Молекулярно-генетическая характеристика мутаций гена Trithorax-like и их влияние на оогенез Drosophila melanogaster тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.15, кандидат биологических наук Огиенко, Анна Александровна

• Огиенко, Анна Александровна
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Огиенко, Анна Александровна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Основные аспекты формирования и развития половой системы самок Drosophila melanogaster.

1.1.1. Формирование половой системы самок в эмбриогенезе.

1.1.2. Развитие половой системы самок у личинок и предкуколок.

1.1.3. Развитие половой системы у взрослых самок дрозофилы.

1.1.4. Развитие яйцевой камеры после выхода из гермария.

1.1.5. Транспорт цитоплазмы питающих клеток в ооцит (nurse cell - oocyte transport).

1.1.5.1. Селективный транспорт.

1.1.5.2. Быстрый транспорт.

1.1.5.3. Структура актинового цитоскелета в питающих клетках во время быстрого транспорта.

1.1.6. Эволюционная консервативность оогенеза.

1.2. Ген Trithorax-like: его роль и Функции.

1.2.1. Молекулярная организация и экспрессия гена Til.

1.2.2. Структура 5'-регуляторной области гена Тг1.

1.2.3. Гипоморфные мутации гена Т(1.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярно-генетическая характеристика мутаций гена Trithorax-like и их влияние на оогенез Drosophila melanogaster»

Оогенез насекомых представляет собой сложный, многоэтапный процесс, который контролируется скоординированным действием большого числа генов, результатом которого является формирование зрелого яйца. Изучение регуляции оогенеза - одна из приоритетных задач современной биологии, свидетельством чего является огромное количество публикуемых на эту тему работ. В данной работе для изучения процесса оогенеза была выбрана D. melanogaster. Дрозофила является классическим модельным объектом для проведения подобного рода исследований, поскольку предоставляет возможность проводить исследования как в системе in vitro, так и в системе in vivo. Широчайший набор различных мутаций дрозофилы, влияющих на различные этапы оогенеза, позволяет значительно дополнить и расширить данные, полученные в системе in vitro. С другой стороны, дрозофила предоставляет возможность одновременного применения современных цитогенетических и молекулярно-биологических методов исследований.

Протекание процесса оогенеза сильно отличается у разных видов, однако, имеется ряд общих черт, характеризующих данный процесс даже у эволюционно отдаленных видов. Поэтому данные, полученные на D. melanogaster, имеют большое фундаментальное значение и способствуют формированию целостной картины организации и функционирования оогенеза у эукариот.

Актуальность проблемы. Оогенез представляет собой сложный, контролируемый скоординированным действием большого числа генов, многоэтапный процесс, результатом которого является формирование зрелой яйцеклетки. Изучение оогенеза - одна из приоритетных задач современной биологии и медицины. Несмотря на то, что уже известны многие гены, контролирующие этот процесс, в настоящее время ведутся интенсивные поиски новых генов и особенно комплексов взаимодействующих генов, участвующих в его регуляции. Данная работа посвящена изучению роли гена Trithorax-like {Trl) в оогенезе Drosophiia melanogaster. Ген Trl кодирует многофункциональный белок GAGA, одной из основных функций которого является регуляция экспрессии генов. Наиболее хорошо изучена роль этого белка в ходе эмбриогенеза. О функциональной значимости белка GAGA в ходе оогенеза дрозофилы ранее можно было судить только на основании косвенных данных. Было известно, что продукты гена Trl, активно экспрессирующегося в яичниках взрослых мух, накапливаются в растущем ооците и необходимы для развивающегося эмбриона. Однако при анализе ранее известных ГгАмутантов и генетических мозаиков не было выявлено никаких морфологических нарушений в структуре яичников и яйцевых камер. Отсутствие прямых доказательств того, что ген Trl необходим для оогенеза дрозофилы, связано с тем, что в мировых коллекциях отсутствовали мутации, позволяющие проводить подобного рода исследования. В данной работе были получены и охарактеризованы новые гипоморфные мутации гена Trl, которые позволили провести всесторонний анализ влияния гена Trl на оогенез дрозофилы. Белок GAGA требуется для обеспечения экспрессии множества генов дрозофилы, поэтому полученные в работе данные позволяют выявить не только участие самого гена Trl в ходе оогенеза, но и ряд предполагаемых, ранее не описанных в литературе, генов-мишеней белка GAGA, участвующих в контроле оогенеза. Результаты исследования оогенеза дрозофилы имеют фундаментальное значение для выяснения причин стерильности насекомых, а данные о формировании актиновых филаментов и миграции клеток могут быть использованы в исследованиях, проводимых на других модельных объектах.

Цели и задачи работы состояли в изучении роли гена Trl и кодируемого им белка GAGA в оогенезе D. melanogaster. В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Получить новые гипоморфные мутации гена Trl, влияющие на оогенез дрозофилы, и провести их картирование;

2. Провести анализ влияния вновь полученных мутаций на экспрессию гена Trl как на уровне мРНК, так и на уровне белка;

3. Исследовать влияние этих мутаций на оогенез дрозофилы;

4. Изучить изменение фертильности и морфологии яичников мутантов в зависимости от уровня экспрессии гена Trl.

Научная новизна работы. Получены и охарактеризованы новые гипоморфные мутации гена Trl, в разной степени снижающие экспрессию гена. Полученные мутации явились уникальным инструментом, позволившим впервые провести детальное исследование влияния гена Trl на оогенез дрозофилы.

Впервые показано, что изменение экспрессии гена Trl приводит к изменению структуры яичников мух. Нарушения выявляются как в овариолах, так и в отдельных яйцевых камерах. Установлено, что 7г/-мутации вызывают изменение числа половых клеток (питающих и ооцитов) в яйцевых камерах по сравнению с нормой. Впервые у 7г/-мутантов выявлены дефекты в формировании стадиоспецифических цитоплазматических актиновых филаментов в питающих клетках на поздних стадиях развития яйцевой камеры. В работе впервые описано нарушение в функционировании соматических клеток у 777 мутантов. На поздних стадиях развития яйцевой камеры у мутантов нарушается миграция бордюрных и центрипетальных клеток. Дефекты в формировании цитоплазматических актиновых филаментов и в функционировании соматических клеток приводят к нарушению процесса переноса цитоплазмы питающих клеток в ооцит и, следовательно, к прекращению роста ооцита.

Научно-практическая значимость работы. Результаты данной работы способствуют расширению фундаментальных знаний о процессе оогенеза насекомых. Материалы данной диссертационной работы могут быть использованы в курсах лекций для студентов биологических и медицинских факультетов.

Апробация работы. Полученные в ходе работы данные были представлены автором в виде тезисов на следующих конференциях:

• Устный доклад на отчетной сессии ИЦиГ СО РАН 2003 г.

• XIV Школе по биологии развития «Актуальные проблемы биологии развития и биотехнологии», Звенигород, 2004

• Школе-семинаре «Лазерная конфокальная микроскопия в биологии и медицине», Звенигород, 2005

• 10-ой Пущинской Школе-конференции молодых ученых, Пущино, 2006

• Международной конференции "Генетика в России и мире", 2006.

Вклад автора. Основная часть экспериментальной работы и обработка полученных результатов выполнена автором лично, либо совместно с научным руководителем. Материалы, вошедшие в данную работу, обсуждались и публиковались совместно с соавторами и научным руководителем. Анализ экспрессии гена Trl у мутантов, а также анализ экспрессии генов Actin 5, chic, cpb и bif выполнен при участии Карагодина Д.А. (ИЦиГ СО РАН, Лаборатория эволюционной биологии клетки). Электронно-микроскопический анализ актиновых филаментов в яичниках проведен при помощи Киселевой Е.В и Губановой Н.В. (ИЦиГ СО РАН, Лаборатория морфологии и функции клеточных структур). Анализ хромосомной сегрегации в течение эмбриональных митозов проводился с участием Федоровой С.А. (ИЦиГ СО РАН, Лаборатория генетики клеточного цикла). Микроскопический анализ на конфокальном микроскопе проводился при технической поддержке Рубцова Н.Б. и Байбородина С.И. (ИЦиГ СО РАН, Лаборатория морфологии и функции клеточных структур). Мутация Tifn82 была выделена Волошиной М.В.

Заключение диссертации по теме «Генетика», Огиенко, Анна Александровна

ВЫВОДЫ

1. Получены новые гипоморфные мутации гена Trl, затрагивающие 5'-область, проведено их картирование. Мутация Trl362 обусловлена встройкой Р-элемента в б'-некодирующую область гена (в позицию 2979) и прилегающую к нему делецию размером 97 п.н. (2979-3076). Делеция удаляет два первых сайта инициации транскрипции, используемых в яичниках. Мутация Trf62(ex) содержит такую же делецию в 5'-некодирующей области гена, как и мутация Г/7362, но не содержит Р-элемент.

2. Показано, что мутации Trf62, ТгР62(ех> и Т/Т®"82 приводят к снижению жизнеспособности и стерильности самок в гомозиготном состоянии и в компаунде с нуль-аллелем.

3. Установлено, что в яичниках самок Trl362 транскрипция гена Trl снижена как минимум в 10 раз, что сопровождается значительным уменьшением количества белка GAGA в половых клетках. Транскрипция гена Trl в яичниках гомозиготных Trl8"82-мутантных самок снижена приблизительно на треть, тогда как в яичниках Тг1362(ех)-1лутантов экспрессия гена практически не отличается от нормы.

4. Выявлено, что у всех анализируемых Trl мутантов в той или иной степени нарушена морфология овариол и яйцевых камер. Яйцевые камеры мутантов характеризуются отличным от нормы числом половых клеток. На поздних стадиях развития яйцевой камеры у мутантов выявлены нарушения в функционировании соматических клеток, а также в формировании стадиоспецифических цитоплазматических актиновых филаментов в питающих клетках.

5. Введение трансгенных конструкций в геном мутантов, обеспечивающих дополнительную экспрессию кДНК гена Trl, приводит к восстановлению фертильности мутантных самок и морфологии их яичников. Это свидетельствует о том, что именно изменение в экспрессии гена Trl является причиной выявленных нарушений в оогенезе мутантов.

Заключение

На основе анализа новых гипоморфных мутаций гена Trl было установлено, что все эти мутации, в разной степени снижающие экспрессию гена Trl, приводят не только к нарушениям в развитии эмбриона, как это было показано ранее, но также драматически сказываются и на протекании самого процесса оогенеза. При этом у Trl мутантов нарушается развитие и функционирование, как половых, так и соматических клеток яичников.

Как следует из результатов, представленных в данной работе, белок GAGA требуется на разных этапах развития яйцевой камеры. Из литературных источников известен ряд генов, мутации которых вызывают нарушения, подобные тем, что обнаружены у Trl мутантов. Так, для мутантов по генам brainiac и egghead были показаны нарушения в функционировании фолликулярного эпителия, что приводит к формированию камер с отличным от нормы числом питающих клеток (Goode et al., 1996). У мутантов по генам singed, chickadee и quail были выявлены нарушения в формировании цитоплазматических актиновых филаментов (Paterson and О'Наге, 1991; Cant et al., 1994; Cooley et al., 1992; Mahajan-Miklos and Cooley, 1994). У мутантов по гену slbo нарушена миграция бордюрных клеток (Montell et al., 1992). Однако следует отметить, что мутации ни одного из вышеперечисленных генов не приводят к такому широкому спектру дефектов, которые наблюдаются у Trl мутантов.

Мы полагаем, что ген Trl играет решающую роль в регуляции процесса оогенеза дрозофилы, он контролирует разные по времени этапы оогенеза, а нарушение в его экспрессии отражается на функционировании разных типов клеток яичников.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Огиенко, Анна Александровна, 2007 год

1. Катохин А.В., Пиндюрин А.В., Федорова Е.В., Баричева Э.М. Молекулярно-генетический анализ гена Trithorax-like, кодирующего транскрипционный фактор GAGA Drosophila melanogaster// Генетика. 2001. Т. 37. № 4. С.467-474.

2. Трунова С.А., Федорова С.А., Лебедева Л.И. и др. Влияние некоторых мутаций по гену Trl на митоз в эмбриональной и личиночных тканях и морфологию яйцевых камер Drosophila melanogasterII Генетика. 2001. Т. 37. №12. С.1604-1615.

3. Федорова Е.В., Огиенко А.А., Карагодин Д.А., Айманова К.Г., Баричева Э.М. Получение и анализ новых мутаций по гену Trithorax-like Drosophila melanogaster// Генетика. 2006. Т. 42. №. 2. С. 149-158.

4. Ambrosio L., Schedl P. Two discrete modes of histone gene expression during oogenesis in Drosophila melanogaster II Developmental biology. 1985. V.111. P.220-231.

5. Bai J., Montell D. Eyes absent, a key repressor of polar cell fate during Drosophila oogenesis II Development. 2002. V.129. P.5377-5388.

6. Bai J., Uehara Y., Montell D.J. Regulation of invasive cell behavior by taiman, a Drosophila protein related to AIB1, a steroid receptor coactivator amplified in breast cancer // Cell. 2000. V.103. P.1047-1058.

7. Bardwell V.J., Treisman R. The POZ domain a conserved protein-protein interaction motif//Genes & development. 1994. V.8. P.1664-1677.

8. Baricheva E.M., Katokhin A.V., Perelygina L.M. Expression of Drosophila melanogaster gene encoding transcription factor GAGA is tissue-specific and temperature-dependent// FEBS letters. 1997. V.414. P.285-288.

9. Bejarano F., Busturia A. Function of the Trithorax-like gene during Drosophila development// Developmental biology. 2004. V.268. P.327-341.

10. Bender W., Spierer P., Hogness D.S. Chromosomal walking and jumping to isolate DNA from the Ace and rosy loci and the bithorax complex in Drosophila melanogaster II Journal of molecular biology 1983. V.168. P.17-33.

11. Benyajati C., Mueller L., Xu N. Pappano M., Gao J., Mosammaparast M., et al.

12. Multiple isoforms of GAGA factor, a critical component of chromatin structure // Nucleic acids research. 1997. V.25. P.3345-3353.

13. Bhat K.M., Farkas G., Karch F., Gyurkovics H., Gausz J., Schedl P. The GAGA factor is required in the early Drosophila embryo not only for transcriptional regulation but also for nuclear division//Development. 1996. V. 122. P.1113-1124.

14. Braun R.E., Behringer R.R., Peschon J.J., Brinster R.L., Palmiter R.D. Genetically haploid spermatids are phenotypically diploid // Nature. 1989. V.337. P.373-376.

15. Brower D.L., Smith R.J., Wilcox M. Differentiation within the gonads of Drosophila revealed by immunofluorescence // Journal of embryology and experimental morphology. 1981. V.63. P.233-242.

16. Bruckner K., Perez L., Clausen H., Cohen S. Glycosyltransferase activity of Fringe modulates Notch-Delta interactions 11 Nature. 2000. V.406. P.411-415.

17. Burnett W.V. Northern blotting of RNA denatured in glyoxal without buffer recirculation // BioTechniques. 1997. V.22. P.668-671.

18. Calvi B.R., Lilly M.A., Spradling A.C. Cell cycle control of chorion gene amplification // Genes & development. 1998. V.12. P.734-744.

19. Cant K., Knowles B.A., Mooseker M.S., Cooley L. Drosophila singed, a fascin homolog, is required for actin bundle formation during oogenesis and bristle extension 11 The Journal of cell biology. 1994. V.125. P.369-380.

20. Carpenter A.T. Synaptonemal complex and recombination nodules in wild-type Drosophila melanogaster fema\es И Genetics. 1979. V.92. P.511-541.

21. Carpenter A.T. EM autoradiographic evidence that DNA synthesis occurs at recombination nodules during meiosis in Drosophila melanogaster females // Chromosoma. 1981. V.83. P.59-80.

22. Carpenter A.T. Egalitarian and the choice of cell fates in Drosophila melanogaster oogenesis // Ciba Foundation symposium. 1994. V.182. P.223-246.

23. Cavaliere V., Donati A., Hsouna A., Hsu Т., Gargiulo G. dAkt kinase controls follicle cell size during Drosophila oogenesis // Dev Dyn. 2005. V.232. P.845-854.

24. Chao S., Nagoshi R.N. Induction of apoptosis in the germline and follicle layer of Drosophila egg chambers // Mechanisms of development. 1999. V.88. P.159-172.

25. Chen C.Y., Gherzi R., Andersen J.S., Gaietta G., Jurchott K., Royer H.D., et al. Nucleolin and YB-1 are required for JNK-mediated interleukin-2 mRNA stabilization during T-cell activation // Genes & development. 2000. V.14. P. 1236-1248.

26. Chen E.H., Baker B.S. Compartmental organization of the Drosophila genital imaginal discs // Development. 1997. V.124. P.205-218.

27. Chen J., Godt D., Gunsalus K., Kiss I., Goldberg M., Laski F.A. Cofilin/ADF is required for cell motility during Drosophila ovary development and oogenesis // Nature cell biology. 2001. V.3. P.204-209.

28. Chung Y.T., Keller E.B. Regulatory elements mediating transcription from the Drosophila melanogaster actin 5C proximal promoter // Molecular and cellular biology. 1990. V.10. P.206-216.

29. Clark I., Giniger E., Ruohola-Baker H., Jan L.Y., Jan Y.N. Transient posterior localization of a kinesin fusion protein reflects anteroposterior polarity of the Drosophila oocyte // Curr Biol. 1994. V.4. P.289-300.

30. Coffman C.R. Cell migration and programmed cell death of Drosophila germ cells // Ann N Y Acad Sci. 2003. V. 995. P. 117-126.

31. Cooley L., Verheyen E., Ayers K. chickadee encodes a profilin required for intercellular cytoplasm transport during Drosophila oogenesis // Cell. 1992. V.69. P.173-184.

32. Cox D.N., Chao A., Baker J., Chang L., Qiao D., Lin H. A novel class of evolutionarily conserved genes defined by piwi are essential for stem cell self-renewal // Genes & development. 1998. V.12. P.3715-3727.

33. Cox D.N., Chao A., Lin H. piwi encodes a nucleoplasms factor whose activity modulates the number and division rate of germline stem cells // Development. 2000. V.127. P.503-514.

34. Cox R.T., Spradling A.C. A Balbiani body and the fusome mediate mitochondrial inheritance during Drosophila oogenesis // Development. 2003. V.130. P.1579-1590.

35. Croston G.E., Kerrigan L.A., Lira L.M., Marshak D.R., Kadonaga J.T. Sequence-specific antirepression of histone H1-mediated inhibition of basal RNA polymerase II transcription // Science. 1991. V.251. P.643-649.

36. Cummings C.A., Cronmiller C. The daughterless gene functions together with Notch and Delta in the control of ovarian follicle development in Drosophila II Development. 1994. V.120. P.381-394.

37. Deng W.M., Althauser C., Ruohola-Baker H. Notch-Delta signaling induces a transition from mitotic cell cycle to endocycle in Drosophila follicle cells // Development. 2001. V.128. P.4737-4746.

38. Dobens L.L., Raftery L.A. Integration of epithelial patterning and morphogenesis in Drosophila ovarian follicle cells II Dev Dyn. 2000. V.218. P.80-93.

39. Dodson G.S., Guarnieri D.J., Simon M.A. Src64 is required for ovarian ring canal morphogenesis during Drosophila oogenesis // Development. 1998. V.125. P.2883-2892.

40. Duchek P., Rorth P. Guidance of cell migration by EGF receptor signaling during Drosophila oogenesis // Science. 2001. V.291. P.131-133.

41. Duchek P., Somogyi KM Jekely G., Beccari S., Rorth P. Guidance of cell migration by the Drosophila PDGF/VEGF receptor//Cell. 2001. V.107. P. 17-26.

42. Dumont J.N. Oogenesis in Xenopus laevis (Daudin). I. Stages of oocyte development in laboratory maintained animals // Journal of morphology. 1972. V.136. P.153-179.

43. Dumont J.N., Brummett A.R. Oogenesis in Xenopus laevis (Daudin). V. Relationships between developing oocytes and their investing follicular tissues // Journal of morphology. 1978. V.155. P.73-97.

44. Duncan J.E., Warrior R, The cytoplasmic dynein and kinesin motors have interdependent roles in patterning the Drosophila oocyte // Curr Biol. 2002. V.12. P.1982-1991.

45. Edwards K.A,, Kiehart D.P. Drosophila nonmuscle myosin II has multiple essential roles in imaginal disc and egg chamber morphogenesis II Development. 1996. V.122. P.1499-1511.

46. Ephrussi A., Dickinson L.K., Lehmann R. Oskar organizes the germ plasm and directs localization of the posterior determinant nanos // Cell. 1991. V.66. P.37-50.

47. Estrada В., Casares F., Sanchez-Herrero E. Development of the genitalia in Drosophila melanogaster II Differentiation, research in biological diversity. 2003. V.71. P.299-310.

48. Farkas G.( Gausz J., Gallon! M., Reuter G., Gyurkovics H., Karch F. The Trithorax-like gene encodes the Drosophila GAGA factor// Nature. 1994. V.371. P.806-808.

49. Farkas G., Gausz J., Galloni M., Reuter G., Gyurkovics H., Karch F. The Trithorax-like gene encodes the Drosophila GAGA factor// Nature. 1994. V.371. P.806-808.

50. Farkas G.f Leibovitch B.A., Elgin S.C. Chromatin organization and transcriptional control of gene expression in Drosophila II Gene. 2000. V.253. P.117-136.

51. Field C.M., Alberts B.M. Anillin, a contractile ring protein that cycles from the nucleus to the cell cortex // The Journal of cell biology. 1995. V.131. P.165-178.

52. Foe V.E. Mitotic domains reveal early commitment of cells in Drosophila embryos // Development. 1989. V.107. P. 1-22.

53. Forbes A.J., Lin H., Ingham P.W., Spradling A.C. hedgehog is required for the proliferation and specification of ovarian somatic cells prior to egg chamber formation in Drosophila II Development. 1996. V.122. P.1125-1135.

54. Forbes A.J., Lin H., Ingham P.W., Spradling A.C. hedgehog is required for the proliferation and specification of ovarian somatic cells prior to egg chamber formation in Drosophila II Development. 1996. V.122. P.1125-1135.

55. Forbes A.J., Spradling A.C., Ingham P.W., Lin H. The role of segment polarity genes during early oogenesis in Drosophila // Development. 1996. V.122. P.3283-3294.

56. Fyrberg E.A., Mahaffey J.W., Bond B.J., Davidson N. Transcripts of the six Drosophila actin genes accumulate in a stage- and tissue-specific manner II Cell. 1983. V.33. P.115-123.

57. Gallie D.R. A tale of two termini, a functional interaction between the termini of an mRNA is a prerequisite for efficient translation initiation // Gene. 1998. V.216. P.1-11.

58. Ghosh M., Song X., Mouneimne G., Sidani M., Lawrence D.S., Condeelis J.S. Cofilin promotes actin polymerization and defines the direction of cell motility // Science. 2004. V.304. P.743-746.

59. Gilbert L.I., latrou K. and Gill S.S. Comprehensive Molecular Insect Science // Elsevier. 2005.

60. Gilmour D.S., Thomas G.H., Elgin S.C. Drosophila nuclear proteins bind to regions of alternating С and T residues in gene promoters // Science. 1989. V.245. P.1487-1490.

61. Glaser R.L., Thomas G.H., Siegfried E., Elgin S.C., Lis J.T. Optimal heat-induced expression of the Drosophila hsp26 gene requires a promoter sequence containing (CT)n.(GA)n repeats //Journal of molecular biology. 1990. V.211. P.751-761.

62. Godt D., Laski F.A. Mechanisms of cell rearrangement and cell recruitment in Drosophila ovary morphogenesis and the requirement of brie a brae // Development. 1995. V.121. P. 173-187.

63. Gondos B. The ultrastructure of granulose cells in the newborn rabbit ovary // The Anatomical record. 1969. V.165. P.67-77.

64. Gondos B. Intercellular bridges and mammalian germ cell differentiation // Differentiation. 1973. V.1. P. 177-182.

65. Gonzalez-Reyes A., Elliott H., St Johnston D. Oocyte determination and the origin of polarity in Drosophila. the role of the spindle genes // Development. 1997. V.124. P.4927-4937.

66. Gonzalez-Reyes A., St Johnston D. Role of oocyte position in establishment of anterior-posterior polarity in Drosophila II Science. 1994. V.266. P.639-642.

67. Goode S.( Melnick M., Chou T.B., Perrimon N. The neurogenic genes egghead and brainiac define a novel signaling pathway essential for epithelial morphogenesis during Drosophila oogenesis I/ Development. 1996. V.122. P.3863-3879.

68. Goodwin S.F., Taylor B.J., Villella A., Foss M., Ryner L.C., Baker B.S., et al. Aberrant splicing and altered spatial expression patterns in fruitless mutants of Drosophila melanogasterII Genetics. 2000. V.154. P.725-745.

69. Grammont M., Dastugue В., Couderc J.L. The Drosophila toucan (toe) gene is required in germline cells for the somatic cell patterning during oogenesis // Development. 1997. V.124. P.4917-4926.

70. Grammont M., Dastugue В., Couderc J.L. The Drosophila toucan (toe) gene is required in germline cells for the somatic cell patterning during oogenesis //

71. Development. 1997. V.124. P.4917-4926.

72. Grammont M., Irvine K.D. fringe and Notch specify polar cell fate during Drosophila oogenesis // Development. 2001. V.128. P.2243-2253.

73. Grammont M., Irvine K.D. Organizer activity of the polar cells during Drosophila oogenesis // Development. 2002. V.129. P.5131-5140.

74. Granok H., Leibovitch B.A., Elgin S.C. A heat-shock-activated cDNA encoding GAGA factor rescues some lethal mutations in the Drosophila melanogaster Trithorax-like gene II Genetical research. 2001. V.78. P.13-21.

75. Granok H., Leibovitch B.A., Shaffer C.D., Elgin S.C. Chromatin. Ga-ga over GAGA factor // Curr Biol. 1995. V.5. P.238-241.

76. Greenberg A.J., Schedl P. GAGA factor isoforms have distinct but overlapping functions in vivo // Molecular and cellular biology. 2001. V.21. P.8565-8574.

77. Grieder N.C., de Cuevas M., Spradling A.C. The fusome organizes the microtubule network during oocyte differentiation in Drosophila II Development. 2000. V.127. P.4253-4264.

78. Guild G.M., Connelly P.S., Shaw M.K., Tilney L.G. Actin filament cables in Drosophila nurse cells are composed of modules that slide passively past one another during dumping // The Journal of cell biology. 1997. V.138. P.783-797.

79. Gutzeit H.O. The role of microfilaments in cytoplasmic streaming in Drosophila follicles // Journal of cell science. 1986. V.80. P. 159-169.

80. Gyurkovics H., Gausz J., Kummer J., Karch F. A new homeotic mutation in the Drosophila bithorax complex removes a boundary separating two domains of regulation //The EMBO journal. 1990. V.9. P.2579-2585.

81. Hagstrom K., Muller M., Schedl P. A Polycomb and GAGA dependent silencer adjoins the Fab-7 boundary in the Drosophila bithorax complex II Genetics. 1997. V.146. P. 1365-1380.

82. Harrison D.A., McCoon P.E., Binari R., Gilman M., Perrimon N. Drosophila unpaired encodes a secreted protein that activates the JAK signaling pathway // Genes & development. 1998. V.12. P.3252-3263.

83. Hartenstein V. Atlas of Drosophila Development // Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1993.

84. Hawkins N.C., Thorpe J., Schupbach T. Encore, a gene required for the regulation of germ line mitosis and oocyte differentiation during Drosophila oogenesis // Development. 1996. V.122. P.281-290.

85. Horne-Badovinac S., Bilder D. Mass transit, epithelial morphogenesis in the Drosophila egg chamber// Dev Dyn. 2005. V.232. P.559-574.

86. Huynh J.R., St Johnston D. The role of BicD, Egl, Orb and the microtubules in the restriction of meiosis to the Drosophila oocyte // Development. 2000. V.127. P.2785-2794.

87. Januschke J., Gervais L., Dass S., Kaltschmidt J.A., Lopez-Schier H., St Johnston D., et al. Polar transport in the Drosophila oocyte requires Dynein and Kinesin I cooperation II Curr Biol. 2002. V.12. P.1971-1981.

88. Jenuth J.P., Peterson A.C., Fu K., Shoubridge E.A. Random genetic drift in the female germline explains the rapid segregation of mammalian mitochondrial DNA // Nature genetics. 1996. V.14. P.146-151.

89. Karch F., Galloni M., Sipos L., Gausz J., Gyurkovics H., Schedl P. Мер and Fab-7: molecular analysis of putative boundaries of cis-regulatory domains in the bithorax complex of Drosophila melanogaster II Nucleic acids research. 1994. V.22. P.3138-3146.

90. Katsani K.R., Hajibagheri M.A., Verrijzer C.P. Co-operative DNA binding by GAGA transcription factor requires the conserved BTB/POZ domain and reorganizes promoter topology II The EMBO journal. 1999. V.18. P.698-708.

91. Kerrigan L.A., Croston G.E., Lira L.M., Kadonaga J.T. Sequence-specific transcriptional antirepression of the Drosophila Kruppel gene by the GAGA factor // The Journal of biological chemistry. 1991. V.266. P.574-582.

92. King R.C., Rubinson A.C. and Smith R.F. Oogenesis in adult Drosophila melanogaster //Growth. 1956. V.20. P. 121-157.

93. King R.C. Ovarian development in Drosophila melanogaster II 1970. Academic Press, New York.

94. King R.C., Cassidy J.D. and Roussett A. The formation of clones of interconnected cells during oogenesis in insects II Insect Ultrastructure. 1982. V.1. P.3-31.

95. King F.J., Lin H. Somatic signaling mediated by fs(1)Yb is essential for germline stem cell maintenance during Drosophila oogenesis // Development. 1999. V.126. P. 1833-1844.

96. King F.J., Szakmary A., Cox D.N., Lin H. Yb modulates the divisions of both germline and somatic stem cells through piwi- and hh-mediated mechanisms in the Drosophila ovary // Molecular cell. 2001. V.7. P.497-508.

97. King R.C., Rubinson A.C., Smith R.F. Oogenesis in adult Drosophila melanogaster

98. Growth. 1956. V.20. P.121-157.

99. Koch E.A., Spitzer R.H. Multiple effects of colchicine on oogenesis in Drosophila: induced sterility and switch of potential oocyte to nurse-cell developmental pathway // Cell and tissue research. 1983. V.228. P.21-32.

100. Kornberg Т., Siden I., O'Farrell P., Simon M. The engrailed locus of Drosophila in situ localization of transcripts reveals compartment-specific expression // Cell. 1985. V.40. P.45-53.

101. Kosoy A., Pagans S., Espinas M.L., Azorin F., Bernues J. GAGA factor down-regulates its own promoter // The Journal of biological chemistry. 2002. V.277. P.42280-42288.

102. Kurilo L.F. Oogenesis in antenatal development in man // Human genetics. 1981. V.57. P.86-92.

103. Lantz V., Chang J.S., Horabin J.I., Bopp D., Schedl P. The Drosophila orb RNA-binding protein is required for the formation of the egg chamber and establishment of polarity // Genes & development. 1994. V.8. P.598-613.

104. Lasko P.F., Ashburner M. Posterior localization of vasa protein correlates with, but is not sufficient for, pole cell development // Genes & development. 1990. V.4. P.905-921.

105. Lee H., Kraus K.W., Wolfner M.F., Lis J.T. DNA sequence requirements for generating paused polymerase at the start of hsp70 II Genes & development. 1992. V.6. P.284-295.

106. Lewis E.B., Knafels J.D., Mathog D.R., Celniker S.E. Sequence analysis of the cis-regulatory regions of the bithorax complex of Drosophila II Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1995. V.92. P.8403-8407.

107. Lilly M.A., de Cuevas M., Spradling A.C. Cyclin A associates with the fusome during germline cyst formation in the Drosophila ovary // Developmental biology. 2000. V.218. P.53-63.

108. Lilly M.A., Spradling A.C. The Drosophila endocycle is controlled by Cyclin E and lacks a checkpoint ensuring S-phase completion II Genes & development. 1996.1. V.10. Р.2514-2526.

109. Lin Н., Spradling A.C. Germline stem cell division and egg chamber development in transplanted Drosophila germaria // Developmental biology. 1993. V.159. P.140-152.

110. Lin H., Yue L., Spradling A.C. The Drosophila fusome, a germline-specific organelle, contains membrane skeletal proteins and functions in cyst formation // Development. 1994. V.120. P.947-956.

111. Lis J., Wu C. Promoter potentiation and activation: chromatin structure and transcriptional induction of heat shock genes // Chromatin Structure and Gene Expression. 1995. P.71-88.

112. Lopez-Schier H., St Johnston D. Delta signaling from the germ line controls the proliferation and differentiation of the somatic follicle cells during Drosophila oogenesis // Genes & development. 2001. V.15. P.1393-1405.

113. Lu Q., Wallrath L.L., Granok H., Elgin S.C. (CT)n (GA)n repeats and heat shock elements have distinct roles in chromatin structure and transcriptional activation of the Drosophila hsp26 gene // Molecular and cellular biology. 1993. V.13. P.2802-2814.

114. Lyko F., Paro R. Chromosomal elements conferring epigenetic inheritance // Bioessays. 1999. V.21. P.824-832.

115. Machesky L.M., Way M. Actin branches out // Nature. 1998. V.394. P.125-126.

116. Mahajan-Miklos S., Cooley L. The villin-like protein encoded by the Drosophila quail gene is required for actin bundle assembly during oogenesis // Cell. 1994. V.78. P.291-301.

117. Mahmoudi Т., Katsani K.R., Verrijzer C.P. GAGA can mediate enhancer function in trans by linking two separate DNA molecules // The EMBO journal. 2002. V.21. P. 1775-1781.

118. Mahowald A.P. Assembly of the Drosophila germ plasm // Int Rev Cytol. 2001. V. 203. P. 187-213.

119. Mahowald A.P., Strassheim J.M. Intercellular migration of centrioles in the germarium of Drosophila melanogaster. An electron microscopic study // The Journal of cell biology. 1970. V.45. P.306-320.

120. Maniatis Т., Sambrook J., Fritsch E.F. Molecular cloning (a laboratory manual) // Cold Spring Harbor Laboratory. 1989.

121. Margaritis L.H., Kafatos F.C., Petri W.H. The eggshell of Drosophila melanogaster.

122. Fine structure of the layers and regions of the wild-type eggshell // Journal of cell science. 1980. V.43. P. 1-35.

123. Margolis J., Spradling A. Identification and behavior of epithelial stem cells in the Drosophila ovary// Development. 1995. V.121. P.3797-3807.

124. Mata J., Curado S., Ephrussi A., Rorth P. Tribbles coordinates mitosis and morphogenesis in Drosophila by regulating string/CDC25 proteolysis // Cell. 2000. V.101. P.511-522.

125. Matova N. Cooley L. Comparative aspects of animal oogenesis II Developmental biology. 2001. V.231. P.291-320.

126. McCaffrey R., St Johnston D., Gonzalez-Reyes A. A novel mutant phenotype implicates dicephalic in cyst formation in the Drosophila ovary II Dev Dyn. 2006. V.235. P.908-917.

127. McKearin D. The Drosophila fusome, organelle biogenesis and germ cell differentiation: if you build it// Bioessays. 1997. V.19. P.147-152.

128. McKearin D., Ohlstein B. A role for the Drosophila bag-of-marbles protein in the differentiation of cystoblasts from germline stem cells // Development. 1995. V.121. P.2937-2947.

129. McNeil G.P., Smith F., Galioto R. The Drosophila RNA-binding protein Lark is required for the organization of the actin cytoskeleton and Hu-li tai shao localization during oogenesis // Genesis. 2004. V.40. P.90-100.

130. Middleton C.A., Nongthomba U., Parry K., Sweeney S.T., Sparrow J.C., Elliott C.J. Neuromuscular organization and aminergic modulation of contractions in the

131. Drosophila ovary // BMC biology. 2006. V.4. P17.

132. Miller A. The internal anatomy and histology of the image of Drosophila melanogaster II Biology of Drosophila. 1950. P. 420-534.

133. Mogilner A., Oster G. Cell motility driven by actin polymerization II Biophysical journal. 1996. V.71. P.3030-3045.

134. Moloney D.J., Panin V.M., Johnston S.H., Chen J.( Shao L., Wilson R., et al. Fringe is a glycosyltransferase that modifies Notch // Nature. 2000. V.406. P.369-375.

135. Montell D.J. Border-cell migration, the race is on // Nature reviews. 2003. V.4. P. 13-24.

136. Montell D.J., Rorth P., Spradling A.C. slow border cells, a locus required for a developmental^ regulated cell migration during oogenesis, encodes Drosophila C/EBP // Cell. 1992. V.71. P.51-62.

137. Morris J.Z., Hong A., Lilly M.A., Lehmann R. twin, a CCR4 homolog, regulates cyclin poly(A) tail length to permit Drosophila oogenesis // Development. 2005. V.132. P.1165-1174.

138. Neaves W.B. Intercellular bridges between follicle cells and oocyte in the lizard, Anolis carolinensis //The Anatomical record. 1971. V.170. P.285-301.

139. Orlando V., Jane E.P., Chinwalla V., Harte P.J., Paro R. Binding of trithorax and Polycomb proteins to the bithorax complex, dynamic changes during early Drosophila embryogenesis // The EMBO journal. 1998. V.17. P.5141-5150.

140. Patel N.H., Martin-Blanco E., Coleman K.G., Poole S.J., Ellis M.C., Kornberg T.B., et al. Expression of engrailed proteins in arthropods, annelids, and chordates // Cell. 1989. V.58. P.955-968.

141. Paterson J., O'Hare K. Structure and transcription of the singed locus of Drosophila melanogasterI/ Genetics. 1991. V.129. P.1073-1084.

142. Pepling M.E., de Cuevas M., Spradling A.C. Germline cysts: a conserved phase of germ cell development? //Trends in cell biology. 1999. V.9. P.257-262.

143. Pepling M.E., Spradling A.C. Female mouse germ cells form synchronously dividing cysts // Development. 1998. V.125. P.3323-3328.

144. Platero J.S., Csink A.K., Quintanilla A., Henikoff S. Changes in chromosomal localization of heterochromatin-binding proteins during the cell cycle in Drosophila II The Journal of cell biology. 1998. V.140. P. 1297-1306.

145. Poux S., Melfi R., Pirrotta V. Establishment of Polycomb silencing requires a transient interaction between PC and ESC // Genes & development. 2001. V.15. P.2509-2514.

146. Raff J.W., Kellum R., Alberts B. The Drosophila GAGA transcription factor is associated with specific regions of heterochromatin throughout the cell cycle // The EMBO journal. 1994. V.13. P.5977-5983.

147. Read D.( Nishigaki Т., Manley J.L. The Drosophila even-skipped promoter is transcribed in a stage-specific manner in vitro and contains multiple, overlapping factor-binding sites // Molecular and cellular biology. 1990. V.10. P.4334-4344.

148. Robertson H.M., Preston C.R., Phillis R.W., Johnson-Schlitz D.M., Benz W.K., Engels W.R. A stable genomic source of P element transposase in Drosophila meianogasterII Genetics. 1988. V.118. P.461-470.

149. Robinson D.N., Cant K., Cooley L. Morphogenesis of Drosophila ovarian ring canals // Development. 1994. V.120. P.2015-2025.

150. Robinson D.N., Cooley L. Stable intercellular bridges in development, the cytoskeleton lining the tunnel //Trends in cell biology. 1996. V.6. P.474-479.

151. Roth S., Neuman-Silberberg F.S., Barcelo G., Schupbach T. cornichon and the EGF receptor signaling process are necessary for both anterior-posterior and dorsal-ventral pattern formation in Drosophila II Cell. 1995. V.81. P.967-978.

152. Roulier E.M., Panzer S., Beckendorf S.K. The Tec29 tyrosine kinase is required during Drosophila embryogenesis and interacts with Src64 in ring canal development//Molecular cell. 1998. V.1. P.819-829.

153. Santos A.C., Lehmann R. Germ cell specification and migration in Drosophila and beyond // Curr Biol. 2004. V.14. P.R578-589.

154. Satterfield T.F., Jackson S.M., Pallanck L.J. A Drosophila homolog of the polyglutamine disease gene SCA2 is a dosage-sensitive regulator of actin filament formation // Genetics. 2002. V.162. P. 1687-1702.

155. Selman К., Robin A.W., Sarka A. et al. Stages of oocyte development in the zebrafish, Brachydanio rerio II Journal of Morphology. 1993. V.218. P. 203-224.

156. Silver D.L., Montell D.J. Paracrine signaling through the JAK/STAT pathway activates invasive behavior of ovarian epithelial cells in Drosophila II Cell. 2001. V.107. P.831-841.

157. Soeller W.C., Oh C.E., Kornberg T.B. Isolation of cDNAs encoding the Drosophila GAGA transcription factor // Molecular and cellular biology. 1993. V.13. P.7961-7970.

158. Soeller W.C., Poole S.J., Kornberg T. In vitro transcription of the Drosophila engrailed gene // Genes & development. 1988. V.2. P.68-81.

159. Sokol N.S., Cooley L. Drosophila filamin encoded by the cheerio locus is a component of ovarian ring canals II Curr Biol. 1999. V.9. P.1221-1230.

160. Song X., Xie T. Wingless signaling regulates the maintenance of ovarian somatic stem cells in Drosophila // Development. 2003. V.130. P.3259-3268.

161. Spradling A.C. Developmental genetics of oogenesis // The development of Drosophila melanogaster. Cold Spring Harbor Laboratory Press. 1993. P. 1-70.

162. Spradling A.C., de Cuevas M., Drummond-Barbosa D., Keyes L., Lilly M., et al. The Drosophila germarium: stem cells, germ line cysts, and oocytes // Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 1997. V.62. P.25-34.

163. Spradling A., Drummond-Barbosa D., Kai T. Stem cells find their niche // Nature. 2001. V.414. P.98-104.

164. Strutt H., Paro R. The polycomb group protein complex of Drosophila melanogaster has different compositions at different target genes // Molecular and cellular biology. 1997. V.17. P.6773-6783.

165. Swan A., Suter B. Role of Bicaudal-D in patterning the Drosophila egg chamber in mid-oogenesis // Development. 1996. V.122. P.3577-3586.

166. Theurkauf W.E., Alberts B.M., Jan Y.N., Jongens T.A. A central role for microtubules in the differentiation of Drosophila oocytes // Development. 1993. V.118. P.1169-1180.

167. Tilney L.G., Tilney M.S., Guild G.M. Formation of actin filament bundles in the ring canals of developing Drosophila follicles // The Journal of cell biology. 1996. V.133. P.61-74.

168. Tobin S.L., Cook P.J., Burn T.C. Transcripts of individual Drosophila actin genes are differentially distributed during embryogenesis // Developmental genetics. 1990. V.11. P.15-26.

169. Torres I.L., Lopez-Schier H., St Johnston D. A Notch/Delta-dependent relay mechanism establishes anterior-posterior polarity in Drosophila И Developmental cell. 2003. V.5. P.547-558.

170. Tsukiyama Т., Becker P.B., Wu C. ATP-dependent nucleosome disruption at a heat-shock promoter mediated by binding of GAGA transcription factor // Nature. 1994. V.367. P.525-532.

171. Tsukiyama Т., Daniel C., Tamkun J., Wu C. ISWI, a member of the SWI2/SNF2 ATPase family, encodes the 140 kDa subunit of the nucleosome remodeling factor //Cell. 1995. V.83. P.1021-1026.

172. Twombly V., Blackman R.K., Jin H., Graff J.M., Padgett R.W., Gelbart W.M. The TGF-beta signaling pathway is essential for Drosophila oogenesis // Development. 1996. V.122. P. 1555-1565.

173. Vaquero A., Espinas M.L., Azorin F., Bernues J. Functional mapping of the GAGA factor assigns its transcriptional activity to the C-terminal glutamine-rich domain // The Journal of biological chemistry. 2000. V.275. P. 19461-19468.

174. Verheyen E.M., Cooley L. Profilin mutations disrupt multiple actin-dependent processes during Drosophila development // Development. 1994. V.120. P.717-728.

175. Wagner C.R., Mahowald A.P., Miller K.G. One of the two cytoplasmic actin isoforms in Drosophila is essential // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2002. V.99. P.8037-8042.

176. Wang X., Bo J., Bridges Т., Dugan K.D., Pan T.C., Chodosh L.A., et al. Analysis of cell migration using whole-genome expression profiling of migratory cells in the Drosophila ovary // Developmental cell. 2006. V.10. P.483-495.

177. Weakley B.S. Light and electron microscopy of developing germ cells and follicle cells in the ovary of the golden hamster, twenty-four hours before birth to eight days post partum // Journal of anatomy. 1967. V.101. P.435-459.

178. Weber J.A., Taxman D.J., Lu Q., Gilmour D.S. Molecular architecture of the hsp70 promoter after deletion of the TATA box or the upstream regulation region // Molecular and cellular biology. 1997. V.17. P.3799-3808.

179. Wieschaus E., Szabad J. The development and function of the female germ line in Drosophila melanogaster. a cell lineage study // Developmental biology. 1979. V.68. P.29-46.

180. Wilkins R.C., Lis J.T. Dynamics of potentiation and activation: GAGA factor and its role in heat shock gene regulation // Nucleic acids research. 1997. V.25. P.3963-3968.

181. Wilkins R.C., Lis J.T. GAGA factor binding to DNA via a single trinucleotide sequence element// Nucleic acids research. 1998. V.26. P.2672-2678.

182. Williamson A., Lehmann R. Germ cell development in Drosophila //Annu Rev Cell Dev Biol. 1996. V. 12. P. 365-391.

183. Wu C., Tsukiyama Т., Gdula D., Georgel P., Martinez-Balbas M., Mizuguchi G., et al. ATP-dependent remodeling of chromatin // Cold Spring Harbor symposia on quantitative biology. 1998. V.63. P.525-534.

184. Wyllie A.H., Morris R.G., Smith A.L., Dunlop D. Chromatin cleavage in apoptosis. association with condensed chromatin morphology and dependence on macromolecular synthesis // The Journal of pathology. 1984. V.142. P.67-77.

185. Xie Т., Spradling A.C. decapentaplegic is essential for the maintenance and division of germline stem cells in the Drosophila ovary // Cell. 1998. V.94. P.251-260.

186. Xie Т., Spradling A.C. A niche maintaining germ line stem cells in the Drosophila ovary // Science. 2000. V.290. P.328-330.