Микробиологический синтез и деградация гиалуроновой кислоты бактериями р. Streptococcus тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.23, кандидат биологических наук Белодед, Андрей Васильевич

• Белодед, Андрей Васильевич
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Белодед, Андрей Васильевич

Введение.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. ГК: строение и свойства, биологические функции и 11 метаболизм у различных организмов, получение и применение.

1.1. История открытия ГК и основные этапы ее изучения.

1.2. Химическое строение и некоторые физико-химические свойства 15 ГК.

1.2.1.' Пространственная структура ГК. Вторичная и третичная 18 структуры ГК в водных растворах.

1.3. Нахождение и биологические функции ГК у различных 22 организмов.

1.3.1. Наличие ГК у организмов разных таксонов.

1.3.2. ГК в тканях млекопитающих и человека. Функции ГК.

1.3.3. ГК как компонент капсул бактерий.

1.4. Метаболизм ГК.

1.4.1. Биосинтез ГК. Биохимические и генетические аспекты 31 процесса: ферменты, гены, регуляция.

1.4.1.1. Биохимический путь синтеза ГК.

1.4.1.2. Функциональные и кинетические характеристики, 34 локализация, строение и каталитический механизм действия гиалуронатсинтаз.

1.4.1.3. Характеристика оперона синтеза ГК бактерий 40 p. Streptococcus: структура, клонирование и регуляция экспрессии.

1.4.2. Катаболизм ГК у бактерий p. Streptococcus.

1.4.2.1. Классификация ферментов, осуществляющих 44 деполимеризацию ГК.

1.4.2.2. Гиалуронатлиаза бактерий p. Streptococcus: 45 функциональные и кинетические характеристики, строение, механизм действия.

1.4.2.3. Биологическая роль гиалуронатлиаз у бактерий 50 p. Streptococcus.

1.5. Получение ГК.

1.5.1. Получение ГК экстракцией из животного сырья.

1.5.2. Получение ГК микробиологическим синтезом.

1.5.2.1. Штаммы-продуценты ГК.

1.5.2.2. Среды, условия и режимы культивирования 54 штаммов-продуцентов ГК.

1.6. Практическое использование ГК.

1.6.1. Медицинское применение ГК.

1.6.2. Применение ГК в косметологии.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Микробиологический синтез и деградация гиалуроновой кислоты бактериями р. Streptococcus»

В конце XX - начале XXI века наметилась отчетливая тенденция к повсеместному внедрению в промышленность различных биопроцессов и к замене традиционных способов производства целого ряда веществ, имеющих медицинское, косметическое, пищевое, кормовое или иное назначение, на биотехнологические способы получения. Одновременно с этим раскрытие функций и механизмов биологического действия ряда биополимеров способствует созданию все новых продуктов и препаратов на их основе. Одним из таких биополимеров животного происхождения является гиалуроновая кислота (ГК). Прогресс в понимании биологических функций ГК [1] привел и, безусловно, еще приведет к расширению сфер применения данного гликозаминогликана в составе различных медицинских, косметических, ветеринарных препаратов и дальнейшему увеличению спроса на биополимер. При этом уже сейчас наблюдается определенный дефицит ГК высокой и относительно небольшой молекулярной массы, что отражается на высокой цене полисахарида, особенно по сравнению с аналогичными соединениями растительного, животного или микробного происхождения.

Традиционный способ получения ГК основан на экстракции биополимера из различных органов млекопитающих и птиц, например из стекловидного тела глаза крупного рогатого скота, гребней кур или пупочных канатиков новорожденных. Даже при беглом анализе животных источников ГК видно, что сырьевая база промышленного получения данного полисахарида весьма ограничена и не может полностью удовлетворить постоянно растущий спрос на ГК. К тому же поставки данного сырья могут носить сезонный или неравномерный характер. Данных недостатков лишен биотехнологический способ получения ГК, основанный на культивировании микроорганизмов-продуцентов ГК. Сырьем для получения полисахарида микробиологическим синтезом являются доступные соединения и компоненты: глюкоза, дрожжевой экстракт (ДЭ), минеральные соли и т. п. Производство ГК на основе микробиологического синтеза не зависит от сезонных поставок животного сырья, а также легко масштабируется и перепрофилируется в случае изменения конъюнктуры рынка.

Выделение ГК из животного сырья часто осложняется тем, что в тканях и органах млекопитающих и птиц (например, в гребнях кур) биополимер находится в комплексе с белками, протеогликанами, и, кроме того, в животном сырье часто присутствуют родственные гликозаминогликаны [2]. Дешевые препараты косметического назначения для наружного применения могут содержать небольшое количество животных белков и других сопутствующих биополимеров, но содержание белков в препаратах ГК медицинского назначения недопустимо. Получение ГК микробиологическим синтезом вследствие отсутствия в культуральной жидкости (КЖ) примесных гликозаминогликанов и связанных с ГК белков предусматривает относительно легкую и недорогую очистку, поэтому препараты "биотехнологической" ГК отличаются более высокими показателями качества (чистотой, а иногда и молекулярной массой), а также меньшей себестоимостью. Биотехнологический способ позволяет получать ГК с заранее известными характеристиками и показателями качества, поскольку возможности контроля технологических параметров при данном методе производства существенно шире. В то же время при традиционном получении ГК следует учитывать зависимость содержания биополимера и его молекулярной массы от возраста животного, его здоровья и даже сезонного времени забоя [3].

Помимо вышеперечисленного использование биологических соединений животного происхождения или препаратов, выделяемых из человеческих тканей, в терапии заболеваний человека приобретает все большее число противников. Кроме возникающих этических проблем существует риск инфицирования неспецифическими к определенному хозяину вирусами (вирус птичьего гриппа) и другими инфекционными агентами. Этого недостатка лишено применение ГК, полученной биотехнологическим способом и прошедшей требуемую очистку.

В силу данных причин можно спрогнозировать, что биотехнологическое производство постепенно будет вытеснять получение ГК методом традиционной экстракции из животного сырья. Следует отметить, что в настоящее время биотехнологическое производство ГК в России отсутствует. Отечественная ГК представлена препаратами, полученными экстракцией из гребней кур, а объем производимой ГК не удовлетворяет внутреннему спросу, что приводит к зависимости от импорта биополимера. Поэтому исследование процессов синтеза и деградации ГК микроорганизмами может лечь в основу создания биотехнологического производства ГК в России.

В последнее время появляется все больше сведений о размероспецифично-сти биологических функций и свойств ГК [4-9]: препараты ГК различной молекулярной массы стимулируют ангиогенез или проявляют антиангиогенные и противовоспалительные свойства, обладают иммуномодулирующими и антиок-сидантными свойствами. Полисахарид, фракционированный по молекулярной массе, может найти разнообразное применение в медицине и косметологии, поэтому работы по совершенствованию методов получения ГК и препаратов ее отдельных фракций с заданной молекулярной массой имеют большое научное и практическое значение.

Цель исследований. Изучить физиологические и биохимические аспекты метаболизма (биосинтеза и деградации) ГК бактериями p. Streptococcus, а также разработать научные основы управляемого культивирования и оптимизировать процесс микробиологического синтеза ГК штаммом-продуцентом, подобрав питательную среду, физико-химические условия и режимы культивирования. Исследовать процесс ферментативной деполимеризации ГК стрептококковыми гиалуронатлиазами для получения фракций полисахарида с заданной молекулярной массой и анализа ГК в биопробах сложного состава.

Для достижения указанной цели были поставлены следующие задачи:

1. Методом индуцированного мутагенеза получить высокопроизводительный штамм-продуцент ГК.

2. Произвести выбор среды для культивирования штамма-продуцента ГК, оптимизировать состав среды и физико-химические условия культивирования с целью увеличения выхода ГК.

3. Исследовать связь синтеза ГК с физиологическим состоянием культуры микроорганизмов и выявить возможные механизмы регуляции синтеза ГК. Изучить влияние степени аэрации ферментационной среды на биосинтез ГК.

4. Провести сравнительные реологические исследования растворов коммерческих препаратов и полученных образцов ГК. Определить молекулярную массу образцов ГК.

5. Исследовать кинетику деполимеризации ГК стрептококковой гиалуронатлиа-зой. Разработать метод получения препаратов ГК различной молекулярной массы, подобрав оптимальные условия проведения деполимеризации как для получения ГК низкой молекулярной массы, так и для осуществления полного гидролиза ГК.

6. Разработать метод определения концентрации ГК в сложных многокомпонентных смесях и биологических объектах, включающих разнообразные сопутствующие биополимеры, используя специфичность энзиматической деполимеризации ГК стрептококковой гиалуронатлиазой.

Научная новизна работы.

1. Установлено, что потеря капсул, состоящих из ГК, штаммом Streptococcus equi subsp. zooepidemicus B-8014 на поздней экспоненциальной и стационарной фазах культивирования происходит вследствие проявления штаммом гиалуро-натлиазной активности. Этим же объясняется снижение концентрации ГК в культуральной жидкости (КЖ) и "немукоидный" характер колоний, формируемых штаммом на агаризованной среде. УФ-индуцированным мутагенезом получен штамм S. equi subsp. zooepidemicus КБ-04, характеризующийся стабильностью формируемых капсул и мукоидной морфологией колоний.

2. Выявлено влияние основных компонентов предложенной питательной среды (источника углерода, азота, фосфора, солей органических и неорганических кислот) на биосинтез ГК. Обнаружено, что наибольшее отрицательное влияние на биосинтез ГК бактериями S. equi subsp. zooepidemicus оказывают ионы Mg2+.

3. Показано, что улучшение аэрации ферментационной среды способствует увеличению удельного выхода ГК, что связано, по-видимому, с окислением избыточных восстановительных эквивалентов НАДН2, образующихся в процессе биосинтеза ГК и затрудняющих ее дальнейший синтез, а также нарушающих окислительно-восстановительный баланс молочнокислого брожения. 4. Исследована кинетика деградации ГК стрептококковой гиалуронатлиазой и показано, что незавершенность реакции деполимеризации обусловлена необратимой инактивацией стрептококковой гиалуронатлиазы, которая вызвана частичным автопротеолизом фермента. Предложен способ получения препаратов ГК различной молекулярной массы, используя метод ферментативной деполимеризации ГК. Предложен и обоснован вискозиметрический метод контроля процесса деполимеризации ГК. Разработан метод определения ГК в сложных биологических образцах, содержащих мешающие примесные биополимеры со сходной с ГК структурой, основанный на ВЭЖХ продуктов энзиматической деградации ГК.

Практическая значимость работы.

1. Впервые в России методом микробиологического синтеза получены препараты ГК. В качестве продуцентов биополимера использовались бактерии р. Streptococcus, обладающие естественной способностью к биосинтезу данного гликозаминогликана. Штамм S. equi subsp. zooepidemicus КБ-04, полученный УФ-индуцированным мутагенезом родительского штамма S. equi subsp. zooepidemicus В-8014, характеризуется стабильностью образуемых капсул на всем протяжении культивирования. Концентрация ГК в КЖ S. equi subsp. zooepidemicus КБ-04 превышает концентрацию, достигаемую при культивировании штамма S. equi subsp. zooepidemicus В-8014 в аналогичных условиях, в 3 - 5 раз. Оптимизация состава питательной среды, физико-химических условий и режимов культивирования позволила многократно увеличить выход ГК.

2. Исследование кинетики деградации ГК стрептококковой гиалуронатлиазой позволило предложить схему проведения ферментативной реакции, позволяющую добиться практически полной деполимеризации ГК, что, в свою очередь, позволило разработать метод определения концентрации ГК в сложных многокомпонентных смесях и биологических объектах, включающих разнообразные мешающие биополимеры, используя специфичность энзиматической деполимеризации ГК.

3. Методом энзиматической деполимеризации получены препараты ГК различной молекулярной массы. Показано, что вискозиметрия может использоваться для наблюдения за ходом расщепления ГК стрептококковой гиалуронатлиазой, поскольку падение вязкости растворов и уменьшение молекулярной массы ГК хорошо коррелируют.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Биотехнология», Белодед, Андрей Васильевич

ОСНОВНЫЕ РЕЗУЛЬТАТЫ И ВЫВОДЫ

1. Полученный с помощью УФ-индуцированного мутагенеза штамм S. zooepidemicus КБ-04, характеризуется крупными размерами и мукоидной морфологией колоний, формируемых на богатых питательных средах. Установлено, что мукоидная морфология штамма S. zooepidemicus КБ-04 обусловлена повышенным уровнем биосинтеза ГК и образованием стабильных капсул, что связано с отсутствием у штамма S. zooepidemicus КБ-04 какой-либо гиалуро-натлиазной активности.

2. Оптимизирован состав питательной среды для культивирования S. zooepidemicus КБ-04 с целью микробиологического синтеза ГК. Определено, что наибольшее влияние на рост культуры и синтез ГК оказывает концентрация источника углерода. Показано, что на выход ГК положительно влияют ДЭ, пептон, триптон, ионы Мп2+; отрицательно - ацетат натрия и сульфат магния.

3. Обнаружено, что улучшение массообменных характеристик ферментационного процесса и повышение аэрации питательной среды увеличивает как конечную концентрацию ГК, так и ее удельный выход. Повышение уровня секреции ГК при интенсивной аэрации носит регулируемый адаптивный характер, поскольку ГК может участвовать в защите клеток бактерий p. Streptococcus от токсичных форм кислорода.

4. Предложена кинетическая схема расщепления ГК стрептококковой гиалуронатлиазой и показано, что данная схема описывается уравнением Миха-элиса-Ментен. Вискозиметрическим методом исследован процесс деполимеризации ГК стрептококковой гиалуронатлиазой.

5. Показано, что незавершенность реакции деполимеризации обусловлена необратимой инактивацией стрептококковой гиалуронатлиазы, что обусловлено частичным автопротеолизом фермента. Подобраны оптимальные условия функционирования стрептококковой гиалуронатлиазы.

6. Впервые разработан метод анализа ГК в сложных биопробах по продуктам энзиматической деполимеризации ГК стрептококковой гиалуронатлиазой с использованием ВЭЖХ. Предложен способ получения фракций ГК со средней и низкой молекулярной массой с помощью деполимеризации гликозаминогли-кана стрептококковой гиалуронатлиазой и показана применимость вискозимет-рического метода контроля молекулярной массы ГК в ходе ее энзиматической деполимеризации.

4.7. Заключение.

Вискозиметрическими методами были исследованы растворы коммерческих препаратов ГК и образцы, полученные нами при культивировании S. zooepidemicus КБ-04. Реологические исследования позволили определить молекулярную массу исследованных образцов ГК. Препараты высокомолекулярной ГК (HMW) были подвергнуты энзиматической деполимеризации с использованием стрептококковой гиалуронатлиазы. За кинетикой ферментативной деградации ГК наблюдали с использованием ВЭЖХ, а также спектрофотометриче-ским и вискозиметрическим методами. Метод ВЭЖХ позволил выявить неполноту протекания деполимеризации ГК, которая, как оказалось, обусловлена необратимой инактивацией стрептококковой гиалуронатлиазы, которая, в свою очередь, вызвана частичным автопротеолизом фермента. Для проведения исчерпывающей деполимеризации ГК рекомендовано трехкратное дробное внесение ферментного препарата в реакционную смесь по ходу гидролиза. Субстратная специфичность стрептококковой гиалуронатлиазы в сочетании с подобранными условиями проведения гидролиза ГК позволила разработать метод определения ГК в сложных биологических образцах, содержащих мешающие биополимеры. Кроме того, энзиматическая деполимеризация может служить методом получения фракций ГК различной молекулярной массы. И, как было показано нами, для контроля реакции деполимеризации ГК стрептококковой гиалуронатлиазой хорошо применим вискозиметрический метод.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Белодед, Андрей Васильевич, 2008 год

1. Toole В .P. Hyaluronan is not just a goo! // J. Clin. Invest. 2000. - V. 106. - № 3. - P. 335-336.

2. O'Regan M., Martini I., Crescenzi F., DeLuca C. et al. Molecular Mechanisms and genetics of hyaluronan Biosynthesis. // Int. J. Biol. Macromol. 1994. - V. 16. - P. 283-286.

3. Игнатова Е.Ю., Гуров A.H. Принципы извлечения и очистки гиалуроновой кислоты. // Хим.-фарм. журн. 1990. - Т. 24. - № 3. - С. 42-46.

4. McKee С.М., Penno М.В., Cowman М., Burdick M.D., Strieter R.M., Вао С., Noble P.W. Hyaluronan (HA) fragments induce chemokine gene expression in alveolar macrophages: the role of HA size and CD-44. // J. Clin. Invest. 1996. - V. 98. - P. 2403-2413.

5. Noble P.W., Lake F.R., Henson P.M., Riches D.W.H. Hyaluronate activation of CD-44 induces insulin-like growth factor-1 expression by a tumor necrosis factor-al-dependent mechanism in murine macrophages. // J. Clin. Invest. 1993. - V. 91. - P. 2368-2377.

6. Horton M.R., Burdick M.D., Strieter R.M., Вао C., Noble P.W. Regulation of hyaluronan-induced chemokine gene expression by IL-10 and IFN-y in mouse macrophages. // J. Immunol.1998. V. 160. - P. 3023-3030.

7. Horton M.R., Shapiro S., Вао C., Lowenstein C.J., Noble P.W. Induction and regulation of macrophage metalloelastase by hyaluronan fragments in mouse macrophages. // J. Immunol.1999.-V. 162.-P. 4171-4176.

8. West D.C., Hampson I.N., Arnold F., Kumar S. Angiogenesis induced by degradation products of hyaluronic acid. // Science. 1985. - V. 228. - P. 1324-1326.

9. Ohkawara Y., Tamura G., Iwasaki Т., Tanaka A., Kikuchi Т., Shirato K. Activation and transforming growth factor-beta production in eosinophils by hyaluronan. // Am. J. Respir. Cell. Mol. Biol. 2000. - V. 23. - P. 444-451.

10. Meyer K., Palmer J. The polysaccharide of the vitreous humor. // J. Biol. Chem. 1934. -V. 107.-P. 629-634.

11. Linker A., Meyer K. Production of Unsaturated Uronides by Bacterial Hyaluronidases. // Nature. 1954. - V. 174. - P. 1192-1194.

12. Weigel P.H., Hascall V.C., Tammi M. Hyaluronan Synthases. // J. Biol. Chem. 1997. -V. 272. - № 22. - P. 13997-14000.

13. Meyer K. Highly viscous sodium hyaluronate. // J. Biol. Chem. 1948. - V. 176. - № 2. -P. 993-997.

14. Fraser J.R., Laurent Т.С., Pertoft H., Baxter E. Plasma clearance, tissue distribution and metabolism of hyaluronic acid injected intravenously in the rabbit. // Biochcm. J. 1981. - V. 200. -P. 415-424.

15. Stern R. Devising a pathway for hyaluronan catabolism: are we there yet? // Glycobiol-ogy. -2003.- V. 13.-№ 12.-P. 105-115.

16. Kendall F.E., Heidelberger M., Dawson M.H. A serologically inactive polysaccharide elaborated by mucoid strains of group A hemolytic Streptococcus. // J. Biol. Chem. 1937. - V. 118.-P. 61-69.

17. Seastone C.V. The virulence of group С hemolytic streptococci of animal origin. // J. Exp. Med. 1939. - V. 70. - P. 361-378.

18. Topper Y.J.,- Lipton M.M. The biosynthesis of a streptococcal capsular polysaccharide. // J. Biol. Chcm. 1953. - V. 203. - P. 135-142.

19. Roseman S., Moses F.E., Ludowieg J., Dorfman A. The biosynthesis of hyaluronic acid by group A Streptococcus. Utilization of l-C14-glucose. // J. Biol. Chem. 1953. - V. 203. - P. 213-225.

20. Cifonelli J.A., Mayeda M. The purification of hyaluronic acid by the use of charcoal. // Biochim. et Biophys. Acta. 1957. - V. 24. - P. 397-400.

21. Warren G.H., Gray J. Isolation and purification of streptococcal hyaluronic acid. // Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1959. - V. 102. - P. 125-127.22. http://www.cheque.uq.edu.au/research/bioengineering/index.html

22. Markovitz A., Cifonelli J.A., Dorfman A. The biosynthesis of HA by group A Streptococcus. VI. Biosynthesis from uridine nucleotides in cell-free extracts. // J. Biol. Chem. 1959. - V, 234,-№9.-P. 2343-2350.

23. Prehm P. Hyaluronate is synthesized at plasma membranes. // Biochem. J. 1984. -V. 220.-№2.-P. 597-600.

24. Philipson L.H., Schwartz N.B. Subcellular localization of hyaluronate synthetase in oligodendroglioma cells. // J. Biol. Chem. 1984. - V. 259. - P. 5017-5023.

25. Prehm P., Mausolf A. Isolation of streptococcal hyaluronate synthase. // Biochem. J. -1986. V. 235. - № 3. - P. 887-889.

26. Triscott M.X., van de Rijn I. Solubilization of hyaluronic acid synthetic activity from streptococci and its activation with phospholipids. // J. Biol. Chem. 1986. - V. 261. - P. 60046009.

27. Ng K.F., Schwartz N.B. Solubilization and partial purification of hyaluronate synthetase from oligodendroglioma cells. // J. Biol. Chem. 1989. - V. 264. - P. 11776-11783.

28. Lansing M., Lellig S., Mausolf A., Martini I., Crescenzi F., Oregon M., Prehm P. Hyalu-ronate synthase: cloning and sequencing of the gene from Streptococcus sp. // Biochem. J. 1993. -V. 289.-P. 179-184.

29. Van de Rijn I., Drake R. R. Analysis of the streptococcal hyaluronic acid synthase complex using the photoaffmity probe 5-azido-UDP-glucuronic acid. // J. Biol. Chem. 1992. - V. 267. - P.24302-24306.

30. DeAngelis P.L., Papaconstantinou J., Weigcl P.H. Isolation of a Streptococcus pyogenes gene locus that directs hyaluronan biosynthesis in acapsular mutants and in heterologous bacteria. // J. Biol. Chem. 1993. - V. 268. - P. 14568-14571.

31. DeAngelis P.L., Papaconstantinou J., Weigel P.H. Molecular cloning, identification and sequence of the hyaluronic acid synthase gene from Group A Streptococcus pyogenes. // J. Biol. Chem. 1993. - V. 268. - P. 19181-19184.

32. DeAngelis P. L., Weigel P.H. Immunochemical confirmation of the primary structure of streptococcal hyaluronan synthase and synthesis of high molecular weight product by the recombinant enzyme. // Biochem. 1994. - V. 33. - P. 9033-9039.

33. Weissman В., Meyer K. The structure of hyalobiuronic acid and of hyaluronic acid from umbilical cord. // J. Am. Chem. Soc. 1954. - V. 76. - P. 1753-1757.

34. Радаева И.Ф., Костина Г.А., Змиевский A.B. Гиалуроновая кислота: биологическая роль, строение, синтез, выделение, очистка и применение (обзор). // Прикл. биохим. микро-биол. 1997. - Т. 33. - №2. - С. 133-137.

35. Scott J.E. Secondary structures in hyaluronan solutions: chemical and biological implications. The Biology of Hyaluronan. // Ciba Foundation Symposium. 1989. - V. 143. - P. 6-15.

36. Armstrong D.C., Johns M.R. Improved molecular weight analysis of streptococcal hyaluronic acid by size exclusion chromatography. // Biotechnol. Techniq. 1995. - V. 9. - № 7. - P. 491-496.

37. Armstrong D.C., Johns M.R. Culture Conditions Affect the Molecular Weight Properties of Hyaluronic Acid Produced by Streptococcus zooepidemicus. // Appl. Environ. Microbiol. -1997. V. 63. - № 7. - P. 2759-2764.

38. Atkins E.D., Phelps C.F., Sheehan J.K. The conformation of the mucopolysaccharides. Hyaluronates. // Biochem. J. 1974. - V. 128. - P. 1255-1263.

39. Sheehan J.K., Arundel С., Phelps C.F. Effects of the cations sodium, potassium and calcium on the interaction of hyaluronate chains a light-scattering and viscosimetric study. // Int. J. Biol. Macromol. - 1983. - V. 5. - P. 222-228.

40. Sheehan J.K., Gardner K.H., Atkins E.D. Hyaluronic acid: a double helix structure in the presence of potassium at low pH and found also with the cations ammonium, rubidium and calcium. // J. Mol. Biol. 1977. - V. 117. - P. 113-35.

41. Atkins E.D., Sheehan J.K. Hyaluronates: Relation between Molecular Conformations. // Scicnce. 1973. - V. 179. - № 4073. - P. 562-564.

42. Dea I.C., Moorhouse M.R. Hyaluronic Acid: A Novel, Double Helical Molecule. // Science. 1973. - V. 179. - № 4073. - P. 560-562.

43. Guss J.M., Hukins D.W., Smith P.J., Winter W.T., Arnott S. Hyaluronic acid: molecular conformations and interactions in two sodium salts. // J. Mol. Biol. 1975. - V. 95. - P. 359-384.

44. Winter W.T., Arnott S. Hyaluronic acid: the role of divalent cations in conformation and packing. // J. Mol. Biol. 1977. - V. 117. - № 3. p. 761-784.

45. Cleland R.L., Wang J.L. Ionic polysaccharides. III. Dilute solution properties of hyaluronic acid fractions. // Biopolymers. 1970. - V. 9. - № 7. - P. 799-810.

46. Cleland R.L. The persistence length of hyaluronic acid: an estimate from small-angle x-ray scattering and intrinsic viscosity. // Arch. Biochcm. Biophys. — 1977. — V. 180. P. 57 — 68.

47. Cleland R.L. Ionic polysaccharides. II. Comparison of polyelectrolyte behavior of hyaluronate with that of carboxymethyl cellulose. // Biopolymers. 1968. - V. 6. - № 11. - P. 15191529.

48. Darke A., Finer E.G., Moorhouse R., Rees D.A. Studies of hyaluronate solutions by nuclear magnetic relaxation measurements. Detection of covalently-defmed, stiff segments within the flexible chains. // J. Mol. Biol. 1975. - V. 99. - № 3. - P. 477-486.

49. Ribitsch G., Schurz J., Ribitsch V. Investigation of the solution structure of hyaluronic acid by light scattering, SAXS and viscosity measurements. // Colloid Polymer Sci. 1980. - V. 258.-P. 1322-1334.

50. Scott J.E., Tigwell M.J. Periodate oxidation and the shapes of glycosaminoglycuronans in solution. // Biochem. J. 1978. - V. 173. - P. 103-114.

51. Scott. J.E., Heatley F., Hull W.E. Secondary structure hyaluronan in solution. A lH-n.m.r. investigation at 300 and 500 MHz in 2H6.dimethyl sulphoxide solution. // Biochem J. 1984. - V. 220.-P. 197-205.

52. Atkins E.D.T., Meader D., Scott J.E. Model of hyaluronic acid incorporating four intramolecular hydrogen bonds. // Int. J. Biol. Macromol. 1980. - V. 2. - P. 318-319.

53. Almond A., Sheehan J.K. Predicting the molecular shape of polysaccharides from dynamic interactions with water. // Glycobiology. 2003. - V. 13. - P. 255-264.

54. Almond A., Brass A., Sheehan J.K. Oligosaccharides as model systems for understanding water-biopolymer interaction: hydrated dynamics of a hyaluronan decamer. // J. Phys. Chem. B. -2000. V. 104. - P. 5634-5640.

55. Cowman M.K., Spagnoli C., Kudasheva D., Li M., Dyal A., Kanai S., Balazs E.A. Extended, Relaxed, and Condensed Conformations of Hyaluronan Observed by Atomic Force Microscopy. // Biophys. J. 2005. - V. 88. - P. 590-602.

56. Kogan G., Soltes L., Stern R., Gemeiner P. Hyaluronic acid: a natural biopolymer with a broad range of biomedical and industrial applications. // Biotechnol. Lett. 2007. - V. 29. - № 1. -P. 17-25.

57. Asari A., Miyauchi S., Kuriyama S., Machida A., Kohno K., Uchiyama Y. Localization of Hyaluronic Acid in Human Articular Cartilage. // J. Histochem. Cytochem. 1994. - V. 42. - № 4. -P. 513-522.

58. Cleland R.L., Sherblom A.P. Isolation and Physical Characterization of Hyaluronic Acid Prepared from Bovine Nasal Septum by Cetylpyridinium Chloride Precipitation. // J. Biol. Chem. -1977. V. 252. - № 2. - P. 420-426.

59. Levy P., Picard J., Bruel A. Glycosaminoglycan Biosynthesis in Arterial Wall Sulfation of Heparan Sulfate in Cell Membrane of Aortic Mcdia-Intima. // Eur. J. Blochem. 1981. - V. 115. -P. 397-404.

60. Nardinia M., Oria M., Vigettid D., Gornatid R., Nardia I., Perris R. Regulated gene expression of hyaluronan synthases during Xenopus laevis development. // Gene Expression Patterns. -2004. V. 4.-P. 303-308.

61. Schmidt A., Prager M., Selmke P., Buddecke E. Isolation and Properties of Proteoglycans from Bovine Aorta. // Eur. J. Biochem. 1982. - V. 125.-P. 95-101.

62. Itano N., Kimata K. Expression cloning and molecular characterization of HAS protein, a eukaryotic hyaluronan synthase. // J. Biol. Chem. 1996. - V. 271. - P. 9875-9878.

63. Shyjan A.M., Heldin P., Butcher E.C., Yoshino Т., Briskin M.J. Functional cloning of the cDNA for a human hyaluronan synthase. // J. Biol. Chem. 1996. - V. 271. - P. 23395-23399.

64. Spicer A.P., Augustine M.L., McDonald J.A. Molecular cloning and characterization of a putative mouse hyaluronan synthase. // J. Biol. Chem. 1996. - V. 271. - P. 23400-23406.

65. Watanabe К., Yamaguchi Y. Molecular identification of a putative human hyaluronan synthase. // J. Biol. Chem. 1996. - V. 271. - P. 22945-22948.

66. Maccari F., Tripodi F., Volpi N. High-performance capillary electrophoresis separation of hyaluronan oligosaccharides produced by Streptomyces hyalurolyticus hyaluronate lyase. // Carbohydrate Polym. 2004. - V. 56. - P. 55-63.

67. DeAngclis P.L., Jing W., Graves M.V., Burbank D.E., van Etten J.L. Hyaluronan synthase of chlorella virus PBCV-1. // Science. 1997. - V. 278. - P. 1800-1803.

68. Graves M.V., Burbank D.E., Roth R., Heuser J., DeAngelis P.L., van Etten J.L. Hyaluronan synthesis in virus PBCV-1-infected chlorella-like green algae. // Virology. 1999. - V. 257. -P. 15-23.

69. Stoolmiller A.C., Dorfman A. The biosynthesis of hyaluronic acid by Streptococcus. // J. Biol. Chcm. 1969. - V. 244. - № 2. - P. 236-246.

70. Kass E.H., Seastone C.V. The role of the mucoid polysaccharide (hyaluronic acid) in the virulence of group A streptococci. // J. Exp. Med. 1944. - V. 79. - P. 319-330.

71. Carter G.R., Annau E. Isolation of capsular polysaccharides from colonial variants of Pas-teurella multocida. // Am. J. Vet. Res. 1953. - V. 14. - P. 475-478.

72. DeAngelis P.L., Jing W., Drake R.R., Aehyuthan A.M. Identification and molecular cloning of a unique hyaluronan synthase from Pasteurella multocida. // J. Biol. Chem. 1998. - V. 273. -P. 8454-8458.

73. Evanko S., Wight T. Intracellular hyaluronan. Электронный ресурс. 2001. - Доступно на: http://www.glycoforum.gr.jp/science/hyaluronan/HA20/HA20E.html.

74. Rreil G. Hyaluronidases a group of neglected enzymes. // Protein Sci. - 1995. - V. 4. -P.1666-1669.

75. Toole B.P. Proteoglycans and Hyaluronan in Morphogenesis and Differentiation. // Cell Biology of Extracellular Matrix / ed. Hay E.D. New York: Plenum Press, 1991. - P. 305-341.

76. Toole B.P. Hyaluronan in morphogenesis. // J. Intern. Med. 1997. - V. 242. - P. 35-40.

77. Juhlin L. Hyaluronan in skin. // J. Intern. Med. 1997. - V. 242. - P. 61-66.

78. Португалова B.B., Ерзикян K.JI. Гиалуроновая кислота и ее роль в жизнедеятельности организмов. // Успехи современ. биол. 1986. - Т. 101. - № 3. - С. 344-358.

79. Prehm P. Hyaluronan. // Biopolymers: biology, chemistry, biotechnology, applications. -V. 5: Polysaccharides I. Polysaccharides from prokaryotes. / eds. Vandamme E.J., DeBaets S., Steinbuchel A. Weinheim: Wiley-VCH, 2000. - P. 379-404.

80. Schiller J., Fuchs В., Arnhold J., Arnold K. Contribution of rcactive oxygen specics to cartilage degradation in rheumatic diseases: molecular pathways, diagnosis and potential therapeutic strategies. // Curr. Med. Chem. 2003. -V. 10. - P. 2123-2145.

81. Soltes L., Mcndichi R., Kogan G., Schiller J., Stankovska M., Arnhold J. Degradative action of reactive oxygen spccies on hyaluronan. // Biomacromol. 2006. - V. 7. - P. 659-668.

82. Tammi M.I., Day A.J., Turley E.A. Hyaluronan and homeostasis: a balancing act. // J. Biol. Chem. 2002. - V. 277. - P. 4581-4784.

83. Feinberg R.N., Beebe D.C. Hyaluronate in vasculogenesis. // Science. 1983. - V. 220. -№4602.-P. 1177-1179.

84. Xu H., Ito Т., Tawada A., Maeda H., Yamanokuchi H., Isahara K., Yoshida K., Uchiyama Y., Asari A. Effect of hyaluronan oligosaccharides on the expression of heat shock protein 72. // J. Biol. Chem.-2002.-V. 277.-P. 17308-17314.

85. Stern R., Asari A.A., Sugahara K.N. Hyaluronan fragments: an information-rich system. // Eur. J. Cell Biol. 2006. - V. 85. - P. 699-715.

86. Lancefield R.C. A serological differentiation of human and other groups of hemolytic streptococci.//J. Exp. Med. 1933. - V. 57.-P. 571-595.

87. Lancefield R.C., Dole V.P. The properties of T antigens extracted from the group A hemolytic streptococci. // J. Exp. Med. 1946. - V. 84. - P. 449-471.

88. Lancefield R.C. Current knowledge of type-specific M antigens of group A streptococci. // J. Immunol. 1962,-V. 89.-P. 307-313.

89. Stevens D.L. Invasive group A streptococcus infections. // Clinic. Infect. Dis. 1992. - V. 14. - P. 2-11.

90. Timoney J.F., Mukhtar M.M. The protective M proteins of the equine group С streptococci. // Vet. Microbiol. 1993. - V. 37. - P. 389-395.

91. Bradley S.F., Gordon J.J., Baumgartner D.D., Marasco W.A., Kauffman C.A. Group С streptococcal bacteremia: analysis of 88 cases. // Rev. Infect. Dis. 1991. - V. 13. - P. 270-280.

92. Carter G.R. Pasteurellosis: Pasteurella multocida and Pasteurella hemolytica. // Adv. Vet. Sci. 1967. - V. 11. - P. 321-379.

93. Mortimer E.A., Vastine E.L. Production of Capsular Polysaccharide (Hyaluronic Acid) by L Colonics of Group A Streptococci. // J. Bacteriol. 1967. - V. 94. -№ 1. - P. 268-271.

94. Chong B.F., Blank L.M., Mclaughlin R., NielsenL K. Microbial hyaluronic acid production. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2005. - V. 66. - P. 341-351.

95. DeAngelis P.L. Enzymological characterization of the Pasteurella multocida hyaluronic acid synthase.//Biochem. 1996.-V. 35.-P. 9768-9771.

96. Van de Rijn I. Streptococcal Hyaluronic Acid: Proposed Mcchanisms of Degradation and Loss of Synthesis During Stationary Phase. // J. Bacteriol. 1983. - V. 156. - № 3. - P. 10591065.

97. Salzbcrg S.L., White O., Peterson J., Eisen J.A. Microbial genes in the human genome: lateral transfer or gene loss? // Science. 2001. - V. 292. - P. 1903-1906.

98. Lander E.S., Linton L.M., Birren В., Nusbaum C. et al. Initial sequencing and analysis of the human genome. // Nature. 2001. - V. 409. - P. 860-921.

99. Hirst G.K. The effect of polysaccharide-splitting enzyme on streptococcal infection. // J. Exp. Med. 1941,- V. 73.-P. 493-506.

100. Wessels M.R., Moses A.E., Goldberg J.B., Dicesare T.J. Hyaluronic acid capsule is a virulence factor for mucoid Group A streptococci. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1991. - V. 88. -P. 8317-8321.

101. Wessels M.R., Goldberg J.B., Moses A.E., DiCesare T.J. Effects on virulence of mutations in a locus essential for hyaluronic acid capsule expression in group A streptococci. // Infect. Immun. 1994. - V. 62. - P. 433-441.

102. Schrager H.M., Rhcinwald J.G., Wessels M.R. Hyaluronic acid capsule and the role of streptococcal entry into keratinocytes in invasive skin infection. // J. Clin. Investig. 1996. - V. 98. -P. 1954-1958.

103. Husmann L.K., Yung D.-L., Hollingshead S.K., Scott J.R. Role of Putative Virulence Factors of Streptococcus pyogenes in Mouse Models of Long-Term Throat Colonization and Pneumonia. // Infect. Immun. 1997. - V. 65. - № 4. - P. 1422-1430.

104. Pruimboom I.M., Rimler R.B., Ackermann M.R. Enhanced adhesion of Pasteurella mul-tocida to cultured turkey peripheral blood monocytes. // Infect. Immun. 1999. - V. 67. - P. 12921296.

105. Wessels M.R., Bronze M.S. Critical role of the group A streptococcal capsule in pharyngeal colonization and infection in mice. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. - V. 91. - P. 1223812242.

106. Cunningham M.W. Pathogenesis of Group A Streptococcal Infections. // Clinic. Microbiol. Rev. 2000. - V. 13. - № 3. - P. 470-511.

107. Magee A.D., Yother J. Requirement for Capsule in Colonization by Streptococcus pneumoniae. // Infect. Immun. 2001. - V. 69. - № 6. - P. 3755-3761.

108. Jadoun J., Eyal O., Sela S. Role of CsrR, Hyaluronic Acid, and SpeB in the Internalization of Streptococcus pyogenes M Type 3 Strain by Epithelial Cells. // Infect. Immun. 2002. - V. 70. - № 2. - P. 462-469.

109. Field T.R., Ward P.N., Pedersen L.H., Leigh J.A. The Hyaluronic Acid Capsule of Streptococcus uberis Is Not Required for the Development of Infection and Clinical Mastitis. // Infect. Immun.-2003.-V. 71.-№ l.-P. 132-139.

110. Cleary P.P., Larkin A. Hyaluronic Acid Capsule: Strategy for Oxygen Resistance in Group A Streptococci. // J. Bacterid. 1979. - V. 140. - № 3. - P. 1090-1097.

111. Matsubara C., Kajiwara M., Akasaka H., Haze S. Carbon-13 nuclear magnetic resonance studies on the biosynthesis of hyaluronic acid. // Chem. Pharm. Bull. 1991. - V. 39. - P. 24462448.

112. Chong B.F., Nielsen L.K. Aerobic cultivation of Streptococcus zooepidemicus and the role of NADH oxidase. // Biochem. Engineer. J. 2003. - V. 16. - P. 153-162.

113. Cifonelli J.A., Dorfman A. The Biosynthesis of Hyaluronic Acid by Group A Streptococcus V. The Uridine Nucleotides of Group A Streptococcus. // J. Biol. Chem. 1957. - V. 228. -P. 547-557.

114. Sugahara K., Schwartz N.B., Dorfman A. Biosynthesis of Hyaluronic Acid by Streptococcus. // J. Biol. Chem. 1979. - V. 254. - № 14. - P. 6252-6261.

115. Markovitz A., Cifonelli J.A., Dorfman A. The biosynthesis of HA by cell-free extracts of group A Streptococcus. // Biochim. Biophys. Acta. 1958. -V. 28. - P. 453-455.

116. Tlapak-Simmons V.L., Kempner E.S., Baggenstoss B.A., Weigel P.H. The activc streptococcal hyaluronan synthases (HASs) contain a single HAS monomer and multiple cardiolipin molecules. // J. Biol. Chem. 1998. - V. 273. - P. 26100-26109.

117. Tlapak-Simmons V.L., Baggenstoss B.A., Clyne Т., Weigel P.H. Purification and lipid dependence of the recombinant hyaluronan synthases from Streptococcus pyogenes and Streptococcus equisimilis. // J. Biol. Chem. 1999. - V. 274. - № 7. - P. 4239-4245.

118. Appel A., Horwitz A.L., Dorfman A. Cell-free synthesis of hyaluronic acid in Marfan syndrome. // J. Biol. Chem. 1979. - V. 254. - P. 12199-12203.

119. Philipson L.H., Westley J., Schwartz N.B. Effect of hyaluronidase treatment of intact cells on hyaluronate synthetase activity. // Biochem. 1985. - V. 24. - P. 899-906.

120. Prehm P. Synthesis of hyaluronate in differentiated teratocarcinoma cells: characterization of the synthase. // Biochem. J. 1983. - V. 211. - P. 181 -189.

121. Tlapak-Simmons V.L., Baron C.A., Gotschall R., Haque D., Canfield W.M., Weigel P.H. Hyaluronan Biosynthesis by Class I Streptococcal Hyaluronan Synthases Occurs at the Reducing End.//J. Biol. Chem. 2005. - V. 280.-№ 13.-P. 13012-13018.

122. Heldermon C., DeAngelis P.L., Weigel P.H. Topological Organization of the Hyaluronan Synthase from Streptococcus pyogenes. // J. Biol. Chem. 2001. - V. 276. - № 3. - P. 20372046.

123. Kumari K., Weigel P.H. Molecular Cloning, Expression, and Characterization of the Authentic Hyaluronan Synthase from Group С Streptococcus equisimilis. // J. Biol. Chem. 1997. -V. 272. -№51. -P. 32539-32546.

124. Prehm P. Synthesis of hyaluronate in differentiated teratocarcinoma cells. Mechanism of chain growth. // Biochem. J. 1983. - V. 211. - P. 191-198.

125. Asplund Т., Brinck J., Suzuki M., Briskin M.J., Heldin P. Characterization of hyaluronan synthase from a human glioma cell line. // Biochim. Biophys. Acta. 1998. - V. 1380. - P. 377388.

126. Ashbaugh C.D., Wessels M.R. Cloning, identification, and expression of the group A streptococcal guaB gene encoding inosine monophosphate dehydrogenase. // Gene. 1995. - V. 165.-P. 57-60.

127. Crater D.L., van de Rijn I. Hyaluronic acid synthesis operon (has) expression in group A streptococci.//J. Biol. Chem. 1995. - V. 270.-№31.-P. 18452-18458.

128. Dougherty В.A., van de Rijn I. Molecular characterization of hasA from an operon required for hyaluronic acid synthesis in group A streptococci. // J. Biol. Chem. 1994. - V. 269. - P. 169-175.

129. Dougherty B. A., van de Rijn I. Molecular characterization of hasB from an operon required for hyaluronic acid synthesis in group A streptococci. Demonstration of UDP-glucose dehydrogenase activity. // J. Biol. Chem. 1993. - V. 268. - P. 7118-7124.

130. Ashbaugh C.D., Alberti S., Wessels M.R. Molecular analysis of the capsule gene region of group A Streptococcus: the hasAB genes are sufficient for capsule expression. // J. Bactcriol. -1998.-V. 180.-P. 4955-4959.

131. Caparon M.G., Scott J.R. Identification of a gene that regulates expression of M protein, the major virulence determinant of group A streptococci. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. -V. 84.-P. 8677-8681.

132. Robbins J.C., Spanier J.G., Jones S.J., Simpson W.J., Cleary P.P. Streptococcus pyogenes type 12 M protein gene regulation by upstream sequences. // J. Bacteriol. 1987. - V. 169. -№ 12.-P. 5633-5640.

133. Boyle M.D., Hawlitzky J., Raedcr R., Podbielski A. Analysis of the genes encoding two unique type Ha immunoglobulin G-binding proteins expressed by a single group A Streptococcus. // Infect. Immun. 1994. - V. 62,-№2. -P. 1336-1347.

134. Gryllos I., Cywes C., Shearer M.H., Сагу M., Kennedy R.C., Wessels M.R. Regulation of capsule gene expression by group A Streptococcus during pharyngeal colonization and invasive infection. // Mol. Microbiol. 2001. - V. 42. - № 1. - P. 61-68.

135. Gryllos I., Levin J.C., Wessels M.R. The CsrR/CsrS two-component system of group A Streptococcus responds to environmental Mg2+. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. - V. 100. -№ 7. - P. 4227-4232.

136. Bemish В., van de Rijn I. Characterization of a two-component system in Streptococcus pyogenes which is involved in regulation of hyaluronic acid production. // J. Biol. Chem. 1999. -V. 274.-P. 4786-4793.

137. Dalton T.L., Scott J.R. CovS Inactivates CovR and Is Required for Growth under Conditions of General Stress in Streptococcus pyogenes. // J. Bacteriol. 2004. - V. 186. - № 12. - P. 3928-3937.

138. Zhang J., Hao N., Chen G.-Q. Effect of expressing polyhydroxybutyrate synthesis genes (plibCAB) in Streptococcus zooepidemicus on production of lactic acid and hyaluronic acid. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2006. - V. 71. - P. 222-227.

139. Meyer K. Hyaluronidases. // The Enzymes. V. 5. / ed. Boyer P.D. - New York: Academic Press, 1971. - P. 307-320.

140. Chain E., Duthie E.S. Identity of hyaluronidase and spreading factor. // Br. J. Expl. Path. 1940. -V. 21. -P. 324-338.

141. DeSalegui M., Pigman W. The existence of an acid-active hyaluronidase in serum. // Arch. Biochem. Biophys. 1967. - V. 120. - P. 60-67.

142. Afify A.M., Stern M., Guntenhoener M., Stern R. Purification and characterization of human serum hyaluronidase. // Arch. Biochem. Biophys. 1993. - V. 305. - P. 434-441.

143. Frost G.I., Csoka Т., Stern R. The hyaluronidases: a chemical, biological and clinical overview. // Trends Glycosci. Glycotech. 1996. - V. 8. - P. 419-434.

144. Hovingh P., Linker A. Hyaluronidase activity in leeches (Hirudinea). // Сотр. Biochem. Physiol. Biochem. Mol. Biol. 1999. - V. 124. - P. 319-326.

145. Yuki H., Fishman W.H. Purification and Characterization of Leech Hyaluronic Acid-endo-p-glucuronidase. // J. Biol. Chem. 1963. - V. 238. -№ 5. - P. 1877-1879.

146. Karlstam В., Vincent J., Johansson В., Bryno C. A simple purification method of squeezed krill for obtaining high levels of hydrolytic enzymes. // Prep. Biochem. 1991. - V. 21. — P. 237-256.

147. Karlstam В., Ljungloef A. Purification and partial characterization of a novel hyaluronic acid-degrading enzyme from Antarctic krill (Euphasia superba). // Polar Biol. 1991. - V. 11. - P. 501-507.

148. Hynes W.L., Walton S.L. Hyaluronidascs of Gram-positive bacteria. // FEMS Microbiol. Lett.-2000. V. 183.-P. 201-207.

149. Byers S.O., Tytell A.A., Logan M.A. The production and some properties of Clostridium perfringens hyaluronidase. // Arch. Biochem. Biophys. 1949. -V. 22. - P. 66-86.

150. Li S., Kelly S.J., Lamani E., Ferraroni M., Jedrzejas, M.J. Structural basis of hyaluronan degradation by Streptococcus pneumoniae hyaluronate lyase. // EMBO J. 2000. - V. 19. - P. 1228-1240.

151. Ohya Т., Kaneko Y. Novel hyaluronidase from Streptomyces. // Biochim. Biophys. Acta.- 1970.-V. 198.-P. 607-609.

152. Tam Y.-C., Chan E.C. Purification and characterization of hyaluronidase from oral Pep-tostreptococcus species. //Infect. Immun. 1985. - V. 47. - P. 508-513.

153. Linker A., Meyer K., Hoffman P. The production of unsaturated uronidcs by bacterial hyaluronidases. // J. Biol. Chem. 1956.-V. 219.-P. 13-25.

154. Hill J. Purification and Properties of Streptococcal Hyaluronate Lyase. // Infect. Immun.- 1976. V. 14. - № 3. - P. 726-735.

155. Kelly S.J., Taylor K.B., Li S., Jedrzejas M.J. Kinetic properties of Streptococcus pneumoniae hyaluronate lyase. // Glycobiology. 2001. - V. 11. - № 4. - P. 297-304.

156. Allen A.G., Lindsay H., Seilly D., Bolitho S., Peters S.E., Maskell D.J. Identification and characterisation of hyaluronate lyase from Streptococcus suis. // Microbial Pathogenesis. 2004. -V. 36.-P. 327-335.

157. Lin В., Hollingshead S.K., Coligan J.E., Egan M.L., Baker J.R., Prichard D.G. Cloning and expression of the gene for group В streptococcal hyaluronate lyase. // J. Biol. Chem. 1994. -V. 269. - P. 30113-30116.

158. Li S., Jedrzejas M.J. Hyaluronan binding and degradation by Streptococcus agalactiae hyaluronate lyase. // J. Biol. Chem. 2001. - V. 276. - № 44. - P. 41407-41416.

159. Ponnuraj K., Jedrzejas M.J. Mechanism of hyaluronan binding and degradation: structure of Streptococcus pneumoniae hyaluronate lyase in complex with hyaluronic acid disaccharide at 1.7 A resolution. // J. Mol. Biol. 2000. - V. 299. - P. 885-895.

160. Calvinho L.F., Almeida R.A., Oliver S.P. Potential virulence factors of Streptococcus dysgalactiae associated with bovine mastitis. // Vet. Microbiol. 1998. - V. 61. - P. 93-110.

161. Gunther В., Ozegowski J.H., Kohler W. Occurrence of extracellular hyaluronic acid and hyaluronate lyase in streptococci of groups А, В, C, and G. // Zentralbl. Bakteriol. 1996. - V. 285. - P. 64-73.

162. Homer K.A., Denbow L., Whiley R.A., Beighton D. Chondroitin sulfate depolymerase and hyaluronidase activities of viridans streptococci determined by a sensitive spectrophotometric assay.//J. Clin. Microbiol. 1993. - V. 31.-P. 1648-1651.

163. Schaufuss P., Sting R., Schaeg W., Blobel H. Isolation and characterization of hyaluronidase from Streptococcus uberis. // Zentralbl. Bakteriol. 1989. - V. 271. - P. 46-53.

164. Berry A.M., Paton J.C. Additive attenuation of virulence of Streptococcus pneumoniae by mutation of the genes encoding pneumolysin and other putative pneumococcal virulence proteins. // Infect. Immun. 2000. - V. 68. - P. 133-140.

165. Granlund M., Oberg L., Scum M., Norgren M. Identification of a novel insertion element, IS 1548, in group В streptococci, predominantly in strains causing endocarditis. // J. Infect. Dis. 1998. - V. 177. - P. 967-976.

166. Homer K., Shain H., Beighton D. The role of hyaluronidase in growth of Streptococcus intermedin on hyaluronate. // Adv. Exp. Med. Biol. 1997. - V. 418. - P. 681-683.

167. Seddon S.V., Hemingway I., Borriello S.P. Hydrolytic enzyme production by Clostridium difficile and its relationship to toxin production and virulence in the hamster model. // J. Med. Microbiol. 1990. - V. 31. - P. 169-174.

168. Linker A., Hoffman P., Meyer K., Sampson P., Korn E.D. The formation of unsaturated disaccharides from mucopolysaccharides and their cleavage to alpha-keto acid by bacterial enzyme. // J. Biol. Chem. 1960. - V. 235. - P. 3061-3065.

169. A. c. № 219752 СССР. Способ получения гиалуроновой кислоты. / Бычков С.М., Колесников М.Ф. (СССР). 1968. - Бюл. № 19. - С. 90.

170. Патент № 2017751 РФ. Способ получения гиалуроновой кислоты. / Ряшенцев В.Ю., Никольский С.Ф., Вайнермен Е.С. и др. (РФ). 1994. - Бюл. № 15. - С. 75-76.

171. Shimada Е., Matsumura G.J. Molecular Weight of Hyaluronic Acid from Rabbit Skin. // J. Biochem.- 1977.-V. 81.-№ l.-P. 79-91.

172. Patent № 4713448 USA. Chemically modified hyaluronic acid preparation and method of recovery thereof from animal tissues. / Balazs E.A., Leshchiner A., Leshchiner A., Band P. (USA). 1987.

173. Schmut O., Hofmann H. The change of hyaluronic acid of the vitreous humour by oxidation-reduction-systems. Deutsch. //Albrecht Von Graefes Arch. Klin. Exp. Ophthalmol. [Deutsch]. 1976.-V. 201.-№2.-P. 169-174.

174. Boas N.F. Isolation of hyaluronic acid from the cock's comb. // J. Biol. Chem. 1949. -V. 181,-№2.-P. 573-575.

175. Swann D.A. Studies on hyaluronic acid. I. The preparation and properties of rooster comb hyaluronic acid. // Biochim. Biophys. Acta. 1968. - V. 156. - № l.-P. 17-30.

176. A. c. № 1616926 СССР Способ получения гиалуроновой кислоты. / Стекольников Л.И., Рыльцев В.В., Игнатюк Т.Е. и др. (СССР). 1990. - Бюл. № 48. - С. 85.

177. Patent № 4141973 USA. Isolating modified hyaluronic acid. / Balazs E., Leshchiner A. (USA). 1979.

178. Kim J.H., Yoo S.J., Oh D.K., Kweon Y.G. et al. Selection of a Streptococcus equi mutant and optimization of culture conditions for the production of high molecular weight hyaluronic acid. // Enzyme Microb. Technol. 1996. - V. 19. - P. 440-445.

179. Patent № 6090596 USA. Method and means for the production of hyaluronic acid. / Stangohl S. (USA). 2000.

180. Patent № 6537795 USA. Method and means for the production of hyaluronic acid. / Stangohl S. (USA). 2003.

181. Widner В., Behr R., Von Dollen S., Tang M., Ней Т., Sloma A., Sternberg D., DeAngelis P.L., Weigel P.H., Brown S. Hyaluronic Acid Production in Bacillus subtilis. // Appl. Environ. Microbiol. 2005. - V. 71. - № 7. - P. 3747-3752.

182. Armstrong D.C., Cooney M.J., Johns M.R. Growth and amino acid requirements of hya-luronic-acid-producing Streptococcus zooepidemicus. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1997. - V. 47.-P. 309-312.

183. Van dc Rijn I., Kessler R.E. Growth characteristics of group A streptococci in a new chemically defined medium. // Infect. Immun. 1980. - V. 27. - № 2. - P. 444-448.

184. Holmstrom В., Ricica J. Production of Hyaluronic Acid by a Streptococcal Strain in Batch Culture. // Appl. Microbiol. 1967. - V. 15. - № 6. - P. 1409-1413.

185. Patent № 4897349 USA. Biosynthesis of hyaluronic acid. / Swann D.A., Sullivan B.P., Jamieson G., Richardson K.R., Singh T. (USA). 1990.

186. Patent № 5496726 USA. Streptococcus zooepidemicus medium and process for preparing hyaluronic acid. / Park M.G., Jang J.D., Kang W.K. (KR). 1996.

187. Patent № 5071751 USA. Proccss for preparing hyaluronic acid. / Morita H., Fujii M. (JP).- 1991.

188. Patent № 5023175 USA. Novel production process of hyaluronic acid and bacterium strain therefor. / Hosoya H., Kimura M., Endo H., Hiraki Y., Yamamoto S., Yoshikawa S., Omine H., Miyazaki K. (JP). 1991.

189. Patent № 5316926 USA. Method for the microbiological production of non-antigenic hyaluronic acid. / Brown K.K., Ruiz L.L.C., van de Rijn I., Greene N.D., Trump S.L., Wilson C.D., BryantS.A. (USA).- 1994.

190. Mausolf A., Jungmann J., Robenek H., Prehm P. Shedding of hyaluronate synthase from streptococci. // Biochem. J. 1990. - V. 267. - P. 191-196.

191. Leonard B.A., Woischnik M., Podbielski A. Production of stabilized virulence factor-negative variants by group A streptococci during stationary phase. // Infect. Immun. 1998. - V. 66.-P. 3841-3847.

192. Patent № 5411874 USA. Production of hyaluronic acid. / Ellwood D.C., Evans C.G.T., Dunn G.M., Mclnnes N. et al. (GB). 1995.

193. Patent № 5563051 USA. Production of hyaluronic acid. / Ellwood D.C., Evans C.G.T., Dunn G.M., Mclnnes N. et al. (GB). 1996.

194. Строителев В., Федорищев И. Гиалуроновая кислота в медицинских и косметических препаратах. // Косметика и медицина. 2000. - № 3. - С. 21-31.

195. Butler J.E., Hammond Т.Н., Gray S.D. Gender-related differences of hyaluronic acid distribution in the human vocal fold. // Laryngoscope. 2001. - V. 111. - P. 907-911.

196. Chan R.W., Gray S.D., Titze I.R. The importance of hyaluronic acid in vocal fold biomechanics. // Otolaryngol. Head Neck Surg. 2001. - V. 124. - P. 607-614.

197. Ward P.D., Thibeault S.L., Gray S.D. Hyaluronic acid: its role in voice. // J. Voice. -2002.-V. 16.-P. 303-309.

198. Yun Y.H., Goetz D.J., Yellen P., Chen W. Hyaluronan microspheres for sustained gene delivery and sitespecific targeting. // Biomatcrials. 2004. - V. 25. - P. 147-157.

199. Shu X.Z., Liu Y., Palumbol F.S., Luo Y., Prestwich G.D. In situ crosslinkable hyaluronan hydrogels for tissue engineering. // Biomaterials. 2004. - V. 25. - P. 1339-1348.

200. Turner N.J., Kielty C.M., Walker M.G., Canfield A.E. A novel hyaluronan-based bioma-tcrial (Hyaff-11®) as a scaffold for endothelial cells in tissue engineered vascular grafts. // Biomaterials. 2004. - V. 25. - P. 5955-5964.

201. Vasiliu S., Popa M., Rinaudo M. Polyelectrolyte capsules made of two biocompatible natural polymers. // Eur. Polym. J. 2005. - V. 41. - P. 923-932.

202. Esposito E., Mencgatti E., Cortcsi R. Hyaluronanbased microspheres as tools for drug delivery: a comparative study. // Int. J. Pharm. 2005. - V. 288. - P. 35-49.

203. Edmonds M.E., Foster A.V. Diabetic foot ulcers. // Brit. Med. J. 2006. - V. 332. - P. 407-410.

204. Amarnath L.P., Srinivas A., Ramamurthi A. In vitro hemocompatibility testing of UV-modified hyaluronan hydrogels. // Biomatcrials. 2006. - V. 27. - P. 1416-1424.

205. Abatangelo G., Martinelli M., Vecchia P. Healing of hyaluronic acid-enriched wounds: histological observations.//!. Surg. Res. 1983. - V. 35,-№5.-P. 410-416.

206. Balazs E.A., Denlinger J.L. Viscosupplementation: a new concept in the treatment of osteoarthritis. // J. Rheumatol. Suppl. 1993. - V. 39. - P. 3-9.

207. Goa K.L., Benfield P. Hyaluronic acid. A review of its pharmacology and use as a surgical aid in ophtalmology and its therapeutic potential in joint disease and wound healing. // Drugs. -1994. V. 47. - № 3. - P. 536-566.

208. Gressner A.M., Bachem M.G. Molecular mechanisms of liver fibrogenesis: A homage to the role of activated fat-storing cells. // Digestion. 1995. - V. 56. - P. 335-346.

209. Костина Г., Радаева И. Использование гиалуроновой кислоты в медицине и косметологии. // Косметика и медицина. 1999. - № 2-3. - С. 53-57.

210. Толстых П.И., Стекольников Л.И., Рыльцев В.В. и др. Лекарственные препараты животного происхождения для наружного применения. // Хим.-фарм. журн. 1991. - Т. 25. — № 4. - С. 83-87.

211. ShimadaM., Uchida Т. et al. Immobilization of hyaluronic acid on egg sholl membrane. // J. Soc. Fiber. Sci. Technol. 1988. - V. 44. - № 2. - P. 108-109.

212. Patent № 5356883 USA. Water-insoluble derivatives of hyaluronic acid and their methods of preparation and use. / Kuo J.-W., Swann D.A., Prestwich G.D. (USA). 1992.

213. Патент № 9404238 РФ. Композиция для лечения ран и фиброзных заболеваний, способ получения композиции, способ лечения ран и фиброзных заболеваний. / Вилльям М., Ферпосон Д., Шах М. (GB). 1992.

214. Patent № 4711780 USA. Composition and process for promoting epithelial regeneration. / Fahim M.S. (USA). 1986.

215. Костина Г.А., Радаева И.Ф, Колосов В.Н. Использование гиалуроновой кислоты в ожоговой терапии. // Тезисы докладов международного симпозиума "Новые методы лечения ожогов". Тула, 1996. - С. 22-23.

216. Hadhazy G., Horvath Е. Simultaneous inhibitory action on virus multiplication of interferon and some natural mucopolysaccharides (heparin, hyaluronic acid). // Acta Microbiol. Acad. Scient. Hung. 1966,-V. 13.-№3.-P. 193-196.

217. Patent № 5990096 USA. Formulations containing hyaluronic acid. / Asculai S.S., Hochman D., Purschke D., Harper D.W., Klein E.S., Falk R.E. (CA). 1999.

218. Patent № 5985850 USA. Compositions comprising hyaluronic acid and drugs. / Falk R.E., Asculai S.S. (CA). 1999.

219. Prestwich G.D., Vercruysse K.P. Therapeutic application of hyaluronic acid and hyaluronan derivaties. // PSTT. 1998. - V. 1. - № 1. - P. 42-43.

220. Balazs E.A. Sodium hyaluronate and viscosurgery. // Healon (sodium hyaluronate). A guide to its use in ophthalmic surgery. / eds. Miller D., Stegmann R. New York: Wiley, 1983. - P. 5-28.

221. Fukuda K., Dan H., Takayama M., Kumano F., Saitoh M., Tanaka S. Hyaluronic acid increases proteoglycan synthesis in bovine articular cartilage in the presence of interleukin-1. // J. Pharmacol. Exp. Ther. 1996. - V. 277. - P. 1672-1675.

222. Asari A., Miyauchi S., Matsuzaka S., Ito Т., Kominami E., Uchiyama Y. Molecular weight-dependent effects of hyaluronate on the arthritic synovium. // Arch. Histol. Cytol. 1998. -V. 61.-P. 125-135.

223. Gotoh S., Onaya J., Abe M., Miyazaki K., Hamai A., Horie K., Tokuyasu K. Effects of the molecular weight of hyaluronic acid and its action mechanisms on experimental joint pain in rats. // Ann. Rheum. Dis. 1993. - V. 52. - P. 817-822.

224. Iwata H. Pharmacologic and clinical aspects of intraarticular injection of hyaluronate. // Clin. Orthop. 1993. - V. 289. - P. 285-291.

225. Kikuchi Т., Yamada H., Shinmei M. Effect of high molecular weight hyaluronan on cartilage degeneration in a rabbit model of osteoarthritis. // Osteoarthritis Cartilage. 1996. - V. 4. -P. 99-110.

226. Patent № 5194253 USA. Aqueous gel, usable in cosmetics, based on hyaluronic acid and deoxyribonucleic acid, and a preparation process. / Garrido R. (FR). 1993.

227. Olenius M. The first clinical study using a new biodegradable implants for the treatment of lips, wrinkles, and folds. // Aesthetic Plast. Surg. 1998. - V. 22. - № 2. - P. 97-101.

228. Duranti F., Salti G., Bovani B. et al. Injectable hyaluronic acid gel for soft tissue augmentation. The clinical study. // Dermatol. Surg. 1998. - V. 24. - № 12. - P. 1317-1325.

229. Zacchi V., Soranzo С., Cortivo R. et al. In vivo engineering of human skin-like tissue. // J. Biomed. Mater. Res. 1998. - V. 40. - № 2. - P. 187-194.

230. Pianigiani E., Andreassi A., Taddeuci P. et al. A new model for studing differentiation and growth of epidermal cultures on hyaluronan-based carrier. // Biomaterials. 1999. - V. 20. - № 18.-P. 1689-1694.

231. Choi Y.S., Hong S.R., Lee Y.M. et al. Studies on gelatin-containing artificial skin: II. Preparation and characterization of cross-linked gelatin-hyaluronate sponge. // J. Biomed. Mater. Res. 1999,-V. 48,-№5.-P. 631-639.

232. Kielty C.M., Whittaker S.P., Grant M.E., Shuttleworth C.A. Type VI collagen microfibrils: evidence for structural association with hyaluronan. // J. Cell Biol. 1992. - V. 118. - № 4. -P. 979-990.

233. Bernard E., Horncbeck W., Robert L. Effect of hyaluronan on the elastase-type activity of human fibroblasts. // Cell. Biol. Int. 1994. -V. 18. -№ 10. - P. 967-971.

234. Shepard S., Becker H., Hartmann J.X. Using hyaluronic acid to create a fetal-like environment in vitro. // Ann. Plast. Surg. 1996. - V. 36. - № 1. - P. 65-69.

235. Grcco R.M., Icono J.A., Ehrlich H.P. Hyaluronic acid stimulates human fibroblast proliferation via collagen matrix. // J. Cell. Physiol. 1998. - V. 177. - P. 465-473.

236. Jia C., Chen В., Arnold F. The effect of ultrapure hyaluronic acid with different molecular weights on the healing of porcinc full thickness skin wound. Chinese. // Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke ZaZhi. [Chinese]. 1998. - V. 12,-№4.-P. 197-200.

237. Patent № 6147059 USA. Formulations containing hyaluronic acid. / Falk R.E., Asculai S.S., Klein E.S., Harper D.W., Hochman D., Purschke D. (CA). 2000.

238. Заявка Франции № 2642971. "Косметический препарат и способ его получения". Francais.- 1989.

239. Заявка Японии № 5-38726. "Косметический состав для питания, роста волос и профилактики облысения". Japanese. 1986.

240. Кушко И.В., Малофеева Т.П., Галачьянц О.П. О ферментативной однородности диагностического препарата стрептококковой гиалуронидазы. // Журн. МЭИ. 1980. - № 11. -С. 116-117.

241. Практикум по микробиологии: Учеб. пособие / А.И. Нетрусов, М.А. Егорова, JI.M. Захарчук и др.; под ред. А.И. Нетрусова. М.: Изд. центр "Академия", 2005. - 608 с.

242. Dische Z. A new specific color reaction of hexuronic acids. // J. Biol. Chem. 1947. -V. 167.-P. 189-198.

243. Bitter Т., Muir H.M. A modified uronic acid carbazole reaction. // Anal. Biochem. -1962,-V. 4.-P. 330-334.

244. Reissig J.L., Strominger J.L., Leloir L.F. A modified colorimetric method for the estimation of N-acetylamino sugars. // J. Biol. Chem. 1955. - V. 217. - P. 959-966.

245. Методы общей бактериологии. Том 2; под ред. Ф. Герхардта и др. М.: Мир, 1984. -472 с.

246. Досон Р., Эллиот Д., Эллиот У., Джонс К. Справочник биохимика. М.: Мир, 1991.-554 с.

247. Гааль Э., Медьеши Г., Верецкеи JI. Электрофорез в разделении биологических макромолекул. М.: Мир, 1982. - 448 с.

248. Barker S.B., Summerson W.H. The colorimetric determination of lactic acid in biological material. // J. Biol. Chem. 1941. - V. 138. - P. 535-554.

249. Шакир И.В., Красноштанова А.А, Парфенова ЕВ. Лабораторный практикум по общей биотехнологии. М.: Из-во РХТУ им. Д.И. Менделеева, 2001. - С. 68.

250. Рабек Я. Экспериментальные методы в химии полимеров: в 2-х частях. М.: Мир, 1983.-384 с.

251. Венчиков А.И., Венчиков В.А. Основные приемы статистической обработки результатов наблюдений в области физиологии. М.: Медицина, 1974. - 160 с.

252. Melancon D., Grenier D. Production and Properties of Bacteriocin-Like Inhibitory Substances from the Swine Pathogen Streptococcus suis Serotype 2. // Appl. Environ. Microbiol. -2003. V. 69. - № 8. - P. 4482-4488.

253. Straus D.C., Brown J.G., Garner C.W. High-density and Low-density Capsule Production by Streptococcus zooepidemicus. // Curr. Microbiol. 1987. - V. 16. - № 1. - P. 1-8.

254. Lowther D.A., Rogers H.J. The Role of Glutamine in the Biosynthesis of Hyaluronate by Streptococcal Suspensions. // Biochem. J. 1956. - V. 62. - P. 304-314.

255. Harrington D.J., Sutcliffe I.C., Chanter N. The molecular basis of Streptococcus equi infection and desease. // Microbes Infect. 2002. - V. 4. - № 4. - P. 501-510.

256. Каленов C.B. Культивирование дрожжей и галобактерий в условиях контролируемого окислительного стресса.: Дис. канд. техн. наук. -М., 2007. 195 с.

257. Gohel V., Chaudhary Т., Vyas P., Chhatpar H.S. Statistical screenings of medium components for the production of chitinasc by the marine isolate Pantoea dispersa. // Biochem. Engin. J. -2006. V. 28.-P. 50-56.

258. Plackett R.L., Burman J.P. The design of optimum multifactorial experiments. // Bio-metrika. 1946. - V. 37. - P. 305-325.

259. Lamy M.-C., Zouine M., Fert J., Vergassola M. et al. CovS/CovR of group В streptococcus: a two-component global regulatory system involved in virulence. // Mol. Microbiol. 2004. -V. 54,-№5.-P. 1250-1268.

260. Reinhart R.A. Magnesium metabolism. A review with special reference to the relationship between intracellular content and serum levels. // Arch. Intern. Med. 1988. - V. 148. - № 11. -P. 2415-2420.

261. Carr F.J., Chill D., Maida N. The Lactic Acid Bacteria: A Literature Survey. // Critical Rev. Microbiol. 2002. - V. 28. - № 4. - P. 281-370.

262. Sakamoto M., Komagata K. Aerobic growth of and activities of NADH oxidase and NADH peroxidase in lactic acid bacteria. // J. Ferment. Bioeng. 1996. - V. 82. - P. 210-216.

263. Gibson C.M., Caparon M.G. Insertional inactivation of Streptococcus pyogenes sod suggests that prtF is regulated in response to a superoxide signal. // J. Bacteriol. 1996. - V. 178. - № 3.-P. 4688-4695.

264. Higuchi M. The effect of oxygen on the growth and mannitol fermentation of Streptococcus mutans.//J. Gen. Microbiol. 1984.-V. 130.-P. 1819-1826.

265. Uchiyama H., Dobashi Y., Ohkouchi K., Nagasawa K. Chemical change involved in the oxidative reductive depolymerization of hyaluronic acid. // J. Biol. Chem. 1990. - V. 265. - № 14.-P. 7753-7759.

266. Balogh G.T., Illes J., Szekely Z., Forrai E., Gere A. Effect of different metal ions on the oxidative damage and antioxidant capacity of hyaluronic acid. // Arch. Biochem. Biophys. 2003. -V. 410.-№1.-P. 76-82.

267. Laurent T.C., Ryan M., Pietruszkiewicz A. Fractionation of hyaluronic acid. The polydispersity of hyaluronic acid from the bovine vitreous body. // Biochem. Biophys. Acta. -1960.-V. 42.-P. 476-485.

268. Patent № 4780414 USA. Method of producing high molecular weight sodium hyallro-nate by fermentation of streptococcus. / Nimrod A., Greenman В., Kanner D., Landsberg M., Beck Y. (USA).- 1988.

269. Lind J., Merenyi G., Nilvebrant N.O. Hydroxyl Radical Induced Viscosity Loss in Cellulose Fibres.//J. Wood Chem. Technol. 1997. - V. 17.-№1&2.-P. 111-117.

270. Seller P.C., Dowson D„ Wright. V. The rheology of synovial fluid. // Rheol. Acta. -1971.-V. 10.-P. 2-7.

271. Takahashi Т., Tominaga K., et al. A decrease in the molecular weight of hyaluronic acid in synovial fluid from patients with temporomandibular disorders. // J. Oral Pathol. Med. 2004. -V. 33.-P. 224-229.

272. Schurz J. Rheology of Synovial Fluids and Substitute Polymers. // J. Macromol. Sci. -Pure Appl. Chem., Part A. 1996. - V. 33,-№9.-P. 1249-1262.

273. Creuzet C., Kadi S., Rinaudo M., Auzely-Velty R. New associative systems based on alkylated hyaluronic acid. Synthesis and aqueous solution properties. // Polymer. 2006. - V. 47. - P. 2706-2713.

274. Fouissac E., Milas M., Rinaudo M. Shear-rate, concentration, molecular weight, and temperature viscosity dependences of hyaluronate, a wormlike polyelectrolyte. // Macromol. -1993.-V. 26.-P. 6945-6951.

275. Синицын А.П., Гусаков A.B., Черноглазое B.M. Биоконверсия лигнино-целлюлозных материалов. М.: Из-во МГУ, 1995. - С. 146-147.

276. Yamagata Т., Saito H., Habuchi О., Suzuki S. Purification and Properties of Bacterial Chondroitinases and Chondrosulfatases. // J. Biol. Chem. 1968. - V. 243. - P. 1523-1535.

277. Варфоломеев С.Д., Зайцев C.B. Кинетические методы в биохимических исследованиях. М.: Из-во Моск. Ун-та, 1982.- 345 с.