Моделирование железоникелевых гидрогеназ тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат наук Абдуллатыпов, Азат Вадимович

• Абдуллатыпов, Азат Вадимович
• кандидат наук
• 2015

Оглавление диссертации кандидат наук Абдуллатыпов, Азат Вадимович

ОГЛАВЛЕНИЕ

СОКРАЩЕНИЯ

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы

Научная новизна

Практическая значимость

Апробация работы

Положения, выносимые на защиту

Степень достоверности полученных результатов

Публикации по теме работы

Структура и объём диссертации

Благодарности

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

ГЛАВА 1. ГИДРОГЕНАЗЫ: КЛАССИФИКАЦИЯ, СТРУКТУРА, СВОЙСТВА

1.1 Нтс1-гидрогеназы

1.2 Ре-Ре-гидрогеназы

1.2.1 Каталитический цикл железосодержащих гидрогеназ

1.2.2 Биосинтез железосодержащих гидрогеназ

1.3 Железоникелевые гидрогеназы

1.3.1 Каталитический цикл железоникелевых гидрогеназ

1.3.2 Биосинтез железоникелевых гидрогеназ

ГЛАВА 2. МЕТОДЫ ОПРЕДЕЛЕНИЯ СТРУКТУРЫ ГИДРОГЕНАЗ

2. 1 Методы молекулярной спектрометрии в исследовании активного центра и электрон-

переносящих кофакторов гидрогеназ

2. 2 Методы расшифровки трёхмерной структуры гидрогеназ

2. 3 Вычислительные методы в исследовании гидрогеназ

ГЛАВА 3. ГИДРОГЕНАЗЫ ТИюсаряа гояеорегягста И АНеготопаз тас1еосШ

ГЛАВА 4. ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ ЖЕЛЕЗОНИКЕЛЕВЫХ ГИДРОГЕНАЗ С РЕДОКС-

ПАРТНЁРАМИ

ГЛАВА 5. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

5.1 Моделирование гидрогеназы НусШЬ Т. гоьеорегзтпа

5.2 Проверка качества моделей по геометрическим критериям

5.3 Минимизация энергии двусубъединичных моделей

5.4 Моделирование С-концевого фрагмента малой субъединицы и полноразмерного

фермента

5.5 Моделирование гидрогеназы HydSL Л//. macleodii

5.6 Реконструкция лигандов в полученных моделях

5.7 Подсчёт ионных пар

5. 8 Подсчёт водородных связей

5. 9 Картирование поверхностей гидрогеназ

5. 10 Картирование внутримолекулярных туннелей

5. 11 Моделирование взаимодействия гидрогеназы с метил виологеном и

полипептидами

5. 12 Выделение гидрогеназы Т. roseopersicina BBS

5. 13 Определение гидрогеназной активности

5.14 Определение константы ингибирования гидрогеназы положительно заряженными полипептидами

5. 15 Построение схемы направленной модификации гидрогеназы Т.

roseopersicina

ГЛАВА 6. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

6. 1 Модели гидрогеназы HydSL Т. roseopersicina

6. 2 Моделирование полноразмерной малой субъединицы гидрогеназы HydSL Т.

roseopersicina

6. 3 Модели гидрогеназы HydSL Alt. macleodii

6. 4 Анализ взаимодействий внутри субъединиц и между субъединицами

6. 5 Картирование внутримолекулярных туннелей

6. 6 Картирование поверхностей гидрогеназ

6. 8 Влияние положительно заряженных полипептидов на активность гидрогеназы HydSL Т.

roseopersicina

6. 9 Докинг метилвиологена и полипептидов с гидрогеназой Т. roseopersicina

6. 10 Схема направленной модификации гидрогеназы HydSL Т. roseopersicina с целью придания

ей повышенной устойчивости к кислороду

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ОПУБЛИКОВАННЫХ РАБОТ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

СОКРАЩЕНИЯ

СоВ - кофермент В; СоМ - кофермент М;

DOPE - дискретно оптимизированная энергия белка;

PME - метод частичных сумм Эвальда

RMSD - среднеквадратичное расстояние между атомами;

F420 - фактор 420 (8-оксодеазафлавин);

FAD - флавинадениндинуклеотид;

МРТ+ - метенилтетрагидрометаноптерин;

МРТН - метилентетрагидрометаноптерин;

NAD - никотинамидадениндинуклеотид;

NADP - никотинамидадениндинуклеотидфосфат;

АТФ - аденозинтрифосфат;

ГТФ - гуанозинтрифосфат;

PC А - рентгеноструктурный анализ;

ЯМР - ядерный магнитный резонанс;

A. vinosum — Allochromatium vinosum;

Alt. macleodii - Alteromonas macleodii;

D. baculatum - Desulfomicrobium baculatum;

D. gigas — Desulfovibrio gigas;

D. fructosovorans — Desulfovibrio fructosovorans;

D. vulgaris - Desulfovibrio vulgaris;

M. marburgensis - Methanothermobacter marburgensis;

P. furiosus - Pyrococcus furiosus;

R. eutropha - Ralstonia eutropha;

R. capsulatus - Rhodobacter capsulatus;

T. roseopersicina - Thiocapsa roseopersicina.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Моделирование железоникелевых гидрогеназ»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы

Участие молекулярного водорода в метаболизме микроорганизмов довольно разнообразно: выделение водорода при брожении для сброса избытка восстановителя или при поглощении СО [Wawrousek et al., 2014] и при фотосинтезе для поддержания линейного транспорта электронов [Schultze et al., 2009]; поглощение Иг в темноте с использованием в качестве источника энергии [Sato et al., 2012] или в качестве донора электронов при метаногенезе [Thauer et al., 2010] и при фотосинтезе [Liang et al., 2009]; поглощение-выделение водорода для поддержания требуемого редокс-статуса клеток; рециклизация выделяемого при азотфиксации Нг для повышения эффективности азотфиксации [Masukawa et al., 2002] и обеспечения защиты нитрогеназы от токсического действия кислорода [Zhang et al., 2014].

В зависимости от содержания металлов в активном центре гидрогеназ эти ферменты подразделяются на Ilmd-гидрогеназы, у которых активный центр представлен в виде гуанилилпиридинольного кофактора, находящегося вне белковой глобулы [Thauer et al., 1996], Fe-Fe гидрогеназы, y которых активный центр находится внутри белка и содержит 2 атома железа [Peters et al., 1998], и Ni-Fe гидрогеназы, содержащие внутри белковой молекулы активный центр с железом и никелем [Хуснутдинова, 2012; Цыганков, Хуснутдинова, 2015].

Последние годы характеризуются значительным прогрессом в изучении гидрогеназ. Получены основанные на рентгеноструктурном анализе трёхмерные структуры более чем 10 гидрогеназ, депонированных в базе данных Protein Data Bank [Berman et al., 2000; Berman et al., 2003]. Выявляются функции гидрогеназ, роль которых в метаболизме ранее была неизвестной [Лауринавичене, Цыганков, 2003; Laurinavichene, Tsygankov, 2001; Laurinavichene et al., 2007; Rakhely et al., 2007]. Изучены основные пути созревания гидрогеназ в клетках [Bock et al., 2006; Peters et al., 2015]. Обнаружены разные принципы регуляции синтеза гидрогеназ [Axellson, Lindblad, 2002; Vignais et al., 2005; Pinske et al., 2012]. Это связано не только с тем, что гидрогеназы являются необычными металлоферментами, позволяющими на их примере понять механизм действия активных центров с участием металла. Гидрогеназы могут оказаться важными ферментами в будущих топливных элементах в качестве замены платины [51рополов и др., 1984; Lojou et al., 2008; Shastik et al., 2011], a также существенной составляющей биотехнологических систем преобразования солнечной энергии в водород [Ihara et al., 2006; Krassen et al., 2009; Lubner et al., 2010] и основой для моделирования химических неплатиновых катализаторов окисления/восстановления водорода [Canaguier et al., 2008].

HydSL-гидрогеназа из Thiocapsa roseopersicina была выделена 40 лет назад [Гоготов и др., 1976], и одной из первых была применена в водородном топливном элементе [Ярополов и др., 1984]. К настоящему времени известно, что этот фермент относится к Ni-Fe гидрогеназам

[Зорин, 1986; Задворный и др., 2000]. Структурные гены этого фермента уже известны [Rakhely et al., 1998], а также известны гены, участвующие в ее созревании [Kovacs et al., 2002; Weyman et al., 2011a; Weyman et al., 2011b]. Единственной известной фунцией HydSL гидрогеназы в клетках является поглощение водорода в присутствии элементарной серы с выделением сероводорода [Laurinavichene et al., 2007], хотя роль этой реакции в метаболизме пока неясна. Показано, что этот фермент можно отнести к термостабильным (максимальная активность при 80 °С, и даже кипячение не приводит к полной потере активности фермента [Зорин, Гоготов, 1982]). Эта гидрогеназа является относительно устойчивой к инактивирующему действию кислорода, поскольку в окисленном состоянии может храниться годами без потери активности [Зорин, Гоготов, 1982], а также устойчивой к действию протеолитических ферментов [Kovacs et al., 1988]. Эти характеристики выдвигают HydSL гидрогеназу в первые ряды кандидатов на практическое применение в топливных элементах и системах получения водорода [Karyakin et al., 2007; Shastik et al., 2011]. Вместе с тем, несмотря на многолетние усилия, до сих пор не удалось получить трёхмерную структуру этой гидрогеназы с атомным разрешением [Зорин, Задворный, персональные сообщения]. Недостаток этих данных сильно сдерживает дальнейшее развитие исследований механизма действия HydSL гидрогеназы, её возможных модификаций с целью повышения активности и дальнейшего улучшения стабильности.

HydSL-гидрогеназа из глубоководной бактерии Alteromonas macleodii Deep Ecotype была выделена сравнительно недавно [Maroti et al., 2009; Vargas et al., 2011]. Помимо сходных биохимических свойств, важных в прикладном отношении - термостабильности и устойчивости к кислороду [Vargas et al., 2011], они обладают также сходными механизмами сборки. Так, гидрогеназа из Alt. macleodii была успешно экспрессирована в Т. roseopersicina [Maroti et al., 2009], а экспрессия гидрогеназы из Т. roseopersicina в гетерологичной системе Eshcherichia coli обеспечивалась присутствием вспомогательных белков из Alt. macleodii и всего двух белков из Т. roseopersicina [Weyman et al., 201 la; Weyman et al., 201 Ib]. Трёхмерная структура этого фермента также не известна.

В связи с вышеизложенным целью данной работы являлось построение моделей гидрогеназ HydSL Т. roseopersicina BBS и HydSL All. macleodii Deep Ecotype с их последующей верификацией и апробацией.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задами:

1) Построить модели гидрогеназ HydSL Т. roseopersicina BBS и HydSL Alt. macleodii Deep Ecotype и оценить их качество;

2) Проверить рабочую гипотезу о стабилизирующем влиянии ионных пар на гидрогеназы, сравнив полученные модели с известными структурами термолабильной и термостабильной гидрогеназ по количеству ионных пар между субъединицами.

3) Провести картирование внутримолекулярных туннелей для выявления возможных отличий в их структуре у исследованных гидрогеназ и гидрогеназ, чувствительных к кислороду.

4) Выявить возможный механизм связывания акцептора электронов -метилвиологена — гидрогеназой HydSL Т. roseopersicina-, определить характер взаимодействия этой гидрогеназы с положительно заряженными полипептидами.

5) Предложить схему модификации гидрогеназы Т. roseopersicina для придания ей дополнительной устойчивости к кислороду.

Научная новизна

Впервые построены полноразмерные модели HydSL гидрогеназ Т. roseopersicina BBS и A. macleodii Deep Ecotype. С использованием этих моделей был проведён анализ внутрисубъединичных и межсубъединичных взаимодействий, а также исследована структура поверхности этих ферментов и туннелей внутри их молекул. Высказано предположение, что возможной причиной устойчивости этих ферментов к действию кислорода может быть особая структура внутримолекулярных туннелей. Показано, что детерминанты устойчивости к кислороду, описанные в литературе, отсутствуют у исследованных гидрогеназ.

Впервые картированы два возможных сайта связывания акцептора электронов (метилвиологена) в гидрогеназе HydSL Т. roseopersicina BBS.

Практическая значимость

Построены полноразмерные модели двух HydSL-гидрогеназ, обладающих высокой термостабильностью и устойчивостью к воздействию кислорода. Использование этих моделей позволяет планировать эксперименты по направленной модификации гидрогеназ.

Картированы два возможных сайта связывания метилвиологена (акцептора электронов) в гидрогеназе HydSL Т. roseopersicina BBS. Показано, что положительно заряженные пептиды связываются с этими же сайтами, что иллюстрирует конкурентное ингибирование, показанное экспериментально. Наряду с картированием распределения электростатического потенциала на поверхности гидрогеназ, это дает информацию о возможности подбора агентов для иммобилизации гидрогеназ на электрод в зависимости от задач функционирования электрода.

Предложена схема возможной модификации гидрогеназы HydSL Т. roseopersicina для повышения устойчивости к кислороду.

Положения, выносимые на защиту

На защиту данной диссертационной работы выносятся:

1) Модели железоникелевых HydSL-гидрогеназ бактерий Thiocapsa roseopersicina

и Alteromonas macleodii, превосходящие по своему качеству ранее опубликованные модели.

2) Результаты сравнительного анализа количества ионных пар между субъединицами у термостабильных и термолабильных гидрогеназ.

3) Результаты картирования внутримолекулярных туннелей на основе полученных моделей гидрогеназ, возможных путей поступления газов в активный центр гидрогеназ.

4) Результаты моделирования взаимодействия гидрогеназы HydSL Т. roseopersicina с акцептором электронов метилвиологеном и положительно заряженными полипептидами.

5) Схема модификации гидрогеназы Т. roseopersicina, основанная на сопоставлении литературных данных и результатов моделирования и предложенная для повышения её устойчивости к кислороду

Степень достоверности полученных результатов

Данные, полученные в работе, обладают высокой степенью достоверности и обоснованы

обширным фактическим материалом. Основные результаты диссертационной работы

опубликованы в рецензируемЕлх научных изданиях.

Апробация работы

Результаты работы были апробированы на следующих конференциях: XX международная конференция «Математика. Компьютер. Образование» (2013, Пущино, Россия), Moscow conference on Computational Molecular Biology'2013 (2013, Moscow, Russia), Photosynthesis research for sustainability: in Honor of Vladimir A. Shuvalov. International Meeting (2014, Pushchino, Russia).

Работа была поддержана грантами РФФИ (06-04-49658, 08-08-12196, 11-04-01383, 14-0401676), Программой РАН «Фундаментальные основы технологий наноструктур и наноматериалов», в рамках подпрограммы «Нанобиотехнологии».

Публикации по теме работы

По материалам диссертации в рецензируемых изданиях, рекомендованных ВАК РФ, опубликовано 3 статьи, из них 2 — в зарубежных журналах, включённых в базу цитирования Web of Science.

Структура и объем диссертации

Диссертация содержит 7 глав и состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, изложения результатов и их обсуждения, заключения, выводов и списка цитируемой литературы. Работа изложена на 98 страницах, содержит 24 рисунка и 6 таблиц. Список литературы содержит 269 литературных источников.

Благодарности

Автор выражает благодарность коллективу лаборатории биотехнологии и физиологии

фототрофных организмов, в особенности Цыганкову Анатолию Анатольевичу, Зорину Николаю Алексеевичу, Косоурову Сергею Николаевичу, Лауринавичене Татьяне Викториновне, Хуснутдиновой Анне Наилевне, Шастику Евгению Сергеевичу, Батыровой Хорческе Александровне, Ельцовой Зинаиде Александровне, Петушковой Екатерине Павловне, а также заведующему сектором генетики фототрофных организмов Бутанаеву Александру Михайловичу за ценную помощь в работе.

Также автор благодарит тех людей, без которых эта работа была бы невозможна и чьи консультации позволили автору освоить перечисленные в диссертации методы - это Ben Webb, один из разработчиков программы MODELLER, ответственный за её техническую поддержку, и Elmar Krieger - главный разработчик серии программ YASARA.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ ГЛАВА 1. ГИДРОГЕНАЗЫ: КЛАССИФИКАЦИЯ, СТРУКТУРА, СВОЙСТВА

Гидрогеназы - это ферменты, способные к активации молекулярного водорода и его окислению, либо, наоборот, восстановлению протонов до водорода. Упоминания гидрогеназ в литературе встречаются с начала 1930-х годов [Stephenson, Stickland, 1931, 1932]. Они представлены во всех трёх доменах жизни - бактериях, археях и эукариотах. Одной из эволюционно значимых функций гидрогеназ было обеспечение жизнедеятельности организмов в древней атмосфере, насыщенной водородом [Hoehler et al., 2001]; в современном мире гидрогеназы выполняют функцию регуляторов окислительно-восстановительного потенциала содержимого клетки, а также функцию получения энергии за счёт окисления водорода [Hoehler ct al., 2002].

Эти ферменты делятся на три основные группы, отличающиеся как по структуре активного центра, так и по каталитическим свойствам и набору редокс-партнёров: Hmd-гидрогеназы (или Fe-гидрогеназы), FcFe-гидрогеназы (железосодержащие гидрогеназы) и NiFe-гидрогеназы (железоникелевые гидрогеназы) [Vignais, Colbeau, 2004; Vignais, Billoud, 2007]. Во многих микроорганизмах встречаются гидрогеназы из нескольких групп [Fauque et al., 1988]. 1.1 Hmd-гндрогеназы

Hmd-гидрогеназы (ранее также не вполне корректно называвшиеся гидрогеназами, не содержащими металлов) - это ферменты, не содержащие жёстко связанных атомов железа, но функционирующие в присутствии железосодержащего кофактора. Они катализируют превращение метенилтетрагидрометаноптерина в метилентетрагидрометаноптерин с поглощением молекулярного водорода. Они были открыты позже других групп гидрогеназ, в 1990 году [Zirngibl et al., 1990], и являются наименее изученными. Тем не менее, они являются одними из ферментов метаногенеза — процесса, уже сейчас нашедшего широчайшее применение в мировой промышленности при утилизации отходов животноводства и масложирового производства. Поэтому их изучение является важным с точки зрения практического применения если не самих ферментов, то микроорганизмов, их содержащих. Справедливости ради, следует отметить, что они не являются принципиально необходимыми для метаногенеза (Thauer, 1998) — процесс поглощения водорода при метаногенезе осуществляется тремя гидрогеназами: Hmd-гидрогеназой, железоникелевой Ech-гидрогеназой и Р420-восстанавливающей железоникелевой гидрогеназой (Рис. 1). Тем не менее, роль Hmd-гидрогеназы возрастает при дефиците никеля, необходимого для синтеза F420-восстанавливающей гидрогеназы и Ech-гидрогеназы.

Ech

CO2

-V

cho-mfr

1.3

V

CH0-H4MPT

/11

«2 ^ F420h2

CH«H4MPT+ 15

H2

P420H2

—b

CH2-H4MPT

—V

CoM-SH

ch3-h4mpt

I II I 8

Methanol ch3-s-c0m

CH4

HS-CoB

C0M-S-S-C0B

H2 ffi- ^42PH2 MPH2 ^ MPH2

Ha

com-sh + hs-coe

Рисунок 1. Принципиальная схема метаногенеза у бактерий рода Methanosarcina (взято из [Vignais, Billoud, 2007]). Поглощаемыми субстратами являются метанол, водород и углекислый газ. 1 — поглощение водорода с восстановлением ферредоксина (Fd), катализируемое Ech-гидрогеназой. 2 - обратимое восстановление СОг формилметанофурандегидрогеназой. 3 - перенос формильной группы с формилметанофурана на тетрагидрометаноптерин формилметанофуран-тетрагидрометаноптерин-формилтрансферазой. 4 — обратимая дегидратация формилтетрагидрометаноптерина метенил-тетрагидрометаноптерин-циклогидролазой. 5 -восстановление метенилтетрагидрометаноптерина восстановленной формой фактора F420, осуществляемое метипентетрагидрометаноптериндегидрогеназой. 6 - восстановление водородом фактора F420, катализируемое Р420-гидрогеназой (Frh-гидрогеназой). 7 — восстановление метилентетрагидрометаноптерина до метилтетрагидрометаноптерина метилентетрагидрометаноптерин-редуктазой. 8 - перенос метильной группы метилтетрагидрометаноптерин-Ш-СоМ-метилтрансферазой. 9 - выделение метана в реакции, катализируемой метил-СоМ-редуктазой. 10 - поглощение метанола растворимыми метилтрансферазами с метилированием СоМ. 11 — поглощение водорода Р420-невосстанавливающей гидрогеназой (Vho-гидрогеназой). 12 - восстановление СоВ и СоМ гетеродисульфидредуктазой. 13 — восстановление метаноптерина Р420-гидрогеназой.

Для этих ферментов показана интересная особенность: они способны к поглощению водорода при концентрации кислорода до 20%, устойчивы к высоким концентрациям СО (константа ингибирования до 20% СО), но отравляются незначительными концентрациями супероксид-анион-радикала, ионами меди, а также инактивируются ближним ультрафиолетовым либо фиолетовым светом (^ = 402 нм) [Lyon et al., 2004]. При этом клеточные экстракты метаногенных архей также быстро инактивируются кислородом воздуха, что может быть связано с образованием супероксид-анион-радикала. Удельная активность Hmd-гидрогеназ достигает 400 мкмоль водорода на мг белка в минуту [Lyon et al., 2004].

Структура Hmd-гидрогеназ показана в нескольких работах [Pilak et al., 2006; Korbas et al., 2006; Shima et al., 2008].

Рисунок 2. Строение Hmd-гидрогеназы.

а - гомодимер Hmd-гидрогеназы Methanothermobacter marburgensis (PDB-код 4JJG) в комплексе с ингибитором (тозиламином). Жёлтым и красным выделены субъединицы гомодимера. Субъединицы связываются друг с другом С-концевыми участками. Обозначения атомов: голубой - углерод, красный - кислород, синий - азот, жёлтый -фосфор, зелёный - сера, фиолетовый - железо, б - структура железосодержащего лиганда Hmd-гидрогеназы (одинарные связи показаны серыми цилиндрами, двойные - жёлтыми, полуторные (резонансные) - красными, свободное координационное место железа показано серым цилиндром, заключенным в красную рамку. В структуре белка выделен остаток цистеина, заякоривающий железо через атом серы). Взято из [Tamura et al., 2013].

Апофермент Hmd-гидрогеназы (Рис. 2 а) представляет собой гомодимер, в котором субъединицы ориентированы по схеме «хвост к хвосту», соединяясь С-концами и образуя структуру с центральной глобулой и двумя шаровидными головками. Железосодержащий кофактор (Рис. 2 б) в холоферменте связывается N-концевым доменом каждой субъединицы. На каждый холофермент приходится одна молекула железосодержащего кофактора. Помимо железа, в кофакторе присутствует гуанилил-пиридинол [Zirngibl et al., 1992]. Железосодержащий кофактор связывается с цистеином апофермента через атом железа. Железо имеет пять занятых координационных мест, в которых присутствуют два СО-лиганда, карбонильная группа и атом азота карбонилметилпиридинольной группы кофактора и атом серы цистеина. Свободное координационное место может периодически заниматься молекулярным водородом или ингибитором (например, изоцианидами).

Известна принципиальная схема катализируемой ими реакции (Рис. 3), которая протекает по гетеролитическому механизму - молекулярный водород расщепляется на гидрид-ион и протон [Yang, Hall, 2009].

Рисунок 3. Каталитический цикл Hmd-гидрогеназы (взято из [Yang, Hall, 2009]). TS - малоустойчивые переходные состояния (transition state). MPT и HMPT — метенилтетрагидрометаноптерин и метилентетрагидрометаноптерин, соответственно.

Биосинтез Hmd-гидрогеназ изучен хуже, нежели других гидрогеназ. Полагают, что в синтезе железосодержащего гуанилилпиридинольного кофактора принимает участие гомолог белков семейства Niß, белок HcgD, имеющий в своем составе сильно и слабо связанные ионы железа и являющийся донором железа [Fujishiro et al., 2014]. Синтез пиридинольной группы кофактора осуществляется за счёт использования атомов углерода ацетата, пирувата, метильной группы метионина и атома углерода углекислого газа [Schick et al., 2012]. 1. 2 Fe-Fe-гидрогеназы

Fe-Fe-гидрогеназы (железосодержащие гидрогеназы) - это гидрогеназы, содержащие железо в активном центре и железосерные кластеры в качестве кофакторов переноса электронов. Отличительной особенностью этих гидрогеназ является преимущественное участие в выделении водорода, высокая активность и крайне низкая чувствительность к кислороду: кислород инактивирует эти ферменты необратимо [Swanson et al., 2015]. Данный тип гидрогеназ наиболее широко распространён - он встречается у бактерий [Adams, 1990; Calusinska et al., 2015], микроводорослей [Roessler, Lien, 1984; Kosourov et al., 2005; Posewitz et al., 2005], простейших [Bui, Johnson, 1996] и низших грибов [Horner et al., 2002; Vignais, Billoud, 2007].

Этот тип гидрогеназ делится на три группы: 1) цитоплазматические мономерные гидрогеназы (например, гидрогеназа Clostridium pasteurianum); 2) периплазматические гетеродимерные ферменты; 3) растворимые мономерные гидрогеназы хроматофоров водорослей [Yacobi et al., 2011].

Донором электронов для железосодержащих гидрогеназ, как правило, является ферредоксин либо цитохром с-типа. Основная их функция в клетке - регуляция окислительно-восстановительного потенциала за счёт снятия перевосстановленности.

Микроводоросли, такие, как Chlamydomonas, Scenedesmus, Chlorella, обладают гидрогеназами минимального размера, предельно чувствительными к кислороду [Happe et al.. 2002; Ghirardi et al., 2007; Swanson et al.. 2015]. Эти гидрогеназы содержат два лиганда -двухцентровый активный центр из двух атомов железа, связанных друг с другом атомами серы дитиометиламинной группы и СО- и CN-лигандами, и 4Fe-4S-wiacTep (Рис. 4 б) [Nicolet et al., 1999, 2002]. Активный центр и FeS-кластер связываются между собой остатком цистеина. Наличие данных лигандов является необходимым минимумом для осуществления гидрогеназной реакции.

Гидрогеназы многих бактерий, в частности, хорошо изученная гидрогеназа Clostridium pasteurianum (Cpl-гидрогеназа), обладают более высокой устойчивостью к кислороду и содержат дополнительные лиганды. в частности, дополнительные FeS-кластеры для переноса электронов (Рис. 4 а) [Peters et al.. 1998].

Рнсунок 4. Структура железосодержащих гидрогеназ.

а - гидрогеназа Clostridium pasteurianum (PDB-код 1FEH) [Peters et al., 1998]. Желтым выделен домен, содержащий Н-кластер, серым - ферредоксин-подобный домен, содержащий три 4Fe-4S-miacTepa и один 2Fe-2S-icnacTep. Дитиометиламинная группа не показана, на её месте в файле расположены два атома кислорода, б - гидрогеназа Chlamydomonas reinhardtii (PDB-код 3LX4) с реконструированным вручную активным центром . Фиолетовым пунктиром показаны разрывы полипептидной цепи (некоторые элементы структуры не были расшифрованы) [Mulder et al., 2010].

1.2.1 Каталитический цикл железосодержащих гидрогеназ

Каталитический цикл железосодержащих гидрогеназ (Рис. 5) включает в себя четыре

а

б

стадии [Thomas et al.. 2007]:

1 ) покоящееся состояние (resting state), со степенями окисления железа 2 и 1, переходит в восстановленное со степенями окисления 1 и 1, принимая 1 электрон;

2) восстановленный активный центр принимает протон, атомы железа переходят в состояние со степенями окисления 2 и 1 ;

3) протонированный активный центр принимает еще один протон, таким образом степени окисления становятся 2 и 2, а на дистальном от цистеина атоме железа формируется молекулярный водород;

4) присоединение одного электрона приводит к отщеплению молекулярного водорода и переходу гидрогеназы в основное состояний.

Г Ггя

© ,с О

cys ^х ^ resting state ^ ^ [4Fe4S] S S8 % f4Fe4S}—i Ц

cV N / V 0 /V'Cq

n/ dp n *>/ у CN

Г Г7" /^H* © ©

Рисунок 5. Каталитический цикл железосодержащих гидрогеназ. Resting state — основное состояние (взято из [Thomas et al., 2007]).

1.2.2 Биосинтез железосодержащих гидрогеназ

Для биосинтеза железосодержащих гидрогеназ необходимы структурные гены и три вспомогательных: HydE, HydF, HydG [King et al., 2006; Pilet et al., 2009; Nicolet et al., 2010].

HydF - каркасный белок (scaffold protein), на котором собирается гидрогеназа. Обладает ГТФ-азной активностью, необходимой для выщепления зрелой гидрогеназы.

HydE - белок, осуществляющий встраивание СО- и CN-лигандов в активный центр гидрогеназы, являющийся S-аденозил-метионинзависимым ферментом.

HydG — S-аденозилметионинзависимый белок, на котором происходит образование дитиометиламинного лиганда.

Простота созревания FeFe-гидрогеназ позволила создать не только системы гетерологичной экспрессии этих ферментов [Asada et al., 2000; Girbal et al., 2005; Sybirna et al., 2008; Kuchenreuter et al., 2010; Yacobi et al., 2012], но и бесклеточную систему трансляции,

позволяющую получать фермент в необходимом для исследований количестве [Boyer et al.,

2008; Stapleton, Swartz, 2010].

1.3 Жслезоннкслевые гидрогеназы

NiFe-гидрогеназы (железоникелевые гидрогеназы) - это ферменты, содержащие атомы никеля и железа в активном центре и железосерные кластеры в качестве электрон-переносящих кофакторов [Vignais, Billoud, 2007]. Они имеются у множества бактерий и архей, но отсутствуют у эукариот — высказывалось предположение о наличии подобной гидрогеназы у зеленой водоросли Scenedesmus obliqiius [Zinn et al., 1994], однако впоследствии оно не подтвердилось [Florin et al., 2001].

Железоникелевые гидрогеназы делятся на пять групп, различающихся как в структурном, так и в функциональном аспектах [Vignais, Billoud, 2007; Constant et al., 2010]. Структурная классификация базируется на наличии характерных консенсусных последовательностей, картированных с помощью программы PRATT , позволяющей выделить консервативные мотивы (паттерны) в белковой цепи [Vignais, Billoud, 2007]. Эти паттерны по группам приведены в таблице 1.

Таблица 1. Паттерны разных групп гидрогеназ в большой субъедшшце [Vignais, Billoud, 2007].

Гру ппа Краткая характеристика L1-паттерн Ь2-паттерн

1 Мембраносвязанные, водород-поглощающие [EGMQS]RxC[GR][IV]Cxxx [HT]xxx[AGS]x(0,4)[VANQD] [AFGIKLMV][HMR]xx[HR] [AS][AFLY][DN]PC [FILMV]xC[AGS]xH

2а Цианобактериальные водород-поглощающие PR[AIV]CGICx( 1,3)Hx(0,2)Lxx[AST ] Vx[KR]X[FHY]DxCxVC[ST][TV][ HK]

2Ь Сенсорные PR[lV]CGICS[IV][AS]Q[GS]xA H[I V] VRSFDPCMVCT[AV]I I

За F420- восстанавлпвающпе R[FIV]CG[ILV]C[PQ]x[APT]H[ACG T]x[AS][AGS] R[ACS]YD[IP]C[AILV][AS]Cx(2,3 )Hx[ILMV]

ЗЬ Бифункциональные NADP-зависимые R[IV]C{AGS][FIL]Cxxx[HY]xx[AST ][ANS]xx[AS][AILV] R[ANS][FHY]DPCISC[AS][ATV] H

Зс Восстанавливающие мстилвиологсн, цитоплазматические Px[FILV][TV][ADPST]x[IV]CxxxHx x [AC] [AS] xx A E[FMV][AGLV]FIV]Rx[FY]DPCx[ AS]C[ST]Hx[AILV]

3d Двунаправленные NADP-зависимые Ex[APV]xxxxRxCG[IL]Cxx[AS]Hx[I L][ACS][AGS][AGNSV][KR][ATV]x D DPC[IL]SC[AS][AST]H[ASTV]x[ AG]xx[APV]

4 Мембраносвязанные водород-выделяющие C[GS][ILV]C[AGNS]xxH [DE][PL]Cx[AGST]Cx[DE][RL]

Обозначения: квадратные скобки - наличие в данной позиции любой из аминокислот, указанных внутри скобок; круглые скобки с цифрами (п, т) - наличие в данной позиции любых

аминокислот в количестве от п до т; х — любая аминокислота. Гидрогеназы группы 5 не приведены (пояснение в тексте).

Группа 1 - мембраносвязанные водород-поглощающие гидрогеназы. К этой группе относится большинство гидрогеназ, для которых известна пространственная структура. Эти гидрогеназы могут быть локализованы как в периплазме, так и быть ассоциированными с мембраной за счёт заякоривания на цитохроме с-типа либо b-типа [Bernhard et al., 1997] или подобных им белках [Cauvin et al., 1991; Rossi et al., 1993; Ohtsuki et al., 1997; Gross et al., 1998], которые иногда называют третьей субъединицей гидрогеназы. Как правило, в клетке эти ферменты катализируют реакцию поглощения водорода с последующим восстановлением пула хинонов [Dross et al., 1992, 1993]. Гидрогеназы HupSL, присутствующие у пурпурных несерных и серных бактерий, выполняют важную функцию обратного захвата водорода, выделяющегося в нитрогеназной реакции при фиксации атмосферного азота [Meyer et al., 1978; Brewin, 1984; Colbeau et al., 1986; Brito et al., 1997, 2000], а также при недостатке азота, когда нитрогеназная активность нитрогеназы становится значительно ниже гидрогеназной (водород-выделяющей) [Chan et al., 1980]. При этом, регуляция синтеза HupSL-гидрогеназ и нитрогеназы согласована [Elsen et al., 2000]. Гидрогеназы HydSL и HynSL могут работать в обоих направлениях (на выделение и на поглощение водорода), что делает их регуляторами окислительно-восстановительного потенциала среды в клетке.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Абдуллатыпов, Азат Вадимович, 2015 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Богоров JT.A. О свойствах Thiocapsa roseopersicina штамм BBS, выделенного из эстуария Белого моря // Микробиология. — 1974. — Т. 43. — С. 326-333.

2. Гоготов И.Н., Зорин Н.А., Кондратьева Е.Н. Очистка и свойства гидрогеназы Thiocapsa roseopersicina II Биохимия. — 1976. — Т. 41. — С. 836-842.

3. Задворный О.А., Зорин Н.А., Гоготов И.Н. Влияние ионов металлов на гидрогеназу пурпурной серобактерии Thiocapsa roseopersicina II Биохимия. — 2000. — Т. 65. — С. 1525-1529.

4. Зорин Н.А., Гоготов И.Н. Стабильность гидрогеназы из пурпурной серобактерии Thiocapsa roseopersicina 11 Биохимия. — 1982. — Т. 47. — С. 827-833.

5. Зорин Н.А. Ингибирование гидрогеназы Thiocapsa roseopersicina различными соединениями // Биохимия. — 1986. —Т. 51. — С. 770-774.

6. Краснов К. С., Воробьев Н. К., Годнев И. Н., Васильева В. Н., Васильев В. П., Киселева В. JI., Белоногов К. Н., Гостикин В. Н. Физическая химия: учебник для вузов / Под ред. Краснова К. С. — М., Высшая школа, 2001. — Т. 1.512с.

7. Лауринавичене Т.В., Цыганков А.А. Участие гидрогеназы 1 и гидрогеназы 2 в водородзависимом нитратном дыхании у Escherichia coli II Микробиология. —2003. —Т. 72. — С. 740-745.

8. Хуснутдинова А.Н. Генетические подходы к изучению гидрогеназы HydSL пурпурной серной бактерии Thiocapsa roseopersicina: дис. ...канд. биол. наук: 03.01.04 / Хуснутдинова Анна Наилевна. Пущино, 2012. 122 с.

9. Цыганков А.А., Хуснутдинова А.Н. Участие Нг в метаболизме пурпурных бактерий и перспективы практического использования // Микробиология. — 2015. — Т. 84. — С. 326.

10. Шерман М.Б., Орлова Е.В., Смирнова Е.А., Зорин II.А., Тагунова И.В., Куранова И.П., Гоготов И.Н. Структура мнкрокристаллов гидрогеназы из Thiocapsa roseopersicina II Доклады АН СССР. — 1987. — Т. — 295. — С. 509-512.

И. Ширшикова Г.Н., Хуснутдинова А.Н., Цыганков А.А, Бутанаев A.M. Термостабильная Ni-Fe гидрогеназа из Thiocapsa roseopersicina: некоторые подходы к изучению продукции фермента в гетерологичной системе Escherichia coli // Известия Тульского государственного университета, естественные науки. — 2011. — Вып. 2. — С. 363-375.

12. Ярополов А.И., Карякин А.А., Гоготов И.Н., Зорин Н.А., Варфоломеев С.Д., Березин И.В. Биоэлектрокатализ. Механизм окисления молекулярного водорода на электроде с иммобилизованной гидрогеназой // Физическая химия. — 1984. —Вып. 274. — С. 1434— 1437.

13. Abou Hamdan A., Liebgott P. P., Fourmond V., Gutierrez-Sanz O., De Lacey A.L., Infossi P., Rousset M., Dementin S., Leger C. Relation between anaerobic inactivation and oxygen tolerance in a large series ofNiFe hydrogenase mutants // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2012. V. 109. P.19916-19921.

14. Adams M.W. The structure and mechanism of iron-hydrogenases // Biochim. Biophys. Acta. 1990. V. 1020. P. 115-145.

15. Allegretti M., Mills D.J., McMullan G., Kuehlbrandt W., Vonck J. Atomic model of the F420-reducing [NiFe] hydrogenase by electron cryo-electron microscopy using a direct electron detector // Elife. 2014. V. 3. Article № e01963.

16. Altschul S.F, Gish W., Miller W., Myers E.W., Lipman D.J. (1990) Basic local alignment search tool // J. Mol. Biol. 1990. V. 215. P. 403-410.

17. Andrews S.C., Berks B.C., McClay J., Ambler A., Quail M.A., Golby P., Guest J. R. A 12-cistron Escherichia coli operon (hyf) encoding a putative proton-translocating formate hydrogenlyase system // Microbiology. 1997. V. 143. P. 3633-3647.

18. Arnold K., Bordoli L., Kopp J., Schwede T. The SWISS-MODEL Workspace: A web-based environment for protein structure homology modelling // Bioinformatics. 2006. V. 22. P. 195—

19.

20.

21.

22,

23.

24.

25.

26.

27,

28,

29.

30,

31,

32,

33

34

35,

36,

37

Asada Y., Koike Y., Schnackenberg J., Miyake M., Uemura I., Miyake J. Heterologous expression of clostridial hydrogenase in the cyanobacterium Synechococcus PCC7942 // Biochim. Biophys. Acta. 2000. V. 1490. P. 269-278.

Axelsson R., Lindblad P. Transcriptional regulation of Nostoc hydrogenases: effects of oxygen, hydrogen, and nickel // Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68. P. 444-447. Bagramyan K., Vassilian A., Mnatsakanyan N., Trchounian A. Participation of /ij^encoded hydrogenase 4 in molecular hydrogen release coupled with proton-potassium exchange in Escherichia colill Membr. Cell. Biol. 2001. V. 14. P. 749-763.

Bagyinka C., Zorin N.A., Kovacs K.L. Unconsidered factors affecting hydrogenase activity measurement//Anal. Biochem. 1984. V. 142. P. 7-15.

Barras F., Loiseau L., Py B. How Escherichia coli and Saccharomyces cerevisiae build Fe/S proteins//Adv. Microb. Physiol. 2005. V. 50. P. 41-101.

Berka K., Hanak O., Sehnal, D., Banas P., Navratilova V., Jaiswal D., Ionescu C.-M., Svobodova Varekova R., Koca J., Otyepka M. MOLEonline 2.0: interactive web-based analysis of biomacromolecular channels //Nucleic Acid Res. 2012. V. 40. P. W222-W227. Berman H.M., Westbrook J., Feng Z„ Gilliland G, Bhat T.N., Weissig H., Shindyalov I.N., Bourne P.E. The Protein Data Bank // Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. P. 235-242. Berman H.M., Henrick K., Nakamura H. Announcing the worldwide Protein Data Bank // Nat. Struct. Biol. 2003. V. 10. P. 980.

Bernhard M., Schwartz E., Rietdorf J., Friedrich B. The Alcaligenes eutrophus membrane-bound hydrogenase gene locus encodes functions involved in maturation and electron transport coupling // J. Bacterid. 1996. V. 178. P. 4522-4529.

Bernhard M., Benelli B., Hochkoeppler A., Zannoni D., Friedrich B. Functional and structural role of the cytochrome b subunit of the membrane-bound hydrogenase complex of Alcaligenes eutrophus HI6 // Eur. J. Biochem. 1997. V. 248. P. 179-186.

Bernhard M., Buhrke T., Bleijlevens B., De Lacey A.L., Fernandez V.M., Albracht S.P. Friedrich B. The H2 sensor of Ralstonia eutropha. Biochemical characteristics, spectroscopic properties, and its interaction with a histidine protein kinase // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 15592-15597.

Black L.K., Fu C., Maier, R.J. Sequences and characterization of hupU and hupV genes of Bradyrhizobium japonicum encoding a possible nickel-sensing complex involved in hydrogenase expression Hi. Bacteriol. 1994. V. 176. P. 7102-7106.

Bleijevens B., Buhrke T., van der Linden E. The auxilliary protein HypX provides oxygen tolerance to the soluble NiFe hydrogenase of Ralstonia eutropha HI 6 by way of cyanide Iigand to nickel //J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 46686-46691.

Bock A., King P.W., Blokesch M., Posewitz M.C. Maturation of hydrogenases // Adv. Microb. Physiol. 2006. V.51.P. 1-71.

Bohm R., Sauter M., Bock A. Nucleotide sequence and expression of an operon in Escherichia coli coding for formate hydrogenlyase components // Mol. Microbiol. 1990. V. 4. P. 231-243. Boyer M.E., Stapleton J.A., Kuchenreuther J.M., Wang C.W., Swartz J.R. Cell-free synthesis and maturation of [FeFe] hydrogenases // Biotechnol Bioeng. 2008. V. 99. P. 59-67. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. V. 72. P. 248254.

Brewin N.J. Hydrogenase and energy efficiency in N2 fixing simbionts / Verma D.P.S., Hold T.H. (eds.). Plant gene research: genes involved in microbe-plant interactions. New York: Springer-Verlag, 1984. P. 179-293.

Brito B., Martinez M., Fernandez D., Rey L., Cabrera E., Palacios J.M., Imperial J., Ruiz-Argueso T. Hydrogenase genes from Rhizobium leguminosarum bv. viciae are controlled by the nitrogen fixation regulatory protein ni/A II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 6019-6024.

38

39.

40,

41.

42,

43,

44,

45,

46,

47,

48

49,

50,

51

52.

53,

54,

55

Brito B., Monza J., Imperial J., Ruiz-Argueso T., Palacios J.M. Nickel availability and hupSL activation by heterologous regulators limit symbiotic expression of the Rhizobium legiiminosarum bv. Viciae hydrogenase system in Hup" Rhizobia // Appl. Environ. Microbiol. 2000. V. 66. P. 937-942.

Buhrke T., Lenz O., Porthun A., Friedrich B. The Fh-sensing complex of Ralstonia eutropha: interaction between a regulatory [NiFe] hydrogenase and a histidine protein kinase // Mol. Microbiol. 2004. V. 51. P. 1677-1689.

Buhrke T., Lenz O., Krauss N. Oxygen tolerance of the Fh-sensing NiFe hydrogenase from Ralstonia eutropha HI 6 is based on limited access of oxygen to the active site // J. Biol. Chem. 2005. V. 280. P. 23791-23796.

Bui E.T., Johnson P.J. Identification and characterization of [Fe]-hydrogenases in the hydrogenosome of Trichomonas vaginalis II Mol. Biochem. Parasitol. 1996. V. 76. P. 305-310. Burgdorf T., Loscher.S., Liebisch P., Van der Linden E., Galander M., Lendzian F., Meyer-Klaucke W., Albracht S.P.J., Friedrich B., Dau H., Haumann M. Structural and oxidation-state changes at its nonstandard Ni-Fe site during activation of the NAD-reducing hydrogenase from Ralstonia eutropha detected by X-ray absorption, EPR, and FTIR spectroscopy // J. Am. Chem. Soc. 2005. V. 127. P. 576-592.

Calusinska M., I-Iamilton C., Monsieurs P., Mathy G., Leys N., Franck F., Joris B., Thonart P., Hiligsmann S., Wilmotte A. Genome-wide transcriptional analysis suggests hydrogenase- and nitrogenase-mediated hydrogen production in Clostridium butyricum CWBI 1009 // Biotechnol. Biofuels. 2015. V. 8. Article № 27.

Camacho C., Coulouris G., Avagyan., Ma N., Papadopoulos J., Beakler K., Madden T.N. BLAST+: architecture and applications // BMC Bioinformatics. 2009. V. 15. Article № 421. Canaguier S., Artero V., Fontecave M. Modelling NiFe hydrogenases: nickel-based electrocatalysts for hydrogen production // Dalton Trans. 2008. V. 21. P. 315-325. Casalot L., Rousset M. Maturation of the [NiFe] hydrogenases // Trends Microbiol. 2001. V. 9. P. 228-237.

Cauvin B., Colbeau A., Vignais P.M. The hydrogenase structural operon in Rhodobacter capsulatus contains a third gene, hupM, necessary for the formation of a physiologically competent hydrogenase // Mol. Microbiol. 1991. V. 5. P. 2519-2527.

Chan Y.K. , Nelson L.M., Knowles R. Hydrogen metabolism of Azospirillum brasilense in nitrogen-free medium // Can. J. Microbiol. 1980. V. 26. P. 1126-1131. Chen V.B., Arendall W.B., Fleadd J.J., Keedy D.A., Immormino R.M., Kapral G.J., Murray L.W., Richardson J.S., Richardson D.C. MoIProbity: all-atom structure validation for macromolecular crystallography // Acta Crystallogr. Sect. D. 2010. V. 66. P. 12-21. Chovancova E., Pavelka A., Benes P., Strnad O., Brezovsky J., Kozlikova B., Gora A., Sustr V., Klvana M., Medek P., L. Biedermannova, Sochor J., Damborsky J. CAVER 3.0: a tool for the analysis of transport pathways in dynamic protein structures // PLoS Comput. Biol. 2012. V. 8. Article № el002708.

Ciaccafava A., Alberola M., Hameury S., Infossi P., Giudici-Orticoni M.T., Lojou E. Hydrogen bioelectrooxidation in ionic liquids: From cytochrome c3 redox behavior to hydrogenase activity // Electrochimica Acta. 2011. V. 56. P. 3359-3368.

Cohen J., Kim K., Posewitz M., Ghirardi M.L., Schulten K., Seibert M., King P. Molecular dynamics and experimental investigation of H2 and O2 diffusion in [Fe]-hydrogenase // Biochem. Soc. Trans. 2005. V. 33. P. 80-82.

Colbeau A., Godfroy A., Vignais P. M. Cloning of DNA fragments carrying hydrogenase genes of Rhodopseudomonas capsidata II Biochimie. 1986. V. 68. P. 147—155. Colbeau A., Kovacs K.L., Chabert J., Vignais P.M. Cloning and seqencing of the structural QnipSLC) and accessory (hupDHI) genes for hydrogenase biosynthesis in Thiocapsa roseopersicina II Gene. 1994. V. 140. P. 25-31.

Combet C., Jambon M., Deleage G., Geourjon C. Geno3D: automatic comparative molecular modelling of protein // Bioinformatics. 2002. V. 18. P. 213-214.

56,

57,

58,

59.

60.

61

62

63,

64.

65,

66

67,

68

69

70

71

72

73

Constant P., Chowdhury S.P., Pratscher J., Conrad R. Streptomycetes contributing to atmospheric molecular hydrogen soil uptake are widespread and encode a putative high-affinity [NiFej-hydrogenase // Environ. Microbiol. 2010. V. 12. P. 821-829.

Cupp-Vickery J.R., Urbina H., Vickery L.E. Crystal structure of IscS, a cysteine desulfurase from Escherichia coli //J. Mol. Biol. 2003. V. 330. P. 1049-1052.

Dahl C., Rakhely G., Pott-Sperling A.S., Fodor B., Takacs M., Toth A., Kraeling M., Gyorfi K., Kovacs A., Tusz J., Kovacs K.L. Genes involved in hydrogen and sulfur metabolism in phototrophic sulfur bacteria // FEMS Microbiol. Lett. 1999. V. 180. P. 307-324. DeLano W.L. The PyMOL User's Manual. DeLano Scientific, San Carlos, CA. 2002. USA. Dementin S., Leroux F., Cournac L. Introduction of methionines in the gas channel makes NiFe hydrogenase aero-tolerant//J. Am. Chem. Soc. 2009. V. 131. P. 10156-10164. Ding H., Clark R.J., Ding B. IscA mediates iron delivery for assembly of iron-sulfur clusters in IscU under the limited accessible free iron conditions // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 3749937504.

Dorovska-Taran V., Raykova D. Determination of the individual rate and association constants of the hydrolysis catalysed by serine proteinases by means of added nucleophiles in Eisenthal and Cornish-Bowden coordinates // Biochim Biophys Acta. 1980. V. 615. P. 509-13. Dross F., Geisler V., Lenger R., Theis F., Krafft T., Fahrenholz F., Kojro E., Duchene A., Tripier D., Juvenal K. The quinone-reactive Ni/Fe-hydrogenase of Wolinella succinogenes II Eur J. Biochem. 1992. V. 206. P. 93-102.

Dross F., Geisler V., Lenger R., Theis F., Krafft T., Fahrenholz F., Kojro E., Duchene A., Tripier D., Juvenal K. Erratum for 'The quinone-reactive Ni/Fe- hydrogenase of Wolinella succinogenes' // Eur. J. Biochem. 1993. V. 214. P. 949-950.

Duche O., Elsen S., Cournac L. Enlarging the gas access channel to the active site renders the regulatory hydrogenase IIupUV of Rhodobacter capsidatus O2 sensitive without affecting its transductory activity// FEBS J. 2005. V. 272. P. 3899-3908.

Elantak L., Morelli X., Bomet O., Hatchikian C., Czjzek M., Dolla A., Guerlesquin F. The cytochrome c(3)-[Fe]-hydrogenase electron-transfer complex: structural model by NMR restrained docking // FEBS Lett. 2003. V. 548. P. 1-4.

Elsen S., Colbeau A., Chabert J., Vignais P.M. The hupTUV operon is involved in negative control of hydrogenase synthesis in Rhodobacter capsulatus II J. Bacteriol. 1996. V. 178. P. 5174-5181.

Elsen S., Dischert W., Colbeau A., Bauer C.E. Expression of uptake hydrogenase and molybdenum nitrogenase in Rhodobacter capsulatus is coregulated by the RegB-RegA two-component regulatory system // J. Bacteriol. 2000. V. 182. P. 2831-2837. Fauque G., Peck H.D., Moura J.J., Huynh B.H., Berlier Y., Der Vartanian D.V., Teixeira M., Przybyla A.E., Lespinat P.A., Moura I. The three classes of hydrogenases from sulfate-reducing bacteria of the genus Desulfovibrio II FEMS Microbiol. Rev. 1988. V. 4. P. 299-344. Florin L., Tsokoglou A., Happe T. A novel type of iron hydrogenase in the green alga Scenedesmus obliquus is linked to the photosynthetic electron transport chain // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 6125-6132.

Fodor B., Rakhely G., Kovacs A.T., Kovacs K.L. Transposon mutagenesis in purple sulfur photosynthetic bacteria: identification of hypF, encoding a protein capable of processing [NiFe] hydrogenases in alpha, beta, and gamma subdivisions of the proteobacteria // Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. P. 2476-2483.

Fodor B.D., Kovacs A.T., Csaki R., Hunyadi-Gulyas E., Klement E., Maroti G., Meszaros L.S., Medzihradszky K.F., Rakhely G., Kovacs K.L. Modular broad-host-range expression vectors for single-protein and protein complex purification // Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70. P. 712-721.

Fritsch J., Scheerer P., Frielingsdorf S., Kroschinsky S., Friedrich B., Lenz O., Spahn C.M. The crystal structure of an oxygen-tolerant hydrogenase uncovers a novel iron-sulphur centre // Nature. 2011. V. 479. P. 249-252.

74

75.

76

77

78,

79,

80,

81,

82,

83,

84,

85,

86,

87,

88,

89.

90.

91.

Fujishiro T., Ermler U., Shima S. A possible iron delivery function of the dinuclear iron center of HcgD in [Fe]-hydrogenase cofactor biosynthesis// FEBS Lett. 2014. V. 588. P. 2789-2793. Garcin E., Vernede X., Hatchikian E.C., Volbeda A., Frey M., Fontecilla-Camps J.C. The crystal structure of a reduced [NiFeSe] hydrogenase provides an image of the activated catalytic center // Struct. Fold. Des. 1999. V. 7. P. 557-566.

Ghirardi M.L., Pozewitz M.C., Maness P.C., Dubini A., Yu J., Seibert M. Hydrogenase and hydrogen production in oxygenic photosynthetic organisms // Annu. Rev. Plant Biol. 2007. V. 58. P. 71-91.

Girbal L., von Abendroth G., Winkler M., Benton P.M., Meynial-Salles I. Homologous and heterologous overexpression in Clostridium acetobutylicum and characterization of purified clostridial and algal Fe-only hydrogenases with high specific activities // Appl. Environ. Microbiol. 2005. V. 71. P. 2777-2781.

Gogotov I.N., Zorin N.A., Serebriakova L.T., Kondratieva E.N. The properties of hydrogenase from Thiocapsa roseopersicina II Biochim. Biophys. Acta. 1978. V. 523. P. 335-343. Greening C., Berney M., Hards K., Cook G. M. , Conrad R. A soil actinobacterium scavenges atmospheric H2 using two membrane-associated, oxygen-dependent [NiFe] hydrogenases // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2014. V. 111. P. 4257-4261.

Gross R., Simon J., Theis F., Kroger A. Two membrane anchors of Wolinella succinogenes hydrogenase and their function in fumarate and polysulfide respiration // Arch. Microbiol. 1998. V. 170. P. 50-58.

Grzeszik C., Ross K., Schneider K., Reh M., Schlegel H.G. Location, catalytic activity, and

subunit composition of NAD-reducing hydrogenases of some Alcaligenes strains and

Rhodococcus opacus MR22 // Arch. Microbiol. 1997. V. 167. P. 172-176.

Gubler J., Finkelmann A. R., Reiher M. Theoretical 57Fe Mossbauer spectroscopy for structure

elucidation of [Fe] hydrogenase active site intermediates // Inorg. Chem. 2013. V. 52. P.

14205-14215.

Guermuer Y. Improved performance in protein secondary structure prediction by

inhomogeneous score combination // Bioinformatics. 1999. V. 15. P. 413-421.

Gutekunst K., Chen X., Schreiber K., Kaspar U., Makam S., Appel J. The bidirectional NiFe-

hydrogenase in Synechocystis sp. PCC 6803 is reduced by flavodoxin and ferredoxin and is

essential under mixotrophic, nitrate-limiting conditions // J. Biol. Chem. 2014. V. 289. P.

1930-1937.

Happe T., Schutz K., Bohme H. Transcriptional and mutational analysis of the uptake hydrogenase of the filamentous cyanobacterium Anabaena variabilis ATCC 29413 // J. Bacteriol. 2000. V. 182. P. 1624-1631.

Happe T., Hemschemeier A., Winkler M., Kaminski A. Hydrogenases in green algae: do they save the algae's life and solve our energy problems? // Trends Plant Sci. 2002. V. 7. P. 246250.

Hatchikian C.E., Traore A.S., Fernandez V.M., Cammack R.Characterization of the nickel-iron periplasmic hydrogenase from Desidfovibrio fructosovorans II Eur. J. Biochem. 1990. V. 187. P. 635-643.

Higuchi Y., Yagi T., Yasuoka N. Unusual ligand structure in Ni-Fe active center and an additional Mg site in hydrogenase revealed by high resolution X-ray structure analysis. // Structure. 1997. V. 5. P. 1671-1680.

Hoehler T.M., Bebout B.M., Des Marais D.J. The role of microbial mats in the production of reduced gases on the early Earth //Nature. 2001. V. 412. P. 324-327.

Hoehler T.M., Albert D.B., Alperin M.J., Bebout B.M., Martens C.S., Des Marais D.J. Comparative ecology of H2 cycling in sedimentary and phototropic ecosystems // Int. J. Gen. Mol. Microbiol. 2002. V. 81. P. 575-585.

Hopkins R.C., Sun J., Francis E., Jenney J., Sanjeev K., McTernan C.P.M., Adams M.W.W. Homologous expression of a subcomplex of Pyrococcus furiosus hydrogenase that interacts with pyruvate ferredoxin oxidoreductase // PLoS ONE. 2011. V. 6. Article № e26569.

92. Horner D.S., Heil B., Happe T. Embley T.M. Iron hydrogenases - ancient enzymes in modern eukaryotes // Trends Biochem. Sci. 2002. V. 27. P. 148-153.

93. Hube M., Blokesch M., Bock A. Network of hydrogenase maturation in Escherichia coli: role of accessory proteins HypA and HybF // J. Bacteriol. 2002. V. 184. P. 3879-3885.

94. Humphrey W., Dalke A., Schulten K. VMD - Visual Molecular Dynamics // J. Mol. Graphics. 1996. V. 14. P. 33-38.

95. Ihara M., Nakamoto H., Kamachi T., Okura I., Maeda M. Photoinduced hydrogen production by direct electron transfer from photosystem 1 cross-linked with cytochrome c3 to [NiFe]-hydrogenase // Photochem. Photobiol. 2006. V. 82. P. 1677-1685.

96. Johnson M.K., Smith A.D. Iron-sulfur proteins / King R.B. (ed.). Encyclopedia of Inorganic Chemistry 2. Chichester: John Wiley and Sons, 2005. P. 2589-2619.

97. Jones A.K., Lenz O., Strack A., Buhrke T., Friedrich B. NiFe hydrogenase active site biosynthesis: identification of Hyp protein complexes in Ralstonia eulropha II Biochemistry

2004. V. 43. P. 13467-13477.

98. Kallberg M., Wang H., Wang S., Peng J., Wang Z., Lu H., Xu J. Template-based protein structure modeling using the RaptorX web server//Nat. Protoc. 2012. V. 7. P. 1511-1522.

99. Kanai T., Ito S., Imanaka T. Characterization of a cytosolic NiFe-hydrogenase from the hyperthermophilic archaeon Thermococcus kodakaraensis KOD1 //J. Bacteriol. 2003. V. 185. P. 1705-1711.

100. Karyakin A.A., Morozov S.V., Voronin O.G., Zorin N.A., Karyakina E.E., Fateyev V.N., Cosnier S. The limiting performance characteristics in bioelectrocatalysis of hydrogenase enzymes // Angew. Chem. Int. Ed. 2007. V. 46. P. 7244-7246.

101. King P.W., Posevvitz M.C., Ghirardi M.L., Seibert M. Functional studies of [FeFe] hydrogenase maturation in an Escherichia coli biosynthetic system // J. Bacteriol. 2006. V. 188. P. 2163-2172.

102. Klibanov A.M., Kaplan N.O., Karmen M.D. Thermal stabilities of membrane-bound, solubilized, and artificially immobilized hydrogenase from Chromatium vinosum II Arch. Biochem. Biophys. 1980. V. 199. P. 545-549.

103. Konagurthu A. S., Whisstock J. C., Peter J. Stuckey, Lesk A.M. MUSTANG: A multiple structural alignment algorithm // Proteins. 2006. V. 64. P. 559-574.

104. Korbas M., Vogt S., Meyer-Klaucke W., Bill E„ Lyon E. J., Thauer R. K„ Shima S. The iron-sulfur cluster-free hydrogenase (Hmd) is a metalloenzyme with a novel iron binding motif// J. Biol. Chem. 2006. V. 281. P. 30804-30813.

105. Kosourov S., Makarova V., Fedorov A.S., Tsygankov A., Seibert M., Ghirardi M.L. The effect of sulfur re-addition on I h photoproduction by sulfur-deprived green algae // Photosynth. Res.

2005. V. 85. P. 295-305.

106. Kovacs K.L., Bagyinka C., Tigyi G. Proteolytic resistance and its utilization in purification of hydrogenase from Thiocapsa roseopersicina II Biochim. Biophys. Acta. 1988. V. 935. P. 166— 172.

107. Kovacs K.L., Fodor B.D., Kovacs A.T., Csanadi G., Maroti G., Balogh J., Arvani S., Rakhely G. Hydrogenases, accessory genes and the regulation of [NiFe] hydrogenase biosynthesis in Thiocapsa roseopersicina II Int. J. Hydr. Energy. 2002. V. 27. 1463-1469.

108. Kovacs A.T., Rakhely G., Browning D.F., Fulop A., Maroti G., Busby S.J.W., Kovacs K.L. An FNR-type regulator controls the anaerobic expression of Hyn hydrogenase in Thiocapsa roseopersicina II J. Bacteriol. 2005a. V. 187. 2618-2627.

109. Kovacs A.T., Rakhely G., Balogh J., Maroti G., Cournac L., Carrier P., Meszaros L.S., Peltier G., Kovacs K.L. Hydrogen independent expression of htipSL genes in Thiocapsa roseopersicina BBS //FEBS J. 2005b. V. 272. P. 4807-4816.

110. Kovacs A.T., Rakhely G., Balogh J., Maroti G., Fulop A., Kovacs K.L. Anaerobic regulation of hydrogenase transcription in different bacteria // Biochem. Soc. Trans. 2005c. V. 33. P. 36-38.

111. Kovacs K.L., Kovacs A.T., Maroti G., Meszaros L.S., Balogh J., Latinovics D., Fulop A., David R., Doroghazi E., Rakhely G. The hydrogenases of Thiocapsa roseopersicina //

112.

113.

114.

115.

116,

117.

118,

119,

120,

121,

122,

123,

124,

125,

126,

127,

128.

129.

130,

131,

Biochem Soc Trans. 2005d. V. 33. P. 61-63.

Kovacs K.L., Maroti G., Rakhely G. A novel approach for biohydrogen production // Int. J. Hydr. Energy. 2006. V. 31. P. 1460-1468.

Krassen I I., Schwarze A., Friedrich B., Ataka K., Lenz O., Heberle J. Photosynthetic hydrogen production by a hybrid complex of photosystem I and [NiFe]-hydrogenase // ACS Nano. 2009. V.3. P. 4055-4061.

Krieger E., Dunbrack R.L. Jr., Hoofl R.W., Krieger B. Assignment of protonation states in proteins and ligands: combining pKa prediction with hydrogen bonding network optimization // Methods Mol. Biol. 2012. V. 819. P. 405^121.

Krieger E., Joo K., Lee J., Lee J., Raman S., Thompson J., Tyka M., Baker D., Karplus K. Improving physical realism, stereochemistry, and side-chain accuracy in homology modeling: four approaches that performed well in CASP8 // Proteins. 2009. V. 77. P. 114-122. Krieger E., Nielsen J., Spronck C. A. E. M., Vriend G. Fast empirical pKa prediction by Ewald summation // J. Mol. Graph. Model. 2006. V. 25. P. 481^186.

Kuchenreuther J.M., Grady-Smith C.S., Bingham A.S., George S.J., Cramer S.P., Swartz J.R. High-yield expression of heterologous [FeFe] hydrogenases in Escherichia coli II PLoS ONE. 2010. V. 5. Article № el5491.

Kumar S., Nussinov R. How do thermophilic proteins deal with heat? // Cell. Mol. Life Sci. 2001. V. 58. P. 1216-1233.

Kumar S., Nussinov R. Close-range electrostatic interactions in proteins // Chembiochem. 2002a. V.3. P. 604-617.

Kumar S., Nussinov R. Relationship between ion pair geometries and electrostatic strengths in proteins//Biophys. J. 2002b. V. 83. P. 1595-1612.

Kunkel A., Vorholt J.A., Thauer R.K., Hedderich R. An Escherichia coli hydrogenase-3-type hydrogenase in methanogenic archaea 11 Eur. J. Biochem. 1998. V. 252. P. 467^76. Kyte J., Doolittle R.F. A simple method for displaying the hydropathic character of a protein // J. Mol. Biol. 1982. V. 157. P. 105-132.

Larkin M.A., Blackshields G., Brown N.P., Chenna R., McGettigan P.A., McWilliam II., Valentin F., Wallace I.M., Wilm A., Lopez R., Thompson J.D., Gibson T.J, Higgins D.G. Clustal W and Clustal X version 2.0 // Bioinformatics. 2007. V. 23. P. 2947-2948. Laurinavichene T.V., Tsygankov A.A. I-I2 consumption by Escherichia coli coupled via hydrogenase 1 or hydrogenase 2 to different terminal electron acceptors // FEMS Microbiol. Lett. 2001. V. 202. P. 121-124.

Laurinavichene T.V., Rakhely G., Kovacs K.L. The effect of sulfur compounds on II2 evolution/consumption reactions, mediated by various hydrogenases, in the purple sulfur bacterium, Thiocapsa roseopersicina II Arch. Microbiol. 2007. V. 188. P. 403—410. Lee S.Y., Lee H.J., Park J.M. Bacterial hydrogen production in recombinant Escherichia coli harboring a HupSL hydrogenase isolated from Rhodobacter sphaeroides under anaerobic dark culture // Int. J. Hydr. Energy. 2010. V. 35. P. 1112-1116.

Lenz O., Strack A., Tran-Betcke A., Friedrich B. A hydrogen-sensing system in transcriptional regulation of hydrogenase gene expression in Alcaligenes species II J. Bacteriol. 1997. V. 179. P. 1655-1663.

Lenz O., Bernhard M., Buhrke T., Schwartz E., Friedrich B. The hydrogen-sensing apparatus in Ralstonia eutropha II J. Mol. Microbiol. Biotechnol. 2002. V. 4. P. 255-262. Lenz O., Gleiche A., Strack A., Friedrich B. Requirements for heterologous production of a complex metalloenzyme: the membrane-bound [NiFe] hydrogenase // J. Bacteriol. 2005. V. 187. P. 6590-6595.

Leroux F., Dementin S., Burlat B., Cournac L, Volbeda A, Champ S, Martin L., Guigliarelli B., Bertrand P., Fontecilla-Camps J., Rousset M., Leger C. Experimental approaches to kinetics of gas diffusion in hydrogenase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008. V. 105. P. 11188-11193. Liang Y., Wu X., Gan L., Xu H., Hu Z., Long M. Increased biological hydrogen production by deletion of hydrogen-uptake system in photosynthetic bacteria // Microbiol. Res. 2009. V. 164.

132,

133,

134,

135,

136,

137,

138,

139,

140,

141,

142,

143,

144,

145.

146,

147,

148.

P. 674-679.

Liebgott P.P., de Lacey A.Li5 Burlat Bi5 Cournac L., Richaud P., Brugna IVL, Fernandez V.M.., Guigliarelli B., Rousset M., Leger C., Dementin S. Original design of an oxygen-tolerant [NiFe] hydrogenase: major effect of a valine-to-cysteine mutation near the active site // J. Am. Chem. Soc. 2011. V. 133. P. 986-997.

Loiseau L., Ollagnier-de-Choudens S., Nachin L., Fontecave M., Barras F. Biogenesis of Fe-S cluster by the bacterial Suf system: SufS and SufE form a new type of cysteine desulfurase // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 38352-38359.

Long M., Liu J., Chen Z., Bleijlevens B., Roseboom W., Albracht S.P.J. Characterization of a FloxEFUYH type of [NiFe] hydrogenase from Allochromatinm vinosum and some EPR and IR properties of the hydrogenase module // J. Biol. Inorg. Chem. 2007. V. 12. P. 62-78. Lojou E., Luo X., Brugna M., Candoni N., Dementin S., Giudici-Orticoni M.T. Biocatalysts for fuel cells: efficient hydrogenase orientation for Fh oxidation at electrodes modified with carbon nanotubes//J. Biol. Inorg. Chem. 2008. V. 13. P. 1157-1167.

Lubner C.E., Knorzer P., Silva P.J., Vincent K.A., Happe T., Bryant D.A., Golbeck J.H. Wiring an [FeFe]-hydrogenase with photosystem I for light-induced hydrogen production // Biochemistry. 2010. V. 49. P. 10264-10266.

Ludwig M., Schubert T., Zebger I., Wisitruangsakul N., Saggu M., Strack A., Lenz O., Hildebrandt P., Friedrich B. Concerted action of two novel auxiliary proteins in assembly of the active site in a membrane-bound [NiFe]-hydrogenase // J. Biol. Chem. 2009. V. 284. P. 2159-2168.

Lukey M.J., Roessler M.M., Parkin A., Evans R.M., Davies R.A. Oxygen-tolerant [NiFe]-hydrogenases: the individual and collective importance of supernumerary cysteines at the proximal Fe-S cluster // J. Am. Chem. Soc. 2011. V. 133. P. 16881-16892. Lyon E. J., Shima S., Buurman G., Chowdhuri S., Batschauer A., Steinbach K., Thauer R.K. UV-A/blue-light inactivation of the 'metal-free' hydrogenase (Hmd) from methanogenic archaea // Eur. J. Biochem. 2004. V. 271. P. 195-204.

Ma K., Schicho R.N., Kelly R.M., Adams M.W.W. Hydrogenase of the hyperthermophile Pyrococcus furiosus is an elemental sulfur reductase or sulfhydrogenase: evidence for a sulfur-reducing hydrogenase ancestor// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. V. 90. P. 5341-5344. Ma K., Weiss R., Adams M.W.W. Characterization of hydrogenase II from the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus and assessment of its role in sulfur reduction // J. Bacteriol. 2000. V. 182. P. 1864-1871.

Magalon A., Bock A. Analysis of the HypC-HycE complex, a key intermediate in the assembly of the metal center of the Escherichia coli hydrogenase 3 // J. Biol. Chem. 2000a. V. 275> P. 21114-21120.

Magalon A., Bock A. Dissection of the maturation reactions of the [NiFe] hydrogenase 3 from Escherichia coli taking place after nickel incorporation // FEBS Lett. 2000b. V. 473. P. 254258.

Magalon A., Blokesch M., Zehelein E., Bock A. Fidelity of metal insertion into hydrogenases // FEBS Lett. 2001. V. 499. P. 73-76.

Magnani P., Doussiere J., Lissolo T. Diphenylene iodonium as an inhibitor for the hydrogenase complex of Rhodobacter capsulatus. Evidence for two distinct electron donor sites // Biochim. Biophys. Acta. 2000. V. 1459. P. 169-178.

Manyani H., Rey L., Palacios J.M., Imperial J., Ruiz-Argueso T. Gene products of the hupGHIJ operon are involved in maturation of the iron-sulfur subunit of the [NiFe] hydrogenase from Rhizobium leguminosarum bv. viciae // J. Bacteriol. 2005. V. 187. P. 70187026.

Maroti G., Fodor B.D., Rakhely G., Kovacs A.T., Arvani S., Kovacs K.L. Accessory proteins functioning selectively and pleiotropically in the biosynthesis of [NiFe] hydrogenases in Thiocapsa roseopersicina II Eur. J. Biochem. 2003. V. 270. P. 2218-2227. Maroti G., Tong Y., Yooseph S., Baden-Tillson H., Smith H.O. Discovery of a [NiFe]-

149,

150

151,

152,

153,

154,

155,

156,

157,

158,

159,

160,

161,

162,

163

164,

165

hydrogcnase in metagcnomic Sargasso Sea DNA: cloning and functional analysis in Thiocapsa roseopersicina II Appl. Environ. Microbiol. 2009. V. 75. P. 5821-5830. Maroti G., Rakhely G., Maroti J., Doroghazi E., Klement E., Medzihradszky F.K., Kovacs K.L. Specificity and selectivity of HypC chaperonins and endopeptidases in the molecular assembly machinery of [NiFe] hydrogenases of Thiocapsa roseopersicina II Int. J. I lydr. Energy. 2010a. V. 35. P. 3358-3370.

Maroti J. Metabolic versatility of [NiFe]-hydrogenases in Thiocapsa roseopersicina. PhD thesis. Hungary. 2010b.

Maroti J., Farkas A., Nagy I.K., Maroti G., Kondorosi E., Rakhely G., Kovacs K.L. A second soluble Hox-type NiFe enzyme completes the hydrogenase set in Thiocapsa roseopersicina BBS. //Appl. Environ. Microbiol. 2010c. V. 76. P. 5113-5123.

Masukawa H., Mochimaru M., Sakurai H. Disruption of the uptake hydrogenase gene, but not of the bi-directional hydrogenase gene, leads to enhanced photobiological hydrogen production by the nitrogen-fixing cyanobacterium Anabaena sp. PCC 7120 // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2002. V. 58. P. 618-624.

Matias P.M., Soares C.M., Saraiva L.M., Coelho R., Morais J., Le Gall J., Carrondo M.A. [NiFe] hydrogenase from Desulfovibrio desulfuricans ATCC 27774: gene sequencing, three-dimensional structure determination and refinement at 1.8 A and modelling studies of its interaction with the tetrahaem cytochrome c3 // J. Biol. Inorg. Chem. 2001. V. 6. P. 63-81. Messias A.C., Kastrau D. H., Costa H. S., LeGall J., Turner D. L., Santos II., Xavier A. V. Solution structure of Desulfovibrio vulgaris (Hildenborough) ferrocytochrome c3: structural basis for functional cooperativity//J. Mol. Biol. 1998. V. 281. P. 719-739. Messias A. C., Aguiar A. P., Brennan L., Salgueiro C. A., Saraiva L. M., Xavier A. V., Turner D. L. Solution structures of tetrahaem ferricytochrome c3 from Desulfovibrio vulgaris (Hildenborough) and its K45Q mutant: the molecular basis of cooperativity // Biochim. Biophys. Acta. 2006. V. 1757. P. 143-153.

Meyer V., Kelley B.C., Vignais P.M. Nitrogen fixation and hydrogen metabolism in photosynthetic bacteria // Biochimie. 1978. V. 60. V. 245-267.

Mills D.J., Vitt S., Strauss M., Shima S., Vonck J. De novo modeling of the F420-reducing [NiFe]-hydrogenase from a methanogenic archaeon by cryo-electron microscopy // Elife. 2013. V. 2. Article №e00218.

Montet Y., Amara P., Volbeda A., Vernede X., Hatchikian E.C., Field M.J., Frey M., Fontecilla-Camps J.C. Gas access to the active site of Ni-Fe hydrogenases probed by X-ray crystallography and molecular dynamics // Nat. Struct. Biol. 1997. V. 4. P. 523-526. Morelli X., Czjzek, M., Hatchikian C.E., Bornet O., Fontecilla-Camps J.C., Palma N.P., Moura J.J.G., Guerlesquin F. Structural model of the Fe-hydrogenase/cytochrome c553 complex combining transverse relaxation-optimized spectroscopy experiments and soft docking calculations // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 23204-23210.

Morris G. M., Huey R., Lindstrom W., Sanner M. F., Belew R. K., Goodsell D. S., Olson A. J. Autodock4 and AutoDockTools4: automated docking with selective receptor flexibility // J. Comput. Chem. 2009. V. 16. P. 2785-2791.

Mulder D.W., Boyd E.S., Sarma R., Lange R.K., Endrizzi J.A., Broderick J.B., Peters J.W. Stepwise [FeFe]-hydrogenase H-cluster assembly revealed in the structure of HydAAEFG // Nature. 2010. V. 465. P. 248-251.

Nicolet Y., Cavazza C., Fontecilla-Camps J.C. Fe-only hydrogenases: structure, function and evolution // J. Inorg. Biochem. 2002. V. 91. P. 1-8.

Nicolet Y., Piras C., Legrand P., Hatchikian C. E., Fontecilla-Camps J.C. Desulfovibrio desulfuricans iron hydrogenase: the structure shows unusual coordination to an active site Fe binuclear center// Struct. Fold Des. 1999. V. 7. P. 13-23.

Nicolet Y., Fontecilla-Camps J.C., Fontecave M. Maturation of FeFe-hydrogenases: structures and mechanisms// Int. J. Hydr. Energy. 2010. V. 19. P. 1038-1052.

iNouailler M., Morelli X., Bornet O., Chetrit B., Dermou, Z., Guerlesquin F. Solution

166

167,

168,

169,

170

171,

172,

173,

174,

175,

176,

177,

178.

179,

180,

181.

182,

183.

structure of HndAc: a thioredoxin-like domain involved in the NADP-reducing hydrogenase complex // Prot. Sci. 2006. V. 15. P. 1369-1378.

Ogata H., Hirota S., Nakahara A., Komori H., Shibata N. Activation process of [NiFe] hydrogenase elucidated by high-resolution X-ray analyses: conversion of the ready to the unready state // Structure. 2005. V. 13. P. 1635-1642.

Ogata FI., Kellers P., Lubitz W. The crystal structure of the [NiFe] hydrogenase from the photosynthetic bacterium Allochromatium vinosum: characterization of the oxidized enzyme (Ni-A state)//J. Mol. Biol. 2010. V. 402. P. 428^144.

Ogata H., Lubitz W., I-liguchi Y. [NiFe] hydrogenases: structural and spectroscopic studies of the reaction mechanism // Dalton Trans. 2009. № 37. P. 7577-7587.

Ogata II., Nishikawa K., Lubitz W. Hydrogens detected by subatomic resolution protein crystallography in a [NiFe] hydrogenase //Nature. 2015. V. 520. P. 571-574. Ohtsuki T., Kita Y., Fujioka T., Flashimoto D., Shimosaka M., Okazaki M. The hupC gene product is a component of the electron transport system for hydrogen oxidation in Pseudomonas hydrogenovora II FEMS Microbiol. Lett. 1997. V. 150. P. 127-133. Ollagnier-de Choudens S., Nachin L., Sanakis Y., Loiseau L., Barras F. Fontecave M. SufA from Envinia chrysanthemi: characterization of a scaffold protein required for iron-sulfur cluster assembly // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 17993-18001.

Olson J.W., Fu C., Maier R.J. The I-IypB protein from Bradyrhizobium japonicum can store nickel and is required for the nickel-dependent transcriptonal regulation of hydrogenase // Mol. Microbiol. 1997. V. 24. P. 119-128.

Outten F.W., Djaman O., Storz G. A saf operon requirement for Fe-S cluster assembly during iron starvation in Escherichia coli II Mol. Microbiol. 2004. V. 52. P. 861-864. Palagyi-Meszaros L.S., Maroti J., Latinovics D., Balogh T., Klement E., Medzihradszky K.F., Rakhely G., Kovacs K.L. Electron-transfer subunits of the NiFe hydrogenases in Thiocapsa roseopersicina BBS // FEBS J. 2009. V. 276. P. 164-174.

Parkin A., Goldet G., Cavazza C., Fontecilla-Camps J.C., Armstrong F.A. The difference a Se makes? Oxygen-tolerant hydrogen production by the [NiFeSe]-hydrogenase from Desulfomicrobium baculatum II J. Am. Chem. Soc. 2008. V. 130. P. 13410-13416. Patzer S.I., Hantke K. SufS is a NifS-like protein, and SufD is necessary for stability of the [2Fe-2S] FhuF protein in Escherichia coli II J. Bacteriol. 1999. V. 181. P. 3307-3309. Peters J.W., Lanzilotta W.N., Lemon B.J., Seefeldt L.C. X-ray crystal structure of the Fe-only hydrogenase (Cpl) from Clostridium pasteariamim to 1.8 angstrom resolution 11 Science. 1998. V. 282. P. 1853-1858.

Peters J.W., Schut G.J., Boyd E.S., Mulder D.W., Shepard E.M., Broderick J.B., King P. W., Adams M.W. [FeFe]- and [NiFe]-hydrogenase diversity, mechanism, and maturation // Biochim. Biophys. Acta. 2015. V. 1853. P. 1350-1369.

Pettersen E. F., Goddard T. D., Huang C. C., Couch G. S., Greenblatt D. M., Meng E. C., Ferrin T. E. UCSF Chimera — a visualization system for exploratory research and analysis // J. Comput. Chem. 2004. V. 25. P. 1605-1612.

Pilak O., Mamat B., Vogt S., Hagemeier C. H., Thauer R. K., Shima S., Vonrhein C., Warkentin E., Ermler U. The crystal structure of the apoenzyme of the iron-sulphur cluster-free hydrogenase II J. Mol. Biol. 2006. V. 358. P. 798-809.

Pilet E., Nicolet Y., Mathevon C., Douki T., Fontecilla-Camps J. C., Fontecave M. The role of the maturase IlydG in [FeFe]-hydrogenase active site synthesis and assembly // FEBS Lett. 2009. V. 583. P. 506-511.

Pinske C. R., Sawers G. Delivery of iron-sulfur clusters to the hydrogen-oxidizing [NiFe]-hydrogenases in Escherichia coli requires the A-type carrier proteins ErpA and IscA // PLoS ONE. 2012. V. 7. Article № e31755.

Posewitz M.C., King P.W., Smolinksi S.L., Smith R.D., Ginley A.R., Ghirardi M.L., Seibert M. Identification of genes required for hydrogenase activity in Chlamydomonas reinhardtii II Biochem. Soc. Trans. 2005. V. 33. P. 102-104.

184,

185

186,

187,

188,

189.

190.

191,

192.

193.

194.

195.

196,

197.

198.

199.

200.

201.

202.

Py B., Barras F. Building Fe-S proteins: bacterial strategies //Nat. Rev. Microbiol. 2010. V. 8. P. 436-446.

Rakhely G., Colbeau A., Garin J., Vignais P.M., Kovacs K.L. Unusual organization of the

genes coding for IlydSL, the stable (NiFe) hydrogenase in the photosynthetic bacterium

Thiocapsa roseopersicina BBS Hi. Bacteriol. 1998. V. 180. P. 1460-1465.

Rakhely G., Zhou Z.H., Adams M.W.W., Kovacs K.L. Biochemical and molecular

characterization of the [NiFe] hydrogenase from the hyperthermophilic archaeon,

Thermococcus litoralis II Eur. J. Biochem. 1999. V. 266. P. 1158-1165.

Rakhely G., Kovacs A. T., Maroti G., Fodor B. D., Csanadi G., Latinovics D. Kovacs, K.L.

Cyanobacterial type, heteropentameric, NAD+ reducing [NiFe] hydrogenase in the purple

sulfur photosynthetic bacterium, Thiocapsa roseopersicina II Appl. Environ. Microbiol. 2004.

V. 70. P. 722-728.

Rakhely G., Laurinavichene T.V., Tsygankov A.A. The role of Hox hydrogenase in the Ih metabolism of Thiocapsa roseopersicina II Biochim. Biophys. Acta. 2007. V. 1767. P. 671 — 676.

Rodrigue A., Chanal A., Beck K., Muller M., Wu L.F. Co-translocation of a periplasmic enzyme complex by a hitchhiker mechanism through the bacterial tat pathway // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 13223-13228.

Roessler P.G., Lien S. Activation and de novo synthesis of hydrogenase in Chlamydomonas 11 Plant Physiol. 1984. V. 76. P. 1086-1089.

Rossi M., Pollock W.B., Reij M.W., Keon R.G., Fu R., Voordouw G. The hmc operon of Desidfovibrio vulgaris subsp. vulgaris Hildenborough encodes a potential transmembrane redox protein complex 111. Bacteriol. 1993. V. 175. P. 4699-46711.

Rossmann R., Maier T., Lottspeich F., Bock A. Characterisation of a protease from Escherichia coli involved in hydrogenase maturation // Eur. J. Biochem. 1995. V. 227. P. 545550.

Sali A., Blundell T.L. Comparative protein modelling by satisfaction of spatial restraints // J. Mol. Biol. 1993. V. 234. P. 779-815.

Sargent F., Bogsch E.G., Stanley N.R., Wexler M., Robinson C., Berks B.C. Palmer T. Overlapping functions of components of a bacterial Sec-independent protein export pathway // EMBO J. 1998a. V. 17. P. 3640-3650.

Sargent F., Ballantine S.P., Rugman P.A., Palmer T., Boxer D.H. Reassignment of the gene encoding the Escherichia coli hydrogenase 2 small subunit - identification of a soluble precursor of the small subunit in a hypB mutant I I Eur. J. Biochem. 1998b. V. 255. P. 746-754. Sargent F., Stanley N.R., Berks B.C., Palmer T. Sec-independent protein translocation in Escherichia coli. A distinct and pivotal role for the TatB protein // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P.36073-36082.

Sato Y., Kanbe H., Miyano H., Sambongi Y., Arai II., Ishii M., Igarashi Y. Transcriptome analyses of metabolic enzymes in thiosulfate- and hydrogen-grown Hydrogenobacter thermophilus cells // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2012. V. 76. P. 1677-1681. Sayle R.A., Milner-White E.J. RASMOL: biomolecular graphics for all // Trends Biochem. Sci. 1995. V. 20. P. 374-376.

Schick M., Xie X., Ataka K., Kahnt J., Linne U., Shima S. Biosynthesis of the iron-

guanylylpyridinol cofactor of [Fe]-hydrogenase in methanogenic archaea as elucidated by

stable-isotope labeling//J. Am. Chem. Soc. 2012. V. 134. P. 3271-3280.

Schneider K., Schlegel II. G. Purification and properties of soluble hydrogenase from

Alcaligenes eutrophus H 16 11 Biochim. Biophys. Acta. 1976. V. 452. P. 66-80.

Schubert T., Lenz O., Krause E., Volkmer R., Friedrich B. Chaperones specific for the

membrane-bound [NiFe]-hydrogenase interact with the Tat signal peptide of the small subunit

precursor in Ralstonia eutropha HI6 // Mol. Microbiol. 2007. V. 66. P. 453-467.

Schultze M., Forberich B., Rexroth S, Dyczmons N. G., Roegner M., Appel J. Localization of

cytochrome b6f complexes implies an incomplete respiratory chain in cytoplasmic membranes

203

204

205,

206,

207.

208,

209.

210,

211.

212,

213.

214.

215,

216,

217.

218.

219.

220,

221,

of the cyanobacterium Syncchocystis sp. PCC 6803 // Biochim. Biophys. Acta. 2009. V. 1787. P.1479-1485.

Shastik E.S., Vokhmyanina D.V., Zorin N.A., Voronin O.G, Karyakin A.A, Tsygankov A.A. Demonstration of hydrogenase electrode operation in a bioreactor// Enzyme Microb. Technol. 2011. V. 49. P. 453—458.

Shen M., Sali A. Statistical potential for assessment and prediction of protein structures // Protein Sci. 2006. V. 15. P. 2507-2524.

Sherman M.B., Orlova E.V., Smirnova E.A., Hovmoller S., Zorin N.A. Three-dimensional structure of the nickel-containing hydrogenase from Thiocapsa roseopersicina II J. Bacteriol. 1991.V. 173. P. 2576-2580.

Shima S„ Pilak O., Vogt S., Schick M., Stagni M. S., Meyer-Klaucke W., Warkentin E., Thauer RK, Ermler U. The crystal structure of [Fe]-hydrogenase reveals the geometry of the active site // Science. 2008. V. 321. P. 572-575.

Shomura Y., Yoon K.S., Nishihara H., Higuchi Y. Structural basis for a [4Fe-3S] cluster in the oxygen-tolerant membrane-bound [NiFe]-hydrogenase // Nature. 2011. V. 479. P. 253-256. Smith A.D., Agar J.N., Johnson K.A., Frazzon J., Amster I.J., Dean D.R., Johnson M.K.J. Sulfur transfer from IscS to IscU: the first step in iron-sulfur cluster biosynthesis // J. Am. Chem. Soc. 2001. V. 123. V. 11103-11109.

Soboh B., Linder D., Hedderich R. Purification and catalytic properties of a CO-oxidizing:Il2-evolving enzyme complex from Carboxydothenmts hydrogenoformans II Eur. J. Biochem. 2002. V: 269. P. 5712-5721.

Soding J. Protein homology detection by HMM-IIMM comparison // Bioinformatics. 2005. V. 21. P. 951-960.

Staplcton J.A., Swartz J.R. A cell-free microtiter plate screen for improved [FeFe] hydrogenases //PLoS ONE. 2010. V. 5. Article № e 10554.

Stephenson M., Stickland L.H. Hydrogenase: a bacterial enzyme activating molecular hydrogen // Biochem. J. 1931. V. 25. P. 205-214.

Stephenson M, Stickland L.H. Hydrogenlyases: bacterial enzymes liberating molecular hydrogen // Biochem. J. 1932. V. 26. P. 712-724.

Sun J., Hopkins R.C., Jenney F.E. McTernan P.M., Adams M.W.W. Heterologous expression and maturation of an NADP-dependent [NiFe]-hydrogenase: a key enzyme in biofuel production // PLoS ONE. 2010. V. 5. Article № el0526.

Swanson K.D., Ratzloff M.W., Mulder D.W., Artz J.FI., Ghose S., Hoffman A., White S., Zadvornyy O.A., Broderick J.B., Bothner B., King P.W., Peters J.W. [FeFe]-hydrogenase oxygen inactivation is initiated at the H cluster 2Fe subcluster // J. Am. Chem. Soc. 2015. V. 137. P. 1809-1816.

Sybirna K., Antoine T., Lindberg P., Fourmond V., Rousset M. Shewanella oneidensis: a new and efficient system for expression and maturation of heterologous [Fe-Fe] hydrogenase from Chlamydomonas reinhardtii II BMC Biotechnol. 2008. V. 8. Article № 73. Szilagyi A., Kovacs K.L., Rakhely G., Zavodszky P. Homology modeling reveals the structural background of the striking difference in thermal stability between two related [NiFe] hydrogenases //J. Mol. Model. 2002. V. 8. P. 58-64.

Szori-Doroghazi E., Maroti G., Szori M., Nyilasi A., Rakhely G. Analyses of the large subunit histidine-rich motif expose an alternative proton transfer pathway in [NiFe] hydrogenases // PLoS ONE. 2012. V. 7. Article № e34666.

Takacs M., Toth A., Bogos B., Varga A., Rakhely G. Kovacs. K.L. Formate hydrogenlyase in the hyperthermophilic archaeon, Thermococcus litoralis II BMC Microbiol. 2008. V. 8. Article №88.

Tamagnini P., Axelsson R., Lindberg P., Oxelfelt F., Wunschiers R., Lindblad P. Flydrogenases and hydrogen metabolism ofcyanobacteria// Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2002. V. 66. P. 1-20. Tamura H., Salomone-Stagni M., Fujishiro T., Warkentin E., Meyer-Klaucke W., Ermler U., Shima S. Crystal structures of [Fe]-hydrogenase in complex with inhibitory isocyanides:

222

223

224.

225

226

227.

228,

229

230

231,