Физиологический анализ популяции клеток вкусовой почки. Идентификация хеморецепторных клеток млекопитающих тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат биологических наук Романов, Роман Александрович

• Романов, Роман Александрович
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Романов, Роман Александрович

I. ВВЕДЕНИЕ.

II. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

II. 1. Организация вкусового анализатора.

II. 1.1. Устройство периферического вкусового рецепторного органа.

II. 1.2. Морфологический анализ клеток вкусовой почки.

II. 1.3. Электрофизиологические анализ клеток вкусовой почки.

11.2. Межклеточные коммуникации во вкусовой почке.

11.2.1. Первичные мессенджеры во вкусовой почке.

11.2.2. АТФ как афферентный вкусовой нейротрансмиттер.

11.2.3. Выброс АТФ.

11.3. Ионные каналы вкусовых клеток.

II. 3.1. Ионные каналы как детекторы вкусовых стимулов.

II. 3.2. Потенциал-зависимые ионные каналы вкусовых клеток.

11.4. Трансдукция вкусовых стимулов, опосредованная системой вторичных мессенджеров.;.

11.4.1. Трансдукция горьких и сладких стимулов.

11.4.3. Роль гастдуцина во вкусовой трансдукции.

III. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

111.1. Выделение вкусовых клеток.

111.2. Метод локальной фиксации потенциала (patch clamp).

111.3. Мониторинг внутриклеточного кальция (Ca-imaging).

111.4. АТФ-биосенсор.

IV. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

IV.1. Электрофизиологическая идентификация вкусовых клеток. Три типа вкусовых клеток на основе их электрофизиологических характеристик.

IV.2. Идентификация вкусовых рецепторных клеток, специализирующихся в распознавании веществ категорий горького, сладкого и умами.

IV.2.1. Вкусовые клетки, экспрессирующие гастдуцин, относятся к электрофизиологическому типу А.

IV. 2.2. TRPM5 функционирует во вкусовых клетках типа А.

IV. 2.3. Вкусовые клетки типа А рецептируют горькие вещества.

IV.2.4. Клетки типа А в ответ на деполяризацию высвобождают АТФ.

IV.3. Ответы вкусовых клеток на АТФ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Физиологический анализ популяции клеток вкусовой почки. Идентификация хеморецепторных клеток млекопитающих»

Вкусовое ощущение заррждается нри возбуждении снециализированных сенсорных клеток вкусовых реценторных клеток в составе нлотных клеточных образований вкусовых ночек. Вкусовые ночки формируют нериферичекский вкусовой орган вкусовые сосочки 5 тинов, 3 из которых локализованы на языке желобоватые, листовидные и грибовидные. Основонолагающей функцией хемореценторных клеток в составе вкусовых ночек является раснознавание вкусовых веществ, трансдукция и кодирование информации о их концентрации и вкусовой модальности для дальнейшего анализа в соответствующих структурах мозга. На основе ультраструктурных критериев идентифицировано несколько тинов клеток, включая округлые базальные и три тина веретеновидных клеток (тины I, II, III), которые функционируют во вкусовых ночках. Фактически, понуляция веретенообразных клеток во вкусовой ночке еще более гетерогенна, носкольку клетки нодвергаются ностоянному обмену и образуются из нролиферирующих и дифференцирующихся базальных клеток. Поэтому даже во взрослом организме среди веретенообразных вкусовых клеток есть клетки, находящиеся на разных стадиях развития, т.е. взрослеющие, взрослые и анонтотические. Современные нредставления о вкусовой трансдукции базируются в основном на данных молекулярной биологии, новеденческих экснериментах и регистрациях электрической активности вкусового нерва. К настоящему времени идентифицирован ряд сигнальных белков, которые, как считается, играют ключевую роль в трансдукции вкусовых стимулов. Среди них следует уномянуть: 1) гентасниральные трансмембранные реценторы вкусовых веществ, вызывающих ощущения горького, сладкого и умами; 2) G-белок гастдуцин, эффекторный фермент фосфолиназу СР2, ионный канал TRPM5, удаление (knock-out) каждого из которых приводит к снижению или даже нодавлению чувствительности генетически модифицированных животных к вкусовым веществам, упомянутых выще категорий; 3) ионный канал PKD2L1 (относится к семейству TRP), участвующий в распознавании кислого. Тем не менее, при всей значимости данных последних лет, полученных преимущественно методами молекулярной биологии и генной инженерии, существующие представления о процессах возбуждения вкусовых клеток носят в значительной степени гипотетический характер. В частности, последовательность внутриклеточных событий от связывания вкусового вещества с молекулярным рецептором до выброса нейромедиатора фактически не прослежена ни для одного из стимулов. В силу этого, обсуждаемые в литературе механизмы вкусовой трансдукции еще предстоит проверить на уровне одиночных вкусовых клеток. Прогресс в области исследования сенсорных клеток других типов фоторецепторов, обонятельных и механочувствительных клеток в значительной степени базировался на результатах электрофизиологических или фотометрических экспериментов, в которых исследовались электрические ответы изолированных клеток или Са сигналы в их цитоплазме, индуцированные адекватными сенсорными стимулами светом, запахами, половыми феромонами или механическими возмущениями. Обсуждаемые в литературе механизмы вкусовой трансдукции могли бы быть проверены в аналогичных физиологических опытах. Однако, процент вкусовых клеток, отвечающих на вкусовые стимулы чрезвычайно мал. Отчасти это могло быть связано с десенситизацией клеток при их выделении. Другой вероятной причиной могло быть то, что во вкусовой почке многие клетки вовлечены в выполнение нерецепторной функции. Иными словами, фракция истинно рецепторных клеток невелика, а фракция клеток, отвечающая за распознавание вкусового стимула данного типа, весьма немногочисленна. одиночными Поскольку в физиологических их экспериментах на с вкусовыми и клетками идентификация критериев основе нам морфологических цитологических невозможна, представлялось весьма актуальным попытаться идентифицировать вкусовые клетки, в том числе истинно рецепторные, на основе их электрических характеристик. Многочисленные корреляции между морфологией клеток и их биофизическими параметрами, установленные с использованием самых разнообразных клеточных систем, давали надежду, что данный подход окажется эффективным. В свете изложенного, основной целью настоящей работы было провести электрофизиологический анализ гетерогенной популяции изолированных вкусовых клеток, который мог бы послужить основой для их идентификации. В результате проведенных экспериментов нам удалось установить, что вкусовые клетки, выделенные из языковых сосочков всех типов желобоватого, листовидного и грибовидного действительно могут быть однозначно

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Романов, Роман Александрович

1. Методом patch clamp проанализировано порядка 1000 веретенообразных

вкусовых клеток, изолированных из желобоватого, листовидного и

грибовидного сосочков. Показано, что они могут быть однозначно отнесены

к трем группам - тип А, В и С - на основе их электрофизиологических

характеристик. На основании статистически репрезентативных данных

предложены электрофизиологические критерии для идентификации

изолированных вкусовых клеток. 2. Установлено, что каждому типу клеток соответствует определенный

спектр функциональных ионных каналов. В частности, для типа А

характерны потенциал-зависимые Na^-каналы, К^-каналы входящего

выпрямления, неселективные ионные каналы, катионные каналы TRPM5. Клеткам типа В свойственны потенциал-зависимые К'^ -каналы, потенциал зависимые Na'^ -каналы, потенциал-зависимые Са^^-каналы L- и Т-типов,

пейсмейкерные (HCN) катионные каналы. Для типа С характерно отсутствие

потенциал-зависимых Са^ ^ и Na^-каналов, наличие потенциал-зависимых К"^ -

каналов и К^-каналов входящего выпрямления, а также Са^^-активируемые

СГ -каналы. 3. Разработана методика мониторинга секреции экстраклеточного АТФ

при помощи АТФ-биосенсора. Показано, что только вкусовые клетки типа А

секретируют АТФ - основной нейротрансмиттер во вкусовой почке - в ответ

на деполяризацию. Секреция АТФ происходит без участия везикулярного

механизма и, скорее всего, вовлекает АТФ-проницаемые ионные каналы. 4. Показано, что вкусовые клетки типа А экспрессируют G-белок

гастдуцин и ионный канал TRPM5 - ключевые сигнальные белки вкусовой

трансдукции. Экспрессия этих маркерных молекул и функциональные

свойства вкусовых клеток типа А позволяют идентифицировать их как истинно хеморецепторные, специализирующиеся в распознавании вкусовых

веществ, относящихся к категории горького, сладкого и умами.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Романов, Роман Александрович, 2007 год

1. Гистология (введение

2. Романов РА, Хохлов АА, Колесников СС. Входящий ток, активируемый АТР во вкусовых клетках мыши. Биологические мембраны. 2005. 22 (5), 390-395.

3. Хохлов АА, Романов РА, Зубов БВ, Пашинин АД, Колесников СС. Осветитель на излучающих диодах для микрофотометрических исследований клеток. Приборы и техника эксперимента. 2007. №3, 128-131.

4. Abbaffy Т, Trubey KR, Chaudhari N. Adenylyl cyclase expression and modulation of camp in rat taste cells. AmJPhysiol Cell Physiol. 2003. 284, 1420-1428.

5. Adler E, Hoon MA, Mueller KL, Chandrashekar J, Ryba NJP, Zuker CS. Novel Family of Mammalian Taste Receptors. Cell. 2000.100,693-702.

6. Akabas M, Dodd J, Awqati Q. Identification of electrophysiologically distinct subpopulations of rat taste cells. JMembrBiol. 1990.114 (1), 71-8.

7. Avenet P, Lindemann B. Amiloride-blockable sodium currents in isolated taste receptor cells.///Membrane 5/o/. 1988.105,245-255.

8. Avenet P, Lindemann B. Noninvasive recording of receptor cell action potentials and sustained currents from single taste buds maintained in the tongue: the response to mucosal NaCl and amiloride. IIJ Membr Biol. 1991. 124,33-41. 9. Bao L, Locovei S, Dahl G. Pannexin membrane channels are mechanosensitive conduits for ATP. FEBSLett. 2004. 572,65-68.

9. Bartel DL, Sullivan SL, Lavoie EG, Sevigny J, Finger ТЕ. Nucleoside triphosphate diphosphohydrolase-2 is the Ecto-ATPase of type I cells in taste buds.IIJCompNeurol. 2006. 497:1-12.

10. Baryshnikov SG, Rogachevskaja OA, Kolesnikov SS. Cacium signaling mediated by P2Y receptors in mouse taste cells. J Neurophysiol. 2003. 90, 3283-3294.

11. Behe P, DeSimone JA, Avenet P, Lindemann B. Membrane currents in taste cells of the rat fungiform papilla. Evidence for two types of Ca currents and inhibition of К currents by saccharin. J Gen Physiol. 1990. 96, 10611084.

12. Beidler LM, Smallman RL. Renewal of cells within taste buds. J Cell Biol. 1965.П{2),263-12.

13. Bell PD, Lapointe J-Y, Sabirov R, Hayashi S, Peti-Peterdi J, Manabe K, Kovacs G, Okada Y. Macula densa cell signaling involves ATP release through a maxi anion channel. II Proc Natl Acad Sci USA. 2003.100,4322-4327. 75

14. Bemhardt SJ, Naim M, Zehavi U, Lindemann B. Changes in IP3 and cytosolic Ca2+ in response to sugars and non-sugar sweeteners in transduction of sweet taste in the rat. IIJ Physiol. 1996.490,25-36.

15. Bianchi L, Driscoll M. Protons at the gate: DEG/ENaC ion channels help us feel and remember. Neuron. 2002. 34,337-340.

16. Bigiani A, Delay Ю, Chaudhari N, Kinnamon SC, Roper SD. Responses to glutamate in rat taste cells. IIJNeurophysiol. 1997. 77, 3048-3059.

17. Bigiani A, Ghiaroni V, Fieni F. Channels as taste receptors in vertebrates. II Progress in Biophysics Molecular Biology. 2003. 83,193-225.

18. Bigiani A. Mouse taste cells with glia-like membrane properties. J Neurophysiol. 2001a. 85,1552-1560.

19. Bigiani A. Amiloride-sensitive sodium currents in identified taste cells of U\efrog.llNeuroReport. 2001b. 12,1315-1321.

20. Bigiani AR, Roper SD. Mediation of responses to calcium in taste cells by modulation of a potassium conductance.//iSc/eiJce. 1991.252,126-128. 23. Bo X, Alavi A, Xiang Z, Oglesby I, Ford A, Bumstock G. Localization of ATP-gated P2X2 and P2X3 receptor immunoreactive nerves in rat taste buds. Neuroreport. 1999. 10, 1107-1111.

21. Bodin P, Bumstock G. Purinergic signalling: ATP Release. Neurochem /?e5. 2001. 26, 959-969.

22. Boughter JD, Pumplin DW, Yu C, Christy RC, Smith DV. Differential expression of alpha-gustducin in taste bud populations of the rat and hamster. JNeurosci. 1997.17,2852-2858.

23. Bumstock G. The past, present and future of purine nucleotides as signalling molecules. Neuropharmacology. 1997. 36, 1127-1139.

24. Bystrova MF, Yatzenko YE, Fedorov IV, Rogachevskaja OA, Kolesnikov SS. P2Y isoforms operative in mouse taste cells. Cell and Tissue Research. 2006. 323,377-382.

25. Caicedo A, Jafri MS, Roper SD. In Situ Ca Imaging Reveals Neurotransmitter Receptors for Glutamate in Taste Receptor Cells. J Neurosci. 2000. 20, 7978-7985.

26. Chandrashekar J, Mueller KL, Hoon MA, Adler E, Feng L, Guo W, Zuker CS, Ryba N. T2Rs Function as Bitter Taste Receptors. Cell. 2000. 100, 703711.

27. Chaudhari N, Landin AM, Roper SD. A novel metabotropic glutamate receptor is a taste receptor for monosodium L-glutamate. Nat Neurosci. 2000. 3,113-119. 76

28. Chen Y, Hemess MS. Electrophysiological actions of quinine on voltagedependent currents in dissociated rat taste cells. PJIugers Arch. 1997. 434,215-26.

29. Chen YS, Sun XD, Herness MS. Characteristics of action potentials and their underlying outward currents in rat taste receptor cells. J Neurophysiol. 1996.75,820-31.

30. Clapp TR, Medler KF, Damak S, Margolskee RF, Kinnamon SC. Mouse taste cells with G protein-coupled taste receptors lack voltage-gated calcium channels and SNAP-25. BMCBiol 2006.4,7.

31. Clapp TR, Stone LM, Margolskee RF, Kinnamon SC. Immunocjochemical evidence for co-expression of Type III receptor with signaling components of bitter taste transduction. Neuroscience. 2001. 6, 210.

32. Cotrina ML, Lin JH, Alves-Rodrigues A, Liu S, Li J, Azmi-Ghadimi H, Kang J, Naus CC, Nedergaard M. Connexins regulate calcium signaling by controlling ATP release.//ProciVa//ca 5c/ USA. 1998. 95,15735-15740.

33. Cummings ТА, Kinnamon SC. Apical K"-channels in Necturus taste cells. Modulation by intracellular factors and taste stimuli. J Gen Physiol. 1992. 99,591-613. 38. De Fazio RA, Dvoryanchikov G, Maruyama Y, Kim JW, Pereira E, Roper SD, Chaudhari N. Separate populations of receptor cells and presynaptic cells in mouse taste buds. IIJ Neurosci. 2006.26, 3971-3980.

34. Delay RJ, Kinnamon JC, Roper SD. Ultrastructure of mouse vallate taste buds:

35. Cell types and cell lineage. llJComp Neurol. 1986. 253,242-252.

36. Delay RJ, Kinnamon SC, Roper SD. Serotonin modulates voltage dependent calcium current in Necturus taste cells. IIJ Neurophysiol. 1997. 77, 2515-2524.

37. Delay Ю, Roper SD. Ultrastructure of taste cells and synapses in the mudpuppy Necturus maculosus. IIJ Comp Neurol. 1988. 277,268-280.

38. Donaldson SH, Picher M, Boucher RC. Secreted and cell-associated adenylate kinase and nucleoside diphosphokinase contribute to extracellular nucleotide metabolism on human airway surfaces. Am J Respir Cell Mol BioL 2002. 26,209-215.

39. Doolin RE, Gilbertson ТА. Distribution and characterization of functional amiloride-sensitive sodium channels in rat tongue. IIJ Gen Physiol 1996. 107, 545-554.

40. Elliott EJ, Simon SA. The anion in salt taste: a possible role for paracellular pathways. Brain Res. 1990. 535, 9-17.

41. Evans RJ, Derkach V, Surprenant A. ATP mediates fast synaptic transmission in mammalian neurons. II Nature. 1992. 357,503-505.

42. Finger ET, Danilova V, Barrows J, Bartel DL, Vigers AJ, Stone L, Hellekant G, Kinnamon SC. ATP Signaling Is Crucial for Communication from Taste Buds to Gustatory Nerves. Science. 2005. 310, 1495-1499.

43. FischerW, Franke H, Groger-Amdt H, Illes P. Evidence for the existence of P2Y( 1,2,4) receptor subtypes in HEK-293 cells: reactivation of P2Y(1) receptors after repetitive agonist application Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol. 2005. 371,466-472.

44. Fossier P, Tauc L, Baux G. Calcium transients and neurotransmitter release at an identified synapse. Trends Neurosci. 1999. 22,161-166.

45. Fujiyama R, Miyamoto T, Sato T. Differential distribution of two Ca+dependent and -independent K+ channels throughout receptive and basolateral membranes of bullfrog taste cells. II Arch Eiir J Physiol. 1994.429,285-290.

46. Fujiyama R, Miyamoto T, Sato T. Non-selective cation channel in bullfrog taste cell membrane. NeuroReport. 1993. 5,11-13.

47. Furue H, Yoshii K. In-situ tight-seal recordings of taste substance- elicited action currents and voltage-gated Ba currents from single taste bud cells in the peeled epithelium of mouse tongue. Brain Res. 1997. 776,133-139.

48. Ganchrow JR. Taste cell function. Structural and biochemical implications. Physiol Behav. 2000. 69,29-40.

49. Garty H, Palmer LG. Epithelial sodium channels: function, structure, and regulation. II Physiol Rev. 1997.77,359-396.

50. Gilbertson ТА, Avenet P, Kinnamon SC, Roper SD. Proton currents through amiloride-sensitive Na channels in hamster taste cells role in acid transduction. IIJGen Physiol. 1992.100, 803-824.

51. Gilbertson ТА, Damak S, Margolskee RF. The molecular physiology of taste transduction. Curr Opin Neurobiol. 2000.10,519-527. 78

52. Gilbertson ТА, Zhang H. Characterization of sodium transport in gustatory epithelia from the hamster and rat. Chem Senses. 1998a. 23, 283293.

53. Gilbertson ТА, Zhang H. Self-inhibition in amiloride-sensitive sodium channels in taste receptor cells. IIJ Gen Physiol. 1998b. I l l 661-611.

54. Hayashi S, Hazama A, Dutta AK, Sabirov RZ, Okada Y. Detecting ATP release by a biosensor method. Sci STKE. 2004. 258, pi 14.

55. Hazama A, Fan HT, Abdullaev I, Maeno E, Tanaka S, Ando-Akatsuka Y, Okada Y. Swelling-activated, cystic fibrosis transmembrane conductance regulator-augmented ATP release and СГ conductances in murine С127 cells. //JP/2;;5/o/. 2000. 523, 1-11.

56. Heck GL, Mierson S, DeSimone JA. Salt taste transduction occurs through an amiloride-sensitive sodium transport pathway. Science. 1984. 223,403-405.

57. Hemess MS, Gilbertson ТА. Cellular mechanisms of taste transduction. Annu Rev Physiol 1999. 61, 873-900.

58. Herness MS, Sun XD. Characterization of chloride currents and their noradrenergic modulation in rat taste receptor cells. J Neurophysiol. 1999. 82,260-271.

59. Hemess MS, Sun XD. Voltage-dependent sodium currents recorded from dissociated rat taste cells. IIJMembrBioL 1995. 146,73-84.

60. Herness S, Chen Y. Serotonergic agonists inhibit calcium-activated potassium and voltage-dependent sodium currents in rat taste receptor cells. J MembrBiol. 2000.173(2), 127-38.

61. Herness S, Chen Y. Serotonin inhibits calcium-activated K current in rat taste receptor cells. II NeuroReport. 1997. 8,3257-3261.

62. Hemess S, Zhao F, Kaya N, Lu S, Shen T, Sun X. Adrenergic signalling between rat taste receptor cells. IIJ Physiol. 2002a. 543, 601-614.

63. Hemess S, Zhao F, Lu S, Kaya N, Shen T. Expression and Physiological Actions of Cholecystokinin in Rat Taste Receptor Cells. J Neurosci. 2002b. 22,10018-10029.

64. Hemess S. Coding in taste receptor cells: the early years of intracellular xtcoxdxngs. II Physiol Behav. 2000. 69,17-27.

65. Holland VF, Zampighi GA, Simon SA. Tight junctions in taste buds: possible role in perception of intravascular gustatory stimuli. Chem Senses. 1991.16,69-79.

66. Hoon MA, Adler E, Lindemeier J, Battey JF, Ryba N, Zuker CS. Putative Mammalian Taste Receptors: A Class of Taste-Specific GPCRs with Distinct Topographic Selectivity. Cell. 1999. 96,541-551. 79

67. Huang L, Shanker YG, Dubauskaite J, Zheng JZ, Yan W, Rosenzweig S, Spielman AI, Max M, Margolskee RF. Ggammal3 colocalizes with gustducin in taste receptor cells and mediates IP3 responses to bitter denatonium. Nat Neurosci. 1999.2, 1055-1062.

68. Huang Y-J, Lu K-S. Immunohistochemical studies on protein gene product 9.5, serotonin and neuropeptides in vallate taste buds and related nerves of the guinea pig. II Arch Histol Cytol. 1996. 59,43341.

69. Huang Y-J, Maruyama Y, Lu K-S, Pereira E, Plonsky I, Baur JE, Wu D, Roper SD. Mouse Taste Buds Use Serotonin as a Neurotransmitter. J Neurosci. 2005. 25(4), 843-847.

70. Kanazawa H, Yoshie S. The taste bud and its innervation in the rat as studied by immunohistochemistry for PGP 9.5, II Arch Histol Cytol 1996. 59, 357-367.

71. Kawai K, Sugimoto K, Nakashima K, Miura H, Ninomiya Y. Leptin as a modulator of sweet taste sensitivities in mice. Proc Natl Acad Sci USA. 2000. 97,11044-11049.

72. Kaya N, Shen T, Lu SG, Zhao FL, Hemess S. A paracrine signaling role for serotonin in rat taste buds: expression and localization of serotonin receptor subtypes. II Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 2004. 286(4), R649-58.

73. Kinnamon JC, Taylor BG, Delay RJ, Roper SD. Ultrastructure of mouse taste buds. Taste cells and their associated synapses. J Comp Neurol. 1985. 235,48-60.

74. Kinnamon SC, Dionne VE, Beam KG. Apical localization of K+ channels in taste cells provides the basis for sour taste transduction. Proc Natl Acad Sci USA. 1988. 85,7023-7027. 80

75. Kolesnikov SS, Margolskee RF. A cyclic-nucleotide-suppressible conductance activated by transducin in taste cells. Nature. 1995. 376, 85-88.

76. Kolesnikov SS, Margolskee RF. Extracellular K activates a K* and i f permeable conductance ion frog taste receptor cells. IIJ Physiol. 1998. 507, 415432.

77. Kossel AH, McPheeters M, Lin W, Kinnamon SC. Development of membrane properties in taste cells of fungiform papillae: functional evidence for early presence of amiloride-sensitive sodium channels. II JNeurosci. 1997. 17,9634-9641.

78. Kretz 0, Barbry P, Bock R, Lindemann B. Differential expression of RNA and protein of the three pore-forming subunits of the amiloride-sensitive epithelial sodium channel intaste buds of the rat. J Histochem Cytochem. 1999.47,51-64.

79. Kumazawa T, Brand JG, Teeter JH. Amino acid-activated channels in the catfish taste system. Biophys J. 1998. 75,2757-2766.

80. Kusakabe Y, Yamaguchi E, Tanemura K, Kameyama K, Chiba N, Arai S, Emori Y, Abe K. Identification of two alpha-subunit species of GTP-binding proteins. Gal5 and Gaq, expressed in rat taste buds. Biochim Biophys Ada. 1998.1403,265-272.

81. Lazarowski ER, Boucher RC, Harden TK. Constitutive release of ATP and evidence for major contribution of ecto-nucleotide pyrophosphatase and nucleoside diphosphokinase to extracellular nucleotide concentrations. II JBiol Chem. 2000. 275, 31061-31068.

82. Lazarowski ER, Boucher RC, Harden TK. Interplay of constitutively released nucleotides, nucleotide metabolism and activity of P2Y receptors. DrugDev Res. 2001. 53, 66-71.

83. Lazarowski ER, Boucher RC, Harden TK. Mechanisms of Release of Nucleotides and Integration of Their Action as P2X- and P2Y-Receptor Activating Molecules. II Mol Pharmacol. 2003. 64, 785-795.

84. Leybaert L, Braet K, Vandamme W, Cabooter L, Martin PE, Evans WH. Connexin channels, connexin mimetic peptides and ATP release. Cell CommunAdhes. 2003.10,251-257. 101. Li JH-Y, Lindemann B. Multi-photon imaging of extracellular tracers in taste disk and fungiform papilla of the frog. Cell Tiss Res. 2003. 313,11-27. 102. Li X-J, Blackshaw S, Snyder SH. Expression and localization of amiloride-sensitive sodium channel indicate a role for non-taste cells in taste i USA. 1994. 91,1814-1818. 81

85. Lindemann B, Barbry P, Kretz 0, Bock R. Occurrence of ENaC subunit mRNA and immunocytochemistry of the channel subunits in taste buds of the х2Х\2\Ы2фЬ. II Ann NYAcad Sci. 1998.855,116-127.

86. Lindemann B. Receptors and transduction in taste.// Nature. 2001. 413, 219-225.

87. Lindemann B. Taste reception. //Physiol Rev. 1996. 76,718-766. 110. Liu D, Liman ER. Intracellular Ca and the phospholipids PIP2 regulate the taste transduction ion channel TRPM

88. Proc Natl Acad Sci USA. 2003. 100,15160-15165.

89. Locovei S, Bao L, Dahl G. Pannexin 1 in erythrocytes: function without a gap. Proc Natl Acad Sci USA. 2006. 103,7655-7659.

90. Medler KF, Margolslee RF, Kinnamon SC. Electrophysiological characterization of voltage-gated currents in defined taste cell types in mice. JNeurosci. 2003. 23,2608-2617.

92. Basolateral amiloride-sensitive Na+ transport pathway in rat tongue epithelium. IIJ Neurophysiol. 1996. 76, 1297-1309.

93. Misaka T, Kusakabe Y, Emori Y, Gonoi T, Arai S, Abe K. Taste buds have a cyclic nucleotide-activated channel, CNGgust. J Biol Chem. 1997. 272, 22623-22629. 82

94. Miyamoto T, Miyazaki T, Fujiyama R, Okada Y, Sato T. Differential transduction mechanisms underlying NaCl- and KCl-induced responses in mouse taste cells. Chem Senses. 2001.26,67-77.

95. Miyamoto T, Miyazaki T, Okada Y, Sato T. Whole-cell recording from non-dissociated taste cells in mouse taste bud. IIJ Neurosci Methods. 1996a. 64,245-252.

96. Montmayeur JP, Liberles SD, Matsunami H, Buck LB. A candidate taste receptor gene near a sweet taste locus. Nat Neurosci. 2001 4,492-498.

97. Murray RG, Murray A, Fujimoto A. Fine structure of gustatory cells in rabbit taste buds. IIJ Ultrastruct Res. 1969. 27,444-461.

98. Murray RG, Murray A. The anatomy and ultrastructure of taste endings. In Taste and Smell in Vertebrates, ed. GEW Wolstenholme, J Knight. 1970. pp. 3-

100. Nagai T, Kim DJ, Delay RJ, Roper SD. Neuromodulation of transduction and signal processing in the end organs of taste. Chem Senses. 1996. 21, 353-365.

101. Nelson G, Chandrashekar J, Hoon MA, Feng L, Zhao G, Ryba NJ, Zuker CS. An amino-acid taste receptor. Nature. 2002.416(6877), 199-202.

102. Nelson G, Hoon MA, Chandrashekar J, Zhang Y, Ryba NJ, Zuker CS. Mammalian sweet taste receptors. Cell. 2001.106,381-390.

103. Nelson GM, Finger ТЕ. Immunolocalization of different forms of neural cell adhesion molecule (NCAM) in rat taste buds. llJComp Neurol. 1993. 336, 507-516.

104. Noguchi T, Ikeda Y, Miyajima M, Yoshii K. Voltage-gated channels involved in taste responses and characterizing taste bud cells in mouse soft palates. Brain Res. 2003. 982,241-259.

105. Nolte C, Martini R. Immunocytochemical localization of the LI and NCAM cell adhesion molecules and their shared carbohydrate epitope L2/HNK1 in the developing and differentiated gustatory papillae of the mouse tongue. JNeurocytol. 1992.21,19-33. 131.0gura T. Acetylcholine increases intracellular Ca" in taste cells via activation of muscarinic receptors. IIJ Neurophysiol. 2002. 87,2643-2649.

106. Okada Y, Fujiyama R, Miyamoto T, Sato T. Inositol 1,4,5-trisphosphate activates non-selective cation conductance via intracellular Ca2+ increase in isohted frog tastQCQWs. I I EurJ Neurosci. 1998.10,1376-1382.

107. Ostrom RS, Gregorian C, Insel PA. Cellular release of and response to ATP as key determinants of the set-point of signal transduction pathways. J Biol Chem. 2000.275,11735-11739. 83

108. Pearson JD, Gordon JL. Vascular endothelial and smooth muscle cells in culture selectively release adenine nucleotides. Nature. 1979.281,384-386.

109. Perez CA, Huang L, Rong M, Kozak JA, Preuss AK, Zhang H, Max M, Margolskee RP. A transient receptor potential channel expressed in taste receptor cells. //Nat Neurosci. 2002. 5(11), 1169-76.

110. Picher M, Boucher RC. Human airway ecto-adenylate kinase. A mechanism to propagate ATP signaling on airway surfaces. J Biol Chem, 2003.278,11256-11264.

111. Prawitt D, Monteilh-ZoUer MK, Brixel L, Spangenberg C, Zabel B, Fleig A, Penner R. TRPM5 is a transient Ca2+-activated cation channel responding to rapid changes in [Cai. Proc Natl Acad Sci USA. 2003. 100, 1516615171.

112. Romanov RA, Kolesnikov SS. Electrophysiologicaly identified subpopulations of taste bud cells. //Neurosci Lett. 2006. 395 (3), 249-54.

113. Romanov RA, Rogachevskaja OA, Bystrova MF, Jiang P, Margolskee RF, Kolesnikov SS. Afferent neurotransmission mediated by hemichannels in mammalian taste cells. EMBOJ. IQQl. 26(3), 657-67.

114. Roper SD, McBride DWJ. Distribution of ion channels on taste cells and its relationship to chemosensory transduction. IIJ Membr Biol. 1989. 109, 2939.

115. Roper SD. Cell communication in taste buds. Cell Mol Life Sci. 2006. 63,1494-1500.

116. Rossler P, Boekhoff I, Tareilus E, Beck S, Breer H, Freitag J. G protein betagamma complexes in circumvallate taste cells involved in bitter transduction. Chem Senses. 2000. 25,413-421.

117. Ruiz-Avila L, McLaughlin SK, Wildman D, McKinnon PJ, Robichon A, Spickofsky N, Margolskee RF. Coupling of bitter receptor to phosphodiesterase through transducin in taste receptor cells. Nature. 1995. 376 (6535). 80-5.

118. Ruiz-Avila L, Wong GT, Damak S, Margolskee RF. Dominant loss of responsiveness to sweet and bitter compounds caused by a single mutation in a-gustducin. II Proc Natl Acad Sci USA. 2001. 98, 8868-8873.

119. Sabirov RZ, Dutta AK, Okada Y. Volume-dependent ATPconductive large-conductance anion channel as a pathway for swelling-induced ATP release. IIJGen Physiol 2001.118,251-266.

120. Schwiebert EM, Zsembery A. Extracellular ATP as a signaling molecule for epithelial cells. Biochim Biophys Acta. 2003.1615,7-32.

121. Schwiebert LM, Rice WC, Kudlow В A, Taylor AL, Schwiebert EM. Extracellular ATP signaling and P2X nucleotide receptors in monolayers of 84

122. Shen T, Kaya N, Zhao FL, Lu SG, Cao Y, Hemess S. Co-expression patterns of the neuropeptides vasoactive intestinal peptide and cholecystokinin with the transduction molecules alpha-gustducin and T1R2 in rat taste receptor CQWSJ/Neuroscience. 2005.130(1), 229-38.

123. Simon SA, Holland VF, Benos DJ, Zampighi GA. Transcellular and paracellular pathways in lingual epithelia and their influence in taste transduction. IIMicroscRes Tech. 1993. 26,196-208.

124. Smith CUM. Biology of sensory systems John Wiley Songs, Ltd. Chichester, 2000,445 p.

125. Sorensen CE, Novak I. Visualization of ATP release in pancreatic acini in response to cholinergic stimulus. Use of fluorescent probes and confocal microscopy. IIJBiol Chem. 2001. 276,32925-32932.

126. Stevens DR, Seifert R, Bufe B, Muller F, Kremmer E, Gauss R, Meyerhof W, Kaupp UB, Lindemann B. Hyperpolarization-activated channels HCNl and HCN4 mediate responses to sour stimuli. II Nature. 2001.413, 631-635.

127. Stewart RE, Lyall V, Feldman GM, Heck GL, DeSimone JA. Acidinduced responses in hamster chorda tympani and intracellular pH tracking by taste receptor cells. II Am J Physiol. 1998. 275, C227-C238.

128. Stone LM, Tan S-S, Tam PPL, Finger ТЕ. Analysis of Cell Lineage Relationships in Taste Buds. IIJNeuroscL 2002.22(11), 4522-4529.

129. Stout CE, Costantin JL, Naus CC, Charles AC. Intercellular calcium signaling in astrocytes via ATP release through connexin hemichannels. J Biol Chem. 2002. 277, 10482-10488. 157. Sun X-D, Hemess MS. Characterization of inwardly rectifying potassium currents from dissociated rat taste receptor cells. Am J Physiol. 1996. 271, C1221-C1232.

130. Toyono T, Seta Y, Kataoka S, Harada H, Morotomi T, Kawano S, Shigemoto R, Toyoshima K. Expression of the metabotropic glutamate receptor, mGluR4a, in the taste hairs of taste buds in rat gustatory papillae. IIArch Histol Cytol. 2002. 65,91-96.

131. Tsunenari T, Kurahashi T, Kaneko A. Activation by bitter substances of a cationic channel in membrane patches excised from the bull frog taste receptor cell. IIJPhysiol. 1999. 519,39704.

132. Ugawa S, Minami Y, Guo W, Saishin Y, Takatsuji K, Yamamoto T, Tohyama M, Shimada S. Receptor that leaves a sour taste in the mouth. Nature. 1998. 395, 555-556.

133. Ugawa S, Yamamoto T, Ueda T, Ishida Y, Inagaki A, Nishigaki M, Shimada S. Amiloride-insensitive currents of the acid-sensing ion channel-2a ASIC2a)/ASIC2b heteromeric sour-taste receptor channel. II JNeurosci. 2003. 23(9), 3616-3622. 85

134. Wakisaka S, Miyawaki Y, Youn SH, Kato J, Kurisu K. Protein gene product 9.5 in developing mouse circumvallate papilla: comparison with neuron-specific enolase and calcitonin gene-related peptide. Anat Embryol. 1996.194,365-372.

135. Waldmann R, Lazdunski M. H+-gated cation channels: neuronal acid sensors in the NaC/DEG family of ion channels. Curr Opin Neurobiol 1998. 8,418-424.

136. Welsh MJ, Proce MP, Xie J. Biochemical basis of touch perception: mechanosensory function of degenerin/epithelial Na+ channels. II JBiol Chem. 2002. 277,2369-2372.

137. Wong GT, Gannon KS, Margolskee RF Transduction of bitter and sweet taste by gustducin. Nature. 1996. 381,796-800.

138. Yamamoto T, Nagei T, Shimura T, Yasoshimi Y. Roles of chemical mediators in the taste system. llJpn J Pharmacol. 1998. 76,325-348.

139. Yang R, Crowley HH, Rock ME, Kinnamon JC. Taste bud cells with synapses express SNAP-25-like immunoreactivity. J Comp NeuroX. 2000a. 424,205-215.

140. Yegutkin GG, Henttinen T, Jalkanen S. Extracellular ATP formation on vascular endothelial cells is mediated by ecto-nucleotide kinase activities via phosphotransfer reactions. FASEB. 2001.15,251-260.

141. Yegutkin GG, Henttinen T, Samburski SS, Spychala J, Jalkanen S. The evidence for two opposite, ATP-generating and ATP-consuming, extracellular pathways on endothelial and lymphoid cells. Biochem J. 2002.367,121-128.

142. Yellen G. The voltage-gated potassium channels and their relatives. 2002.419, 35-42. 86

144. Zhang Y, Hoon MA, Chandrashekar J, Mueller KL, Cook B, Wu D, Zuker CS, Ryba NJP. Coding of sweet, bitter, and umami tastes. Different receptor cells sharing similar signaling pathways. Cell. 2003.112,293-301.

145. Zimmermann H. Extracellular metabolism of ATP and other nucleotides. Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol. 2000. 362, 299-309. 87