИЕ.

Глава I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Периферическая вкусовая система.

1.2.Внутриклеточные сигнальные системы.

1.2.1. Гептаспиральные рецепторы и G-белки.

1.2.2. Система циклических нуклеотидов. 19 1.2.2.1. Системы метаболизма циклических нуклеотидов. 19 1.2.2.1. Белки, регулируемые циклическими нуклеотидами.

1.2.3. Фосфоинозитидная система. 22 1.2.3.1. Системы метаболизма фосфоинозитидов. 22 1.2.3.2 Липидные медиаторы и их клеточные мишени. 25 1.2.3.3.Система Са2+ сигнализации.

1.3. Пуринергическая сигнальная система.

1.3.1. Пуринорецепторы плазматической мембраны клеток.

1.3.1.1. Ионотропные рецепторы Р2Х типа.

1.3.1.2. Метаботропные рецепторы P2Y типа.

1.3.2. Механизмы секреции АТФ.

Глава И. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

II. 1. Выделение изолированных вкусовых почек.

11.2. Обратная транскрипция и полимеразная цепная реакция.

11.3. Клонирование гена Cav канала.

11.4. Электрофоретический метод. 54 .11.5. Имуногистохимия на срезах языка.

11.6. Иммуноцитохимия на вкусовых почках и клетках.

11.7. Визуализация результатов иммунохимического анализа.

Глава HI. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

III. 1. P2Y рецепторы вкусовых клеток мыши.

III. 1.1. Анализ экспрессии методом ОТ-ПЦР.

III. 1.2. Иммуногистохимический анализ.

111.2. G-белки и фосфолипазы, вовлеченные в рецепцию АТФ.

111.3. Механизмы удаления Са из цитоплазмы.

111.4. цАМФ-зависимая модуляция пуринергического каскада.

111.5. Са2+-каналы вкусовых клеток.

111.6. Механизм секреции АТФ. 86 III. 7. Другие сигнальные белки вкусовых клеток мыши.

III. 7.1. Са - чувствующий рецептор.

III. 7.2. Рецепторы, активирующиеся протеазами.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Пуринергическая система вкусовой почки млекопитающих. Идентификация сигнальных белков»

Вкус наряду со зрением, осязанием, слухом и обонянием является одним из пяти основных чувств, участвующих в восприятии информации об окружающем нас мире. Основной функцией вкусовой системы является оценка качества пищи, проверка ее съедобности. В ходе эволюции животными была развита высокая чувствительность к горькому, так как большинство горьких веществ являются ядовитыми. С другой стороны, имеющие сладкий (т.е., привлекательный) вкус вещества являются высококалорийными. Считается, что человек способен различать пять базовых вкусов: кислый, соленый, сладкий, горький и умами (umami), который вызывается глутаматом и некоторыми другими аминокислотами. Поведенческие эксперименты, а также регистрации активности вкусовых нервных волокон свидетельствуют о том, что вкусовой анализатор животных также способен различать эти базовые вкусовые модальности. Это предполагает существование специфических молекулярных структур на рецептирующей поверхности вкусовых клеток, которые отвечают за распознавание вкусового стимула определенной модальности. Исследования вкусовой системы методами молекулярной биологии подтверждают, что это действительно так. В частности, в последние годы идентифицированы мембранные рецепторы для сладких и горьких веществ и аминокислот, вызывающих умами вкус.

Несмотря на заметный прогресс, достигнутый в последние годы' в исследованиях вкусовой системы млекопитающих в целом, молекулярные механизмы вкуса во многом остаются неизученными. Прежде всего, мало что известно о принципах кодирования вкусовой информации и о механизмах, лежащих в основе информационного процессинга, протекающего в периферическом вкусовом органе -вкусовой почке. По аналогии с другими сенсорными системами, можно думать, что коммуникации между клетками вкусовой почки принципиально важны для обработки вкусовой информации. Они также важны и с той точки зрения, что вкусовые клетки - одни из самых быстро обменивающихся клеток организма млекопитающих. Их среднее время жизни составляет примерно 2 недели. Это приводит к необходимости постоянно обновлять синаптические связи афферентного нервного окончания со вновь образующейся вкусовой клеткой, что несомненно происходит при участии химических коммуникаций между клетками.

В нашей лаборатории установлено, что во вкусовой почке функционируют несколько сигнальных систем, включая пуринергическую, холинергическую, серотонинергическую и адренергическую системы. В силу определенных причин, основное внимание уделялось исследованию пуринергической системы и выявлению ее роли в физиологии периферического вкусового органа. Прежде всего, это было связано с тем, что генетический нокаут ионотропных Р2Х2/Р2ХЗ рецепторов, которые функционируют в афферентном вкусовом нерве, приводит к полному подавлению вкусовой чувствительности у генетически модифицированных животных (Finger et al., 2005). Это является убедительным аргументом в пользу того, что АТФ выполняет функцию афферентного нейротрансмиттера в акте вкусовой трансдукции. В полном соответствии с этой идеей, было показано, что вкусовые клетки типа II высвобождают АТФ в ответ на деполяризацию и стимуляцию вкусовыми веществами (Romanov et al., 2007; Huang et al., 2007). Как оказалось, вкусовые клетки не используют классический экзоцитозный механизм для секреции АТФ, но высвобождают последний при участии АТФ-проницаемых ионных каналов, формируемых канальными белками из семейства коннексинов и/или паннексином 1. Кроме того, было установлено, что внеклеточный АТФ мобилизует Са в цитоплазме вкусовых клеток типа I при участии пуринорецепторов P2Y типа и фосфолипазного каскада (Baryshnikov et al., 2003, Romanov et al., 2007; Romanov et al., в печати). Это свидетельствует о том, что пуринергическая система может быть также вовлечена в паракринную регуляцию клеток типа I в зависимости от физиологической активности клеток типа II.

Приведенные выше данные физиологических экспериментов поставили перед нами вопрос о исследовании пуринергической системы вкусовой почки и ряда других сигнальных систем на молекулярном уровне. Представлялось целесообразным выяснить, какие изоформы рецепторных, сигнальных и канальных белков вовлечены в физиологические процессы, протекающие во вкусовой почке при участии внеклеточного АТФ. Помимо чисто академического интереса, решение данной задачи потенциально имело и практическую значимость, поскольку различные изоформы перечисленных белков в разной степени чувствительны к ингибиторам, блокаторам, модуляторам активности сигнальных белков. Поэтому информация о том, какие белки участвуют во внутриклеточных процессах, в принципе позволяет проводить ингибиторный анализ с большей эффективностью. В свете изложенного, данная работа представляла собой попытку охарактеризовать P2Y рецепторы вкусовых клеток и другие элементы пуринергического сигнального каскада методами молекулярной биологии и иммуногистохимии с учетом данных физиологических экспериментов.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Яценко, Юлия Евгеньевна

ВЫВОДЫ

1. Методами ОТ-ПЦР и иммуногиетохимии исследованы вкусовые клетки мыши с целью идентификации на молекулярном уровне рецепторных, канальных и других сигнальных белков, вовлеченных в пуринергическую сигнализацию и ряд других сигнальных процессов.

2. Впервые показано, что во вкусовых клетках экспрессируются гены двух метаботропных пуринорецепторов P2Y типа - P2Y2 и P2Y4 (АТФ/УТФ рецепторы) и могут экспрессироваться гены P2Y1 (АДФ рецептор)' и P2Y6 (УДФ рецептор). Эти данные полностью согласуются с результатами физиологических экспериментов.

3. Во вкусовых клетках мыши подтверждена экспрессия гена G-белок-активируемой фосфолипазы Ср2 и впервые идентифицированы Са -активируемые фосфолипазы С51 и С53. Вероятная

О | физиологическая значимость экспрессии генов Са -активируемых фосфолипаз С51 и С53 может состоять в формировании дополнительного каскада усиления пуринергической сигнальной системы.

4. Впервые показано, что во вкусовых клетках мыши могут экспрессироваться гены канальных белков из семейства коннексинов и паннексинов, в частности, Сх26, СхЗО.З, Сх31.1, СхЗЗ, СхЗб, Сх43 и Pxl. Экспрессия этих генов обеспечивает молекулярный базис для формирования на наружной мембране вкусовых клеток АТФ-проницаемых ионных каналов, которые осуществляют стимул-зависимую секрецию АТФ - основного афферентного нейротрансмиттера вкусовой почки.

5. На уровне транскриптов во вкусовых клетках впервые идентифицированы следующие сигнальные и канальные белки: аценилатциклаза (изоформы АС1, АСЗ, АС6, АС7, АС8); фосфодиэстераза (PDE8, PDE9); метаботропный Са рецептор CaSR; рецепторы, активируемые протеазами, PARI и PAR2; al-субъединица Са2+ канала Cavl .2.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В настоящей работе изучалась экспрессия генов определенных сигнальных белков во вкусовых клетках мыши. Основная цель исследования - охарактеризовать сигнальные каскады вкусовых клеток, прежде всего пуринергический, на молекулярном уровне. Эксперименты преимущественно планировались на основе данных физиологических экспериментов, в которых исследовалась способность вкусовых клеток отвечать на внешние стимулы.

В последние годы в центре научных интересов нашей лаборатории находились межклеточные коммуникации во вкусовой почке, прежде всего при участии пуринергического сигнального каскада - P2Y рецептор - фосфолипаза С - продукция 1Р3 - активация 1Р3 рецептора

9-4мобилизация внутриклеточного Са . Интерес к этому каскаду основывался на том, что внеклеточный АТФ и другие нуклеотиды

9-4вызывали мобилизацию Са в цитоплазме вкусовых клеток (Baryshnikov et al, 2003). Кроме того, было показано, что мыши с нокаутированными генами ионотропных пуринорецепторов Р2Х2 и Р2ХЗ, которые функционируют в окончаниях афферентного вкусового нерва, теряют чувствительность к веществам всех вкусовых модальностей (Finger et al, 2005). Это говорило о том, что АТФ является основным афферентным нейротрансмиттером вкусовой почки. Поэтому в рамках данной работы шел поиск пуринорецепторов, эффекторных ферментов, ионных каналов и других сигнальных белков, которые могли бы быть вовлечены в пуринергическую сигнализацию. Помимо этого, осуществлялись попытки идентифицировать и другие рецепторные белки. Исследования выполнялись преимущественно методом ОТ-ПЦР, в ряде случаев экспрессия генов сигнальных белков подтверждалась иммуногистохимически.

В физиологических экспериментах было показано (Baryshnikov et al., 2003; Fedorov et al., 2007), что при насыщающих концентрациях АТФ и УТФ вызывают максимальные и равные по амплитуде Са2+ ответы в цитоплазме вкусовых клеток. Это свидетельствовало о том, что основную роль в рецепции АТФ могут играть P2Y2 и/или P2Y4 изоформы, для которых АТФ и УТФ являются полными агонистами. Эта идея нашла свое подтверждение в данной работе при анализе мРНК в тотальных препаратах вкусовой ткани, в которой были действительно идентифицированы транскрипты P2Y2 и P2Y4 рецепторов. Экспрессия генов P2Y2 и P2Y4 рецепторов во вкусовых клетках подтверждалась тем, что антитела против этих рецепторных белков специфически окрашивали вкусовые клетки. В дальнейшем мы обнаружили во вкусовой ткани транскрипты P2Y] и P2Y6 рецепторов, для которых агонистами являются АДФ и УДФ, что полностью согласуется со способностью вкусовых клеток отвечать на эти нуклеотиды, хотя и с меньшей эффективностью по сравнению с АТФ и УТФ.

Следующими после P2Y рецепторов в сигнальной цепи стоят G-белки. Мы не исследовали экспрессию их генов, поскольку ранее несколько а-субъединиц G-белков, включая Gs, Gi-2, Gi-3, Gq, G14, G15, а-трансдуцин и а-гастдуцин, были идентифицированы во вкусовых клетках крысы и мыши (Margolskee, 2002). Более того, использование специфических токсинов свидетельствовало о том, что P2Y рецепторы и фосфолипаза С сопрягаются Gq - белком (Рогачевская, 2006). Поэтому мы приступили непосредственно к поиску транскриптов фосфолипазы С, и идентифицировали два типа фосфолипаз С - G-белок-активируемую фосфолипазу CJ32 и Са2+ -активируемые — фосфолипазы С81 и С83. Экспрессия гена фосфолипазы Ср2 во вкусовых клетках была подтверждена в иммуногистохимичёских экспериментах. Согласно физиологическим данным (Fedorov et al., готовится к печати), вероятная роль Са -активируемых фосфолипаз С81 и С83 может состоять в формировании дополнительного каскада усиления пуринергического сигнального каскада, поскольку Са , мобилизованный за счет агонист-зависимой активации фосфолипазы Ср2, может стимулировать фосфолипазу/ы С81/С83, тем самым усиливая продукцию IP3 и дополнительно мобилизуя депонированный Са" . Такая модель предполагает совместную экспрессию генов фосфолипазы С{32 и фосфолипаз С51 и/или С83. Продемонстрировать такую совместную экспрессию предстоит в будущих экспериментах.

Ранее было показано, что вкусовые клетки крысы и мыши экспрессируют ген Зего ГР3-рецептора (Miyoshi et. al., 2001; Scott, 2004). Поэтому в данной работе экспрессия генов ГР3-рецепторов не исследовалась. Вместо этого мы уделили определенное внимание изучению механизмов удаления мобилизованного Са2+ из цитоплазмы АТФ чувствительных вкусовых клеток - одного из этапов деактивации пуринергического каскада. В физиологических экспериментах было показано, что Са -АТФаза плазматической мембраны (РМСА) является основным Са2+ насосом, обеспечивающим откачку мобилизованного Са2+ (Baryshnikov et al., 2003). Мы исследовали, какие именно гены РМСА экспрессируются во вкусовых клетках, и установили, что таковыми являются РМСА1 и РМСА2.

В нашей лаборатории было показано, что внутриклеточный цАМФ модулирует чувствительность вкусовых клеток к АТФ, стимулируя цАМФ зависимое фосфорилирование сигнальных белков пуринергического каскада, скорее всего, P2Y рецепторов и/или PLC (Baryshnikov et al., 2003). В этой связи, мы попытались установить какие изоформы аденилатциклазы (АС) и фосфодиэстеразы (PDE) - ферменты, соответственно, продуцирующий и гидролизирующий цАМФ — присутствуют во вкусовых клетках. ОТ-ПЦР анализ выявил транскрипты АС1, АСЗ, АС6, АС7, АС8, PDE8 и PDE9.

В физиологических экспериментах было установлено, что вкусовые клетки высвобождают АТФ в ответ на их стимуляцию (Romanov et al., 2007; Huang et al., 2007). Выброс АТФ осуществлялся через АТФ проницаемые ионные каналы. Ряд данных свидетельствовал о том, что эти каналы, скорее всего, формируются канальными белками из семейства коннексинов (Сх) или паннексином 1 (Рх-1) (Romanov et al., 2007; Huang et al., 2007). В силу этого, мы попытались выяснить, гены каких из данных канальных белков могут экспрессироваться во вкусовых клетках, и идентифицировали транскрипты Сх26, СхЗО.З, Сх31.1, СхЗЗ, СхЗб, Сх43 и Panxl. Экспрессия генов этих белков обеспечивает молекулярный базис для формирования АТФ проницаемых ионных каналов на наружной мембране клеток типа II и секреции АТФ - основного афферентного нейротрансмиттера вкусовой почки.

Параллельно исследованию пуринергического каскада, проводились эксперименты по поиску сигнальных молекул, исходя из целесообразности, диктуемой нуждами физиологических исследований. л г

Поскольку вход наружного Са является одним из основополагающих процессов, протекающих при возбуждении клеток внешними стимулами, одной из задач данного исследования была идентификация субъединиц Са -каналов различной природы. Физиологические данные свидетельствовали о том, что во вкусовых клетках функционируют ПЗ Са" -каналы L-типа (Romanov and Kolesnikov, 2006). Нам удалось продемонстрировать, что эти каналы скорее всего формируются при участии а 1-субъединицы Cav1.2.

Также было показано, что вкусовые клетки мыши экспрессируют ген Са чувствительный рецептора (CaSR), отвечающего за мониторинг изменения экстраклеточной концентрации Са2+. Кроме того, было показано, что вкусовые клетки мыши могут экспрессировать гены рецепторов, активируемых протеазами - PARI и PAR2.

В своей совокупности полученные результаты проясняют, какие именно изоформы исследовавшихся рецепторных, сигнальных и канальных белков функционируют во вкусовых клетках мыши. Это важно с академической точки зрения, а также позволяет с большей эффективностью проводить ингибиторный анализ, поскольку различные изоформы перечисленных белков в разной степени чувствительны к ингибиторам, блокаторам, модуляторам активности. Помимо этого, полученные данные позволяют ставить задачи о клеточной локализации упомянутых сигнальных белков с использованием специфических антител и/или метода in situ гибридизации.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Яценко, Юлия Евгеньевна, 2008 год

1. Авдонин ПВ. Структура и сигнальные свойства сопряженных с G-белками рецепториых комплексов. // Биологические мембраны. 2005.

2. Авдонин ПВ, Ткачук ВА. Рецепторы и внутриклеточный кальций. // М., Наука. 1994. 288.

3. Костюк ПГ. Кальций и внутриклеточная возбудимость. // М., Наука, 1986. 250.

4. Крутецкая ЗИ, Лебедев ОЕ. Метаболизм фосфоинозитидов и формирование кальциевого ответа в клетке. // Цитология. 1992. 34, 26-44.

5. Левицкий ДО. Кальций и биологические мембраны. // Биохимия мембран. Учебное пособие, под ред. А.А. Болдырева; кн. 7. М., Высш. Шк, 1990. 124.

6. Abaffy Т, Trubey KR, Chaudhari N. Adenylyl cyclase expression and modulation of cAMP in rat taste cells. // Am J Physiol Cell Physiol. 2003. 284(6), С1420-8.

7. Adler E, Hoon MA, Mueller KL, Chandrashekar J, Ryba NJP, and Zulcer CS. // Cell. 2000. 10, 693-702.

8. Airey JA, Grinsell MM, Jones LR, Sutko JL, and Witcher D. Three ryanodine receptor isoforms exist in avian striated muscles. // Biochemistry. 1993. 32, 5739-5745.

9. Bar I, Guns PJ, Metallo J, Cammarata D, Wilkin F, Boeynams JM, Bult H, Robaye B. Knockout mice reveal a role for P2Y6 receptor in macrophages, endothelial cells, and vascular smooth muscle cells.// Mol Pharmacol. 2008. 74(3), 777-84.

10. Baryshnikov SG, Rogachevskaja OA, Kolesnikov SS. Calcium signaling mediated by P2Y receptors in mouse taste cells. // J Neurophysiol. 2003. 90, 3283-3294.

11. Berridge MJ, Lipp P, and Bootman MD. The versatility and universality of calcium signaling. //Nature Rev Mol Cell Biol. 2000. 1, 11-21.

12. Berridge MJ. Capacititive calcium entry. // Biochemical J. 1995. 312, 1-11.

13. Biel M, Zong X, Ludwig A, Sautter A, Hofmann F. Structure and function of cyclic-nucleotide-gated channels. // Rev PhysiolBiochem Pharmacol. 1999. 135, 151-171.

14. Boguski MS, Tolstoshev CM, Bassett DE Jr. Gene discovery in dbEST. // Science. 1994 265(5181):1993-4.

15. Blaustein MP, Lederer WJ. Sodium/calcium exchange: its physiological implications. // Physiol Rev. 1999. 79(3), 763-854.

16. Bodin P, Burnstoclc G. Purinergic signalling: ATP release. // Neurochem Res. 2001.26(8-9), 959-69.

17. Bunnett NW. Protease-activated receptors: how proteases signal to cells to cause inflammation and pain. // Seminars in thrombosis and hemostasis. 2006. 32, 39-48.

18. Burnstoclc G. Purine-mediated signalling in pain and visceral perception. Trends Pharm.Sci. 22: 182-188, 2001.

19. Burnstoclc G. The past, present and future of purine nucleotides as signalling molecules.//Neuropharmacology. 1997. 36, 1127-1139.

20. Cameron AM, Steiner JP, Roslcams A J, Ali SM, Ronnett GV, Snyder SH.4

21. Calcineurin associated with the inositol 1,4,5-trisphosphate receptor-FKBP12 complex modulates Ca2+ flux. // Cell. 1995 83(3):463-72.

22. Carrasco S, Merida I. Diacylglycerol, when simplicity becomes complex. // Trends Biochem Sci. 2007 32(l):27-36.

23. Clapham DE, Loren W, Runnels LW, and Strubing C. The TRP ion channel family. Nature Rev Neurosci 2: 387-396, 2001.

24. Chang W, Shoback D. Extracellular Ca2+-sensing receptors—an overview. // Cell Calcium. 2004. 35(3), 183-96.

25. Chaudhari N, Landin AM, and Roper SD. A novel metabotropic glutamate receptor is a taste receptor for monosodium L-glutamate. // Nat.Neurosci. 2000.3, 113-119.

26. Chaudhari N, Yang H, Lamp C, Delay E, Cartford C, Than T, and Roper S. The taste of monosodium glutamate, Membrane receptors in taste buds. // J Neurosci. 1996. 16, 3817-3826.

27. Chandrashekar J, Mueller KL, Hoon MA, Adler E, Feng L, Guo W, Zuker CS, Ryba NJ. T2Rs function as bitter taste receptors. // Cell. 2000 100(6), 703-11.

28. Chen SR, Ebisawa K, Li X, and Zhang L. Functional characterization of the recombinant type 3 Ca2+ release channel (ryanodine receptor) expressed in HEK293 cells. // J Biol Chem. 1997. 272, 24234-24246.

29. Chen SR, Ebisawa K, Li X, and Zhang L. Molecular identification of the ryanodine receptor Ca2+ sensor. // J Biol Chem. 1998. 273, 14675-14678.

30. Cho YK, Farbman Al, and Smith DV. The timing of a-gustducin expression during cell renewal in rat vallate taste buds. // Chem Sens. 1998. 23,735-742.

31. Coronado R, Morrissette J, Sukhareva M, and Vaughan D.M., Structureand function of ryanodine receptors. // Am J Physiol Cell Physiol. 1994. 266, 1485-1504.

32. Dascal N. Ion-channel regulation by G proteins. // Trends in Endocrinology and Metabolism. 2001. 12.

33. De Waard M, Hering J, Weiss N, Feltz A. How do G proteins directly control neuronal Ca2C channel function? // TRENDS in Pharmacological Sciences. 2005. 26 (8), 426-37.

34. DiPolo R, Beauge L. Sodium/calcium exchanger: influence of metabolic regulation on ion earner interactions. // Physiol Rev. 2006. 86(1), 155-203.

35. Di Virgilio F, Borea PA, Illes P. P2 receptors meet the immune system. // Trends Pharmacol Sci. 2001. 22(1), 5-7.

36. Di Virgilio F and Solini A. P2 receptors, new potential players in atherosclerosis. // Br J Pharmacol. 2002. 135, 831-842.

37. Dolphin AC. G Protein Modulation of Voltage-Gated Calcium Channels. // Pharmacol Rev. 2003. 55, 607-627.

38. Donaldson SH, Lazarowski ER, Picher M, Knowles MR, Stutts MJ, and Boucher RC. Basal nucleotide levels4, release and metabolism in normal and cystic fibrosis airways. // Mol Med. 2000. 6, 969-982.

39. Drin G, Scarlata S. Stimulation of phospholipase Cbeta by membrane interactions, interdomain movement, and G protein binding—how many ways can you activate an enzyme? // Cell Signal. 2007. 19(7), 1383-92.

40. Duchen MR. Mitochondria and calcium: from cell signalling to cell death. // J Physiol. 2000. 529, 1, 57-68.

41. Dunn PM, Zhong Y, and Burnstock G. P2X receptors in peripheral neurons. // Progr Neurobiol. 2001. 65, 107-134.

42. Evans RJ, Derkach V, and Surprenant A. ATP mediates fast synaptic transmission in mammalian neurons. // Nature (Lond). 1992. 357, SOS-SOS.

43. Fan QI, Vanderpool KM, Chung HS, Marsh JD. The L-type calciumVchannel alpha 1С subunit gene undergoes extensive, uncoordinated alternative splicing. // Molecular and Cellular Biochemistry. 2005. 269, 153-163.

44. Fedorov IV, Rogachevslcaja OA, Kolesnilcov SS. Modeling P2Y receptor-Ca2+ response coupling in taste cells. // Biochim Biophys Acta. 2007. 1768(7), 1727-40.

45. Felix R. Molecular Regulation of Voltage-Gated Ca2+ Channels. // Journal of Receptors and Signal Transduction. 2005. 25, 57-71.

46. Fields RD, Stevens B. ATP: an extracellular signaling molecule between neurons and glia. // Trends Neurosci. 2000 Dec;23(12):625-33.

47. Finger ET, Danilova V, Barrows J, Bartel DL, Vigers AJ, Stone L, Hellekant G, Kinnamon SC. ATP Signaling Is Crucial for Communication from Taste Buds to Gustatory Nerves. // Science. 2005. 310, 1495-1499.

48. Ferris CD, Huganir RL, Snyder SH. Calcium flux mediated by purified inositol 1,4,5-trisphosphate receptor in reconstituted lipid vesicles is allosterically regulated by adenine nucleotides. // Proc Natl Acad Sci USA. 1990. 87(6):2147-51.

49. Fisher SK. Homologous and heterologous regulation of receptor stimulated phosphoinositide hydrolysis. // Eur J Pharmacol. 1995. 288, 231-250.

50. Fossier P, Tauc L, Baux G. Calcium transients and neurotransmitter release at an identified synapse. // Trends Neurosci. 1999. 22(4), 161-6.

51. Fredriksson R, Lagerstrom MC, Lundin LG, Schioth HB. The G-protein-coupled receptors in the human genome form five main families. Phylogenetic analysis, paralogon groups, and fingerprints. // Mol Pharmacol. 2003. 63(6): 1256-72.

52. Fruen BR, Bardy JM, Byrem TM, Strasburg GM, and Louis CF. Differential Ca sensitivity of skeletal and cardiac muscle ryanodinereceptors in the presence of calmodulin. // Am J Physiol Cell Physiol. 2000. 279, 724-733.

53. Galligan JJ, LePard, Schneider, and Zhou X. Multiple mechanisms of fast excitatoiy synaptic transmission in the enteric nervous system. // J Auton NervSyst. 2000.81,97-103.

54. Ganchrow D and Ganchrow RJ. Renewal of taste bud cells. // Med Sci Res. 1992. 20, 653-656.

55. Gilbertson ТА, Damak S, Margolskee, RF. The molecular physiology of taste transduction. // Curr Opin Neurobiol. 2000. 10, 519-527.

56. Gilman AG. G proteins: transducers of receptor-generated signals. // Агаш Rev Biochem. 1987. 56, 615-49.

57. Graf EM, Bock M, Heubach JF, Zahanich I, Boxberger S, Richter W, Schultz JH, Ravens U. Tissue distribution of a human Ca v 1.2 alphal subunit splice variant with a 75 bp insertion. // Cell Calcium. 2005. 38(1), 11-21.

58. Hagar RE, Burgstahler AD, Nathanson MH, Ehrlich BE. Type III InsP3 receptor channel stays open in the presence of increased calcium. // Nature. 1998. 396(6706):81-4.

59. Hardie RC. Regulation of TRP channels via lipid second messengers. AnnuRev Physiol 65:735-59, 2003.

60. Hain J, Onoue H, Mayrleitner M, Fleischer S, and Schindler H. Phosphorylation modulates the function of the calcium release channel of sarcoplasmic reticulum from cardiac muscle. // J Biol Chem. 1995. 270, 2074-2081.

61. Hanoune J and Defer N. Regulation and role of adenylyl cyclase isoforms. // Annu Rev Pharmacol Toxicol. 2001. 41, 145-74.

62. Herness S. Coding in taste receptor cells: the early years of intracellular recordings. // Physiol Behav. 2000. 69, 17-27.

63. Herness MS and Gilbertson ТА. Cellular mechanisms of taste transduction. //Annu Rev Physiol. 1999. 61, 873-900.

64. Hermans E, Challiss RA. Structural, signalling and regulatory properties of the group I metabotropic glutamate receptors: prototypic family С G-protein-coupled receptors. //Biochem J. 2001 359:465-84.

65. Hoon MA, Adler E, Lindemeier J, Battey JF, Ryba N, Zuker CS. Putative Mammalian Taste Receptors, A Class of Taste-Specific GPCRs with Distinct Topographic Selectivity. // Cell. 1999. 96, 541-551.

66. Nicholson В J. Gap junctions from cell to molecule. // Journal of Cell Science. 2003. 116, 22, 4479-4481.

67. Hoth M, Penner R. Calcium release-activated calcium current in rat mast cells. // J Physiol. 1993. 465:359-86.

68. Huang YJ, Maruyama Y, Dvoryanchikov G, Pereira E, Chaudhari N, Roper SD. The role of pannexin 1 hemichannels in ATP release and cell-cell communication in mouse taste buds. // Proc Natl Acad Sci USA. 2007. 104(15), 6436-41.

69. Huang L, Shanker YG, Dubauskaite J, Zheng JZ, Yan W, Rosenzweig S, Spielman Al, Max M, and Margolskee RF. Gyl3 colocalizes with gustducin in taste receptor cells and mediates IP3 responses to bitter denatonium. Nat Neurosci 2: 1055-1062, 1999.

70. Irvine RF and Schell MJ. Back in the water, The Return of the inositol phosphates. // Molecular Cell Biology. 2001.2.

71. Jeyakumar LH, Copello JA, O'Malley AM, Wu GM, Grassucci R, Wagenkhecht T, and Fleischer S. Purification and characterization of ryanodine receptor 3 from mammalian tissue. // J Biol Chem. 1998. 273, 16011-16020.

72. Kaupp U.B. and Seifert R. Cyclic Nucleotide-Gated Ion Channels. // Physiol Rev, 82, 769-824, 2002.

73. King BF, Townsend-Nicholson A, and Burnstoclc G. Metabotropic receptors for ATP and UTP, exploring the correspondence between native and recombinant nucleotide receptors. // Trends Parmacol Sci. 1998. 19, 506-514.

74. Kim YV, Bobkov YV, and Kolesnikov SS. ATP mobilizes cytosolic calcium and modulates ionic currents in mouse taste receptor cells. // Neurosci.Lett. 2000. 290, 165-168.

75. Kotturi MF, Carlow DA, Lee JC, Ziltener HJ, Jefferies WA. Identification and Functional Characterization of Voltage-dependent Calcium Channels in T Lymphocytes. // The Journal Of Biological Chemistry. 2003. 278 (47), 46949-60.

76. Kotturi MF and Jefferies WA. Molecular characterization of L-type calcium channel splice variants expressed in human T lymphocytes. // Molecular Immunology. 2005. 42(12), 1461-74.

77. Kraus-Friedmann N. Cyclic nucleotide-gated channels in non-sensory organs. // Cell Calcium. 2000. 27, 3, 127-138.

78. Krimm RF, Miller KK, Kitzman PH, Davis BM, and Albers KM. Epithelial Overexpression of BDNF or NT4 Disrupts Targeting of Taste Neurons That Innervate the Anterior Tongue. // Develop Biol. 2001. 232, 508-521.

79. Kunapuli SP, Dorsamy RT, Kimz S, Quinton TM. Platelet purinergic receptors. // Curr Opin Pharmacol. 2003. 3, 175-180.

80. Lazarowski ER, Boucher RC, and Harden TK. Interplay of constitutively released nucleotides, nucleotide metabolism and activity of P2Y receptors. //Drug Dev Res. 2001. 53, 66-71.

81. Lefkowitz RJ. Historical review: A brief history and personal retrospective of seven-transmembrane receptors. // TRENDS Pharm. Sci. 2004, 413-422

82. Lazarowski ER, Boucher RC, and Harden TK. Mechanisms of Release of Nucleotides and Integration of Their Action as P2X- and P2Y-Receptor Activating Molecules. // Mol Pharmacol. 2003. 64, 785-795.

83. Lerma J. Roles and rules of kainate receptors in synaptic transmission. // Nat Rev Neurosci. 2003. 4(6), 481-95.

84. Liao P, Yu D, Lu S, Tang Z, Liang MC, Zeng S, Lin W, Soong TW. Smooth muscle-selective alternatively spliced exon generates functional variation in Cavl.2 calcium channels. // J Biol Chem. 2004. 279^(48), 50329-35.

85. Lin W and Kinnamon SC. Electrophysiological evidence for ionotropic and metabotropic glutamate receptors in rat taste cells. // J Neurophysiol. 1999. 82, 2061-2069.

86. Lindemann B. Receptors and transduction in taste. // Nature. 2001. 413, 219-225.

87. Lindemann B. Taste Reception. // Physiol Rev. 1996. 76, 719-766.

88. Liu UM and Simon MI. Regulation by cAMP-dependent protein kinease of a G-protein-mediatedphospholipase C. //Nature. 1996. 382, 83-88.

89. Lokuta AJ, Rogers ТВ, Lederer WJ, and Valdivia H.H. Modulation of cardiac ryanodine receptors of swine and rabbit by a phosphorylation-dephosphorylation mechanism. // J Physiol. 1995. 487, 609-622.

90. Lu M, MacGregor GG, Wang W, and Giebisch G. Extracellular ATP Inhibits the Small-conductance К Channel on the Apical Membrane of the Cortical Collecting Duct from Mouse Kidney. // J Gen Physiol. 2000.116, 299-310.

91. Lucas KA, Pitari GM, Kazerounian S, Ruiz-Stewart I, Park J, Schulz S, Chepenik KP, Waldman SA. Guanylyl cyclases and signaling by cyclic GMP. // Pharmacol Rev. 2000 52(3):375-414.

92. Lytton J. Na+/Ca2+ exchangers: three mammalian gene families control Ca2+ transport. // Biochem J. 2007. 406(3), 365-82.

93. Мак DO, McBride S, and Foskett JK. Regulation by Ca and Inositol 1,4,5-Trisphosphate (InsP) of Single Recombinant Type 3 InsP Receptor1. Л 1

94. Channels, Ca Activation Uniquely Distinguishes Types 1 and 3 InsP Receptors. //J. Gen. Physiol. 2001. 117, 435-446.

95. Marcus DC, Scofield MA. Apical P2Y4 purinergic receptor controls K+ secretion by vestibular dark cell epithelium. // Am J Physiol Cell Physiol. 2001.281(1), 282-9.

96. Max M, Shanlcer Y.G, Huang L, Taslr3, encoding a new candidate taste receptor, is allelic to the sweet responsiveness locus Sac. // Nature Genet. 2001. 28, 58-63.

97. McLaughlin SK, McKinnon PJ, Spickofsky N, Danho W, Margolskee RF. Molecular cloning of G proteins and phosphodiesterases from rat taste cells. //Physiol Behav. 1994. 56(6), 1157-64.

98. Maeda N, Kawasaki T, Nakade S, Yokoda N, Taguchi T, Kasai M, Mikoshiba K. Structural and functional characterization of inositol 1,4,5trisphospate receptor channel from mouse cerebellum. // J. Biol Chem. 1991. 266, 1109-1116.

99. Maioli E, Torricelli C, Fortino V. Functional interactions of protein kinase A and С in signalling networks: a recapitulation. // Cell Mol Life Sci. 2006. 63(6):637-41.

100. Margolskee RE. Molecular Mechanisms of Bitter and Sweet Taste Transduction. // J Biol Chem. 2002. 277, 1-4.

101. McLaughlin SK, McKinnon PJ, and Margolskee RF. Gustducin is a taste-cell-specific G protein closely related to the transducins. // Nature 57: 563569, 1992.

102. Mehats C, Andersen CB, Filopanti M, Jin C, and Conti M. Cyclic nucleotide phosphodiesterases and their role in endocrine cell signaling. // Trends Endocr Metab. 2002. 13, 29-35.

103. Menniti FS, Faraci WS, Schmidt CJ. Phosphodiesterases in the CNS: targets for drug development. // Nat Rev Drug Discov. 2006. 5(8):660-70.

104. Miyoshi MA, Abe K, Emori Y. IP(3) receptor type 3 and PLCbeta2 are co-expressed with taste receptors T1R and T2R in rat taste bud cells. // Chem Senses. 2001. 26(3), 259-65.

105. Michilcawa T, Hirota J, Kawano S, Hiraoka M, Yamada M, Furuichi T, Mikoshiba K. Calmodulin mediates calcium-dependent inactivation of the cerebellar type 1 inositol 1,4,5-trisphosphate receptor. // Neuron. 1999. 23(4):799-808.

106. Missiaen L, De Smedt H, Parys JB, Van Acker K, De Smet P, Callewaert G. Cytosolic Ca(2+) controls the loading dependence of IP(3)-induced Ca(2+) release. // Biochem Biophys Res Commun. 1999. 264(3):967-71.

107. Molday RS, Molday LL. Molecular properties of cyclic nucleotide-gated channel of rod photo-receptors. //Vision Research. 1998. 38, 1315-1323.

108. Molday RS. Calmodulin regulation of cyclic nucleotide-gated channels. // Curr Opin Neurobiol. 1996. 6, 445-452.

109. Monteith GR. and Roufogalis BD. The plasma membrane calcium pump, a physiological perspective on its regulation. // Cell Calcium. 1995. 18, 459470.

110. Morley GE, Taffet SM, Delmar M. Intramolecular interactions mediate pH regulation of connexin43 channels. //Biophys J. 1996. 70(3), 1294-302.

111. Murray RG, Murray A, and Fujimoto A. Fine structure of gustatory cells in rabbit taste buds. // J Ultrastruct Res. 1969. 27, 444-461.

112. Nagato T, Matsumoto K, Tanioka H, Kodama J and Toh H. Effect of denervation on morphogenesis of the rat fungiform papilla. // Acta Anat. 1995. 153, 301-309.

113. Naylor MJ, Rancourt DE, Bech-Hansen NT. Isolation and characterization of a calcium channel gene, Cacnalf, the murine orthologue of the gene for incomplete X-linked congenital stationary night blindness. // Genomics. 2000. 66(3), 324-7.

114. Neer EJ. Heterotrimeric G proteins: organizers of transmembrane signals. //Cell. 1995. 80(2), 249-57.

115. Nelson G, Hoon MA, Chandrashekar J, Zhang Y, Ryba NJ, Zuker CS. Mammalian sweet taste receptors. // Cell. 2001. 106(3), 381-90.

116. Nelson G, Chandrashekar J, Hoon MA, Feng L, Zhao G, Ryba NJ, Zuker CS. An amino-acid taste receptor. //Nature. 2002 416(6877), 199-202.

117. Newton AC, Johnson JE. Protein kinase C: a paradigm for regulation of protein function by two membrane-targeting modules. // Biochim Biophys Acta. 1998. 1376(2): 155-72.

118. North RA. Molecular physiology of P2X receptors. // Physiol Rev. 2002. 82, 1013-1067.

119. Oakley B, Wu LH, Lawton A, and DeSibour С L. Neural control of ectopic filiform spines in adult tongue. // Neurosci. 1990. 36, 831-838.

120. Palmer TM, Gettys TW. and Stiles GL, Differential interaction with and regulation of multiple G-proteins by the rat A3 adenosine receptor. // J Biol Chem. 1995. 270, 16895-16902.

121. Patel S, Joseph SK, Thomas AP. Molecular properties of inositol 1,4,5-trisphosphate receptors. // Cell Calcium. 1999. 25(3):247-64.

122. Philipson KD, Nicoll DA. Sodium-calcium exchange: a molecular4perspective. // Annu Rev Physiol. 2000. 62, 111-33.

123. Penniston JT. and Enyedi A. Modulation of the plasma membrane Ca21 pump. // J Membr Biol. 1998. 165, 101-109.

124. Petersen OH and Fedirko NV. Calcium signalling, Store-operated channel found at last. // Curr Biol. 2001. 11, 520-523.

125. Pi M, Faber P, Ekema G, Jackson PD, Ting A, Wang N, Fontilla-Poole M, Mays RW, Brunden KR, Harrington JJ, Quarles LD. Identification of a novel extracellular cation-sensing G-protein-coupled receptor. // J Biol Chem. 2005. 280(48), 40201-9.

126. Picher M and Boucher RC. Human airway ecto-adenylate kinase. A mechanism to propagate ATP signaling on airway surfaces. // J Biol Chem. 2003.278, 11256-11264.

127. Pumplin DW and Getschman E. Synaptic proteins in rat taste bud cells, Appearance in the Golgi apparatus and relationship to a-Gustducin and the Lewisb and A antigens. // J Comp Neurol. 2000. 427, 171-184.

128. Pyriochou A, Papapetropoulos A. Soluble guanylyl cyclase: more secrets revealed. // Cell Signal. 2005. 17(4):407-13.

129. Quednau BD, Nicoll DA, Philipson KD. The sodium/calcium exchanger family—SLC8. // Pflugers Arch Eur J Physiol. 2004. 447, 543-548.

130. Ralevic V and Burnstock G. Receptors for purines and pyrimidines. // Pharmacol Rev. 1998. 50, 413-492.

131. Ramos-Franco J, Caenepeel S, Fill M, Mignery G. Single channel function of recombinant type-1 inositol 1,4,5-trisphosphate receptor ligand binding domain splice variants. //Biophys J. 1998. 75(6):2783-93.

132. Romanov RA and Kolesnikov SS. Electrophysiologically identified subpopulations of taste bud cells. // Neurosci Lett. 2006. 395(3), 249-54.

133. Romanov RA, Rogachevskaja OA, Bystrova MF, Jiang P, Margolskee RF, Kolesnikov SS. Afferent neurotransmission mediated by hemichannels in mammalian taste cells. // EMBO J. 2007. 26(3), 657-67.

134. Ronnett GV and Moon C. G proteins and olfactory signal transduction. // Annu Rev Physiol. 2002. 64, 189-222.

135. Rossler P, Boekhoff I, Tareilus E, Beck S, Breer H, Freitag J. G protein betagamma complexes in circumvallate taste cells involved in bitter transduction. // Chem. Senses. 2000. 25, 413-421.

136. Royer SM and Kinnamon JC. HVEM serial-section analysis of rabbit foliate taste buds, I. Type III cells and their synapses. // J Comp Neurol. 1991.306, 49-72.

137. Roper SD. The cell biology of vertebrate taste receptors. 11 Annu Rev Neurosci. 1989. 12:329-53.

138. Saez JC, Berthoud VM, Braiies MC, Martinez AD, Beyer EC. Plasma membrane channels formed by connexins: their regulation and functions. // Physiol Rev. 2003. 83(4), 1359-400.

139. Safa P, Boulter J, Hales TG. Functional Properties of CaV1.3 (ID) L-type Ca2 Channel Splice Variants Expressed by Rat Brain and Neuroendocrine GH3 Cells. //The journal of biological chemistry. 2001. 276 (42), 3872737.

140. Saito T and Bunnett NW. Protease-Activated Receptors.// NeuroMolecular Medicine. 2005. 7, 79-99.

141. Sohl G, Maxeiner S, Willecke K. Expression and functions of neuronal gap junctions. //Nat Rev Neurosci. 2005. 6(3), 191-200.

142. Singer WD., Brown HA, Sternweis PC. Regulation of eukaryotic phosphatidylinositol-speciflc phospholipase С and phospholipase D // Annu. Rev. Biochem. 1997. 66:475-509

143. Sollars SI, Smith PC, and Hill DL. Time course of morphological alterations of fungiform papillae and taste buds following chorda tympani transection in neonatal rats. // J Neurobiol. 2002. 51, 223-236.

144. Scott, K. (2004) The sweet and the bitter of mammalian taste. Current Opinion in Neurobiology 2004. 14, 423-427

145. Schnetkamp PP. The SLC24 Na+/Ca2+-K+ exchanger family: vision and beyond. // Pflugers Arch. 2004. 447(5), 683-8.

146. Schwiebert LM, Rice WC, Kudlow BA, Taylor AL and Schwiebert EM. Extracellular ATP signaling and P2X nucleotide receptors in monolayers of primary human vascular endothelial cells. // Am J Physiol. 2002. 282, C289-C301.

147. Seta Y, Toyono S, Takeda S, and Toyoshima K. Expression of Mash 1 in basal cells of rat circumvallate taste buds is dependent upon gustatory innervation. //FEBS Lett. 1999. 444, 43-46.

148. Shoshan-Barmatz V, Ashley RH. The structure, function, and cellular regulation of ryanodine-sensitive Ca2+ release channels. // Int Rev Cytol. 1998. 183:185-270.

149. Spielman AL Interaction of saliva and taste. // J Dent Res. 1990 69(3):838-43.

150. Sorensen C.E. and Novak I. Visualization of ATP release in pancreatic acini in response to cholinergic stimulus. Use of fluorescent probes and confocal microscopy. // J Biol Chem. 2001. 276, 32925-32.

151. Stout CE, Costantin JL, Naus CC, Charles AC. Intercellular calcium signaling in astrocytes via ATP release through connexin hemichannels. // J Biol Chem. 2002. 277(12), 10482-8.

152. Stojilkovic SS and Koshimizu T. Signaling by extracellular nucleotides in anterior pituitary cells. // Trends Endocr Metab. 2001. 12, 218-225.

153. Strehler E.E. and. Zacharias D.A. Role of Alternative Splicing in Generating Isoform Diversity Among, Plasma Membrane Calcium Pumps. //Physiological Reviews. 2001. 81, 1.

154. Sun H and Oakley В. Development of Anterior Gustatory Epithelia in the Palate and Tongue Requires Epidermal Growth Factor Receptor. // Develop Biol. 2002. 242, 31-43.

155. Szerencsei RT, Winkfein RJ, Cooper CB, Prinsen C, Kinjo TG, Kang K, Schnetkamp PP. The Na/Ca-K exchanger gene family. // Ann N Y Acad Sci. 2002. 976,41-52.

156. Takeda M, Suzuki Y, Obara N, and Nagai Y. Apoptosis in mouse taste buds after denervation. // Cell Tissue Res. 1996. 286, 55-62.

157. Taylor CW, Genazzani AA, Morris SA. Expression of inositol trisphosphate receptors. // Cell Calcium. 1999 26(6):237-51.

158. Tasken K, Aandahl EM. Localized effects of cAMP mediated by distinct routes of protein kinase A. // Physiol Rev. 2004 84(1): 137-67.

159. Toyono T, Seta Y, Kataoka S, Kawano S, Shigemoto R, Toyoshima K. Expression of metabotropic glutamate receptor group I in rat gustatory papillae. // Cell Tissue Res. 2003 313(l):29-35.

160. Toyono T, Kataoka S, Seta Y, Toyoshima K. Expression of phospholipase C-beta4 in rat circumvallate taste buds. //Cliem Senses. 2005 Suppl 1:27-8.

161. Torres GE, Egan TM, Voigt MM. N-Linked glycosylation is essential for the functional expression of the recombinant P2X2 receptor. // Biochemistry. 1998 37(42): 14845-51.

162. Thrower EC, Hagar RE, and Ehrlich BE. Regulation of Ins 1,4,5. P3 receptor isoforms by endogenous modulators. // Trends Pharm Sci. 2001. 22, 580-586.

163. Thimm J, Mechler A, Lin H, Rhee S, Lai R. Calcium-dependent open/closed conformations and interfacial energy maps of reconstituted hemichannels. // J Biol Chem. 2005. 280(11), 10646-54.

164. Tran Van Nhieu G, Clair C, Bruzzone R, Mesnil M, Sansonetti P, Combettes L. Connexin-dependent inter-cellular communication increasesinvasion and dissemination of Shigella in epithelial cells. // Nat Cell Biol. 2003. 5(8), 720-6.

165. Unterberger U, Moskvina E, Scholze T, Freissmuth M, Boehm S. Inhibition of adenylyl cyclase by neuronal P2Y receptors. // Br J Pharmacol. 2002. 135(3), 673-84.

166. Valenti O, Conn PJ, Marino MJ. Distinct physiological roles of the Gq-coupled metabotropic glutamate receptors Co-expressed in the same neuronal populations. // J Cell Physiol. 2002 191(2): 125-37.

167. Vallon V. P2 receptors in the regulation of renal transport mechanisms. // Am J Physiol Renal Physiol. 2008. 294(1), F10-27.

168. Vanhaesebroeck B, Leevers SJ, Ahmadi K, Timms J, Katso R, Driscoll PC, Woscholski R, Parker PJ, Waterfield MD. Synthesis and function of 3-phosphorylated inositol lipids. // Annu Rev Biochem. 2001. 70:535-602.

169. Venlcatachalam К, Ma HT, Ford DL, and Gill DL. Expression of functional receptor-coupled TRPC3 channels in DT40 triple InsP3 receptor-knockout cells. // J Biol Chem. 2001. 276, 33980-33985.

170. Wettschureclc, N., Offermanns, S. Mammalian G proteins and their cell type specific functions. //Physiol. Rev. 2005. 85, 1159-1204.

171. Williams AJ, West DJ and Rebecca Sitsapesan. Light at the end of the Ca2-r-release channel tunnel, structures and mechanisms involved in ion translocation in ryanodine receptor channels. // Quarterly Reviews of Biophysics. 2001. 34, 1, pp. 61-104.

172. Wing MR, Snyder JT, Sondek J, Harden TK. Direct activation of phospholipase C-epsilon by Rho. // J Biol Chem. 2003 278(42):41253-8.

173. Wong GT, Gannon KS, and Margolskee RF Transduction of bitter and sweet taste by gustducin. // Nature 381: 796-800, 1996.

174. Wymann MP, Zvelebil M, Laffargue M. Phosphoinositide 3-kinase signalling-which way to target? // Trends Pharmacol Sci. 2003 24(7):366-76.

175. Yang R, Crowley HH, Rock ME, and Kinnamon JC. Taste bud cells with synapses express SNAP-25-like immunoreactivity. // J Comp Neurol. 2000a. 424, 205-215.

176. Yang C, Kazanietz MG. Divergence and complexities in DAG signaling: looking beyond PKC. // Trends Pharmacol Sci. 2003. 24(11):602-8.

177. Yee CL, Yang R, Bottger B, Finger ТЕ, and Kinnamon JC. "Type III" Cells of Rat Taste Buds, Immunohistochemical and Ultrastructural Studies of Neuron-Specific Enolase, Protein Gene Product 9.5, and Serotonin. // J Comp Neurol. 2001'. 440, 97-108. '

178. Yegutkin GG, Henttinen T, and Jalkanen S. Extracellular ATP formation on vascular endothelial cells is mediated by ecto-nucleotide kinase activities via phosphotransfer reactions. // FASEB. 2001. 15, 251-260.

179. Yegutkin GG, Henttinen T, Samburslci SS, Spychala J, and Jalkanen S. The evidence for two opposite, ATP-generating and ATP-consuming, extracellular pathways on endothelial and lymphoid cells. // Biochem. J. 2002. 367, 121-128.

180. Yoshie S, Kanazawa H, and Fujita T. A possibility of efferent innervation of the gustatory cell in the rat circumvallate taste bud. // Arch Histol Cytol. 1996. 59, 479^4-84.

181. Zhang С, Restrepo D. Heterogeneous expression of connexin 36 in the olfactory epithelium and glomerular layer of the olfactory bulb. // J Comp Neurol. 2003. 459(4), 426-39.

182. Zhang C, Restrepo D. Expression of connexin 45 in the olfactory system. // Brain Res. 2002. 929(1), 37-47.

183. Zhang C, Finger ТЕ, Restrepo D. Mature olfactory receptor neurons express connexin 43. // J Comp Neurol. 2000. 426(1), 1-12.

184. Zhou L, Kasperek EM, Nicholson В J. Dissection of the molecular basis of pp60(v-src) induced gating of connexin 43 gap junction channels. // J Cell Biol. 1999. 144(5), 1033-45.

185. Zhao GQ, Zhang Y, Hoon MA, Chandrashekar J, Erlenbach I, Ryba NJ, Zuker CS. The receptors for mammalian sweet and umami taste. // Cell. 2003 115(3), 255-66.

186. Zeng Q, Kwan A, and Oakley B. Gustatory innervation and Bax-dependent Caspase-2, Participants in the life and death pathways of mouse taste receptors cells. // J Comp Neurol. 2000. 424, 640-650.

187. Zimmermann H. Extracellular metabolism of ATP and other nucleotides. // Naunyn Schmiedeberg's Arch Pharmacol. 2000. 362, 299-309.