Пептидные производные 5-О-микаминозилтилонолида как инструменты для изучения рибосомного туннеля: дизайн, синтез, биологические свойства тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Шишкина, Анна Владимировна

• Шишкина, Анна Владимировна
• кандидат химических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат химических наук Шишкина, Анна Владимировна

Список сокращений.

Введение.

Глава 1. Растущий пептид в рибосомном туннеле (Обзор литературы).

1.1. Строение и функционирование рибосомы.

1.1.1. Морфология бактериальной рибосомы.

1.1.2. Функционирование рибосомы.

1.2. Рибосомный туннель.

Сайт связывания макролидных антибиотиков.

1.3. Взаимодействия растущих пептидов со стенками рибосомного туннеля.

1.3.1. Экспрессия генов cat и clmA.

1.3.2. Регуляция экспрессии гена secA.

1.3.3. Регуляция трансляции белка YbeL.

1.3.4. Триптофаназный оперон. Механизм регуляции экспрессии.

Глава 2. Обсуждение результатов.

2.1. Дизайн пептидных производных ОМТ как инструментов для изучения функционирования РТ.

2.2. Получение антибиотика 5-О-микаминозилтилонолида.

2.3. Разработка метода синтеза аминокислотных и пептидных производных ОМТ по положению С23.

2.4. Синтез N-защищенных пептидов, содержащих остатки фенилаланина и триптофана.

2.5. Синтез фенилаланин- и триптофан-содержащих пептидных производных ОМТ по положению С23.

2.6. Изучение биологической активности пептидных производных ОМТ по положению

2.6.1. Изучение связывания ОМТ и его производных с рибосомой.

2.6.2. Исследование ингибирующей активности производных ОМТ в системе транскрипции-трансляции зеленого флуоресцентного белка GFP.

2.6.3. Исследование ингибирующей активности производных ОМТ в системе трансляции мРНК люциферазы светлячков.

2.6.4. Изучение антибиотической активности триптофан-содержащих производных ОМТ.

Глава 3. Экспериментальная часть.

3.1. Исходные вещества и очистка растворителей.

3.1.1. Исходные вещества.

3.1.2. Абсолютирование растворителей.

3.2. Вспомогательные методы.

3.2.1. Хроматография в тонком слое.

3.2.2. Препаративная тонкослойная хроматография.

3.2.3. Колоночная хроматография.

3.2.4. Высокоэффективная жидкостная хроматография.

3.2.5. Гидролиз пептидов и аминокислотный анализ.

3.2.6. Масс-спектрометрия.

3.2.7. ЯМР-спектроскопия.

3.3. Методики получения веществ.

3.4. Методики биологических испытаний.

3.4.1. Буферы и растворы.

3.4.2. Выделение рибосом Е. coli.

3.4.3. Химический пробинг.

3.4.4. Конкурентное вытеснение радиоактивно меченого [14С]-эритромицина.

3.4.5. Система транскрипции-трансляции зеленого флуоресцентного белка GFP.

3.4.6. Система трансляции мРНК люциферазы светлячков.

Выводы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Пептидные производные 5-О-микаминозилтилонолида как инструменты для изучения рибосомного туннеля: дизайн, синтез, биологические свойства»

Рибосомы представляют собой молекулярные машины, которые синтезируют все белки живой клетки, транслируя хранящуюся в геноме генетическую информацию. В ходе процесса трансляции синтезируемая на рибосоме полипептидная цепь белковой молекулы перемещается по рибосомному туннелю (РТ) от места образования очередной пептидной связи (пептидилтрансферазного центра, ПТЦ) к месту выхода из рибосомы, где начинается процесс "фолдинга" белка. РТ изучается уже почти десять лет с применением разнообразных физических, химических и молекулярно-биологических методов. В частности, установлено, что его стенки "выложены" преимущественно нуклеотидными остатками рРНК. В ходе синтеза белка в РТ находится сегмент полипептида длиной 25-30 аминокислотных остатков [1,2]. Известно несколько особых случаев, когда взаимодействие определенного аминокислотного остатка вновь синтезируемого пептида со специфическим участком РТ приводит к остановке белкового синтеза. Это явление лежит в основе регуляции экспрессии ряда генов на уровне трансляции [3]. В то же время, такие ключевые вопросы, как конформация полипептидной цепи в РТ, механизмы ее перемещения по туннелю и взаимодействия с рРНК остаются без ответа. Недавно в нашей лаборатории было предложено попытаться дать ответ на эти вопросы с помощью пептидных производных макролидных антибиотиков [4].

Действительно, одна из особенностей РТ состоит в том, что вблизи ПТЦ в нем расположен сайт специфического связывания антибиотиков-макролидов. Макролиды представляют собой семейство природных и полусинтетических антибиотиков, которые содержат характерное макроциклическое лактонное кольцо, замещенное одним или более углеводными остатками. К этому семейству относятся антибиотики тилозинового ряда, содержащие 16-членный лактонный цикл - тилонолид. Макролиды широко применяются на практике для лечения заболеваний, вызываемых грамм-положительными бактериями. Фармакологическое действие макролидов основывается на их связывании с рибосомой и блокировании перемещения полипептидной цепи белка в рибосомном туннеле. Поэтому макролидные антибиотики интересны как удобные инструменты для исследования функционирования рибосомного туннеля. С другой стороны, изучение комплексов рибосомных субъединиц с макролидами (а также с многочисленными антибиотиками других классов) важно для понимания молекулярных механизмов антибиотической активности, для выяснения причин устойчивости микроорганизмов к антибиотикам и для рационального конструирования на основе этих знаний новых антибактериальных средств.

Целью настоящей работы является дизайн, синтез и изучение биологической активности пептидных производных антибиотика-макролида тилозинового ряда 5-О-микаминозилтилонолида (ОМТ) с целью получения нового потенциального инструмента для исследования рибосомного туннеля.

Литературный обзор посвящен изучению поведения растущего пептида в РТ и его взаимодействий со стенками туннеля.

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Шишкина, Анна Владимировна

Выводы

1. С помощью компьютерного моделирования на основе пептидных производных 5-О-микаминозилтилонолида осуществлен дизайн потенциальных зондов, которые могут быть использованы как инструменты для изучения регуляторного района рибосомного туннеля.

2. Разработан метод синтеза аминокислотных и пептидных производных по положению С23 5-О-микаминозилтилонолида.

3. Осуществлен синтез серии новых конъюгатов 5-О-микаминозилтилонолида по положению С23 с пептидами, в том числе содержащими остатки фенилаланина и триптофана.

4. Полученные фенилаланин- и триптофан-содержащие производные 5-О-микаминозилтилонолида специфически связываются с рибосомным туннелем в макролидном сайте и, таким образом, могут быть использованы как инструменты для исследования функционирования рибосомного туннеля.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Шишкина, Анна Владимировна, 2009 год

1. Nissen P., Hansen J., Ban N., Moore P.B., Steitz T.A. The structural basis of ribosome activity in peptide bond synthesis. Science (2000) 289, 920-930.

2. Богданов A.A. О некоторых структурных аспектах пептидилтрансферазной реакции. Мол. Биол. (2003) 37, 511-515.

3. Tenson Т., Ehrenberg М. Regulatory nascent peptides in the ribosomal tunnel. Cell (2002) 108, 591-594.

4. Сумбатян H.B., Коршунова Г.А., Богданов A.A. Пептидные производные ингибиторов синтеза белка антибиотиков тилозина и десмикозина. Биохимия (2003) 68, 1436-1438.

5. Lake J.A. Ribosome structure determined by electron microscopy of Escherichia coli small subunits, large subunits and monomeric ribosomes. J. Mol. Biol. (1976) 105, 131-159.

6. Stoffler G., Stoffler-Meilicke, M. Immunoelectron microscopy of ribosomes. Annu. Rev. Biophys. Bioeng. (1984) 13, 303-330.

7. Frank J. Image analysis of single macromolecules. Electron. Microsc. Rev. (1989) 2, 53-74.

8. Stark H., Mueller F., Orlova E.V., Schatz M., Dube P., Erdemir Т., Zemlin F., Brimacombe R., van Heel M. The 70S Escherichia coli ribosome at 23 A resolution: fitting the ribosomal RNA. Structure (1995) 3, 815-821.

9. Bernstein F.C., Koetzle T.F., Williams G.J., Meyer E.F.J., Brice M.D., Rodgers J.R., Kennard O., Shimanouchi Т., Tasumi M. The Protein Data Bank: a computerbased archival file for macromolecular structures. J. Mol. Biol. (1977) 112, 535-542.

10. Trakhanov S., Yusupov M., Shirokov V., Garber M., Mitschler A., Ruff M., Thierry J.C., Moras D. Preliminary X-ray investigation of 70 S ribosome crystals from Thermus thermophilic. J. Mol. Biol (1989) 209, 327-328.

11. Yusupov M., Garber M.B., Vasiliev V.D., Spirin A.S. Thermus thermophilics ribosomes for crystallographic studies. Biochimie (1991) 73, 887-897.

12. Ban N., Nissen P., Hansen J., Moore P.B., Steitz T.A. The complete atomic structure of the large ribosomal subunit at 2.4 A resolution. Science (2000) 289, 905-920.

13. Schluenzen F., Tocilj A., Zarivach R., Harms J., Gluehmann M., Janell D., Bashan A., Bartels H., Agmon I., Franceschi F., Yonath A. Structure of functionally activated small ribosomal subunit at 3.3 angstroms resolution. Cell (2000) 102, 615-623.

14. Yusupov M.M., Yusupova G.Z., Baucom A., Lieberman K., Earnest T.N., Cate J.H., Noller H.F. Crystal structure of the ribosome at 5.5 A resolution. Science (2001)292, 883-896.

15. Shatsky I., Evstafieva A.G., Bystrova T.F., Bogdanov A.A., Vasiliev V.D. Topography of RNA in the ribosome: location of the З'-end of 5S RNA on the central protuberance of the 50S subunit. FEBS Lett. (1980) 121, 97-100.

16. Bernabeu C., Lake J.A. Nascent polypeptide chains emerge from the exit domain of the large ribosomal subunit: immune mapping of the nascent chain. Proc. Natl. Acad. Sci. USA (1982) 79, 3111-3115.

17. Bernabeu C., Tobin E.M., Fowler A., Zabin I., Lake J.A. Nascent polypeptide chains exit the ribosome in the same relative position in both eucaryotes and procaryotes. J. Cell. Biol. (1983) 96, 1471-1474.

18. Milligan R.A., Unwin P.N. Location of exit channel for nascent protein in 80S ribosome. Nature (1986) 319, 693-695.

19. Yonath A., Leonard K.R., Wittmann H.G. A tunnel in the large ribosomal subunit revealed by three-dimensional image reconstruction. Science (1987) 236, 813816.

20. Stark H., Orlova E.V., Rinke-Appel J., Junke N., Mueller F., Rodnina M., Wintermeyer W., Brimacombe R., van Heel M. Arrangement of tRNAs in pre- and posttranslocational ribosomes revealed by electron cryomicroscopy. Cell1997) 88, 19-28.

21. Stark H., Rodnina M.V., Rinke-Appel J., Brimacombe R., Wintermeyer W., Van-Heel M. Visualization of elongation factor Tu on the Escherichia coli ribosome. Nature (1997) 389, 403-406.

22. Agrawal R.K., Penczek P., Grassucci R.A., Li Y.H., Leith A., Nierhaus K.H., Frank J. Direct visualization of A-, P-, and E-site transfer RNAs in the Escherichia coli ribosome. Science (1996) 271, 1000-1002.

23. Agrawal R.K., Penczek P., Grassucci R.A., Frank J. Visualization of elongation factor G on the Escherichia coli 70S ribosome: the mechanism of translocation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA (1998) 95, 6134-6138.

24. Schmeing T.M., Ramakrishnan V. What recent ribosome structures have revealed about the mechanism of translation. Nature (2009) 461, 1234-1242.

25. Samaha R.R., Green R., Noller H.F. A base pair between tRNA and 23S rRNA in the peptidyl transferase centre of the ribosome. Nature (1995) 377, 309-314.

26. Green R., Switzer C., Noller H.F. Ribosome-catalyzed peptide-bond formation with an A-site substrate covalently linked to 23 S ribosomal RNA. Science1998) 280,286-289.

27. Hansen J.L., Schmeing T.M., Moore, P.B., Steitz, A.T. Structural insight into peptide bond formation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA (2002) 99, 11670-11675.

28. Green R., Noller H.F. Ribosomes and translation. Annu. Rev. Biochem. (1997) 66, 679-716.

29. Moore P.B.; Steitz T.A. The structural basis of large ribosomal subunit function. Annu. Rev. Biochem. (2003) 72, 813-850.

30. Valle M., Zavialov A., Sengupta J., Rawat U., Ehrenberg M., Frank J. Locking and unlocking of ribosomal motions. Cell (2003) 114, 123-134.

31. Ogle J.M., Brodersen D.E., Clemons W.M., Tany M.J., Carter A.P., Ramakrishnan V. Recognition of cognate transferRNA by the 3OS ribosomal subunit. Science (2001) 292, 897-902.

32. Ogle J.M., Murphy F.V., Tarry M.J., Ramakrishnan V. Selection of tRNA by the ribosome requires a transition from an open to a closed form. Cell (2002) 111, 721732.

33. Sievers A., Beringer M., Rodnina M. V., Wolfenden R. The ribosome as an entropy trap. Proc. Natl. Acad. Sci. USA (2004) 101, 7897-7901.

34. Schmeing T.M., Huang K. S., Strobel S. A., Steitz, T. A. An induced-fit mechanism to promote peptide bond formation and exclude hydrolysis of peptidyl-tRNA. Nature (2005) 438, 520-524.

35. Jenni S., Ban N. The chemistry of protein synthesis and voyage through the ribosomal tunnel. Cur. Opin. Struct. Biol. (2003) 13, 212-219.

36. Polacek N., Gaynor M., Yassin A., Mankin A. S. Ribosomal peptidyl transferase can withstand mutations at the putative catalytic nucleotide. Nature (2001) 411, 498-501.

37. Maguire B.A., Beniaminov A. D., Ramu H., Mankin A. S.} Zimmermann R. A. A protein component at the heart of an RNA machine: the importance of protein L27 for the function of the bacterial ribosome. Mol. Cell (2005) 20, 427-435.

38. Moore V.G., Atchison R. E., Thomas G., Moran M., Noller H. F. Identification of a ribosomal protein essential for peptidyl transferase activity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA (1975) 72, 844-848.

39. Trobro S., Aqvist J. Role of ribosomal protein L27 in peptidyl transfer. Biochemistry (2008) 47, 4898-4906.

40. Voorhees R.M., Weixlbaumer A., Loakes D., Kelley A. C., Ramakrishnan, V. Insights into substrate stabilization from snapshots of the peptidyl transferase center of the intact 70S ribosome. Nat. Struct. Mol. Biol. (2009) 16, 528-533.

41. Moore P.B. The ribosome at atomic resolution. Biochemistry (2001) 40 32433250.

42. Voss N.R., Gerstein M., Steitz T.A., Moore P.B. The geometry of the ribosomal polypeptide exit tunnel. J. Mol. Biol. (2006) 360, 893-906.

43. Frank J., Zhu J., Penczek P., Li Y., Srivastava S., Verschoor A., Radermacher M., Grassucci R., Lata R.K., Agrawal R.K. A model of protein synthesis based on cryo-electron microscopy of the E. coli ribosome. Nature (1995) 376, 441-444.

44. Pool M.R., Stumm J., Fulga T.A., Sinning I., Dobberstein B. Distinct modes of signal recognition particle interaction with the ribosome. Science (2002) 297, 13451348.

45. Keenan R.J., Freymann D.M., Stroud R.M., Walter P. The signal recognition particle. Annu. Rev. Biochem. (2001) 70, 755-775.

46. Gong F., Yanofsky C. Instruction of translating ribosome by nascent peptide. Science (2002)297, 1864-1867.

47. Frank J., Agrawal R.K. A ratchet-like inter-subunit reorganization of the ribosome during translocation. Nature (2000) 406, 318-322.

48. Gabasvili I.S., Gregory S.T., Valle M., Grassucci R., Worbs M., Wahl M.C., Dahlberg A.E., Frank J. The polypeptide tunnel system in the ribosome and its gating in erythromycin resistance mutants of L4 and L22. Mol. Cell (2001) 8, 181-188.

49. Hansen J.L., Ban N., Nissen P., Moore P.B., Steitz T.A. The structures of four macrolide antibiotics bound to the large ribosomal subunit. Mol. Cell (2002) 10, 117-126.

50. Auerbach Т., Bashan A., Yonath A. Ribosomal antibiotics: structural basis for resistance, synergism and selectivity. Trends Biotech. (2004) 22, 570-576.

51. Streitz Т. On the structural basis of peptide-bond formation and antibiotic resistance from atomic structures of the large ribosomal subunit. FEBS Lett. (2005) 579, 955-958.

52. Poulsen S.M., Kofoed C., Veater B. Inhibition of the ribosomal peptidyl transferase reaction by the mycarose moiety of the antibiotics carbomycin, spiramycin and tylosin. J. Mol. Biol. (2000) 304, 471-481.

53. Mankin A. Macrolide myths. Cur. Opin. Microbiol. (2008) 11, 414-421.

54. Nakatogawa H., Ito K. The ribosomal exit tunnel functions as a discriminating gate. Cell (2002) 108, 629-636.

55. Vazquez-Laslop N., Thum C., Mankin, A.S. Molecular mechanism of drug-dependent ribosome stalling. Mol. Cell (2008) 30, 190-202.

56. Ramu H., Mankin A., Vazquez-Laslop N. Programmed drug-dependent ribosome stalling. Mol. Microbiol. (2009) 71, 811-824.

57. Lovett P.S. Nascent peptide regulation of translation. J. Bacteriol. (1994) 176, 6415-6417.

58. Lovett P.S., Rogers E.J. Ribosome regulation by the nascent peptide. Microbiol. Rev. (1996) 60, 366-385.

59. Gu Z., Harrod R., Rogers E.J., Lovett P.S. Anti-peptidyltransferase leader peptides of attenuation-regulated chloramphenicol-resistance genes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA (1994) 91, 5612-5616.

60. Rogers E.J., Lovett P.S. The cis-effect of a nascent peptide on its translating ribosome: influence of the cat-86 leader peptide on translation termination at leader codon 6. Mol. Microbiol. (1994) 12, 181-186.

61. Nakatogawa H., Ito К. Intraribosomal regulation of expression and fate of proteins. ChemBioChem (2004) 5, 48-51.

62. Muto H., Nakatogawa H., Ito K. Genetically encoded but nonpolypeptide prolyl-tRNA functions in the A site for SecM-mediated ribosomal stall. Mol. Cell (2006) 22, 545-552.

63. Woolhead C.A., Johnson A.E., Bernstein H.D. Translation arrest requires two-way communication between a nascent polypeptide and the ribosome. Mol. Cell (2006) 22, 587-598.

64. Suhonara Т., Abo Т., Inada Т., Aiba H. The C-terminal amino acid sequence of nascent peptide is a major determinant of SsrA tagging at all three stop codons. RNA (2002) 8, 1416-1427.

65. Roche E.D., Sauer R.T. Identification of endogenous SsrA-tagged proteins reveals tagging at positions corresponding to stop codons. J. Biol. Chem. (2001) 276, 28509-28515.

66. Wang D., Ding X., Rather P.N. Indole can act as an extracellular signal in Escherichia coli. J. Bacteriol. (2001) 183, 4210-4216.

67. Ren D., Bedzyk L.A., Ye R.W., Thomas S.M., Wood Т.К. Stationary-phase quorum-sensing signals affect autoinducer-2 and gene expression in Escherichia coli. Appl. Environ. Microbiol. (2004) 70, 2038-2043.

68. Hirakawa H., Inazumi Y., Masaki Т., Hirata Т., Yamaguchi A. Indole induces the expression of multidrug exporter genes in Escherichia coli. Mol. Microbiol. (2005) 55, 1113-1126.

69. Kazarinoff M.N., Snell E.E. Essential arginine residues in triptophanase from Escherichia coli. J. Biol. Chem. (1977) 252, 7598-7602.

70. Gollnick P., Yanofsky C. tRNATrp translation of leader peptide codon 12 and other factors that regulate expression of the tryptophanase operon. J. Bacteriol. (1990) 172,3100-3107.

71. Gong F., Yanofsky C. Reproducing tna operon regulation in vitro in an S-30 system. Tryptophan induction inhibits cleavage of TnaC peptidyl-tRNA. J. Biol. Chem. (2001)276, 1974-1983.

72. Yanofsky C. RNA-based regulation of genes of tryptophan synthesis and degradation, in bacteria. RNA (2007) 13, 1141-1154.

73. Gong F., Ito K., Nakamura Y., Yanofsky C. The mechanism of tryptophan induction of tryptophanase operon expression: tryptophan inhibits release factor-mediated cleavage of TnaC-peptidyl-tRNA(Pro). Proc. Natl. Acad. Sci. USA (2001) 98, 8997-9001.

74. Gong M., Cruz-Vera L.R., Yanofsky, C. RRF and RF3 action promotes TnaC-peptidyl-tRNA dropoff and relieves ribosome stalling during tryptophan induction of tna operon expression in Escherichia coli. J. Bacteriol. (2007) 189, 3147-3155.

75. Cruz-Vera L.R., Rajagopal S., Squires C., Yanofsky C. Features of ribosome-peptidyl-tRNA interactions essential for tryptophan induction of tna operon expression. Mol. Cell (2005) 19, 333-343.

76. Cruz-Vera L.R., New A., Squires C., Yanofsky, C. Ribosomal features essential for tna operon induction: tryptophan binding at the peptidyl transferase center. J. Bacteriol. (2007) 189, 3140-3146.

77. Mankin A.S. Nascent peptide in the l3irth canal' of the ribosome. Trends Biochem. Sci. (2006)31, 11-13.

78. Gong M., Gong F., Yanofsky, C. Overexpression of tnaC of Escherichia coli inhibits growth by depleting tRNA2Pro availability. J. Bacteriol. (2006) 188, 1892-1898.

79. Omura S. Macrolide antibiotics: chemistry, biology and practice. Academic Press: Orlando, FL (2002).

80. Karahalios P., Kalpaxis D.L., Fu H., Katz L., Wilson D.N., Dinos G.P. On the mechanism of action of 9-O-arylalkyloxime derivatives of 5-O-mycaminosyltylonolide, a new class of 16-membered macrolide antibiotics. Mol. Pharmacol (2006) 70, 1271-1280.

81. Gaynor M., Mankin A.S. Macrolide antibiotics: binding site, mechanism of action, resistance. Curr. Top. Med. Chem. (2003) 3, 949-961.

82. Yusupova G., Jenner L., Rees В., Moras D., Yusupov M. Structural basis for messenger RNA movement on the ribosome. Nature (2006) 444, 391-394.

83. Brodersen J.E., Clemons W.M.Jr., Carter A.P., Morgan-Warren R.J., Wimberley B.T., Ramakrishnan V. The structural basis for the action of the antibiotics tertacyclin, pactpmycin and hygromycin В on 30S ribosomal subunit. Cell (2000) 103, 1143-1154.

84. Wilson D.N., Harms J., Nierhaus K.H., Schluenzen F., Fucini P. Species-specific antibiotic-ribosome interactions: implications for drug development. Biol Chem. (2005)386, 1239-1252.

85. Morin R., Gorman M. O-Mycaminosiltylonolide and process for the preparation thereof (1969). US Patent № 3459853.

86. Kirst H., Toth J. С-23-Modified derivatives of OMT (1984). GB Patent № 2123828.

87. Jian Т., Phanly Т., Busuyek M„ Hou Y., Or Y., Qiu Y., Vo N. 23-0-Substituted 5-O-mycaminosyltylonolide derivatives (2003). US Patent № 6753415B2.

88. Fujivvara Т., Watanabe H., Hirano Т., Sakakibara H. 23-0-Acyl-23-demycinosyldesmycosin derivatives (1983). GB Patent № 2116170 A.

89. Sheehan J.C., Hess G.P. A new method of forming peptide bonds. J. Am. Chem. Soc. (1955) 77, 1067-1068.

90. Wang S.S., Tam J.P., Wang B.S.H., Merrifield R.B. Enchancement of peptide-coupling reactions by 4-dimethylaminopyridine. Int. J. Protein Res. (1981) 18, 459-467.

91. Atherton E., Benoiton N.L., Brown E., Sheppard R.C.,Williams B.J. Racemization of activated, urethane-protected amino-acids by /?-dimethylaminopyridine. Significance in solid-phase peptide synthesis. J. Chem. Soc., Chem. Commun. (1981) 7, 336-337.

92. Xu S., Held I., Kempf В., Mayr H., Steglich W., Zipse H. The DMAP-catalized acetylation of alcohols a mechanistic study (DMAP = 4-(dimethylamino)pyridine). Chem. Eur. J. (2005) 11, 4751-4757.

93. Kirst H.A., Toth J.E. Method of preparing 23-monoesters of OMT and DMT (1984). US Patent № 4487923.

94. Wunsch E. Houben-Weyl on peptides and peptidomimetics. Thieme: Shtuttgart-New York (1974); Vol. 15/1.

95. Guttman S., Pless J., Boissonas R.A. Nouvelle synthese de la bradykinine. Helv. Chim. acta (1962) 45, 170-177

96. Anderson G.W., McGregor A.C. f-Butyloxycarbonylamino acids and their use in peptide synthesis. J. Am. Chem. Soc. (1957) 79, 6180-6183.

97. Konig W., Geiger R. Eine neue Methode zur Synthese von Peptiden: Aktivierung der Carboxylgruppe mit Dicyclohexylcarbodiimid unter Zusatz von 1-Hydroxy-benzotriazolen. Chem. Ber. (1970) 103, 788-798.

98. Carpino L.A., El-Faham A. Effect of tertiary bases on O-benzotriazolyluronium salt-induced peptide segment coupling. J. Org. Chem. (1994) 59, 695-698.

99. Brenner M., Huber W. Herstellung von a-Aminosaureestern durch Alkoholyse der Methyl ester. Helv. Chim. acta (1953) 36.

100. Castro В., Dormoy J.R., Evin G., Selve C. Reactifs de couplage peptidique I (l)-l'hexafluorophosphate de benzotriazolyl N-oxytrisdimethylamino phosphonium (B.O.P.). Tetrahedron Lett. (1975) 16, 1219-1222.

101. Stern S., Moazed D., Noller H.F. Structural analysis of RNA using chemical and enzymatic probing monitored by primer extension. Methods Enzymol. (1988) 164, 481-489.

102. Petropoulos A.D., Kouvela E.C., Dinos G.P., Kalpaxis D.L. Stepwise binding of tylosin and erythromycin to Escherichia coli ribosomes, characterized by kinetic and footprinting analysis. J. Biol. Chem. (2008) 283, 4756-4765.

103. ГордонА., Форд P. Спутник Хгтика. Физико-химические свойства, методики, библиография. Мир: Москва (1976).

104. Титце JL, Айхер Т. Препаративная органическая химия. Реакции и синтез в практикуме органической химии и научно-исследовательской лаборатории. Мир: Москва (1999).

105. Zubay G. In vitro synthesis of protein in microbial systems. Annu. Rev. Genet. (1973)7, 267-287.

106. Kolb V.A., Makeyev E.V., Spirin A.S. Co-translational folding of an eukaryotic multidomain protein in a prokaryotic translation system. J. Biol. Chem. (2000) 275, 16597-16601.

107. Svetlov M.S., Kommer A., Kolb V.A., Spirin, A.S. Effective cotranslational folding of firefly luciferase without chaperones of the Hsp70 family. Protein Science (2006) 15, 242-247.