Молекулярная детекция представителей гипертермофильных архей и характеристика архейной термостабильной ДНК-полимеразы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.07, кандидат биологических наук Слободкина, Галина Борисовна

• Слободкина, Галина Борисовна
• кандидат биологических наук
• 2005

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Слободкина, Галина Борисовна

ВВЕДЕНИЕ

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Гипертермофильные микроорганизмы

1.1. Места обитания гипертермофилов

1.2. Физиологические свойства гипертермофилов

1.3. Филогения и таксономия гипертермофилов

2. Род Thermococcus

2.1. Таксономия и места обитания

2.2. Генотипическое разнообразие

2.3. Феногипические свойства

3. Возможности промышленного использования ферментов гипертермофилов 26 3.1 Термостабильные ДНК-полимеразы

4. Молекулярные методы в микробной экологии

4.1. Роль молекулы 16S рРНК в современной таксономии и филогении

4.2. ПЦР-клонирование-секвенирование - основная магистраль молекулярного анализа микробных сообществ

4.2.1. ПЦР со специфичными праймерами

4.3. Электрофорез в денатурирующем градиентном геле

4.4. In situ гибридизация

4.5. Недостатки методов микробной молекулярной экологии 35 4.6 Сочетание методов классической и молекулярной микробной экологии

РЕЗЮМЕ

II. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

III. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

1. ПЦР-детекция гипертермофильных архей семейства Thermococcaceae

1.1.Специфичность праймеров TcPcl73F-TcPc589R

1.2. Чувстви тельность метода

1.3. Идентификация чистых культур микроорганизмов

1.4. Детекция представителей Thermococcaceae в природных образцах и накопительных культурах

2. ПЦР-детекция архей в гипертермофильной накопительной культуре, полученной из метантенка, работающего в термофильном режиме

2.1. Получение культуры гипертермофильных микроорганизмов

2.2. ПЦР-анализ накопительных культур

2.3. Амплификация и сиквенс архейных генов 168 рРНК

2.4. Физиологические характеристики роста КР

3. Выделение и характеристика архейной термостабильной ДНК-полимеразы 72 3.1. Скрининг коллекции гипертермофильных архей на наличие термостабильных

ДНК-полимераз

3.2.1п Ми характеристика отобранных архейных термостабильных полимераз

3.3. Выделение и очистка ДНК-полимеразы из штамма

ТИегтососсш эр БЫАМ

3.4. Молекулярная масса и термостабильность очищенной ДНК-полимеразы

3.5. Способность к ПЦР-амплификации ДНК

3.6. Характеристика 3'-5'экзонуклеазной активности

3.7. Определение частоты ошибок выделенной ДНК-полимеразы

4. Клонирование гена ДНК-полимеразы из штамма Ткегтососсш эр. БЫ АМ

5. Экспрессия гена ДНК-полимеразы из Ткегтососст эр. вЫАМ 88 ЗАКЛЮЧЕНИЕ 94 ВЫВОДЫ 96 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярная детекция представителей гипертермофильных архей и характеристика архейной термостабильной ДНК-полимеразы»

Гипертермофильными называют микроорганизмы с оптимумом роста при температурах выше 80°С (Stetter, 1996а). В отличие от обычных термофилов, они, как правило, не растут при температурах ниже 60°С. За последние 30 лет интерес к гипертермофильным микроорганизмам в научном сообществе постоянно растет. Современные гидротермальные системы можно рассматривать как аналог древних биоценозов Земли. Таким образом, изучение термофильных прокариот является важным как для понимания эволюции микроорганизмов и их метаболических путей, так и для понимания эволюции биосферы в целом. В термальных экосистемах гипертермофильные микроорганизмы могут выполнять функции первичных продуцентов и/или деструкторов органического вещества (Huber et al., 2000). Гипотеза о существовании горячей подземной биосферы, с суммарным количеством биомассы, превосходящим наземную (Gold, 1992), предполагает активное участие термофильных микроорганизмов в современных биогеохимических процессах. Кроме того, исключительная устойчивость их биополимеров к высоким температурам делает их перспективными объектами, как для фундаментальных исследований, так и в связи с возможностью применения в различных областях биотехнологии (Vielle and Zeikus, 2001). Подавляющее большинство гипертермофильных организмов составляют археи (Stetter, 1996а). Предметом рассмотрения данной работы являются гипертермофильные археи, в основном относящиеся к семейству Thermococcaceae и роду Thermococcus.

Род Thermococcus входит в порядок Thermococcales царства Euryarchaeota. Род представляет собой филогенетически обособленную и самую многочисленную группу гипертермофильных архей, причем количество описанных видов составляет, очевидно, лишь небольшую часть обитающих в природе. В связи с этим дальнейшие поиски новых штаммов могут проходить как экстенсивно - путем исследования новых экосистем по всему миру, так и интенсивно - за счет выделения новых видов из уже известных местообитаний. Генетическое разнообразие термококков значительно шире, чем это можно было бы предположить на основе их высоко консервативного гена 16S рРНК. Это разнообразие дает основания ожидать у представителей этого рода наличия новых, пока неизвестных физиологических и метаболических свойств. Кроме того, с биотехнологической точки зрения это одна из самых перспективных групп микроорганизмов.

Биотехнологический потенциал гинертермофильных архей в большой степени связан с наличием у них термостабильных ферментов, среди которых наиболее широко используемыми и коммерчески успешными являются термостабильные ДНК-полимеразы. Основным преимуществом ДНК-полимераз архей перед термостабильными бактериальными полимеразами можно считать более высокую термостабильность и точность копирования. Все коммерчески используемые архейные ДНК-полимеразы получены из представителей семейства Ткегтососсасеае.

В последние два десятилетия в микробной экологии широко используются методы молекулярной биологии. Главное преимущество и причина широкого использования молекулярных методов, основанных на анализе нуклеотидных последовательностей 168 рРНК, заключается в возможности изучения филогенетического состава микробного сообщества без предварительных стадий культивирования. Ключевым этапом практически всех молекулярно-экологических исследований является амплификация участков генов 16Б рРНК с помощью полимеразной цепной реакции (ПЦР). Постоянное увеличение числа сиквенсов рРНК в базах данных приводит к необходимости создания все новых праймеров, причем к специфичности праймеров, используемых для детекции и идентификации определенного организма в окружающей среде, предъявляют более высокие требования.

В связи с вышеизложенным, детекция гипертермофильных архей в различных экосистемах представляет научный и практический интерес. Наиболее перспективным способом решения этой задачи представляется сочетание традиционных методов культивирования с современными молекулярно-экологическими методами.

Цель и задачи исследования. Целью данной работы являлась молекулярная детекция гипертермофильных архей с помощью олигонуклеотидных праймеров, специфичных к генам 168 рРНК, а также оценка биотехнологического потенциала коллекции гипертермофильных архей.

Для достижения этой цели следовало решить следующие задачи.

1. Разработать метод молекулярной детекции микроорганизмов семейства Ткегтососсасеае и провести идентификацию новых гипертермофильных изолятов.

2. Провести ПЦР-детекцию архей в гипертермофильных накопительных культурах и образцах из природных и антропогенных местообитаний.

3. Провести скрининг коллекции термофильных архей лаборатории гипертермофильных микробных сообществ ИНМИ им. С.Н. Виноградского РАН на наличие термостабильных ДНК-полимераз.

4. В случае обнаружения термостабильной ДНК-полимеразы детально исследовать ее свойства с точки зрения возможного применения в биотехнологии. ( Научная новизна работы. Впервые разработаны и синтезированы высокоспецифичные олигонуклеотидные праймеры для ПЦР-детекции гипертермофильных архей семейства Thermococcaceae. Доказанная высокая специфичность праймеров позволяет делать выводы о наличии представителей семейства Thermococcaceae в накопительных культурах и природных образцах непосредственно по результатам амплификации.

Впервые в системе анаэробной биологической очистки культуральными и молекулярно-экологическими методами обнаружены гипертермофильные архей. В антропогенном местообитании с нейтральным значением pH обнаружен культивируемый представитель царства Crenarchaeota. Результаты исследования расширяют представление о составе микробных сообществ, участвующих в процессе анаэробного разложения органических веществ в системах биологической очистки сточных вод и увеличивают список мест обитания филогенетической группы Crenarchaeota, а также физиологической группы гипертермофильных микроорганизмов.

По результатам скрининга коллекции термофильных архей определен штамм, обладающий ДНК-полимеразой с наиболее перспективными свойствами. Из штамма Thermococcus sp. ShlAM выделена и очищена термостабильная ДНК-полимераза, не содержащая интеинов. Показано, что выделенная ДНК-полимераза обладает такими важными с биотехнологической точки зрения свойствами как высокая термостабильность и точность копирования. Выделен и клонирован ген архейной ДНК-полимеразы и получен штамм-продуцент рекомбинантного белка.

Практическая значимость работы. Предложен простой, быстрый, надежный и чувствительный метод обнаружения гипертермофильных архей семейства Thermococcaceae, основанный на ПЦР-амплификации генов 16S рРНК с помощью высокоспецифичных олигонуклеотидных праймеров.

Выделена и очищена новая архейная термостабильная ДНК-полимераза. Ген, кодирующий эту полимеразу, клонирован и экспрессирован в клетках Е. coli. Полученный фермент может найти широкое применение в молекулярной биологии, генетике, молекулярной диагностике.

Апробация работы. Материалы диссертации были представлены на международных конгрессах "Extremophiles'2002" H"Extremophiles'2000", а также на международной конференции "Workshop on Enzymology, Molecular biology and Biochemistry of Thermophiles", 2000.

Автор выражает искреннюю признательность к.б.н. Черных H.A., к.б.н. Лебединскому A.B., к.б.н. Мирошниченко M.JL, к.б.н. Кострикиной H.A., к.б.н. Туровой Т.П. за помощь на определенных этапах работы. Часть работы, связанная с выделением и клонированием ДНК-полимеразы, проводилась совместно с центром "Биоинженерия" РАН, сотрудникам которого автор выражает свою благодарность, особенно к.б.н. Лопатину С. А. и к.б.н. Эльдарову М.А., практически осуществлявшему научное руководство этой частью работы.

Особую благодарность автор выражает научному руководителю д.б.н. Е.А. Бонч-Осмоловской за предложенную тему, обсуждение результатов, ценные советы и замечания и общее научное руководство, а также к.б.н. Слободкину А.И. за постоянное внимание и помощь в работе и при подготовке рукописи диссертации.

Список работ, опубликованных по теме диссертации:

1. Slobodkina G.B., Chernyh N.A., Slobodkin A.I., Subbotina I.V., Bonch-Osmolovskaya Е.А. Lebedinsky A.V. 2004. PCR-based identification of hyperthermophilic Archaea of the family Thermococcaceae. Appl. Environ. Microbiol. 70:5701-5703.

2. Слободкина Г.Б., Слободкин А.И., Турова Т.П., Кострикина H.A., Бонч-Осмоловская Е.А. 2004. Обнаружение культивируемой гипертермофильной археи рода Sulfophobococcus в метантенке, работающем в термофильном режиме. Микробиология. 73:716-720.

3. Г.Б. Слободкина, H.A. Черных, С.А. Лопатин, Г.Е. Ильина, A.B. Банникова, В. Анкенбауэр, М.А. Эльдаров, В.П. Варламов, Е.А. Бонч-Осмоловская. 2005. Выделение и характеристика термостабильной ДНК-полимеразы гипертермофильной археи Thermococcus litoralis Shi AM. Прикладная биохимия и микробиология. 1:40-47.

4. Lebedinsky A.V., Slobodkina G.B., Chernyh N.A., Bonch-Osmolovskaya E.A., Schleper С.M. 2000. Nested PCR as a method for monitoring Crenarchaeota in mixed cultutes. Abstr. Int. Workshop on Enzymology, Molecular biology and Biochemistry of

Thermophiles. 6-12 August 2000, Petropavlovsk-Kamchatsky, Russia. Book of Abstr., p 27.

5. Lebedinsky A.V., Slobodkina G.B., Chernyh N.A., Bonch-Osmolovskaya E.A., Schleper C.M. 2000. Obtaining of a mixed culture containing psychrotrophic Crenarchaeota using nested PCR as a method for monitoring. Abstr. 3th Int. Congress on Extremophiles'2000. 3-7 September, Hamburg, Germany. Book of Abstr. P27, p.95

6. Slobodkina G.B., Subbotina I.V., Lebedinsky A.V., Slobodkin A.I., Bonch-Osmolovskaya E.A., Chernyh N.A. 2002. PCR-based detection and identification of hyperthermophilic Archaea of the family Thermococcaceae. Abstr. 4th Int. Congress on Extremophiles' 2002. 22-26 September, 2002, Naples, Italy. Book of Abstr. P47, p. 181.

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Слободкина, Галина Борисовна

выводы

1. Разработан метод обнаружения гипертермофильных архей семейства Thermococcaceae, основанный на ПЦР-амплификации генов 16S рРНК с помощью высокоспецифичных олигонуклеогидных праймеров.

2. При помощи разработанного метода проведена идентификация чистых культур микроорганизмов и детекция Thermococcaceae в природных образцах и накопительных культурах. Впервые с применением культуральных и молекулярно-биологических методов гипертермофильные археи обнаружены в системах анаэробной биологической очистки.

3. Проведен скрининг коллекции гипертермофильных архей на наличие термостабильных ДНК-полимераз. ДНК-полимераза из штамма Thermococcus sp. Shl AM выделена и охарактеризована. Клонирован ген выделенной термостабильной ДНК-полимеразы и получена экспрессия рекомбинантного белка в клетках E.coli.

4. Показано, что ДНК-полимераза Shl AM обладает такими важными с биотехнологической точки зрения свойствами как высокая термостабильность и точность копирования.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Молекулярная детекция гипертермофильных архей в различных экосистемах представляет научный и практический интерес. Основным этапом практически всех молекулярно-экологических исследований является амплификация участков генов 16Б рРНК с помощью полимеразной цепной реакции. Количество сиквенсов рРНК в базах данных все время растет, делая необходимым создание все новых праймеров. Основным качеством, которым должны обладать праймеры, используемые для детекции определенных микроорганизмов, является высокая специфичность. Нами был разработан метод обнаружения гипертермофильных архей семейства ТИегтососсасеае, относящихся к царству Еигуагскаео1а, основанный на ПЦР-амплификации генов 168 рРНК с помощью высокоспецифичных олигонуклеотидных праймеров. Выбор этой группы микроорганизмов был связан с тем, что семейство ТИегтососсасеае, представляет собой филогенетически обособленную и самую многочисленную группу гипертермофильных архей. Эту группу микроорганизмов отличает поразительное генетическое разнообразие, дающее основания ожидать у представителей этого семейства наличия новых физиологических и метаболических свойств. Кроме того, с биотехнологической точки зрения это одна из самых перспективных групп микроорганизмов. Разработанный нами метод был успешно применен для идентификации чистых культур микроорганизмов, детекции Ткегтососсасеае в природных образцах и накопительных культурах, а также для оценки численности и динамики роста Ткегтососсасеае в лабораторных микрокосмах.

Методы, основанные на ПЦР-амплификации генов 16Э рРНК, можно использовать и для детекции более крупных таксонов микроорганизмов, таких как, например, царство или домен. В результате клонирования и секвенирования продуктов ПЦР, полученных с помощью Агскаеа-специфичных праймеров, в различных природных низкотемпературных экосистемах были обнаружены нуклеотидные последовательности генов 16Э рРНК, филогенетически относящиеся к царству СгепагскаеоШ, все известные культивируемые представители которого являются термофильными или гипертермофильными организмами. В то же время о выделении представителей Сгепагскаео1а из антропогенных биотопов или об обнаружении в них нуклеотидных последовательностей генов 16Э рРНК кренархеот есть лишь единичные сообщения.

В связи с этим нами был проведен ПЦР-анализ гипертермофильных накопительных культур, полученных из сброженного ила метантенка, обрабатывающего осадки муниципальных сточных вод в термофильном режиме (50°С), который выявил наличие в них представителей царства Crenarchaeola. Получена устойчивая ассоциация гипертермофильных микроорганизмов (КР4), состоящая из численно доминирующих кокков и минорного количества бесспоровых палочек. Единственным архейным компонентом культуры является микроорганизм, близкородственный Sulfophobococcus zilligii, и принадлежащий к царству Crenarchaeola. Это первое сообщение об обнаружении гипертермофильных архей в системах биологической очистки. Это также первое сообщение об обнаружении в антропогенных местообитаниях с нейтральным значением рН культивируемого представителя царства Crenarchacota.

Биотехнологический потенциал гипертермофильных архей связан прежде всего с с устойчивостью их ферментов к высоким температурам. Сегодняшняя молекулярная биология немыслима без использования термостабильных ферментов, в первую очередь без термостабильных ДНК-полимераз. Наряду с наиболее известной из термофильных ДНК-полимераз - Га^-полимеразой, имеющей бактериальное происхождение, в различных прикладных и фундаментальных исследованиях все чаще используют ДНК-полимеразы архей, которые обладают такими преимуществами, как повышенные термостабильность, точность копирования, определяемая наличием ассоциированной 3'-5'экзонуклеазной активности, способность к амплификации длинных фрагментов ДНК.

В нашей работе 30 штаммов гипертермофильных архей были проверены на наличие в них термостабильных полимераз. Из штамма Thermococcus sp. ShlAM, обладающего ферментом с наиболее перспективными свойствами, была выделена и охарактеризована ДНК-полимераза. Молекулярная масса фермента - 90-100 кДа. Очищенная ДНК-полимераза сохраняла 50% исходной активности после инкубации при 95°С в течение 120 мин. Выделенная полимераза обладала ассоциированной 3'-5'экзонуклеазной активностью. Частота ошибок, допускаемых полимеразой при достройке цепи ДНК, была, по крайней мере, в 2 раза ниже, чем у Гад-полимеразы. По основным физико-химическим и энзиматическим свойствам новая полимераза соответствует известным ДНК-полимеразам семейства В. Для клонирования гена выделенной полимеразы молекулярно-биологическими методами было проведено исследование структуры гена и выявлено отсутствие нуклеотидных последовательностей, кодирующих интеины, что отличает данный ген от генов большинства известных ДНК-полимераз. Был синтезирован полноразмерный ген ДНК-полимеразы ShlAM, определена его нуклеотидная последовательность и получен штамм-продуцент рекомбинантной ДНК-полимеразы BL21 /DE3/pETDPOLSH 1АМ.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Слободкина, Галина Борисовна, 2005 год

1. Бонч-Осмоловская Е.А., Мирошниченко М.Л. 1994. Влияние молекулярного водорода и элементной серы на метаболизм экстремально-термофильных архебактерий p. Thermococcus. Микробиология. 63:777-782.

2. Данилевич В.Н., Гришин Е.В. 2002. Новый подход для выделения геномной ДНК из дрожжей и грибов: получение ДНК-содержащих клеточных оболочек и их прямое использование в ПЦР. Биоорг. Химия. 28:156-167.

3. Каледин A.C., Слюсаренко А.Г., Городецкий С.И. 1980. Выделение и свойства ДНК-полимеразы из экстремально-термофильной бактерии Thermus aquaticus YT1. Биохимия. 45:644-651.

4. Колганова Т.В., Кузнецов Б.Б., Турова Т.П. 2002. Подбор и тестирование олигонуклеотидных праймеров для амплификации и секвенирования генов 16S рРНК архей. Микробиология. 71:283-286.

5. Калюжный C.B., Данилович Д.А., Ножевникова А.Н. 1991. Анаэробная биологическая очистка сточных вод. Итоги науки и техники. Серия Биотехнология Т.29. М.: ВИНИТИ.

6. Крайнов С.Р., Швец В.М. 1992. Гидрогеохимия. М.:Недра.

7. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Молекулярное клонирование: методы генетической инженерии. Пер. с англ. М.: Мир, 1984.

8. Мирошниченко M.JI. 2004. Термофильные микробные сообщества глубоководных гидротерм. Микробиология. 73:5-18.

9. Перевалова A.A., Лебединский A.B., Бонч-Осмоловская Е.А., Черных H.A. 2003. Детекция гипертермофильных архей рода Desulfurococcus путем гибридизации с олигонуклеотидными зондами. Микробиология. 72:383-389.

10. Перельман А.И. 1975. Геохимия ландшафтов. М.:Высш. школа.

11. Пушева М.А., Слободкин А.И., Бонч-Осмоловская Е.А. 1991. Исследование гидрогеназной активности экстремально термофильной архебактерии Thermococcus Stetten. Микробиология. 60:5-11.

12. Слободкин А.И., Заварзина Д.Г., Соколова Т.Г., Бонч-Осмоловская Е.А. 1999. Диссимиляционное восстановление неорганических акцепторов электронов термофильными анаэробными прокариотами. Микробиология. 68:600-622.

13. Чалов С.Е., Воронина О.Л., Сергиенко О.В., Лунин В.Г. 2002. Термостабильная ДНК-полимераза из archaeon Archaeoglobus fulgidus. Доклады Академии наук. 382:707-710.

14. Чалов С.Е., Воронина О.Л., Сергиенко О.В., Лунин В.Г. 2003. Термостабильная ДНК-полимераза из термофильного микроорганизма archaeon Archaeoglobus fulgidus VC16 и ее свойства. Биохимия. 68:366-375.

15. Шварцев С.Л. 1996. Общая гидрогеология. М.:Недра.

16. Щенникова А.В., Краев А.С., Позмогова Г.Е., Скрябин К.Г. 1996. Клонирование ДНК-зондов для обнаружения и идентификации патогенных грибов Verticillium dahlias и Verticillium tricorplis. Молекулярная биология. 30:1268-1273.

17. Abreu С., Jurgens G., De Marco P., Saano A., Bordalo A.A. 2001. Crenarchaeota and Euryarchaeota in temperate estuarine sediments. J. Appl. Microbiol. 90:713-718.

18. Amann R.I. 1995. Fluorescently labeled, rRNA-targeted oligonucleotide probes in the study of microbial ecology. Mol. Ecol. 4:543-554.

19. Amann R.I., Ludwig W., Schleifer K-H. 1995. Phylogenetic identification and in situ detection of individual microbial cells without cultivation. Microbiol. Rev. 59:143-169.

20. Andronopoulou E., Vorgias C.E. 2003. Purification and characterization of a new hyperthermostable allosamidin-insensitive and denaturation-resistant chitinase from the hyperthermophilic archaeon Thermococcus chitonophagus. . Extremophiles. 7:43-53.

21. Andronopoulou E., Vorgias C.E. 2004. Multiple components and induction mechanism of the chitinolytic system of the hyperthermophilic archaeon Thermococcus chitonophagus. Appl. Microbiol. Biotechnol. 65:694-702.

22. Angerer В., Ebenbichler С., Schimtz-Agheguian G., Laue F., Ankenbauer W., Svetlichny V., Bonch-Osmolovskya E. Европейский Патент. 1998. № EP0834570.

23. Ashkin A., Dziedzic J.M., Yamane T. 1987. Optical trapping and manipulation of single cells using infrared laser beams. Nature. 339:769-771.

24. Atomi H., Matsumi R., Imanaka T. 2004. Reverse gyrase is not a prerequisite for hyperthermophilic life. J. Bacteriol. 186:4829-4833.

25. Ausubel F.M., Brent R., Kingston R. E., Moore D.D., Seidman J.G., Smith J.A., Struhl K. 1997. Current Protocols in Molecular Biology. John Wiley and Sons, New York.

26. Bebenek K., Kunkel T.A. 1995. Analyzing fidelity of DNA polymerases. Methods Enzymol. 262:217-232.

27. Beffa Т., Blanc M., Lyon P.-F., Vogt G., Marchiani M., Fisher J.L., Aragno M. 1996. Isolation of Thermus strains from hot composts (60 to 80°C). Appl. Environ. Microbiol. 62:1723-1727.

28. Beffa Т., Blanc M., Aragno M. 1996. Obligately and facultatively autotrophic, sulfur -and hydrogen-oxidizing thermophilic bacteria isolated from hot composts. Arch. Microbiol. 165:34-40.

29. Benbouzid-Rollet N., Lopez-Garcia P., Watrin L., Erauso G., Prieur D., Forterre P. 1997. Isolation of new plasmids from hyperthermophilic Archaea of the order Thermococcales. Res. Microbiol. 148:767-775.

30. Benson L.M., Null A.P., Muddiman D.C. 2003. Advantages of Thermococcus kodakaraenis (KOD) DNA polymerase for PCR-mass spectrometry based analyses. J Am Soc Mass Spectrom. 14:601-604.

31. Blarney J.M., Chiong M., Smith E.T. 2001. Purification and characterization of an iron-nickel hydrogenase from Thermococcus celer. J. Biol. Inorg. Chem. 6:517-522.

32. Blochl E„ Rachel R., Burggraf S., Hafenbradl D., Jannasch H.W., Stetter K.O. 1997. Pyrolobus fumarii gen.n. and sp. n. represents a naw group of archaea, extending the upper temperature limit for life to 113°C. Extremophiles 1:14-21.

33. Bohlke K., Pisani F.M., Vorgias C.E., Frey В., Sobek H., Rossi M., Antranikian G. 2000. PCR performance of the B-type polymerase from the hyperthermophilic euryarchaeon

34. Thermococctis aggregans improved by mutations in the Y-GG/A motif. Nucleic Acids Res. 28:3910-3917.

35. Bok J.D., Yemool D.A., Eveleigh D.E. 1998. Purification, characterization and molecular analysis of thermostable cellulases CelA and CelB from Thermotoga neapolitana. Appl. Environ. Microbiol. 64:4774-4784.

36. Bonch-Osmolovskaya E.A., Stetter K.O. 1991. Interspecies hydrogen transfer in cocultures of thermophilic archaea. Syst.Appl. Microbiol. 14:205-208.

37. Bonch-Osmolovskaya E.A., Miroshnichenko M.L., KostrrikinaN.A., ChernychN.A., Zavarzin G.A. 1990. Thermoproteus uzoniensis sp. nov., a new extremely thermophilic archaebacterium from Kamchatka continental hot springs. Arch. Microbiol. 154:556-559.

38. Braithwaite D.K., Ito J. 1993. Compilation, alignment, and phylogenetic relationships of DNA polymerases. Nucleic Acids Res. 21:787-802.

39. Britschgi T.B., Giovannoni S.J. 1991. Phylogenetic analysis of a natural marine bacterioplancton population by rRNA gene cloning and sequencing. Appl. Environ. Microbiol. 57:1707-1713.

40. Brock T.D., Freeze H. 1969. Thermus aquaticus gen.n. and sp. n. nonsporulating extreme thermophile. J. Bacteriol. 98:289-297.

41. Brock T.D., Brock K.M., Belly R.T., Weiss R.L. 1972. Sulfolobus a new genus of sulfur oxidizing bacteria living at low pH and high temperature. Arch. Microbiol. 84:54-68.

42. Bronnenmeier K., Kern A., Liebl W., Staudenbauer W.L. 1995. Purification of Thermotoga marilima enzymes for the degradation of cellulosic materials. Appl. Environ. Microbiol. 61:1399-1407.

43. Brown S.H., Kelly R.M. 1993. Characterization of amylolytic enzymes, having both a-1,4 and a-1,6 hydrolytic activity, from the thermophilic archaea Pyrococcus furiosus and Thermococcus liioralis. Appl. Environ. Microbiol. 59:2614-2621.

44. Bult C.J., White O., Olsen G.J., Zhou L., Fleischmann R.D., Sutton G.G., Blake,J.A., FitzGerald L.M., Clayton R.A., Gocayne J.D., Kerlavage A.R., Dougherty B.A., Tomb,J.F., Adams M.D., Reich C.I., Overbeek R., Kirkness E.F., Weinstock K.G.,

45. Burggraf S., Jannasch H.W., Nicolaus B., Stetter K.O. 1990. Archaeoglobus profundus sp. nov., represents a new species within the sulfate-reducing archaebacteria. Syst. Appl. Microbiol. 13:24-28.

46. Canganella F., Andrade C.M., Antranikian G. 1994. Characterization of amylolytic and pullulitic enzymes from thermophilic archaea and from a new Fervidobacterum species. Appl. Microbiol. Biotechnol. 42:239-245.

47. Crump B.C., Baross J. A. 2000. Archaeaplancton in the Colambia river, its estuary and the adjacent coastal ocean, USA. FEMS Mocrobiol. Ecol. 31:231-239.

48. Cherry R.D., Desbruyeres M., Heyraud M., Nolan C. 1992. High levels of natural radioactivity in hydrothermal vent polychaetes. CR Acad. Sei. Paris, Ser III, 21-26.

49. Chung Y.C., Kobayashi T., Kanai H., Akiba T., Kudo T. 1995. Purification and properties of extracellular amylase from the hyperthermophilic archaeon Thermococcus profundus DT5432. Appl. Environ. Microbiol. 61:1502-1506.

50. Cann I.K., and Ishino Y. 1999. Archaeal DNA Replication: identifying the pieces to solve a puzzle. Genetics. 152:1249-1267.

51. Cann I.K., Ishino S., Nomura N., Sako Y„ Ishino Y. 1999. Two family B DNA polymerases from Aeropyrum per nix, an aerobic hyperthermophilic crenarchaeota. J.Bacteriol. 181:5984-5992.

52. Chien A., Edgar D. B., Trela J. M. 1976. Deoxyribonucleic acid polymerase from the extreme thermophile Thermus aqualicus. J. Bacteriol. 127:1550-1557.

53. Cline J., Braman J.C., Hogrefe I I.H. 1996. PCR fidelity of pfu DNA polymerase and other thermostable DNA polymerases. Nucleic Acids Res. 24:3546-3451.

54. Cole S.T., Girons l.S. 1994. Bacterial genomics. FEMS Microbiol. Rev. 14:139-160.

55. Corpet F. 1988. Multiple sequence alignment with hierarchical clustering. Nucleic Acids Res. 16:10881-10890.

56. Dabrowski S., Kur J. 1998. Cloning and expression in Escherichia coli of the recombinant DNA polymerases from Pyrococcus furiosus and Pyrococcus woesei. Protein Expr. Purif. 14: 131-138.

57. Datukishvili N., Pokholok D., Lottspeich F., Prangishvili D., Rechinsky V. 1996. The DNA polymerase encoding gene from a thermoacidophilic archaeon Sulfolobus acidocaldarius. Gene 177:271-273.

58. Degrange V., Bardin R. 1995. Detection and counting of Nitrobacter populations in soil by PCR. Appl. Environ. Microbiol. 61:2093-2098.

59. DeLong E.F. 1992. Archaea in coastal marine environments. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 89:5685-5689.

60. DeLong E.F., Wickman G.S., Pace N.R. 1989. Phylogenetic stains: ribosomal RNA-based probes for the identificationof single microbial cells. Science 243:1360-1363.

61. Dietrich J, Schmitt P, Zieger M, Preve B, Rolland JL, Chaabihi H, Gueguen Y. 2002. PCR performance of the highly thermostable proof-reading B-type DNA polymerase from Pyrococcus abyssi. FEMS Microbiol Lett. 217:89-94.

62. Dirmeier R., Keller M., liafenbradl D., Braun F.J., Rachel R., Burggraf S. Stetter K.O. 1998. Thermococcus acidaminovorans sp. nov., a new hyperthermophilic alkalophilic archaeon growing on amino acids. Extremophiles. 2:109-114.

63. Diruggiero J., Dunn D., Maeder D.L., Holley-Shanks R., Chatard J., Horlacher R., Robb F.T., Boos W., Weiss R.B. 2000. Evidence of recent lateral gene transfer among hyperthermophilic archaea. Mol. Microbiol. 38:684-693.

64. Dong G., Vielle C., Zeikus G.J. 1997. Cloning, sequencing and expression of the gene encoding amylopullulanase from Pyrococcus furiosus and biochemical characterization of the recombinanat enzyme. Appl. Environ. Microbiol. 63:3577-3584.

65. Edgell D.R. and Doolittle W.F. 1997. Archaea and the origins. of DNA replication proteins. Cell. 89:995-998.

66. Edgell D.R., Malik S.-B., Doolittle W.F. 1997.Gene duplications in evolution of archaeal family B DNA polymerases. J.Bacterid. 179:2632-2640.

67. Edwards U., Rogall T., Blocker H., Emde M., Bottger E.C. 1989. Isolation and direct complete nucleotide determinationof entire genes. Characterization of a gene coding for 16S ribosomal RNA. Nucleic Acids Res. 17:7843-7853.

68. Fey A., Chin K.J., Conrad R. 2001. Thermophilic methanogenes in rice field soil. Environ. Microbiol. 3:395-303.

69. Fiala G., Stetter K.O. 1986. Pyrococcus furiosus sp. nov. represents a novel genus of marine heterotrophic archaebacteria growing optimally at 100°C. Arch. Microbiol. 145:56-61.

70. Fischer F., Zillig W., Stetter K.O., Schreiber G. 1983. Chemolithoautotrophic metabolism of anaerobic extremely thermophilic archaebacteria. Nature 301:511-513.

71. Forterre P. 2002. A hot story from comparative genomics: reverse gyrase is the only hyperthermophile-specific protein. Trends in Genetics. 18:236-238.

72. Fuchs T., Huber H., Teiner K., Burggraf S., Stetter K.O. 1995. Metallosphaeraprunae sp. nov., a novel metal-mobilizing, thermoacidophilic Archaeum, isolated from a uranium-mine in Germany. Syst. Appl. Microb. 18:550-556.

73. Fuhrman J.A., Comeau D.E., Hagstrom A., Chan A.M. 1988. Extraction from natural planctonic microorganisms of DNA suitable ffor molecular biology studies. Appl. Environ. Microbiol. 54:1426-1429.

74. Furrelly V., Rainey F.A., Stackebrandt E. 1995. Effect of genome size and rRNA gene copy number on PCR amplification of 16S rRNA genes from a mixture of bacterial species. Appl. Environ. Microbiol. 61:2798-2801.

75. Gantelet II., Duchiron. F. 1999. A new pullulanase from a hyperthermophilic archaeon for starch hydrolysis. Biotechnol. Lett. 21:71-75.

76. Garces J.A., Gavin R.H. 2001. Using an inverse PCR strategy to clone large, contiguous genomic DNA fragments. Methods Mol. Biol. 161:3-8.

77. Garrity G.M. 2001. Bergey's Manual of Systematic Bacteriology. Bergey's Manual Trust, Michigan State University, East Lansing, MI.

78. Gueguen Y., Rolland J.-L., Lecompte O., Azam Ph., Le Romancer G., Flament D., Raffm J.-P., Dietrich J. 2001. Characterization of two DNA polymerases from the hyperthermophilic euryarchaeon Pyrococcus abyssi. Eur. J. Biochem. 268:5961-5969.

79. Giovannoni S.J., Britschgi T.B.,Moyer C.L., Field K.G. 1990. Genetic diversity in Sargasso Sea bacterioplanclon. Nature. 345:60-63.

80. Giovannoni S.J., DeLong E.F., Olsen G.J., PaceN.R. 1988. Phylogenetic group-specific oligodeoxynucleotide probes for identification of single microbial cells. J. Bacterol. 170:720-726.

81. Glockner F.O., Amann R.L, Alfreider A., Pernthaler J., Psenner R., Trebesius K., Schleifer K-H. 1996. An in situ hybridization protocol for detection and identification of planctonic bacteria. Syst. Appl. Microbiol. 19:403-406.

82. Godon J.-J., Zumstein E., Dabert P., Habouzit F., Moletta R. 1997. Molecular microbial diversity of an anaerobic digestor as determined by small-subunit rRNA sequence analysis. Appl. Environ. Microbiol. 63:2802-2813.

83. Gold T. 1992. The deep, hot biosphere. Proc. Nat. Acad. Sei. USA. 89:6045-6049.

84. Gonzalez J.M., Kato C., Horikoshi K. 1995. Thermococcuspeptonophilus sp. nov,, a fast-growing, extremely thermophilic archaebacterium isolated from deep-sea hydrothermal vent. Arch. Microbiol. 164:159-164.

85. Gonzalez J.M., Sheckells D., Viebahn M., Krupatkina D., Borges K.M., Robb F.T. 1999. Thermococcus waiotapuensis sp. nov., an extremely thermophilic archaeon isolated from a freshwater hot spring. Arch. Microbiol. 172:95-101.

86. Goodman M. 1982. Macromolecular sequences in systematic and evolutionary biology. New York: Plenum Publishing Corp.

87. Grant S., Grant W.D., Jones B.E., Kato C., Li L. 1999. Novel archaeal phylotypes from an East African alkaline saltern. Extremophiles. 3:139-145.

88. Grote R., Li L., Tamaoka J., Kato C., Horikoshi K., Antranikian G. 1999. Thermococcus siculi sp. nov., a novel hyperthermophilic archaeon isolated from a deep-sea hydrothermal vent at the Mid-Okinawa Trough. Extremophiles. 3:55-62.

89. Grzybovska B., Szweda P., Synowiecki J. 2004 Clonong of the thermostable alpha-amylase gene from Pyrococcus woesei in Escherichia coli: isolation and some properties of the enzyme. Mol. Biotechnol. 26:101-110.

90. Gutell R.R., Larsen N„ Woese C.R. 1994. Lessons from an evolving rRNA: 16S and 23S rRNA structures from a comparative perspective. Miocrobiol. Rev. 58:10-26.

91. Hall G.H. 1986. Nitrification in Lakes. In: Prosser J.I.(ed) Nitrification. IRL press, Oxford, 127-156.

92. Harmsen H.J.M., Prieur D., Jeanthon C. 1997. Distribution of microorganisms in deep-sea hydrothermal vents chimneys investigated by whole cell hybridization and enrichments of thermophilic subpopulations. Appl. Environ. Microbiol. 63:2876-2883.

93. Head I.M., Saunders J.R., Pickup R.W. 1998. Microbial evolution, diversity and ecology: a decade of ribosomal RNA analysis of uncultivated microorganisms. Microb Ecol. 35:1-21.

94. Hicks P.M., Kelly R.M. 1999. Thermophilic microorganisms, 2536-2552. In M.C.Flickinger and S.W.Drew (ed.), Encyclopedia of bioprocess technology: fermentation,biocatalysis, and bioseparation. JohnWiley &Sons. Inc., New York, N.Y.

95. Hjorleifsdottir S., Ritterbusch W., Petursdottir S.K., Kristjansson J.K. 1997. Thermostabilities of DNA ligases and DNA polymerases from four genera of thermophilic eubacteria. Biotechnol. Lett. 19:147-150.

96. Hodges R.A., Perler F.B., Noren C.J., Jack W.E. 1992. Protein splicing removes intervening sequences in an archaea DNA polymerase. Nucleic Acids Res. 20:61536157.

97. Holden J.F. Summit M., Baross J.A. 1998. Thermophilic and hyperthermophilic microorganisms in 3-30°C hydrolhermal fluids following a deep-sea volcanic eraption. FEMS Mocrobiol. Ecol. 25:33-41.

98. Holden J.F., Takai K., Summit M., Bolton S., Zyskowski J., Baross J.A. 2001. Diversity among three novel groups of hyperthermophilic deep-sea thermococcus species from three sites in the northeastern Pacific Ocean. . FEMS Mocrobiol. Ecol. 36:51-60.

99. Hopfner K.P., Eichinger A., Engh R.A., Laue F., Ankenbauer W., Huber R., Angerer B. 1999. Crystal structure of a thermostable type B DNA polymerase from Thermococcus gorgonarius. Proc Natl Acad Sci USA. 96:3600-3605.

100. Huber J., David A., Butterfield D.A., Baross J.A. 2002. Temporal Changes in Archaeal Diversity and Chemistry in a Mid-Ocean Ridge Subseafloor Habitat. Appl. Envir. Microbiol. 68: 1585-1594.

101. Huber R., Kurr M., Jannasch H.W., Stetter K.O. 1989. A novel group of abyssal methanogenic archaebacteria (Methanopyrus) growing at 110°C. Nature 342:833-834.

102. Huber R., Staffers P., Cheminee J.L., Richnow H.H., Stetter K.O. 1990. Hyperthermophilic archaebacteria within the crater and open-sea plume of erupting Macdonald Seamount. Nature. 345:179-182.

103. Huber R., Burggaf S., Mayer T., Barns S.M., RoBnagel P., Stetter K.O. 1995. Isolation of a hyperthermophilic archaeum predicted by in situ RNA analysis. Nature. 376:57-58.

104. Huber R., Huber H., Stetter K.O. 2000. Towards the ecology of hyperthermophiles: biotopes, new isolation strategies and novel metabolic properties. FEMS Microbiol. Rev. 24:615-623.

105. Huber R., Sacher M., Vollmann A.„ Huber H., Rose D. 2000. Respiration of arsenate and selenate by hyperthermophilic archaea. Syst. Appl. Microbiol. 23:305-314.

106. Ishii M., Miyake T., Satoh T., Sugiyama H., Oshima Y., Kodama T., Igarashi Y. 1996. Autotrphic carbon dioxide fixation in Acidianus brierleyi. Arch. Microbiol. 166:368371.

107. Iwai T., Kurosawa N., Itoh Y.H., Kimura N., Horiuchi T. 2000. Sequence analysis of three family B DNA polymerases from the thermoacidophilic crenarchaeon

108. Sulfurisphaera ohwakuensis. DNA Res. 7:243-251.

109. Jeanthon C. Molecular ecology of hydrothermal vent microbial communities. 2000. Antonie van Leewenhoek. 77:117-133.

110. Jolivet E., L'Haridon S., Corre E., Forterre P., Prieur D. 2003. Thermococcus gammalolerans sp. nov., a hyperthermophilic archaeon from a deep-sea hydrothermal vent that resists ionizing radiation. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 53:847-851.

111. Jones B.E., Grant W.D., Duckworth A.W., Owenson G.G. 1998. Microbial diversity of soda lakes. Extremophiles. 2:191-200.

112. Jürgens G., Saano A. 1999. Diversity of soil Archaea in boreal forest before and after clear-cutting and prescribed burning. FEMS Mocrobiol. Ecol. 29:205-213.

113. Kahler M., Antranikian G. 2000. Cloning and charaterization of a family B DNA polymerase from the hyperthermophilic crenarchaeon Pyrobaculum islandicum. J.Bacteriol. 182:655-663.

114. Kandier O. 1993. The early diversification of life. In: Early life on Earth. Nobel Symposium 84 (Bengtson S., ed.) 152-162. Columbia U.P., New York.

115. Kane P.M., Yamashiro C.T., Wolczyk D.F., Neff N., Goebl M., Stevens T.H. 1990. Protein splicing converts the yeast TFP1 gene product to the 69-kD subunit of the vacuolar H(+)-adenosine triphosphatase. Science. 250:651-657.

116. Kashefi K., Lovely D. 2003. Extending the upper temperature limit for life. Science. 301:934.

117. Keller M., Braun F.J., Dirmeier R., Hafenbradl D., Burggraf S., Stetter K.O. 1995. Thermococcus alcaliphilus sp. nov., a new hyperthermophilic archaeum growing on polysulfide at alkaline pH. Arch. Microbiol. 164:390-395.

118. Kobayashi T., Kwak Y.S., Akiba T., Kudo T., Horikoshi K. 1994. Thermococcus profundus sp. nov., a new hyperthermophilic archaeon isolated from deep-sea hydrothermal vent. Syst. Appl. Microbiol. 17:232-236.

119. Koch R., Spreinat A., Lemke K., Antranikian G. 1991. Purification and properties of a hyperthermoactive a-amylase from the archaeobacterium Pyrococcus woesei. Arch. Microbiol. 155:572-578.

120. Kornberg A. and Baker D., DNA replication, 2nd ed. Freeman and Company, 1992, New York, N.Y.

121. Caldococcus I it oralis " Z-1301 as Thermococcus I it oralis Z-1301. Extremophiles. 3:239-245.

122. Laemmli U.K. 1970. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4.Nature. 227:680-685.

123. Lawyer F.C., Stoffel S., Saiki R.K., Myambo K., Gelfand D.H. 1989 Isolation, characterization, and expression in Escherichia coli of the DNA polymerase gene from Thermus aquaticus. J. Biol. Chem. 264:6427-6437.

124. L'Haridon S., Reysenbach A.-L., Glenat P., Prieur D., Jeanthon C. 1995. Hot subterranean biosphere in continental oil reservoir. Nature. 337:223-224.

125. Lin C.K., Hung C.L., Hsu SC., Tsai C.C., Tsen H.Y. 2004. An improved PCR primer pair based on 16S rDNA for the specific detection of Salmonella serovars in food samples. J Food Prot. 67:1335-1343.

126. Loffler F.E., Qing S„ Jieran L., Tiedje J. M. 2000. 16S rRNA gene-based detection of tetrachloroethene-dechlorinating Desulfuromonas and Dehalococcoides species. Appl. Environ. Microbiol. 66:1369-1374.

127. MacGregor B.J., Moser D.P., Aim E.W., Nealson K.H., Stahl D.A. 1997. Crenarchaeota in Lake Michigan sediment. Appl. Environ. Microbiol. 63:1178-1181.

128. Madrid V.M., Taylor G.T., Scranton M.I., Chistiserdov A.Y. 2001. Phylogenetic diversity of bacterial and archaeal communities in the anoxic zone of Cariaco Basin. Appl. Environ. Microbiol. 67:1663-1674.

129. Manz W., Amann R.I., Ludwig W„ Wagner M., Schleifer K-H. 1992. Phylogenetic oligonucleotide probes for major subclasses of the proteobacteria: problems and solutions. Syst. Appl. Microbiol. 15:593-600.

130. Marteinsson V.T., Reysenbach A.-L., Birrien J.L., Prieur D. 1999b. A stress protein is induced in the deep-sea baropholic hyperthermophile Thermococcus barophilus when grown under atmospheric pressure. Extremophiles. 3:277-282.

131. Masaaki M., Yoshifumi I., Naeem R., Toshihiro H., Tadayuki I. 1994. Purification and characterization of a thermostable thiol protease from a newly isolated hyperthermophilic Pyrococcus sp. Appl. Environ. Microbiol. 60:4559-4566.

132. Mathur E.J., Adams M.W., Callen W.N., Cline J.M. 1991. The DNA-polymerase gene from the hyperthermophilic marine archaebacterium, Pyrococcus furiosus, shows sequence homology with a-like DNA polymerases. Nucleic. Acids Res. 19:6952.

133. Matsuki T., Watanabe K., Tanaka R., Fukuda M., Oyaizu H. 1999. Distribution of bifidobacteria! species in human intestinal microflora examined with 16S rRNA-gene targeted species-specific primers. Appl. Environ. Microbiol. 65:4506-4512.

134. Mikula M., Dzwonek A., Jagusztyn-Krynika K., Ostrowski J. 2003 Quantitative detection for low levels of Helicobacter pylori infection in experimentally infectad mice by real-time PCR. J. Microbiol. Methods. 55:351-359.

135. Miroshnichenko M.L., Bonch-Osmolovskaya E.A., Neuner A., Kostrikina N.A., Alekseev V.A. 1989. Thermococcus stetteri sp. nov., a new extremely thermophilic marine sulfur-metabolizing archaebacterium. Syst.Appl.Microbiol. 12:257-262.

136. More M., Herrick J.B., Silva M.O., Chiorse W.C., Madsen E.J. 1994. Quantitative cell lysis of indigenous microorganisms and rapid extraction of microbial DNA from sediment. Appl. Environ. Microbiol. 60:1572-1580.

137. Muyzer G., de Waal E.C., Uitterlinden A.G. 1993. Profiling of complex microbial population by denaturating gradient gel electrophoresis of polymerase chain reaction-amplified genes coding for 16S r RNA. Appl. Environ. Microbiol. 59: 659-700.

138. Nakano S., Kobayashi T., Funabiki K., Matsumura A., Nagao Y., Yamada T. 2004. PCR detection of Bacillus and Staphylococcus in various foods. J Food Prot. 67:12711277.

139. Neuner A., Jannasch H.W., Belkin S., Stetter K.O. 1990. Thermococcus litoralis sp. nov.: a new species of extremely thermophilic marine archaebacteria. Arch. Microbiol. 153:205-207.

140. Niehaus F., Frey B., Antranikian G. 1997. Cloning and characterisation of a thermostable alpha-DNA polymerase from the hyperthermophilic archaeon Thermococcus sp. TY. Gene. 204:153-158.

141. Niehaus F., Bertodo C., Kahler M., Antranikian G. 1999. Extremophiles as a source of novel enzymes for industrial application. Appl. Microbiol. Biotechnol. 51:711-729.

142. Olsen G.J., Lane D.J., Giovannoni S.J., Pace N.R. 1986. Microbial ecology and evolution: a ribosomal RNA approach. Ann. Rev. Microbiol. 40:337-365.

143. Perler F.B., Davis E.O., Dean G.E., Gimble .F.S., Jack W.E., Neff N„ Noren C.J., Thorner J., Belfort M. 1994. Protein splicing elements: inteins and exteins—a definition of terms and recommended nomenclature. Nucl. Acids Res. 22: 1125-1127.

144. Perler F., Kumar S., Kong H 1996. Thermostable DNA polymerases. Adv. Protein Chem.48:377-435.

145. Perler F.B., Olsen G.J., Adam E. 1997. Compilation and analysis of intein sequences. Nucl. Acids Res. 25:1087-1093.

146. Pisani F.M., De Martino C., Rossi M. 1992. A DNA polymerase fron the archaeon Sulfolobus solfalaricus shows sequence similarity to family B DNA polymerases. Nucl. Acids Res. 20:2711-2716.

147. Prangishvili D., Klenk H.-P., 1993. Nucleotide sequence of the gene for a 74kDa DNA polymerase from the archaeon Sulfolobus solfataricus. Nucleic Acids Res. 21:2768.

148. Rakhely G, .Zhou Z.H., Adams M.W., Kovacs K.L. 1999. Boichemical and molecular characterization of the NiFe. hydrogenase from hyperthermophilic archaeon, Thermococcus litoralis. Eur. J. Biochem. 266:1158-1165.

149. Rappe M.S., Connon S.A., Vergin K.L., Giovannoni S. 2002. Cultivation of the ubiquitous SARI 1 marine bacterioplancton clade. Nature. 418:630-633.

150. Reysenbach A.-L., Giver L.J., Wickham G.S., Pace N.R. 1992. Differential amplification of rRNA genes by polymerase chain reaction. Appl. Environ. Microbiol. 66:3798-3806.

151. Reysenbach A.L., Longnecker K., Kirshtein J. 2000. Novel bacterial and archaeal lineages from an in situ growth chamber deployed at a Mid-Atlantic Ridge hydrothermal vent. Appl. Environ. Microbiol. 66:3798-3806.

152. Rochelle P.A., Fry J.C., Parkes R.J., Weightman A.J. 1992. DNA extraction for 16S rRNA gene analysis to determine genetic diversity in deep sediment communities. FEMS Microbiol. Lett. 100:59-66.

153. Ronimus R.S., Morgan H.W. 2001. The biochemical properties and phylogenies of phosphofructokinases from extremophiles. Extremophiles. 5:357-373.

154. Ruttersmith L.D., Daniel R.M. 1991. Thermostable cellobiohydrolase from the thermophilic eubacterium Thermotoga sp. Strain FjSS3-B.l. Biochem. J. 277:887-890.

155. Saiki, R. K„ Gelfand, D. IL, Stoffel, S., Scharf, S. J., Higuchi, R., Horn, G. T., Mullis, K. B. and Erlich, H. A. 1988. Primer-directed enzymatic amplificationof DNA with a thermostable DNA polymerase. Science. 239:487-491.

156. Sako Y., Nomura N., Uchida A., Ishida Y., Morii H., Koga Y., Hoaki T., Maruyama T. 1996. Aeropyrum pernix gen. nov., sp. nov., a novel aerobic hyperthermophilic archaeon growing at temperatures up to 100°C. Int. J. Syst. Bacteriol. 46:1070-1077.

157. Salazar 0., Gonzalez I., Genilloud O. 2002. New genus-specific primers for the PCR identification of new isolates of the genera Nocardiopsis and Saccharothrix. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 52:1411-1421

158. Schleper C., Holben W., Klenk H.-P. 1997. Recovery of crenarchaeotal ribosomal DNA sequences from freshwater-lake sediments. Applied and environmental microbiology 63:321-323.

159. Schrenk M.O., Kelley D.S., Delaney J.R., Baross J.A. 2003. Incidence and diversity of microorganisms within the walls of an active deep-sea sulfide chimney. Appl. Environ. Microbiol. 69:3580-3592.

160. Sekiguchi Y., Kamagata Y., Syutsubo K., Ohashi A., Harada H., Nakamura K. 1998. Phylogenese diversity of mesophilic and thermophilic granular sludges determined by 16S rRNA gene analysis. Microbiology. 144:2655-2665.

161. Selig M., Xavier K.B., Schönheit P. 1997. Comparative analtsis of Emden-Meyerhof and Entner-Dudoroff glycolytic pathways in hyperthermophilic archaea and bacterium Thermologa. Arch. Microbiol. 164:217-232.

162. Serour E., Antranikian G., 2002. Novel thermoactive glucoamylases from the thermoacidophilic Arcaea Thermoplasma acidophilum, Piccophilus torridus and Picrophilus o.shimue. Antonie van Leeuwenhoek 81:73-83.

163. Slobodkin A.I., Campbell B„ Cary S.C., Bonch-Osmolovskaya E.A., Jeanthon C. 2001. Evidence for the presence of thermophilic Fe(III)-reducing microorganisms in deep-sea hydrothermal vents at 13°N (East Pacific Rise). FEMS Microbiol. Ecol. 36:235-243.

164. Stackebrandt E., Woese C. 1981. The evolution of prokaryots. In Molecular and cellular aspects of microbial evolution. Carlise M.J., Collins J.R., Moseley B.E.B, (eds). Chichester, United Kingdom: John Wiley&Sons Ltd., 205-248.

165. Stahl D.A., Lane D.J., Olsen G.J., Pace N.R. 1984. Analysis of hydrothermal vent-associated symbionts by ribosomal RNA sequences. Science. 224:409-411.

166. Stahl D.A., Lane D.J., Olsen G.J., Pace N.R. 1985. Characterization of a Yellowstone hot spring microbial community by 5S ribosomal RNA sequences. Appl. Environ. Microbiol. 49:1379-1384.

167. Stetter K.O. 1982. Ultrathin mycelia-forming organisms from submarine volcanic areas having an optimum growth temperature of 105°C. Nature 300:258-260.

168. Stetter K.O., Huber R., Blochl E., Kurr M., Eden R.D., Fiedler M„ Cash H., Vance I. 1993. Hypcrthermophilic archaea are thriving in deep North Sea and Alaskan oil reservoirs. Nature. 300:743-745.

169. Stetter K.O. 1996a. Hyperthermophilic procaryotes. FEMS Microbiol. Rev. 18:149158.

170. Stetter K.O. 1996b. Hyperthermophiles in the history of life. Ciba Found. Symp. 202:110.

171. Stetter K.O. 1999. Extremophiles and their adaptation to hot environments. FEB Lett. 452:22-25.

172. Stein J.L., Marsh T.L., Wu K.Y., Shizuya H., DeLong E.F. 1996. Characterization of uncultivated prokaryots isolation and analysis of a 40-kilobase-pair genome fragment grom a planctonic marine Archeon. J. Bacteriol. 178:591-599.

173. Summit M., Baross J.A. 2001. A novel microbial habitat in the mid-ocean ridge subseafloor. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98:2158-2153.

174. Sunna A., Puis J., Antranikian G. 1996. Purification and characterization of two thermostable endo-1,4-p-D-xylanascs from Thermotoga thermarum. Biotechnol. Appl. Biochem. 24:177-185.

175. Takagi M., Nisioka M., Kakihara H., Kitabayashi M., Inoue H. 1997 . Characterization of DNA polymerase from Pyrococcus sp. Strain KOD1 and its application to PCR. Appl. Environ. Microbiol. 63:4504-4510.

176. Takahata Y., Nishijima M., Maruyama T. 2000. Distribution and physiological characteristics of hyperthermophiles in the Kubuki oil reservoir in Niigata, Japan. Appl. Environ. Microbiol. 66:73-79.

177. Takahata Y., Hoaki T., Maruyama T. 2001. Starvation survivability of Thermococcus strains isolated from Japanese oil reservoirs. Arch. Microbiol. 176:264-270.

178. Takai K., Horikoshi K. 1999. Genetic Diversity of Archaea in Deep-Sea Hydrothermal Vent Environments. Genetics 152:1285-1297.

179. Takai K., Sugai A., Itoh T., Horikoshi K. 2000. Paleococcus ferrophilus gen. nov., sp. nov., a barophilic, hyperthermophilic archaeon from deep-sea hydrothermal vent chimney. Inl.J. Syst. Evol. Microbiol. 68: 1994-2007.

180. Takai K., Komatsu T., Inagaki F., Horikoshi K. 2001. Distribution of Archaea in a black smoker chimney structure. Appl. Environ. Microbiol. 67:3618-3629.

181. Takai K., Moser D.P., DeFlaun M., Onstott T.C., Fredrickson J.K. 2003. Archaeal diversity waters from deep South African gold mines. Appl. Environ. Microbiol. 67:5750-5760.

182. Tor J., Lovley D. R. 2001. Anaerobic degradation of aromatic compounds coupled to Fe(III) by Ferroglobus plcicidus. Environ. Microbiol. 3:281-287.

183. Tor J.M., Kashefi K., Lovley D.R. 2001. Acetate oxidation coupled to Fe(III) reduction in hyperthermophilic microorganisms. Appl. Environ. Microbiol. 67:13631365.

184. Trevors J.T., Van Elsas J.D. (eds.) Nucleic acids in environment. Methods and applications. Springer-Verlag, Berlin, Heidelberg, 1995.

185. Tsai Y.-L., Olson B.H. 1991. Rapid method for direct extraction of DNA from soil and sediments. Appl. Environ. Microbiol. 57:1070-1074.

186. Tsujibo H., Minoura K., Miyamoto K., Endo H., Moriwaki M., Inamori Y. 1993. Purification and properties of a thermostable chitinase from Streptomices thermoviolaceus OPC-520. Appl. Environ. Microbiol. 59:620-622.

187. Uemori T., Ishino Y., Toh H., Asada K., Kato I. 1993. Organization and nucleotide sequence of the DNA polymerase gene from the archaeon Pyrococcus furiosus. Nucleic Acids Res. 21:259-265

188. Uemori T., Ishino Y., Doi H., Kato I. 1995. The hyperthermophilic archaeon Pyrodictium occullum has two a-like DNA polymerase. J.Bacteriol. 177:2164-2177.

189. Uemori T., Sato Y., Kato I., Doi H., Ishino Y. 1997. A novel DNA polymerase in hyperthermophilic archaeon, Pyrococcus furiosus: gene cloning, expression, and characterization. Genes Cells. 2:499-512.

190. Uhl A.M., Daniel R.M. 1999. The first describtion of an archaeal hemicellulase: the xylanase from Thermococcus zilligii strain AN1. Extremophiles. 3:263-267.

191. Vielle C., Zeikus G.J. 2001. Hyperthermophilic enzymes: sourses, uses, and molecular mechanisms for thermostability. Microbiol. And Mol. Biol. Rev. 65:1-43.

192. Ward D.M., Weller R., Bateson M.M. 1990. 16S rRNA sequences reveal numerous uncultured microorganisms in a natural community. Nature. 345:63-65.

193. Ward D.M., Bateson M.M., Weller R., Ruff-Roberts A.L. 1991. Ribosomal RNA analysis of microorganisms as they occur in nature. Adv. Microbiol. Ecol. 38:219-286.

194. Weller R., Ward D.M. 1989. Selective recovery of 16S rRNA sequences from natural microbial communities in the form of cDNA. Appl. Environ. Microbiol. 55:1818-1822.

195. Woese C.R., Fox G.E., 1977. Phylogenetic structure of the prokaryotic domain: the primary kingdoms. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 87:4576-4579.

196. Woese C.R., Weisburg W.G., Paster B.J., Hahn C.M., Tanner R.S., Kreig N.R., Koops H.-P., Harms I L, Stackebrandl E. 1984. The phylogeny of purple bacteria: the beta subdivision. Syst. Appl. Microbiol. 5:327-336.

197. Woese C.R., Weisburg W.G., Hahn C.M., Paster B.J., Zablen L.B., Lewis B.J., Macke T.J., Ludwig W., Stackebrandt E. 1985. The phylogeny of purple bacteria: the gamma subdivision. Syst. Appl. Microbiol. 6:25-33.

198. Woese C.R., Kandier O., Wheelis M.L. 1990. Towards a natural system of organisms: proposal for the domains Archaca, Bacteria, and Eucarya. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 87:4576-4579.

199. Wolin E.A., Wolin M.J., Wolfe R.S. 1963. Formation of methane by bacterial extracts. J. Biol. Chem. 238:2882-2886.

200. Xavier K.B., Peist R., Kossmann M., Boos W., Santos H. 1999. Maltose metabolism in the hyperthermophilic archaeon, Thermococcus litoralis: purification and characterization of key enzymes. J. Bacteriol. 181:3358-3367.

201. Zeikus J.G., Wolfe R.S. 1972. Methunobacterium thermoautotrophicus a sp. nov., an anaerobic, autotrophic, extreme thermophile. J. Bacteriol. 109: 707-715.

202. Zillig W., Holtz I., Janekovic D., Schafer W., Reiter W.D. 1983.The archaebacterium Thermococcus celer represents a novel genus within the thermophilic branch of the archaebacleria. Syst. Appl. Microbiol. 4:88-94.

203. Zillig W., Holz I., Klenk H.P., Trent J., Wunderl S., Janekovic D. Imsel E. Haas B. 1987. Pyrococcus woesei, sp. nov., an ultra-thermophilic marine archaebacterium, representing a novel order, Thermococcules. Syst.Appl.Microbiol. 9: 62-70.