Особенности устройства цитохромоксидазы ba3 из термофильной бактерии Thermus thermophilus тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат биологических наук Калинович, Анастасия Валерьевна

• Калинович, Анастасия Валерьевна
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Калинович, Анастасия Валерьевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. Общая характеристика цитохромоксидазы. Митохондриальная 8 цитохромоксидаза типа ааз.

1.1. Общий план строения

1.2. Механизм функционирования цитохромоксидазы

1.3. Взаимодействие с лигандами

1.3.1. Взаимодействие окисленной митохондриальной оксидазы с 17 лигандами

1.3.2. Взаимодействие восстановленной митохондриальной оксидазы с лигандами.

1.4. Классификация семейства гем-медных оксидаз

Глава 2. Цитохромоксидаза Ьаз из T. thermophilus.

2.1. Общие свойства и особенности структуры оксидазы bai

2.2. Особенности функционирования оксидазы Ъа3.

2.3. Особенности взаимодействия с лигандами оксидазы Ьаъ. 32 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

1. Материалы

1.1. Реактивы и растворы.

1.2. Препараты ферментов

2. Методы исследования

2.1. Получение препарата рекомбинантной ЦО Ьаъ из T. thermophilus

2.2. Создание мутантной ЦО bas из T. thermophilus

2.3. Получение протеолипосом

2.4. Оптические измерения

2.5. Калориметрические измерения

2.6. Измерение активности фермента

2.7. Измерение генерации потенциала цитохромоксидазой Ьаз на 42 протеолипосомах

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Глава 1. Общие характеристики цитохромоксидазы Ъа^ из T. thermophilus

Глава 2. Особенности взаимодействия цитохромоксидазы Ьаз с лигандами

2.1. Взаимодействие окисленного гема аз + цитохромоксидазы Ьаз с 50 лигандами

2.2. Взаимодействие восстановленного гема аз цитохромоксидазы Ъа$ с 53 цианидом.

2.2.1. Спектральные свойства комплексов восстановленной 54 цитохромоксидазы Ьаз с цианидом

2.2.2. Кинетика связывания цианида восстановленным гемом 58 цитохромоксидазы Ьа3.

2.2.3. Сродство восстановленного гема а32+ цитохромоксидазы Аа3 к 60 цианиду.

2.3. Два типа комплекса восстановленной цитохромоксидазы Ьаз с окисью 76 углерода

Глава 3. Гемосопряженные ионизируемые группы цитохромоксидазы Ьаз

3.1. рН —зависимость спектров поглощения.

3.2. рН-зависимость скорости связывания цианида восстановленной 84 цитохромоксидазой Ьаз

Глава 4. Особенности мутантной формы оксидазы Ьаз по кислородному каналу

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

ВЫВОДЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Особенности устройства цитохромоксидазы ba3 из термофильной бактерии Thermus thermophilus»

Актуальность темы

Цитохромоксидаза (ЦО) — терминальный фермент дыхательной цепи митохондрий и многих бактерий, катализирующий восстановление кислорода цитохромом с, сопряженное с образованием трансмембранной разности электрохимических потенциалов ионов водорода.

Большинство терминальных оксидаз относят к так называемому гем-медному семейству, в котором по современной классификации выделяют группы А, В и С, главным образом, на основании особенностей устройства протонных каналов [1], что коррелирует также со многими функциональными свойствами ферментов. К группе А принадлежат наиболее изученные оксидазы: ЦО митохондрий и многие бактериальные оксидазы. Они содержат по крайней мере два протонных канала - К- и О-каналы.

Терминальные оксидазы группы В исследованы в гораздо меньшей степени. Главным образом их находят у экстремофильных микроорганизмов. Самым изученным представителем группы является ЦО типа ¿аз из термофильной эубактерии ТЬегтт ^егторИИиз, единственный фермент группы, для которого расшифрована трехмерная структура. Он содержит только один канал, гомологичный К-каналу оксидаз класса А, однако, не имеющий практически ни одного общего с ними аминокислотного остатка. Оксидаза Ьа3 помпирует протоны с меньшей стехиометрией, по сравнению с оксидазами класса А (0,5 Н7ё и 1 Н+/ё, соответственно) [2].

До сих пор не раскрыт механизм сопряжения переноса электронов с переносом протонов у цитохромоксидазы. Вероятно, механизм помпирования протонов у оксидаз различных групп различный. Представляет интерес вопрос, коррелирует ли различное устройство протонных каналов с другими свойствами оксидаз, в частности с устройством каталитического центра.

Наиболее древними оксидазами являются оксидазы класса С, оксидазы класса В появились в эволюции позднее, и самыми «молодыми» считаются оксидазы класса А [1]. Сравнение различных оксидаз, эволюционно отстоящих далеко друг от друга, важно, с одной стороны, для выявления общих закономерностей, сохранившихся в процессе эволюции, а значит наиболее важных, а с другой стороны, для выявления отличий, связанных с адаптацией организмов к тем или иным условиям (высоким температурам, низким значениям рН и др.).

Большой вклад в изучение устройства каталитического центра и функционирования фермента вносит исследование взаимодействия фермента с различными лигандами, 5 выполняющими роль модельных экспериментов для связывания естественного субстрата — кислорода [3, 4].

Уже в первоначальных исследованиях ЦО были обнаружены существенные отличия ее поведения от ферментов группы А по отношению к типичным экзогенным лигандам терминальных оксидаз, что, несомненно, имеет прямое отношение к механизму реакции с естественным лигандом — кислородом.

Считается, что ключевым элементом в механизме сопряжения электронов и протонов являются гемосопряженные ионизируемые группы. Восстановление редокс-центров приводит к изменению рК этих групп, в результате чего запускается протонный транспорт. Связывание лигандов, как правило, является рН-зависимым процессом, контролируемым протонированием неких групп фермента. Вполне вероятно, что одни и те же белковые группы контролируют и связывание лигандов в каталитическом центре, и протонный транспорт. Изучение рН-зависимости связывания лигандов позволяет обнаружить такие группы. I

Изучение взаимодействия лигандов с цитохром с оксидазой интересно также с точки зрения токсикологии. Отравления такими лигандами, как цианид, СО, азид, вызваны образованием прочных комплексов с гемопротеидами, главным образом с цитохромоксидазой.

Повышенный интерес к данной теме в последнее время связан с обнаружением большого физиологического значения некоторых лигандов цитохромоксидазы (например, NO), а также важной роли цитохромоксидазы в их депонировании и регуляции концентрации

5, 6].

Цель работы

Целью настоящей диссертационной работы являлось исследование особенностей устройства каталитического центра цитохромоксидазы Ъаз из Thermus thermophilus в сравнении с митохондриальной оксидазой аа3.

Основные задачи исследования:

1. сопоставить оптические характеристики гемовых центров оксидазы èa3 Т. thermophilus со спектральными свойствами оксидаз аа3 типа;

2. изучить связывание окисленной ЦО ba3 с лигандами трехвалентного железа гема а3 (цианидом, перекисью водорода, азидом);

3. изучить взаимодействие восстановленной ЦО Ьаз с цианидом и СО;

4. выявить наличие гемосопряженных ионизируемых групп в ЦО типа баз;

5. выявить возможную роль «кислородного канала» в проникновении лигандов в кислород-редуктазный центр оксидазы типа Ьа3.

Научная новизна и практическая значимость работы.

Результаты исследования каталитического центра ЦО баз из Т. ЖегторкПиз, изложенные в настоящей работе, получены впервые.

Обнаружено, что цитохром Ьаз образует два разных цианидных комплекса с восстановленным гемом аз, формирование которых определяется условиями восстановления фермента.

При полном восстановлении в строго анаэробных условиях образуется комплекс, сходный с митохондриальным аналогом как сродством (Кд = 0,7 мМ), так и спектральными характеристиками.

В присутствии слабых восстановителей гем а32+ образует с цианидом спектрально иной и практически недиссоциирующий (Кд < 5* 10"8 М) аддукт.

Обнаружены также два типа комплексов оксидазы Ьаз с СО, один из которых, формирующийся в условиях частичного окисления, напоминает прочный цианидный комплекс.

Впервые исследована кинетика взаимодействия КСЫ с восстановленной оксидазой Ьаз. Обнаружена рН-зависимость скорости связывания гема + с цианидом и показано, что связывание лиганда контролируется протонированием гемосопряженной ионизируемой группы белка с рКа около 9.

Совокупность полученных данных свидетельствует о значительных различиях между ЦО классов А и В в отношении устройства кислород-редуктазного центра, что даст основания предполагать возможность различий в механизмах транслокации протонов оксидазами разных классов.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Калинович, Анастасия Валерьевна

выводы

1. Охарактеризованы свойства нативной и рекомбинантной форм цитохромоксидазы ба3 из бактерии Thermus thermophilus с помощью спектроскопии поглощения, кругового дихроизма и магнитного кругового дихроизма.

2. Связывание лигандов с кислородредуктазным центром цитохромоксидазы баз из Т. thermophilus (ЦО класса В) существенно отличается от реакции с цитохромоксидазой аа3 митохондрий (ЦО класса А).

3. Восстановленная форма цитохромоксидазы ба3 легко связывает типичные лиганды гемового железа, но в окисленной форме взаимодействие фермента с лигандами гема аз3+ затруднено, тогда как оксидазы класса А взаимодействуют с лигандами как в восстановленной, так и окисленной формах.

4. В отличие от митохондриальной оксидазы, оксидаза ба3 образует два цианидных комплекса гема аз2+, различающиеся сродством к лиганду и спектральными свойствами: в присутствии дитионита в строго анаэробных условиях формируется комплекс гема ji а3 с низким сродством к цианиду (Кд ~ 0,7 мМ), похожий на цианидный комплекс восстановленного гема a-¡ цитохромоксидазы митохондрий (Кд ~ 0,4 мМ); в присутствии слабых восстановителей в аэробных условиях образуется цианидный комплекс гема а32+ с необычно высоким сродством (Кд < 5-10"8 М), не имеющий аналогов среди известных гем-медных оксидаз.

5. Сопоставление результатов с литературными данными показывает, что в строго анаэробных условиях образуется непрочный комплекс полностью восстановленного фермента: [a32+-CN" Сив+ <-> аз2+ CN"-CuB+], тогда как при неполном восстановлении возникает прочный аддукт, имеющий структуру [a32+-CN"-CuB2+] либо [a32+-CNV CuB2+-CN"].

6. Кинетика связывания цианида с восстановленным гемом а3 в оксидазе баз

2 11 характеризуется константой скорости второго порядка ~10 М" -с" , независимо от типа комплекса. . ,.,„, ^ ,. ,

7. Скорость связывания цианида с восстановленным гемом а3 контролируется ионизируемой группой фермента с рКа ~ 9.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Калинович, Анастасия Валерьевна, 2011 год

1. Pereira, М.М., М. Santana, and М. Teixeira, A novel scenario for the evolution of haem-copper oxygen reductases. Biochim. Biophys. Acta, 2001. 1505(2-3): p. 185-208.

2. Kannt, A., et al., Electrical current generation and proton pumping catalyzed by the Ьаз-type cytochrome с oxidase from Thermus thermophilus. FEBS Lett., 1998. 434: p. 17-22.

3. Muramoro, K., et al., Bovine cytochrome с oxidase structures enable O2 reduction with minimization of reactive oxygens and provide a proton-pumping gate. PNAS, 2010. 107(17): p. 7740-5.

4. Koutsoupakis, C., et al., Observation of the equilibrium Сив-СО complex and functional implications of the transient heme аз propionates in cytochrome bayCO from Thermus thermophilus. J. Biol. Chem., 2002. 277(36): p. 32860-6.

5. Осипов, A.H., Г.Г. Борисенко, and А. Владимиров, Биологическая роль нитрозильных комплексов гемопротеинов. Успехи биологической химии, 2007. 47: С. 259-292.

6. Unitt, D.C., et al., lnactivation of nitric oxide by cytochrome с oxidase under steady-state oxygen conditions. Biochim Biophys Acta, 2010. 1797: p. 371-7.

7. Mitchell, P., Coupling of phosphorylation to electron and hydrogen transfer by a chemi-osmotic type of mechanism. Nature, 1961.191: p. 144-148.

8. Tsukihara, Т., et al., The low-spin heme of cytochrome с oxidase as the driving element of the proton-pumping process. PNAS, 2003.100(26): p. 15304-9.

9. Tsukihara, Т., et al., The whole structure of the 13-subunit oxidized cytochrome с oxidase at 2.8 A. Science, 1996. 272: p. 1136-1144.

10. Yoshikawa, S., et al., Redox-coupled crystal structural changes in bovine heart cytochrome с oxidase. Science, 1998. 280: p. 1723-9.

11. Ohta, K., et al., X-ray structure of the NO-bound Cub in bovine cytochrome с oxidase. Acta Crystallogr., 2010. 66(Pt. 3): p. 251-3.

12. Iwata, S., et al., Structure at 2.8 A resolution of cytochrome с oxidase from Paracoccus denitrificans. Nature, 1995. 376: p. 660-9.

13. Harrenga, A. and H. Michel, The cytochrome с oxidase from Paracoccus denitrificans does not change the metal center ligation upon reduction. J. Biol. Chem., 1999. 274(47): p. 33296-9.

14. Qin, L., et al., Identification of conserved lipid detergent-binding sites in a high-resolution structure of the membrane protein cytochrome c oxidase. PNAS, 2006. 103(44): p. 1611722.

15. Svensson-Ek, M., et al., The X-ray crystal structures of wild-type and EQ(I-286) mutant cytochrome c oxidases from Rhodobacter sphaeroides. J. Mol. Biol., 2002. 321(2): p. 32939.

16. Qin, L., et al., Redox dependent conformational changes in cytochrome c oxidase suggest a gating mechanism for proton uptake. Biochem., 2009. 48: p. 5121-5130.

17. Abramson, J., et al., The structure of the ubiquinol oxidase from Escherichia coli and its ubiquinone binding site. Nat. Struct. Biol., 2000. 7: p. 910-7.

18. Soulimane, T., et al., Structure and mechanism of the aberrant b a ¡-cytochrome c oxidase from Thermus thermophilic. EMBO J., 2000. 19(8): p. 1766-1776.

19. Hunsicker-Wang, L.M., et al., A novel cryoprtection scheme for enhancing the diffraction of crystals of recombinant cytochrome ba$ oxidase from Thermus thermophilus. Biol. Crystallogr., 2005. 61(Pt. 3): p. 340-3.

20. Buschmann, S., et al., The structure of cbb$ cytochrome oxidase provides Insights into proton pumping. Science, 2010. 329: p. 327-30.

21. Wikstrom, M., Protn pump coupled to cytchrome c oxidase in mitochondria. Nature, 1977. 266: p. 271-273.

22. Verkhovsky, M.I., J.E. Morgan, and M. Wikstroem, Oxygen binding and activation: early steps in the reaction of oxygen with cytochrome c oxidase. Biochem., 1994. 33(10): p. 307986.

23. Siletsky, S., A. Kaulen, and A. Konstantinov, Resolution of electrogenic steps coupled to conversion of cytochrome c oxidase from the peroxy to the ferryl-oxo state. Biochem., 1999. 38: p. 4853-61.

24. Faxen, K., et al., A mechanistic principle for proton pumping by cytochrome c oxidase. Nature, 2005. 437: p. 286-9.

25. Nilsson, T., Photoinduced electron transfer from Tris(2,2 "-bipyridyl)ruthenium to cytochrome c oxidase. PNAS, 1992. 89: p. 6497-6501.

26. Drachev, L.A., et al., Lipid-impregnated filters as a tool for studying the electric current-generating proteins. Anal. Biochem., 1979. 96: p. 250-262.

27. Zaslavsky, D., A. Kaulen, and I.A. Smirnova, Flash-induced membrane potential generation by cytochrome с oxidase. FEBS Lett., 1993. 336: p. 389-393.

28. Siletsky, S., et al., Partial steps of charge translocation in the nonpumping N139L mutant of Rhodobacter sphaeroides cytochrome с oxidase with a blocked D-channel. Biochem., 2010. 49(14): p. 3060-73.

29. Farver, O., et al., Pulse radio lysis studies of temperature dependent electron transfers among redox centers in Ьаз-cytochrome с oxidase from Thermus thermophilus: comparison of A-andB-type enzyme. Biochem., 2010.

30. Константинов, A.A. Роль протонов в механизме работы пункта сопряжения III дыхательной цепи митохондрий: цитохромоксидаза как электронно-протонный генератор мембранного потенциала. Докл. Акад. наук СССР, 1977. 237(3): С. 713-6.

31. Арцатбанов, В. and A.A. Константинов, Исследования локализации цитохромоксидазы в сопрягаюей мембране: взаимодействие цитохрома а с ионами if митохондриалъного матрикса. Докл. Акад. наук СССР, 1977.1977(237): С. 2.

32. Artzatbanov, V.Y., A. Konstantinov, and V.P. Skulachev, Involvement of intramitchondrial protons in redox reactions of cytochrome a. FEBS Lett., 1978. 87(2): p. 180-5.

33. Thomas, J.W., et al., Substitution of asparagine for aspartate-135 in submit I of the cytochrome bo ubiquinol oxidase of Escherichia coli eliminates proton-pumping activity. Biochem., 1993. 32(40): p. 10923-8.

34. Pfitzner, U., et al., Cytochrome с oxidase (heme aa$■) from Paracoccus denitrificans: analysis of mutations in putative proton channels of submit I. J. Bioenerg. Biomembr., 1998. 30(1): p. 89-97.

35. Koutsoupakis, C., et al., Time-resolved step-scan Fourier transform infrared investigation of heme-copper oxidases: implications for О2 inputand H20/It output channels. Biochim

36. Biophys Acta, 2004.1655: p. 347-52.

37. Vygodina, T.V., et al., Proton pumping by cytochrome с oxidase is coupled to peroxidase half of its catalytic cycle. FEBS Lett.,, 1997. 412(3): p. 405-9.

38. Namslauer, A., et al., Redox-coupled proton translocation in biological systems: proton shuttling in cytochrome с oxidase. PNAS, 2003.100(26): p. 15543-7.

39. Durr, K., et al., A D-pathway mutation decouples the Paracoccus denitrificans cytochrome с oxidase by altering the side-chain orientation of a diastant conserved glutamate. J. Mol. Biol., 2008. 384: p. 865-77.

40. Brzezinski, P. and A.L. Johansson, Variable proton-pumping stoichiometry in structural variants of cytochrome с oxidase. Biochim Biophys Acta, 2010. 1797(6-7): p. 710-23.

41. Jones, M.G., et al., A re-examination of the reactions of cyanide with cytochrome с oxidase. Biochem. J., 1984. 220: p. 57-66.

42. Hill, B.C. and S. Marmor, Photochemical and ligand-exchange properties of the cyanide complex of fully reduced cytochrome с oxidase. Biochem. J., 1991. 279: p. 355-60.

43. Antonini, E., et al., Oxygen "pulsed" cytochrome с oxidase: Functional properties and catalytic relevance. PNAS, 1977. 74(8): p. 3128-3132.

44. Brittain, T. and C. Greenwood, Kinetic studies on the binding of cyanide to oxygenated cytochrome с oxidase. Biochem., 1976. 155: p. 453-5.

45. Jensen, P., et al., Cyanide inhibition of cytochrome с oxidase. Biochem., 1984. 224: p. 82937.

46. Li, W. and G. Palmer, Spectroscopic characterization of the interaction of azide and thiocyanate with the binuclear center of cytochrome oxidase: evidence for multiple ligand sites. Biochem., 1993. 32: p. 1833-1843.

47. Выгодина, T.B. and A.A. Константинов, Взаимодействие мембранной цитохромоксидазы с низкими концентрациями азида. Влияние рН на прочность связывания лиганда. Биол.мембр. 1985.2(9): С. 861-869.

48. Parul, D., G. Palmer, and М. Fabian, Ligand trapping by cytochrome с oxidase. Implications for gating at the catalytic center. J. Biol. Chem., 2010. 285(7): p. 4536-4543.

49. Fei, M.J., et al., X-ray structure of azide-bound fully oxidized cytochrome с oxidase from bovine heart at 2.9 A resolution. Acta Crystallogr., 2000. 56(Part 5): p. 529-35.

50. Fabian, M., et al., Cyanide stimulated dissociation of chloride from the catalytic center of oxidized cytochrome с oxidase. Biochem., 2001. 40: p. 6061-9.

51. Hill, B.C., The pathway of CO binding to cytochrome с oxidase. Can the gateway be closed? FEBS Lett., 1994. 354: p. 284-288.

52. Rich, P.R. and J. Breton, FTIR studies of the CO and cyanide adducts offully reduced bovine cytochrome с oxidase. Biochem., 2001. 40(21): p. 6441-9.

53. Kalinovich, A.V., et al., Peculiarities of cyanide binding to the ba3-type cytochrome oxidase from the thermophilic bacterium Thermus thermophilus. Biochemistry (Mosc), 2010. 75(3): p. 342-52.

54. Muntyan, M.S., et al., Role of copper during carbon monoxide binding to terminal oxidases. FEBS Lett., 1998. 429: p. 216-220.

55. Chang, H.-Y., et al., The cytochrome ba3 oxygen reductase from Thermus thermophilus uses a single input channel for proton delivery to the active site and for proton pumping. PNAS, 2009.106(38): p. 16169-73.

56. Castresana, J., et al., Evolution of cytochrome oxidase, an enzyme older than atmospheric oxygen. EMBO J., 1994. 13(11): p. 2516-25.

57. Preisig, O., et al., A high-affinity cbb3 -type cytochrome oxidase terminates the symbiosis-specific respiratory chain of Bradyrhizobium japonicum. J. Bacteriol., 1996. 178(6): p. 15328.

58. Henne, A., et al., The genotne sequence of the extreme thermophile Thermus thermophilus. Nat. Biotechnol., 2004. 22(5): p. 547-53.64.http://www.ncbi.nlm.nih.gov/sites/genome?Db-genome&Cmd=ShowDetailView&Termr.,oSearc h=530.

59. Meinhardt, S.W., et al., Studies on the NADH-menaquinone oxidoreductase segment of the respiratry chain in Thermus thermophilus HB-8. J. Biol. Chem., 1990. 265(3): p. 1360-8.67. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/gene/3169664.

60. Mooser, D., et al., A four-subunit cytochrome bc(l) complex complements the respiratory chain ofThermus thermophilus. Biochim Biophys Acta, 2005.1708(2): p. 262-74.

61. Mooser, D., et al., The menaquinol-oxidizing cytochrome be complex from Thermus thermophilus: protein domains and subunits. Biochim Biophys Acta, 2006. 1757: p. 108495.

62. Fee, J.A., et al., Cytochrome caa¡ from the thermophilic bacterium Thermus thermophilus: a member of the heme-copper oxidase superfamily. J. Bioenerg. Biomembr., 1993. 25(2): p. 103-14.

63. Hellwig, P., T. Soulimane, and W. Maentele, Electrochemical, FT-IR and UV/VIS spectroscopic properties of the caa3 oxidase from T. thermophilus. Eur. J. Biochem., 2002. 269(19): p. 4830-8.

64. Zimmermann, B.H., et al., Properties of a copper-containing cytochrome ba¡: a second terminal oxidase from the extreme thermophile Thermus thermophilus. PNAS, 1988. 85(16): p. 5779-83.

65. Giuffre, A., et al., The heme-copper oxidases of Thermus thermophilus catalyze the reduction of nitric oxide: evolutionary implications. PNAS, 1999. 96(26): p. 14718-14723.

66. Hayashi, T., et al., Fourier transform infrared characterization of a Cus-nitrosyl complex in cytochrome ba¡ from Thermus thermophilus:Relevance to NO reductase activity in heme-copper terminal oxidases. J. Am. Chem. Soc., 2007.129(48): p. 14952-8.

67. Di Salle, A., et al., A novel thermostable sulfite oxidase from Thermus thermophilus: characterization of the enzyme, gene cloning and expression in Escherichia coli Extremophiles, 2006.10(6): p. 587-98.

68. Rami'rez-Arcos, S., L.A. Fernandez-Herrero, and J. Berenguer, A thermophilic nitrate reductase is responsible for the strain specific anaerobic growth ofThermus thermophilus HB8 Biochim Biophys Acta, 1998.1396(2): p. 215-27.

69. Cava, F., et al., A New Type of NADH Dehydrogenase Specific for Nitrate Respiration in the Extreme Thermophile Thermus thermophilus. J. Biol. Chem., 2004. 279: p. 45369-78.

70. Cava, F., et al., Control of the respiratory metabolism of Thermus thermophilus by the nitrate respiration conjugative element NCE. Mol. Microbiol., 2007. 64(3): p. 630-46.

71. Lubben, M. and K. Morand, Novel prenylated hemes as cofactors of cytochrome oxidases. Archaea have modified hemes A and O. J. Biol. Chem., 1994. 269(34): p. 21473-21479.i i

72. Fee, J.A., D.A. Case, and L. Noodleman, Toward a chemical mechanism of proton pumping by the B-type cytochrome с oxidases: application of density functional theoiy to cytochrome ba3 of Thermus thermophilic. J. Am. Chem. Soc., 2008.130: p. 15002-21.

73. Maneg, О., B. Ludwig, and F. Malatesta, Different interaction modes of two cytochrome-c oxidase Soluble Сил fragments with their substrates. J. Biol. Chem., 2003. 278(47): p. 46734-40.

74. Soulimane, Т., et al., Cytochrome-c552 from Thermus thermophilus: a functional and crystallographic investigation. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1997. 237(3): p. 572-6.

75. Giuffre, A., et al., Kinetic properties of ba3 oxidase from Thermus thermophilus: effect of temperature. Biochemistry, 1999.38(3): p. 1057-1065.

76. Sakaguchi, M., et al., A resonance raman band assignable to the 0--0 stretching mode in the resting oxidized state of bovine heart cytochrome с oxidase. J. Bioenerg. Biomembr., 2010. 42(3): p. 241-3.

77. Gerscher, S., et al., The active site structure of ba3 oxidase from Thermus thermophilus studied by resonance raman spectroscopy. Biospectroscopy, 1999. 5(S5): p. S53-S63.

78. Oertling, W.A., et al., Spectroscopic characterization of cytochrome ba3, a terminal oxidase from Thermus thermophilus: comparison of the a3/CuB site to that of bovine cytochrome aa3. Biochemistry, 1994. 33: p. 3128-3141.

79. Sousa, F.L., et al., Redox properties of Thermus thermophilus ba3: different electron-proton coupling in oxygen reductases? Biophysical J., 2008. 94: p. 2434-2441.

80. Todorovic, S., et al., Midpoint potentials of hemes a and a3 in the quinol oxidase from Acidianus ambivalens are inverted. J. Am. Chem. Soc., 2005.127: p. 13561-6.

81. Harmon, P.A., R.W. Hendler, and I.W. Levin, Resonance Raman and optical spectroscopic monitoring of heme a redox states in cytochrome с oxidase during potentiometric titrations. Biochem., 1994. 33(3): p. 699-707.

82. Farver, O., et al., Electrn transfer among the Сил-, heme b- and a3-centers of Thermus thermophilus cytochrome ba3. FEBS Lett., 2006. 580: p. 3417-21.

83. Siletsky, S., et al., Time-resolved single-turnover ofba3 oxidase from Thermus thermophilus. Biochim. Biophys. Acta, 2007. 1767(12): p. 1383-92.

84. Siletsky, S., et al., Time-resolved generation of membrane potential by ba3 cytochrome c oxidase from Thermus thermophilus. Evidence for reduction-induced opening of the binuclear centre. FEBS Lett., 1999. 457: p. 98-102.

85. Goldbeck, R.A., et al., Magnetic circular dichroism study of cytochrome has from Thermus thermophilus: spectral contribution from cytochromes b and as and nanosecond spectroscopy of CO photodissociation intermediates. Biochem., 1992. 31(9376-87).

86. Koutsoupakis, C., T. Soulimane, and C. Varotsis, Docking site dynamics of ba^-cytochrome c oxidase from Thermus thermophilus. J. Biol. Chem., 2003. 278(38): p. 36806-9.

87. Porrini, M., et al., Heme cavity dynamics of photodssociated CO from baycytochrome c oxidase: the role ofring-Dpropionate. J. Phys. Chem. B, 2009. 113: p. 12129-35.

88. Kim, Y., et al., Cyanide binding and active site structure in heme-copper oxidases: normal coordinate analysis of iron-cyanide vibrations of CtV complexes of cytochromes ba3 and aa3. Biospectroscopy, 1998. 4: p. 1-15.

89. Fowler, L.R., S.H. Richardson, and Y. Hatefi, A rapid method for the preparation of highly purified cytochrome oxidase. Biochim. Biophys. Acta, 1962. 64: p. 170-3.

90. Nicholls, P., et al., Biochim Biophys Acta, 1976. 449: p. 188-196.

91. Werner, C., O.M. Richter, and B. Ludwig, A novel heme a insertion factor gene cotranscribes with the Thermus thermophilus cytochrome ba3 oxidase locus. J. Bacteriol., 2010.192(18): p. 4712-9.

92. Lowry, O.H., et al., Protein measurement with the Folin phenol reagent. J. Biol. Chem., 1951.193: p. 265-75.

93. Markwell, M.A., et al., A modification of the Lowry procedure to simplify protein determination in membrane and lipoprotein samples. Anal. Biochem., 1978. 87: p. 206-10.

94. Vik, S.B. and R.A. Capaldi, Conditions for optimal electron transfer activity of cytochrome c oxidase isolated from beef heart mitochondria. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1980. 94(1): p. 348-354.

95. Casey, R.P., B.H. Ariano, and A. Azzi, Studies on the transmembrane orientation of cytochrome c oxidase in phospholipid vesicles. Eur. J. Biochem., 1982.122: p. 313-318.

96. Vanneste, W.H., The stoichiometry and absorption spectra of components a and flj in cytochrome c oxidase. Biochem., 1966. 65: p. 838-848.

97. Dyuba, A., et al., Circular dichroism spectra of cytochrome с oxidase. Metallomics, 2011. 2(1): p. 1-16.

98. Калинович A., A.H., Выгодина T.B., Сулиман Т., Константинов А.А. Особенности связывания цианида с цитохромоксидазой типа Ъаз из термофильной бактерии Thermus thermophilus. Биохимия, 2010. 75(3): С. 419-430.

99. Mason, M.G., P. Nicholls, and C.E. Cooper, The steady-state mechanism of cytochrome с oxidase: redox interactions between metal centres. Biochem. J., 2009. 422: p. 237-246.

100. Goldbeck, R.A., et al., Time-resolved magnetic circular dichroism spectroscopy of photolyzed carbonmonoxy cytochrome с oxidase (cytochrome ааз). Biophys. J., 1991. 60: p. 125-134.

101. Clark, W.M., Oxidation-Reduction Potentials of Organic Systems. 1960, Baltimore, MD: Williams and Wilkins.

102. Никольский, Б.П. ed. Справочник химика. Т. 3. 1964, "Химия": Москва.

103. Andreev, I.M., et al., Acceleration by cytochrome с of cyanide binding to oxidized cytochrome с oxidase. Biokhimia (Russia), 1983. 48: p. 219-223.

104. Ver Ploeg, D.A. and R.A. Alberty, Kinetics of binding of cyanide to sperm whale metmyoglobin. J. Biol. Chem., 1968. 243(2): p. 435-440.t I I > l 1 I tlx. I It t i К 4

105. Shiro, Y., et al., Specific modification of structure and property of myoglobin by the formation of tetrazolylhistidine 64(E7). Reaction of the modified myoglobin with molecular oxygen. J. Biol. Chem., 1993. 268(27): p. 19983-19990.

106. Broderick, K.E., et al., Cyanide detoxification by the cobalamin precursor cobinamide. 2006: p. 641-649.

107. Banerjee, R.V., et al., Mechanism of reductive activation of cobalamin-dependent methionine synthase: an electron paramagnetic resonance spectroelectrochemical study. Biochemistry, 1990. 29(5): p. 1129-35.

108. Brancaccio, A., et al., Structural factors governing azide and cyanide binding to mammalian metmyoglobins. JBC, 1994. 269(19): p. 13843-13853.

109. Parul, D., G. Palmer, and M. Fabian, Proton interactions with hemes a and oj in bovine heart cytochrome c oxidase. Biochemistry, 2005. 44(11): p. 4562-71.

110. Einarsdottir, O., et al., An Infrared study of the binding and photodissociation of carbon monoxide in cytochrome bas from Thermus thermophilus. J. Biol. Chem., 1989. 264(5): p. 2405-8.

111. Bolli, A., et al., Ferrous Campylobacter jejuni truncated hemoglobin P displays an extremely high reactivity for cyanide a comparative study. FEBS J., 2008. 275(4): p. 633645.

112. Fiamingo, F.G., et al., Dynamic interactions of CO with a ¿Fe and Cub in cytochrome c oxidase in beef heart mitochondria studied by Fourier transform infrared spectroscopy at low temperatures. J. Biol. Chem., 1982. 257(4): p. 1639-50.

113. Wilson, D.F., M. Erecinska, and E.S. Brocklehurst, The chemical properties of cytochrome c oxidase in intact mitochondria. Arch. Biochem. Biophys., 1972. 151: p. 180-187.

114. Andreev, I.M., et al., Binding of cyanide with ferricytochrome a^ in rat liver mitochondria. Dokl. Acad. Nauk SSSR, 1979. 244(4): p. 1013-1017.

115. Andreev, I.M. and A.A. Konstantinov, Reaction of the oxidized cytochrome oxidase with cyanide. Effects of pH, cytochrome c and membrane environment. Bioorg. Chem. (Moscow), 1983. 9: p. 216-227.

116. Konstantinov, A.A., T.V. Vygodina, and I.M. Andreev, Electrogenic Proton Exchange between Cytochrome a^ Active Centre and M-aqueous Phase. Evidence for Cytochrome a3 Associated Input Proton Well. FEBS Lett., 1986. 202: p. 229-234.H