Клонирование и экспрессия генов, кодирующих белки мембраны включения IncA-IncG Chlamydia trachomatis тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Кострюкова, Елена Сергеевна

• Кострюкова, Елена Сергеевна
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Кострюкова, Елена Сергеевна

Список сокращений.

Введение.

Глава I. Обзор литературы.

1.1. Общая характеристика хламидий.

1.1.1. Классификация хламидий, вызывающих патологии у человека.

1.1.2. Молекулярные основы внутриклеточного паразитизма хламидий.

1.1.2.1. Жизненный цикл хламидий.

1.1.2.2. Особенности хламидийного включения.

1.1.2.3. Взаимодействия хламидий с клеткой-хозяином.

1.1.3. Структурно-функциональная организация генома хламидий.

1.1.3.1. Общая геномика хламидий.

1.1.3.2. Сравнительная геномика хламидий.

1.1.4. Транскриптом хламидий.

1.2. Система секреции III типа хламидий.

1.2.1. Строение системы секреции III типа у хламидий.

1.2.2. Поиск белков-эффекторов системы секреции III типа у хламидий.

1.3. Белки мембраны включения хламидий.

1.3.1. Общая характеристика семейства.

1.4. Поиск хламидийных белков мембраны включения in silico.

1.3.1. Транскрипционный анализ генов, кодирующих Inc-белки хламидий.

1.3.2. Связь Inc-белков с системой секреции III типа.

1.3.3. Взаимодействия Inc-белков с эукариотическими органеллами при экспрессии кодирующих их генов в клетках Saccharomyces cerevisiae.

1.3.4. IncA.

1.4.4.1. Роль IncA в формировании единого включения у С. trachomatis.

1.4.4.2. Взаимосвязь IncA с вторичными включениями С. trachomatis.

1.4.4.3. Особенности строения IncA.

1.4.4.4. Влияние экспрессии incA на развитие хламидийной инфекции.

1.3.5. IncG.

1.3.6. СТ229.

1.3.7. Белки мембраны включения, не принадлежащие семейству

Глава II. Материалы и методы.

2.1. Материалы.

2.1.1. Клеточные линии, бактериальные штаммы и плазмидные векторы.

2.1.2. Реактивы и антибактериальные препараты.

2.1.3. Антитела и флуоресцентные красители.

2.1.4. Олигонуклеотиды.

2.2. Методы.

2.2.1. Выделение геномной ДНК С. trachomatis.

2.2.2. Полимеразная цепная реакция.

2.2.3. Определение нуклеотидной последовательности фрагментов генов, кодирующих Inc-белки С. trachomatis.

2.2.4. Реакция рестрикции.

2.2.5. Выделение фрагментов ДНК из агарозного геля.

2.2.6. Реакция лигирования.

2.2.7. Культивирование клеточных культур Е. coli.

2.2.8. Трансформация клеток Е. coli плазмидной ДНК.

2.2.9. Выделение плазмидной ДНК.

2.2.10. Экспрессия генов incB и incC в клетках

E.coli.

2.2.11. Масс-спектрометрический анализ рекомбинантных белков TrxA-IncB и TrxA-IncC.

2.2.12. Выделение рекомбинантных белков IncB, IncC, TrxA-IncB и TrxA-IncC из клеток E.coli.

2.2.13. Разделение составных белков TrxA-IncB и TrxA-IncC.

2.2.14. Иммунизация кроликов препаратами белков IncB и IncC С. 69 trachomatis и отбор крови.

2.2.15. Выделение и очистка поликлональных антител к 69 рекомбинантным белкам IncB и IncC С. trachomatis.

2.2.16. Иммуноблот.

2.2.17. Трансфекция клеток линии HeLa.

2.2.18. Определение жизнеспособности клеток линии HeLa, экспрессирующих гены Inc-белков С. trachomatis.

2.2.19. Конфокальная микроскопия.

2.2.20. Флуоресцентное окрашивание эукариотических клеток.

2.2.21. Подсчет параметров ко-локализации.

Глава III. Результаты исследования.

3.1. Определение генетического полиморфизма генов, кодирующих Inc-белки С. trachomatis.

3.2. Клонирование полноразмерных генов, кодирующих Inc-белки С. trachomatis, в экспрессирующие плазмидные векторы.

3.3. Определение локализации Inc-белков С. trachomatis при экспрессии их генов в клетках линии HeLa.

3.4. Определение жизнеспособности клеток линии HeLa, экспрессирующих гены Inc-белков С. trachomatis.

3.5. Выявление ко-локализации Inc-белков С. trachomatis с эукариотическими органеллами при экспрессии кодирующих их генов в клетках линии HeLa.

3.6. Определение влияния таксола на распределение составного белка GFP-IncC при экспрессии кодирующего его гена в клетках линии HeLa.

3.7. Получение и очистка полноразмерных рекомбинантных белков

IncB и IncC С. trachomatis.

3.8. Получение и анализ поликлональных антител к рекомбинантным белкам IncB и IncC С. trachomatis.

Глава IV. Обсуждение результатов исследования.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Клонирование и экспрессия генов, кодирующих белки мембраны включения IncA-IncG Chlamydia trachomatis»

Актуальность проблемы: Chlamydia trachomatis - облигатный внутриклеточный паразит, вызывающий у человека такие заболевания, как трахома, паховый лимфогранулематоз и урогенитальные хламидиозы, особенно опасные для репродуктивного здоровья женщин (Stamm et al, 1999). Хламидии отлично адаптированы к условиям существования как во внешней среде, так и внутри эукариотической клетки благодаря уникальному двухфазному жизненному циклу, который представляет собой последовательную смену метаболических состояний микроорганизма - инфекционного и вегетативного. Внутриклеточный этап развития хламидий происходит внутри мембранной вакуоли, называемой включением.

Располагаясь внутри обособленного мембранного компартмента, хламидии не только формируют собственное комфортное жизненное пространство, но и сохраняют способность активно влиять на клеточные процессы инфицированной клетки, исключительно искусно подавляя и направляя их вплоть до завершения собственного цикла развития. Механизм подобного взаимодействия остается загадкой, поскольку мембрана включения непроницаема для молекул крупнее 520 Да (Heinzen et al, 1997), а в настоящее время известны только три белка хламидийной природы, секретируемые в цитоплазму инфицированной клетки (Zhong et al, 2001, Fan et al, 2002, Subtil et al, 2005). В составе мембраны включения не обнаружено эукариотических белков, характерных для эндосом и лизосом, при этом хламидии активно модифицируют поверхность включения с помощью продуктов собственного белкового синтеза, абсолютно необходимого для успешного развития инфекции. Предполагается, что именно белки мембраны включения являются медиаторами, опосредующими взаимодействия хламидий с эукариотической клеткой.

В первую очередь внимание исследователей привлекают представители семейства уникальных хламидийных белков, располагающихся в мембране включения, называемых Inc-белками (inclusion proteins) (Rockey et al, 2002). Inc-белки обнаружены у всех видов хламидий, причем их гомологи отсутствуют у каких-либо других известных организмов. Данные белки значительно отличаются между собой аминокислотными последовательностями, однако для всех Inc-белков характерно наличие двудольного гидрофобного домена, состоящего из 50-80 аминокислот, который, возможно, и определяет их локализацию в мембране включения (Bannantine et al, 2000). Кроме того, в геномах хламидий обнаружено значительное число открытых рамок считывания, кодирующих белки со сходным гидрофобным профилем, причем подобные гены полностью отсутствуют во всех остальных известных сегодня геномах (Toh et al, 2003). Гидрофильные домены некоторых Inc-белков располагаются на цитоплазматической поверхности мембраны включения и фосфорилируются киназами клетки-хозяина, а экспрессия большей части генов, кодирующих Inc-белки, начинается в течение первых часов после заражения культуры клеток - все эти факты позволяют предположить, что данные белки могут играть ключевые роли в процессах развития хламидийной инфекции (Rockey et al, 2002).

Научная новизна и практическая значимость: несмотря на то, что первые белки семейства Inc были открыты десять лет назад, функции их остаются загадкой. На сегодняшний день обнаружены некоторые биологические свойства только трех из них. Показано, что IncG С. trachomatis может взаимодействовать с эукариотическим белком 14-З-ЗР (Scidmore et al, 2001), СТ229 взаимодействует с Rab4A GTP-азой (Rzomp et al, 2006), IncA C. trachomatis принимает участие в формировании единого включения, ассоциирован со вторичными включениями, и так же, как IncA С. psittaci, ингибирует развитие хламидийной инфекции при экспрессии кодирующего его гена в зараженной клетке для IncA (Hackstadt et al, 19996, Delevoye et al, 2004, Suchland et al, 2005). Кроме того, на основе данных о секреции в гетерологичных системах IncA, IncB, IncC С pneumoniae, а так же IncC С. trachomatis, принято считать, что Inc-белки являются эффекторами системы секреции III типа у хламидий. Функции остальных Inc-белков до сих пор неизвестны. Их уникальность не позволяет делать предположения о возможной биологической роли на основании данных о гомологах, а невозможность применения к хламидиям большинства классических методов молекулярной биологии, заставляет исследователей искать обходные пути для выявления функций Inc-белков. Одним из таких путей может стать изучение поведения Inc-белков в гетерологичных системах.

В настоящей работе реализован один из походов к выявлению функций белка и обнаружению его потенциальных белков-партнеров путем определения его локализации при гетерологичной экспрессии в клетке. В результате впервые показана локализация шести Inc-белков С. trachomatis при экспрессии кодирующих их генов в эукариотической клетке с образованием составных белков с GFP (green fluorescent protein, зеленый флуоресцирующий белок). С использованием лазерной сканирующей конфокальной микроскопии впервые показана ко-локализация данных белков С. trachomatis с известными органеллами эукариотической клетки, относящимися к ее секреторному пути. Так же впервые получены рекомбинантные полноразмерные белки мембраны включения С. trachomatis IncB и IncC, которые в дальнейшем могут быть использованы для выявления белков-партнеров в реакциях белок-белкового взаимодействия, а так же специфические поликлональные антитела к ним. Кроме того, в результате определения генетического полиморфизма генов, кодирующих Inc-белки С. trachomatis, была показана высокая консервативность incB и incC, относящихся к числу генов ранней фазы, что может служить подтверждением значимости кодируемых ими белков для развития хламидийной инфекции.

Цель работы: клонирование и экспрессия генов, кодирующих белки мембраны включения С. trachomatis

Задачи:

1. Определение генетического полиморфизма генов, кодирующих белки мембраны включения IncA-IncG С. trachomatis.

2. Клонирование генов, кодирующих белки мембраны включения IncA-IncG С. trachomatis, в плазмидные векторы с репортерными генами для получения составных белков при экспрессии в линиях клеток млекопитающих.

3. Определение локализации белков мембраны включения IncA-IncG С. trachomatis при экспрессии кодирующих их генов в клетках линии HeLa.

4. Выявление ко-локализации белков мембраны включения IncA-IncG С. trachomatis с эукариотическими органеллами при экспрессии кодирующих их генов в клетках линии HeLa.

5. Клонирование генов, кодирующих белки мембраны включения IncB и IncC С. trachomatis в плазмидные векторы для последующей экспрессии в клетках Е. coli.

6. Получение и очистка полноразмерных рекомбинантных белков IncB и IncC С. trachomatis и специфических антител к ним.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Кострюкова, Елена Сергеевна

Выводы.

1. Изучен полиморфизм генов incA, incB, incC, incD, incE, incF и incG у 8 клинических изолятов С. trachomatis. В кодирующих последовательностях генов incB и incC не обнаружено значащих нуклеотидных замен. В последовательности гена incA у 2 изолятов обнаружена одна значащая нуклеотидна замена (665 G—*А), ранее описанная в литературе. В последовательностях генов incD, incE, incF и incG было обнаружено от 2 до 13 значащих нуклеотидных замен у различных клинических изолятов.

2. Клонированы гены incA, incB, incC, incD, incE, incF и incG C. trachomatis в плазмидные векторы pEGFP-Nl и pEGFP-Cl для получения составных белков с GFP при их экспрессии в линиях клеток млекопитающих.

3. Впервые определена локализация белков IncA, IncB, IncC, IncD, IncE, IncF и IncG C. trachomatis при экспрессии кодирующих их генов в клетках линии HeLa.

4. Впервые определена ко-локализация белков мембраны включения IncB, IncC, IncD, IncE, IncF и IncG С. trachomatis с клеточными органеллами при экспрессии кодирующих их генов в клетках линии HeLa и показана ее зависимость от времени после трансфекции. Для IncA подтверждена ко-локализация с эндоплазматическим ретикулумом.

5. Показано изменение распределения составного белка GFP-IncC под воздействием таксола, что свидетельствует о вовлечении микротрубочек в процесс транспорта данного белка.

6. Клонированы гены incB и incC С. trachomatis в плазмидные векторы рЕТ-15Ь и рЕТ-32а для последующей экспрессии в клетках coli.

7. Оптимизированы условия получения составных рекомбинантных белков TrxA-IncB и TrxA-IncC в клетках Е. coli, процедура их выделения, очистки и разделения.

8. Впервые получены полноразмерные рекомбинантные белки IncB и IncC С. trachomatis и специфические кроличьи поликлональные антитела к ним.

Заключение

С. trachomatis - наиболее часто передающийся половым путем возбудитель, вызывающий у человека трахому, паховый лимфогранулематоз и урогенитальные инфекции, часто сопровождающиеся серьезными осложнениями (Stamm et al, 1999). Механизмы взаимодействия данного облигатного внутриклеточного паразита с клеткой-хозяином на сегодняшний день остаются практически неизвестными. Согласно принятой точке зрения, главная роль в реализации данных взаимодействий может принадлежать уникальным хламидийным белкам, среди которых особенно пристальное внимание исследователей привлекают белки мембраны включения (Rockey et al, 2002).

В настоящей работе впервые показана локализация шести Inc-белков С. trachomatis при экспрессии кодирующих их генов в эукариотической клетке с образованием составных белков с GFP, а так же ко-локализация данных белков с известными органеллами эукариотической клетки, относящимися к ее секреторному пути. Для IncA С. trachomatis подтверждена ранее описанная локализация в области ЭПР (Delevoye et al, 2004). Показанная нами зависимость распределения составных белков в клетке от расположения репортера предполагает наличие у данных белков С. trachomatis специфических последовательностей, обеспечивающих их взаимодействие с эукариотическими органеллами. Влияние таксола на распределение составного белка GFP-IncC в клетке может считаться аргументом в пользу гипотезы об его адресной доставке к плазматической мембране с помощью секреторного пути клетки. Мы предполагаем, что разработанная нами модельная система экспрессии Inc-белков в эукариотической клетке может быть использована в дальнейшем для изучения как функций Inc-белков, так и основных аспектов взаимодействий хламидий с клеткой-хозяином.

Так же разработана методика получения и очистки полноразмерных рекомбинантных белков мембраны включения С. trachomatis и антител к ним. Впервые получены рекомбинантные полноразмерные IncB и IncC, которые в дальнейшем могут быть использованы для выявления собственных белков-партнеров в экспериментах in vitro. При исследовании генетического полиморфизма генов, кодирующих Inc-белки С. trachomatis, показана высокая консервативность incB и incC, что может служить подтверждением значимости кодируемых ими белков для развития хламидийной инфекции.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Кострюкова, Елена Сергеевна, 2007 год

1. Allan I., Pearce J.H. Amino acid requirements of strains of Chlamydia trachomatis and С. psittaci growing in McCoy cells: relationship with clinical syndrome and host origin // J. Gen. Microbiol., 1983, vol. 129(7), pp. 2001-2007.

2. Allan V.J., Thompson H.M., McNiven M.A. Motoring around the Golgi // Nat. Cell. Biol.,2002, vol. 4, pp. E236-E242.

3. Allaoui A., Sansonetti P.J., Parsot C. MxiD, an outer membrane protein necessary for the secretion of the Shigella jlexneri lpa invasins // Mol. Microbiol., vol. 1993(7), pp. 59-68.

4. Allaoui A., Sansonetti P.J., Parsot C. MxiJ, a lipoprotein involved in secretion of Shigella lpa invasins, is homologous to YscJ, a secretion factor of the Yersinia Yop proteins //J. Bacterid., 1992, vol. 174, pp. 7661-7669.

5. Alzhanov D., Barnes J., Hruby D.E., Rockey D.D. Chlamydial development is blocked in host cells transfected with Chlamydophila caviae incA. // BMC Microbiol., 2004, vol. 4, pp. 24-34.

6. Anderson D.M., Schneewind O. A mRNA signal for the type III secretion of Yop proteins by Yersinia enterocolitica II Science, 1997, vol. 278, pp. 1140-1143.

7. Anderson D.M., Schneewind O. Yersinia enterocolitica type III secretion: an mRNA signal that couples translation and secretion of YopQ // Mol. Microbiol., 1999a, vol. 31, pp. 1139-1148.

8. Aoe Т., Cukierman E., Lee A., Cassel D., Peters P.J., Hsu V.W. The KDEL receptor, ERD2, regulates intracellular traffic by recruiting a GTPase-activating protein for ARF1 // EMBO J. 1997, vol. 16, pp. 7305-7316.

9. Apolloni A., Prior I.A., Lindsay M., Parton R.G., Hancock J.F. H-ras but not K-ras traffics to the plasma membrane through the exocytic pathway // Mol. Cell. Biol., 2000, vol. 20(7), pp. 2475-2487.

10. Banik U., Wang G.-A., Wagner P.D., Kaufman S. Interaction of phosphorylated tryptophan hydroxylase with 14-3-3 proteins // J. Biol. Chem., 1997, vol. 22, pp. 26219-26255.

11. Bannantine J.P., Griffiths R.S., Viratyosin W., Brown W.J., Rockey D.D. A secondary structure motif predictive of protein localization to the chlamydial inclusion membrane. // Cell. Microbiol., 2000, vol. 2, pp. 35-47.

12. Bannantine J.P., Rockey D.D., Hackstadt T. Tandem genes of Chlamydia psittaci that encode proteins localized to the inclusion membrane // Mol. Microbiol., 1998a., vol. 28, pp. 1017-1026.

13. Bannantine J.P., Stamm W.E., Suchland R.J., Rockey D.D. Chlamydia trachomatis IncA is localized to the inclusion membrane and is recognized by antisera from infected humans and primates // Infect. Immun., 19986, vol. 66, pp. 6017-6021.

14. Barr F.A. A novel Rab6-interacting domain defines a family of Golgi-targeted coiled-coil proteins // Curr. Biol., 1999, vol. 9(7), pp. 381-384.

15. Bavoil P. M., R. Hsia. Type III secretion in Chlamydia: a case of dejY vu? // Mol. Microbiol., 1998, vol. 28, pp. 859-862.

16. Bavoil P., Ohlin A., Schachter J. Role of disulfide bonding in outer membrane structure and permeability in Chlamydia trachomatis II Infect. Immun., 1984, vol. 44, pp. 479-485.

17. Birkelund S., Johnsen H., Christiansen G. Chlamydia trachomatis serovar L2 induces protein tyrosine phosphorylation during uptake by HeLa cells // Infect. Immun., 1994, vol. 62, pp. 4900-4908.

18. Black M.W., Pelham H.R. A selective transport route from Golgi to late endosomes that requires the yeast GGA proteins // J. Cell. Biol., 2000, vol.151, pp. 587-600.

19. Blocker A., Jouihri N., Larquet E., Gounon P., Ebel F., Parsot C., Sansonetti P, Allaoui A. Structure and composition of the Shigella flexneri 'needle complex', a part of its type III secreton // Mol. Microbiol. 2001, vol. 39, pp. 652-663.

20. Blyth W.A., Taverne J. Some consequences of the multiple infection of cell cultures by TRIC organisms // J. Hyg., 1972, vol. 70, pp. 33-37.

21. Brown W.J., Skeiky Y.A., Probst P., Rockey D. D. Chlamydial antigens colocalize within IncA-laden fibers extending from the inclusion membrane into the host cytosol // Infect. Immun. 2002, vol. 70(10), pp. 5860-5864.

22. Byrne G.I., Moulder J.W. Parasite-specified phagocytosis of Chlamydia psittaci and Chlamydia trachomatis by L and HeLa cells // Infect. Immun., 1978, vol. 19, pp. 598-606.

23. Caldwell H.D., Kromhout J., Schachter J. Purification and partial characterization of the major outer membrane protein of Chlamydia trachomatis II Infect. Immun., 1981, vol. 31,pp. 1161-1176.

24. Carabeo R. A., Grieshaber S. S., Fischer E. Hackstadt T. Chlamydia trachomatis induces remodeling of the actin cytoskeleton during attachment and entry into HeLa cells // Infect. Immun., 2002, vol. 70, pp. 3793-3803.

25. Carabeo R.A., Grieshaber S.S., Hasenkrug A., Dooley C., Hackstadt T. Requirement for the Rac GTPase in Chlamydia trachomatis invasion of non-phagocytic cells // Traffic, 2004, vol. 5(6), pp. 418-425.

26. Carlson J.H., Porcella S.F., McClarty G., Caldwell H.D. Comparative genomic analysis of Chlamydia trachomatis oculotropic and genitotropic strains // Infect. Immun., 2005, vol. 73(10), pp. 6407-6418.

27. Chalfie M., Tu Y., Euskirchen G., Ward W.W., Prasher D.C. Green fluorescent protein as a marker for gene expression // Science, 1994, vol. 263(5148), pp. 802805.

28. Christoforidis S., McBride H. M., Burgoyne R. D.Zerial M. The Rab5 effector EEA1 is a core component of endosome docking // Nature, 1999, vol. 397, pp. 621-625.

29. Clausen J.D., Christiansen G., Hoist H.U., Birkelund S. Chlamydia trachomatis utilizes the host cell microtubule network during early events of infection // Mol. Microbiol., 1997, vol. 25, pp. 441-449.

30. Collingro A., Toenshoff E.R., Taylor M.W., Fritsche T.R., Wagner Horn M. 'Candidatus Protochlamydia amoebophila', endosmbiont of Acanthamoeba spp II Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2005, vol. 55, pp. 1863-1866.

31. Dong F., Su H., Huang Y., Zhong Y., Zhong G. Cleavage of host keratin 8 by a Chlamydiasecreted protease // Infect. Immun., 2004, vol. 72, pp. 3863-3868.

32. Douglas A. L. Hatch T. P. Expression of the transcripts of the sigma factors and putative sigma factor regulators of Chlamydia trachomatis L2 // Gene, 2000, vol. 247, pp. 209-214.

33. Emre U., Sokolovskaya N., Roblin P.M., Schachter J., Hammerschlag M.R. Detection of anti-Chlamydia pneumoniae IgE in children with reactive airway disease // J. Infect. Dis., 1995, vol. 172(1) pp. 265-267.

34. Everett K.D., Bush R.M., Andersen A.A. Emended description of the order Chlamydiales, proposal of Parachlamydiaceae fam. nov. and Simkaniaceae fam. nov., each containing one monotypic genus, revised taxonomy of the family

35. Chlamydiaceae, including a new genus and five new species, and standards for the identification of organisms // Int. J. Syst. Bacteriol., 1999, vol. 2, pp. 415-440.

36. Fan H.Z., McClarty G., Brunham R.C., Biochemical evidence for the existence of thymidylate synthase in the obligate intracellular parasite Chlamydia trachomatis II J. Bacteriol., 1991, vol. 173(21), pp. 6670-6677.

37. Fan Т., Lu H., Ни H., Shi L., McClarty G.A., Nance DM, Greenberg AH, Zhong G. Inhibition of apoptosis in chlamydia infected cells: blockade of mitochondrial cytochrome С release and caspase activation // J. Exp. Med., 1998, vol. 187, pp. 487-496.

38. Fantl W.J., Muslin A.J., Kikuchi A., Martin J.A., MacNicol A.M., Gross R.W., Williams L.T. Activation of Raf-1 by 14-3-3 proteins //Nature, 1994, vol. 371, pp. 612-614.

39. Fasshauer D., Sutton R. В., Brunger А. Т., Jahn R. Conserved structural features of the synaptic fusion complex: SNARE proteins reclassified as Q- and R-SNAREs //Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1998, vol. 95, pp. 15781-15786.

40. Fawaz F.S., van Ooij C., Homola E., Mutka S.C., Engel J.N. Infection with Chlamydia trachomatis alters tyrosine phosphorylation and/or localization of several host cell proteins including cortactin // Infect. Immun., 1997, vol. 65, pp. 5301-5308.

41. Feilmeier B.J., Iseminger G., Schroeder D., Webber H., Phillips G.J. Green fluorescent protein functions as a reporter for protein localization in Escherichia coli II J. Bacteriol., 2000, vol. 182(14), pp. 4068-4076.

42. Feldman M. F., G. R. Cornelis. The multitalented type III chaperones: all you can do with 15 kDa// FEMS Microbiol. Lett., 2003, vol. 219, pp. 151-158.

43. Fields К.A., Fischer E.R., Hackstadt T. Inhibition of fusion of Chlamydia trachomatis inclusions at 32 degrees С correlates with restricted export of IncA // Infect. Immun., 20026, vol. 70(7), pp. 3816-3823.

44. Fields K.A., Hackstadt T. Evidence for the secretion of Chlamydia trachomatis CopN by a type III secretion mechanism Mol. Microbiol., 2000, vol. 38, pp. 1048— 1060.

45. Fields K.A., Hackstadt T. The chlamydial inclusion: Escape from the Endocytic Pathway// Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 2002a, vol. 18, pp. 221-245

46. Fields K.A., Mead D.J., Dooley C.A. Hackstadt T. Chlamydia trachomatis type III secretion: evidence for a functional apparatus during early-cycle development // Mol. Microbiol., 2003, vol. 48 (3), pp. 671-683.

47. Fischer S.F., Schwarz C., Vier J., Hacker G. Characterization of antiapoptotic activities of Chlamydia pneumoniae in human cells // Infect. Immun., 2001, vol. 69, pp. 7121-7129.

48. Fischer S.F., Vier J., Kirschnek S., Klos A., Hess S., Ying S., Hacker G. Chlamydia inhibit host cell apoptosis by degradation of proapoptotic BH3-only proteins // J. Exp. Med., 2004, vol. 200(7), pp. 905-916.

49. Fox A., Rogers J.C., Gilbart J., Morgan S., Davis C.H., Knight S., Wyrick P.B. Muramic acid is not detectable in Chlamydia psittaci or Chlamydia trachomatis by gas chromatography-mass spectrometry // Infect. Immun., 1990, vol. 58(3), pp. 835-837.

50. Friis R.R. Interaction of L cells and Chlamydia psittaci: entry of the parasite and host responses to its development // J. Bacteriol., 1972, vol. 110, pp. 706-721.

51. Fu H., Subramanian R.R., Masters S.C. 14-3-3 Proteins: Structure, Function and Regulation // Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol., 2000, vol. 40, 617-647.

52. Garcia-del Portillo F., Zwick M.B., Leung K.Y., Finlay B.B. Salmonella induces the formation of filamentous structures containing lysosomal membrane glycoproteins in epithelial cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1993, vol. 90, pp. 10544-10548.

53. Geisler W.M., Suchland R.J., Rockey D.D., Stamm W.E. Epidemiology and clinical manifestations of unique Chlamydia trachomatis isolates that occupy nonfusogenic inclusions // J. Infect. Dis., 2001, vol. 184(7), pp. 879-884.

54. Gelperin D., Weigle J., Nelson K., Roseboom R., Irie K., Matsumoto K., Lemmon S. 14-3-3 proteins: potential roles in vesicular transport and ras signalling in Saccharomyces cerevisiae II Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995, vol. 92, pp. 1153911543.

55. Gibellini D., Panaya R., Rumpianesi F. Induction of apoptosis by Chlamydia psittaci and Chlamydia trachomatis infection in tissue culture cells // Zentralbl. Bakteriol., 1998, vol. 288, pp. 35^43.

56. Giles D.K., Whittimore J.D., LaRue R.W., Raulston J.E., Wyrick P.B. Ultrastructural analysis of chlamydial antigen-containing vesicles everting from the Chlamydia trachomatis inclusion // Microbes Infect., 2006, vol. 8(6), pp. 1579-1591.

57. Grayston J.T., Aldous M.B., Easton A., Wang S.P., Kuo C.C., Campbell L.A., Altman J. Evidence that Chlamydia pneumoniae causes pneumonia and bronchitis //J. Infect. Dis., 1993, vol. 168(5), pp. 1231-1235.

58. Grebenok R.J., Pierson E., Lambert G.M., Gong F.C., Afonso C.L., Haldeman-Cahill R., Carrington J.C., Galbraith D.W. Green-fluorescent protein fusions for efficient characterization of nuclear targeting // Plant J., 1997, vol. 11(3), pp. 573586.

59. Grieshaber S. S., Grieshaber N. A., Hackstadt T. Chlamydia trachomatis utilizes host cell dynein to traffic to the microtubule-organizing center in a p50 dynamitin-independent process // J. Cell. Sci., 2003, vol. 116, pp. 3793-3802.

60. Grieshaber S., Swanson J.A., Hackstadt T. Determination of the physical environment within the Chlamydia trachomatis inclusion using ion-selective ratiometric probes // Cell. Microbiol., 2002, vol. 4, pp. 273-284

61. Griffiths E., Ventresca M.S., Gupta R.S. BLAST screening of chlamydial genomes to identify signature proteins that are unique for the Chlamydiales, Chlamydiaceae, Chlamydophila and Chlamydia groups of species // BMC Genomics, 2006, vol. 7, pp. 14-34.

62. Grystone J.T. Infections caused by Chlamydia pneumoniae strain TWAR // Clin. Infect. Dis., 1992, vol. 15(5), pp. 757-761.

63. Hackstadt T. Redirection of host vesicle trafficking pathways by intracellular parasites // Traffic, 2000, vol. 1, pp. 93-99.

64. Hackstadt T. The diverse habitats of obligate intracellular parasites // Curr. Opin. Microbiol., 1998, vol.1, pp. 82-87.

65. Hackstadt Т., Fischer E.R., Scidmore M.A., Rockey D.D., Heinzen R.A. Origins and functions of the chlamydial inclusion // 1997, Trends Microbiol., vol. 5, pp. 288-293.

66. Hackstadt Т., M. Scidmore-Carlson A., Dooley C. A. Chlamydia trachomatis inclusion membrane protein required for intracellular development // Mol. Biol. Cell., 1999a, 10(Suppl. S):182A.

67. Hackstadt Т., Scidmore M.A., Rockey D.D. Lipid metabolism in Chlamydia trachomatis-infected cells: directed trafficking of Golgi-derived sphingolipids tothe chlamydial inclusion // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995, vol. 92, pp. 48774881.

68. Hackstadt Т., Scidmore-Carlson M.A., Shaw E.I., Fischer E.R. The Chlamydia trachomatis IncA protein is required for homotypic fusion // Cell. Microbiol., 19996, vol. l,pp. 119-130.

69. Hahn D.L., Dodge R.W., Golubjatnicov R. Association of Chlamydia pneumoniae (strain TWAR) infection with wheezing, asthmatic bronchitis, and adult-onset asthma // JAMA, 1991, vol. 266(2), pp. 225-230.

70. Hambrock A., Loffler-Walz C., Quast U. Glibenclamide binding to sulphonylurea receptor subtypes: dependence on adenine nucleotides // Br. J. Pharmacol., 2002, vol. 136(7), pp. 995-1004.

71. Hamm-Alvaxrez S.F., Alayof В., Himmel H., Kim P.Y., Crews A.L., Strauss H.C., Sheetz M.P. Coordinate depression of bradykinin receptor recycling and microtubule-dependent transport by taxol // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994, vol. 91, pp. 7812-7816.

72. Hanahan D.G. Studies on transformation of Escherichia coli with plasmids // J. Mol. Biol., 1983, vol. 166(4), pp. 557-580.

73. Hansen-Wester I., Hensel M. Salmonella pathogenicity islands encoding type III secretion systems // Microbes Infect. 2001, vol. 3, pp. 549-559.

74. Hanson M.R., Kohler R.H. GFP imaging: methodology and application to investigate cellular compartmentation in plants // J. Exp. Bot., 2001, vol. 52(356), pp. 529-539.

75. Haraguchi T. Live cell imaging: approaches for studying protein dynamics in living cells // Cell. Struct. Funct., 2002, vol. 27(5), pp. 333-334.

76. Hatch G.M., McClarty G. Phospholipid composition of purified Chlamydia trachomatis mimics that of the eucaryotic host cell // Infect. Immun., 1998, vol. 66, pp. 3727-3735.

77. Hatch T.P. Utilization of exogenous thymidine by Chlamydia psittaci growing in the thymidine kinase-containing and thymidine kinase-deficient L cells // J. Bacteriol., 1976, vol. 125(2), pp. 706-712.

78. Hatch T.P., Allan I., Pearce J.H. Structural and polypeptide differences between envelopes of infective and reproductive life cycle forms of Chlamydia spp // J. Bacteriol., 1984, vol. 157, pp. 13-20.

79. Hatch T.P., Miceli M., Sublett J.E. Synthesis of disulfide-bonded outer membrane proteins during the developmental cycle of Chlamydia psittaci and Chlamydia trachomatis II J. Bacteriol. 1986, vol. 165, pp. 379-385.

80. Heinzen R. A., Hackstadt T. The Chlamydia trachomatis parasitophorous vacuolar membrane is not passively permeable to low-molecularweight compounds // Infect. Immun., 1997, vol. 65, pp. 1088-1094.

81. Heinzen R.A., Scidmore M.A., Rockey D.D., Hackstadt T. Differential interaction with endocytic and exocytic pathways distinguish parasitophorous vacuoles of Coxiella burnetii and Chlamydia trachomatis II Infect. Immun., 1996, vol. 64, pp. 796-809.

82. Ho T.D., Starnbach M.N. The Salmonella enterica serovar typhimurium-encoded type III secretion systems can translocate Chlamydia trachomatis proteins into the cytosol of host cells // Infect. Immun., 2005, vol. 73(2), pp. 905-911.

83. Hsia R., Ohayon H., Gounon P., Dautry-Varsat A., Bavoil P.M. Phage infection of the obligate intracellular bacterium, Chlamydia psittaci strain guinea pig inclusion conjunctivitis // Microbes Infect., 2000a, vol.2(7), pp. 761-772.

84. Hsia R.C., Pannekoek Y., Ingerowski E., Bavoil P.M. Type III secretion genes identify a putative virulence locus of Chlamydia II Mol. Microbiol., 1997, vol. 25, pp. 351-359.

85. Hsia R.C., Ting L.M., Bavoil P.M. Microvirus of Chlamydia psittaci strain guinea pig inclusion conjunctivitis: isolation and molecular characterization // Microbiology, 20006, vol. 146, pp. 1651-1660.

86. Hueck C.J. Type III protein secretion systems in bacterial pathogens of animals and plants // Microbiol. Mol. Biol. Rev., 1998, vol. 62(2), pp. 379-433.

87. Huh W.K., Falvo J.V., Gerke L.C., Carroll A.S., Howson R.W., Weissman J.S., O'Shea E.K. Global analysis of protein localization in budding yeast // Nature, 2003, vol. 425, pp. 686-691.

88. Ibba M., Curnow A.W., Soli D. Aminoacyl-tRNA synthesis: divergent routes to a common goal // Trends Biochem. Sci., 1997, vol. 22(2), pp. 39-42.

89. Jackson M.W., Piano G.V. Interactions between type III secretion apparatus components from Yersinia pestis detected using the yeast two-hybrid system // FEMS Microbiol. Lett., 2000, vol. 186, pp. 85-90.

90. Kalman S., Mitchell W., Marathe R., Lammel C., Fan J., Hyman R.W., Olinger L., Grimwood J., Davis R.W., Stephens R.S. Comparative genomes of Chlamydia pneumoniae and C. trachomatis II Nat. Genet., 1999, vol. 21(4), pp. 385-389.

91. Kim J.F. Revisiting the chlamydial type III protein secretion system: clues to the origin of type III protein secretion // Trends. Genet., 2001, vol. 17(2), pp. 65-69.

92. Knudsen K., A. S. Madsen, P. Mygind, G. Christiansen, S. Birkelund. Identification of two novel genes encoding 97- to 99-kilodalton outer membrane proteins of Chlamydia pneumoniae И Infect. Immun., 1999, vol. 67, pp. 375-383.

93. Kubori Т., Matsushima Y., Nakamura D., Uralil J., Lara-Tejero M., Sukhan A., Galan J.E., Aizawa S.I. Supramolecular structure of the Salmonella typhimurium type III protein secretion system // Science, 1998, vol. 280, pp. 602605.

94. Kubori Т., Sukhan A., Aizawa S.I., Galan J.E. Molecular characterization and assembly of the needle complex of the Salmonella typhimurium type IIIprotein secretion system // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000, vol. 97, pp. 1022510230.

95. Lang Т., Hellio R., Kaye P.M., Antoine J.C. Leishmania donovani-infected macrophages: characterization of the parasitophorous vacuole and potential role of this organelle in antigen presentation // J. Cell Sci., 1994, vol. 107, pp. 2137-2150.

96. Laurila A.L., Von Hertzen L., Saikku P. Chlamydia pneumoniae and chronic lung diseases // Scand. J. Infect. Dis. Suppl., 1997, vol. 104, pp. 34-36.

97. Li S., Janosch P., Tanji M., Rosenfeld G.C., Waymire J.C., Mischak H., Kolch W., Sedivy J.M. Regulation of Raf-1 kinase activity by the 14-3-3 family of proteins // EMBO J., 1995, vol. 14, pp. 685- 696.

98. Liu B.L., Everson J.S., Fane В., Giannikopoulou P., Vretou E., Lambden P.R. Clarke I.N. Molecular characterization of a bacteriophage (Chp2) from Chlamydia psittaci II J. Virol., 2000, vol. 74, pp. 3464-3469.

99. Liu H.S., Jan M.S., Chou C.K., Chen P.H., Ke N.J. Is green fluorescent protein toxic to the living cells? // Biochem. Biophys. Res. Commun., 1999, vol. 260(3), pp. 712-717.

100. Liu S.L., Sanderson K.E. Rearrangements in the genome of the bacterium Salmonella typhi II Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995, vol. 92(4), pp. 1018-1022.

101. Longbottom D., J. Findlay, E. Vretou, S. M. Dunbar. Immunoelectron microscopic localisation of the OMP90 family on the outer membrane surface of Chlamydia psittaci И FEMS Microbiol. Lett., 1998, vol. 164, pp. 111-117.

102. Longbottom D., Russell M., Jones G.E., Lainson F.A., Herring A.J. Identification of a multigene family coding for the 90 kDa proteins of the ovine abortion subtype of Chlamydia psittaci II FEMS Microbiol. Lett., 1996, vol. 142(2-3), pp. 277-281.

103. Lu H., Shen C., Brunham R.C. Chlamydia trachomatis infection of epithelial cells induces the activation of caspase-1 and release of mature IL-18// J. Immunol., 2000, vol. 165, pp. 1463-1469.

104. Lugert R., Kuhns M., Polch Т., Gross U. Expression and localization of type III secretion-related proteins of Chlamydia pneumoniae И Med. Microbiol. Immunol. (Berl)., 2004, vol. 193(4), pp. 163-171.

105. Majeed M., Kihlstrom E. Mobilization of F-actin and clathrin during redistribution of Chlamydia trachomatis to an intracellular site in eucaryotic cells // Infect. Immun., 1991, vol. 59, pp. 4465-4472.

106. Manders E.M.M, Verbeek F.J. Aten J.A. Measurement of co-localization of object in dual-colour confocal images // J. Microscop., 1993, vol. 169, pp. 375382.

107. Matsumoto A. Electron microscopic observations of surface projections and related intracellular structures of Chlamydia organisms // J. Electron Microsc., 1981, vol. 30, pp. 315-320.

108. McClarty G. Chlamydiae and the biochemistry of intracellular parasitism // Microbiology, 1994, vol. 2, pp. 157-164.

109. Melgosa M.P., Kuo C.C., Campbell L.A. Outer membrane complex proteins of Chlamydia pneumoniae // FEMS Microbiol. Lett., 1993, vol. 112, pp. 199-204.

110. Menard R., Sansonetti P.J., Parsot C. Nonpolar mutagenesis of the ipa genes defines IpaB, IpaC, and IpaD as effectors of Shigella jlexneri entry into epithelial cells // J. Bacteriol, 1993, vol. 175(18), pp. 5899-5906.

111. Michiels Т., Vanooteghem J.C., Lambert de Rouvroit C., China В., Gustin A., Boudry P., Cornelis G.R. Analysis of virC, an operon involved in the secretion of Yop proteins by Yersinia enterocolitica И J. Bacteriol., 1991, vol. 173, pp. 4994-5009.

112. Mott J., Barnewall R.E., Rikihisa Y. Human granulocytic ehrlichiosis agent and Ehrlichia chajjeensis reside in different cytoplasmic compartments in HL-60 cells // Infect. Immun., 1999, vol. 67, pp. 1368-1378.

113. Moulder J.W. Interaction of chlamydiae and host cells in vitro // Microbiol. Rev., 1991, vol. 55, pp.143-190.

114. Navarre W.W., Zychlinsky A. Pathogeninduced apoptosis of macrophages: a common end for different pathogenic strategies // Cell. Microbiol., 2000, vol. 2, pp.265-273.

115. Newhall W.J.V., Jones R.B. Disulfidelinked oligomers of the major outer membrane protein of chlamydiae // J. Bacteriol., 1983, vol. 154, pp. 998-1001.

116. Nichols B.A., P.Y. Setzer, F. Pang, C.R. Dawson. New view of the surface projections of Chlamydia trachomatis II J. Bacteriol., 1985, vol. 164, pp. 344-349.

117. Nicholson T.L., Olinger L., Chong K., Schoolnik G., Stephens R.S. Global stage-specific gene regulation during the developmental cycle of Chlamydia trachomatis II J. Bacteriol., 2003, vol. 185(10), pp. 3179-3189.

118. Ojcius D.M., Degani H., Mispelter J., Dautry-Varsat A. Enhancement of ATP levels and glucose metabolism during an infection by Chlamydia. NMR studies of living cells // J. Biol. Chem., 1998, vol. 273(12), pp. 7052-7058.

119. Parsot C., Hamiaux C., Page A.L. The various and varying roles of specific chaperones in type III secretion systems // Curr. Opin. Microbiol., 2003, vol. 6, pp. 7-14.

120. Peeleng R.W., Brunham R.C. Chlamydiae as pathogens: new species and new issues // Emerg. Infect. Dis., 1996, vol. 2(4), pp. 307-319.

121. Perfettini J.L., Reed J.C., Israel N., Martinou J.C., Dautry-Varsat A., Ojcius D.M. Role of Bcl-2 family members in caspaseindependent apoptosis during Chlamydia infection // Infect. Immun., 2002, vol. 70, pp. 55-61.

122. Ridderhof J.C., Barnes R.C. Fusion of inclusions following superinfection of HeLa cells by two serovars of Chlamydia trachomatis // Infect. Immun., 1989. vol. 57, pp. 3189-3193.

123. Rockey D.D., Fischer E.R., Hackstadt T. Temporal analysis of the developing Chlamydia psittaci inclusion by use of fluorescence and electron microscopy // Infect. Immun., 1996, vol. 64(10), pp. 4269-4278.

124. Rockey D.D., Heinzen R.A., Hackstadt T. Cloning and characterization of a Chlamydia psittaci gene coding for a protein localized in the inclusion membrane of infected cells // Mol. Microbiol., 1995, vol. 15, pp. 617-626.

125. Rockey D.D., Lenart J., Stephens R.S., 2000, Genome sequencing and our understanding of chlamydiae. Infect. Immun. 68(10): 5473-5479.

126. Rockey D.D., Marci A. Scidmore M. A., John P. Bannantine J. P., Wendy J. Brown W. J. Proteins in the chlamydial inclusion membrane // Microb. Infect., 2002a, vol. 4, pp. 333-340.

127. Rockey D.D., Rosquist J.L. Protein antigens of Chlamydia psittaci present in infected cells but not detected in the infectious elementary body // Infect. Immun., 1994, vol. 62, pp. 106-112.

128. Rockey D.D., Viratyosin W., Bannantine J.P., Suchland R.J., Stamm W.E. Diversity within inc genes of clinical Chlamydia trachomatis variant isolates that occupy non-fusogenic inclusions //Microbiology, 20026, vol. 148, pp. 2497-2505.

129. Rosqvist R., Hakansson S., Forsberg A., Wolf-Watz H. Functional conservation of the secretion and translocation machinery for virulence proteins of yersiniae, salmonellae and shigellae // EMBO J., 1995, vol. 14, pp. 4187-4195.

130. Rzomp K. A., Scholtes L. D., Briggs B. J., Whittaker G. R., Scidmore M. A. Rab GTPases are recruited to chlamydial inclusions in both a species-dependent and species-independent manner // Infect. Immun., 2003, vol. 71, pp. 5855-5870.

131. Rzomp К.A., Moorhead A.R., Scidmore M.A. The GTPase Rab4 interacts with Chlamydia trachomatis inclusion membrane protein CT229 // Infect. Immun., 2006, vol. 74(9), pp. 5362-5373.

132. Salcedo S.P., Holden D.W. Bacterial interactions with the eukaryotic secretory pathway // Curr. Opin. Microbiol., 2005, vol. 8, pp. 92-98

133. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. Molecular cloning: a laboratory manual, 2nd ed. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, N.Y., 1989.

134. Schiff P.B., Tant J., Horwitz S.B. Promotion of microtubule assembly in vitro by taxol // Nature, 1979, vol. 22, pp. 665-667.

135. Schmid M.B., Roth J.R. Selection and endpoint distribution of bacterial inversion mutations // Genetics, 1983, vol. 105(3), pp. 539-557.

136. Schramm N., Wyrick P.B. Cytoskeletal requirements in Chlamydia trachomatis infection of host cells // Infect. Immun., 1995, vol. 63, pp. 324-332.

137. Scidmore M. A., Hackstadt T. Mammalian 14-3-3beta associates with the Chlamydia trachomatis inclusion membrane via its interaction with IncG // Mol. Microbiol., 2001, vol. 39(6), pp.1638-1650.

138. Scidmore M.A., Fischer E.R., Hackstadt T. Restricted fusion of Chlamydia trachomatis vesicles with endocytic compartments during the initial stages of infection // Infect. Immun., 2003, vol. 71(2), pp. 973-984.

139. Scidmore-Carlson M. A., Shaw E. I., Dooley C.A., Fischer E. R., Hackstadt T. Identification and characterization of a Chlamydia trachomatis early operon encoding four novel inclusion membrane proteins // Mol. Microbiol., 1999, vol. 33(4), pp. 753-765.

140. Segall A., Mahan M.J., Roth J.R. Rearrangement of the bacterial chromosome: forbidden inversions // Science, 1988, vol. 241(4871), pp. 13141318.

141. Shastri N., Gonzalez F. Endogenous generation and presentation of the ovalbumin peptide/Kb complex to T cells // J. Immunol., 1993, vol. 150, pp. 2724-2736.

142. Shaw E.I., Dooley C.A., Fischer E.R., Scidmore M.A., Fields K.A., Hackstadt T. Three temporal classes of gene expression during the Chlamydia trachomatis developmental cycle // Mol. Microbiol., 2000, vol. 37, pp. 913-925.

143. Shor A., Kuo C.C., Patton D.L. Detection of Chlamydia pneumoniae in coronary arterial fatty streaks and atheromatous plaques // S. Afr. Med. J., 1992, vol. 82(3), pp. 158-161.

144. Simonsen A., Lippe R., Christoforidis S., Gaullier J.M., Brech A., Callaghan J., Toh B.H., Murphy C., Zerial M., Stenmark H. EEA1 links PI(3)K function to Rab5 regulation of endosome fusion // Nature, 1998, vol. 394(6692), pp. 494-498.

145. Sisko J.L., Spaeth K., Kumar Y., Valdivia R.H. Multifunctional analysis of Chlamydia -specific genes in a yeast expression system // Mol. Microbiol., 2006, vol. 60(1), pp. 51-66.

146. Slepenkin A., Motin V., de la Maza L. M., Peterson E. M. Interaction between components of the type III secretion system of Chlamydiaceae II J. Bacteriol., 2005, vol. 187(2), pp. 473-479.

147. Stamm W.E. Chlamydia trachomatis infections: progress and problems // J. Infect. Dis., 1999, vol. 179, pp. 380-383.

148. Starnbach M.N., Bevan M.J., Lampe M.F. Protective cytotoxic T lymphocytes are induced during murine infection with Chlamydia trachomatis II J. Immunol., 1994., vol. 153, pp. 5183-5189.

149. Stenner-Liewen F., Liewen H., Zapata J.M., Pawlowski K., Godzik A., Reed J.C. CADD, a Chlamydia protein that interacts with death receptors // J. Biol. Chem., 2002, vol. 277(12), pp. 9633-9636.

150. Stewart E.J., Aslund F., Beckwith J. Disulfide bond formation in the Escherichia coli cytoplasm: an in vivo role reversal for the thioredoxins // EMBO J., 1998, vol. 17, pp. 5543-5550.

151. Storey C.C., Lusher M., Richmond S.J. Bacon J. Further characterization of a bacteriophage recovered from an avian strain of Chlamydia psittaci II J. Gen. Virol., 1989, vol. 70, pp. 1321-1327.

152. Sturgill-Koszycki S., Schaible U.E., Russell D.G. Mycobacterium-containing phagosomes are accessible to early endosomes and reflect a transitional state in normal phagosome biogenesis // EMBO J., 1996, vol. 15, pp. 6960-6968.

153. Subtil A., Blocker A., Dautry-Varsat A. Type III secretion system in Chlamydia species: identified members and candidates // Microbes Infect., 2000, vol. 2(4), pp. 367-369.

154. Subtil A., Parsot C., Dautry-Varsat A. Secretion of predicted Inc proteins of Chlamydia pneumoniae by a heterologous type III machinery // Mol. Microbiol., 2001, vol. 39(3), pp. 792-800.

155. Suchland R. J., Rockey D. D., Bannantine J. P. Stamm W. E. Isolates of Chlamydia trachomatis that occupy nonfusogenic inclusions lack IncA, a protein localized to the inclusion membrane // Infect. Immun., 2000, vol. 68, pp. 360-367.

156. Suchland R.J., Rockey D.D., Weeks S.K., Alzhanov D.T., Stamm W.E. Development of Secondary Inclusions in Cells Infected by Chlamydia trachomatis II Infect. Immun., 2005, vol. 73(7), pp. 3954-3962.

157. Swanson M.S., Isberg R.R. Association of Legionella pneumophila with the macrophage endoplasmic reticulum // Infect. Immun., 1995, vol. 63, pp. 36093620.

158. Tavare J.M., Fletcher L.M., Welsh G.I. Using green fluorescent protein to study intracellular signalling // J. Endocrinol., 2001, vol. 170(2), pp. 297-306.

159. Thorn D.H., Grayston J.T., Siskovick D.S., Wang S.P.,Weiss N.S., Daling J.R. Association of prior infection with Chlamydia pneumoniae and angiographically demonstrated coronary artery disease // JAMA, 1992, vol. 268(1), pp. 68-72.

160. Tipples G., McClarty G. Cloning and expression of the Chlamydia trachomatis gene for CTP synthetase // J. Biol. Chem., 1995, vol. 270(14), pp. 7908-7914.

161. Tipples G., McClarty G. The obligate intracellular bacterium Chlamydia trachomatis is auxotrophic for three of the four ribonucleoside triphosphates // Mol. Microbiol., 1993, vol. 8(6), pp. 1105-1114.

162. Toh H., Miura K., Shirai M., Hattori M In silico Inference of Inclusion Membrane Protein Family in Obligate Intracellular Parasites Chlamydiae I I DNA Research, 2003, vol. 10, pp. 9-17.

163. Van Ooij C., Apodaca G., Engel J.N. Characterization of the Chlamydia trachomatis vacuole and its interaction with the host endocytic pathway in HeLa cells // Infect. Immun., 1997, vol. 65, pp.758-766.

164. Van Ooij C., Homola E., Kincaid E., Engel J. Fusion of Chlamydia trachomatis-containing inclusions is inhibited at low temperatures and requires bacterial protein synthesis // Infect. Immun., 1998, vol. 66, pp. 5364-5371.

165. Waldo G.S., Standish B.M., Berendzen J., Terwilliger T.C. Rapid protein-folding assay using green fluorescent protein // Nat. Biotechnol., 1999, vol. 17(7), pp. 691-695.

166. Walker J.E., Saraste M., Runswick M.J., Gay N.J. Distantly related sequences in the alpha- and betasubunits of ATP synthase, myosin, kinases and other ATPrequiring enzymes and a common nucleotide binding fold // EMBO J. 1982, vol. l,pp. 945-951.

167. Ward M.E., Murray A. Control mechanisms governing the infectivity of Chlamydia trachomatis for HeLa cells: mechanisms of endocytosis // J. Gen. Microbiol., 1984, vol. 130, pp. 1765- 1780.

168. Wattiau P., Bernier В., Desle, P., Michiel, Т., Cornelis G.R. Individual chaperones required for Yop secretion by Yersinia II Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994, vol. 91, pp. 10493-10497.

169. Wieland T. Phallotoxins Springer-Verlag, New York. 1986.

170. Williamson L.R., Piano G.V., Winkler H.H., Krause D.C., Wood D.O. Nucleotide sequence of the Rickettsia prowazekii ATP/ADP translocase-encoding gene // Gene, 1989, vol. 80(2), pp. 269-278.

171. Woestyn S., Allaoui A., Wattiau P., Cornelis G.R. YscN, the putative energizer of the Yersinia Yop secretion machinery // J. Bacteriol., 1994, vol. 176, pp. 1561-1569.

172. Wolf K., Hackstadt T. Sphingomyelin trafficking in Chlamydia pneumoniae-miQcXed cells // Cell. Microbiol., 2001, vol. 3, pp. 145-152.

173. Wright C.S. Structural comparison of the two distinct sugar binding sites in wheat germ agglutinin isolectin II // J. Mol. Biol., 1984, vol. 178(1), pp. 91-104.

174. Wylie J.L., Hatch G.M., McClarty G. Host cell phospholipids are trafficked to and then modified by Chlamydia trachomatis II J. Bacteriol., 1997, vol. 179, pp. 7233-7242.

175. Wyrick P.B., Choong J., Davis C.H., Knight S.T., Royal M.O., Maslow A.S., Bagnell CR. Entry of Chlamydia trachomatis into polarized human epithelial cells // Infect. Immun., 1989, vol. 57, pp. 2378-2389.

176. Wyrick P.B., Intracellular survival by Chlamydia II Cell. Microbiol., 2000, vol. 2(4), pp. 275-282.

177. Yang F., Moss L.G., Phillips Jr. The molecular structure of green fluorescent protein // Nat. Biotechnol., 1996, vol. 14, pp. 1246-1251.

178. Zhong G., Fan P., Ji H., Dong F., Huang Y. Identification of a chlamydial protease-like activity factor responsible for the degradation of host transcription factors // J. Exp. Med., 2001, vol. 193, pp.935-942.

179. Zhong G., Fan Т., Liu L. Chlamydia inhibits interferon y-inducible major histocompatibility complex class II expression by degradation of upstream stimulatory factor 1 // J. Exp. Med., 1999, vol. 189, pp. 1931-1938.1. Благодарности.

180. А так же сотрудникам лаборатории цитологии опухолевого роста Института цитологии РАН за помощь в иммунизации лабораторных животных и получении сывороток крови.

181. И огромнейшее спасибо Марине Михайловне Шкарупете за неоценимый вклад в представленную работу без которой ее было бы невозможно завершить.