О-Гликозидгидролазы морских бактерий тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, доктор химических наук Бакунина, Ирина Юрьевна

• Бакунина, Ирина Юрьевна
• доктор химических наук
• 2011

Оглавление диссертации доктор химических наук Бакунина, Ирина Юрьевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ, ИСПОЛЬЗОВАННЫХ В ТЕКСТЕ.

ВВЕДЕНИЕ.

1 ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

1.1 О-Гликозидгидролазы. Основные понятия. Номенклатура. Классификация

1.2 а-Галактозидазы.

1.3 a-N-ацетилгалактозаминидазы.

1.4 Генетическое регулирование биосинтеза a-галактозидазы у микроорганизмов.

1.5 Классификация, структура и механизм действия a-галактозидаз и a-N-ацетилгалактозаминидаз.

1.5.1 a-Галактозидазы и a-N-ацетилгалактозаминидазы семейства GH27.

1.5.1.1 Пространственная структура гликозидаз семейства GH27.

1.5.1.2 Пространственная структура a-галактозидазы семейства GH36.

1.5.1.3 Структура активных центров ферментов семейств GH27 и GH36.

1.5.1.4 Каталитический механизм a-галактозидаз семейств GH27 и GH36.

1.5.2 Гликозидгидролазы семейства GH4.

1.5.2.1 Пространственная структура гликозидаз семейства GH4.

1.5.2.2 Активный центр гликозидгидролаз семейства GH4.

1.5.2.3 Каталитический механизм гликозидгидролаз семейства GH4.

1.5.3 a-Галактозидазы семейства GH57.

1.5.4 a-Галактозидазы семейства GH97.

1.5.4.1 Пространственная структура a-галактозидазы семейства GH97.

1.5.4.2 Структура активного центра и механизм действия a-галактозидазы семейства GH97.

1.5.5 a-N-ацетилгалактозаминидазы семейства GH109.

1.5.5.1 Пространственная структура a-N-ацетилгалактозаминидазы семейства GH

1.5.5.2 Активный центр a-N-ацетилгалактозаминидазы семейства GH109.

1.5.5.3 Каталитический механизм a-N-ацетилгалактозаминидазы семейства GH109.

1.5.6 a-Галактозидазы семейства GH110.

1.6 Практическое применение a-галактозидаз и a-N-ацетилгалактозаминидаз

1.6.1 Ферментативное преобразование А- и В-эритроцитов в О-эритроциты.,

1.6.1.1 Группоспецифичекие антигены системы ABO крови человека.

1.6.1.2 Преобразование А- и В-эритроцитов в О-эритроциты под действием классических экзо-гликозидаз.

1.6.1.3 Новое поколение ферментов, конвертирующих эритроциты крови групп А и В в универсальные О-эритроциты.

1.7 Структура, биологическая активность и ферментативная трансформация фукоиданов бурых водорослей.

1.7.1 Распространение и физиологическая роль фукоиданов.

1.7.2 Биологические свойства фукоиданов.

1.7.3 Структура фукоиданов.

1.8 Фукоиданазы.

1.8.1 Распространение фукоиданаз среди морских организмов.

1.8.2 Биохимические свойства фукоиданаз.

1.8.3 Субстратная специфичность фукоидан-деградирующих ферментов.

2 РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

2.1 О-Гликозидгидролазы морских бактерий.

2.1.1 Морские микроорганизмы как источники ферментов с уникальными свойствами.

2.1.1.1 Распространение а-галактозидаз и a-N-ацетилгалактозаминидаз среди морских бактерий.

2.1.1.2 Распространение a-галактозидаз среди бактерий рода Pseudoalteromonas.

2.1.2 a-Галактозидаза из морской бактерии Pseudoalteromonas sp. КММ

2.1.2.1 Характеристика штамма КММ 701.

2.1.2.2 Выделение, очистка и основные свойства a-галактозидазы из морской бактерии Pseudoalteromonas sp. КММ 701.

2.1.2.3 Действие a-галактозидазы из Pseudoalteromonas sp. КММ 701 на эритроциты крови человека.

2.1.2.4 Действие a-галактозидазы Pseudoalteromonas sp. КММ 701 на эпителиоциты человека.

2.1.2.5 Каталитические свойства a-галактозидазы.

2.1.2.6 Исследование конфигурации аномерного центра продукта реакции - D-галактозы.

2.1.2.7 Ингибирование a-галактозидазы продуктом реакции — D-галактозой.

2.1.3 Характеристика структуры a-галактозидазы.

2.1.3.1 Функционально значимые аминокислотные остатки.

2.1.3.2 Определение первичной структуры a-галактозидазы.

2.1.3.3 Характеристика вторичной структуры a-галактозидазы.

2.1.3.4 Филогенетический анализ a-галактозидаз.

2.1.3.5 Компьютерное моделирование пространственной структуры a-галактозидазы и ее комплекса с a-D-галактозой.

2.1.3.6 Иммобилизация a-галактозидазы Pseudoalteromonas sp. КММ 701 в гибридных нанокомпозитах, содержащих полисахариды.

2.1.3.7 Влияние природных и синтетических полигидрокси-1,4-нафтохинонов на активность a-галактозидазы из Pseudoalteromonas sp. КММ 701.

2.1.4 a-N-ацетилгалактозаминидаза из морской бактерии Arenibacter latericiuslAO

2.1.4.1 Выделение и очистка a-N-ацетилгалактозаминидазы.

2.1.4.2 Молекулярная масса a-N-ацетилгалактозаминидазы.

2.1.4.3 Действие a-N-ацетилгалактозаминидазы на эритроциты и групповые вещества крови А.

2.1.4.4 Основные свойства a-N-ацетилгалактозаминидазы.

2.1.4.5 Структурные характеристики a-N-ацетилгалактозаминидазы.

2.2 Фукоиданазы морских бактерий.

2.2.1 Очистка и характеристика фукоидана.

2.2.1.1 Выделение фукоидана из природного комплекса с полифенолами.

2.2.1.2 Биологическая активность фукоидана из Fucus evanescens, освобожденного от недиализуемых полифенолов.

2.2.3 Распространение фукоиданаз среди морских бактерий.

2.2.3.1 Распространение фукоиданаз среди морских бактерий-эпифитов бурых водорослей и ассоциантов голотурии.

2.2.3.2 О-Гликозидгидролазы морских бактерий вида Pseudoalteromonas citrea.

2.2.3.3 Фукоиданазы и другие О-гликозидгидролазы морской бактерии Pseudoalteromonas issachenkonii КММ 3549т.

2.2.3.4 Распространение внутриклеточных фукоиданаз среди морских бактерий семейства Flavobacteriaceae.

2.2.4 Свойства и субстратная специфичность фукоиданаз из морских бактерий Pseiicloalteromonas citrea.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «О-Гликозидгидролазы морских бактерий»

Актуальность исследования. Изучение О-гликозидгидролаз, ферментов, катализирующих гидролитическое расщепление О-гликозидной связи в углеводах и углеводсодержащих биополимерах, является актуальной задачей. Эти ферменты наиболее востребованы современной биотехнологией и широко используются для нужд пищевой, фармакологической, легкой промышленности и других областей деятельности человека. Они являются ключевыми ферментами углеводного обмена, как в высших организмах, так и в микроорганизмах, поэтому знания об их свойствах, структуре и механизме действия необходимы для понимания многих процессов, происходящих в клетке. Кроме того, индивидуальные гликозидгидролазы с установленной субстратной специфичностью являются точными инструментами структурного анализа соответствующих природных полисахаридов и углеводсодержащих биополимеров.

Морская экосистема считается мало исследованным источником природных веществ, в частности полисахаридов, обладающих терапевтическими свойствами, а также ферментов, проявляющих новые виды каталитической активности, перспективные для биотехнологии. Морскими источниками ферментов являются животные, растения и микроорганизмы. Микроорганизмы, особенно бактерии, играют важную роль в метаболических процессах морских экосистем. Они производят биомассу, которая составляет пищу для более высоких трофических уровней, осуществляют биодеградацию органических отходов и техногенных загрязнений экосистемы. Быстрый ответ микроорганизмов на экологические изменения, их важные функции в экосистемах обеспечиваются ферментными системами. Гетеротрофные облигатно морские бактерии привлекают все большее внимание как источники ферментов с редко встречающейся специфичностью, так как они легко культивируются, обладают высокой скоростью размножения и позволяют осуществлять биосинтез веществ в контролируемых условиях. Кроме того, генетический материал уникальных бактерий можно использовать для создания искусственных суперпродуцентов рекомбинантных ферментов на основе легко культивируемых известных технологичных штаммов. Наряду с методами генетической инженерии, современные методы морской аквакультуры становятся альтернативой экологически деструктивной крупномасштабной добыче морской биомассы для производства биологически активных веществ, в том числе ферментов.

Ферменты как биохимические инструменты представляют большой научный интерес при исследовании антигенной структуры различных биологических объектов и её модификации. Частным случаем энзиматической модификации антигенов является направленное изменение групповой специфичности эритроцитов крови человека для создания универсальной крови 0(1) из крови доноров разных групп. Для конверсии эритроцитов используют две специфичных экзо-гликозидазы, способных удалять иммуннодоминантные моносахаридные остатки, которые определяют групповую специфичность эритроцитов крови А(П) и В(Ш). На сегодняшний день изучено лишь несколько таких ферментов из наземных источников, главным образом растений и бактериальных патогенов для человека. Данные о структурах и механизме действия подобных ферментов из морских объектов практически отсутствуют.

Углеводы и гликоконьюгаты осуществляют ряд важных функций в биологических системах, включая оплодотворение, эмбриогенез, развитие нейронов, клеточную пролиферацию и метастазирование, поэтому они имеют значительный потенциал как терапевтические агенты. Особый интерес вызывают фукоиданы -полисахариды клеточных стенок бурых водорослей. Они представляют собой семейство гомо- и гетерополисахаридов, основная цепь которых состоит преимущественно из остатков сульфатированной фукозы, связанных а-1,3- и/или а-1,4-О-гликозидными связями. Эти полисахариды проявляют широкий спектр биологического действия на различные системы организма млекопитающих. Известны их антикоагулянтная, антиангиогенная, антивирусная, антиопухолевая, антиоксидантная и другие активности. Поэтому интерес к фукоиданам, как основе для конструирования эффективных медицинских препаратов нового поколения, в настоящее время возрастает. В связи с этим, важной проблемой является селективный гидролиз этих полисахаридов как с целью установления их химической структуры, так и с целью их трансформации. Такой гидролиз может быть достигнут с помощью специфичных ферментов — фукоиданаз.

Фукоиданазы - гликозидгидролазы, катализирующие гидролиз О-гликозидных связей основной цепи фукоиданов, остаются наименее изученным семейством гликозидгидролаз. Фукоиданазы обнаружены только у обитателей морской среды, и уровень их активности невысок. В качестве источников таких ферментов наибольший интерес представляют морские бактерии, которые участвуют в утилизации биомассы после отмирания макрогидробионтов.

Целью исследования являлось изучение О-гликозидгидролаз из истинно морских гетеротрофных бактерий, имеющих биотехнологический потенциал: a-N-ацетилгалактозаминидаз и a-галактозидаз, пригодных для получения «универсальной крови», а также фукоиданаз, участвующих в биодеградации биологически активных полисахаридов бурых водорослей - фукоиданов.

Для достижения поставленной цели необходимо решить следующие задачи:

- исследовать особенности распространения a-N-ацетилгалактозаминидаз и a-галактозидаз среди морских бактерий, собранных в различных акваториях Мирового океана;

- провести поиск a-N-ацетилгалактозаминидаз и a-галактозидаз, удаляющих иммуннодоминантные моносахариды от углеводных составляющих антигенов эритроцитов крови человека при нейтральных значениях рН,

- из перспективных источников выделить a-N-ацетилгалактозаминидазу и a-галактозидазу в гомогенном состоянии, охарактеризовать их основные биохимические свойства и субстратную специфичность;

- изучить действие a-N-ацетилгалактозаминидазы и a-галактозидазы на эритроциты крови человека группы А и В, а также действие a-галактозидазы на клетки буккального эпителия и патогенной бактерии Coryne bacterium diphtheriae',

- установить первичную структуру, пространственную организацию, механизм действия a-галактозидазы и её принадлежность к определённому семейству гликозидгидролаз;

- провести поиск ингибиторов a-галактозидазы среди морских природных соединений, а также их синтетических производных;

- выполнить иммобилизацию a-галактозидазы в полисахаридсодержащих нанокомпозитных материалах;

- получить высокоочищенный образец фукоидана, охарактеризовать элементы его структуры и обусловленные ими биологические свойства;

- провести поиск фукоиданаз среди бактерий-эпифитов и ассоциантов морских животных Охотского и Японского морей, исследовать особенности их распространения среди у-протеобактерий и бактероидов, используя высокоочищенный субстрат;

- изучить особенности деградации фукоиданов из бурых водорослей Fucus evanescens и Laminaria cichorioides под действием ферментов из морских бактерий, принадлежащих к различным таксонам и культивируемых на различных по составу питательных средах;

- определить области практического применения ферментов. На защиту выносятся следующие положения:

1. Облигатно морские бактерии, обитающие в Охотском и Японском морях, являются перспективными источниками a-N-ацетилгалактозаминидаз, а-галактозидаз и фукоиданаз.

2. a-N-ацетилгалактозаминидаза из морской бактерии Arenibacter latericius КММ 426т удаляет иммуно доминантные а-1,3-связанные остатки N-ацетилгалактозамина от невосстанавливающего конца углеводной составляющей антигенных детерминант эритроцитов человека группы крови А.

3. a-Галактозидаза из морской у-протеобактерии Psendoalteromonas sp. КММ 701 удаляет иммунодоминантные а-1,3-связанные остатки галактозы от невосстанавливающего конца углеводной составляющей антигенных детерминант эритроцитов человека группы В. Фермент имеет свободную SH-группу, важную для проявления активности; по биохимическим свойствам, субстратной специфичности, первичной и пространственной структуре он относится к 36-ому семейству О-гликозидгидролаз.

4. Иммобилизация a-галактозидазы в гибридные полисахарид-силикатные нанокомпозитные материалы увеличивает уровень ее активности и стабильность.

5. Влияние полигидрокси-1,4-нафтохинонов на гидролитическую активность тиоловой a-галактозидазы из Pseudoalteromonas sp. КММ 701 зависит от природы заместителей, их числа и положения в структуре соединений: эхинохром А не влияет на активность фермента, ди- и тригалогензамещенные нафтазарины являются необратимыми ингибиторами a-галактозидазы.

6. Фукоидан из бурой водоросли F. evanescens, освобожденный от полифенольных соединений, сохраняет структурные характеристики и биологические свойства исходного полисахарида. Образец полисахарида пригоден для использования в качестве субстрата при поиске фукоиданаз, изучении их свойств и субстратной специфичности.

7. Фукоиданазы с невысоким уровнем активности широко распространены как среди бактерий-эпифитов бурых водорослей, так и среди изолятов морских иглокожих. Лучшими продуцентами являются бактерии родов Alteromonas и Psendoalteromonas филума Proteobacteria, а также бактерии семейства Flavobacteriaceae типа Bacteroidetes. т

8. у-Протеобактерия Psendoalteromonas issachenkonii КММ 3549 , а также бактероиды семейства Flavobacteriaceae, такие как Mesonia algae КММ 3909 , Maribacter sp. КММ 6211 и Gramella sp. КММ 6054 содержат ферменты, участвующие в деградации как нейтральных, так и полианионных полисахаридов бурых водорослей, в том числе — фукоиданазы. Уровень активности фукоиданаз в клетках этих бактерий невысок и варьирует в зависимости от состава питательной среды.

9. Фукоиданазы из штаммов бактерии Psendoalteromonas citrea, которые являются эпифитами бурых водорослей F. evanescens и Chorda filum, а также ассоциантами голотурии Apostichopus japónicas, катализируют гидролиз доступных а-1,3-0-гликозидных связей в фукоиданах из L. cichorioides и F. evanescens по эндо-типу, образуя в качестве продуктов сульфатированные a-L-фукоолигосахариды.

Научная новизна и практическая ценность работы. Впервые выполнено крупномасштабное исследование распространенности О-гликозидгидролаз среди бактериальных изолятов различных экотопов Охотского, Японского, ЮжноКитайского, Кораллового морей, литорали Сейшельских о-в, о-в Кука и других акваторий Мирового океана.

Впервые в морских бактериях найдены гликозидгидролазы, модифицирующие эритроциты и гликопротеины крови человека группы А и В: a-галактозидаза из Pseudoalteromonas sp. КММ 701, a-N-ацетилгалактозаминидаза из Arenibacter latericias КММ 426т, проведено их выделение и очистка; впервые показано, что a-галактозидаза из морской бактерии нарушает углеводные структуры, экспрессированные на поверхности эпителиоцитов человека и бактерий С. diphtheriae.

Установлена полная аминокислотная последовательность а-галактозидазы и принадлежность ее к 36-му семейству О-гликозидгидролаз. Впервые методом сравнительного моделирования получены теоретические модели пространственной структуры а-галактозидазы Pseudoalteromonas sp. КММ 701, её каталитического домена и комплекса с конкурентным ингибитором галактозой. На основании результатов этих исследований установлены функционально значимые участки в молекуле фермента и их роль в катализе.

Выполнена иммобилизация а-галактозидазы в гибридные нанокомпозитные материалы, содержащие полисахариды, в результате чего увеличилось время функционирования фермента и его термостабильность.

Среди природных и синтетических полигидрокси-1,4-нафтохинонов обнаружены ингибиторы а-галактозидазы; наиболее значительным необратимым ингибирующим действием отличались хлорпроизводные этих соединений.

Из бактерии Pseudoalteromonas citrea выделен фермент, который катализирует гидролиз доступных а-1,3-0-гликозидных связей в фукоиданах из L. cichorioides и F. evanescens и является 1,3-а-Ь-фуканазой (ЕС 3.2.1.-).

Результаты исследований защищены патентами и позволят достичь конечной практической цели - применения ферментов морских бактерий и их рекомбинантных аналогов в медицине, структурной химии углеводов и генной инженерии.

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Бакунина, Ирина Юрьевна

ВЫВОДЫ

1. Впервые выполнено систематическое исследование распространения а-галактозидаз и a-N-ацетилгалактозаминидаз среди морских бактерий, которые были изолированы из морской воды, грунта, животных и водорослей, собранных в различных акваториях Мирового океана. Показано,. что доминирующими группами микроорганизмов-продуцентов a-галактозидаз и a-N-ацетилгалактозаминидаз являются грам отрицательные бактерии родов Pseudoalteromonas и Vibrio. Установлено, что оба фермента чаще встречаются среди ассоциантов животных. Продуценты a-галактозидаз в основном найдены в акваториях северо-западной части Тихого Океана, a-N-ацетилгалактозаминидаз - в тропических водах.

2. Впервые из новой морской бактерии рода Arenibacter latericius КММ 426х выделена a-N-ацетилгалактозаминидаза, способная при рН 7,3 устранять групповую специфичность эритроцитов крови человека группы А и проявлять высокую активность в реакции ингибирования гемагглютинации с групповым веществом крови А. Фермент стабилен до 50°С и в физиологических условиях существует в виде гомодимера с молекулярной массой- 94 кДа. Экзогенный NAD+ не влияет, а ионы Na+

У 4и Mg увеличивают активность a-N-ацетилгалактозаминидазы. С помощью автоматического метода Эдмана установлена N-концевая- аминокислотная последовательность (15 а.о.) a-N-ацетилгалактозаминидазы.

3. Впервые из новой облигатно морской психротолерантной у-протеобактерии . Pseudoalteromonas sp. КММ 701 выделена термолабильная a-галактозидаза, способная в физиологических условиях (рН 7,3) инактивировать групповую специфичность эритроцитов крови человека группы В и прерывать адгезию патогенной бактерии Corynebacterium diphtheria к клеткам буккального эпителия. Фермент активен в форме гомодимера с молекулярной массой 170 кДа и катализирует гидролитическое отщепление остатков галактозы с сохранением конфигурации аномерного центра субстрата.

4. Определена N-концевая аминокислотная последовательность (15 а.о.) a-галактозидазы. Методами молекулярной биологии установлена нуклеотидная последовательность гена, кодирующего этот фермент, и выведена его полная аминокислотная последовательность, построена теоретическая модель пространственной структуры и активного центра a-галактозидазы, выявлено положение каталитических аминокислотных остатков фермента, а также остатков их ближайшего окружения. а-Галактозидаза из Pseudoalteromonas sp. КММ 701 отнесена к семейству GH36 клана-D и в кластере бактериальных ферментов образует подсемейство с а-галактозидазами из морских у-протеобактерий.

5. Методом золь-гель технологии а-галактозидаза из Pseudoalteromonas sp. КММ 701 иммобилизована в различные по составу гибридные полисахарид-силикатные нанокомпозитные материалы. Показано, что уровень активности и стабилизация фермента определяется как концентрацией полисахарида в матрице, так и его природой. Предложен оптимальный состав матрицы для иммобилизации а-галактозидазы.

6. Изучено влияние широкого ряда природных и синтетических полигидрокси-1,4-нафтохинонов на гидролитическую активность а-галактозидазы из Pseudoalteromonas sp. КММ 701. Показано, что ингибирующие свойства этих соединений зависят от природы заместителей, их числа и положения в структуре. Среди природных полигидрокси-1,4-нафтохинонов со свободными р-ОН группами обнаружены обратимые ингибиторы фермента. Ди- и тригалогензамещенные нафтазарины с вицинальным расположением атомов Cl в хиноидном кольце проявляют себя как высокоэффективные необратимые ингибиторы. Фермент можно использовать как тест-систему для обнаружения и оценки содержания высокотоксичных хлорпроизводных нафтазарина, являющихся микропримесями в препаратах синтетического эхинохрома.

7. Разработан способ освобождения фукоидана от полифенольных соединений. Для контроля качества очистки фукоиданов предложен метод флуоресценции. Показано, что образцы фукоиданов, свободные от полифенолов, сохраняют биологические свойства, характерные для природного комплекса полисахарида с полифенолами. Высокоочищенный образец фукоидана можно использовать в качестве субстрата для поиска и изучения свойств фукоиданаз.

8. Изучено распространение фукоидан-деградирующих ферментов среди морских бактерий-эпифитов водорослей и ассоциантов морских беспозвоночных. Высокая активность фукоиданаз отмечена у представителей бактерий родов Alteromonas!Pseudoalteromonas и семейства Flavobacteriaceae, изолятов бурых водорослей и иглокожих. Показано, что фукоиданазы синтезируются штаммами, выделенными из источников, богатых a-L-фуканами, и могут служить экофизиологической характеристикой данного вида бактерий. т

9. Показано, что у-протеобактерия P. issachenkonii КММ 3549 , выделенная из таллома бурой водоросли F. evanescens итурупской популяции, а также морские бактерии семейства Flavobacteriaceae, такие как Mesonia algae КММ 3909 - изоляты зеленой водоросли A. sonderi, Maribacter sp. КММ 6211 и Gramella sp. КММ 6054 -ассоцианты морского ежа S. intermedins, наряду с фукоиданазами, содержат ферменты, участвующие в деградации как нейтральных, так и полианионных полисахаридов бурых водорослей. Уровень активности фукоиданаз зависит от состава питательной среды бактерий.

10. Установлено, что фукоиданазы бактерий P. citrea КММ 3296 и КММ 3298, изолятов бурых водорослей F. evanescens и С. filum соответственно, а также КММ 3297 — изолята A. japonicus, обладают свойством деполимеризовать фукоиданы по эндо-типу до сульфатированных a-L-фукоолигосахаридов. Фермент, выделенный из P. citrea КММ 3296, катализирует гидролиз доступных 1,3-а-О-гликозидных связей в фукоиданах из L. cichorioides и F. evanescens и является а-1,3-Ь-фуканазой (ЕСЗ.2.1.-).

11. a-N-Ацетилгалактозаминидаза и a-галактозидаза морских бактерий, способные к конверсии эритроцитов крови человека, могут найти применение в биотехнологии создания «универсальной крови». a-L-Фукоиданаза может быть применена для получения низкомолекулярных биологически активных сульфатированных фукоолигосахаридов. a-N-Ацетилгалактозаминидаза и a-галактозидаза, а также фукоиданазы могут быть использованы в качестве инструментов для структурных исследований углеводов и углевод содержащих биополимеров, антигенов клеток бактерий и эукариот.

2.3 Заключение

В работе представлена обширная информация о распределении ряда О-гликозидгидролаз среди морских бактерий, обитающих в различных акваториях Мирового океана. В истинно морских бактериях найдены, очищены и изучены гликозидазы, которые при нейтральных значениях рН инактивируют серологическую активность эритроцитов и групповых вещества крови человека групп А и В: a-N-ацетилгалактозаминидаза из Arenibacter latericias и a-галактозидаза из Pseudoalteromonas sp. Показано, что a-галактозидаза из морской бактерии Pseudoalteromonas sp. ингибирует адгезию патогенного штамма Corynebacterium diphtheriae к клеткам буккального эпителия, полученным от донора с группой крови В. В морских бактериях-эпифитах Pseudoalteromonas citrea, Pseudoalteromonas issachenkonii и Mesonia alga обнаружены ферменты, деградирующие фукоиданы бурых водорослей. Основные результаты исследований защищены патентами и открывают перспективу практического использования ферментов морских бактерий.

Наиболее изученным ферментом является a-галактозидаза из морской бактерии Pseudoalteromonas sp. КММ 701. Проведено клонирование гена a-галактозидазы с использованием хромосомной ДНК, установлена ее аминокислотная последовательность и охарактеризована вторичная структура. Методом сравнительного компьютерного моделирования построены теоретические модели полной пространственной структуры a-галактозидазы и её активного центра. На основании результатов ингибиторного анализа и компьютерного моделирования сделаны предположения о функционально важных аминокислотных остатках в молекуле а-галактозидазы и их роли в катализе. Показано, что в рамках классификации CAZy, основанной на сходстве аминокислотных последовательностей, а-галактозидаза из Рs endo alter omonas sp. KMM 701 является членом 36-го семейства GH. Впервые выполнена иммобилизация а-галактозидазы Pseudoalter omonas sp. в гибридные нанокомпозитные материалы, содержащие полисахариды. a-N-ацетилгалактозаминидаза из аэробной морской бактерии Arenibacter latericius - фермент менее изученный. В настоящее время продолжается исследование его структуры и механизма действия. На данный момент остается открытым вопрос о родственных и эволюционных отношениях a-N-ацетилгалактозаминидазы из Arenibacter latericius с подобными ферментами бактерий, представителями различных семейств GH.

Изучение структурно-функциональных свойств, механизма действия и классификации фукоиданаз из отмеченных выше бактерий также находится в развитии. Необходимы экспериментальные подтверждения предположения о том, что ферменты у-протеобактерий и бактероидов могут различаться специфичностью к порядку a-0-гликозидной связи между остатками L-фукозы основной цепи фукоиданов и являться эндо-а-1,3- и эндо-а-1,4-Ь-фуканазами соответственно.

Среди направлений дальнейших исследований важными являются следующие: изучение роли высокоактивной a-галактозидазы в бактерии Pseudoalter omonas sp. KMM 701 и в других морских бактериях, механизма регуляции биосинтеза a-галактозидаз в морских бактериях, принадлежащих к различным таксономическим группам; выяснение особенностей структуры молекул ферментов в целом и их активных центров, определяющих такие свойства, как галотолерантность, термостабильность, а также механизм действия и субстратную специфичность морских О-гликозидгидролаз.

Итогом станет создание суперпродуцентов О-гликозидгидролаз на основе генетического материала морских бактерий и получение рекобинантных форм ферментов, представляющих большой научно-практический интерес. О-гликозидгидролазы морских бактерий найдут применение в медицине, сельском хозяйстве, структурной химии углеводов и углеводсодержащих биополимеров, а также при исследовании и трансформации антигенной структуры различных биологических объектов, в том числе клеток крови.

3 ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ 3.1 Материалы

Хроматографические материалы: DEAE-Sepharose CL-6B («Pharmacia», Швеция), Toyopearl 40 HW и DEAE-Toyopearl 650 М («Toya Soda», Япония), Sepharose CL-4B и CL-6B, Sephadex G-10; G-15, G-25, G-75 («Pharmacia», Швеция), DEAE-cellulose («Reanal», Венгрия), биогель P2 («BioRed», США, ионообменная смола Ку-2 и гидрофобный сорбент Полихром I («Реахим», СССР), патрон Sep-Pak С18 («Waters Ltd», Великобритания), колонки Superóse 12 HR 10/30 и Superdex 75 HR 10/30 («Amersham Pharmacia Biotech», Германия), анионообменная смола Durrum DA-X8-11 («Durrum», США), ТСХ с Si02 60 F-254 («Merck», Германия), мембраны для ультрафильтрации РМ-10, 30 («Amicon», Голландия), и-хлормеркурибензоат («Chemapol», Чехословакия), диэтилпирокарбонат, карбодиимид, N-метилмалеимид («Sigma», США), тетранитрометан, N-бромсукцинимид, N-ацетилимидазол («Serva», Германия).

Химические реактивы: дигидрофосфат натрия NaH2P04x2H20 («Вектон»), гидроокись натрия («Лаверна»), 10%-ный водный раствор NH3 («Тамбовфармация»), (NH4)2S04, Na2C03, NaCl, НС1, ВаС12, 30%-ая Н202, («Реахим») - отечественного производства. Неорганические соли, этилендиаминтетрауксусная кислота (EDTA) и азид натрия («Sigma», США), кумасси G-250 («Диа-М», Германия), реактив Фолина Е («AppliChem», Германия), трихлоруксусная кислота («Merck», Германия).

Стандартные соединения: L-фукоза, D-глюкоза, D-галактоза, D-ксилоза, D-манноза, D-рамноза, меллибиоза («Merck», Германия), раффиноза («Alemana», Германия), декстраны с молекулярными массами 80 кДа, 40 кДа, 20 кДа и 10 кДа («Feral Berlin», (Германия), 5,8-дигидрокси-1,4-нафтохинон (нафтазарин) («Fluka», Швейцария), бычий сывороточный альбумин («Sigma», США).

Гликозиды: pNPH-производные a-D-галактопиранозида, a-D-маннопиранозида, P-D-глюкопиранозида, a-L-фукопиранозида,

P-D-галактопиранозида, М-ацетил-а-Б-галактозаминида, Р-ксилопиранозида, a-D-глюкопиранозида, a-ксилопиранозида («Sigma», США);

4-метил-умбеллиферил-Р-0-ксилопиранозид («Ferak», Германия) и pNPH-N-ацетил-Р-D-глюкозаминид («Chemapol», Чехословакия).

Полисахариды: ксантан и полисахарид Locust bean gum (ЛБГ) («Fluka», Швейцария), катионное производное гидроксиэтилцеллюлозы (cat-HEC) («Hoechst»), пуллулан из Aureobasidiiim piilliilans, декстран, водорастворимый агар («Serva», Германия), амилоза, карбосиметилцеллюлоза («Sigma», США), амилопектин («Реахим», Россия), полигулуроновая кислота («The British Drug Hourses», Великобритания); фукоиданы из бурых водорослей Fucus evanescens, Laminaria cichorioides, L. japónica, а также галактофукан из бурой водоросли Undaria pinnatifida выделены и очищены, как описано ранее [505], пустулан выделен из лишайника Umbillicaria rossica [548], ламинаран выделен из бурой водоросли L. cichorioides [549], полиманнуроновая кислота выделена из бурой водоросли Alaria fistulosa [398], хитозан любезно предоставлен к.х.н. В.И. Горбачем (лаборатория молекулярных основ антибактериального иммунитета ТИБОХ ДВО РАН).

Трисахарид Galal,3(Fucal,2)Gal выделен из мочи человека, групповые вещества крови получены из слизистых оболочек желудков свиней и лошадей к.х.н. Л.М. Лихошерстовым (Институт органической химии им. Н.Д. Зелинского РАН) [550, 551]. Дисахарид Gala 1,3 Gal предоставлен проф., д.х.н. А.И. Усовым (Институт органической химии им. Н.Д. Зелинского РАН) (получен из Х-каррагинана).

Нативные эритроциты человека группы крови А, В, AB и О получены на Станции переливания крови Гематологического научного центра РАМН, г. Москва, и от Станции переливания крови, г. Владивосток. Стандартные групповые сыворотки -цоликлон анти-А и анти-В - приобретены у ООО «Медиклон», г. Москва, моноклональные антитела (анти-А, анти-В, анти-Н, анти-М, анти-N) - у фирмы «Гематолог» РАМН, Россия.

Ферменты: а-галактозидаза из зеленых бобов кофе («Sigma», США), ДНК-полимеразы и ДНК-лигазы («Fermentas», Германия), модифицированная ДНК-полимераза бактериофага Т7 - (секвеназа, версия 2,0, «Amersham»).

Биохимические реактивы: реактивы для капиллярного ДНК секвенатора и автоматического метода Эдмана («Applied Biosystems», США), набор стандартов для определения молекулярных масс белков («Pharmacia, Fine Chemicals AB», США и «Serva», Германия); реактивы для электрофореза в полиакриламидном геле (ПААГ), рекомбинантные белки-маркеры («Fermentas», Германия).

РеаКлот - гепарин («Ренам», Россия) антитромбин человека, фактор Ха человека, бычий тромбин («Biopool», «НПО Ренам» и «Технология стандарт», Россия, соответственно, хромогенные субстраты для тромбина S-2238 и для фактора Xa-S

1. 2222 («Dade Behring», Германия), лиофильно высушенная плазма человека (НПО

Ренам»).

3.2 Биологический материал

Водоросли. В качестве объектов исследования использовали бурую водоросль L. cichorioides (б. Троица, Японское море, август 2001 г. и 2003 г.), F. evanescens (побережье о. Парамушир, август 1997 г. и о. Итуруп, июль 1999 и август 2003 гг), Alaria fistulosa и A. marginata (побережье о. Русский и о. Онекотан, август 1999 г.) и высушенный экстракт бурой водоросли Undaria pinnatifida («Haewon Biotech, Inc.», Корея).

Бактерии. Штаммы гетеротрофных бактерий выделены из морской воды, донных осадков, животных и водорослей, собранных во время экспедиционных рейсов НИС «Академик Опарин», на Морской- экспериментальной станции ТИБ ОХ ДВО РАН в зал. Петра Великого Японского моря, и идентифицированы сотрудниками

Лаборатории микробиологии ТИБОХ ДВО РАН. Типовые штаммы получены от Dr. Т. s

Barbeyron (Station Biologique de Roscoff, France) и из Коллекции бактерий Института

Пастера (Франция) (Collection de Bacteries de l'Institute Pasteur, France).

Первичный скрининг по содержанию а-галактозидаз и a-N-ацетилгалактозаминидаз проводили среди морских изолятов, выделенных из морских источников, указанных в таблице 13.

Распространение a-галактозидаз исследовали среди морских бактерий рода Pseudoalteromonas, выделенных из морской воды; водоросли Polysiphonia sp., морской травы Zostera marina; двустворчатых моллюсков Crenomytilns grayaniis, Patinopecten jessoensis, Crassostrea gigas; губок семейства Iotochroideae: Steletta validissima, Haliclona sp., Plocamia fragilis, Chonelasma calix, Dictioceratiola sp., Grantessa sp., Holichondriapanicea, и неидентифицированных видов губок; голотурий Actinopyga mauritiana, Ciicumaria japónica, Holothiiria atra, Holothnria sp., Psolus eximns, Psoitis regalis, Stichopus horrens, Thelenota ananas; морских звезд Asterias amurensis, Ceromaster patagonicus, Crossaster papposus, Culcita novae guineae, Fronia manilis, Henricia sp., Leptasterias fisheri, Lethasterias nanimensis var. chelifera, Nordoa sp., Patina pectinifera, собранных в заливе Петра Великого на Морской экспериментальной станции ТИБОХ ДВО РАН, а также во время экспедиционных рейсов НИС «Академик Опарин» в Охотском море и в тропических районах Тихого океана.

Для поиска фукоиданаз микроорганизмы выделяли из образцов тканей бурых водорослей Fucus evanescens, Chorda filum и голотурии Apostichopus japonicus.

Штаммы морских бактерий семейства Flavobacteriaceae изолировали с поверхности талломов зеленых водорослей Acrosiphonia sonderi и Ulva fenistrata, бурых водорослей Chorda filum и Laminaria japónica, красной водоросли Polysiphonia japónica, гомогенатов морского ежа Strongylocentrotus intermedins и голотурии

Apostichopus japonicus, собранных в бухте Троицы залива Петра Великого Японского т моря в 1999-2002 гг. Типовые штаммы Zobellia galactanivorans Dsij и Zobellia uliginosa CIP 104808т получены от Dr. T. Barbeyron (Station Biologique de Roscoff, France) и из Коллекции бактерий Института Пастера (Collection de Bacteries de lTnstitute Pasteur, France) соответственно.

Клетки эпителия взяты из полости рта человека (группа крови В); токсикогенный штамм № 1129 Corynebacterium diphtheriae, var. gravis выделен от больного дифтерией.

Штаммы Escherichia coli. В работе использовали штаммы XLBlue, Тор 10 производства фирмы «Novagen» для стандартных процедур молекулярного клонирования и размножения рекомбинантных плазмид. Для экспрессии рекомбинантного белка использовали штамм BL21 (DE+).

Бактериальные среды для молекулярной биологии. Для культивирования клеток Е. coli использовали питательную среду LB (на г/л): триптон — 10, дрожжевой экстракт - 5, NaCl - 10. Для получения твёрдой среды добавляли бактоагар в количестве 15 г/л. Для ампициллиновой селекции в питательную среду вносили ампициллин до 100 мкг/мл. Для проведения селекции на lacZ в среду LB вносили 2 %-ный раствор 5-бром-4-хлор-3-индол-Р-Б-галактопиранозида (X-Gal) в диметилформамиде до конечной концентрации 0,004 % и 100 тМ изопропил-ß-D-l-тиогалактопиранозида (ИПТГ) до конечной концентрации 1 тМ.

Компоненты среды для культивирования бактерий: агар («Ferak», Германия); дрожжевой экстракт, глюкоза, агароза («BioRad», США), морской агар

2216, бактопептон, дрожжевой экстракт и морской бульон были получены («Difco», США).

3.3 Приборы и оборудование

В работе использовали ультразвуковой диспергатор УЗНД-2 (СССР), циркуляционный термостат с охлаждением MULTITEMP II («LKB», Швеция), аминокислотный анализатор D-500 («Durum», США) и Pharmacia-LKB 4151 («Alpha Plus», Швеция), углеводные анализаторы Biotronik LC-2000 и IC-5001 («Biotronik», Германия), интегрирующая система C-R2 АХ («Shimadzu», Япония), секвенаторы модели 477А и Procise -модели 492 («Applied Biosystems», США), ДНК-секвенатор версии 2,0 («Amersham», США), спектрофотометры CECIL СЕ 7250 (Англия), GENESYS 5 («Spectronic», Германия), спектрофотометр Bio-EK INSTRUMENTS (США), КД спектрограф («Jasco-500A», Япония), спектрополяриметр («Perckin-Elmer 141», Германия), спектрофлуориметр («Hitachi 850», Япония), ИК-спектрофотометры («Carl Zeiss IR-7» и FTIR Vector 22, «Bruker», Германия), ЯМР-спектрометры «Bruker WM-250» и AVANCE DPX-300 и DRX-500 («Bruker», Германия), рН-метр («InoLab», ФРГ), амплификатор («Eppendorf», Германия), капиллярный ДНК-секвенатор («ABI, PRISM™ 310», США), центрифуги К-24, 5804 К («Eppendorf», ротор F-34-6-38, Германия), 2161 Midispin R («LKB Bromma», Швеция) и («Тур 340», Польша), систему

FPLC («Acta», Франция), жидкостной хроматограф' JLC-6AH («Jeol», Япония), хромато-масс-спектрометр Carlo Erba Fractovap 4200 (капиллярная колонка Ultra-1 «Hewlett-Packard» 25 мх0,2 ммх0,33 мкм), патрон Sep-Pak Cl8 («Waters Ltd», Англия), планшеты для иммуноферментного анализа («Dinatech», ФРГ), световой микроскоп («Motic 101 M», Китай).

3.4 Аналитические процедуры» Стандартную гидролитическую активность гликаназ определяли по появлению восстанавливающих Сахаров, образующихся в результате ферментативного гидролиза соответствующих полисахаридов. За единицу активности (U) принимали количество фермента, при действии которого образуется 1 мкмоль восстанавливающих Сахаров за 1 мин. Концентрацию восстанавливающих Сахаров определяли по методу Нельсона [552], калиброванному по соответствующему моносахариду как стандарту.

Стандартную гидролитическую активность гликозидаз определяли с помощью соответствующих коммерческих хромогенных гликозидов, по я-нитрофенолу, выделившемуся в ходе ферментативной реакции. Количество и-нитрофенола определяли спектрофотометрически при 400 нм (е = 18300 моль"1 см'1) и рассчитывали по формуле: U = А4оо/(18,3-У--с), мкмоль/(мин-мл), где V - объём аликвоты фермента (мл), т - время реакции (мин). За единицу активности фермента (U) принимали такое его количество в 1 мл раствора, которое катализировало образование 1 мкмоля и-нитрофенола в минуту.

Удельную (специфическую) активность ферментов рассчитывали как отношение стандартных единиц активности на мг белка (U/мг).

Концентрацию белка определяли по стандартным методам Лоури [553] или Брэдфорд [554], используя БСА в качестве стандарта.

3.5 Методы

3.5.1 Выделение, культивирование и хранение штаммов морских бактерий

Для первичного скрининга штаммов образцы морской воды собирали асептическим способом в стерильные стеклянные флаконы, пробы грунта помещали в стерильные пластиковые пакеты, обработанные у-лучами. Животных препарировали асептическим способом. От 3 до 5 г образцов ткани разрушали в' 10-1'5 мл стерильной1 морской воды в стеклянном гомогенизаторе. Микроорганизмы выделяли методом прямого высева образца воды, суспензии грунта в стерильной морской воде (1 г/10 мл) или гомогената тканей животных, который наносили по 0,10,2 мл на чашки Петри с питательной средой А (табл. 50), содержащей морской агар. Гетеротрофные аэробные и факультативно-аэробные микроорганизмы, выделенные из единичных колоний после инкубации в течение 3-7 суток при 28-30°С, очищали методом последовательных пересевов.

Выделение штамма КММ 426. Образцы грунта собирали с глубины 20 м (соленость 32%о, температура 18°С) в Южно-Китайском море, около острова Ky-JIaoPe в декабре 1988 г. Бактериальный штамм КММ 426т выделяли из образцов грунта, как описано выше, с использованием агаризованной среды Б.

Выделение штамма КММ 701. Штамм КММ 701 выделяли из морской воды методом прямого высева на агаризованную среду В, как описано выше.

Выделение штаммов КММ 3296, 3297 и 3298. Штамм КММ 3296 и 3298 выделяли методом отпечатков с поверхности талломов бурых водорослей Chorda filum и Fucus evanescens соответственно (водоросли были собраны у о. Итуруп (Курильские о-ва) во время 20-го рейса НИС «Академик Опарин» в августе 1992 г). Штамм КММ 3297 выделяли в ноябре 1997 г из целомической жидкости голотурии Apostichopus japonicus, обитающей в бухте Троица залива Петра Великого Японского моря. Штаммы были изолированы из отдельных колоний после 7 дней инкубации при 28°С на агаризованной среде Г (табл. 50).

Список литературы диссертационного исследования доктор химических наук Бакунина, Ирина Юрьевна, 2011 год

1. Воусе S., Tipton K.F. Enzyme Classification and Nomenclature // Encyclopedia of life sciences. 2001. Nature Publishing Group / www.els.net.

2. Хорлин А.Я. Активные центры карбогидраз // Структура и функции активных центров ферментов / Отв. ред. Ю.М. Торчинский. — М. : Наука, 1974. — С. 39-69.

3. Koshland D.E.J. Stereochemistry and the mechanism of enzymatic reactions // Biol. Rev. Camb. Phil. Soc. 1953. - Vol. 28, N 4. - P. 416-436.

4. McCarter J., Withers S.G. Mechanisms of enzymatic glycoside hydrolysis // Curr. Opin. Struct. Biol. 1994. - Vol. 4, N 6. - P. 885-892.

5. Davies G., Henrissat B. Structures and mechanisms of glycosyl hydrolases // Structure. 1995. - Vol 3, N 9. - P. 853-859.

6. Sinnott M.L. Catalytic mechanisms of enzymic glycosyl transfer // Chem. Rev. -1990. Vol. 90, N 7. - P. 1171-1202.

7. Wang Q., Graham R.W., Trimbur D., Warren R.A.J., Withers S.G. Changing enzymatic reaction mechanisms by mutagenesis: conversion of a retaining glucosidase to an inverting enzyme // J. Am. Chem. Soc. 1994. - Vol. 116, N 25. - P. 11594-11595.

8. Henrissat B. A classification of glycosyl hydrolases based on amino-acid sequence similarities //Biochem. J. 1991. - Vol. 280, Pt2. - P. 309-316.

9. Henrissat В., Bairoch A. New families in the classification of glycosyl hydrolases based on amino-acid sequence similarities // Biochem. J. 1993. - Vol. 293, Pt 3. - P. 781788.

10. Cantarel B.L., Coutinho P.M., Rancurel C., Bernard Т., Lombard V., Henrissat B. The Carbohydrate-Active EnZymes database (CAZy): An expert resource for Glycogenomics // Nucleic Acids Res. 2009. - Vol. 37, Database issue. - D233-D238.

11. Henrissat В., Bairoch A. Updating the sequence-based classification of glycosyl hydrolases // Biochem. J. 1996. - Vol. 316, Pt 2. - P. 695-696.

12. Henrissat В., Davies G. Structural and sequence-based classification of glycoside hydrolases // Curr. Opin. Struct. Biol. 1997. - Vol. 7, N 5. - P. 637-644.

13. Rouvinen J., Bergfors T., Teeri T., Knowles J.K.C., Jones T.A. Three-dimensional' structure of cellobiohydrolase II from Trichoderma reesei II Science. 1990. - Vol. 249, N 4967.-P. 380-386.

14. Zechel D.L., Withers S.G. Glycosidase mechanisms: Anatomy of a finely tuned catalyst//Acc. Chem. Res.-2000.-Vol. 33, N l.-P. 11-18.

15. Vasella A., Davies G.J., Böhm M. Glycosidase mechanisms // Curr. Opin. Chem. Biol. 2002. - Vol. 6, N 5. - P. 619-629.

16. Rye C.S., Withers S.G. Glycosidase mechanisms // Curr. Opin. Chem. Biol. 2000. -Vol. 4, N5.-P. 573-580.

17. Vuong T.V., Wilson D.B. Glycoside hydrolases: catalytic base/nucleophile diversity // Biotechnol. Bioeng. 2010. - Vol. 107, N 2. - P. 195-205.

18. Egloff M.P., Uppenberg J., Haalck L., van Tilbeurgh H. Crystal structure of maltose phosphorylase from Lactobacillus brevis: Unexpected evolutionary relationship with glucoamylases // Structure. 2001. - Vol. 9, N 8. - P. 689-697.

19. Dey P.M. Biochemistry of a-galactosidic linkages in the plant kingdom // Adv. Carbohydr. Chem. Biochem. 1980. - Vol. 37. - P. 283-372.

20. Dey P.M., Pridham J.B. Biochemistry of a-galactosidases // Adv. Enzymol. 1972. -Vol. 36.-P. 91-130.

21. Barham D., Dey P.M., Griffith D., Pridham J.B. Studies on the distribution of a-galactosidase in seeds // Phytochemistry. 1971. - Vol. 10, N 8. - P. 1759-1763.

22. Sugawara S., Nakagawa R., Urashima T., Sato T., Muratubaki T., Sayama K. Transgalactosylation products from melibose by the a-galactosidase of Absidia corymbifera II Agric. Biol. Chem. 1990. - Vol. 54, N 1. - P. 211-213.

23. Bryant R.J., Rao D.R. Purification and characterization of a-galactosidase from peanuts // J. Food Biochem. 2001. - Vol. 25, N 2. - P. 139-156.

24. Dey P.M., Dixon M. Separation and properties of a-galactosidase and P-galactosidase from Cajanus indicus II Biochim. Biophys. Acta. 1974. - Vol. 370, N 1. — P. 269-275.

25. Bhaskar B., Ramachandra G., Virupaksha T.K. a-Galactosidase of germinating-seeds of Cassia-sericea sw // J. Food Biochem. 1990. - Vol. 14, N 1. - P. 45-59.

26. Balasubramaniam K., Mathew D. Purification of a-galactosidase from coconut // Phytochemistry. 1986. - Vol. 25, N 8. -P. 1817-1821.

27. Haibach F., Hata J., Mitra M:, Dhar M., Harmata M., Sun P., Smith D. Purification and characterization of a Coffea canephora a-D-galactosidase isozyme // Biochem. Biophys. Res. Commun.-1991.-Vol. 181, N3.-P. 1564-1571.

28. Chien S.F., Lin-Chu M. The conversion of group B red blood cells into group O by an a-galactosidase from taro (Colocacia esculenta) II Carbohydr. Res. 1991. - Vol. 217. - P. 191-200.

29. Overbeeke N., Fellinger A .J., Toonen M.Y, van Wassenaar D, Verrips C.T. Cloning and nucleotide sequence of the a-galactosidase cDNA from Cyamopsis tetragonoloba (guar) // Plant. Mol. Biol. 1989. - Vol. 13, N 5. - P. 541-550.

30. Thomas B., Webb J.A. Multiple forms of a-galactosidase in mature leaves of Cucurbitapepo II Phytochemistry. 1977. - Vol. 16, N 2. - P. 203-206.

31. Gao Z., Schaffer A.A. A novel alkaline a-galactosidase from melon fruit with a substrate preference for raffinose // Plant Physiol. 1999. - Vol. 119, N 3. - P. 979-987.

32. Guimaraes V.M., de Rezende S.T., Moreira M.A., de Barros E.G., Felix C.R. Characterization of a-galactosidases from germinating soybean seed and their use for hydrolysis of oligosaccharides // Phytochemistry. 2001. - Vol. 58, N 1. - P. 67-73.

33. Kim W.D., Kaneko S., Park G.G., Tanaka H., Kusakabe I., Kobayashi H., Purification and characterization of a-galactosidase from sunflower seeds // Biotechnol. Lett. -2003. Vol. 25, N 4. - P. 353-358.

34. Dey P.M., Wallenfels K. Isolation and characterization of a-galactosidase from Lens esculanta II Eur. J. Biochem. 1974.-Vol. 50, N l.-P. 106-112.

35. Dey P.M., Delcampillo E.M., Lezica R.P. Characterization of a glycoprotein a-galactosidase from lentil seeds (Lens culinaris) II J. Biol. Chem. 1983. Vol. 258, N 2. - P. 923-929.

36. Feurtado J.A., Banik M., Bewley J.D. The cloning and characterization of a-galactosidase present during and following germination of tomato (Lycopersicon esculentum Mill.) seed // J. Exp. Bot. 2001. - Vol. 52, N 359. - P. 1239-1249.

37. Kim W.D., Kobayashi O., Kaneko S., Sakakibara Y., Park G.G., Kusakabe I., Tanaka H., Kobayashi H. a-Galactosidase from cultured rice (Oryza sativa L: var. Nipponbare) cells//Phytochemistry.-2002.-Vol. 61,N6.-P. 621-630.

38. Agrawal K.M.L., Bahl O.M. a-Galactosidase, (3-galactosidase, p-glucosidase, P-N-acetylglucosaminidase, and a-mannosidase from pinto beans (Phaseolus vulgaris) // Methods Enzymol. 1972. - Vol. 28, Pt B. - P. 720-728.

39. Dhar M., Mitra M., Hata J., Butnariu O., Smith D. Purification and characterization of Phaseolus vulgaris a-D-galactosidase isozymes // Biochem. Mol. Biol. Int. 1994. - Vol. 34, N5.-P. 1055-1062.

40. Chinen I., Nakamura T., Fukuda N. Purification and properties of a-galactosidase from immature stalks of Saccharum officinarum (sugar cane) // J. Biochem. 1981. - Vol. 90, N5.-P. 1453-1461.

41. Falco A.L.P., Durrant L.R., Franco T.T. Purification of a-galactosidase from seeds of Sesbania marginata II Braz. J. Chem. Eng. 2000. - Vol. 17, N 4-7. - P. 819-825.

42. Malhotra O.P, Dey P.M. Purification and physical properties of sweet-almond a-galactosidase // Biochem. J. 1967. - Vol. 103, N 2. - P. 508-513.

43. Malhotra P., Dey P.M. Specificity of sweet-almond a-galactosidase // Biochem. J. -1967.-Vol. 103, N3.-P. 739-743.

44. Williams J., Villarroya H., Petek F. Purification and properties of an a-D-galactoside galactohydrolase from the seeds ofTrifolium repens (white clover) // Biochem. J. -1977.-Vol. 161,N3.-P. 509-515.

45. Bom I., van Wassenaar D., Boot J. Hybrid affinity chromatography of a-galactosidase from Verbascum thapsus L // J. Chromatography A. 1998. - Vol. 808, N 1-2. -P.133-139.

46. Dey P.M., Khaleque A, Pridham J.B. Further observations on the a-galactosidase activity of Viciafaba seeds // Biochem. J. 1971. - Vol. 124, N 2. - P. 27P.

47. Petek F., Villaroya H., Courtois J.E. Purification and properties of the a-galactosidase of the germinating seeds of Vicia sativa II Eur. J. Biochem. 1969. - Vol. 8, N 3.-P. 395-402.

48. Dey P.M. Characteristic features of an a-galactosidase from mung beans (Vigna radiatd) II Eur. J. Biochem. 1984. - Vol. 140, N 2. - P. 385-390.

49. Alani S.R., Smith D.M., Markakis P. a-Galactosidase of Vigna unguiculata II Phytochemistry. 1989. - Vol. 28, N 8. - P. 2047-2051.

50. Kang H.C., Lee S.H. Characteristics of an a-galactosidase associated with grape flesh II Phytochemistry. 2001. - Vol. 58, N 2. - P. 213-219.

51. Hadacova V., Benes K. The differentiation of a- and P-glucosidase and a- and p-galactosidase isoenzymes from Maize and Broad Bean root tips using disc electrophoresis in polyacrylamide gels // Biol. Plant. 1977. - Vol. 19, N 6. - P. 436-442.

52. McCleary B.V., Matheson N.K. Galactomannan structure and P-mannanase and P-mannosidase activity in germinating legume seeds // Phytochemistry. 1975. - Vol. 14, N 5-6.-P. 1187-1194.

53. Plant A.R., Moore K.G. a-D-mannosidase and a-D-galactosidase from protein bodies of Lupinus angustifolius cotyledons // Phytochemistry. 1982. — Vol. 21, N 5. P. — 985-989.

54. Dey P.M. Transgalactosylation activity of sweet almond a-galactosidase: synthesis of saccharides// Phytochemistry. 1979. -Vol. 18, N l.-P. 35-38.

55. Strobel G.A., Hess W.M. Evidence for the presence of the toxin binding protein on the plasma membrane of sugarcane cells // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1974. - Vol. 71, N 4.-P. 1413-1417.

56. Sastry P.S., Kates M. Lipid components of leaves V. Galactolipids, cerebrosides,and lecithin of runner beans leaves // Biochemistry. 1964. - Vol. 3, N 9. - P. 1271-1280.

57. Beutler E., Kuhl W. Purification and properties of human a-galactosidases // J. Biol. Chem. 1972. - Vol. 247, N 22. - P. 7195-7200.

58. Dean K.J., Sweeley C.C. Studies on human liver a-galactosidases. III. Partial characterization of carbohydrate-binding specificities // J. Biol. Chem. — 1979. Vol. 254, N 20.-P. 10006-10010.

59. Dean K.J., Sweeley C.C. Studies on human liver a-galactosidases. I. Purification of a-galactosidases A and its enzymatic properties with glycolipid and oligosaccharide substrates // J. Biol. Chem. 1979. - Vol. 254, N 20. - P. 9994-10000.

60. Kusiak J.W., Quirk J.M., Brady R.O. Purification and properties of the two major isozymes of a-galactosidase from human placenta // J. Biol. Chem. 1978. - Vol. 253, N 1. -P. 184-190.

61. Bajwa S.S., Sastry P.S. Degradation of monogalactosyl diglyceride and digalactosyl diglyceride by sheep pancreatic enzymes // Biochem. J. 1974. - Vol. 144, N 2. - P. 177-187.

62. Chang A.Y. Difference in renal a-galactosidase levels in male and female Chinese hamsters {Cricetulus griseus) // Comp. Biochem. Physiol. B. 1978. - Vol. 61, N 7. - P. 133137.

63. Chapman V.M., West J.D., Adler D.A. Bimodal distribution of a-galactosidase activities in mouse embryos // Basic Life Sci. 1978. - Vol. 12. - P. 227-237.

64. Lusis A.J., Paigen К. Properties of mouse a-galactosidase // Biochem. Biophis. Acta. 1976. - Vol. 437, N 2. - P. 487-497.

65. Gossrau R., Lojda Z. Histochemical detection of a-D-galactosidase with 5-Br-4-Cl-3 -indoxy 1-a-D-galactoside // Acta Histchem. 1989. - Vol. 85, N 2. - P. 213-222.

66. Bierry H. Diastatic cleavage of glucosides and galactosides // Compt. Rend. Soc. Biol. 1913. - Vol. 156. - P. 265. Цитируется no 33.

67. Shepard D., Donovan M., Raghupathy E., Yeung K.K., Owen A.J., Dain J.A. Effect of immobilization on the stability and substrate specificity of a-galactosidase from the invertebrate Turbo cornutus // Carbohydr. Res. 1983. - Vol. 118. -P. 239-245.

68. Grossmann G.A., Terra W.R. a-Galactosidases from the larval midgut of Tenebrio molitor (Coleoptera) and Spodoptera frugiperda (Lepidoptera) // Сотр. Biochem. Physiol. — 2001. В.-Vol. 128,N 1.-P. 109-122.

69. Feldt-Rasmussen U., Rasmussen A.K., Mersebach H., Rosenberg K.M., Hasholt L., Sorensen S.A. Fabry disease: a metabolic disorder with a challenge for endocrinologists? // Horm. Res. 2002. - Vol. 58, N 6. - P. 259-265.

70. Germain D.P., Shabbeer J., Cotigny S., Desnick R. J. Fabry disease: twenty novel a-galactosidase A mutations and genotype-phenotype correlations in classical and variant phenotypes // Mol. Med. 2002. - Vol. 8, N 6. - P. 306-312.

71. Улезло И.В., Запрометова O.M. а-Галактозидазы микроорганизмов // Прикл. биохим. микробиол. 1982. - Т. 18, № 1. - С. 3-15.

72. Zaprometova О.М., Ulezlo I.V. Isolation and purification of a mold a-galactosidase II Biotechnol. Appl. Biochem. 1988. - Vol. 10, N 3. - P. 232-241.

73. Kremnicky L., Biely P. P-Mannanolytic system of Aureobasidium pullulans II Arch. Microbiol. 1997. - Vol. 165, N 6. - P. 350-355.

74. Cavazzoni V., Adami A., Craveri R. a-Galactosidase from the yeast Candida javanica II Appl. Microbiol. Biotechnol. 1987. - Vol. 26, N 6. - P. 555-559.

75. Church F.C.J., Meyers S.P. a-Galactosidase from Pichia giulliermondii II Mycologia. 1980. - Vol. 72, N 2. - P. 279-287.

76. Lazo P.S., Ochoa A.G., Gascon S. a-Galactosidase from Saccharomyces carlsbergensis. Cellular localization and purification of the external enzyme // Eur. J. Biochem. 1977. - Vol. 77, N 2. - P. 375-382.

77. Baik S.H., Saito K., Yokota A., Asano K., Tomita F. Molecular cloning and highlevel expression in Escherichia coli of fungal a-galactosidase from Absidia corymbifera IFO 8084 // J. Biosci. Bioeng. 2000. - Vol. 90, N 2. - P. 168-173.

78. Неустроев К.А., Крылов A.C., Аброскина О.Н., Фирсов JIM., Насонов В.В., Хорлин А.Я. Выделение и свойства а-галактозидазы из Aspergillus awamori II Биохимия. 1991. - Т. 56, № 3. - С. 447-457.

79. Somiari R.I., Balogh Е. Properties of an extracellular glycosidase of Aspergillus niger suitable for removal of oligo-saccharides from cowpea meal // Enz. Microb. Technol. -1995.- Vol. 17,N4.-P. 311-316.

80. Ademark P., Larsson M., Tjerneld F., Stalbrand H. Multiple a-galactosidases from Aspergillus niger: Purification, characterization and substrate specificity // Enz. Microb. Technol. -2001. Vol. 29, N 6-7. - P. 441-448.

81. Manzanares P., de Graaff L.H., Visser J. Characterization of galactosidases from Aspergillus niger. purification of a novel a-galactosidase activity // Enz. Microb. Technol. -1998. Vol. 22, N 5. - P. 383-390.

82. Scigelova M., Crout D.H.G. Purification of a-galactosidase from Aspergillus niger for application in the synthesis of complex oligosaccharides // J. Mol. Catalysis B: Enzymatic. -2000.-Vol. 8,N4-6.-P. 175-181.

83. Запрометова O.M., Абдыгаппаров A.C., Улезло И.В., Безбородов A.M. Выделение и некоторые свойства а-галактозидазы и ß-N-ацетилглюкозаминидазы микромицета Cephalosporium acremonium 237 II Биохимия. — 1983. Т. 50, N 6. — С. 949954.

84. Kaji A., Yoshihara О. Purification and properties of a-galactosidase produced by Corticium rolfsii II Agric. Biol. Chem. 1972. - Vol. 36, N 8. - P. 1335-1342.

85. Mulimani V.Ii., Ramlingam. Enzymic hyrolysis of rafflnose and stachyose in soymilk by a-galactosidase from Gibberella fujikuroi II Biochem. Mol. Biol. Intl. 1995. -Vol. 36, N4. -P. 897-905.

86. Kotwal S.M., Gote M.M., Khan M.I., Khire J.M. Production, purification and characterization of constitutive intracellular a-galactosidase from« the thermophilic fungus Humicola sp. // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 1999. - Vol. 23, N 1. - P. 661-667.

87. Wong H., Hu C., Yeh PI., Su W., Lu H., Lin C. Production, purification and characterization of a-galactosidase from Monascus pilosus II Appl. Environ. Microbiol. -1986. Vol. 52, N 5. - P. 1147-1152.

88. Galas E., Miszkiewicz H. Purification and some properties of a-galactosidase from Mortierella vinacea IBT-3 // Acta Microbiol. Pol. 1996. - Vol. 45, N 2. - P. 143-154.

89. Luonteri E., Alatalo E., Siika-Aho M., Penttila M., Tenkanen M., a-Galactosidases of Penicillium simplicissimum: production, purification and characterization of the gene encoding AGLIII Biotechnol. Appl. Biochem. 1998. - Vol. 28, Pt 2. - P. 179-188.

90. Luonteri E., Tenkanen M., Viikari L. Substrate specificities of Penicillium simplicissimum a-galactosidases // Enz. Microb. Technol. 1998. - Vol. 22, N 3. - P. 192198.

91. Varbanets L.D., Malanchuka V.M., Buglova T.T., Kuhlmann R.A. Penicillium sp. 23 a-galactosidase: purification and substrate specificity // Carbohydr. Polym. — 2001. Vol. 44, N4.-P. 357-363.

92. Brumer H., Sims P.F.G., Sinnott M.L. Lignocellulose- degradation by Phanerochaete chrysosporium: purification and characterization of the main a-galactosidase // Biochem. J. 1999. - Vol. 339, Pt 1. - P. 43-53.

93. Ohtakara A., Mitsutomi M., Uchida Y. Purification and enzymatic properties of a-galactosidase from Pycnoporus cinnabarinus II Agr. Bio. Chem. 1984. - Vol. 48, N 5. - P. 1319-1327.

94. McKay A.M. Production of extracelluar P-glucosidase and a-galactosidase during fungal growth on polygalacturonate// J. Food Sci. 1991.-Vol. 56, N6.-P. 1749-1750.

95. Zeilinger S., Kristufek D., Arisan-Atac I., Hodits R., Kubicek C.P. Conditions of formation, purification and characterization of an a-galactosidase of Trichoderma reesei RUT C-30 //Appl. Environ. Microbiol. 1993. - Vol. 59, N 5. - P. 1347-1353.

96. Savel'ev A.N., Ibatullin F.M., Eneyskaya E.V., Kachurin A.M., Neustroev K.N. Enzymatic properties of a-galactosidase from Trichoderma reesei II Carbohydr. Res. — 1996. -Vol. 296.-P. 261-273.

97. Simerska P., Monti D., Cechova I., Pelantova H., Mackova M., Bezouska K., Riva S., Ksen V. Induction and characterization of an unusual a-D-galactosidase from Talaromyces flavusII J. Biotechnol.-2007.-Vol. 128,N l.-P. 61-71.

98. Puchart V., Vrsanska M., Bhat M.K., Biely P. Purifcation and characterization of a-galactosidase from a thermophilic fungus Thermomyces lanuginosus II Biochim. Biophys. Acta. 2000. - Vol. 1524, N 1. - P. 27-37.

99. Rezessy-Szabo J.M., Nguyen Q.D., Bujna E., Takacs K., Kovacs M., Hoschke A. Thermomyces lanuginosus CBS 395.62/b strain as rich source of a-galactosidase enzyme // Food Technol. Biotechnol.-2003.-Vol. 41, N l.-P. 55-59.

100. Hogness D.S., Battley E.H. The a-galactosidase of Aerobacter aerogenes, its characteristics and induce synthesis // Fed. Proc. 1957. - Vol. 16, N 2. - P. 197-198.

101. Wong T.Y. Melibiose is hydrolyzed exocellularly by an inducible exo-a-galactosidase in Azotobacter vinelandii II Appl. Environ. Microbiol. 1990. - Vol. 56, N 7. — P. 2271-2273.

102. Delente J., Johnson J.H., Kuo M.J., O'Connor R.J., Weeks L.E. Production of a new thermostable neutral a-galactosidase from a strain of Bacillus stearothermophilus II Biotechnol. Bioeng. 1974. - Vol. 16,N 9. -P. 1227-1243.

103. Talbot G., Sygusch J. Purification and characterization of thermostable f3-mannanase and a-galactosidase from Bacillus stearothermophilns II Appl. Environ. Microbiol. 1990.-Vol. 56, N 11. - P. 3505-3510.

104. Dion M., Nisole A., Spangenberg P., Andrer C., Glottin-Fleury A., Mattes R., Tellier C., Rabiller C. Modulation of the regioselectivity of a Bacillus a-galactosidase by directed evolution //Glycoconj. J. -2001. Vol. 18, N3.-P. 215-223.

105. Fridjonsson O., Watzlawick H., Gehweiler A., Mattes R. Thermostable a-galactosidase from Bacillus stearothermophilns NUB3621: cloning, sequencing and characterization // FEMS Microbiol. Lett. 1999. - Vol. 176, N 1. -P. 147-153.

106. Gote M., Umalkar H., Khan I., Khire J. Thermostable a-galactosidase from Bacillus stearothermophilns (NCIM 5146) and its application in the removal of flatulence causing factors from soymilk // Process Biochem. 2004. - Vol. 39, N 11. - P. 1723-1729.

107. Gherardini F., Babcock M., Salyers A.A. Purification and characterization of two a-galactosidases associated with catabolism of guar gum and other a-galactosides by Bacteroides ovatus II J. Bacteriol. 1985. - Vol. 161, N 2. - P. 500-506.

108. Berg J.O., Lindqvist L., Nord C.E. Purification of glycoside hydrolases from Bacteroides fragilis II Appl. Environ. Microbiol. 1980. - Vol. 40, N 1. - P. 40-47.

109. Okuyama M., Kitamura M., Flondoh H., Kang M.-S., Mori H., Kimura A., Tanaka I., Yao M. Catalytic mechanism of retaining a-galactosidase belonging to glycoside hydrolase family 97II J. Mol. Biol. 2009. - Vol. 392, N 5. - P. 1232-1241.

110. Leder S., Hartmeier W., Marx S.P. a-Galactosidase of Bifidobacterium adolescentis DSM 20083 II Curr. Microbiol. 1999. - Vol. 38, N 2. - P. 101-106.

111. Xiao M., Tanaka K., Qian X.M., Yamamoto K., Kumagai H. High yield production and characterization of a-galactosidase from Bifidobacterium breve grown on raffinose // Biotechnol. Lett. 2000. - Vol. 22, N 9. - P. 747-751.

112. Coombs J., Brenchley J.E. Characterization of two new glycosyl hydrolases from the lactic acid bacterium Carnobacterium piscícola strain BA // Appl. Environ. Microbiol. — 2001. Vol. 67, N 11. - P. 5094-5099.

113. Durance T., Skura B. Purification and characterization of a Clostridium perfringens a-galactosidase // J. Food Sci. 1985. - Vol. 50, N 2. - P. 518-522.

114. Kimura S.T., Sakka K., Ohmiya K. Cloning, sequencing, and expression of the gene encoding the Clostridium stercorarium a-galactosidase Aga36A in Escherichia coli II Biosci. Biotechnol. Biochem. 2003. - Vol. 67, N 10. - P. 2160-2166.

115. Li Y.T., Li S.C., Shetlar M.R. a-Galactosidase from Diplococcus pneumoniae II Arch. Biochem. Biophys. 1963. - Vol. 103, N 3. - P. 436-442.

116. Sheinin R., Crocker B.F. The induced concurrent formation of a-galactosidase and ß-galactosidase in E. coli B1 // Can. J. Biochem. Physiol. 1961. - Vol. 39, N 1. - P. 63-71.

117. Schmid K., Schmitt R. Raffinose metabolism in Escherichia coli K 12. Purification and properties of a new a-galactosidase specified by a transmissible plasmid // Eur. J. Biochem. 1976. - Vol. 67, N 1. - P. 95-104.

118. Garro M.S., de Valdez G.F., Oliver G., de Giori G.S. Purification of a-galactosidase from Lactobacillus fermentum U J. Biotechnol. 1996. - Vol. 45, N 2. - P. 103109.

119. Garro M.S., de Valdez G.F., Oliver G., de Giori G.S. Influence of carbohydrates on the a-galactosidase activity of Lactobacillus fermenti II Curr. Microbiol. 1996. - Vol. 33, N5.-P. 302-305.

120. Schuler R. Kinetic properties of a-galactosidase from Lactobacillus fermenti II Enz. Microbial Technol. 1985. - Vol. 7, N 5. - P. 207-211.

121. Mital B.K., Shallenberger R.S., Steinkraus K.H. a-Galactosidase activity of Lactobacilli II Appl. Microbiol. 1973. - Vol. 26, N 5. - P. 783-788.

122. Akiba T., Horikoshi K. Localization of a-galactosidase in an alkalophilic strain of Micrococcus II Agric. Biol. Chem. 1978. - Vol. 42, N 11. - P. 2091-2094.

123. Hashimoto H., Goto M., Katayama C., Kitahata S. Purification and some properties of a-galactosidase from Pseudomonas fluorescens H-601 // Agric. Biol. Chem. — 1991. Vol. 55, N 11. - P. 2831-2838.

124. Blucher A., Karlsson E.N., Hoist O. Substrate-dependent production and some properties of a thermostable a-galactosidase from Rhodothermns marinus II Biotechnol. Lett. -2000. Vol. 22, N 8. - P. 663-669.

125. Post D.A., Luebke V.E. Purification, cloning, and properties of a-galactosidase from Saccharopolyspora erythraea and its use as a reporter system // Appl. Microbiol. Biotechnol.-2005. Vol. 67,N 1.-P. 91-96.

126. Bailey R.W. The intracellular alpha-galactosidase of a rumen strain Streptococcus bovis. Part-IV. Characteristics of a-galactosidase and estimation of raffinose by the enzyme preparation // Biochem. J. 1963: - Vol. 86, Pt: 3. - P: 509-514.

127. King M.R., Yernool D.A., Eveleigh D.E., Chassy B.M. Thermostable a-galactosidase from Thermotoga neapolitana: cloning, sequencing and expression // FEMS Microbiol; Lett. 1998. - Vol. 163, N l.-P. 37-42.

128. King M.R., White B.A., Blaschek H.P., Chassy B.M., Mackie, Cann I.K.O. Purification and characterization of a thermostable a-galactosidase from Thermoanaerobacterium polysaccharolyticum II J. Agric. Food Chem. 2002. - Vol. 50, N 20.-P. 5676-5682.

129. Fridjonsson O., Watzlawick H., Gehweiler A., Rohrhirsch T., Mattes R. Cloning of the gene encoding a novel thermostable a-galactosidase from Thermus brockianus ITI360 // Appl. Environ. Microbiol. 1999. - Vol. 65, N 9. - P. 3955-3963.

130. Brouns S.J.J., Smits N., Wu H., Snijders A.P.L., Wright P.C., de Vos W.M., van der Oost J. Identification of a novel a-galactosidase from the hyperthermophilic archaeon Sulfolobus solfataricus II J. Bacteriol. 2006. - Vol. 188, N 7. - P. 2392-2399.

131. Pat. US 5958751. Int. CI. CN12 15/09. Alpha-galactosidase / Murphy D., Reid J.; Assignees: Diversa Corporation, San Diego, CA 08/613220; Priority date: Mar. 08. 1996; Filed: Sep. 28. 1999.-6 p.

132. Clausen H., Hakomori S.-i. ABH and related histo-blood group antigens; immunochemical differences in carrier isotypes and their distribution // Vox Sang. 1989. -Vol. 56, N 1. — P. 1-20.

133. Wu A.M., Wu J.H., Chen Y.Y., Tsai M.S., Неф A. Forssman pentasaccharide and polyvalent Gaipi—>4GlcNAc as major ligands with affinity for Caragana arborescens agglutinin // FEBS Lett. 1999. - Vol. 463, N 3. - P. 223-230.

134. Nakajima H., Kurosaka A., Fujisawa A., Kawasaki Т., Matsuyana M., Nagayo Т., Yamashina I. Isolation and characterization of a glycoprotein from a human rectal adenocarcinoma // J. Biochem. (Tokyo). 1983. - Vol. 93, N 2. - P. 651-659.

135. Wu A.M. Carbohydrate structural units in glycosphingolipids as receptors for Gal and GalNAc reactive lectins // Neurochem. Res. 2002. - Vol. 27, N 7-8. - P. 593-600.

136. Yamamoto F., Clausen FI., White Т., Marken J., Hakomori S. Molecular genetic basis of the histo-blood group ABO system // Nature. 1990. - Vol. 345, N 6272. - P. 229233.

137. Haslam D.B., Baenziger J.U. Expression cloning of Forssman glycolipid synthetase: A novel member of the histo-blood group ABO gene family // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. - Vol. 93, N 20. - P. 10697-10702.

138. Hagen F.K., Van Wuyckhuyse В., Tabak L.A. Purification, cloning, and expression of a bovine UDP-CalNAc-polypeptide-N-acetyl-galactosaminyltransferase // J. Biol. Chem. 1993. - Vol. 268, N 25. - P. 18960-18965.

139. White Т., Bennett E.P., Takio K., Sorensen Т., Bonding* N., Clausen H. Purification and cDNA cloning of a human UDP-N-acetyl-a-D-galactosamin:polypeptide N-acetylgalactosaminyltransferase // J. Biol. Chem. 1995. - Vol. 270, N41. - P.' 24156-24165.

140. Callahan- J.W., Lassila EX., Den Tandt W., Philippart M. a-N-Acetylgalactosaminidase: isolation, properties and distribution of the human enzyme // Biochem. Med. 1973. - Vol. 7. N 3. - P. 424-431.

141. Sweeley C.C., Ledonne N.C., Robbins P.W. Post-translational processing reactions involved in the biosynthesis of lysosomal a-N-acetylgalactosaminidase in cultured human fibroblasts //Arch. Biochem. Biophys. 1983. - Vol. 223, N 1. -P. 158-165.

142. Den Tandt W.R., Scharp S. Micromethod for the fluorimetric determination of plasma N-acetyl-a-galactosaminidase and study of some of its characteristics // Enzyme and Protein. 1996. - Vol. 49, N 5-6. - P. 273-280.

143. Salvayre R., Maret A., Negre A., Douste-Blazy L. Properties of multiple molecular forms of a-galactosidase and a-N-acetylgalactosaminidase from normal and Fabry leukocytes // Eur. J. Biochem. 1979. - Vol. 100, N 2. - P. 377-383.

144. Howe C., Kabat E.A. Immunochemical studies on blood groups. XIII. The Action of enzyme from snail (Busycon) liver on blood group A and 0(H) substances (Hog) // J. Am. Chem. Soc. 1953. - Vol. 75, N 22. - P. 5542-5547.

145. Weissmann B., Hinrichsen D.F. Mammalian a-acetylgalactosaminidase. Occurrence, partial purification, and action on linkages in submaxillary mucins // Biochemistry. 1969. - Vol. 8, N 5. - P. 2034-2043.

146. Sung S.S.J., Sweely C.C. Purification and partial characterization of porcine liver a-N-acetylgalactosaminidase // J. Biol. Chem. 1980. - Vol. 255, N 14. - P. 6589-6594.

147. Weissmann B., Friederici D. Occurrence of a mammalian a-N-acetyl-D-galactosaminidase // Biochim. Biophis. Acta. 1966. - Vol. 117, N 2. - P. 498-499.

148. Isreal M., Bach G., Miyatake T., Naiki M., Suzuki K. Forssmann Hapten N-Acetil-a-D-galactosaminidase in rat brain and kidney // J. Neurochem. 1974. - Vol. 23, N 4. -P. 803-809.

149. Hata J., Dhar M., Mitra M., Harmata M., Haibach P., Sun P., Smith D. Purification and characterization of N-acetyl-a-D-galactosaminidase from Gallus domesticus II Biochem. Int. 1992. - Vol. 28, N 1. - P. 77-86.

150. Nakagawa H., Asakawa M., Enomoto N. Purification and characterization of a-N-acetylgalactosaminidase from skipjack liver // J. Biochem. 1987. - Vol. 101, N 4. - P. 855862.

151. Tuppy H., Staudenbauer W.L. The action on soluble blood group A substances of an a-N-acetylgalactosaminidase from Helixpomatia II Biochemistry. 1966. - Vol. 5, N 5. -P. 1742-1747.

152. Muramatsu T. N-Acetylhexosaminidases from a gastropod, Turbo cornutus II J. Biochem. (Tokyo). 1968. - Vol. 64, N 4. - P. 521-531.

153. Rashid H., Matsuzawa T., Satoh Y., Shiraishi T., Ando M., Sadik G., Uda Y. Purification and characterization of a-N-Acetylgalactosaminidases I and II from starfish Asterina amurensis II Biosci. Biotechnol. Biochem. 2010. - Vol. 74, N 2. - P. 256-251.

154. Sadik G, Rashid H, Itoh-Nashida T., Ishii K., Satoh Y., Shiraishi T., Uda Y. Chemical and imunological characterization of the two a-N-Acetylgalactosaminidases from squid liver // Biol. Pharm. Bull. 2009 - Vol. 32, N 8. - P 1469-1472.

155. Uda Y., Li S.C., Li Y.T. a-N-Acetylgalactosaminidase from the limpet Patella vulgate IIJ. Biol. Chem. 1977. - Vol. 252, N 15. - P. 5194-5200.

156. Chi en S.F. Purification and characterization of a-N-acetylgalactosaminidase from shrimp hepatopancreas // J. Chin. Biochem. Soc. 1986. - Vol. 15, N 1. - P. 86-96.

157. Watkins M. Enzymes of Trichomonas foetus. The action of cell-free extracts on blood-group substances and low-molecular-weight glycosides // Biochem. J. — 1959. — Vol. 71, N2.-P. 261-274.

158. Harrap G. J., Watkins M. Characterization of the enzyme from Trichomonas foetus that destroys the serological specificity of blood-group A substance // Biochem. J. 1964. -Vol. 93, N3.-P. 9p-10p.

159. Williams A.G., Withers S.E., Coleman G.S. Glycoside hydrolase of rumen bacteria and protozoa II Curr. Microbiol. 1984. - Vol. 10, N 5. - P. 287-294.

160. Hatheway C.L. Toxigenic Clostridia // Clin. Microbiol. Rev. 1990. - Vol. 3, N 1. -P. 66-98.

161. Levy G.N., Aminoff D. Purification and properties of a-N-acetylgalactosaminidase from Clostridium perfringens II J. Biol. Chem. 1980. - Vol. 255, N 24.-P. 11737-11742.

162. Hoskins L.C., Boulding E.T., Larson G. Purification and characterization of blood group A-degrading isoforms of a-N-acetylgalactosaminidase from Ruminococcus torques strain IX-70 // J. Biol. Chem. 1997. - Vol. 272, N 12. - P. 7932-7939.

163. McDonald M.J., Bahl O.P. a-N-acetylgalactosaminidase from Aspergillus niger II Methods Enzymol. 1972. -Vol. 28. -P. 734-738.

164. Kadowaki S., Ueda T., Yamamoto K., Kumagai H., Tochikura T. Isolation and characterization of a blood group A substance-degrading a-N-acetylgalactosaminidase from an Acremonium sp. // Agric. Biol. Chem. 1989. - Vol. 53, N 1. - P. 111-120.

165. Mohamad S.B., Nagasawa H., Uto Y., Hori H. Tumor cell alpha-7V-acetylgalactosaminidase activity and- its involvement in GcMAF-related macrophage activation//Comp. Biochem. Physiol. Part A.-2002.-Vol. 132, N 1.-P. 1-8.

166. Yamamoto N., Urade M. Pathogenic significance of a-N-acetylgalactosaminidase activity found in the hemagglutinin of influenza virus // Microbes Infection. 2005. - Vol. 7, N4.-P. 674-681.

167. Russell R.R.B., Aduse-Opoku B.J., Sutcliffe I.C., Tao L., Ferretti J.J. A binding protein dependent transport system in Streptococcus mutans responsible for multiple sugar metabolisms // J. Biol. Chem. 1992. - Vol. 267, N 7. - P. 4631-4637.

168. Saier M.H.J., Ghauvaux S., Cook G.M., Deutscher J., Paulsen I.T., Reizer J., Ye J.J. Catabolite repression and inducer control in Gram-positive bacteria // Microbiology. -1996. Vol. 142, Pt 2. - P. 217-230.

169. Rosenow C., Maniar M., Trias J. Regulation of the a-galactosidase activity in Streptococcus pneumoniae: characterization of the raffinose utilization system // Genome Res. -1999.-Vol. 9, N12.-P. 1189-1197.

170. Pardee A. An inducible mechanism for accumulation of melibiose in E. coli II J. Bacteriol. 1957. - Vol. 73, N 3. - P. 376-385.

171. Orskov I., Orskov F. Plasmid determined H2S character in E. coli and its relation to plasmid-carried raffinose fermentation and tetracycline resistance characters // J. Gen. Microbiol. 1973. - Vol. 77, N 2. - P. 487-499. ,

172. Prestidge L.S., Pardee A.B. A second permease for methyl-thio-P-D-galactoside in E. coliU Biochim. Biophys. Acta. 1965. - Vol. 100, N3.-P. 591-593.

173. Muiznieks I., Rostoks N., Schmitt R. Efficient control of raf gene expression by CAP and two Raf repressors that bend DNA in opposite directions // Biol. Chem. 1999. -Vol. 380, N 1.-P. 19-29.

174. Stassi D.L., Dunn J.J., Lacks S.A. Nucleotide sequence of DNA controlling expression of genes for maltosaccharide utilization in Streptococcus pneumoniae II Gene. -1982. Vol. 20, N 3. - P. 359-366.

175. Vadeboncoeur C., Pelletier M. The phosphoenolpyruvate:sugar phosphotransferase system of oral streptococci and its role in the control of sugar metabolism IIFEMS Microbiol. Rev. 1997. - Vol. 19, N 3. - P. 187-207.

176. Cvitkovitch D.C., Boyd D.A., Plamilton I.R. Regulation of sugar transport via the multiple sugar metabolism operon of Streptococcus mutans by the phosphoenolpyruvate phosphotransferase system // J. Bacteriol. 1995. - Vol. Ill, N 19. - P. 5704-5706.

177. Fridjonsson O., Watzlawick H., Mattes R. The structure of the a-galactosidase gene loci in Thermus brockianus ITI 360 and Thermus thermophilic TH125 // Extremophiles. -2000.-Vol. 4, N 1. P. 23-33.

178. Silvestroni A., Connes C., Sesma F., de Giori G.S., Piard J.C. Characterization of the melA locus for a-galactosidase in Lactobacillus plantarum II Appl. Environ. Microbiol. -2002. Vol. 68, N 11. - P. 5464-5471.

179. Boucher I., Vadeboncoeur C., Moineau S. Characterization of genes involved in the metabolism of alpha-galactosides by Lactococcus raffinolactis // Appl. Environ. Microbiol. 2003. - Vol. 69, N 7. - P. 4049-4056.

180. Hama H., Wilson T.H. Primary structure and characteristics of the melibiose carrier at Klebsiella pneumoniae II J. Biol. Chem. 1992. - Vol. 267, N 26. - P. 1837118376.

181. Sumner-Smith M., Bozzato R. P., Skipper N., Davies R.W., Hopper J.E. Analysis of the inducible MEL1 gene of Saccharomyces carlsbergensis and its secreted product, a-galactosidase (melibiase) // Gene. 1985. - Vol. 36, N 3. - P. 333-340.

182. Post-Beittenmiller M.A., Hamilton R.W., Hopper J.E. Regulation of basal and induced levels of the MEL1 transcript in Saccharomyces cerevisiae II Mol. Cell. Biol. —1984. -Vol. 4, N7.-P. 1238-1245.

183. Dey P.M., Patel S., Brownleader M.D. Induction of a-galactosidase in Penicillium ochrochloron by guar (Cyamopsis tetragonobola) gum // Biotechnol. Appl. Biochem. 1993. -Vol. 17, Pt3.-P. 361-371.

184. Zaprometova O.M., Ulezlo I.V., Lakhtin V.M. Structure and properties of Cephalosporium acremonium a-galactosidase. I I Glycoconj. J. 1990. - Vol. 7, N 4. — P. 287300.

185. Rigden D.J. Iterative database searches demonstrate that glycoside hydrolase families 27, 31, 36 and 66 share a common evolutionary origin with family 13 // FEBS Lett. — 2002.-Vol. 523, N1-3.-P. 17-22.

186. Наумов Д.Г. Филогенетический анализ а-галактозидаз семейства GH27 // Молекулярная биология. 2004. - Т. 38, № 3. - С. 463-476.

187. Naumoff D.G. GH97 is a new family of glycoside hydrolases, which is related to the a-galactosidase superfamily // BMC Genomics. 2005. - Vol. 6 - P.112-124.

188. Garman S.C., Hannick L., Zhu A., Garboczi D.N. The 1,9 A Structure of a-N-acetylgalactosaminidase: molecular basis of glycosidase deficiency diseases // Structure. -2002.-Vol. 10, N3.-P. 425-434.

189. Clark N.E., Garman S.C. The 1,9 A Structure of human a-N-acetylgalactosaminidase: the molecular basis of Schindler and Kanzaki diseases // J. Mol. Biol. 2009. - Vol. 393, N 2. - P. 435-447.

190. Fujimoto Z., Kaneko S., Momma M., Kobayashi H., Mizuno H. Crystal structure of rice a-galactosidase complexed with D-galactose // J. Biol. Chem. 2003. - Vol. 278, N 22. -P. 20313-20318.

191. Garman S.C., Garboczi D.N. The molecular defect leading to Fabry disease: structure of human a-galactosidase // J. Mol. Biol. 2004. - Vol. 337, N 2. - P. 319-335.

192. Fujimoto Z., Kaneko S., Kim W.-D., Park G.-G., Momma M., Kobayashi H. The tetramer structure of the glycoside hydrolase family 27 a-galactosidase I from Umbelopsis vinacea II Biosci. Biotechnol. Biochem. 2009. - Vol. 73, N 10. - P. 2360-2364.

193. Burstein C., Kepes A. The a-galactosidase from Escherichia coli K12 // Biochim. Biophys. Acta. 1971. - Vol. 230, N 1. - P. 52-63.

194. Raasch C., Streit W., Schanzer J., Bibel M., Gosslar U., Liebl W. Thermotoga maritima AglA, an extremely thermostable NAD(+)-, Mn2+-, and thiol-dependent a-glucosidase // Extremophiles. 2000. - Vol. 4, N 4. - P. 189-200.

195. Thompson J., Ruvinov S.B., Freedberg D.I., Flail B.G. Cellobiose-6-phosphate hydrolase (CelF) of Escherichia coli: Characterization and assignment to the unusual family 4 of glycosylhydrolases // J. Bacterid. 1999. - Vol. 181, N 23. - P. 7339-7345.

196. Bouma C.L., Reizer J., Reizer A., Robrish S.A., Thompson J. 6-Phospho-a-D-glucosidase from Fiisobacterium mortiferum: cloning, expression, and assignment to family 4 of the glycosylhydrolases // J. Bacteriol. 1997. - Vol. 179, N 13. - P. 4129-4137.

197. Bibel M., Brettl C., Gosslar U., Kriegshauser G., Liebl W. Isolation and analysis of genes for amylolytic enzymes of the hyperthermophilic bacterium Thermotoga maritima II FEMS Microbiol. Lett. 1998. - Vol. 158, N 1. - P. 9-15.

198. Thompson J., Hess S., Pikis A. Genes malh and pagl of Clostridium acetobutylicum ATCC 824 encode NAD+- and Mn2+-dependent phospho-a-glucosidase(s) // J. Biol. Chem. 2004. - Vol. 279, N 5. - P. 1553-1561.

199. Lodge J.A., Maier T., Liebl W., Hoffmann V., Strater N. Crystral structure of Thermotoga maritima a-glucosidase AglA defines a new clan of NAD+-dependent glycosidases // J. Biol. Chem. 2003. - Vol. 278, N21.- P. 19151-19158.

200. Varrot A., Yamamoto H., Sekiguchi J., Thompson J., Davies G.J. Crystallization and preliminary X-ray analysis of the 6-phospho-a-glucosidase from Bacillus subtilis II Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 1999i - Vol. 55, Pt 6. - P. 1212-1214.

201. Yip V.L.Y., Withers S.G. Mechanistic analysis of the unusual redox-elimination sequence employed by Thermotoga maritima BglT: a 6-phospho-P-glucosidase from glycoside hydrolase family 4 // Biochemistry. 2006. - Vol. 45, N2.-P: 571-580.

202. Yip V.L.Y., Thompson J., Withers S.G. Mechanism of GlvA from Bacillus subtilis: a detailed kinetic analysis of a 6-phospho-a-glucosidase from glycoside hydrolase family 4II Biochemistry. 2007. - Vol. 46, N 34. - P. 9840-9852.

203. He X., Thorson J.S., Liu H.W. Probing the coenzyme and substrate binding events of CDP-D-glucose 4,6-dehydratase: Mechanistic implications // Biochemistry. 1996. - Vol. 35, N 15.-P. 4721-4731.

204. Gatzeva-Topalova P.Z., May A.P., Sousa M.C. Structure and mechanism of ArnA: Conformational change implies ordered dehydrogenase mechanism in key enzyme for polymyxin resistance // Structure. 2005. - Vol. 13, N 6. - P. 929-942.

205. Fiala G., Stetter K.O. Pyrococcus furiosus sp. nov. represents a novel genus of marine heterotrophic archaebacteria growing optimally at 100°C // Arch. Microbiol. 1986. -Vol. 145, N 1.-P. 56-61.

206. Kengen S.W.M., Luesink E.J., Stams A.J.M., Zehnder A.J. Purification and characterization of an extremely thermostable (3-glucosidase from the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus 11 Eur. J. Biochem. 1993. - Vol. 213, N 1. - P. 305-312.

207. Gueguen Y., Voorhorst W.G.B., van der Oost J., de Vos W.M. Molecular and biochemical characterization of an endo-P-l,3-glucanase of the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus II J. Biol. Chem. 1997. - Vol. 272, N 50. - P. 31258-31264.

208. Imamura H., Fushinobu S., Yamamoto M., Kumasaka T., Jeon B.S., Wakagi T., Matsuzawa H. Crystal structures of 4-a-glucanotransferase from Thermococcus litoralis and its complex with an inhibitor II J. Biol. Chem. -2003. Vol. 278, N 21. -P. 19378-19386.

209. Davies G.J., Gloster T.M., Henrissat B. Recent structural insights into the expanding world of carbohydrate-active enzymes // Curr. Opin. Struct. Biol. — 2005. — Vol. 15,N6.-P. 637-645.

210. Comstock L.E., Coyne M.J. Bacteroides thetaiotaomicron: a dynamic, niche-adapted human symbiont // Bioessays. 2003. - Vol. 25, N 10. - P. 926-929.

211. Xu J., Bjursell M.K., Himrod J., Deng S., Carmichael L.K., Chiang H.C., Hooper L.V., Gordon J.I. A genomic view of the human -Bacteroides thetaiotaomicron symbiosis // Science. 2003. - Vol. 299, N 5615. - P. 2074-2076.

212. Zocco M.A., Ainora M.E., Gasbarrini G., Gasbarrini A. Bacteroides thetaiotoamicron in the gut: molecular aspects of their interaction // Dig. Liver Dis. 2007. -Vol. 39, N8. -P. 707-712.

213. D'Elia J.N., Salyers A.A. Contribution of a neopullulanase, a pullulanase, and an a-glucosidase to growth of Bacteroides thetaiotaomicron on starch // J. Bacterid. — 1996. — Vol. 178, N24.-P. 7173-7179.

214. Reeves A.R., Wang G.-R., Salyers A.A. Characterization of four outer membrane proteins that play a role in utilization of starch by Bacteroides thetaiotaomicron II J. Bacteriol. 1997. - Vol. 179, N 3. - P. 643-649.

215. Cho K.H., Cho D., Wang G.-R., Salyers A.A. New regulatory gene that contributes to control of Bacteroides thetaiotaomicron starch utilization genes // J. Bacteriol. -2001.-Vol. 183, N24.-P. 7198-7205.

216. Juers D.H., Heightman T.D., Vasella A., McCarter J.D., Mackenzie L., Withers S.G., Matthews B.W. A structural view of the action of Escherichia coli (lacZ) p-galactosidase II Biochemistry. 2001. - Vol. 40, N 49. - P. 14781-14794.

217. Selwood T., Sinnott M.L. A solvent-isotope-effect study of proton transfer during catalysis by Escherichia coli (lacZ) P-galactosidase // Biochem. J. 1990. - Vol. 268, N 2. — P. 317-323.

218. Sinnott M.L., Withers S.G. The necessity of magnesium cation for acid assistance of aglycone departure in catalysis by Escherichia coli (lacZ) P-galactosidase // Biochem. J. -1978. Vol. 175, N 2. - P. 539-546.

219. Waldroup P.W., Keen C.A., Yan F., Zhang K. The effect of levels of a-galactosidase enzyme on performance of broilers fed diets based on corn and soybean meal // J. Appl. Poult. Res. -2006. Vol. 15, N 1. - P. 48-57.

220. Waldroup P.W., Fritts C.A., Keen C.A., Yan F. The effect of a-galactosidase enzyme with and without Avizyme 1502 on performance of broilers fed diets based on corn and soybean meal // Int. J. Poult. Sci. 2005. - Vol. 4, N 12. - P. 920-937.

221. Ghazi S., Rooke J.A., Galbraith H. Improvement of the nutritive value of soybean meal by protease and a-galactosidase treatment in broiler cockerels and broiler chicks // Br. Poult. Sci. -2003. Vol. 44, N 3. - P. 410-418.

222. Ganter C., Bock A., Buckel P., Mattes R. Production of thermostable, recombinant a-galactosidase suitable for raffinose elimination from sugar-beet syrup // J. Biotechnol. -1988.- Vol. 8, N 4. -P. 301-310.

223. Cruz R., Park Y.K. Production of fungal a-galactosidase and its application to the hydrolysis of galacto-oligosccharides in soybean milk // J. Food. Sci. 1982. — Vol. 47, N 6. -P. 1973-1975.

224. Tayal A., Pai V.B., Khan S.A. Rheology and microstructural changes during enzymatic degradation of a guarborax hydrogel // Macromolecules. — 1999. — Vol. 32, N 17. -P. 5567-5574.

225. Soin B., Vial S.M., Friend P.J. Xenotransplantation // Br. J. Surgery. 2000. -Vol. 87,N2.-P. 138-148.

226. Ezzelarab M., Cooper D.K.C. Reducing Gal expression on the pig organ a retrospective review // Xenotransplantation. - 2005. - Vol. 12, N 3. - P. 278-285.

227. Naundorf A., Ajisaka K. Purification of a-N-acetyl-galactosaminidase from Aspergillus niger and its use in the synthesis of GalNAc-a-(l—>0)-serine // Enz. Microbial. Technol. 1999. - Vol. 25, N 6. - P. 483-488.

228. Olsson M.L., Hill C.A., de laVega H., Liu Q.P., Stroud M.R., Valdinocci J., Moon S., Clausen H., Kruskall M.S. Universal red blood cells-enzymatic conversion of blood groupA andB antigens // Transfus. Clin. Biol.-2004.-Vol. 11,N l.-P. 33-39.

229. Landsteiner K. Zur Kenntnis der antifermentativen, lytischen und agglutinierenden Wirkungen des Blutserums und der Lymphe // Zbl. Bakt. 1900. - Vol. 27. - P. 357-362. L(ht. no 282.

230. Watkins W.M. The ABO blood group system: historical background // Transfus. Med. -2001. Vol. 11, N 4. - P. 243-265.

231. Honig C.L., Bove J.R. Transfusion-associated fatalities: review of bureau of biologies reports 1976-1978 // Transfusion. 1980. - Vol. 20, N 6. - P. 653-661.

232. Sazama K. Reports of 355 transfusion-associated deaths: 1976 through 1985 // Transfusion. 1990. - Vol. 30, N 7. - P. 583-590.

233. Ravn V., Dabelsteen E. Tissue distribution of histo-blood group antigens // APMIS.-2000.-Vol. 108,N l.-P. 1-28.

234. Hakomori S. Antigen structure and genetic basis of histo-blood groups A, B and O: their changes associated with human cancer // Biochem. Biophis. Acta. 1999. - Vol. 1473,N l.-P. 247-266.

235. Yamamoto F., Clausen H., White T., Marken J., Hakomori S. Molecular genetic basis of the histo-blood group ABO system // Nature. 1990. - Vol. 345, N 6272. - P. 229233.

236. Schachter H., Michaels M.A., Tilley C.A., Crookston M.C., Crookston J.H. Qualitative differences in the N-acetyl-D-galactosaminyltransferases produced by human Ai and A2 genes // Proc. Natl. Acad. Sci. 1973. - Vol. 70, N 1. - P. 220-224.

237. Chester M.A., Olsson M.L. The ABO blood group gene a locus of considerable genetic diversity//Transfus. Med. Rev. -2001. -Vol. 15, N4.-P. 177-200.

238. Olsson M.L., Clausen H. Modifying the red cell surface: towards an- ABOuniversal blood supply//Br. J. Haematol. -2007. Vol. 140, N 1. - P. 3-12.

239. Garratty G. Modulating the red cell membrane to produce universal/stealth donor red cells suitable for transfusion // Vox Sang. 2008. - Vol. 94, N 2. - P. 87-95.

240. Goldstein J., Siviglia G., Hurst R., Lenny L., Reich L. Group B erythrocytes enzymatically converted to group O survive normally in A, B, and O individuals // Science. -1982.-Vol. 215, N4529.-P. 168-170.

241. Morgan W.T.J. The human ABO blood group substances // Experientia. 1947. -Vol. 3, N 7. -P. 257-267.

242. Morgan W.T., Watkins W.M. Unravelling the biochemical basis of blood group ABO and Lewis antigenic specificity // Glycoconj. J. 2000. - Vol. 17, N 7-9. - P. 501-530.

243. Zarnitz M.L., Kabat E.A. Immunochemical studies on blood groups. XXV. The action of coffee beans a-galactosidase on blood group B and BPi substances // J. Am. Chem. Soc. 1960. - Vol. 82, N 15. - P. 3953-3957.

244. Yatziv S., Flowers H.M. Action of a-galactosidase on glycoprotein from human B-erythrocytes II Biochem. Biophys. Res. Comm. 1971. - Vol. 45, N 2. - P. 514-518.

245. Harpaz N., Flowers H.M., Sharon N. Studies on B-antigenic sites of human erythrocytes by use of coffee bean a-galactosidase // Arch. Biochem. Biophys. 1975. - Vol. 170.-P. 676-683.

246. Goldstein J. Conversion of ABO blood groups // Transfus. Med. Rev. — 1989. -Vol. 3, N 3. -P. 206-212.

247. Harpaz N., Flowers H.M., Sharon N. Purification of coffee bean a-galactosidase by affinity chromatography // Biochem. Biophys. Acta. 1974. - Vol. 341, N 1. -P. 213-221.

248. Hobbs L., Mitra M., Phillips R., Smith D. The activity of blood type B specific exoglycosidase from Glycine max II Clin. Chim. Acta. 1996. - Vol. 247, N1-2. - P. 7-21.

249. Davis M.O., Hata D.J., Johnson S.A., Walker J.C., Sminh D.S. Cloning, expression and characterization of a blood group B active recombinant a-D-galactosidasefrom soybean (Glycine max) // Biochem. Mol. Biol. Intern. 1996. - Vol. 39, N. 3. - P. 471485.

250. Chien S.-F., Chen S.-H., Chien M.-Y. Cloning, expression, and characterization of rice a-galactosidase // Plant. Mol. Biol. Rep. 2008. - Vol. 26, N 3. - P. 213-224.

251. Oishi K., Aida K. Blood group substance-degrading enzymes obtained from Streptomyces sp. Part II. Purification and characteristics of a-galactosidase from Streptomyces 9917S // Agric. Biol. Chem. 1972. - Vol. 36, N 4. - P. 578-587.

252. Pat. US 4427777. Int. CI. C12N 05/00. Enzymatic conversion of red cells for transfusion / Goldstein J.; Assignees: New York Blood Center INC. 292558; Priority date: 14.08.1980; Filed: Jan. 24. 1984. - 8 p.

253. Hsieh H.Y., Mitra M., Wells D.C., Smith D. Purification and characterization of a-N-acetylgalactosaminidase from Clostridium perfringens IIIUBMB Life. 2000. - Vol. 50, N 2.-P. 91-97.

254. Calcutt M.J., Hsieh H.Y., Chapman L.F., Smith D.S. Identification, molecular cloning and expression of an a-N-acetylgalactosaminidase gene from Clostridium perfringens I IFEMS Microbiol. Lett. 2002. - Vol. 214, N 1. - P. 77-80.

255. Hsieh H.Y., Smith D. Clostridium perfringens a-Nacetylgalactosaminidase blood group A2-degrading activity // Biotechnol. Appl. Biochem. 2003. - Vol. 37, Pt 2. - P. 157163.

256. Goldstein J. Preparation of transfusable red cells by enzymatic conversion // Prog. Clin. Biol. Res. 1984. - Vol. 165. - P. 139-157.

257. Zhu A., Monahan C., Wang Z.K., Goldstein J. Expression, purification, and characterization of recombinant a-N-acetylgalactosaminidase produced in the yeast Pichia pastoris II Protein Expr. Purif. 1996. - Vol. 8, N 4. - P. 456-462.

258. Hoskins L.C., Boulding E.T. Changes in immunologic properties of group A RBCs during treatment with an A-degrading exo-a-Nacetylgalactosaminidase // Transfusion. -2001.-Vol. 41, N 7.-P. 908-916.

259. Izumi K., Yamamoto K., Tochikura T., HirabayashiY. Serological study using a-N-acetylgalactosaminidase from Acremonium sp. // Biochim. Biophys. Acta. 1992. - Vol. 1116, N 1. -P. 72-74.

260. Ashida H., Tamaki H., Fujimoto T., Yamamoto K., Kumagai H. Molecular cloning of cDNA encoding a-N-acetylgalactosaminidase from Acremonium sp. and its expression in yeast // Archiv. Biochem. Bioph. 2000. - Vol. 384, N 2. - P. 305-310.

261. Percival E. Sulfated polysaccharides containing neutral sugars // Chemistry and Enzymology of Marine Algal Polysaccharides / Ed. R.H. McDowell London : Academic Press.-1967.-P. 157-164.

262. Painter T.J. Algal polysaccharides // The Polysaccharides / Ed. G.O. Aspinal -London : Academic Press. 1983. - Vol. 2. - P. 195-285.

263. Kloareg В., Quatrano R.S. Structure of cell walls of marine algae and ecophysiological functions of the matrix polysaccharides // Oceanogr. Mar. Biol. Annu. Rev. -1988.-Vol. 26.-P. 259-315.

264. Berteau O., Mulloy B. Sulfated fiicans, fresh perspectives: structures, functions, and biological properties of sulfated fiicans and an overview of enzymes active toward this class of polysaccharide // Glycobiology. 2003. - Vol. 13, N 6. - P. 29R-40R.

265. Усов А.И., Билан М.И. Фукоиданы сульфатированные полисахариды бурых водорослей // Успехи химии. - 2009. - Т. 78, № 8. - С. 846-862.

266. Облучинская Е.Д., Воскобойников Г.М., Галынкин В.А. Содержание альгиновой кислоты и фукоидана в фукусовых водорослях Баренцева моря // Прикл. биохим. микробиол. 2002. - Т. 38, № 2. - С. 213-216.

267. Ribeiro А.С., Vieira R.P. Mourao P.A.S., Mulloy В. A sulfated a-L-fucan from-sea cucumber // Carbohydr. Res. 1994. - Vol. 255. - P. 225-240.

268. Alves A.C., Mulloy В., Diniz J.A., Mourao P.A.S. Sulfated polysaccharides from the egg jelly layer are species-specific inducers of acrosomal reaction in sperms of sea urchins // J. Biol. Chem. 1997. - Vol. 272, N 11. - P. 6965-6971.

269. Alves A.-P., Mulloy В., Moy G.W., Vacquier V.D., Mourao P.A.S. Females of the sea urchin Strongylocen.trotus purpuratus differ in the structures of their egg jelly sulfated fucans // Glycobiology. 1998. - Vol. 8, N 9. - P. 939-946.

270. De Angelis P.L., Glabe C.G. Polysaccharide structural features that are critical for the binding of sulfated fucans to bindin, the adhesive protein from sea urchin sperm // J. Biol. Chem. 1987. - Vol. 262, N 29. - P. 13946-13952.

271. Ellouali M., Boisson-Vidal С., Durand P., Jozefonvicz J. Antitumor activity of low molecular weight fucans extracted from brown seaweed Ascophyllum nodosum // Anticancer Res. 1993. - Vol. 13, N 6A. - P. 2011 -2019.

272. Yámamoto I., Takahashi M., Suzuki Т., Seino H., Mori H. Antitumor effect of seaweeds. IV. Enhancement of antitumor activity by sulfation of a crude fucoidan fraction fromSargassum Jgellmanianum //Jpn. J. Exp. Med. 1984.-Vol. 54, N4.-P. 143-151.

273. Запорожец T.C., Беседнова H.H., Лоенко Ю.Н. Антибактериальная и иммуномодулирующая активность фукоидана // Антибиот. химиотер. 1995. - Т. 40, № 1.-С. 9-13.

274. Hirmo S., Utt М., Ringner M.,Wadstrom Т. Inhibition of heparan sulfate and other glycosaminoglycans binding to Helicobacter pylori by various polysulfated carbohydrates // FEMS Immunol. Med. Microbiol. 1995. - Vol. 10, N 3-4. - P. 301-306.

275. Lee J.-B., Hayashi K., Hashimoto M., Nakano Т., Hayashi T. Novel antiviral fucoidan from sporophyll of Undaria pinnatifida (Mekabu) // Chem. Pharm. Bull. 2004. -Vol. 52,N9.-P. 1091-1094.

276. Adhikari U., Mateu C.G., Chattopadhyay K., Pujol C.A. Damonte E.B., Ray B. Structure and antiviral activity of sulfated fucans from Stoechospermum marginatum II Phytochemistry. 2006. - Vol. 67, N 22. - P. 2474-2482.

277. Mourao P.A.S. Use of sulfated fucans as anticoagulant and antithrombotic agents: future perspectives // Curr. Pharm. Des. 2004. - Vol. 10, N 9. - P. 967-981.

278. Matsui M.S., Muizzuddin N., Arad S., Marenus K. Sulfated polysaccharides from red microalgae have anti-inflammatory properties in vitro and in vivo II Appl. Biochem. Biotechnol.-2003. -Vol. 104, N 1.-P. 13-22.

279. Семенов А.И., Мазуров A.B., Преображенская M.E. Сульфатированные полисахариды как ингибиторы рецепторной активности Р-селектинов и Р-селектин-зависимой инфламматации // Вопр. мед. химии. 1999. - Т. 2, №2. - С. 135-143.

280. Zen К., Liu Y., Cairo D., Parkos C.A. CD 1 lb/CD 18-dependent interactions of neutrophils with intestinal epithelium are mediated by fiicosylated proteoglycans // J. Immunol. -2002. Vol. 169, N 9. - P. 5270-5278.

281. Zhang X.W., Liu Q., Thorlacius H. Inhibition of selectin function and leukocyte rolling protects against dextran sodium sulfate-induced murine colitis // Scand. J. Gastroenterol. -2001. Vol. 36, N 3. - P. 270-275.

282. Millet J., Jouault S.C., Mauray S., Theveniaux J., Sternberg C., Vidal C.B., Fischer A.M. Antithrombotic and anticoagulant activities of a low molecular weight fucoidan by the subcutaneous route // Thromb. Haemost. 1999. - Vol. 81, N 3. - P. 391-395.

283. Nishino Т., Yamauchi Т., Horie M., Nagumo Т., Suzuki H. Effects of a fucoidan on the activation of plasminogen by u-PA and t-PA // Thromb. Res. 2000. - Vol. 99, N 6. -P. 623-634.

284. Soeda S., Ohmagari Y., Shimeno H., Nagamatsu A. Preparation of aminated fucoidan and its evaluation as an antithrombotic and antilipemic agent // Biol. Pharm. Bull. -1994. Vol. 17, N 6. - P. 784-788.

285. Boisson-Vidal C., Chaubet F., Chevolot L., Sinquin C., Theveniaux J., Millet J., Sternberg C., Mulloy В., Fischer A.M. Relationship between antithrombotic activities of fucans and their structure // Drug Dev. Res. 2000. - Vol. 51; N 4. - P. 216-224.

286. Grauffel V., Kloareg В., Mabeau S., Durand P., Jozefonvicz J. New natural polysaccharides with potent antithrombic activity: fucans from brown algae // Biomaterials. -1989. Vol. 10, N 6. - P. 363-368.

287. Nishino Т., Aizu Y., Nagumo T. The influence of sulfate content and molecular weight of a fucan sulfate from the brown seaweed Ecklonia kurome on its antithrombin activity // Thromb. Res. 1991. - Vol. 64, N 6. - P. 723-731.

288. Springer G.F.,Wurzel H.A., McNeal G.M.J., Ansell N.J., Doughty M.F. Isolation of anticoagulant fractions from crude fucoidin // Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1957. - Vol. 94, N2.-P. 404-409.

289. Shibata H., Kimura-Takagi I., Nagaoka M., Hashimoto S., Aiyama R., Iha M., Ueyama S., Yokokura T. Properties of fucoidan from Cladosiphon okamnranus tokida in gastric mucosal protection // BioFactors. 2000. - Vol. 11, N 4. - P. 235-245.

290. Запорожец T.C., Иванушко JI.А., Звягинцева Т.Н., Молчанова В.Н., Беседнова Н.Н., Эпиггейн Л.М. Цитокинкоррегирующая активность биополимеров морских гидробионтов // Медицинская иммунология. 2004. - Т. 6, № 1-2, - С. 89-91.

291. Blondín С., Fischer Е., Boisson-Vidal С., Kazatchkine M.D., Jozefonvicz J. Inhibition of complement activation by natural sulfated polysaccharides (fucans) from brown seaweed // Mol. Immunol. 1994. - Vol. 31, N 4. - P. 247-253.

292. Макаренкова И.Д., Компанеец Г.Г., Запорожец Т.С. Ингибирование адгезии патогенных микроорганизмов на эукариотических клетках // Журн. микробиол. 2006. -№ 3. - С. 121-125.

293. Hahnenberger R., Jakobson A.M. Antiangiogenic effect of sulphated glycosaminoglycans and polysaccharides in the chick embryo chorioallantoic membrane // Glycoconj. J. 1991. - Vol. 8, N 4. - P. 350-353.

294. Koyanagi S., Tanigawa N., Nakagawa H., Soeda S., Shimeno H. Oversulfation of fucoidan enhances its antiangiogenic and antitumor activities // Biochem. Pharmacol. — 2003. -Vol. 65, N2.-P. 173-179.

295. Folkman J. Tumor angiogenesis // Adv. Cancer Res. 1974. - Vol. 19. - P. 331358.

296. Кузнецова T.A., Шевченко H.M., Звягинцева Т.Н., Беседнова Н.Н. Биологическая активность фукоиданов из бурых водорослей перспективы их применения в медицине // Антибиотики и химиотерапия. 2004. - Т. 49, № 5. - С. 2430.

297. Zhuang C., Itoh H., Nishino Т., Itoh H. Antitumor active fucoidan from brown seaweed Umitoranoo (Sargassum thunbergii) II Biosci. Biotech. Biochem. 1995. - Vol. 59, N4.-P. 563-568.

298. Maruyama H., Tamauchi H., Hashimoto M., Nakano T. Antitumor activity and immune response of Mekabu fucoidan extracted from sporophyll of Undaria pinnatifida II In Vivo. 2003. - Vol. 17, N 3. - P. 245-249.

299. Haroun-Bouhedja F., Ellouali M., Sinquin C., Boisson-Vidal С. Relationship between sulfate groups and biological activities of fucans // Thromb. Res. 2000. - Vol. 100, N5.-P. 453-459.

300. Vischer P., Buddecke E. Different action of heparin and fucoidan on arterial smooth muscle cell proliferation and thrombospondin and fibronectin metabolism // Eur. J. Cell. Biol. 1991. - Vol. 56, N 2. - P. 407-414.

301. Honya M., Mori H., Anzai M., Araki Y., Nisizawa K. Monthly changes in the content of fucans, their constituent sugars and sulphate in cultured Laminaria japónica II Hydrobiologia.- 1999.-Vol. 398/399.-P. 411-416.

302. Усов А.И., Смирнова Г.П., Билан М.И., Шашков А.С. Полисахариды водорослей. 53. Бурая водоросль Laminaria saccharina (L.) Lam. как источник фукоидана // Биоорган, химия. 1998. - Т. 24, № 5. - С. 437-445.

303. Bilan M.I., Grachev A.A., Ustuzhanina N.E., Shashkov A.S., Nifantiev N.E., Usov A.I. A highly regular fraction of a fucoidan from the brown seaweed Fucus distichus L. // Carbohydr. Res. 2004. - Vol. 339, N 3. - P. 511-517.

304. Fitton J.H. Fucoidans: Healthful saccharides from the sea // GlycoSci. Nutr. -2005.-Vol 6, N 1. P. 1-6.

305. Bilan M.I., Grachev A.A., Ustuzhanina N.E., Shashkov S., Nifantiev N.E., Usov A.I. Structure of a fucoidan from the brown seaweed Fucus evanescens II Carbohydr. Res. — 2002. Vol. 337, N 8. - P. 719-730.

306. Chevolot L., Mulloy В., Ratiscol J., Foucault A., Colliect-Jouault S. A disaccharide repeat unit is the major structure in fucoidans from two species of brown algae // Carbohydr. Res. 2001. - Vol. 330, N 4. - P. 529-530.

307. Chizov A.O., Dell A., Morris PI.R., Plaslam S.M., McDowell R.C., Shashkov A.S., Nifant'ev N.E., Khatuntseva E.A., Usov A.I. A study of fucoidan from brown seaweed Chorda filum // Carbohydr. Res. 1999. - Vol. 320, N 1-2. - P. 108-119.

308. Nagaoka M., Shibata H., Kimura-Tagaki I., Hashimoto S., Kimura K., Makino Т., Aiyamo R., Ueyama S., Yokokura T. Structural study of fucoidan from Cladosiphon okamuranus (Tokida) // Glycoconj. J. 1999. - Vol. 16, N 1. - P. 19-26.

309. Patankar M.S., Oehninger S., Barnett Т., Williams R.L., Clark G.F. A revised structure for fucoidan may explain some of its biological activities // J. Biol. Chem. 1993. -Vol. 268, N 29. - P. 21770-21776.

310. Sakai Т., Kawai Т., Kato I. Isolation and characterization of a fucoidan-degrading marine bacterial strain and its fucoidanase // Mar. Biotechnol. 2004. - Vol. 6, N 4. - P. 335346.

311. Ponce N.M.A., Pujol C.A., Damonte E.B., Flores M.L., Stortz C.A. Fucoidans from the brown seaweed Adenocytis utricularis: extraction methods, antiviral activity and structural studies // Carbohydr. Res. 2003. - Vol. 338, N 2. - P. 153-165.

312. Шевченко H.M., Анастюк С.Д., Герасименко Н.И., Дмитринок П.С., Звягинцева Т.Н. Полисахаридный и липидный соства бурых водорослей Laminaria gurjanovae /УБиоорган. химия. — 2007. — Т. 33, № 1. С. 96-107.

313. Descamps V., Colin S., Lahaye M., Jam M., Richard C., Potin P., Barbeyron Т., Yvin J.-C., Kloareg B. Isolation and culture of a marine bacterium degrading the sulfated fucans from marine brown algae // Mar. Biotechnol. 2006. - Vol. 8, N 1. - P. 27-39.

314. Venkateswaran P.S., Millman I., Blumberg B.S. Interaction of fucoidan- from Pelvetia fastigiata with surface antigen of hepatitis В and woodchuck hepatitis viruses // Planta Med. 1989. - Vol. 55, N 3. - P. 265-270.

315. Main A.J., Percival E. Carbohydrates of the brown seaweed Himanthalia lorea and Bifurcaría bifurcata: Part II. Structural studies of the «fiicans»// Carbohydr. Res. — 1973. -Vol. 26, N 1. P. 147-161.

316. Giordano A., Andreotti G., Tramice A., Trincone A. Marine glycosyl hydrolases in the hydrolysis and synthesis of oligosaccharides // Biotechnol. J. 2006. - Vol. 1, N 5. - P. 511-530.

317. Thanassi N.M., Nakada H.I. Enzymic degradation of fucoidan by enzymes from the hepatopancreas of abalone, Haliotus species // Arch. Biochem. Biophys. 1967. Vol. 118, N l.-P. 172-177.

318. Фудзикава Т., Коябу P., Вада M. Ферменты гепатопанкреаса Abalone, деградирующие фукоидан. Неочищенный фермент и фракция, не адсорбирующаяся на СМ-целлюлозу // (перевода яп. яз.) Nippon Nogeikagaku Kaishi. 1979. - Vol. 53, N 1. -P. 87-95.

319. Kitamura K., Matsuo M., Yasui T. Enzymatic degradation of fucoidan by fiicoidanase from the hepatopancreas of Patinopecten yessoensis II Biosci. Biotechnol. Biochem. 1992. - Vol. 56, N 3. - P. 490-494.

320. Aleksander C.G., Cutler R.L., Yellowless D. Studies on the composition and enzyme content of the crystalline style of Telescopium telescopium (L.) (Gastropoda) // Сотр. Biochem. Physiol. 1979. - Vol. 64B, N 1. - P. 83-89:

321. Gonzalez J.M., Weiner R.M. Phylogenetic characterization of marine bacterium strain 2-40, a degraded of complex polysaccharide // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. -Vol. 50, Pt2. - P. 831-834.

322. Sakai Т., Kimura H., Kato I. A marine strain of Flavobacteriaceae utilizes brown seaweed fucoidan // Mar. Biotechnol. 2002. - Vol. 4, N 4. - P. 399-405.

323. Sakai Т., Ishizuka K., Kato I. Isolation and characterization of a fucoidan-degrading marine bacterium // Mar. Biotechnol. 2003. - Vol. 5, N 5. - P. 409-416.

324. Furukawa S., Fujikawa Т., Koga D., Ide A. Purification and some properties of exo-type fucoidanases from Vibrio sp. N-5 // Biosci. Biotechnol. Biochem. 1992. — Vol. 56, N 11.-P. 1829-1834.

325. Бурцева Ю.В., Кусайкин М.И., Сова B.B., Шевченко Н.М., Скобун С.А., Звягинцева Т.Н. Распространение фукоиданаз и некоторых гликозидаз среди морских безпозвоночных // Биология моря. 2000. - Т. 26, № 6. - С. 429-432.

326. Pat. US 6720419. Int. CI. C08B 37/00P. Sulfated focan oligosaccharide / Sakai Т., Amarume H., Kawai Т., Kojima K., Shimanaka K., Ikai K., Kato I.; Assignee: Takara Bio INC. JP 2001-325960, Priority date: Oct. 24. 2001; Filed: Apr. 13. 2004. - 8 p.

327. Sakai T.} Ishizuka К., Shimanaka К., Ikai К., Kato I. Structures of oligosaccharides derived from Cladosiphon okamuramis fucoidan by digestion with marine bacterial enzymes 11 Mar. Biotechnol. 2003. - Vol. 5, N 6. - P. 536-544.

328. Barbeyron Т., L'Haridon S., Michel G., Gzjzek M. Description of Mariniflexile fucanivorans sp. Nov., a marine Flavobacteriaceae that degrades sulphated fiicans from brown algae // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008. - Vol. 58, Pt. 9. - P. 2107-2113.

329. Sakai Т., Kimura H., Kato I. Purification of sulfated fucoglucuronomannan lyase from bacterial strain of Fucobacter marina and study of appropriate conditions for its enzyme digestion//Mar. Biotechnol. -2003. -Vol: 5, N4. -P. 380-387.

330. Алексеева C.A., Бакунина И.Ю., Недашковская О.И., Исаков В.В., Михайлов И.И., Звягинцева Т.Н. Внутриклеточные альгинолитические ферменты морской бактерии Pseudoalteromonas citrea KMM. 3297 // Биохимия. 2004. - Т. 64, Вып. 3. - С. 328-337.

331. Elyakov G.B., Kuznetsova Т.А., Stonik V.A., Mikhailov V.V. New trends of marine biotechnology development // Pure Appl. Chem: 1994. - Vol: 66, N 4.-P. 811-818.

332. Михайлов B.B., Терентьев JI.JI., Терентьева H.A. Морские микроорганизмы и их ферменты / Отв. ред. В.Ф. Гальченко; РАН. Дальневост. отд-ние. Тихоокеан. ин-т биоорган, химии. Владивосток : Дальнаука. - 2004. — 230 с.

333. Arrigo K.R. Marine microorganisms and global nutrient cycles // Nature. 2005. -Vol. 437, N 7057.-P. 349-355.

334. Мишустина И.Е., Щеглова И.К., Мицкевич И.Н. Морская микробиология / Отв. ред. М.В. Ильченко; Далневост. гос. ун-т. -Владивосток : Изд-во ДВГУ. 1985. —184 с.

335. Chorst R.J. Microbial enzymes in equatic environment // Microbial enzymes in equatic environment / Ed. R.J. Chrost. New York : Springer. - 1991. - P. 47-78.

336. Иванова Е.П., Бакунина И.Ю., Горшкова Н.М., Романенко JI.A., Михайлов В.В., Елякова Л.А., Парфенова В.В. Распространение хитин-деградирующих ферментов среди морских и пресноводных микроорганизмов // Биология моря. 1992. - № 3-4. - С. 69-75.

337. Sugano Y., Nadae Н., Inagaki К. Yamamoto Т., Terada Т., Yamazaki Y. Production and characteristics of some new P-agarases from a marine bacterium Vibrio sp. strain JT0107 // J. Ferment. Bioeng. 1995. - Vol. 79, N 6. - P. 549-554.

338. Сова B.B., Елякова JLA., Иванова Е.П., Федосов Ю.В., Михайлов В.В. Индуцированная Р-1,3-глюканаза из морской бактерии Alteromonas sp. // Биохимия. -1994. Т. 59, Вып. 9. - С. 1369-1377.

339. Stonier R.Y., Pallerony N.J., Doudoroff М. The aerobic pseudomonads: a taxonomic study // J. Gen. Microbiol. 1966. - Vol. 49, N 2. - P. 159-271.

340. Baumann L., Baumann P., Mandel M., Allen R. D. Taxonomy of aerobic marine eubacteria //J. Bacterid. 1972. - Vol. 110, N 1. - P. 402-429.

341. Михайлов В.В., Кочкин А.В., Иванова Е.П. Сравнительное изучение микроорганизмов мидии и среды её обитания // Микробиология. 1988. - Т. 57, Вып. 1. -С. 158-159.

342. Иванова Е.П., Фролова Г.М., Михайлов В.В., Горшкова Н.М. Направленный скрининг щелочных фосфатаз бактериального происхождения // Прикл. биохим. микробиол- 1992. Т. 28, Вып. 3. - С. 726-730.

343. Austin В. Taxonomy of marine microorganisms // Marine microbiology. -Cambridge : Cambridge Univ. Press. 1988. - 223 p.

344. Akagawa-Matsushita M., Matsuo M., Koga Y., Yamasato K. Alteromonas atlantica sp. nov. and Alteromonas carageenovora sp. nov., bacteria that decompose algal polysaccharides // Int. J. Syst. Bacterid. 1992. - Vol. 42, N 4. - P. 621-627.

345. Бухарин O.B., Лобанова E.C., Немцева H.B., Черкасов С.В. Ассоциативный симбиоз. Екатеринбург : УрО РАН. - 2007. - 264 с.

346. Семенов Б.Ф., Зверев В.В. Концепция создания быстрой иммунологической защиты от патогенов // Журн. микробиол. 2007. - № 4. - Р. 93-100.

347. Тец В.В., Кнорринг Г.Ю., Артеменко Н.К., Заславская Н.В., Артеменко К.Л. Влияние экзогенных протеолитических ферментов на бактерии // Антибиот. химиотер. 2004. - Т. 49, № 12. - С. 9-13.

348. Mattos-Guaraldi A.L., Formiga L.C., Pereira G.A. Cell surface components and adhesion in Corynebacterium diphtheriae II Microb. Infect. 2000. - Vol. 2, N 12. - P. 15071512.

349. Торчинский Ю.М. Сера в белках. М. : Наука. - 1977. - 303 с.

350. Качурин А.М., Неустроев К.Н., Голубев A.M., Ибатуллин Ф.М. Химическая активация а-галактозидазы из Trichoderma reesei И Биохимия. — 1993. Т. 58, Вып. 4. — С. 550-561.

351. Kachurin A.M., Golubev A.M., Geisow M.M., Veselkina O.S., Isaeva-Ivanova L.S., Neustroev K.N. Role of methionine in the active site of a-galactosidase from Trichoderma reesei /I Biochem. J. 1995. - Vol. 308, Pt 3. - P. 955-964.

352. Jones D.T. Protein secondary structure prediction based on position-specific scoring matrices // J. Mol. Biol. 1999. - Vol. 292, N 2. - P. 195-202.

353. McGuffin L.J., Bryson К., Jones D.T. The PSIPRED protein structure prediction server // Bioinformatics. 2000. - Vol. 16, N 4. - P. 404-405.

354. Bryson K., McGuffin L.J., Marsden R.L., Ward J.J., Sodhi J.S., Jones D.T. Protein structure prediction servers at University College Londo // Nucleic Acids Res. 2005. - Vol. 33. - W36-W38. http://bioinf.cs.ucl.ac.uk/psipred/

355. Cheng J., Randall A.Z., Sweredoski M.J., Baldi P. SCRATCH: a protein structure and structural feature prediction server // Nucleic Acids Res. 2005. -Vol. 33. - W72-W76. http://www.igb.uci.edu/tools/scratch/

356. Guex N., Peitsch M.C. SWISS-MODEL and the Swiss-Pdb Viewer: an environment for comparative protein modeling // Electrophoresis. 1997. - Vol. 18, N 15. -P. 2714-2723.

357. Schwede Т., Jurgen K., Guex N., Peitsch M.C. SWISS-MODEL: an automated protein homology modeling server // Nucleic Acids Res. 2003. - Vol. 31, N 13. - P. 33813385.

358. Arnold K. Bordoli L., Kopp J., Schwede T. The SWISS-MODEL Workspace: A web-based environment for protein structure homology modeling // Bioinformatics. 2006. -Vol. 22, N2.-P. 195-201.

359. Molecular Operating Environment (МОЕ) version 2005.02; Chemical Computing Group, Montreal, Quebec, Canada, http://www.chemcomp.com/

360. Zhang Y. Template-based modeling and free modeling by I-TASSER in CASP7 // Proteins. 2007. - Vol. 69, N S8. - P. 108-117.

361. Zhang Y. I-TASSER server for protein 3D structure prediction // BMC Bioinformatics. 2008. - Vol. 9, N 40 - P. 342-348.

362. Wu S., Skolnick J., Zhang Y. Ab initio modeling of small proteins by iterative TASSER simulations // BMC Biology. 2007. - Vol. 5. - P. 17.

363. Maranville E., Zhu A. Assessment of amino-acid substitutions at tryptophan 16 in a-galactosidase // Eur. J. Biochem. 2000. - Vol. 267, N 5. - P. 1495-1501.

364. Hoffman A.S. Biologically functionally matherials // Biomaterials science / Eds. B.D. Ratner, A.S. Hoffman, F J. Schoen, J.E. Lemons. London : Acad. Press. - 1996. - P. 124-130.

365. Синицин А.П., Райнина Б.И., Лозинский В.И., Спасов С. Д. Иммобилизованные клетки микроорганизмов. М. : МГУ. - 1994. - 288 с.

366. Kuo J.-Y., Goldstein J. a-Galactosidase immobilized on a soluble polymer // Enzyme Microb. Technol. 1983. - Vol. 5, N 4. - P. 285-290.

367. Mitsutomi M., Uchida Y., Ohtakara A. Immobilization of thermostable a-galactosidase from Pycnoporns cinnabarinus on chitin and some properties of the immobilized enzyme // J. Ferment. Technol. 1985. - Vol. 63, N 4. - P. 325-329.

368. Hernaiz M.J., Crout D.H.G. Immobilization/stabilization on Eupergit C of the p-galactosidase from B-circulans and an a-galactosidase from Aspergillus oryzae II Enzyme Microb. Technol. 2000. - Vol. 27, N 1-2. - P. 26-32.

369. Prashanth S.J., Mulimani V.FI. Soymilk oligosaccharide hydrolysis by Aspergillus oryzae a-galactosidase immobilized in calcium alginate // Process Biochem. — 2005. — Vol. 40, N3-4.-P. 1199-1205.

370. Thippeswamy S., Mulimani V.H. Enzymic degradation of raffinose family oligosaccharides in soymilk by immobilized a-galactosidase from Gibberella fujikuroi II Process Biochem. -2002. Vol. 38, N 5. - P. 635-640.

371. Dave B.C., Dunn B., Valentine J.S., Zink J.I. Sol-gel encapsulation methods for biosensors II Anal. Chem. 1994. - Vol. 66, N 22. - P. A1120-A1127.

372. Gill I., Ballesteros A. Bioencapsulation within synthetic polymers (Part 1): sol-gel encapsulated biologicals II Trends Biotechnol. 2000: - Vol. 18, N 7. - P. 282-296.

373. Shchipunov Yu.A., Karpenko T.Yu. Hybrid silica-polysaccharide materials prepared by the sol-gel processing // 2-nd Intern. Rhodia Conf. «Physical chemistry of polymeric systems». Bristol: Bristol Univ. - 2002. - P. 72.

374. Shchipunov Yu.A. Sol-gel-derived biomaterials of silica and carrageenans // J. Colloid Interf. Sci.-2003.-Vol. 268,N 1.-P. 68-76.

375. Shchipunov Yu.A., Karpenko T.Yu. Hybrid polysaccharide-silica nanocomposites prepared by the sol-gel technique II Langmuir. 2004. - Vol. 20, N 10. - P. 3882-3887.

376. Livage J., Coradin T. Roux C. Encapsulation of biomolecules in silica gels // J. Phys. Condens. Mat. -2001. - Vol. 13, N 33. - P. R673-R691.

377. Lu Z.-L., Lindner E., Mayer H.A. Applications of sol-gel-processed interphase catalysts // Chem. Rev. 2002. - Vol. 102, N 10. - P. 3543-3577.

378. Eggers D.K., Valentine J.S. Crowding and hydration effects on protein conformation: A study with sol-gel encapsulated proteins // J. Mol. Biol. 2001. - Vol. 314, N 4.-P. 911-922.

379. Eggers D.K., Valentine J.S. Molecular confinement influences protein structure and enhances thermal protein stability // Protein Sci. 2001. - Vol. 10, N 2. - P. 250-261.

380. Ellis R.J. Macromolecular crowding: obvious but underappreciated // Trends Biochem. Sci. -2001.- Vol. 26, N 10. P. 597-604.

381. Bodalo A., Gomez E, Gomez J.L., Bastida J., Maximo M.F., Diaz F. A comparision of different methods of P-galactosidase immobilisation // Process Biochem. -1991. Vol. 26, N 6. - P. 349-353.

382. Thomson R.H. Naturally Occurring Quinones / 2-nd ed. London, New York : Acad. Press. - 1971. - 734 p.

383. Стехова С.И., Шенцова Е.Б., Кольцова Е.А., Кулеш Н.И. Антимикробная активность полигидроксинафтохинонов из морских ежей // Антибиотики1 и химиотерапия. 1988.-Т. 33, № 11.-С. 831-833.

384. Похило Н.Д., Киселева М.И., Маханьков В .В., Ануфриев«: В:Ф: Цитотоксическая активность полупродуктов и побочных продуктов синтеза эхинохрома //Химия природ, соедин. -2008. -№ 3. -С. 228-231.

385. Лебедев А.В., Иванова М.В., Красновид Н.И., Кольцова Е.А. Кислотные свойства и взаимодействие с супероксид анион-радикалом эхинохрома А и его структурных аналогов // Вопросы мед. химии. 1999. - Т. 45, № 2. - С. 123-130.

386. Bender R.P., Ham A J., Osheroff N. Topoisomerase II-drug interaction domains: Identification of substituents on etoposide that interact with the enzyme // Biochemistry. -2007.-Vol. 46,N 10.-P. 2856-2864.

387. Valente C., Moreira R., Guedes R.C., Iley J., Jaffar M., Douglas K.T. The 1,4-naphthoquinone scaffold in the design of cysteine:protease inhibitors // Bioorgan. Med. Ghem: -2007.-Vol: 15, N 15.-P. 5340-5350.

388. Ivanova E.P:, Nedashkovskaya. O.I., Chum J:, Lysenko A.M., Frolova G.M., Svetashev V.I., Vysotskii M.V., Mikhailov V.V.,,Hug A., Colwell R.R. // Int. J: Syst. Evoli Microbiol.-,2001.-Vol. 51, Pt 6.-P. 1987-1995.

389. Zhu A., Monahan C., Wang Z.K. Trp-16 is essential for the activity of a-galactosidase and a-N-acetylgalactosaminidase // Bioch. Bioph. Acta. 1996. - Vol. 1297, N l.-P. 99-104.

390. Zvyagintseva T.N., Shevchenko N.M., Popivnich I.B., Isakov V.V., Scobun A.S., Sundukova E.V., Elyakova L.A. A new procedure for the separation of water-solublepolysaccharides from brown seaweed // Carbohydr. Res. 1999. - Vol. 322, N 1-2. - P. 3239.

391. Ragan M.A., Jensen A. Quantitative studies on brown algal phenols. II. Sesonal variation in polyphenol content of Ascophyllum Nodosum (L.) Le Jol. and Fucus vesiculosus (L.) //J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 1978. - Vol. 34, N 3. - P. 245-258.

392. Ragan M.A., Glombitza K.W. Phlorotannins, brown alga polyphenols. In: Progress in phycological research / Eds. F.E. Round, D.J. Chapman. Bristol : Biopress. -1986. Vol. 4.-P. 129-141.

393. Pavia H., Cervin G., Lindgren A., Aberg P. Effects of UV-B radiation and simulated herbivory on phlorotannins in the brown alga Ascophyllum nodosum II Mar. Ecol. Prog. Ser.-1997.-Vol. 157.-P. 139-146.

394. Pavia H., Brock E. Extrinsic factors influencing phlorotannin» production in brown alga Ascophyllum nodosum II Mar. Ecol. Prog. Ser. 2000. - Vol. 193. - P. 285-294.

395. Jormalaenen V., Honkanen T., Koivikko R., Eranen J. Inductiction of phlorotannin prodaction in a brown alga: defens or resource dynamic? // Oikos. 2003. - Vol. 103, N 3. -P. 640-650.

396. Toth G.B., Pavia H. Lack of phlorotannin induction in the kelp Laminaria hyperborea in response to grazing by two gastropod herbivores // Mar. Biol. 2002. - Vol. 140, N2.-P. 403-409.

397. Schoenwaelder M.E.A., Clayton M.N. The presence of phenolic compounds in isolated cell walls of brown algae // Phycologia. 1999. - Vol. 38, N 3. - P. 161-166.

398. Moen E., Larsen B., Ostgaard K. Aerobic microbial degradation of alginate in Laminaria hyperborea stipes contaning different levels of polyphenols // J. Appl. Phycol. — 1997.-Vol. 9, N 1. -P. 45-54.

399. Nakamura T., Nagayama K., Uchida K., Tanaka R. Antioxidant activity of phlorotannins isolated from the brown alga Eisenia bicyclis I I Fisher. Sci. 1996. - Vol. 62, N 5.-P. 923-926.

400. Nagayama K., Iwamura Y., Shibata T., Hirayama I., Nakamura T. Bactericidal activity of phlorotannins from the brown alga Ecklonia kurome II J. Antimicrob. Chemother. -2002.-Vol. 50, N6.-P. 889-893.

401. Tretyn A., Groling F., Magdowski G., Wagner G. Selective binding of Ca2+, Zn2+,2+ 4"

402. Cu and K by the physoedes of the green alga Mougeotia scalaris II Folia Histochem. Cytobiol. 1996. - Vol. 34, N 2. - P. 103-108.

403. Rogers D.J., Loveless R.W. Electron-microscopy of human erythrocytes agglutinated by lectin from codium-fragile SSP tomentosoides and pseudohaemagglutinin from Ascophyllum nodosum II J. Appl. Phycol. 1991. - Vol. 3, N 1. - P. 83-86.

404. Barwell C.J., Bllunden G., Manandhar P.D. Isolation and characterization of brown algal polyphenols as inhibitors of amylase, lipase and trypsin // J. Appl. Phycol. — 1989. -Vol. 1,N4.-P. 319-323.

405. Moen E., Larsen B., Ostgaard K. Biological degradation of Ascophyllum nodosum //J. Appl. Phycol. 1997. - Vol. 9, N4. - P. 347-357.

406. Shibata T., Fujimoto K., Nagayama K., Yamaguchi K., Nakamura T. Inhibitory activity of brown algal phlorotannins against hyaluronidase // Int. J. Food Sci. Technol. — 2002. Vol. 37, N 6. - P. 703-709.

407. Shibata T., Yamaguchi K., Nagayama K., Kawaguchi S., Nakamura T. Inhibitory activity of brown algal phlorotannins against glycosidases from the viscera of the turban shell Turbo cornutus II Eur. J. Phycol. 2002. - Vol. 37, N 4. - P. 493-500.

408. Ragan M.A., Jensen A. Quantitative studies on brown algal phenols. I. Estimation of absolute polyphenol content of Ascophyllum Nodosum (L.) Le Jol. and Fucus vesiculosus (L.) // J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 1977. - Vol. 30, N 2. - P. 209-221.

409. Haug A., Larsen B. Phenolic compounds in brown algae I. The presence of reducing compounds in Ascophyllum Nodosum (L.) Le Jol I I Acta Chem. Scand. 1958. -Vol. 12, N4.-P. 650-657.

410. Chen J., Le Boeuf E. J., Dai S., Gu B. Fluorescence spectroscopic studies of natural organic matter fractions // Chemosphere. 2003. - Vol. 50, N 5. - P. 639-647.

411. Колмакова O.A., Пен P.3., Шапиро И.Л., Бывшев А.В., Тарабанько В.Е. Низкотемпературная окислительная делигнификация древесины. 11. Химические свойства пероксидной целлюлозы // Химия растит, сырья. — 2003. — № 1. — С. 39-43.

412. Grasdalen Н., Larsen В., Smisrod О. 13C-n.m.r. studies of monomeric composition and sequence in alginate // Carbohydr. Res. 1981. - Vol. 89, N 2. - P. 179-191.

413. Бузников Г.А., Подмарев B.K. Морские ежи Strongylocenrotns drobachinensis, S. nudiis, S. intermedins // Объекты биологии развития / отв. ред. Т.А. Детлаф. М. : Наука.-1975.-гл.10.-С. 188-216.

414. Hagstrom В.Е., Lonning S. The sea urchin egg as a testing object in toxicology // Acta Pharmacol. Toxicol. 1973. - Vol. 32 (Suppl). - P. 1-49.

415. Kobayashy N. Marine ecotoxicological testing with echinoderms. In: Ecotoxicological testing for the marine environment / Eds. Persoon G., Jaspers E., Claus. C. Bredene, Bergium : State Univ. Ghent and Inst. Mar. Sci. Res. 1984. - Vol. 1. - P. 341-405.

416. Khurrum М., Hernandez A., Eskalaei М., Badali О., Coyle-Thompson С., Oppenheimer S.B. Carbohydrate involvement in cellular interactions in sea urchin gastrulation // Acta Histochem. 2004. - Vol. 106, N 2. - P. 97-106.

417. Маянский А.Н., Маянский Д.Н. Очерки о нейтрофиле и макрофаге. — Новосибирск : Наука. 1983.-288 с.

418. Segal J.B., Streiff М.В., Hofmann L.V., Thornton К., Bass E.B. Management of venous thromboembolism: A systematic review for a practice guideline // Ann. Intern. Med. -2007.-Vol 146, N3.-P. 211-222.

419. Warren J. Microbial hydrolysis of polysaccharides // Annu. Rev. Microbiol. -1996.-Vol. 50.-P. 183-212.

420. Laycock R.A. The detrital food chain basedon seaweeds. 1. Bacteria associated with the surface of Laminaria fronds // Mar. Biol. 1974. - Vol. 25, N 3. - P. 223-231.

421. Kong M.X., Chan K. A study of the bacterial flora isolated from marine algae // Bot. Mar. 1979. - Vol. 22, N 2. - P. 83-97.

422. Недашковская О.И., Иванова Е.П., Бакунина1 И.Ю., Светашев В .И., Звягинцева Т.Н., Михайлов В.В. Характеристика морских бактерий Pseudoalteromonas citrea, деградирующих фукоидан // М1кробюл. журн. 2002. - Т. 64, № 2. - С. 3-10.

423. A.c. № 1227199 СССР МКИ4 A 61 К 35/78. Способ получения пустулана / Звягинцева Т.Н., Елякова Л.А., Сундукова Е.В., Кривощекова О.Е., Мищенко Н.П; // заявл. 16.12.83.; опубл. 30.04.86, № 3741257/28-14. Бюл. № 16.-2 с.

424. Звягинцева Т.Н., Широкова Н.И., Елякова JI.A. Структура ламинаринов некоторых бурых водорослей // Биоорган, химия. — 1994. Т. 20, № 12. - С. 1349-1358.

425. Лихошерстов Л.М., Деревицкая В.А., Федорова В.И. Модифицированный метод выделения группового вещества крови (А+Н) из слизистой оболочки желудка свиньи II Биохимия. 1969: - Т. 34, № 1. - С. 45-50.

426. Деревицкая В.А., Лихошерстов Л.М., Арбатский Н.П;, Кочетков Н.К. Исследование структуры группового вещества крови В из слизистой желудка лошади // Изв. АН СССР, Сер. хим. 1972. 12. - С. 2782-2786.

427. Nelson Т.Е. A photometric adaptation' of the Somogyi method for the determination of glucose II J. Biol. Chem. 1944.-Vol. 153, N 1. -P. 375-381.

428. Claus D., Berkeley R.C.W. Genus Bacillus Cohn 1872, 174AL // Bergey's manual of systematic bacteriology / EdsP.H.A. Sneath, N.S. Mair, M.E. Sharpe, J;G. Holt., Baltimore : Williams and Wilkins. 1986: - Vol: 2: -PI T105-1139:

429. Reichenbach H. The order Gytophagales Leadbetter 1974, 99 AL // Bergey's Manual of Systematic Bacteriology / Eds. J.T. Staley, M.P. Bryant, N. Pfennig, J.C. Holt. Baltimore: Williams & Wilkins. 1989. - Vol. 3. - P; 2011-2073.

430. Bergey's Manual of Systematic Bacteriology / Eds. N.R. Krieg, J.G. Holt. Baltimore : Williams & Wilkins. 1984. - Vol: 1. - 964 p.

431. Collins M.D., Cumming C.S. Genus Corynebacterium Lehmann and Neumann 1896, 350al I I Bergey's Manual of Systematic Bacteriology / Ed. P.H.A. Sneath, N.S. Mair, M.E. Sharpe, J.G. Holt. Baltimore : Williams & Wilkins, 1986. - Vol. 2. - P. 1266-1283.

432. Oliver J.D., Smith J. Intestinal microflora of deep-sea animals: a taxonomic study // Deep Sea Res. 1982. - Vol. 29, N 10. - P. 785-794.

433. Marmur J., Doty P. Determination of the base composition of deoxyribonucleic acid from its therminal denaturation temperature // J. Mol. Biol. 1962. - Vol. 5, N 1. - P. 109-118.

434. Svetashev V.I., Vysotskii M.V., Ivanova E.P., Mikhailov V.V. Cellular fatty acid of Alteromonas species // System. Appl. Microbiol. 1995. - Vol. 18, N 1. -P. 37-43.

435. Dubois M., Gillers K.A., Hamilton J., Rebers P.A., Smith F. Colorimetric method for determination of sugars and related substances // Anal. Chem. 1956. - Vol. 28, N 3. - P. 350-356.

436. Кольцова E.A., Чумак Г.Н., Максимов О.Б. Хиноидные пигменты иглокожих. III. Минорные пигменты морского ежа Strongylocentrotiis nadiis Н Химия природ, соедин. 1977. - № 2. - С. 202-207.

437. Глазунов В.П., Чижова AJL, Шувалова М.И., Ануфриев В.Ф. Химия производных нафтазарина. Сообщение 7. Установление строения замещенных 2,6(7)-дигидроксинафтазаринов методами УФ- и ИК-спектроскопии // Изв. АН, Сер. хим.-2001.-№ 1.-С. 85-91.

438. Кольцова Е.А., Дис. Исследование химического строения и физиологической функции хиноидных пигментов морских ежей, канд. хим. наук, Тихоокенский институт биоорганической химии, Владивосток. — 1983. — 240 с.

439. Mehrotra R.C., Narian R.P. Reactions of tetramethoxy- and triethoxysilanes with glycols // Ind. J. Chem. 1967. - Vol. 5, N 12. - P. 444-448.

440. Lenny L.L., Hurst R., Goldstein J., Galbraith R.A. Maltiunit transformations to group О and A subjects of red cells enzymatically converted from group В to group О // Blood. 1994. - Vol. 84, N 10. - P. A469-A469.

441. Lenny L.L., Hurst R., Goldstein J., Benjamin L.J., Jones R.L. Single unit transfusions of RBC enzymatically coverted from group В to group О to group A and group О normal volunteers//Blood.- 1991.-Vol. 77,N6.-P. 1383-1388.

442. Kabat E.A. Blood group substances. Their chemistry and immunochemistry. New York : Academic Press, 1956. - 330 p.

443. Брилис В.И., Брилене T.A., Ленцнер Х.П., Ленцнер А.А. Методика изучения адгезивного процесса микроорганизмов // Лабораторное дело. 1986. - №4. — С. 210212.

444. Laemmli V.K. Cleavage of structural proteins during of the head of bacteriophage T4 // Nature. 1970. - Vol. 227, N 5259. - P. 680-685.

445. Запрометова С.М., Улезло И.В., Лихошерстов Л.М., Мартынова М.Д. Субстратная специфичность а-галактозидазы // Бихимия. 1990. - Т. 55, Вып. 12. - С. 2281-2285.

446. Dodgson K.S. Determination of inorganic sulphate in studies on the enzymatic and non-enzymatic hydrolysis of carbohydrate and other sulphate esters // Biochem. J. 1961. — Vol. 78,N2.-P. 312-319.

447. Provencher S.W., Glockner J. Estimation of globular protein secondary structure from circular dichroism // Biochemistry. 1981. - Vol. 20, N 1. - P. 33-37.

448. Venyaminov S.Yu., Vassilenko K.S. Determination of protein tertiary structure class from circular dichroism spectra // Anal. Biochem. 1994. - Vol. 222, N 1. - P. 176-184.

449. ExPASy (Expert Protein Analysis System) Proteomics Server. http://cn.expasy.org/tools/protparam.html

450. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. Molecular Cloning: a Laboratory Manual / 2-nd ed. Cold Spring Harbor, New York : Cold Spring Harbor Laboratory Press. - 1989. -253 p.

451. National Center for Biotechnology Information, http://www.ncbi.nlm.nih.gov/

452. Sambrook J., Russell D.W. Molecular cloning: a laboratory manual / 3-rd ed. -Cold Spring Harbor, New York : Cold Spring Harbor Laboratory Press. 2001.

453. Edgar R.C. MUSCLE: multiple sequence alignment with high accuracy and high throughput // Nucleic Acids Res. 2004. - Vol. 32, N 5. - P. 1792-1797.

454. Chevenet F., Brun C., Banuls A.L., Jacq В., R. Christen. TreeDyn: towards dynamic graphics and annotations for analyses of trees // BMC Bioinformatics. 2006. - Vol. 7.-P. 439.

455. Yeats С. InterPro: the integrative protein signature database // Nucl. Acid. Res. 2009. - Vol. 37. -P. D211-D215.

456. Van Der Spoel D., Lindahl E., Hess В., Groenhof G., Mark A.E., Berendsen H.J.C. GROMACS: Fast, flexible, and free // J. Comput. Chem. 2005. - Vol. 26, N 16. - P. 1701-1718. http://www.gromacs.org/.

457. Kelley L.A., MacCallum R.M., Sternberg M.J.E. Enhanced genome annotation using structural profiles in the program 3D-PSSM.// J. Mol. Biol. 2000. - Vol. 299, N 2. - P. 499-520. http://www.sbg.bio.ic.ac.uk/~3dpssm/

458. Kelley L.A., Sternberg M.J.E. Protein structure prediction on the Web: a case study using the Phyre server // Nature protocols. 2009. - Vol. 4, N 3. - P. 363-371. http://www.sbg.bio.ia.ac.uk/phyre/

459. Bates S.M., Weitz J.I. Coagulation assays // Circulation. 2005. - Vol. 112, N 4. -P. 53-60.

460. Monien B.H., Henry B.L., Raghuraman A., Hindle M., Desai U.R. Novel chemo-enzymatic oligoiners of cinnainic acids as direct and indirect inhibitors of coagulation proteinases // Bioorg. Med. Chem. 2006. - Vol. 14, N 23. - P. 7988-7998.

461. Хаитов P.M., Пинегин Б.В., Истамов Х.И. Экологическая иммунология М. : ВНИРО. - 1995. — 219 с.

462. УЧРЕЖДЕНИЕ РОССИЙСКОЙ АКАДЕМИИ НАУК ТИХООКЕАНСКИЙ ИНСТИТУТ БИООРГАНИЧЕСКОЙ ХИМИИ

463. ДАЛЬНЕВОСТОЧНОГО ОТДЕЛЕНИЯ РАН1. На правах рукописи05201150552 Бакунина Ирина Юрьевна

464. О-ГЛИКОЗИДГИДРОЛАЗЫ МОРСКИХ БАКТЕРИЙ0200.10 биоорганическая химия Диссертация на соискание ученой степени доктора химических наук

465. Научный консультант: доктор химических наук,профессор Звягинцева Т.Н.1. Владивосток-2011 г.