Идентификация и характеристика новых ДНК-лигаз из гипертермофильных архей тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат биологических наук Смагин, Владимир Анатольевич

• Смагин, Владимир Анатольевич
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Смагин, Владимир Анатольевич

ВВЕДЕНИЕ.

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ РАБОТЫ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1. ДНК-лигазы: структура, механизм реакции и функции.

2. Археи: особенности метаболизма и реализации генетической информации.

3. ДНК-лигазы архей.

4. Практическое применение термостабильных ДНК-лигаз.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

РЕЗУЛЬТАТЫ.

1. Выделение и характеристика ДНК-лигазы из гипертермофильной археи штамма 1519.

1.1 Определение филогенетического положения штамма 1519.

1.2 Определение и анализ нуклеотидной последовательности гена

§ТЫ519.

1.3. Клонирование гена Ь^ТЫ519. экспрессия и очистка рекомбинантного белка.

1.4. АТФ-зависимос лигирование когезивных концов ДНК фага X лигазой ]^ТЫ519.

1.5. Влияние температуры, рН и концентрации солей на активность ДНК лигазы

§ТЫ519.

1.6 Термостабильность лигазы 1л£ТЬ 1519.

1.7 Определение специфичности ДНК-лигазы Ь^ТИ 1519 в отношении кофактора.

2. Выделение и характеристика ДНК-лигазы из гипертермофильной археи рода АасШоЬиэ.

2.1. Определение и анализ нуклеотидной последовательности гена ^Ас1904.

2.2. Клонирование гена

§Ас1904, экспрессия и очистка рекомбинантного белка.

2.3. Лигирование когезивных концов ДНК фага X лигазой 1^Ас1904.

2.4. Влияние температуры, рН, концентрации солей на активность ДНК лигазы

§Ас1904.

2.5. Определение специфичности ДНК-лигазы Ь^Ас1904 в отношении кофактора.

ОБСУЖДЕНИЕ.

1. Аминокислотные последовательности ДНК-лигаз 1^ТЬ 1519 ТЬегтососсия эр. 1519 и 1^Ас1904 АасШоЬиБ ер 1904.

2. Биохимические характеристики выделенных ДНК-лигаз.

3. Зависимость от кофактора и эволюция ДНК-лигаз.

ВЫВОДЫ.

СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Идентификация и характеристика новых ДНК-лигаз из гипертермофильных архей»

ДНК-лигазы являются одними из ключевых ферментов метаболизма ДНК и принимают участие в процессах репликации, репарации и рекомбинации у всех живых организмов (Lehman, 1974; Li et al., 1984; Wood et al., 1988; Jessberger et al., 1991; Doherty et al.,2000; Shuman et al.,2004; Tomkinson et al.,2006; Wilkinson et al.,2001). Эти ферменты катализируют связывание 5'-фосфатного с З'-гидроксильным концов в одноцепочечпом разрыве двухцепочечной ДНК или же в двух фрагментах ДНК, содержащих либо комплементарные одноцепочечные, либо тупые концы.

Вместе с РНК-лигазами и мРНК-кэпирующими ферментами, ДНК-лигазы формируют группу ковалентных нуклеотидилтрансфераз. ДНК-лигазы могут быть разделены на два семейства в соответствии с используемыми кофакторами — источниками энергии, - АТФ-зависимые (ЕС 6.5.1.1) и НАД - зависимые лигазы (ЕС 6.5.1.2) (Timson et al., 1999; Sriskanda et al., 2000). На данный момент изучены функции ДНК-лигаз и получены кристаллические структуры представителей обоих семейств (Subramanya et al., 1996; Lee et al., 2000; Odell et al, 2000; Pascal et al., 2004). Осуществляемая ДНК-лигазами ферментативная реакция состоит из трех этапов. На первом этапе ДНК-лигаза атакует а-фосфат нуклеотидного кофактора с образованием ковалентного интермедиата фермент-аденилат, в котором АМФ связан фосфоамидной связью с с-аминогруппой лизина. Для АТФ-зависимого типа ДНК-лигаз основным источником АМФ группы является АТФ, в то время как для НАД+-зависимых — НАД+ (Wilkinson et al., 2001). В случае если в качестве кофактора используется АТФ, образование интермедиата фермент-аденилат сопровождается высвобождением пирофосфата, если же НАД+ - то никотинамидмононуклеотида. На втором этапе АМФ переносится на 5'-конец 5'-концевого фосфата ДНК-цепи с формированием ДНК-аденилата (AppN). На завершающем этапе ДНК-лигаза катализирует атаку 3'- ОН гидроксильной группы в однонитевом разрыве на ДНК-аденилат с соединением двух полинуклеотидов и высвобождением АМФ (Lehman, 1974; Doherty and Suh 2000; Lehman 1974; Shuman and Lima 2004; Timson et al., 2000; Wilkinson et al., 2001). Структуры нескольких ДНК-лигаз, полученные с высоким разрешением, показали наличие модульной структуры, с общим аденилтрансферазным кором, связанным с другими доменами, связывающими субстрат (Doherty and Suh, 2000; Shuman and Lima, 2004; Tomkinson et al, 2006).

АТФ-зависимые ДНК-лигазы найдены в бактериофагах, некоторых бактериях, археях, эукариотах и эукариотических вирусах, в то время как НАД+-зависимые ДНК-лигазы встречаются в основном у бактерий (Martin and MacNeill, 2002; Luo et al., 1996;

Gerry et al., 1999; Singleton et al. 1999; Timson etal., 1999; Tong et al., 1999; Sriskanda et al., 2000; Sriskanda et al., 2001; Wilkinson et al. 2001). Наряду с эукариотами и бактериями, археи образуют отдельный домен живых организмов (Woese, 1977). Археи являются одноклеточными организмами, обитающими, как правило, в экстремальных условиях окружающей среды, характеризующихся высокой или низкой температурой, экстремальными значениями рН и т.п. Основные пути метаболизма у археи и соответствующие ферменты сходны с бактериальными, в то время как аппарат репликации и экспрессии генетической информации, включая ДНК лигазы, более близок к эукариотическому (Kelman and White 2005; White 2003).

Геномы практически всех архей содержат единственный ген ДНК-лигазы АТФ-зависимого типа. Так. анализ аминокислотной последовательности первой охарактеризованной архейпоп ДНК-лигазы, из Desulfurolobus ambivalens, показал ее сходство с АТФ-зависимыми ДНК-лигазами эукариот и эукариотических вирусов (Kletzin, 1992; Nakatani et al., 2000). Позднее было охарактеризовано несколько других архейных ДНК-лигаз (Nakatani et al., 2000; 2002; Sriskanda et al., 2000; Lai et al. 2002; Jeon and Ishikawa, 2003; Rolland et al, 2004; Keppetipola and Shuman, 2005; Kim et al., 2006; Sun et al., 2008; Ferrer et al., 2008; Jackson et al., 2007; Zhao et al., 2006; Seo et al, 2007 и др.). В основном, ДНК-лигазы архей очень схожи по своим размерам и консервативны по первичной структуре. Последующие исследования ДНК-лигаз архей в отношении специфичности к нуклеотидному кофактору показали, что архейные лигазы используют исключительно АТФ (Bult et al., 1996; Klenk et al., 1997; Timson et al., 1999; Lai et al., 2002; Keppetipola et al., 2005). Это представление подтверждалось характеристикой ДНК-лигаз из архей Methanobacterium thermoautotrophicum (Timson et al, 1999), Archaeoglobus fulgidus (Klenk et al, 1997), Methanocoecus jannaschii (Bult et al., 1996), Sulfolobus shibatae (Lai et al, 2002) and Pyroeoecus horikoshii OT3 (Keppetipola et al, 2005). Однако, недавно были получены данные о том, что архейные ДНК-лигазы могут использовать и другие кофакторы. Так, использовать НАД+ наряду с АТФ могут ДПК-лигазы Thermoeocciis fumicolans (Rolland et al, 2004). Thermoeocciis. kodakaraensis KOD1 (Nakatani et al., 2000), Thermococcus onnurineus NA1 (Kim et al., 2006), Pyrococcus abyssi (Rolland et al, 2004). Специфичностью к АТФ и АДФ обладают лигазы из Aeropyrum pernix (Jeon et al, 2003) и Staphylothermns marinus (Seo et al., 2007). Эти данные позволяют предположить, что некоторые архейные ДНК-лигазы могут представлять неспециализированные предковые ферменты, являющиеся эволюционными предшественниками кофактор-специализированных ДНК-лигаз (Seo et al, 2007). Эту точку зрения поддерживает недавнее открытие архей ной ДНК-лигазы из Siilfophobocoecus zilligii, которая обладает широкой кофакторной специфичностью и, наряду с АТФ, способна использовать АДФ и ГТФ (Sun et al, 2008).

ДНК-лигазы термофильных и архей, являющиеся эволюционно-древними организмами, представляют собой интересную модель для изучения фундаментальных проблем эволюции семейства ДНК лигаз, в частности, их специализации в использовании различных энергетических кофакторов, а также являются объектами структурных исследований.

Практический интерес к термостабильным ДНК лигазам, выделенным из термофильных архей, обусловлен перспективностью их применения в различных аналитических методах, например методе лигазной цепной реакции (ЛЦР) и его многочисленных модификациях, используемых для детекции и амплификации специфических последовательностей ДНК (Вагапу, 1991; Qi et al., 2001). Несмотря на то, что метод ЛЦР известен давно и активно применяется в диагностической практике, например в США, в России он практически не используется, в значительной степени из-за отсутствия термостабильных ДНК-лигаз на Российском рынке. Другой областью использования термостабильных лигаз является их использование для «сборки» синтетических генов из олигонуклеотидов проводимой при повышенной температуре для снижения вероятности образования неспецифических продуктов лигирования.

Эволюционно и филогенетически архей разделяются на два царства, кренархей (Crenarchaeota) и эуриархей (Euryarchaeota), в обеих из которых имеются термофильные представители. Несмотря на общую схожесть ДНК-лигаз представителей Crenarchaeota и Euryarchaeota, они различаются по последовательностям одного из консервативных мотивов (мотив V) и по расстоянию между этими мотивами (Lai et al., 2002). В данной работе выделены и охарактеризованы две новые ДНК-лигазы гипертермофильных архей, -LigThl519 из эуриархеи штамма 1519 и LigAcl904 из кренархей штамма Acidilobas aceticus 1904 из коллекции лаборатории гипертермофильных микробных сообществ ИНМИ РАН. Охарактеризована зависимость активности этих ферментов от температуры и значения рН, концентрации солей, термостабильность, определены используемые нуклеотидные кофакторы.

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ РАБОТЫ

Основная цель работы состояла в выделении и характеристике новых ДНК-лигаз из двух эволюционно удаленных друг от друга гипертермофильных архей, - эуриархеи штамма 1519 и кренархеи штамма Acidilobus aceticus 1904.

При этом были поставлены следующие основные задачи:

1. Молекулярная идентификация и определение филогенетического положения штамма термофильных архей 1519.

2. Выделение и секвенирование генов ДНК-лигазы LigThl519 из штамма 1519 и ДНК-лигазы LigAcl904 viz Acidilobus aceticus 1904.

3. Создание штаммов Escherichia coli — продуцентов рекомбинантных ДНК-лигаз LigThl519 и LigAcl904, выделение и очистка ферментов.

4. Проведение биохимической характериетки рекомбинантных ДНК-лигаз, включающей определение зависимости активности от температуры и значения pH, концентрации солей, термостабильности, определение используемых нуклеотидных кофакторов.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Смагин, Владимир Анатольевич

выводы

1. Проведена молекулярная идентификация штамма 1519 термофильных архей, в результате которой показана его принадлежность к роду Thermococcus.

2. Клонированы и секвенированы гены ДНК-лигазы LigThl519 из штамма 1519 и ДНК-лигазы LigAcl904 из Acidilobus aceticus 1904.

3. Созданы штаммы Escherichia coli - продуценты рекомбинантных ДНК-лигаз LigThl519 и LigAcl904, выделены и очищены препараты ферментов.

4. Установлено, что рекомбинантная ДНК-лигаза LigThl519 может осуществлять АТФ-зависимое лигирование однонитевых разрывов в ДНК. Оптимальные условия лигазной реакции достигались при концентрации NaCl - 75 мМ, MgCb - 50 мМ, АТФ в диапазоне 10-100 мкМ, рН в диапазоне 7.0-10.0 и температуре 70°С. Лигаза теряет около половины своей активности за 5 минут при 94°С.

5. Установлено, что рекомбинантная ДНК-лигаза LigAcl904 может осуществлять АТФ-зависимое лигирование однонитевых разрывов в ДНК. Оптимальные условия лигазной реакции достигались при концентрации NaCl - 25 мМ, MgCb - 10 мМ, АТФ в диапазоне 1- ЮОмкМ, рН в диапазоне 6.8-7.0 и температуре 65°С. Лигаза теряет около половины своей активности за 30 минут при 94°С.

СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1. Смагин В.А., Марданов А.В., Бонч-Осмоловская Е.А., Равин Н.В. (2008) Выделение и характеристика новой термостабильной ДНК-лигазы из архей рода Themococcus. Прикладная биохимия и микробиология, т.45, №5, с. 523-528.

2. Bezsudnova E.Y., Kovalchuk M.V., Mardanov A.V., Poliakov K.M., Popov V.O., Ravin N.V., Skryabin K.G., Smagin V.A., Steklianova T.N., Tikhonova T.V. (2009) Overexpression, purification and crystallization of a thermostable DNA ligase from the archaeon Thermococcus sp. 1519. Acta Crystallogr Sect F Struct Biol Ciyst Commun. 65(Pt 4), 368-371.

3. Смагин B.A., Марданов A.B., Бонч-Осмоловская E.A., Равин Н.В. (2010) Термостабильная ДНК-лигаза из археи рода Thermococcus, способ ее получения и нуклеотидная последовательность ДНК, кодирующая эту ДНК-лигазу. Патент РФ № 2405823 от 10.12.2010г.

4. Смагин В.А., Марданов А.В., Прокофьева М.И., Бонч-Осмоловская Е.А., Равин Н.В. (2011) Термостабильная ДНК-лигаза из археи рода Acidilobus. Патент РФ № 2413767 от 10.03.2011г.

5. Смагин В.А., Марданов А.В., Бонч-Осмоловская Е.А., Равин Н.В. (2007) Новая термостабильная ДНК-лигаза из гипертермофильной археи рода Themococcus. Тезисы Международного конгресса «Биотехнология: состояние и перспективы развития», Москва.

6. Ravin N.V., Smagin V.A., Mardanov A.V., Bonch-Osmolovkaya E.A. (2007) Molecular cloning and characterization of thermostable DNA ligase from the archaeon Thermococcus. Abstracts of the International conference "Thermophiles-2007", Bergen, Norway.

7. Mardanov A.V., Smagin V.A., E.A. Bonch-Osmolovskaya, N.V. Ravin (2007) Isolation of new thermostable DNA ligase from the archaeon Thermococcus. Abstracts of the II International Conference on Environmental, Industrial and Applied Microbiology (BioMicroWorld2007), Seville, Spain.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Смагин, Владимир Анатольевич, 2011 год

1. Морозова О.В. 2005. Загадки архей и их фагов. Вестник ВОГиС, 9, 55-66.

2. Шаталкии А.И. 2004. Высший уровень деления в классификации организмов. 2. Архебактерии, эубактерии и эукариоты. Журн. общ. биологии, 65, 99-115.

3. Шаталкин А.И. 2004. Высший уровень деления в классификации организмов. 3. Одноплёночные (Monodermata) и двуплёночные (Didermata) организмы. Жури, общ. биологии, 65, 195-210.

4. Adul Rahman R.N., Jongsareejit В., Fujiwara S., Imanaka Т. 1997. Characterization of recombinant glutamine synthetase from the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus sp. strain KOD1. Appl Environ Microbiol. 63, 2472-2476.

5. Aravind L. and Koonin, E.V. 1999. Gleaning non-trivial structural, functional and evolutionary information about proteins by iterative database searches. J. Mol. Biol., 287, 1023-1040.

6. Aravind L., Tatusov R.L., Wolf Y.I., Walker D.R., Koonin E.V. 1998. Evidence for massive gene exchange between archaeal and bacterial hyperthermophiles. Trends Genet. 14, 442-444.

7. AtenciaE. A., Madrid O., Gu'nther Sillero M. A., Sillero A. 1999. T4 RNA ligase catalyzes the synthesis of dinucleoside polyphosphates. Eur. J. Biochem. 261, 802—811.

8. Ausubel F.M., Brent R., Kingston R. E., Moore D.D., Seidman G., Smith J.A., Struhl K. Current Protocols in Molecular Biology. John Wiley and Sons, New York, 1997.

9. Barany, F. 1991. Genetic disease detection and DNA amplification using cloned thermostable ligase. Proc Natl Acad Sci USA 88, 189-193.

10. Barnes D. E.; Johnston L. H.; Kodama K.; Tomkinson A. E.; Lasko D. D.; Lindahl T. 1990. Human DNA ligase I cDNA: cloning and functional expression in Saccharomyces cerevisiae. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 87, 6679 6683.

11. Barnes D. E.; Lindahl T. 2004. Repair and genetic consequences of endogenous DNA base damage in mammalian cells. Annu. ReY. Genet. 38, 445 476.

12. Barnes D. E.; Tomkinson A. E.; Lehmann A. R.; Webster A. D. В.; Lindahl Т. 1992. Mutations in the DNA ligase 1 gene of an individual with immunodeficiencies and cellular hypersensitivity to DNA-damaging agents. Cell. 69, 495 503.

13. Bassing С. H.; Alt F. W. 2004. The cellular response to general and programmed DNA double strand breaks. DNA Repair. 3, 781 796.

14. Baymiller J., Jennings S., Kienzle B., Gorman J. A., Kelly R.,McCullough J. E. 1994. Isolation and sequence of the t-RNA ligase-encoding gene of Candida albicans .Gene 142, 129-134.

15. Bettstetter M., Peng X., Garrett R.A., Prangishvili D. 2003. AFV1, a novel virus infecting hyperthermophilic archaea of the genus Acidianus. Virology. 315, 68—79.

16. Brochier-Armanet C., Boussau B., Gribaldo S., Forterre P. 2008. Mesophilic crenarchaeota: Proposal for a third archaeal phylum, the Thaumarchaeota. Nat Rev Microbiol 6, 245-252.

17. Bult, C.J., White, O., Olsen, G.J., Zhou, L., Fieischmann, R.D., Sutton, G.G., et al. 1996. Complete genome sequence of the methanogenic archaeon, Methanococcus jannaschii. Science 273, 1058-1073.

18. Cavalier-Smith T. 1998. A revised six-kingdom system of life. Biol. Rev. Camb. Philos. Soc.73, 203-266.

19. Cheng C., Shuman S. 1997. Characterization of an ATP-dependent DNA ligase encoded by Haemophilus influenzae. Nucleic Acids Res. 25, 1369-1374.

20. Doherty A. J., Suh S. W. 2000. Structural and mechanistic conservation in DNA ligases. Nucleic Acids Res. 28, 4051-4058.

21. Doherty A. J.; Dafforn T. R. 2000. Nick recognition by DNA ligases. J. Mol. Biol. 296, 43-56.

22. Doherty, A. J.; Wigley, D. B. 1999. Functional domains of an ATP-dependent DNA ligase. J. Mol. Biol. 285, 63-71.

23. Engler M. J.; Richardson C. C. 1982. DNA ligases. Academic Press: New York.

24. Barany F. 1991 The ligase chain reaction in a PCR world. Genome Res.l, 5-16.

25. Fabrega C., Shen V., Shuman S., Lima C. D. 2003. Structure of an mRNA capping enzyme bound to the phosphorylated carboxy-terminal domain of RNA polymerase II. Mol. Cell. 11, 1549-1561.

26. Ferrer M., Golyshina O. V., Beloqui A., L. H. Bottger, J. M. Andreu, J. Polaina, A. L. Lacey, A. X. Trautwein, K. N. Timmis, P. N. Golyshin. 2008. A purple acidophilic di-ferric DNA ligase from Ferroplasma. Proc Natl Acad Sci USA. 26, 8878-8883.

27. Finn R. D. Mistry J., Schuster-Bockler B., Griffiths-Jones S., Hollich V., Lassmann T., Moxon S., Marshall M., Khanna A., Durbin R., Eddy S. R., Sonnhammer E. L., Bateman A. 2006. Pfam: clans, web tools and services. Nucleic Acids Res. 34, 247-251

28. Frank K. M., Sekiguchi J. M., Seidl K. J., Swat W., Rathbun G. A., Cheng H. L., Davidson L., Kangaloo L., Alt F. W. 1998. Late embryonic lethality and impaired V(D)J recombination in mice lacking DNA ligase IV. Nature. 396, 173-177.

29. Fresco L. D. and Buratowski S. 1994. Active site of the mRNA-capping enzyme guanylyltransferase from Saccharomyces cerevisiae: similarity to the nucleotidyl attachment motif of DNA and RNA ligases. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 91, 6624-6628.

30. Fujiwara S., Lee S., Haruki M., Kanaya S., Takagi M., Imanaka T. 1996. Unusual enzyme characteristics of aspartyl-tRNA synthetase from hyperthermophilicarchaeon Pyrococcus sp. KOD1. FEBS Lett. 394, 66-70

31. Fukui T., Atomi H., Kanai T., Matsumi R., Fujiwara S., Imanaka T. 2005. Complete genome sequence of the hyperthermophilic archaeon Thermococcus kodakaraensis KOD1 and comparison with Pyrococcus genomes. Genome Res. 15, 352-363.

32. Gajiwala K. S.; Pinko C. 2004. Structural rearrangement accompanying NAD+ synthesis within a bacterial DNA ligase crystal. Structure (Cambridge). 12, 1449 -1459.

33. Gerry N. P., Witowski N. E., Day J. Hammer R. P., Barany G., Barany F. 1999. Universal DNA microarray method for multiplex detection of low abundance point mutations. JMol Biol 292: 251-262.

34. Gong C., Martins A., Bongiorno P., Glickman M., Shuman S. J. 2004. Biochemical and genetic analysis of the four DNA ligases of mycobacteria. Biol. Chem. 279, 20594 -20606.

35. Grant S. G., Jessee J., Bloom F. R., Hanahan D. 1990. Differential plasmid rescue from transgenic mouse DNAs into Escherichia coli methylation-restriction mutants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 87, 4645-4649.

36. Grawunder U., Zimmcr D., Kulesza P., Lieber M. R. 1998.Requirement for an interaction of XRCC4 with DNA ligase IV for wild-type V(D)J recombination and DNA double-strand break repair in vivo.J. Biol. Chem. 273, 24708-24714.

37. Gunther S., Montes M„ de Diego A., del Valle M., Atencia E. A., Sillero A. 2002. Thermostable Pyrococcus furiosus DNA ligase catalyzes the synthesis of (di)nucleoside polyphosphates. Extremophiles. 6,45-50.

38. Gupta R. S. 1998. Protein phylogenies and signature sequences: a reappraisal of evolutionary relationships among Archaebacteria, Eubacteria, and Eukaryotes. Microbiol. Mol Biol. Rev. 62, 1435-1491.

39. Hakansson K., Doherty A. J., Shuman S., Wigley D. B. 1997. X-ray crystallography reveals a large conformational change during guanyl transfer by mRNA capping enzymes. Cell 89, 545-553.

40. Heaphy S., Singh M., Gait M. J. 1987. Effect of single amino acid changes in the region of the adenylylation site of T4 RNA ligase. Biochemistry. 26, 1688-1696.

41. Ho C. K., Van Etten J. L., Shuman S. 1997. Characterization of an ATP-dependent DNA ligase encoded by Chlorella virus PBCV-1. J. Virol 71, 1931-1937.

42. Jackson B. R., Noble C., Lavesa-Curto M., Bond P. L., Bowater R. P. 2007. Characterization of an ATP-dependent DNA ligase from the acidophilic archaeon "Ferroplasma acidarmanus" Ferl. Extremophiles. 11, 315-327.

43. Jeon H. J., Shin H.J., Choi J. J., Hoe H. S., Kim H. K., Suh S. W., Kwon S. T. 2004. Mutational analyses of the thermostable NAD+-dependent DNA ligase from Therm us filiformis. FEMS Microbiol Lett 237, 111.

44. Jeon S. J., Ishikawa,K. 2003. A novel ADP-dependent DNA ligase from Aeropyrum pernix K1. FEES Lett 550, 69-73.

45. Jessberger R. and Berg P. 1991. Repair of deletions and double-strand gaps by homologous recombination in a mammalian in vitro system. Mol. Cell Biol 11, 445457.

46. Kelman Z., White M. F. 2005. Archaeal DNA replication and repair. Curr Opin Microbiol. 8, 669-676.

47. Keppetipola N., and Shuman S. 2005. Characterization of a thermophilic ATP-dependent DNA ligase from the euryarchaeon Pyrococcus horikoshii. JBacteriol 187, 6902- 6908.

48. Kim Y. J., Lee H. S, Bae S. S., Jeon, J. H., Yang S. H., Lim J. K., et al. 2006. Cloning, expression, and characterization of a DNA ligase from a hyperthermophilic archaeon Thermococcus sp. Biotechnol Lett 28, 401-407.

49. Klenk H. P., Clayton R. A., Tomb J. F., White O., Nelson K. E., Ketchum K. A., et al. 1997. The complete genome sequence of the hyperthermophilic, sulphate-reducing archaeon Archaeoglobusfidgidus. Nature 390, 364—370.

50. Kletzin A. 1992. Molecular characterisation of a DNA ligase gene of the extremely thermophilic archaeon Desulfurolobus ambivalem shows close phylogenetic relationship to eukaryotic ligases. Nucleic Acids Res. 20, 5389-5396.

51. Koch A. 1998. How did bacteria come to be? Adv Microb Physiol. 40, 353-399.

52. Kodama K., Barnes D.E. and Lindahl T. 1991. In vitro mutagenesis and functional expression in Escherichia coli of a cDNA encoding the catalytic domain of human DNA ligase I. Nucleic Acids Res. 19, 6093-6099.

53. Kyrpides N.C., Ouzounis C.A. 1999. Transcription in Archaea. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 96, 8545-8550.

54. Lai X., Shao H., Hao F., Huang L. 2002. Biochemical characterization of an ATP-dependent DNA ligase from the hyperthermophilic crenarchaeon Sulfolobus shibatae. Extremophiles. 6, 469-477.

55. Lakshmipathy U.; Campbell C. 1999. The human DNA ligase III gene encodes nuclear and mitochondrial proteins. Mol. Cell Biol., 19, 3869 3876.

56. Lehman, I.R. 1974. DNA ligase: structure, mechanism, and function. Science 186, 790797.

57. Lepp P. W., Brinig M. M., Ouverney C. C., Palm K., Armitage G. C., Relman D. A. 2004. Methanogenic Archaea and human periodontal disease. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 101, 6176-6181.

58. Li J. J., and Kelly T. J. 1984. Simian virus 40 DNA replication in vitro. Proc Natl Acad Sei USA 81, 6973-6977.

59. Luo J., and Barany F. 1996. Identification of essential residues in Thermus thermophilus DNA ligase. Nucleic Acids Res 24, 3079-3085.

60. Luo J.; Bergstrom D. E.; Barany F. 1996. Improving the fidelity of Thermus thermophilus DNA ligase. Nucleic Acids Res. 24. 3071 3078.

61. Madigan M. T., Marrs B. L. 1997. Extremophiles. Sci. Amer., 4, 82-87.

62. MadridO., MartinD., AtenciaE. A., Sillero A., and Gu'nther Sillero M. A. 1998. T4 DNA ligase synthesizes dinucleoside polyphosphates. FEBS Lett. 433, 283-286.

63. Martin W. 2004. Pathogenic archaebacteria: do they not exist because archaebacteria use different vitamins? BioEssays. 26, 592-593.

64. Martin, I. V., and MacNeill, S. A. 2002. ATP-dependent DNA ligases. Genome Biol 3, 3005.1-3005.7.

65. Mueller-Cajar O, Badger M. R. 2007. New roads lead to Rubisco in archaebacteria. Bioessays 29, 722-724.

66. Muerhoff A. S., Dawson G. J., Desai S. M. 2004. A non-isotopic method for the determination of activity of the thermostable NAD-dependent DNA ligase from Thermus thermophilus HB8. J. Virol. Methods. 119, 171-176.

67. Murzin, A. G. 1993. OB(oligonucleotide/oligosaccharide binding)-fold: common structural and functional solution for non-homologous sequences. EMBO J. 12, 861 -867.

68. Nakatani M., Ezaki S., Atomi H., Imanaka T. 2002. Substrate recognition and fidelity of strand joining by an archaeal DNA ligase. Eur. J. Biochem. 269, 650 — 656.

69. Nakatani M., Ezaki S., Atomi H., and Imanaka T. 2000. A DNA ligase from a hyperthermophilic archaeon with unique cofactor specificity. JBacteriol 182, 64246433.

70. Nasmyth K. A. 1977. Temperature-sensitive lethal mutants in the structural gene for DNA ligase in the yeast Schizosaccharomycespombe. Cell. 12, 1109 -1120.

71. Nishida H., Kiyonari S., Ishino Y., Morikawaa K. 2006. The Closed Structure of an Archaeal DNA Ligase from Pyrococcusfuriosus. J. Mol. Biol. 360, 956-967.

72. Nishida H., Tsuchiya D., Ishino Y., Morikawaa K. 2005 Overexpression, purification and crystallization of an archaeal DNA ligase from Pyrococcusfuriosus. Acta Cryst. F61, 1100-1102.

73. Odell M., Sriskanda V., Shuman S., and Nikolov D.B. 2000. Crystal structure of eukaryotic DNA ligase-adenylate illuminates the mechanism of nick sensing and strand joining. Mol Cell 6, 1183-1193.

74. Pascal J. M., O'Brien P. J., Tomkinson A.E., and Ellenberger T. 2004. Human DNA ligase I completely encircles and partially unwinds nicked DNA. Nature. 432, 473^478.

75. Petit M.A., Ehrlich S.D., and Journals O. 2000. The NAD+- dependent ligase encoded by yerG is an essential gene of Bacillus subtilis. Nucleic Acids Res. 28,4642-4648.

76. Qi X., Bakht S., Devos K. M., Gale M. D., and Osboura A. 2001. L-RCA (ligation-rolling circle amplification): a general method for genotyping of single nucleotide polymorphisms (SNPs). Nucleic Acids Res. 29, El 16.

77. Qureshi S. A., Bell S. D., Jackson S. P. 1997. Factor requirements for transcription in the Archaeon Sulfolobus shibatae. EMBO. 16, 2927-2936.

78. Robb F. T., Maeder D. L., Brown J. R., DiRuggiero J., Stump M. D., Yeh R. K., Weiss R. B., Dunn D. M. 2001. Genomic sequence of hyperthermophile, Pyrococcus furiosus: implications for physiology and enzymology. Methods Enzymol. 330,134-157.

79. Robichaux M., Howell M., Boopathy R. 2003. Growth and activities of sulfate-reducing and methanogenic bacteria in human oral cavity. Curr. Microbiol. 47, 12-16.

80. Rolland J., Gueguen Y., Persillon C., Masson J., Dietrich J. 2004. Characterization of a thermophilic DNA ligase from the archaeon Thermococcus fumicolans. FEMS Microbiology Letters. 236, 267-273.

81. SaitouN., Nei M. 1987. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees. Mol. Biol. Evol. 4, 406-425.

82. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. 1989. Molecular Cloning: A Laboratory Manual, Ed 2. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY.

83. Sawaya R., Shuman S. 2003. Mutational analysis of the guanylyltransferase component of Mammalian mRNA capping enzyme. Biochemistry. 42, 8240-8249.

84. Schalling M., Hudson T. J., Buetow K. H., and Housman D. E. 1993. Direct detection of novel expanded trinucleotide repeats in the human genome. Nat. Genet. 4, 135-139.

85. Sekiguchi J. and Shuman,S. 1997. Nick sensing by vaccinia virus DNA ligase requires a 5' phosphate at the nick and occupancy of the adenylate binding site on the enzyme. J. Virol. 71, 9697-9684.

86. Sekiguchi J.; Shuman S. 1997. Domain structure of vaccinia DNA ligase Nucleic Acids Res. 25, 727 734.

87. Seo M. S., Kima Y. J., Choi J. J., Lee M. S., Kima J. H., Lee J., Kwon S. 2007. Cloning and expression of a DNA ligase from the hyperthermophilic archaeon Staphylothermus marinus and properties of the enzyme. J. Biotechnol. 128, 519-530.

88. Shuman S, Lima C. D. 2004. The polynucleotide ligase and RNA capping enzyme superfamily of covalent nucleotidyltransferases. Curr Opin Struct Biol. 14, 757—764

89. Shuman S. 1995. Vaccinia virus DNA ligase: specificity, fidelity, and inhibition. Biochemistry. 34, 16138-16147.

90. Shuman S. and Ru X. 1995. Mutational analysis of vaccinia DNA ligase defines residues essential for covalent catalysis. Virology. 211, 73-83.

91. Shuman S., Schwer B. 1995. RNA capping enzyme and DNA ligase: a superfamily of covalent nucleotidyl transferases. Mol. Microbiol. 17, 405 410.

92. Singleton M. R., Hansson K., Timson D. J., and Wigley D. B. 1999. Research article structure of the adenylation domain of an NAD+-dependent DNA ligase. Structure. 7, 35-42.

93. Soderhall S.; Lindahl T. 1973. Two DNA ligase activities from calf thymus. Biochem. Biophys. Res. Commun. 53, 910 916.

94. Soderhall S.; Lindahl T. 1976. DNA ligases of eukaryotes. FEBSLett. 67, 1 -8.

95. Sriskanda V., Shuman S. 1998. Specificity and fidelity of strand joining by Chlorella virus DNA ligase. Nucleic Acids Res. 26, 3536-3541.

96. Sriskanda V., Kelman Z., Hurwitz J., and Shuman S. 2000. Characterization of an ATP-dependent DNA ligase from the thermophilic archaeon Methanobacterium thermoautotrophicum. Nucleic Acids Res 28, 2221—2228.

97. Sriskanda V., Moyer R. W. and Shuman S. 2001. NAD- dependent DNA ligase encoded by a eukaryotic virus. J Biol Chem. 276, 36100-36109.

98. Sriskanda V., Shuman S. 2001. A second NAD(+)-dependent DNA ligase (LigB) in Escherichia coYuNucleic Acids Res. 29, 493-494.

99. Stechmann A., Cavalier-Smith T. 2004. Evolutionary origins of Hsp90 chaperones and a deep paralogy in their bacterial ancestors. J. Eukaryot. Microbiol. 51, 364—373.

100. Subramanya H. S., Doherty A. J., Ashford S. R. and Wigley D. B. 2004. Crystal structure of an ATP-dependent DNA ligase from Bacteriophage T7. Mol Cell 16, 211221.

101. Subramanya H. S., Doherty A. J., Ashford S. R. and Wigley D. B. 1996. Crystal structure of an ATP-dependent DNA ligase from bacteriophage T7. Cell. 85, 607-615.

102. Triglia Т., Peterson M. G.and Kemp D. J. 1988. A procedure for in vitro amplification of DNA segments that lie outside the boundaries of known sequences. Nucleic Acids Res. 16, 8186.

103. Takahashi M., Yamaguchi E., Uchida T. 1984. Thermophilic DNA ligase. Purification and properties of the enzyme from Thermus thermophilus HB8. J. Biol. Chem. 259, 10041-10047.

104. Thompson J. D., Gibson T. J., Plewniak F., Jeanmougin F., Higgins D.G. 1997. The CLUSTALX windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools. Nucleic Acids Res. 24, 4876-4882.

105. Timson D. J. and Wigley D. B. 1999. Functional domains of an NAD+-dependent DNA ligase. JMol Biol 285, 73-83.

106. Tomkinson A. E., Vijayakumar S, Pascal J. M., Ellenberger T. 2006. DNA ligases: structure, reaction mechanism, and function. Chem Rev. 106, 687-699.

107. Tomkinson A. E., Roberts E., Daly G., Totty N. F., Lindahl T. 1991. Three distinct DNA ligases in mammalian cells. J. Biol. Chem. 266, 21728- 21735.

108. Tomkinson A. E„ Tappe N. J., Friedberg E.C. 1992. DNA ligase I from Saccharomyces cerevisiae: physical and biochemical characterization of the CDC9 gene product. Biochemistry. 31, 11762-11771.

109. Tong J., Barany F., Cao W. 2000. Ligation reaction specificities of an NAD+-dependent DNA ligase from the hyperthermophile Aquifex aeolicus. Nucleic Acids Res. 28, 1447-1454.

110. Tong J., Cao W., Barany F. 1999. Biochemical properties of a high fidelity DNA ligase from Thermus species AK16D. Nucleic Acids Res. 27, 788-794.

111. Valentine D. L. 2007. Adaptations to energy stress dictate the ecology and evolution of the Archaea. Nat. Rev. Microbiol. 5, 316—323.

112. Van De Peer Y., De Wachter R. 1994. TREECON for Windows: a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for the Microsoft Windows environment. Comput. Applic. Biosci. 10, 569-570.

113. Verhees С. H., Tuininga J. E., Kengen S. W. M., Stams A. J. M., van der Oost J., de Vos W. M. 2001. ADP-dependent phosphofructokinases in mesophilic and thermophilic methanogenic archaea. J Bacterial. 183, 7145-7153.

114. Warbrick E. 2000. The puzzle of PCNA's many partners. Bioessays. 22, 997-1006.

115. Ward J. F. 1988. DNA damage produced by ionizing radiation in mammalian cells: identities, mechanisms of formation, and reparability. Prog. Nucleic Acids Res. 35, 95 -125.

116. Waters E. 2003. «The genome of Nanoarchaeum equitans: insights into early archaeal evolution and derived parasitism», PNAS, 100, 12984-12988.

117. White M. F. 2003 Archaeal DNA repair: paradigms and puzzles. Biochem Soc. Trans. 31, 690-693.

118. Wiedmann M., Wilson W. J., Czajka J., Luo J., Barany F., Batt C. A. 1994. Ligase chain reaction (LCR)-Overview and applications. PCR Methods Appl. 3, 51-64.

119. Wilkinson A., Day J, Bowater R. 2001. Bacterial DNA ligases. Mol Microbiol. 40, 1241-1248.

120. Wilkinson A., Smith A., Bullard D., Lavesa-Curto M., Sayer H., Bonner, A., et al. 2005. Analysis of ligation and DNA binding by Escherichia coli DNA ligase (LigA). Biochim Biophys Acta. 1749, 113-122.

121. Wilson T. E., Grawunder U„ Lieber, M. R. 1997. Yeast DNA ligase IV mediates non-homologous DNA end joining. Nature. 388, 495-498.

122. Woese C. R., Fox G. E. 1977. Phylogenetic structure of the prokaryotic domain: the primary kingdoms. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 74, 5088-5090.

123. Wood R. D., Robins P. and Lindahl T. 1988. Complementation of the xeroderma pigmentosum DNA repair defect in cell-free extracts. Cell. 53, 97—106.

124. Yoshinori Kohwi. 2004. Trinucleotide repeat protocols. Humana Press. 342.

125. Zander C., Thelaus J., Lindblad K., Karlsson M., Sjoberg K. and Schalling M. 1998. Multivariate analysis of factors influencing repeat expansion detection. Genome Res. 8, 1085-1094.

126. Zhao A, Gray F. C, MacNeill S. A. 2006. ATP- and NAD+-dependent DNA ligases share an essential function in the halophilic archaeon Haloferax volcanii. Mol. Microbiol. 59, 743-752.