Ацидофильные метанотрофные бактерии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.07, доктор биологических наук Дедыш, Светлана Николаевна

• Дедыш, Светлана Николаевна
• доктор биологических наук
• 2005

Оглавление диссертации доктор биологических наук Дедыш, Светлана Николаевна

Часть 1. ВВЕДЕНИЕ.

Актуальность проблемы.

Цель и задачи работы.

Научная новизна и значимость работы.

Практическая ценность.

Основные защищаемые положения диссертации.

Публикации.

Структура и объем.

Часть 2. МЕТАНОТРОФНЫЕ БАКТЕРИИ КАК УНИКАЛЬНАЯ ГРУППА ПРОКАРИОТНЫХ ОРГАНИЗМОВ И ИСТОРИЯ ПОИСКА

АЦИДОФИЛЬНЫХ МЕТАНОТРОФОВ.

Глава 1. Общая характеристика метанотрофных бактерий как уникальной метаболической группы прокариотных организмов.

Глава 2. Современное состояние таксономии метанотрофных бактерий.

Глава 3. Известные экофизиологические типы метанотрофных бактерий.

Глава 4. История поиска метанотрофных организмов, осуществляющих процессы окисления метана в кислых болотах Северного полушария.

2.4.1. Основные характеристики сфагновых болот как среды обитания микроорганизмов.

2.4.2. Изучение процессов окисления метана в кислых торфах.

2.4.3. Применение различных подходов для идентификации метанотрофных организмов кислых северных болот.

2.4.3.1. Культуральные методы.

2.4.3.2. Анализ жирных кислот, экстрагированных из природного образца.

2.4.3.3. Молекулярные методы.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ Часть 3. ЗАКОНОМЕРНОСТИ ПРОЦЕССОВ ОКИСЛЕНИЯ МЕТАНА В

КИСЛЫХ СФАГНОВЫХ БОЛОТАХ.

Глава 1. Объекты и методы исследования.

3.1.1. Характеристика мест отбора образцов.

3.1.2. Измерение активности окисления метана образцами торфа сфагновых болот.

3.1.3. Модельные эксперименты по выявлению оптимума процесса окисления метана в торфе.

Глава 2. Динамика потребления СН4 образцами сфагнового торфа и вклад абиотических процессов.

Глава 3. Активность потребления СН4 в северных болотах различных типов и ее распределение по профилю болота.

Глава 4. Кинетика окисления метана в сфагновом торфе в зависимости от различных экотопических факторов.

3.4.1. Влияние концентрации СН4.

3.4.2. Влияние кислотности среды (рН).

3.4.3. Влияние температуры.

3.4.4. Влияние концентрации солей.

Часть 4. АЦИДОФИЛЬНЫЕ МЕТАНОТРОФНЫЕ БАКТЕРИИ КАК ОСОБАЯ ФИЗИОЛОГИЧЕСКАЯ И ФИЛОГЕНЕТИЧЕСКАЯ ГРУППА ОРГАНИЗМОВ.

Глава 1. Материалы и методы исследования.

4.1.1. Выделение и исследование ацидофильных метанотрофных сообществ.

4.1.1.1. Образцы торфа, использованные для получения накопительных культур болотных метанотрофов.

4.1.1.2. Методика получения накопительных культур.

4.1.1.3. Культивирование метанотрофных сообществ и изучение их ростовых характеристик.

4.1.1.4. Аналитические методы.

4.1.1.5. Молекулярный анализ компонентного состава сообществ.

4.1.1.6. Сканирующая электронная микроскопия.

4.1.2. Изучение чистых культур ацидофильных метанотрофов.

4.1.2.1. Методика получения изолятов ацидофильных метанотрофов и их культивирование.

4.1.2.2. Контроль чистоты изолятов.

4.1.2.3. Методы исследования морфологических, физиологических и хемотаксономических характеристик культур.

4.1.2.4. Электронная микроскопия.

4.1.2.5. Энзимологические исследования.

4.1.2.6. Определение нуклеотидного состава ДНК и ДНК-ДНК гомологии.

4.1.2.7. Определение и сравнительный анализ нуклеотидных последовательностей филогенетических и функциональных генов.

4.1.2.8. Бактерии, использованные в качестве тест- культур.

Глава 2. Ацидофильные метанотрофные сообщества.

4.2.1. Новый подход к получению накопительных культур метанотрофных бактерий сфагновых болот.

4.2.2. Ростовые характеристики метанотрофных сообществ болот.

4.2.3. Идентификация метанотрофного компонента сообществ.

Глава 3. Ацидофильные метанотрофные бактерии и их свойства.

4.3.1. Морфологические и физиологические характеристики ацидофильных метанотрофов.

4.3.1.1. Род Methylocella.Ill

4.3.1.2. Род Methylocapsa.

4.3.2. Состав клеточных жирных кислот и фосфолипидов.

4.3.3. Метаболическая характеристика.

4.3.4. Филогенетическая принадлежность.

4.3.5. Функциональные гены ацидофильных метанотрофных бактерий.

4.3.4.1. Ген ртоА.

4.3.4.2. Ген ттоХ.

4.3.4.3. Ген mxaF.

4.3.4.4. Гены nifH и niJD.

4.3.6. Характеристики, дифференцирующие Methylocapsa и Methylocella.

Часть 5. МОЛЕКУЛЯРНАЯ ЭКОЛОГИЯ АЦИДОФИЛЬНЫХ

МЕТАНОТРОФНЫХ БАКТЕРИЙ.

Глава 1. Молекулярные методы исследования экологии метанотрофных бактерий и их применимость для детекции ацидофильных метанотрофов.

5.1.1. Молекулярные подходы, используемые для идентификации и определения численности метанотрофных бактерий в природных местообитаниях.

5.1.2. Применимость ранее разработанных молекулярных методов для детекции ацидофильных метанотрофов.

5.1.2.1. Методы, основанные на использовании ПЦР.

5.1.2.2. Метод FISH.

5.1.3. Свидетельства широкого распространения ацидофильных метанотрофных бактерий, полученные в молекулярных исследованиях других авторов.

Глава 2. Материалы и методы.

5.2.1. Разработка новых олигонуклеотидных зондов и проверка их специфичности.

5.2.2. Использование ранее разработанных олигонуклеотидных зондов.

5.2.3. Процедура фиксации образцов для последующего анализа методом FISH.

5.2.3.1. Фиксация культур бактерий.

5.2.3.2. Фиксация образцов торфа.

5.2.4. Процедура гибридизации фиксированных образцов с зондами.

5.2.5. Микроскопический анализ.

5.2.4. Детекция и учет клеток метанотрофов в нативных образцах.

Глава 3. Разработка молекулярных подходов для специфической детекции представителей ацидофильных метанотрофов и их применение для исследования популяций этих бактерий in situ.

5.3.1. Создание 16S рРНК-специфичных флуоресцентно-меченых олигонуклеотидных зондов для детекции ацидофильных метанотрофных бактерий.

5.3.1.1. Дизайн зондов.

5.3.1.2. Оптимизация условий гибридизации.

5.3.1.3. Апробация зондов на смешанных культурах метанотрофов и нативных образцах торфа.

5.3.2. Идентификация и определение популяционной численности метанотрофов, населяющих сфагновые болота бореальной зоны.

5.3.2.1. Оценка эффективности процедуры экстракции клеток из торфа.

5.3.2.2. Оптимизация процедуры учета клеток метанотрофов для получения статистически достоверных результатов.

5.3.2.3. Влияние формамида на результаты определения численности ацидофильных метанотрофов in situ.

5.3.2.4. Анализ состава популяций метанотрофных бактерий в сфагновом торфе.

5.3.2.5. Идентификация метанотрофных бактерий II типа, обнаруженных в кислых торфах, и выделение репрезентативной культуры этих организмов.

5.3.2.6. Состав популяций метанотрофов в сфагновых болотах бореальной зоны.

5.3.3. Распределение популяций метанотрофных бактерий по профилю болота бореальной зоны.

5.3.4. Компонентный состав и профильная структура метанокисляющего фильтра сфагнового болота зоны тундры.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Ацидофильные метанотрофные бактерии»

Актуальность проблемы. Метан является одним из наиболее активных парниковых газов, быстрые темпы накопления которого в атмосфере Земли (до 1% в год) (Cicerone, Oremland, 1988; IPCC, 2001) вызывают обоснованную тревогу мирового сообщества (Рамочная конвенция ООН об изменении климата, 1992). В глобальном бюджете атмосферного СН4 выделяют два крупнейших его источника - естественные болота и заболоченные земли, а также рисовники (Matthews, Fung, 1987; Aselmann, Crutzen, 1989; Hein et al., 1997). Значимость каждого из этих источников варьирует в различных географических регионах. Основные площади рисовников сосредоточены в юго-восточной Азии, низовые болота расположены по большей части в тропических регионах, тогда как северные широты (выше 60°N) заняты массивами верховых и мезотрофных болот. Вклад этих северных болот в бюджет атмосферного СН4 особенно значителен для России, стран Скандинавии, Канады и севера США (Matthews, Fung, 1987; Hein et al., 1997; Panikov, 1999; Заварзин, Васильева, 1999). Наиболее обширные массивы болот — 161 млн. га - расположены в России, причем большая их часть сосредоточена в Западной Сибири, где они составляют до 80% территории (Вомперский и др., 1999; Land resources of Russia, 2002). Полевые измерения величин эмиссии метана из западносибирских болот показали, что они достаточно высоки и варьируют от 0.5 до

40 мг СН4-С ч"1 м"2 (Паников и др. 19936,1995,1997; Гальченко и др. 2001), причем эмиссия метана из нейтральных низовых болот незначительна, а максимальные ее значения регистрируются в верховых и мезотрофных кислых сфагновых болотах.

Метан, поступающий из северных болот в атмосферу, имеет биогенное происхождение, о чем свидетельствует его легкий изотопный состав (Quay et al., 1988). Продукция биогенного метана обусловлена деятельностью двух специфических групп прокариотных организмов - метаногенных и метанотрофных бактерий (Заварзин, 1979,

1984), а эмиссия СН4 из болот в атмосферу есть результат дисбаланса в их функционировании. Однако природа как метаногенных, так и метанотрофных организмов, осуществляющих реакции цикла метана в сфагновых болотах, долгое время оставалась неизвестной. Причиной тому являлись специфические характеристики этих болот как среды обитания микроорганизмов, прежде всего, их высокая кислотность. Значения рН торфяной влаги в верховых сфагновых болотах лежат в диапазоне 3-4.5, а в мезотрофных болотах - в диапазоне 4-5.5. Помимо этого, для сфагновых болот характерны низкая буферность воды, низкое содержание минеральных солей (< 50 мг/л) и преобладание пониженных температур. Совокупность этих характеристик не позволяла соотнести процессы биогенного образования и потребления СН4 в этой экосистеме с каким-либо из ранее известных микроорганизмов цикла метана.

Определенный прогресс в исследовании закономерностей метаногенеза в сфагновых болотах и идентификации микроорганизмов - агентов этого процесса был достигнут лишь в последние годы (Nercessian et al., 1999; Horn et al., 2003; Galand et al., 2003; Sizova et al., 2003; Kotsyurbenko et al., 2004), однако чистые культуры ацидофильных метаногенов не описаны и поныне. Настоящая же работа была посвящена исследованию метанотрофных бактерий, слагающих «бактериальный газовый фильтр», который перехватывает образованный в анаэробных слоях сфагновых болот СН4 на его пути в атмосферу. Именно эффективность работы метанокисляющего микробного сообщества является тем естественным механизмом, который контролирует величину эмиссии метана из северных болот (Panikov et al., 2001). В противоположность достаточно хорошо изученным метанотрофным сообществам низовых болот (Намсараев, 1973) и рисовников (Henckel et al., 1999; Frenzel, 2000; Eller, Frenzel, 2001), представленных известными метанотрофами I и II типов, состав этих сообществ в сфагновых болотах долгое время оставался «белым пятном» в экологии метанотрофных бактерий. Актуальность обнаружения и исследования этих организмов была продиктована самой глобальностью распространения кислых торфяных болот, являющихся доминирующими наземными экосистемами бореальной зоны Северного полушария и одним из наиболее характерных для России ландшафтов.

Цель и задачи работы. Целью настоящего исследования явилось выявление и изучение метанотрофных бактерий, слагающих метанокисляющий фильтр северных кислых ультрапресных болот и снижающих эмиссию парникового газа СН4 в атмосферу.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать закономерности процессов окисления СЕЦ образцами кислых торфов для выявления физиологического оптимума населяющих их метанотрофных бактерий.

2. Разработать адекватные культуральные подходы для выделения ацидофильных метанотрофных микробных сообществ и изучить их состав.

3. Выделить чистые культуры ацидофильных метанотрофных бактерий из сфагновых болот различного географического расположения, исследовать особенности их биологии и установить их филогенетическую принадлежность и таксономический статус.

4. Осуществить сравнительный анализ аминокислотных последовательностей ключевых ферментов ацидофильных метанотрофов - растворимой и мембранной ММО, метанолдегидрогеназы и нитрогеназы - с таковыми у ранее известных метанотрофов.

5. Разработать молекулярные подходы, позволяющие идентифицировать и определять численность ацидофильных метанотрофных бактерий в природных средах.

6. Определить состав и численность популяций метанотрофных бактерий, слагающих метанотрофный фильтр сфагновых болот различного географического расположения, и оценить вертикальную структуру этого фильтра.

Научная новизна и значимость работы. Установлена природа микробного блока, осуществляющего естественный контроль над эмиссией метана из северных болот, и выявлены микроорганизмы - агенты процессов окисления метана в кислых, холодных и ультрапресных природных экосистемах.

Описана неизвестная ранее группа ацидофильных метанотрофных бактерий, составляющих филогенетически обособленную ветвь метанотрофных организмов в пределах класса Alphaproteobacteria. Установлен и узаконен таксономический статус представителей этой группы - двух новых родов, Methylocella и Methylocapsa, и четырех новых видов метанотрофных бактерий, Methylocella palustris, Methylocella silvestris, Methylocella tundrae и Methylocapsa acidiphila. Типовые штаммы этих новых бактерий депозитированы в международных коллекциях микроорганизмов — АТСС, DSMZ и NCIMB.

Исследования ацидофильных МБ позволили существенно расширить знания о биологии метанотрофных бактерий, в частности, их физиологии, ультраструктуре клеток, хемотаксономических и генотипических характеристиках.

Впервые для количественных исследований популяций метанотрофов в природном местообитании применен метод in situ гибридизации с 16S рРНК-специфичными флуоресцентно-мечеными олигонуклеотидными зондами (метод FISH). Идентифицированы основные микробные популяции, слагающие метанокисляющий фильтр сфагновых болот, а также определена их популяционная численность в болотах бореальной зоны и зоны тундры.

Практическая ценность. Разработаны концептуально-новые приемы выделения микроорганизмов из ультрапресных местообитаний, позволившие изолировать представителей функционально важной, но некультивируемой ранее группы ацидофильных метанотрофных бактерий.

Создана база данных нуклеотидных последовательностей 16S рДНК, а также ртоА, ттоХ,, mxaF, nifH и nifD генов ацидофильных метанотрофных бактерий, которая может быть использована для разработки молекулярных методов детекции этих микроорганизмов, основанных на использовании ПЦР или микрочипов.

Разработан и апробирован наиболее полный из существующих на сегодняшний день набор 16S рРНК-специфичных флуоресцентно-меченых олигонуклеотидных зондов для дифференцированной детекции метанотрофных бактерий. Он включает зонды различного уровня специфичности: от видо-специфичных зондов для ацидофильных метанотрофов Methylocella palustris, Methylocella silvestris, Methylocella tundrae и Methylocapsa acidiphila, до родо- и группо-специфичных зондов для известных ранее МБ I и II типов. Разработана также модификация метода FISH для анализа образцов торфа, применимая для оценки популяционной плотности не только метанотрофных, но и любых других групп бактерий.

Получена коллекция изолятов ацидофильных МБ, обладающих растворимой формой ММО и, в силу этого, имеющих хороший потенциал для применения в биотехнологии очистки кислых природных сред от загрязнения.

Основные защищаемые положения диссертации.

1. Окисление метана в сфагновых болотах осуществляется неизвестной ранее, специализированной группой ацидофильных метанотрофных бактерий, хорошо адаптированных к росту в кислых, холодных и ультрапресных условиях.

2. Ацидофильные МБ представляют филогенетически обособленную группу бактерий в пределах класса Alphaproteobacteria, которая находится лишь в отдаленном родстве с представителями ранее известных метанотрофов II типа.

3. Культуральные подходы и молекулярные методы детекции, разработанные ранее для нейтрофильных метанотрофов, не могут быть использованы или имеют лишь ограниченное применение для исследования ацидофильных МБ. Единственным строго количественным из доступных на настоящий момент методов исследования популяционной экологии ацидофильных МБ является метод in situ гибридизации с 16S рРНК-специфичными флуоресцентно-мечеными зондами. 4. Ареал распространения ацидофильных МБ довольно широк и включает сфагновые болота бореальной и тундровой зон, а также кислые лесные почвы бореальной зоны

Публикации. Материалы диссертации содержатся в 30 печатных работах: 17 экспериментальных статьях, 2 обзорах и 11 тезисах.

Структура и объем. Работа изложена на 235 страницах и содержит 49 рисунков и 20 таблиц. Список цитируемой литературы включает 294 наименования, из них 54 - на русском, 2 - на немецком и 238 — на английском языках.

Часть 2. МЕТАНОТРОФНЫЕ БАКТЕРИИ КАК УНИКАЛЬНАЯ ГРУППА ПРОКАРИОТНЫХ ОРГАНИЗМОВ И ИСТОРИЯ ПОИСКА АЦИДОФИЛЬНЫХ МЕТАНОТРОФОВ

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Дедыш, Светлана Николаевна

выводы

1. Установлено, что естественный контроль над эмиссией метана из северных сфагновых болот осуществляется неизвестной ранее, специализированной группой ацидофильных метанотрофных бактерий, хорошо адаптированных к росту в кислых, холодных и ультрапресных условиях.

2. Ацидофильные метанотрофные бактерии pp. Methylocella и Methylocapsa составляют филогенетически обособленную группу организмов в пределах класса Alphaproteobacteria, находящихся лишь в отдаленном родстве с ранее известными метанотрофами II типа. Впервые показано, что метанотрофные бактерии, использующие сериновый путь ассимиляции формальдегида, не являются монофилетичной группой, а представляют две различные эволюционные группы бактерий - группу Methylosinus -Methylocystis и группу Methylocella - Methylocapsa. Гены, кодирующие ММО этих двух групп метанотрофов также принадлежат к различным эволюционным линиям ртоА и ттоХ генов, соответственно.

3. Для культивирования ацидофильных метанотрофных бактерий или определения их популяционной численности в природных средах непригодны подходы, разработанные ранее для нейтрофильных метанотрофов. Наиболее точным количественным методом исследования экологии ацидофильных метанотрофных бактерий является метод in situ гибридизации с 16S рРНК-специфичными олигонуклеотидными флуоресцентно-мечеными зондами, разработанными для каждого из описанных в настоящей работе микроорганизмов.

4. Метанотрофные бактерии являются численно значимым компонентом микробного сообщества северных болот, составляя до 11% численности эубактерий. Состав организмов, слагающих метанокисляющий фильтр сфагновых болот бореальной зоны универсален, и включает, в основном, популяции ацидофильных метанотрофов II типа - Methylocella palustris, Methylocapsa acidiphila и Methylocystis spp. В сфагновых болотах зоны тундры состав метанокисляющего сообщества более разнообразен и включает представителей не только II, но и I типа метанотрофов. Помимо ацидофильных метанотрофов Methylocella palustris и Methylocella tundrae, важным компонентом метанокисляющего сообщества в тундре являются психрофильные метанотрофные бактерии I типа.

5. Ацидофильные метанотрофные бактерии широко распространены в кислых наземных экосистемах Северного полушария, в том числе в сфагновых болотах бореальной зоны и зоны тундры, а также в кислых лесных почвах, и играют важную роль в процессах микробной трансформации метана в этих экосистемах.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Настоящие исследования доказывают, что метанотрофные бактерии являются численно- и функционально-значимым компонентом микробного сообщества северных сфагновых болот. Экологическая функция этого компонента состоит в окислении метана, образующегося в анаэробных слоях болотного профиля, и снижении его эмиссии в атмосферу. Процесс этот осуществляет неизвестная ранее, специализированная группа метанотрофных бактерий, адекватно адаптированных к росту в кислых, холодных и ультрапресных условиях, характерных для сфагновых болот Северного полушария. Выделение этих организмов стало возможным лишь благодаря принципиальной модификации сред и условий, традиционно используемых для культивирования метанотрофных бактерий. В результате применения нового подхода, из кислых сфагновых болот бореальной зоны и зоны тундры, а также кислых лесных почв впервые изолированы культуры ацидофильных метанотрофных бактерий. Они описаны как два новых рода и четыре новых вида метанотрофов - Methylocella palustris, Methylocella tundrae, Methylocella silvestris и Methylocapsa acidiphila.

Ацидофильные метанотрофы составляют филогенетически обособленную группу метанотрофных организмов в пределах класса Alpharoteobacteria, находящихся лишь в отдаленном родстве с ранее известными метанотрофными бактериями II типа, pp. Methylosinus и Methylocystis, что подтверждает и анализ генов, кодирующих ММО этих двух групп метанотрофов. Как ни парадоксально, ацидофильные метанотрофы Methylocella и Methylocapsa образуют общую эволюционную группу с ацидофильными органотрофными азотфиксирующими бактериями p. Beijerinckia и ацидофильными фототрофными бактериями p. Rhodoblastus, являющимися типичными обитателями кислых почв и болот.

Ацидофильные метанотрофные бактерии широко распространены в кислых наземных экосистемах Северного полушария. Это удалось установить путем применения метода in situ-гибридизации с 16S рРНК-специфичными флуоресцентно-мечеными олигонуклеотидными зондами. Несмотря на многолетнюю историю применения метода FISH в молекулярно-экологических исследованиях, приоритет его использования для количественных исследований метанотрофных бактерий в природном местообитании принадлежит данной работе. Применение этого метода позволило впервые идентифицировать основные популяции — компоненты метанокисляющего сообщества ультрапресных сфагновых болот бореальной зоны и зоны тундры. Как было установлено, состав сообществ метанотрофов в географически удаленных болотах бореальной зоны сходен и включает, в основном, популяции ацидофильных метанотрофов II типа - Methylocella palustris, Methylocapsa acidiphila и Methylocystis spp. Численность клеток метанотрофов I типа в образцах торфа болот бореальной зоны не превышает 1% общей численности метанотрофных бактерий, что, по-видимому, обусловлено неспособностью представителей метанотрофов I типа к росту при низких значениях рН. Таким образом, основным фактором, определяющим состав метанотрофных сообществ сфагновых болот бореальной зоны, является высокая кислотность среды (рН 3.5-4.5), характерная для этих экосистем. В сфагновых болотах зоны тундры, где кислотность среды ниже (рН 5.0-5.5), определяющим фактором становится способность организмов развиваться при низких температурах. Поэтому, помимо ацидофильных метанотрофов Methylocella palustris и Methylocella tundrae, численно значимым компонентом метанокисляющего сообщества в тундре являются психрофильные метанотрофы I типа.

Исследования ацидофильных метанотрофов позволили существенно расширить знания о биологии, экологии и эволюционной истории метанотрофных бактерий, а также значительно пополнить арсенал культуральных приемов и молекулярных методов, используемых в изучении этой группы микроорганизмов.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Дедыш, Светлана Николаевна, 2005 год

1. Андреев J1.B., Гальченко В.Ф. Жирнокнелотный состав и идентификация метанотрофных бактерий// Доклады АН СССР. 1978. Т. 239. С. 1465-1468.

2. Берестовская Ю.Ю., Васильева Л.В., Честных О.В., Заварзин Г.А. Метанотрофы психрофильных микробных сообществ арктической тундры России// Микробиология. 2002. Т. 71. С. 538-544.

3. Булыгина Е.С., Кузнецов Б.Б., Марусина А.И., Турова Т.П., Кравченко И.К., Быкова С.А., Колганова Т.В., Гальченко В.Ф. Изучение нуклеотидных последовательностей nifH генов у представителей метанотрофных бактерий// Микробиология. 2002. Т. 71. №4. С. 1-9.

4. Буторова И.А. Микробное сообщество на природном газе и возможности его регуляции. Автореф. дисс. канд. биол. наук. Л., 1991. 20 с.

5. Васильева Л.В., Берестовская Ю.Ю., Заварзин Г.А. Психрофильные ацидофильные метанотрофы из сфагнетты зоны вечной мерзлоты// Доклады Академии Наук. 1999. T.368.N 1.С. 125-128.

6. Вомперский С.Э., Цыганова О.П., Ковалев А.Г., Глухова Т.В., Валяева Н.А. Заболоченность территории России как фактор связывания атмосферного углерода // Круговорот углерода на территории России. М.: Изд-во Моск. Правительства, 1999. С. 124-145.

7. Гальченко В.Ф., Шишкина В.Н., Сузина Н.Е., Троценко Ю.А. Выделение и свойства новых штаммов облигатных метанотрофов// Микробиология. 1977. Т. 46. Вып. 5. С. 890-897.

8. Гальченко В.Ф. Сульфатредукция, метанобразование и метанокисление в различных водоемах оазиса Бангер Хиллс, Антарктида// Микробиология. 1994. Т. 63. Вып. 4. С. 683-698.

9. Гальченко В.Ф. Метанотрофные бактерии водных экосистем. Диссертация на соискание ученой степени доктора биол. наук. 1989. М., ИНМИ АН, 381 с.

10. Гальченко В.Ф. Бактериальный цикл метана в морских экосистемах// Природа. 1995. №6. С. 35-48.

11. Гальченко В.Ф. Метанотрофные бактерии. М.: ГЕОС, 2001. 500с.

12. Гальченко В.Ф., Абрамочкина Ф.Н., Безрукова JI.B., Соколова Е.Н., Иванов М.В. Видовой состав аэробной метанотрофной микрофлоры Черного моря// Микробиология. 1988. Т. 57. Вып. 2. С. 305-310.

13. Гальченко В.Ф., Андреев J1.B., Троценко Ю.А. Таксономия и идентификация облигатных метанотрофных бактерий. Пущино: ОНТИ НЦБИ АН СССР, 1986. 96 с.

14. Гальченко В.Ф., Дулов J1.E., Крамер Б., Конова Н.И., Барышева С.В. Биогеохимические процессы цикла метана в почвах, болотах и озерах Западной Сибири//Микробиология. 2001. Т. 70. № 2. С. 215-225.

15. Гвоздев Р.И., Акентьева Н.П. Современные представления о структуре и функции метанмонооксигеназы// Биохимия и физиология метилотрофов. Сб. научн. трудов. ОНТИ НЦБИ АН СССР, Пущино. 1987. С. 33-50.

16. Дедыш С.Н., Паников Н.С. Влияние концентрации метана на скорость его бактериального окисления в сфагновом торфе// Микробиология. 1997а. Т.66. № 4. С. 563-568.

17. Дедыш С.Н. Метанотрофные бактерии кислых сфагновых болот// Микробиология. 2002. Т. 71. № 6. С.1-14.

18. Добровольская Т.Г., Полянская Л.М., Головченко А.В., Смагина М.В., Звягинцев Д.Г. Микробный пул в торфяных почвах// Почвоведение. 1991. N 7. С. 69-76.

19. Заварзин Г.А. (ред.) Роль микроорганизмов в круговороте газов в природе. М.: Наука. 1979. 285с.

20. Заварзин Г.А. Бактерии и состав атмосферы. М.: Наука. 1984. 192с.

21. Заварзин Г.А. Эпиконтинентальные содовые водоемы как предполагаемые реликтовые биотопы формирования наземной биоты// Микробиология. 1993. Т. 62. № 5. С. 789-800.

22. Заварзин Г.А. Психрофильный цикл ЗенгенаУ/ Экол. химия. 1995. Т.4 (1). С.З.

23. Заварзин Г.А., Васильева JI.B. Цикл метана на территории России// Круговорот углерода на территории России. М.: Изд-во Моск. Правительства, 1999. С. 202-230.

24. Заварзин Г.А., Жилина Т.Н., Кевбрин В.В. Алкалофильное микробное сообщество и его функциональное разнообразие// Микробиология. 1999. Т. 68. № 5. С. 579-599.

25. Звягинцев Д.Г., Добровольская Т.Г., Головченко А.В., Зенова Г.М., Смагина М.В. Структура сапротрофного комплекса микроорганизмов в торфяниках// Микробиология. 1991. Т. 60. Вып. 6. С. 155-164.

26. Иванов М.В., Нестеров А.И., Намсараев Б.Б., Гальченко В.Ф., Назаренко А.В. Распространение и геохимическая деятельность метанотрофных бактерий в водах угольных шахт//Микробиология. 1978. Т. 47. С. 489-494.

27. Калюжная М.Г., Хмеленина В.Н., Старостина Н.Г., Баранова С.В., Сузина Н.Е., Троценко Ю.А. Новый умеренно галофильный метанотроф рода Methylobacterll Микробиология. 1998. Т. 67. Вып. 4. С. 532-539.

28. Калюжная М.Г., Хмеленина В.Н., Сузина Н.Е., Лысенко A.M., Троценко Ю.А. Новые метанотрофные изоляты из щелочных озер Южного Забайкалья// Микробиология. 1999. Т. 68. Вып. 5. С. 689-697.

29. Кевбрина М.В., Охапкина А.А., Ахлынин Д.С., Кравченко И.К., Ножевникова А.Н., Гальченко В.Ф. Рост мезофильных метанотрофов при низких температурах// Микробиология. 2001. Т. 70. Вып. 4. С. 444-451.

30. Лысенко A.M., Гальченко В.Ф., Черных Н.А. Таксономическое изучение облигатных метанотрофных бактерий методом ДНК-ДНК гибридизации// Микробиология. 1988. Т. 57. Вып. 5. С. 816-822.

31. Малашенко Ю.Н., Романовская В.А., Богаченко В.Н., Швед А.Д. Термофильные и термотолерантные бактерии, ассимилирующие метан// Микробиология. 1975. Т. 44. Вып. 5. С. 855-862.

32. Малашенко Ю.Н., Романовская В.А., Троценко Ю.А. Метанокисляющие микроорганизмы/Под ред. ЗаварзинаГ.А. М.: Наука, 1978. 197 с.

33. Малашенко Ю.Р., Хайер Ю., Будкова Е.Н., Исагулова Ю., Бергер У., Криштаб Т.П., Чернышенко Д.В., Романовская В. А. Метанокисляющая микрофлора в пресных и соленых водоемах// Микробиология. 1987. Т. 56. Вып. 1. С. 134-139.

34. Малашенко Ю.Р., Хайер Ю., Романовская В.А., Бергер У., Будкова Е.Н., Шатохина Э.С. Синтез и окисление метана бактериями в гипергалинных озерах// Микробиол. журнал. 1995. Т. 57. № з. с. 24-28.

35. Намсараев Б.Б. Взаимоотношения микроорганизмов при окислении метана. 1973. Дисс. канд. биол. наук. М. 131 с.

36. Намсараев Б.Б., Жилина Т.Н., Кулырова А.В., Горленко В.М. Бактериальное образование метана в содовых озерах Юго-Восточного Забайкалья// Микробиология. 1999. Т. 68. № 5. С. 671-676.

37. Омельченко М.В., Савельева Н.Д., Васильева JI.B., Заварзин Г.А. Психрофильное метанотрофное сообщество из почвы тундры// Микробиология. 1992. Т.61. Вып.6. С. 1072-1077.

38. Омельченко М.В., Васильева JI.B., Хмеленина В.Н., Троценко Ю.А. Пути первичного и промежуточного метаболизма у психрофильного метанотрофа// Микробиология. 1993. Т. 62. С. 849-854.

39. Омельченко М.В., Васильева JI.B., Заварзин Г.А., Савельева Н.Д., Лысенко A.M., Митюшина JI.JI., Хмеленина В.Н., Троценко Ю.А. Новый психрофильный метанотроф рода Methylobacter!I Микробиология. 1996. Т. 65. Вып. 3. Р. 384-389.

40. Паников Н.С. Кинетика роста микроорганизмов. М.: Наука. 1992. 311 с.

41. Паников Н.С., Палеева М.В., Куличевская И.С., Глаголев М.В. Вклад бактерий и грибов в эмиссию СО2 из почвы//Дыхание почвы. Сб. научн. трудов. Пущино, 1993а. С. 33-51.

42. Паников Н.С., Титлянова А.А., Палеева М.В., Семенов A.M., Миронычева-Токарева Н.П., Макаров В.И., Дубинин Е.В., Ефремов С.П. Эмиссия метана из болот юга Западной Сибири// Доклады Академии Наук. 19936. Т. 330 (3). С. 388-390.

43. Паников Н.С., Сизова М.В., Зеленев В.В., Махов Г.А., Наумов А.В., Гаджиев И.М. Эмиссия СН4 и СО2 из болот юга Западной Сибири: пространственное и временное варьирование потоков// Ж. Экол. Химии. 1995. Т.4. С. 13-24.

44. Романовская В.А., Малашенко Ю.Р., Богаченко В.Н. Уточненные диагнозы родов и видов метаниспользующих бактерий//Микробиология. 1978. Т. 47. Вып. 1. С. 120129.

45. Романовская В.Н. Новый род Methylovarius gen. nov. // Микробиология. Т. 53. Вып. 5. С. 777-784.

46. Слободкин А.И., Заварзин Г.А. Образование метана в галофильных цианобактериальных матах лагун озера Сиваш// Микробиология. 1992. Т. 61. № 2. С. 294-299.

47. Слободкин А.И., Паников Н.С., Заварзин Г.А. Образование и потребление метана микроорганизмами в болотах тундры и средней тайги// Микробиология. 1992. Т. 61. Вып. 4. С. 683-691.

48. Старостина Н.Г., Кощаев А.Г., Ратнер Е.Н., Циоменко А.Б. Характеристика гидрофобности клеточной поверхности метанотрофных бактерий по ихспособности к адгезии на углеводородах// Микробиология. 1997. Т.66. № 2. С.185-191.

49. Сузина Н.Е., Четина Е.В., Троценко Ю.А., Фихте Б.А. Влияние условий культивирования на организацию мембранного аппарата и поверхностных трубчатых структур клеток Methylocystis echinoides!7 Микробиология. 1985. Т. 54. Вып. 2. С. 214-221.

50. Сузина Н.Е., Фихте Б.А. Ультраструктурная организация метанотрофных бактерий. Пущино, ОНТИ НЦБИ АН СССР. 1986. 115с.

51. Троценко Ю.А., Хмеленина В.Н. Особенности биологии и осмоадаптации галоалкалофильных метанотрофов// Микробиология. 2002. Т. 71. № 2. С. 1-11.

52. Хмеленина В.Н., Старостина Н.Г., Цветкова М.Г., Соколов А.П., Сузина Н.Е., Троценко Ю.А. Метанотрофные бактерии соленых водоемов Украины и Тувы// Микробиология. 1996. Т. 65. № 5. С. 696-703.

53. Хмеленина В.Н., Ешинимаев Б.Ц., Калюжная М.Г., Троценко Ю.А. Потенциальная активность окисления метана и аммония метанотрофными сообществами содовых озер Южного ЗабайкальяII Микробиология. 2000. Т. 69. № 4. С. 553-558.

54. Adamsen A.P.S., King G.M. Methane consumption in temperate and subarctic forest soils: rates, vertical zonation and responses to water and nitrogen// Appl. Environ. Microbiol. 1993. V. 59. P. 485-490.

55. Amann R.I., Krumholz L., Stahl D.A. Fluorescent-oligonucleotide probing of whole cells for determinative, phylogenetic, and environmental studies in microbiology// J. Bacteriol. 1990. V. 172. P. 762-770.

56. Amann R.I., Ludwig W., Schleifer K.-H. Phylogenetic identification and in situ detection of individual microbial cells without cultivation// Microbiol. Rev. 1995. V. 59. P. 143169.

57. Amann R., Ludwig W. Ribosomal RNA-targeted nucleic acid probes for studies in microbial ecology// FEMS Microbiol. Reviews. 2000. V. 24. P. 555-565.

58. Amann R., Snaidr J., Wagner M., Ludwig W., Schleifer K.-H. In situ visualization of high genetic diversity in a natural microbial community// J. Bacteriol. 1996. V. 178. P. 34963500.

59. Anthony C. Biochemistry of Methylotrophs. Academic Press, London. 1982.

60. Anthony C. Bacterial oxidation of methane and methanol// Adv. Microb. Physiol. 1986. V. 27. P. 113-210.

61. Approved Lists of Bacterial Names. Skerman V.B.D., McGowan V., Sneath P.H.A. (ed.)// Int. J. Syst. Bacteriol. 1980. V. 30. P. 225-420.

62. Aselmann I., Crutzen P.J. Global distribution of natural freshwater wetlands and rice paddies, their net primary productivity, seasonality and possible methane emissions// J. Atmos. Chemistry. 1989. V. 8. P. 307-358.

63. Auman A.J., Stolyar S., Costello A.M., Lidstrom M.E. Molecular characterization of methanotrophic isolates from freshwater lake sediment// Appl. Environ. Microbiol. 2000. V.66. P. 5259-5266.

64. Becking J.H. The genus Beijerinckia. In The Prokaryotes, 3rd edn. Edited by M. Dworkin et al. New York: Springer-Verlag. 1999. http://link.springer-ny.com/link/service/books/10125.

65. Bedard C., Knowles R. Physiology, biochemistry and specific inhibitors of CH4, NHV" and CO2 oxidation by methylotrophs and nitrifiers// Microbiol. Rev. 1989. V.53. N 1. P. 68-84.

66. Bender M., Conrad R. Kinetics of CH4 oxidation in oxic soils exposed to ambient air or high CH4 mixing ratios// FEMS Microbiol. Ecol. 1992. V. 101. N 4. P. 261-276.

67. Best D.J., Higgins I.J. Methane-oxidizing activity and membrane morphology in a methanol-grown obligate methanotroph, Methylosinus trichosporium OB3b// J. Gen. Microbiol. 1981. V. 125. P. 73-84.

68. Bodrossy L., Kovacs K.L., McDonald I.R., Murrell J.C. A novel thermophilic methane-oxidizing y-Proteobacterium// FEMS Microbiol. Lett. 1999. V. 170. P. 335-341.

69. Bodrossy L., Stralis-Pavese N., Murrell C.J., Radajewski S., Weiharter A., Sessitsch A. Development and validation of a diagnostic microbial microarray for methanotrophs// Environ. Microbiol. 2003. V. 5(7). P. 566-582.

70. Bourne D.G., Holmes A.J., Iversen N., Murrell J.C. Fluorescent oligonucleotide rDNA probes for specific detection of methane oxidizing bacteria// FEMS Microbiol. Ecol. 2000. V. 31. P. 29-38.

71. Bowman J.P., Sly L.I., Cox J.M., Hayward A.C. Methylomonas fodinarum sp. nov. and Methylomonas aurantiaca sp. nov.: two closely related type I obligate methanotrophs// Syst. Appl. Microbiol. 1990. V. 13. P. 278-286.

72. Bowman J.P., Skerratt J.H., Nichols P.D., and Sly L.I. Phospholipid fatty acid and lipopolysaccharide fatty acid signature lipids in methane-utilizing bacteria// FEMS Microbiol. Ecol. 1991. V.85. P. 15-22.

73. Bowman J.P., Sly L.I., Stackebrandt E. The phylogenetic position of the family Methylococcaceaell 1995. Int. J. Syst. Bacterid. V. 45. P. 182-185.

74. Bowman J.P., McCammon S.A., & Skerratt J.H. Methylosphaera hansonii gen. nov., sp. nov., a psychrophilic, group I methanotroph from Antarctic marine-salinity, meromictic lakes//Microbiology. 1997. V. 143. P. 1451-1459.

75. Brantner C.A., Buchholz L.A., McSwain C.L., Newcomb L.L., Remsen C.C., Collins M.L.P. Intracytoplasmic membrane formation in Methylomicrobium album BG8 is stimulated by copper in the growth medium// Can. J. Microbiol. 1997. V. 43. P. 672-676.

76. Brantner C.A., Remsen C.C., Owen H.A., Buchholz L.A., Collins M.L.P. Intracellular localization of particulate methane monooxygenase and methanol dehydrogenase in Methylomicrobium album BG8//Arch. Microbiol. 2002. V. 178. P. 59-64.

77. Brown L.R., Strawinski R.J., McCleskey C.S. The isolation and characterization of Methanomonas methano-oxidans Brown and Stravinski// Can. J. Microbiol. 1964. V. 10. P. 791-799.

78. Brusseau G.A., Tsien H.-C., Hanson R.S., Wackett L.P. Optimization of trichloroethylene oxidation by methanotrophs and the use of a colorimetric assay to detect soluble methane monooxygenase activity//Biodegradation. 1990. V. l.P. 19-29.

79. Bull I.D., Parekh N.R., Hall G.H., Ineson P., Evershed R.P. Detection and classification of atmospheric methane oxidizing bacteria in soil//Nature. 2000. V. 405. P. 175-178.

80. Biirgmann H., Widmer F., von Sigler W., Zeyer J. New molecular screening tools for the analysis of free-living diazotrophs in soil// Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70. P. 240247.

81. Burrows К. J., Cornish A., Scott D., Higgins I.J. Substrate specificities of the soluble and particulate methane mono-oxygenases of Methylosinus trichosporium ОВЗЬ// J. Gen. Microbiol. 1984. V. 130. P. 3327-3333.

82. Cardy D.L.N., Laidler V., Salmond G.P.C., Murrell J.C. Molecular analysis of the methane monooxygenase (MMO) gene cluster of Methylosinus trichosporium ОВЗЬ// Mol. Microbiol. 1991. V. 5. P. 335-342.

83. Cicerone R., Oremland R. Biogeochemical aspects of atmospheric methane// Global Biogeochem. Cycles. 1988. V.2 (4). P.299-327.

84. Colby J., Stirling D.I., Dalton H. The soluble methane mono-oxygenase of Methylococcus capsulatus (Bath). Its ability to oxygenate и-alkanes, и-alkenes, ethers, and alicyclic, aromatic and heterocyclic compounds// Biochem. J. 1977. V. 165. P. 395-402.

85. Colby J., Dalton H. Resolution of the methane monooxygenase of Methylococcus capsulatus (Bath) into three components: purification and properties of component С, a flavoprotein// Biochem. J. 1978. V. 171. P. 461-468.

86. Conrad R., Frenzel P., Cohen Y. Methane emission from hypersaline microbial mats: lack of aerobic methane oxidation activity// FEMS Microbiol. Ecol. 1995. V. 16. P. 297-306.

87. Conrad R. Soil microorganisms as controllers of atmospheric trace gases (H2, CO, CH4, OCS, N2, and NO). Microbiol. Rev. 1996. V. 60. P. 609-640.

88. Conti S.F., HirschP. Biology of budding bacteria. III. Fine structure of Rhodomicrobium and Hyphomicrobium spp.// J. Bacteriol. 1965. V. 89. P. 503-512.

89. Costello A., Lidstrom M.E. Molecular characterization of functional and phylogenetic genes from natural populations of methanotrophs in lake sediments// Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. P. 5066-5074.

90. Crill P.M., Martikainen P J., Nykanen H., Silvola J. Temperature and N fertilization effects on methane oxidation in a drained peatland soil// Soil Biol. Biochem. 1994. V.26. N10. P. 1331-1339.

91. Dalton H. Structure and mechanism of action of the enzymes involved in methane oxidation// In: Applications of enzyme biotechnology. J.W. Kelley (ed.), 1991, Plenum Press, New York. P. 55-68.

92. Dalton H. Methane oxidation by methanotrophs: physiological and mechanistic implications// In: Methane and methanol utilizers. J.C. Murrell and H.Dalton (ed.), 1992. Plenum Press, New York. P.85-114.

93. Dalton H., Leak D.J. Methane oxidation by microorganisms// In: Microbial gas metabolism. S.R.K. Poole, C.S. Dow (ed.), 1985. Academic Press Ltd., London. P. 173200.

94. Davies S.L., Whittenbury R. Fine structure of methane and other hydrocarbon-utilizing bacteria// J. Gen. Microbiol. 1970. V. 61. P. 227-232.

95. Davis J.B., Coty V.F., Stanley J.P. Atmospheric nitrogen fixation by methane-oxidizing bacteria Ps. methanitrificansll J. Bacteriol. 1964. V. 83. P. 468-472.

96. Dedysh S.N., Panikov N.S., Tiedje J.M. Acidophilic methanotrophic communities from Sphagnum peat bogs// Appl. Environ. Microbiol. 1998a. V.64. N 3. P.922-929.

97. Dedysh S.N., Panikov N.S., Liesack W., GroBkopf R., Zhou J., Tiedje J.M. Isolation of acidophilic methane-oxidizing bacteria from northern peat wetlands// Science 1998b. V. 282. P. 281-284.

98. Dedysh S.N., Horz H.-P., Dunfield P.F., Liesack W. A novelpmoA lineage represented by the acidophilic methanotrophic bacterium Methylocapsa acidophila B2// Arch. Microbiol. 2001b. V.177. P.l 17-121.

99. Dedysh S.N., Ricke P., Liesack W. NifH and NifD phylogenies: an evolutionary basis for understanding nitrogen fixation capabilities of methanotrophic bacteria// Microbiology 2004b. V. 150. P. 1301-1313.

100. Dedysh S.N., Smirnova K.V., Khmelenina V.N., Suzina N.E., Liesack W., Trotsenko Y.A. Methylotrophic autotrophy in Beijerinckia mobilisll J. Bacteriol. 2005 (in press).

101. DeLong E.F., Wickham G.S., Pace N.R. Phylogenetic stains: ribosomal RNA-based probes for the identification of single microbial cells// Science 1989. V. 243. P. 13601363.

102. DeLong E.F., Taylor L.T., Marsh T.L., Preston C.M. Visualization and enumeration of marine planktonic archaea and bacteria by using polyribonucleotide probes and fluorescent in situ hybridization// Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. P. 5554-5563.

103. Dunfield P.F., Conrad R. Starvation alters the apparent half-saturation constant for methane in the type II methanotroph Methylocystis strain LR1// Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. N. 9. P. 4136-4138.

104. Dunfield P., Knowles R. Kinetics of inhibition of methane oxidation by nitrate, nitrite and ammonium in a humisol// Appl. Environ. Microbiol. 1995. V. 61. N 8. P. 3129-3135.

105. Dunfield P., Knowles R., Dumont R., Moore T.R. Methane production and consumption in temperate and subarctic peat soils: response to temperature and рН// Soil Biol. Biochem. 1993. V. 25. N. 3. P. 321-326.

106. Dunfield P.F., Liesack W., Henckel Т., Knowles R., Conrad R. High-affinity methane oxidation by a soil enrichment culture containing a type II methanotroph// Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. N. 3. P. 1009-1014.

107. Dunfield P.F., Tchawa Yimga M., Dedysh S.N., Berger U., Liesack W., Heyer J. Isolation of a Methylocystis strain containing a novel pmoA-Wkt gene copy// FEMS Microbiol. Ecol. 2002. V.41. P.17-26.

108. Dworkin M., Foster J.M. Studies of Pseudomonas methanica (Sohngen) nov. comb.// J. Bacterid. 1956. V. 72. P. 646-659.

109. Elango N., Radhakrishnan R., Froland W.A., Wallar B.J., Earhart C.A., Lipscomb J.D., Ohlendorf D.H. Crystal structure of the hydroxylase component of methane monooxygenase from Methylosinus trichosporium OB3b// Protein Sci. 1997. V. 6. P. 556-568.

110. Eller G., Frenzel P. Changes in activity and community structure of methane-oxidizing bacteria over the growth period of rice// Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. P. 2395-2403.

111. Eller G., Stubner S., Frenzel P. Group specific 16S rRNA targeted probes for the detection of type I and type II methanotrophs by fluorescence in situ hybridisation// FEMS Microbiol. Lett. 2001. V.198. P. 91-97.

112. Fang J., Barcelona M.J., Semrau J.D. Characterization of methanotrophic bacteria on the basis of intact phospholipid profiles// FEMS Microbiol. Lett. 2000. V. 189. P. 67-72.

113. Felsenstein J. PHYLIP phylogeny inference package (version 3.2)// Cladistics. 1989. V.5. P. 164-166.

114. Foster J.W., Davis R.H. A methane-dependent coccus, with notes on classification of obligate, methane-utilizing bacteria// J. Bacteriol. 1966. V. 91. P. 1924-1931.

115. Frenzel P. Plant-associated methane oxidation in rice fields and wetlands// Advances in Microbial Ecology/ Ed. Schink B. Kluwer Academic Plenum Publ., N.-Y. 2000. P. 85114.

116. Fuchs B.M., Glockner F.O., Wulf J., Amann R. Unlabeled helper oligonucleotides increase the in situ accessibility to 16S rRNA of fluorescently labeled oligonucleotide probes//Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. P. 3603-3607.

117. Galand, P.E., Fritze, H. and Yrjala, K. Microsite-dependent changes in methanogenic populations in a boreal oligotrophic fen// Environ Microbiol. 2003. V. 5. P. 1133-1143.

118. Giani D., Giani L., Cohen Y., Krumbein W.E. Methanogenesis in the hypersaline Solar Lake (Sinai)// FEMS Microbiol. Lett. 1984. V. 25. P. 219-224.

119. Gilbert В., McDonald I.R., Finch R., Stafford G.P., Nielsen A.K., Murrell J.C. Molecular analysis of the pmo (particulate methane monooxygenase) operons from two type II methanotrophs// Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. P. 966-975.

120. Goodwin S., Zeikus J.G. Ecophysiological adaptation of anaerobic bacteria to low pH: analysis of anaerobic digestion in acid bog sediments// Appl. Environ. Microbiol. 1987. V. 53. N1. P. 57-64.

121. Graham D.W., Korich D.G., LeBlanc R.P., Sinclair N.P., Arnold R.G. Applications of a colorimetric plate assay for soluble methane monooxygenase activity// Appl. Environ. Microbiol. 1992. V. 58. P. 2231-2236.

122. Green J., Dalton H. Steady-state kinetic analysis of soluble methane mono-oxygenase from Methylococcus capsulatus (Bath)// Biochem. J. 1986. V. 236. P. 155-162.

123. Green J., Dalton H. Substrate specificity of soluble methane monooxygenase. Mechanistic implications//J. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 17698-17703.

124. Guckert J.B., Ringelberg D.B., White D.C., Hanson R.S., and Bratina B.J. Membrane fatty acids as phenotypic markers in the polyphasic taxonomy of methylotrophs within the Proteobacteria// J. Gen. Microbiol. 1991. V. 137. P. 2631-2641.

125. Gulledge J., Ahmad A., Steudler P.A., Pomerantz W.J., Cavanaugh C.M. Family- and genus-level 16S rRNA-targeted oligonucleotide probes for ecological studies of methanotrophic bacteria// Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. P. 4726-4733.

126. Hahn D., Amann R.I., Ludwig W., Akkermans A.D.L., Schleifer K.-H. Detection of micro-organisms in soil after in situ hybridization with rRNA-targeted, fluorescently labelled oligonucleotides//J. Gen. Microbiol. 1992. V. 138. P. 879-887.

127. Hanson R.S., Hanson Т.Е. Methanotrophic bacteria// Microbiol. Rev. 1996. V.60. N. 2. P. 439-471.

128. Hazeu W., Batenburg van der Vegte W.H., de Bruyn J.C. Some characteristics of Methylococcus mobilis sp. nov.//Arch. Microbiol. 1980. V. 124. P. 211-220.

129. Hein R., Crutzen P.J., Heinmann M. An inverse modeling approach to investigate the global atmospheric methane cycle// Global Biogeochem. Cycles. 1997. V.l 1 (1). P. 4376.

130. Henckel Т., Jackel U., Schnell S., Conrad R. Molecular analyses of novel methanotrophic communities in forest soil oxidizing atmospheric methane// Appl. Environ. Microbiol. 2000. V.66. P.l 801-1808.

131. Henckel Т., Jackel U., Conrad R. Vertical distribution of the methanotrophic community after drainage of rice field soil// FEMS Microbiol. Ecol. 2001. V. 34. P. 279291.

132. Heyer J., Suckow R. Ecological studies of methane oxidation in an acid bog lake. Limnologica 1985. V.l6. P. 247-266.

133. Higgins I.J., Quayle J.R. Biochem. J. 1970. V. 118. P. 201-208.

134. Holmes A.J, Costello A., Lidstrom M.E., Murrell J.C. Evidence that particulate methane monooxygenase and ammonia monooxygenase may be evolutionarily related// FEMS Microbiol. Lett. 1995a. V.l32. P. 203-208.

135. Holmes A. J., Owens N.J.P., Murrell J.C. Detection of novel marine methanotrophs using phylogenetic and functional gene probes after methane enrichment// Microbiol. 1995b. V. 141. P. 1947-1955.

136. Holmes A.J., Roslev P., McDonald I.R., Iversen N., Henriksen K., Murrell J.C. Characterization of methanotrophic bacterial populations in soils showing atmospheric methane uptake// Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. P. 3312-3318.

137. Horn M.A., Matthies C., Ktisel K., Schramm A., Drake H.L. 2003. Hydrogenotrophic methanogenesis by moderately acid-tolerant methanogens of a methane-emitting acidic peat//Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69. P. 74-83.

138. Hyder S.L., Meyers A., Cayer M.L. Membrane modulation in a methylotrophic bacterium Methylococcus capsulatus (Texas) as a function of growth substrate// Tissue and Cell. 1979. V. 11. P. 597-610.

139. Hyman M.R., Wood P.M. Methane oxidation by Nitrosomonas europaeall Biochem. J. 1983. V. 212. P. 31-37.

140. IPCC (Intergovernmental Panel on Climate Change) Third Assessment Report -Climate Change 2001, http://www.ipcc.ch/

141. Imhoff J.F. Transfer of Rhodopseudomonas acidophila to the new genus Rhodoblastus as Rhodoblastus acidophilus gen. nov., comb, nov.// Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. V. 51. P. 1863-1866.

142. Jensen S., Holmes A. J., Olsen R.A., Murrell J.C. Detection of methane oxidizing bacteria in forest soil by monooxygenase PCR amplification// Microbial Ecology 2000. V. 39. P. 282-289.

143. Joergensen L., Degn H. Mass spectrometric measurements of methane and oxygen utilization by methanotrophic bacteria// FEMS Microbiol. Lett. 1983. V. 20. P. 331-335.

144. Jones B.E., Grant W.D., Duckworth A.W., Owenson G.G. Microbial diversity of soda lakes// Extremophiles. 1998. V. 2. P. 191-200.

145. Khmelenina V., Kalyuznaya M.G., Starostina N.G., Suzina N.E., Trotsenko Y.A. Isolation and characterization of halotolerant alkaliphilic methanotrophic bacteria from Tuva soda lakes// Curr. Microbiol. 1997. V. 35. P. 257-261.

146. Khmelenina V.N., Kalyuzhnaya M.G., Sakharovsky V.G., Suzina N.E., Trotsenko Y.A., Gottschalk G. Osmoadaptation in halophilic and alkaliphilic methanotrophs// Arch. Microbiol. 1999. V. 172. P. 321-329.

147. King G.M. Ecological aspects f methane oxidation, a key determinant of global methane dynamics//Adv. Microb. Ecol. 1992. V. 12. P. 431-461.

148. King G.M., Schnell S. Effect of increasing atmospheric methane concentration on ammonium inhibition of soil methane consumption// Nature. 1994. V. 370. P. 282-284.

149. Kluyver A. J., van Niel C.B. Prospects for a natural system of classification of bacteria// Z. Bacteriol. Parasitenk. Abt. II. 1936. V. 369-403.

150. Knief C., Lipski A., Dunfield P.F. Diversity and activity of methanotrophic bacteria in different upland soils// Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69. N 11. P. 6703-6714.

151. Kolb S., Knief C., Stubner S., Conrad R. Quantitative detection of methanotrophs in soil by novel pmoA-targeted real-time PCR assays// Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69. N. 5. P. 2423-2429.

152. Krumholz L.R., Hollenback J.L., Roskes S.J., and Ringelberg D.B. Methanogenesis and methanotrophy within a Sphagnum peatland// FEMS Microbiol. Ecol. 1995. V. 18. P. 215-224.

153. Land resources of Russia. CD-ROM database created by International Institute for Applied Systems Analysis. Russian Academy of Sciences. 2002.

154. Lawrence A.J., Quayle J.R. Alternative carbon assimilation pathways in methane-utilizing bacteria//J. Gen. Microbiol. 1970. V. 63. P. 371-374.

155. Leadbetter E.R., Foster J.W. Studies on some methane utilizing bacteria// Arch. Microbiol. 1958. V. 30. P. 91.

156. Leahy J.G., Batchelor P. J., Morcomb S.M. Evolution of the soluble diiron monooxygenases//FEMS Microbiol. Reviews. 2003. V. 27. P. 449-479.

157. Lidstrom M.E. Isolation and characterization of marine methanotrophs// Antonie van Leeuwenhoek. 1988. V. 54. P. 189-199.

158. Lipscomb J.D. Biochemistry of the soluble methane monooxygenase// Annual Rev. Microbiol. 1994. V. 48. P. 371-399.

159. Lloyd J.S., Finch R., Dalton H., Murrell J.C. Homologous expression of soluble methane monooxygenase genes in Methylosinus trichosporium OB3b// Microbiology. 1999a. V. 145. P. 461-470.

160. Lloyd J.S., De Marco P., Dalton H., Murrell J.C. Heterologous expression of soluble methane monooxygenase genes in methanotrophs containing only particulate methane monooxygenase// Arch. Microbiol. 1999b. V. 171. P. 364-370.

161. Ludwig W., Amann R., Martinez-Romero E., Schonhuber W., Bauer S., Neef A., Schleifer K.-H. rRNA based identification system for rhizobia and other bacteria// Plant & Soil. 1998. V. 204. P. 1-19.

162. Lufit J.H. Electron microscopy of cell extraneous coats as revealed by ruthenium red staining// J. Cell. Biol. 1964. V. 23. P. 54A 55A.

163. Lund J., Woodland M.P., Dalton H. Electron transfer reactions in the soluble methane monooxygenase of Methylococcus capsulatus (Bath)// Eur. J. Biochem. 1985. V. 147. P. 297-305.

164. Manz W., Amann R., Ludwig W., Wagner M., Schleifer K.-H. Phylogenetic oligonucleotide probes for the major subclasses of Proteobacteria: problems and solutions. Syst. Appl. Microbiol. 1992. V. 15. P. 593-600.

165. Matthews E., Fung I. Methane emissions from natural wetlands: global distribution, area, and environmental characteristics of sources// Global Biogeochem. Cycles. 1987. V.l. P. 61-86.

166. McConaughy B.L., Laird C.D., McCarthy B.J. Nucleic acid reassociation in formamide. Biochemistry»} 1969. V. 8. P. 3289-3295.

167. McDonald I.R., Kenna E.M., Murrell J.C. Detection of methanotrophic bacteria in environmental samples with the PCR// Appl. Environ.Microbiol. 1995. V.61. P. 116-121.

168. McDonald I.R., Hall G.H., Pickup R. W., and Murrell J.C. Methane oxidation potential and preliminary analysis of methanotrophs in blanket bog peat using molecular ecology techniques//FEMS Microbiol. Ecol. 1996. V. 21. P. 197-211.

169. McDonald I.R., Murrell J.C. The methanol dehydrogenase structural gene mxaF and its use as a functional gene probe for methanotrophs and methylotrophs// Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63. P. 3218-3224.

170. McDonald I.R., Murrell J.C. The particulate methane monooxygenase genepmoA and its use as a functional gene probe for methanotrophs// FEMS Microbiol. Lett. 1997. V. 156. P. 205-210.

171. McDonald I.R., Uchiyama H., Kambe S., Yagi O., Murrell J.C. The soluble methane monooxygenase gene cluster of the trichloroethylene-degrading methanotroph Methylocystis sp. strain Mil Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63. P. 1898-1904.

172. Meyer J., Haubold R., Heyer J., Bockel W. Contribution to the taxonomy of methanotrophic bacteria: correlation between membrane type and GC-value// J. Basic Microbiol. 1986. V. 26. N 3. P. 155-160.

173. Morita R.J. Low-temperature environments. In: Lederberg J. (ed.) Encyclopedia of microbiology. 2-nd edn. 2000. Vol. 1. Academic Press, San Diego. P. 93-98.

174. Morris S.A., Radajewski S., Willison T.W., Murrell J.C. Identification of the functionally active methanotroph population in a peat soil microcosm by stable-isotope probing//Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. P. 1446-1453.

175. Moter A., Gobel U.B. Fluorescence n situ hybridization (FISH) for direct visualization of microorganisms// J. Microbiol. Methods. 2000. V. 41. P. 85-112.

176. Murrell J.C., Dalton H. Nitrogen fixation in obligate methanotrophs// J. Gen. Microbiol. 1983. V. 129. P. 3481-3486.

177. Murrell J.C., McDonald I.R., and Bourne D.J. Molecular methods for the study of methanotrophs ecology// FEMS Microbiol. Ecol. 1998. V. 27. P. 103-114.

178. Murrell J.C., Gilbert В., McDonald I.R. Molecular biology and regulation of methane monooxygenase//Arch. Microbiol. 2000. V. 173. P. 325-332.

179. Murrell J.C., Radajewski S. Cultivation-independent techniques for studying methanotroph ecology// Res. Microbiol. 2000. V.151. P. 807-814.

180. Nedwell D.B., Watson A. CH4 production, oxidation and emission in a U.K.лombrotrophic peat bog: influence of SO4 " from acid rain// Soil Biol. Biochem. 1995. V. 27. P. 893-903.

181. Nercessian D., Upton A., Lloyd D., Edwards C. Phylogenetic analysis of peat bog methanogen populations//FEMS Microbiol. Lett. 1999. V. 173. P. 425-429.

182. Nguyen H.H.T., Elliott S.J., Yip J.H.K., Chan S.I. The particulate methane monooxygenase from Methylococcus capsulatus (Bath) is a novel copper-containing three-subunit enzyme isolation and characterization// J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 7957-7966.

183. Oelze J., Drews G. Membranes of photosynthetic bacteria// Biochem. Biophys. Acta 1971. V. 265. P. 209-239.

184. Omelchenko M.V., Vasilyeva L.V., Zavarzin G.A. Psychrophilic methanotroph from tundra soil// Current Microbiol. 1993. V. 27. P. 255-259.

185. Orla-Jensen S. Die Hauptlinien des natiirlichen Bacteriensystems// Z. Bakteriol. Parasitenk. Abt. II. 1909. V. 22. P. 305-346.

186. Owen R.J., Lapage S.P., Hill L.R. Determination of base composition from melting profiles in dilute buffers// Biopolymers. 1969. V. 7. P. 503-516.

187. Pace N.R., Stahl D.A., Lane D.J., Olsen G.J. The analysis of natural microbial populations by ribosomal RNA sequences// Advances in Microbial Ecology. 1986. V. 9. P. 1-55.

188. Pacheco-Oliver M., McDonald I.R., Groleau D., Murrell C.J., Miguez C.B. Detection of methanotrophs with highly divergent pmoA genes from Arctic soils// FEMS Microbiol. Lett. 2002. V. 209. P. 313-319.

189. Panikov N.S. Microbial growth kinetics. 1995. Chapman&Hall, Ltd., London, United Kingdom.

190. Panikov N.S. Fluxes of C02 and CH4 in high latitude wetlands: measuring, modeling and predicting response to climate change// Polar Research. 1999. V. 18 (2). P. 237-244.

191. Panikov N.S., Semenov A.M., Tarasov A.A., Belyaev A.S., Kravchenko I.K., Smagina M.V., Palejeva M.V., Zelenev V.V. and Skupchenko K.V. Methane production and uptake in soils of the European part of the USSR// J. Ecol. Chem. 1993. N.l. P. 7-18.

192. Pfennig N. Rhodopseudomonas acidophila, sp. п., a new species of the budding purple nonsulfur bacteria// J. Bacterid. 1969. V. 99. P. 597-602.

193. Prior S.D., Dalton H. Acetylene as a suicide substrate and active site probe for methane monooxygenase from Methylococcus capsulatus (Bath)// FEMS Microbiol. Lett. 1985. V. 29. P. 105-109.

194. Quay P.D., King S.L., Lansdown J.M., Wilbur D.O. Isotopic composition of methane released from wetlands: implications for the increase in atmospheric methane// Global Biogeochem. Cycles. V. 2. No 4. P. 385-397.

195. Radajewski S., Ineson P., Parekh N.R., Murrell J.C. 2000. Stable-isotope probing as a tool in microbial ecology// Nature 2000. V. 403. P. 646-649.

196. Radajewski S., Webster G., Reay D.S., Morris S.A., Ineson P., Nedwell D.B., Prosser J.I., Murrell J.C. Identification of active methylotroph populations in an acidic forest soil by stable-isotope probing// Microbiology 2002. V. 148. P. 2331 -2342.

197. Rappe M.S., Giovannoni S.J. The uncultured microbial majority// Annual Rev. Microbiol. 2003. V. 57. P. 369-394.

198. Reynolds E.S. The use of lead citrate at high pH as an electron-opaque stain in electron microscopy// J. Cell. Biol. 1963. V.l7. P. 208-212.

199. Ribbons D.W., Michalover J.L. Methane oxidation by cell-free extracts of Methylococcus capsulatus// FEBS Lett. 1970. V. 11. P. 41-44.

200. Richardson C.J. Biogeochemical cycles: regional// Wetlands and shallow continental water bodies/ Ed. Patten B.C., SPB Acad. Publ., The Hague, 1990. P. 259-279.

201. Rosenzweig A.C., Frederick C.A., Lippard S.J., Nordlund P. Crystal structure of a bacterial non-haem iron hydroxylase that catalyses the biological oxidation of methane// Nature. 1993. V. 366. P. 537-543.

202. Roslev P., Iversen N. Radioactive fingerprinting of microorganisms that oxidize atmospheric methane in different soils// Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. P. 40644070.

203. Sabra W., Zeng A.P., Lunsdorf H., Deckwer W.D. Effect of oxygen on formation and structure of Azotobacter vinelandii alginate and its role in protecting nitrogenase// Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. P. 4037-4044.

204. Scott D., Brannan J., Higgins I.J. The effect of growth conditions on intracytoplasmic membranes and methane mono-oxygenase activities in Methylosinus trichosporium ОВЗЫ/J. Gen. Microbiol. 1981. V. 125. P. 63-72.

205. Segers R. Methane production and methane consumption: a review of processes underlying wetland methane fluxes// Biogeochemistry. 1998. V. 41. P. 23-51.

206. Semrau J.D., Chistoserdov A., Lebron J., Costello A., Davagnino J., Kenna E., Holmes A.J., Finch R., Murrell J.C., Lidstrom M.E. Particulate methane monooxygenase genes in methanotrophs// J. Bacteriol. 1995. V. 177. P. 3071-3079.

207. Semrau J.D., Zolandz D., Lidstrom M.E., Chan S.I. The role of copper in the pMMO of Methylococcus capsulatus (Bath): a structural vs catalytic function// J. Inorg. Biochem. 1995. V.58. P. 235-244.

208. Shishkina V.N., Trotsenko Y.A. Pathways of ammonia assimilation in obligate methane-utilizers//FEMS Microbiol. Lett. 1979. V.5, No 2. P. 187-191.

209. Shishkina V.N., Trotsenko Y.A. Multiple methabolic lesions in obligate methanotrophic bacteria// FEMS Microbiol. Lett. 1982. V.13. No 2. P.237-242.

210. Sieburth J.M., Johnson P.W., Eberhardt M.A., Sieracki M.E., Lidstrom M., Laux D. The first methane-oxidizing bacterium from the upper mixing layer of the deep ocean: Methylomonaspelagica sp. nov. // Current Microbiol. 1987. V. 14. P. 285-293.

211. Siefert E., Pfennig N. 1979. Chemoautotrophic growth of Rhodopseudomonas species with hydrogen and chemotrophic utilization of methanol and formate// Arch. Microbiol. 1979. V. 122. P. 177-182.

212. Sizova M.V., Panikov N.S., Tourova T.P., Flanagan P.W. Isolation and characterization of oligotrophic acido-tolerant methanogenic consortia from a Sphagnum peat bogII FEMS Microbiol. Ecol. 2003. V.45. P. 301-315.

213. Smith D.D., Dalton H. Solubilisation of methane monooxygenase from Methylococcus capsulatus (Bath)//Eur. J. Biochem. 1989. V. 182. P. 667-671.

214. Smith L.C., MacDonald G.M., Velichko A.A., Beilman D.W., Borisova O.K., Frey K.E., Kremenetski K.V., Sheng Y. Siberian peatlands a net carbon sink and global methane source since the early Holocene// Science. 2004. V. 303. P. 353-356.

215. Sohngen N.L. Uber Bacterien, welche Methan als Kohlenstoffnahrung und Energiequelle gebrauchen//Z. Bakteriol. Parazitenk. Abt. II. 1906. V. 15. P. 513-517.

216. Socolofsky M.D., Wyss O. Cysts of Azotobacter И J. Bacteriol. 1961. V. 81. P. 946954.

217. Sokolov A.P., Trotsenko Y.A. Methane consumption in (hyper)saline habitats of Crimea (Ukraine)//FEMS Microbiol. Ecol. 1995. V. 18. P. 299-304.

218. Sorokin D.Y., Jones B.E., Kuenen J.G. An obligate methylotrophic, methane-oxidizing Methylomicrobium species from a highly alkaline environment// Extremophiles. 2000. V.4.P. 145-155.

219. Stackebrandt E., Goebel B.M. Taxonomic note: a place for DNA:DNA reassociation and 16S rRNA sequence analysis in the present species definition in bacteriology// Int. J. Syst. Bacteriol. 1994. V. 44. P. 846-849.

220. Stahl D.A., Amann, R. Development and application of nucleic acid probes// In E. Stackebrandt and M. Goodfellow (ed.), Nucleic Acid Techniques in Bacterial Systematics. 1991. Wiley, New York, N.Y. P. 205-248.

221. Stainthorpe A.C., Lees V., Salmond G.P.C., Dalton H., Murrell J.C. The methane monooxygenase gene cluster of Methylococcus capsulatus (Bath)// Gene. 1990. V. 91. P. 27-34.

222. Stolyar S., Costello A.M., Peeples T.L., Lidstrom M.E. Role of multiple gene copies in particulate methane monooxygenase activity in the methane-oxidizing bacterium Methylococcus capsulatus Bath// Microbiology. 1999. V. 145. P. 1235-1244.

223. Stolyar S., Franke M., Lidstrom M.E. Expression of individual copies of Methylococcus capsulatus Bath particulate methane i^onooxygenase genes// J. Bacteriol. 2001. V. 183. P. 1810-1812.

224. Strom Т., Ferenci Т., Quayle J.R. The carbon assimilation pathways of Methylococcus capsulatus, Pseudomonas methanica, and Methylosinus trichosporium OB3b during growth on methane//Biochem. J. 1974. V. 144. P. 465-476.

225. Sullivan J.P., Dickinson D., Chase H.A. Methanotrophs, Methylosinus trichosporium OB3b, sMMO, and their application to bioremediation// Critical Rev. Microbiol. 1998. V. 24. P. 335-373.

226. Sundh I., Nilsson M., Granberg G., Svensson B.H. Depth distribution of microbial production and oxidation of methane in northern boreal peatlands// Microb. Ecology. 1994. V.27. P.253-265.

227. Sundh I., Borda P., Nilsson M., and Svensson Bo H. Estimation of cell numbers of methanotrophic bacteria in boreal peatlands based on analysis of specific phospholipid fatty acids. FEMS Microbiol. Ecol. 1995. V. 18. P. 103-112.

228. Sundh I., Mikkela C., Nilsson M., and Svensson В. H. Potential aerobic methane oxidation in a Sphagnum-dominated peatland — controlling factors and relation to methane emission// Soil Biol. Biochem. 1995. V. 27. P. 829-837.

229. Sundh I., Nilsson M., and Borga P. Variation in microbial community structure in two boreal peatlands as determined by analysis of phospholipid fatty acid profiles// Appl. Environ. Microbiol. 1997. V.63. P. 1476-1482.

230. Takeda К. Characteristics of a nitrogen-fixing methanotroph, Methylocystis ТЛИ Antonie Leeuwenhoek. 1988. V.54. P. 521-534.

231. Taylor S.C. Evidence for the presence of ribulose-l,5-biphosphate carboxylase and phosphoribulokinase in Methylococcus capsulatus (Bath)// FEMS Microbiol. Lett. 1977. V. 2. P. 305-307.

232. Tchawa Yimga M., Dunfield P.F., Ricke P., Heyer J., Liesack W. Wide distribution of a novel pmoA-like gene copy among type II methanotrophs, and its expression in Methylocystis strain SC2// Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69. P. 5593-5602.

233. Tellez C.M., Gaus K.P., Graham D.W., Arnold R.G., Guzman R.Z. Isolation of copper biochelates from Methylosinus trichosporium OB3b and soluble methane monooxygenase mutants// Appl. Environ. Microbiol. 1998. V. 64. P. 1115-1122.

234. Tonge I.M., Higgins I J., Knowles C.J., Harrison D.E.F. Properties and partial purification of the methane-oxidizing enzyme system from Methylosinus trichosporium!I FEBS Letters. 1975. V. 58. P. 293-299.

235. Trotsenko Y.A., Shishkina V.N. Studies of phosphate metabolism in obligate methanotrophs//FEMS Microbiol. Rev. 1991. V.87. P.267-271.

236. Trotsenko Y. A., Khmelenina V. N. Biology of extremophilic and extremotolerant methanotrophs//Arch. Microbiol. 2002. V. 177. P. 315-326.

237. Tsien H.C., Bratina B.J., Tsuji K., and Hanson R.S. Use of oligodeoxynucleotide signature probes for identification of physiological groups of methylotrophic bacteria// Appl. Environ. Microbiol. 1990. V. 56. P. 2858-2865.

238. Tsuji К., TsienH.C., Hanson R.S., DePalma S.R., R. Scholtz, LaRoche S. 16S ribosomal RNA sequence analysis for determination of phylogenetic relationship among methylotrophs// J. Gen. Microbiol. 1990. V. 136. P. 1-10.

239. Validation of the publication of new names and new combinations previously effectively published outside the IJSB. List No. 5// Int. J. Syst. Bacteriol. 1980. V. 30. P. 676-677.

240. Validation of the publication of new names and new combinations previously effectively published outside the IJSB. List No. 15// Int. J. Syst. Bacteriol. 1984. V. 34. P. 355-357.

241. Validation of the publication of new names and new combinations previously effectively published outside the IJSB. List No. 24// Int. J. Syst. Bacteriol. 1988. V. 38. P. 136-137.

242. Validation of the publication of new names and new combinations previously effectively published outside the IJSB. List No. 35// Int. J. Syst. Bacteriol. 1990. V. 40. P. 470-471.

243. Validation of the publication of new names and new combinations previously effectively published outside the IJSB. List No. 64// Int. J. Syst. Bacteriol. 1998. V. 48. P. 327-328.

244. Validation of the publication of new names and new combinations previously effectively published outside the IJSB. List No. 66// Int. J. Syst. Bacteriol. 1998. V. 48. P. 631-632.

245. Validation of the publication of new names and new combinations previously effectively published outside the IJSEM. List No. 73// Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. V. 50. P. 423-424.

246. Validation of the publication of new names and new combinations previously effectively published outside the IJSEM. List No. 74// Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. V. 50. P. 949-950.

247. Validation of the publication of new names and new combinations previously effectively published outside the IJSEM. List No. 83// Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. V.51.P. 1945.

248. Vecherskaya M.S., Gal'chenko V.F., Sokolova E.N., Samarkin V.A. Activity and species composition of aerobic methanotrophic communities in tundra soil// Curr. Microbiol. 1993. V. 27. P. 181-184.

249. Ward B.B. Kinetic studies on ammonia and methane oxidation by Nitrosococcus oceanusll Arch. Microbiol. 1987. V. 147. C. 126-133.

250. Weisburg W.G., Barns S.M., Pelletier D.A., Lane D.J. 16S ribosomal DNA amplification for phylogenetic study// J. Bacteriol. 1991. V. 173. P. 697-703.

251. Whalen S.C., Reeburgh W.S., Sandbeck K.A. Rapid methane oxidation in a landfill cover soil// Appl. Environ. Microbiol. 1990. V. 56. N. 11. P. 3405-4311.

252. Whittenbury R., Phillips K.C., and Wilkinson T.F. Enrichment, isolation and some properties of methane-utilizing bacteria// J. Gen. Microbiol. 1970a. V. 61. P. 205-218.

253. Whittenbury R., Davies S.L., Davey J.F. Exospores and cysts formed by methane-utilizing bacteria//J. Gen. Microbiol. 1970b. V.61. N2. P. 219-226.

254. Whittenbmy R. The interrelationship of autotrophy and methylotrophy as seen in Methylococcus capsulatus (Bath). In: Microbial growth on CI compounds. H. Dalton et al. (Eds.) Heyden, London. P. 181-190.

255. Whittenbury R., Dalton H. The methylotrophic bacteria. In: M.P. Starr, H. Stolp, H.G. Truper, A. Balows, H.G. Schlegel (Eds.) The prokaryotes. Springer, Heidelberg. 1981. P. 894-902.

256. Whittenbury R., Krieg N.R. Family IV. Methylococcaceae In: N.R. Krieg and Holt J.G. (ed.), Bergey's manual of systematic bacteriology. The Williams & Wilkins Co., Baltimore. 1984. Vol. 1. p. 256-261.

257. Wise M.G., McArthur J.V., Shimkets L.J. Methylosarcina fibrata gen. nov., sp. nov. and Methylosacrina quisquiliarum sp. nov., novel type I methanotrophs// Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. V.51. P. 611-621.

258. Woese C. R., Stackebrandt E., Weisburg W.G., Paster B.J., Madigan M.T., Fowler V.F., Hahn C.M., Blanz P., Gupta R., Nealson K.H., Fox G.H. The phylogeny of purple bacteria: The alpha subdivision// Syst. Appl. Microbiol. 1984a. V. 5. P. 315-326.

259. Woese C. R., Weisburg W.G., Paster B.J., Hahn C.M., Tanner R.S., Krieg N.R., Koops H.P., Harms H., Stackebrandt E. The phylogeny of purple bacteria: the beta subdivision// Syst. Appl. Microbiol. 1984b. V. 5. P. 327-336.

260. Woese C. R., Weisburg W.G., Hahn C.M., Paster B.J., Lewis B.J., Маске T.J., Ludwig W., Stackebrandt E. The phylogeny of purple bacteria: the gamma subdivision// Syst. Appl. Microbiol. 1985. V. 6. P. 25-33.

261. Woese C.R. Bacterial evolution//Microbiol. Rev. 1987. V. 51. P. 221-271.

262. Yamamoto S.J., Alcauskas J.B., Crozier Т.Е. Solubility of methane in distilled water and seawater// J. Chemical and Engineering Data. 1976. V.21. N 1. P. 78-80.

263. Yavitt J.B., Lang G.E., Downey D.M. Potential methane production and methane oxidation rates in peatland ecosystems of the Appalachian Mountains, United States// Global Biogeochem. Cycles. 1988. V.2. N.3. P. 253-268.

264. Yavitt J.B., Downey G.E., Lancaster E., Lang G.E. Methane consumption in decomposing Sphagnum-derived peat// Soil Biol. Biochem. 1990a. V.22. P. 441-447.

265. Yavitt J.B., Downey G.E., Sexstone A.J., Lang G.E. Methane consumption in two temperate forest soils// Biogeochemistry. 1990b. V.9. N 1. P.39-52.

266. Zahn J.A., DiSpirito A.A. Membrane-associated methane monooxygenase from Methylococcus capsulatus (Bath) //J. Bacteriol. 1996. V. 178. P. 1018-1029.

267. Zehr J.P., McReynolds L.A. Use of degenerate oligonucleotides for amplification of nifH gene from the marine cyanobacterium Trichodesmium thiebautiill Appl. Environ. Microbiol. 1989. V. 55. P. 2522-2526.

268. Zhou J., Fries M.R., Chee-Sanford J.C., Tiedje J.M. Phylogenetic analyses of a new group of denitrifiers capable of anaerobic growth on toluene and description of Azoarcus tolulyticus sp. nov.//Int. J. Syst. Bacteriol. 1995. V. 45. P.500-506.

269. Zhou J., Davey M.E., Figueras J.B., Rivkina E., Gilichinsky D., Tiedje J.M. Phylogenetic diversity of a bacterial community determined from Siberian tundra soil DNA// Microbiology. 1997. V. 143. P. 3913-3919.