Клинико-эпизоотологическое проявление контагиозной плевропневмонии коз и меры борьбы с ней в Республике Таджикистан тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 06.02.02, кандидат наук Вахобов Дустмурод Саймуродович

• Вахобов Дустмурод Саймуродович
• кандидат наук
• 2017

Оглавление диссертации кандидат наук Вахобов Дустмурод Саймуродович

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Распространение контагиозной плевропневмонии коз

и краткая характеристика возбудителя болезни

1.2. Эпизоотологические данные о болезни

1.3. Клинические и патоморфологические признаки контагиозной плевропневмонии коз

1.4. Восприимчивость разных видов животных к возбудителю контагиозной плевропневмонии коз

1.5. Методы диагностики контагиозной плевропневмонии коз

1.6. Терапевтические мероприятия при контагиозной плевропневмонии коз

1.7. Профилактика и меры борьбы с контагиозной плевропневмонией коз в различных странах мира

1.8. Заключение по обзору литературы

2. СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Материалы и методы исследований

2.2. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

2.2.1. Изучение природно-климатических условий и особенностей ведения козоводства в Республике Таджикистан

2.2.2. Определение широты распространения контагиозной плевропневмонии коз в Таджикистане

2.2.3. Изучение клинико-эпизоотологических данных по контагиозной плевропневмонии коз

2.2.4. Результаты патологоанатомического исследования коз

при контагиозной плевропневмонии

2.2.5. Выделение возбудителя контагиозной плевропневмонии коз

в неблагополучных хозяйствах и изучение его биологических свойств

2.2.6. Проведение серологических исследований сыворотки крови

коз на контагиозную плевропневмонию в хозяйствах Таджикистана

2.2.7. Изучение профилактической эффективности инактивиро-ванной и живой вакцин против КППК в сравнительном аспекте

2.2.7.1. Экспериментальные исследования

2.2.7.2. Производственные испытания

3. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ ИССЛЕДОВАНИЙ

4. ВЫВОДЫ

5. ПРАКТИЧЕСКОЕ ИСПОЛЬЗОВАНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ ИССЛЕДОВАНИЙ

6. РЕКОМЕНДАЦИИ ПО ИСПОЛЬЗОВАНИЮ НАУЧНЫХ ВЫВОДОВ

7. СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

ПРИЛОЖЕНИЯ

ПЕРЕЧЕНЬ СОКРАЩЕНИЙ, УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ

И ТЕРМИНОВ

ГБАО - Горно-Бадахшанская автономная область

КШ1К - контагиозная плевропневмония коз

ИФА - Иммуноферментный анализ

МЭБ - Международное эпизоотическое бюро

МСХ - Министерство сельского хозяйства

МФА - Метод флюоресцирующих антител

Mmc - M. Mycoides подтип capricolum

Mccp - Mycoplasma capricolum подвид capripneumoniae

РДП - Реакция диффузной преципитации

РНК - Рибонуклеиновая кислота

РРП - Районы республиканского подчинения

РСК - Реакция связывания комплемента

РТ - Республика Таджикистан

ПЦР - Полимеразная цепная реакция

СГВН - Служба государственного ветеринарного надзора

ТАСХН - Таджикская Академия сельскохозяйственных наук НТС - Научно-технический совет СГВН

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Клинико-эпизоотологическое проявление контагиозной плевропневмонии коз и меры борьбы с ней в Республике Таджикистан»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность работы. В течение длительного времени во многих странах мира, в том числе и в Таджикистане, была широко распространена контагиозная плевропневмония коз (КППК), которая наносила огромный экономический ущерб козоводству (1, 2, 7, 15, 18).

По данным Всемирной организации здравоохранения животных многие страны до сих пор являются неблагополучными по КППК.

Контагиозная плевропневмония коз имеет важное экономическое и социальное значение для многих стран Африки и Азии из-за массового падежа животных, расходов, связанных с карантинными мероприятиями и ограничением международной торговли (14, 36, 42, 123, 138).

В настоящее время КППК получила широкое распространение в азиатских странах и наносит огромный экономический ущерб, оказывая большое влияние на численность поголовья коз и на уровень жизни населения (106, 129, 132, 160).

На территории нынешней СНГ контагиозная плевропневмония коз была зарегистрирована в 1885 году в Казахстане (3), в 1935 году на Урале (16) и Узбекистане (11) и в 1936 году - в Дагестане (23).

По сообщениям Мурватуллоева С.А. (19), в Таджикистане контагиозную плевропневмонию коз начали изучать в 30-е годы прошлого столетия под местным названием «Вабои буз» или «Мааки буз», поэтому КППК для Таджикистана не является экзотической болезнью.

О распространении КППК в Таджикистане впервые сообщили Сокольский И.Е. и Сипоновский П.В. в 1946 году (16).

В изучение болезни в Таджикистане значительный вклад внесли Павловский Е.Н., Лотоцкий Б.В., Попова З.В., Сокольский И.Е., Фалеева Е.Е., Покровский С.А. и др. (10, 15, 16, 23).

По данным Лотоцкого Б.В. (10), в 1939-1942 гг. эпизоотией КППК был

охвачен 31 район Таджикистана.

С тех времен, вплоть до середины восьмидесятых годов прошлого века, болезнь с разной степенью эпизоотологической экстенсивности и интенсивности, периодически регистрировали в подворьях и козоводческих хозяйствах республики (21).

Затем, благодаря массовым вакцинациям и строгим мерам борьбы, до середины 2009 года КППК на территории Таджикистана не наблюдалась.

На протяжении более 28 лет Таджикистан был страной, свободной от КППК.

После распада Советского Союза социально-экономические, хозяйственные и политические условия Таджикистана резко изменились. Вместо крупных специализированных козоводческих хозяйств образовались множества мелких смешанного характера дехканских хозяйств. Резко увеличилось количество коз в частном пользовании у населения Таджикистана (25).

Сформировались новые торгово-экономические связи Таджикистана с Афганистаном, Индией, Ираном, Пакистаном, Турцией и др. странами. Увеличилась неофициальная миграция животных между соседними странами, особенно с Афганистаном и Пакистаном.

Эти факторы способствовали вспышкам экзотичных для Таджикистана болезней, в т.ч. чумы мелких жвачных животных, а также возврату контагиозной плевропневмонии коз (12).

КППК широко распространена на территории Республики Таджикистан и на протяжении последних лет наносит огромный экономический ущерб козоводству, а также является наиболее неблагоприятным обстоятельном в развитии козоводства Таджикистана (1, 2, 12).

В мировой литературе обобщен ряд объективных и субъективных факторов, способствующих распространению возбудителя болезни на большие расстояния (27-64).

Несмотря на многочисленные научно-прикладные исследования, прове-

денные во многих странах мира, многие аспекты эпизоотологии, мер профилактики и борьбы с КППК остаются неясными. До сих пор достоверно не изучена иммунобиологическая характеристика эпизоотических штаммов возбудителя КППК, циркулирующих в Центральной Азии, не проведена их идентификация по генетическим маркерам. Кроме того, необходим мониторинг диких животных для выявления возможных природных резервуаров возбудителя КППК и других микоплазм ( 29, 92, 108, 124-128).

Для разработки научно-обоснованных мер профилактики и искоренения КППК необходимо глубокое изучение эпизоотологии болезни, определение влияния природно-климатических, социально-экономических, хозяйственных и экологических факторов на течение и проявление КППК, а также на эпизоотический процесс.

Российская Федерация является благополучной по контагиозной плевропневмонии коз, однако граничит с неблагополучными по КППК странами. В последние годы в России наблюдается интенсивное развитие козоводства, особенно в фермерских хозяйствах, козы различных пород стали завозиться из стан дальнего и ближнего зарубежья. Следовательно, изучение контагиозной плевропневмонии коз и совершенствование профилактических мероприятий имеет большое значение и для Российской Федерации, и для других стран бывшего Советского Союза.

В связи с этим исследования КППК, возникшей в новых хозяйственно-экономических и природно-климатических условиях Таджикистана, представляют актуальную задачу и имеют важное научно-практическое значение.

Цель и задачи исследований.

Цель работы - изучить клинико-эпизоотологическое проявление контагиозной плевропневмонии коз в Республике Таджикистан и разработать комплекс профилактических мероприятий и меры борьбы с болезнью.

Для решения были поставлены следующие задачи:

1. Изучить природно-климатические условия и особенности ведения

козоводства в Республике Таджикистан.

2. Определить широту распространения контагиозной плевропневмонии коз в Таджикистане.

3. Изучить факторы, влияющие на распространенность и проявление болезни.

4. Изучить клинико-эпизоотологическое проявление контагиозной плевропневмонии коз в хозяйствах различного типа.

5. Выделить возбудителя КППК и описать его биологические свойства.

6. Провести серологические исследования сыворотки крови коз на контагиозную плевропневмонию в хозяйствах Таджикистана.

7. Разработать комплекс профилактических мероприятий и меры борьбы с контагиозной плевропневмонией коз в условиях отгонного ведения козоводства в Республике Таджикистан.

Научная новизна.

1. Впервые в Республике Таджикистан в зонах интенсивного скотоводства, в районах скотопрогонных трасс и в условиях отгонного козоводства определена широта распространения контагиозной плевропневмонии коз на основании клинико-эпизоотологических и серологических исследований.

2. Впервые в странах Азии от больных коз выделена Mycoplasma capricolum подвид capripneumoniae, идентичная с референтным штаммом Mycoplasma AF 378156, обнаруженным в Объединенных Арабских Эмиратах в 1991 году.

3. Изучены особенности клинического, патологоанатомического и эпи-зоотологического проявления КППК, определена сезонность болезни.

4. Установлено, что среди инфекционных заболеваний коз КППК занимает ведущее место (55%) и является основным сдерживающим фактором уве-личения поголовья коз у населения и в фермерских хозяйствах Таджикистана.

5. Инактивированная жидкая вакцина ДЖОВАПЛАЗМА С против кон-

тагиозной плевропневмонии коз, производимая Иорданским центром биологической промышленности, обладает более высокой профилактической эффективностью, чем живая вакцина КАПРИДОЛЛ производства турецкой фирмы «Доллвет» и предохраняет от заражения до 84% коз.

Практическая значимость.

1. Разработаны, утверждены и внедрены в практику ветеринарии в Республике Таджикистан следующие нормативные документы:

- «Временное наставление по изготовлению, контролю и применению вакцины против инфекционной плевропневмонии коз», утвержденное методической комиссией научно-производственного предприятия «Биологические препараты» ТАСХН 22 сентября 2010 г.;

- «Инструкция о мероприятиях по профилактике и борьбе с инфекционной плевропневмонией коз», утвержденная научно-техническим ветеринарным советом Службы государственного ветеринарного надзора Республики Таджикистан 17 сентября 2011 г;

- «Система научно-обоснованного эпизоотологического надзора», утвержденная 19 сентября 2013 года Службой государственного ветеринарного надзора Республики Таджикистан.

2. В опытах на козах различных половозрастных групп показана высокая профилактическая эффективность инактивированной вакцины против контагиозной плевропневмонии коз, производимой Иорданским центром биологической промышленности.

3. Все проведенные исследования подтверждены документально (протоколы испытаний, акты патологоанатомического исследования, заключения, экспертизы и др.) и утверждены в установленном порядке.

4. Результаты исследований включены в комплекс профилактических мероприятий и мер борьбы с контагиозной плевропневмонией коз в условиях отгонного ведения козоводства в Республике Таджикистан.

Личный вклад соискателя.

Автору принадлежат организация и непосредственное осуществление исследований по теме диссертационной работы, анализ и теоретическое обобщение полученных данных, разработка научно-технической документации по мероприятиям против КППК.

Исследования по особенностям клинического и патологоанатомического проявления КППК выполнены в Национальном центре ветеринарной диагностики (Душанбе) и в полевых условиях совместно с кандидатом ветеринарных наук Махмадшоевым А.Н.

Диагностические исследования, подтверждающие циркуляцию возбудителя КППК в Таджикистане, проведены при участии научного руководителя, д. вет.н. Амирбекова М. и канд. вет.н. Хамраева К.

Автор выражает благодарность за оказание научно-методической и практической помощи сотрудникам Государственного учреждения «Институт проблем биологической безопасности», Национального центра ветеринарной диагностики, Службы государственного ветеринарного надзора МСХ Республики Таджикистан, а также представительству ФАО ООН в Таджикистане.

Апробация результатов исследований.

Основные положения диссертационной работы доложены и обсуждены на заседаниях Ученого совета Государственного учреждения «Институт проблем биологической безопасности» ТАСХН и научно-технического совета Службы государственного ветеринарного надзора Министерства сельского хозяйства Республики Таджикистан (Душанбе, 2012-2016).

Результаты исследований были доложены:

- на Международном научно-практическом семинаре, посвященном 90-летию академика Мустакимова Р. (Душанбе, 2014);

- на Международной научно-практической конференции, посвященной 80-летию профессора В.Л. Зайцева (Казахстан, 2015).

Публикации.

По теме диссертации опубликовано 10 научных работ, из них 3 - в изданиях, рекомендованных ВАК РФ (Доклады ТАСХН).

Структура и объем диссертации.

Диссертация изложена на 153 страницах компьютерного текста, и состоит из следующих разделов: введение, обзор литературы, собственные исследования, обсуждение результатов исследований, выводы, практическое использование результатов исследований и рекомендации, список литературы (193 источника, в т.ч. 167 - иностранных авторов) и 16 страниц приложений. Диссертация иллюстрирована 10 таблицами и 31 рисунком.

Основные положения и результаты, выносимые на защиту:

- результаты диагностических исследований, подтверждающие циркуляцию M.capricolum подвид capripneumoniae штамм Mycoplasma AF 378156 на территории Республики Таджикистан;

- особенности клинико-эпизоотологического и патологоанатомического проявления КППК;

- результаты серологического исследования коз на КППК в хозяйствах различного типа;

- система мер профилактики, борьбы и надзора за КППК в Таджикистане.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Распространение контагиозной плевропневмонии коз и краткая характеристика возбудителя болезни

Контагиозная плевропневмония коз одна из наиболее тяжело протекающих инфекционных болезней коз, поражающих респираторный тракт коз, и вызывает крупозное воспаление легких, серозно-фибринозный плеврит. В первично зараженных отарах заболеваемость может достигать до 100%, а смертность 80% (32, 49, 111, 147).

Контагиозная плевропневмония коз является эндемичной болезнью в Африке и Азии, в том числе в странах Центральной Азии, и наносит большой экономический ущерб (34, 36, 42, 101, 103, 138, 129, 132).

Болезнь широко распространена в Индии, Китае, Монголии, Испании и странах Среднего и Ближнего Востока (182).

Контагиозную плевропневмонию коз впервые описал Тота В. в 1873 г. в Алжире (187).

В 1881 году возбудитель болезни попал в Южную Африку при транспортировке ангорских коз.

В дальнейшем болезнь диагностировали во Франции, Швейцарии, Италии, Сербии, Албании, Германии, Болгарии, Греции. На Эгейских островах и во Фракии эта болезнь коз была стационарной (183-193).

Заболевание распространилось через Францию в Египет, Судан, Западную Африку, Конго, Нигерию, Кению, Уганду, Танганьику (105-113, 123).

В Южную Африку больные козы были завезены в 1880 г. В течение нескольких последующих лет от инфекционной плевропневмонии в этом районе пало 18 тыс. коз. В последующем методом поголовного убоя больных животных эта болезнь была искоренена в Южной Африке и в дальнейшем больше не появлялась (133).

С 1889 г. инфекционная плевропневмония коз регистрируется в Индии.

Carson J.L. и др. (49) сообщили об инфекционной плевропневмонии коз, наблюдаемой в Аризоне. Они указывают, что эта болезнь коз является одной из наиболее серьезных инфекционных болезней в Аризоне. Размеры распространения ее в США неизвестны. В связи с тем, что болезнь была идентифицирована в нескольких частях страны, ученые считают, что она более широко распространена в США, чем об этом подозревалось.

Thiaucourt F. (184-186) приходилось наблюдать эту болезнь в Монгольской Народной Республике в весенне-летний сезон 1942 г. Заболевали козы многих отар на трассах перегона к границам России. Инфекционная плевропневмония коз в Монголии была известна давно под местным названием «го-дорон» и причиняла серьезные потери. С выявлением больных среди перегоняемых отар всех коз этой отары угоняли с перегонных трасс обычно в горные пади, где все козы погибали или становились достоянием хищных зверей. Местным жителям было известно, что 95-100% коз в отарах, где возникала эта болезнь, погибало.

По данным Международного эпизоотического бюро, инфекционная плевропневмония коз в настоящее время стационарно регистрируется в Индии, Иране, Турции и некоторых других странах Африки и Азии.

В 1940 г. Lengly G. доказал, что болезнь вызывают микоплазмы.

Первые сообщения о контагиозной плевропневмонии коз в России появились в конце 19 столетия по сообщениям Бенкевича В. (1896 г.) и Матвеева В. (1898 г.).

В Таджикистане первые научные работы по контагиозной плевропневмонии коз были выполнены в научно-исследовательском ветеринарном институте, результаты, которых обобщены в специальном номере «Известия» Академии наук Таджикской ССР (1946 г.), в статьях Б.В. Лотоцкого (10) и П.В. Сипоновского (21).

По данным Б.В. Лотоцкого в 1939-42 гг. эпизоотия КППК охватила 31 район Таджикистана (10).

Экономический ущерб определяются высокой летальностью (80-100%), а также расходами на проведение карантинных и оздоровительных мероприятий. Последние годы болезнь периодически встречается в странах Центральной Азии и в Китае (1, 14, 143).

Контагиозная плевропневмония коз наблюдали во многих странах Африки, Азии, включая Индию и Пакистан, и на Среднем Востоке. Однако, из-за трудности выделения возбудителя болезни из патологического материала, его присутствия у больных животных не подтверждено. К странам, где возбудитель КППК выделен в последние годы относятся: Судан, Тунис, Оман, Турция, Чад, Уганда, Эфиопия, Нигерия, Танзания и Объединенные Арабские Эмираты (134-193).

О КППК в Европе впервые было сообщено в 2004 году, когда вспышка болезни была подтверждена в Европейской части Турции, с потерей выше 25% козлят и взрослых коз (113).

В других странах КППК подтверждена только на основании клинических признаков (рис. 1).

Рис. 1. Географическое распространение КППК в 2012 г.

Возбудитель контагиозной плевропневмонии коз - Mycoplasma capricolum subsp. capripneumoniae (Мсср), относится к семейству Mycoplasmataceae. Ранее он был известен как Mycoplasma биотип F-38. Классификация и филогенез микоплазм приведена на рисунках 2 и 3. На основе генетических исследований изоляты M. capripneumoniae разделены на два больших кластера, представляющие две эволюционно разные линии микроорганизма или к четырем линиям, относящиеся к разным географическим регионам (рис. 2).

Рис. 2. Филогенез и типизация микоплазм

(Manso-Silvan et al 2009, Int. J. Syst. Evol. Microbiol)

Mycoplasma capricolum subsp. capripneumoniae имеет родственное отношение к группе микоплазм, названных кластером Mycoplasma mycoides (рис.

3).

Рис. 3. Филогенез микоплазм по 16S rRNA

(http://services.cbib.u-bordeaux2.fr/molligen)

Две другие микоплазмы этой группы, образующие крупные колонии -M. mycoides subsp. capri и M. mycoides subsp. mycoides (рис. 4), могут вызвать заболевание у мелких жвачных животных похожее на КППК, однако они могут образовывать очаги поражения не только в легких, но и в других органах. В то же время некоторые авторы считают, что эти микроорганизмы, в частности M. mycoides subsp. capri, вызывает КППК (37, 45, 63, 73, 74, 81, 85, 109, 127, 134, 138, 140, 164, 188).

fl

mHH^^^HBb я

(а) (б)

Рис. 4. Колонии M. mycoides subsp. capri (а) и M. mycoides subsp. mycoides (б)

M. mycoides subsp. capri (Мсср) хорошо культивируется на питательных средах с добавлением 10-30% свежей лошадиной сыворотки. В жидких средах обусловливает легкую опалесценцию, на поверхности бульона образует нежную пленку. На плотных элективных средах образует типичные колонии с центром, врастающие в агар (18, 52, 67, 86, 92, 94, 117).

Мсср трудно адаптируется к куриным эмбрионам, она не патогенна для лабораторных животных (12, 17, 20, 58). Посевы делают из сердца, легких, экссудата грудной полости и др.

По морфологическим и культуральным свойствам Mycoplasma mycoides var. capri сходна с возбудителем контагиозной плевропневмонии крупного рогатого скота, но по антигенной структуре отличается от него (в РСК регистрируют неполную перекрестную реакцию).

Микоплазма морфологически имеет форму кокков, палочек, нитей (55, 57, 67. 69, 77, 85).

Характерной особенностью возбудителя КППК является его полиморфизм и способность проходить сквозь бактериальные фильтры (рис. 5).

ям 4 ^ 7

Рис. 5. Морфология микоплазм

Возбудитель КППК не устойчив во внешней среде и против действия различных физических и химических факторов. В легких погибших коз сохраняется при 10-12°С в течение 40 суток, при 4°С - до 2 мес. При высушивании на воздухе остается жизнеспособным 3 суток, при 2°С - не менее 15 суток, при 58-60°С инактивируется через 30 мин. В присыхающем на солнце навозе сохраняется до 8 суток, в затемненных местах - несколько недель. В 50% растворе глицерина остается жизнеспособным при комнатной температуре до 27 суток, при 10-12°С в темном месте - 50 суток. Быстро инактивируется (3 ч) под действием 0,5% раствора формалина, 2-3% раствора едкого натра, 2% раствора фенола (164, 172, 184).

Постановка точного диагноза может быть затруднительной. Возбудитель болезни очень прихотлив к питательным средам и может быть легко потерян при использовании обычных методов бактериологии.

Возбудитель КППК имеет тесное родство с другими микоплазмами, которые осложняют проведение серологического скрининга и идентификацию возбудителя КППК (9, 13, 20).

1.2. Эпизоотологические данные о болезни

По характеру распространения контагиозная плевропневмония коз относится к эпизоотиям, обычно ограничивающимся в своих размерах поражением одного или нескольких смежных хозяйств.

Лишь в сравнительно редких случаях, в постоянных очагах, она приобретает более широкое распространение, поражая десятки населенных пунктов в одном районе или области (2).

В настоящее время болезнь имеет тенденцию к широкому распространению во многих странах мира, в т.ч. в США и странах Евросоюза (1, 14).

Источником возбудителя инфекции являются больные животные и бактерионосители, выделяющие микоплазмы с носовыми истечениями и слизью при кашле.

Резервуаром возбудителя в природе могут быть дикие козы, косули и другие парнокопытные (74).

По данным Шегидевича Э.А. (24), заражение происходит аэрогенным путем при вдыхании контаминированного микоплазмами воздуха. Во время вспышки инфекции заболевают почти все взрослые козы, а также козлята 58-месячного возраста.

Распространению болезни способствует скученное содержания коз в тесных и влажных кошарах, длинные перегоны, переутомление, недостаточное кормление животных(22).

По данным Лотоцкого Б.В. (10), при круглогодичном пастбищном содержании в неблагополучных отарах высокая заболеваемость и летальность (до 90 - 100%) наблюдается во второй половине осени, зимой и весной, т.е. в период резких колебаний температуры, периода холодных дождей. С появлением тепла и зеленого травостоя заболевания коз постепенно прекращается.

Условия пастбищного отгонного хозяйства часто подвергают животных действиям неблагоприятных метеорологических факторов, возможно, пред-

располагающих (в особенности молодняк) к заболеванию.

По сообщениям Коваленко Я.Р. с соавт. (8, 9), в период эпизоотии отход от контагиозной плевропневмонии составляет свыше 67% от общего отхода.

Из 57 голов, погибших от контагиозной плевропневмонии в период исследований, было 12 козлов и 45 коз. В отношении породности в число 12 козлов входило 6 беспородных животных и 6 метисов, а в число 45 коз - 31 беспородная и 14 метисов. На основании этих материалов автор делает следующие выводы:

1. Козы болеют контагиозной плевропневмонией чаще, чем козлы.

2. Беспородные козы болеют контагиозной плевропневмонией чаще, чем метисы.

По данным Покровского С.А. (16), молодняк значительно менее восприимчив к КППК, чем взрослые животные. Сравнение по породному признаку, как в группе помесных животных, так и в группе беспородных, показал, что метисов гибнет в несколько раз больше, чем беспородных коз. Сопоставление по половому признаку также в обеих возрастных группах обнаруживает, что козлы дают больший процент отхода, чем козы.

Может иметь место хроническое носительство, однако это явление не подтверждено исследованиями. Некоторые вспышки болезни встречались в эндемичных регионах при вводе здоровых коз в отару, что подтверждает существование длительного носительства при КППК (154, 192).

В эксперименте, проведенном Амирбековым М. (31), одна коза проявила клинически признаки КППК через три месяца после контакта с больными козами и через месяц после того, как все животные выздоровели.

Однако, по сообщениям Cottew G.S. (55-60), при наблюдении за большой отарой экспериментально инфицированных коз в течение 105 дней случаи хронического носительства не выявлялись.

В контактных отарах КППК проявляется тяжелым респираторным заболеванием и высоким уровнем контагиозности. В таких отарах при естествен-

ных вспышках болезни заболеваемость достигает до 100%, а летальность до 80%. Летальность при экспериментальном заражении коз может достигать 100%. Хронические формы болезни наблюдаются в эндемичных зонах, где животные могут иметь остаточный иммунитет к возбудителю КППК (47, 104, 124, 181).

При подтвержденной вспышке болезни среди диких жвачных заболеваемость КППК достигала 100% среди диких коз и 83% среди Нубийских козерогов (Nubian ibex). Смертельность среди этих двух видов коз соответственно достигала 82% и 58% (74).

В эксперименте болезнь с высоким постоянством воспроизводят у здоровых коз при подкожном, интратрахеальном и интраназальном заражении патологическим материалом и свежевыделенными культурами.

Покровский С. А. (16) после экспериментального заражения коз сделал следующие заключения:

1. Естественное заражение коз контагиозной плевропневмонией вероятнее всего происходит через дыхательные пути. Инфекция распыляется больными козами при чихании и кашле.

2. Искусственное заражение коз легче всего осуществляется аспираци-онным методом.

3. Наиболее патогенным материалом оказался легочный сок от коз, больных КППК.

4. Четырехдневное хранение патологического материала при температуре -70С не снижает его патогенности.

В эпизоотическом очаге заболевает почти все поголовье коз. Вспышки протекают в холодное время года при скученном содержании животных в сырых помещениях (109, 114).

В стационарно неблагополучных хозяйствах болезнь обычно обостряется осенью, достигает максимального развития зимой, затем ее интенсивность постепенно снижается и летом затухает. Широкому распространению болез-

ни, кроме указанных выше факторов, способствуют длительные перегоны, переутомление животных, нарушения в кормлении и другие факторы (103).

1.3. Клинические и патоморфологические признаки контагиозной

плевропневмонии коз

По данным ТЫаисоий Б. (184-186), инкубационный период при экспериментальном заражении коз КППК длится от 3 до 10 суток. В естественных условиях при контакте с больными здоровые козы заболевают через 2-28 суток.

Болезнь протекает остро, подостро и хронически. После ввода больного животного в группу контактных животных заболевают до 100 % коз, у большинства животных (до 80 %) болезнь протекает остро, у остальных - подост-ро и хронически.

По наблюдениям Santini Б и др. (177), при остром течении болезнь начинается с внезапного повышения температуры тела до 41- 42°С. Животные угнетены, вяло передвигаются, отстают от стада, уединяются, теряют аппетит. У них отмечают жажду, кашель вначале сухой и громкий, а впоследствии при экссудативном плеврите влажный. Одновременно появляются серозные, а затем слизисто-гнойные истечения из носа.

В легких прослушиваются вначале усиленное везикулярное, а затем бронхиальное дыхание, бронхиальные шумы и влажные хрипы. В основном отмечают одностороннее воспаление легких, чаще правого легкого. При надавливании на межреберные пространства грудной клетки животные реагируют болезненно (22, 24, 144).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Вахобов Дустмурод Саймуродович, 2017 год

7. СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Амирбеков М. Распространение контагиозной плевропневмонии коз в Таджикистане / Амирбеков М., Аноятбеков М., Вахобов Д. // Научно-практический журнал «Ветеринария», Душанбе.- 2010.- № 10-12 (29).- С. 2224.

2. Вахобов Д.С. Серологический скрининг инфекционной плевропневмонии коз в Таджикистане / Вахобов Д.С., Мурватуллоев С.А., Ахмадов Н.А. // Сборник статьей Международного научно-практического семинара, посвященного 90-летию академика Мустакимова Р.Г. «Обеспечение национальной системы биологической безопасности, практик, концепция, программы», Душанбе: ТАСХН.- 2014.- С. 48-50.

3. Дербеденев И.С. Инфекционная плевропневмонии коз в Казахтане. / Дербеденев И.С. //Сов. Ветеринария.- 1939.- № 2.- С.6-7.

4. Дукалов Н.А. Инфекционная плевропневмония коз. /Дукалов Н.А. //Сов. Ветеринария.- 1935.- № 9.- С. 12-14.

5. Ильинов С.И. О борьбе с инфекционной плевропневмонией коз путем примения новарсенола / Ильинов С.И. //Главветупр. НКЗ СССР от 25 декабря 1939 г. Сб. Ветеринарное законодательство: Сельхозгиз, 1941.- С. 487.

6. Инфекционная плевропневмония среди винторогих коз на Юге Таджикистана /Амирбеков М., Махмадшоев А.Н., Островски С. И др. //Научно-практический журнал «Ветеринария», Душанбе.- 2012.- № 4-6. (35).- С. 2627.

7. Инфекционная плевропневмония коз в экосистеме Памира / Мурва-туллоев С.А., член корреспондент ТАСХН Аноятбеков М.А., Амирбеков М.А. И др. // Доклады ТАСХН.-2013.- №1.- С. 45-49.

8. Коваленко Я.Р. Устойчивоть различных видов микоплазм к некоторым атибиотикам / Коваленко Я.Р. // Бюлл. ВИЭВ.- 1971.- Выпуск 11.-

С. 27.

9. Коваленко Я.Р. Микоплазмы и микоплазмозы животных /Коваленко Я.Р., Сидоров М.А. // Бюлл. ВИЭВ.- 1972.- Выпуск XIII.- С. 5.

10. Лотоцкий Б.В. Значение пола, возраста и породности коз в заболевании ими инфекционной плевропневмонией. / Лотоцкий Б.В. //Труды института зоологии и паразитологии.- 1946.- выпуск 22.- С. 29-33.

11. Лукашенко Ф.Д. Вакцины при инфекционной плевропневмонии коз: Автореферат дис. на соискание учен. степени кандидата вет. наук / Ф.Д. Лукашенко. - Ташкент: Узб. науч.-исслед. ветеринар. ин-т М-ва сельского хозяйства Узб. ССР, 1953. - 16 с.

12. Муминов А. Усулхои ташхиси касалии плевропневмонияи сироятии бузхо дар институти илмию тадкикоти ва назоратии ветеринарии ш. Истам-були Туркия / Муминов А., Вахобов Д. // Журнал «Ветеринария», Душанбе.-2011.- № 4-6 (31).- С. 25-28.

13. Методы идентификации и серологической типизации микоплазм, выделенных от животных / Сидоров М. А., Коваленко Я. Р., Шегидевич Э. А. И др. // Бюлл. ВИЭВ.- 1997.- С. 68.

14. Плевропневмонияи сироятиибузхо дар Точикистон / Мурватуллоев С.А., Амирбеков М., Аноятбеков М.К. И др. // Научно-практический журнал «Ветеринария», Душанбе.- 2010.- № 7-9.- С. 18-22.

15. Павловский Е.Н. Работы по плевропневмонии коз в Таджикистане. / Павловский Е.Н. //Труды Инст. зоол. и паразит.- 1946.- Т. 22.- С. 1-4.

16. Покровский С.А. Заражаемость животных инфекционной плевропневмонии (ИПП) коз / Покровский С.А. //Труды Инст. Зоол. Паразит. -1946.- Т. 22.- С. 18-29.

17. Полковникова Р.С. Гидроокись формолвакцина против контагиозной плевропневмонии коз / Полковникова Р.С. //Ветеринария.- 1952.- № 2.-С. 20-23.

18. Распространение инфекционной плевропневмонии коз в Таджики-

стане / Мурватуллоев С. А., Амирбеков М., Аноятбеков М., Вахобов Д. // Научно-практический журнал «Ветеринария», Душанбе.- 2010.- № 10-12 (29).- С. 22-24.

19. Серологические исследования на инфекционную плевропневмонию коз в Таджикистане /Мурватуллоев С.А., Амирбеков М.А., Вахобов Д.С., Яр-баев Н. //Доклады ТАСХН.- 2014.- № 4.- С. 45-47.

20. Сидоров М.А. Методы идентификации в серологические типизации микоплазм, выделенных от животных / Сидоров М.А., Коваленко Я.Р., Ше-гидевич Э.А. и др. // Бюлл. ВИЭВ.- 1972.- выпуск ХШ.- С. 68.

21. Сипоновский П.В. Патологоанатомическая картина, инфекционной плевропневмонии (ИПП) коз. / Сипоновский П. В., Лотоцкий Б. В. // Сборн. работ Института зоологии и паразитологии ТФАН СССР и Таджик. НИВИС, Труды ТФАН.- 2001.- Т. 22.

22. Сиротенко М.П. Диагностическое значение лейкоцитарной формулы при инфекционной плевропневмонии коз. / Сиротенко М.П. //Труды инст. Зоол. и паразит.- 1949.- выпуск 21.- С. 57-59.

23. Фалеева Е.Е. Опыт применения реакции связывания комплемента при инфекционной плевропневмонии коз. / Фалеева Е.Е. // Труды инст. Зоол. и паразит.- 1946.- выпуск 22.- С. 24-26.

24. Шегидевич Э.А. Методы выделения и идентификации микоплазм и Ь-форм бактерий / Шегидевич Э.А. // Труды ВИЭВ.- 1977.- Т. 46.- С. 35.

25. Эпизоотическая ситуация по инфекционной плевропневмонии коз в Таджикистане /Амирбеков М., Аноятбеков М., Вахобов Д., Зиёев О. //Международная научно-практическая конференция, посвященная 80-летию заслуженного ученого, профессора В. Л. Зайцева «Актуальные проблемы биологии, биотехнологии, экологии и биобезопасности».- Казахстан, п. Гвардейский.- 2015.- С. 35-41.

26. Яблонская Н.А. Серологическая типизация микоплазм сельскохозяйственных животных. / Яблонская Н.А. // Труды ВИЭВ.- 1977.- Т. 46.- С.

27. Abu-Groun E. A. M. Biochemical diversity in the M. mycoides' cluster. / Abu-Groun E. A. M. // Microbiology, 2004, pp. 2033-2042.

28. Adler H. E. The effect of certain antibiotics and arsenicals in inhibiting growth of pleuropneumonialike organisms isolated from goats and sheep / Adler H. E. // Cornell Vet., 1996, no.46, pp. 206-216.

29. Ahmed Z. Comparative immune responses of adjuvanted caprine mycoplasma vaccines MSc (Hons). Thesis // Dept. Vet. Microbiology, Univ. of Agri., Faisalabad, Pakistan, 2005, 506 p.

30. Al-Momani Isolation and molecular identification of small ruminant mycoplasmas // in Jordan. J. Small. Rum, 2006, pp. 106-112.

31. Amirbekov M. Contagious caprine pleuropneumonia detected for the first time in Tajikistan. EMPRES transboundary / Amirbekov, M., S. Murvatulloev, G. Ferrari. //Animal Diseases Bulletin, 2010, no. 35, pp. 20-22.

32. Antunes N.T. In Vitro Susceptibilities of Mycoplasma putrefaciens Field Isolates/ Antunes N.T. // Antimicrobial Agents and Chemotherapy, 2007, vol. 51, no. 9, pp. 3452-3454.

33. Arif A. An outbreak of contagious caprine pleuropneumonia at Al Wabra Wildlife Preservation / Arif, A., Schulz, J., Thiaucourt, F., Taha, A. and Hammer, S. //State of Qatar. J. Zoo Wildl. Med, 2005, no.38, pp. 93-96.

34. Avron A. Mycoplasma stimulates the production of oxidative radicals by murine peritoneal macrophages. J. Leukocyte Biol, 1995, no. 57, pp. 264-268.

35. Awan M.A. First report on the molecular prevalence of Mycoplasma capricolum subspecies capripneumoniae (Mccp) in goats the cause of contagious caprine pleuropneumonia (CCPP) in Balochistan province of Pakistan. Mol Biol Rep, 2009 DOI 10.1007/s11033-009-9929-0.

36. Awan M. A. Isolation and identification of Mycoplasmas from pneumonic lungs of goats. J. App. Em, 2004, pp. 45-50.

37. Ayling R.D. Comparison of in vitro activity of danofloxacin, florfenicol,

Oxytetracycline, spectinomycin and tilmicosin against recent field isolates of Mycoplasma bovis / Ayling, R. D., Baker S. E., Peek, M. L., Simon, A. J., Nicholas, R. A. J. //Veterinary Record, 2000, no. 146, pp. 745-747.

38. Ayling R.D. Assessing the in vitro effectiveness of antimicrobials against Mycoplasma mycoides subsp. mycoides small-colony type to reduce Contagious Bovine Pleuropneumonia Infection. Antimicrobial Agents and Chemotherapy, 2005, vol.49, no. 12, pp. 5162-5165.

39. Bischof D.F. Genomic differences between type strain PG1 and field strains of Mycoplasma mycoides subsp. mycoides small-colony type Genomics, 2006, no. 88(5), pp. 633-641.

40. Bolske G. Contagious caprine pleuropneumonia in Uganda and isolation of Mycoplasma capricolum subspecies capripneumoniae from goats and sheep //Vet Rec. 1995, no.137, 594 p.

41. Bolske G. Diagnosis of contagious caprine pleuropneumonia by detection and identification of Mycoplasma capricolum subsp. capripneumoniae by PCR and restriction enzyme analysis / Bolske G., Mattsson, J. G., Bascunana, C. R., Bergstrom, K., Wesonga, H. and Johansson, K. E. // J. Clin. Microbiol, 1996, no. 34, pp. 785-791.

42. Bonnet F. DNA relatedness between field isolates of Mycoplasma F38 group, the agent of contagious caprine pleuropneumonia, and strains of Mycoplasma capricolum. Int. Journal of Systematic Bacteriology, 1993, no. 43, pp. 597-602.

43. Bork P. Exploring the Mycoplasma capricolum genome: a minimal cell reveals its physiology. Molecular Microbiology, 1995, no.16, pp. 955-967.

44. Bradbury J.M. Phosphate activity. In: Methods in Mycoplasmology, Vol. 1, Razin S. & Tully J.G., eds. Academic Press, New York, USA, 1983, pp. 363-366.

45. Brogdon K.A. Isolation and identification of mycoplasmas from the nasal cavity of sheep. //American Journal of Veterinary Research, 1988, no. 49, pp. 1669-1675.

46. Buttery S.H. Specific polysaccharide from Mycoplasma mycoides. //Journal of General Microbiology, 1960, no. 23, pp. 357-368.

47. Buttery S.H. Acute respiratory, circulatory and pathological changes in the calf after intravenous injections of the galactan from Mycoplasma mycoides subsp. mycoides. //Journal of Medical Microbiology, 1976, no. 9, pp. 379-391.

48. Buttler A.B. Mycoplasma polyarthritis and septicemia in a goat herd.// Large Animal Practice, 1998, pp. 23-25.

49. Carson J.L. Cell structural and functional elements. In: Maniloff J., McElhaney R.N., Finch L.R., Basema J.B. (Editors) Mycoplasmas: Molecular Biology and Pathogenesis, Washington DC: American Society for Microbiology, USA, 1992, pp. 63-77.

50. Cherry J. D. Growth and Pathogenesis of Mycoplasma mycoides var. capri in Chicken Embryo Tracheal Organ Cultures. Infection and Immunity, 1970, pp. 431-438

51. Christiansen C. Classification of the F38 group of caprine mycoplasma strains by DNA hybridization. J. Gen. Microbiol, 1982, no. 128, pp. 2523-2526.

52. Cocks B. J. Enzymes of intermediary carbohydrate metabolism in Ureaplasma urealyticum and Mycoplasma mycoides subsp. mycoides. // Journal of General Microbiology, 1985, no. 131, pp. 2129-2135.

53. Cordy D.R. Septicemia and pneumonia in Mycoplasma capricolum infections of young goats. Australian Veterinary Journal, 1984, no. 16, 201p.

54. Costas M. Numerical analysis of PAGE protein patterns and the taxo-nomic relationship within the Mycoplasma mycoides cluster. //Journal of General Microbiology, 1987, no. 133, pp. 3319-3329.

55. Cottew G. S. The mycoplasmas of sheep and goats. Colloq. Inst. Nat1. Sante Rech. Med. (INSERM), 1974, no. 33, pp. 357-362.

56. Cottew G.S. Caprine-ovine mycoplasmas. In: The mycoplasmas. II. Human and animal mycoplasmas, ed. Tully JG, Whitcomb RF, 1979, pp. 103-132. Academic Press, San Francisco, CA.

57. Cottew G.S. Recovery and identification of caprine and ovine mycoplasmas. Diagnostic mycoplasmology. In: Methods in mycoplasmology, ed. Tully JG, Razin S, vol. 2, 1983, pp. 91-104. Academic Press, San Francisco, CA.

58. Cottew G.S. Infections with mollicutes in sheep and goats. In: Infektionen durch Mycoplasmatales, ed. Gylstorff I, 1985, pp. 368-386.

59. Cottew G. S. Subdivision of Mycoplasma subsp. mycoides from cattle and goats into two types. Australian Veterinary Journal , 1987, no. 54, pp. 293296.

60. Cottew G.S. Taxonomy of the Mycoplasma mycoides cluster. Isr. J. Med. Sci, 1987, no. 23, pp. 632-635.

61. DaMassa A.J. Caprine mycoplasmosis: widespread infection in goats with Mycoplasma myoides subsp. mycoides (large-colony type). American Journal of Veterinary Research, 1983, vol. 44, no. 2, pp. 322-325.

62. DaMassa A.J. Caprine mycoplasmosis: acute pulmonary disease in newborn kids given Mycoplasma capricolum orally. Aust. Vet. J, 1983, vol. 60, pp. 125-126.

63. DaMassa A.J. Brief account of caprine mycoplasmosis in the United States with special reference to Mycoplasma mycoides subsp. mycoides. Proceedings to the annual meeting of the USA Animal Health Association, Fort Worth, TX, 1984, Vol. 88, pp. 291-302.

64. DaMassa A. J. Comparison of caprine mycoplasmosis caused by Mycoplasma capricolum, Mycoplasma mycoides subsp. mycoides and Mycoplasma putrefaciens. Isr. J. Med. Sci, 1987, no. 23, pp. 636-640.

65. DaMassa A.J. Caprine mycoplasmosis: an outbreak of mastitis and arthritis requiring the destruction of 700 goats. //Veterinary Record, 1987b, vol. 120, no.17, pp. 409-413.

66. DaMassa A. J. The ear canal as a culture site from demonstration of mycoplasmas in clinically normal goats. // Australian Veterinary Journal, 1990, vol. 67, pp. 267-269.

67. DaMassa A.J. Mycoplasmas of sheep and goat. J. Vet. Diagn. Invest, 1992, no. 4, pp. 101-113.

68. Darzi M.M. The pathogenicity and pathogenesis o f Mycoplasma capricolum subspecies capripneumoniae (F38) in the caprine mammary gland. //Veterinary Research Communications, 1998, no. 22, pp. 155-165.

69. Dedieu L. Development of two PCR assays for the identification of mycoplasmas causing CA. Fems-Microbiology-Letters, 1995, vol.129, no.2-3, pp. 243-249.

70. Devendra C. Goat production in the Tropics. Commonwealth Agriculture Bureaux, Farnham House, Farnham Royal, Slough, United Kingdom, 1983, pp. 3-4.

71. Di Provvido A. Experimental infection of goats with an unusual strain of Mycoplasma mycoides subsp. capri isolated in Jordan. J. comp. Pathol, 2009, no. 14, pp. 121-126.

72. Donlan R.M. . Biofilms: survival mechanisms of clinically relevant microorganisms. Clin. Microbiol. Rev, 2002, no. 15, pp. 167-193.

73. Dybvig K. Mycoplasmal genetics. Annu. Rev. Microbiol, 1990, no.44, pp. 81-104.

74. Dybvig K. Molecular biology of mycoplasmas. Annu. Rev. Microbiol, 1996, no. 50, pp. 25-57.

75. Edward D.G. F. Organisms of the pleuropneumonia group causing disease in goats. //Veterinary Record, 1953, no. 65, pp. 873-875.

76. Edward D.G.F.F. The classification and nomenclature of organisms of the pleuropneumonia group. //Journal of General Microbiology, 1956, no. 14, pp. 197-207.

77. El Hassan S.M. Treatment of contagious caprine pleuropneumonia. Veterinary Research Communications, 1984, vol.8, no. 1, pp. 65-67.

78. El Nasri M. The effect of tylosin against experimental and natural infection with mycoplasma in goats. Vet. Rec, 1964, no. 76, pp. 876-877.

79. Eshetu L. A study on contagious pleuropneumonia (CCPP) in goats at export oriented abattoir, Debrezeit, Ethiopia. Trop. Anim. Health. Prod, 2007, no. 39, pp. 427-432.

80. Fitzmaurice J. Real-time polymerase chain reaction assays for the detection of members of the Mycoplasma mycoides cluster. N. Z. Vet. J., 2008, no. 56, pp. 40-47.

81. Freundt E.A. The sensitivity of Mycoplasmatales to sodium-polyanethol-sulfonate and digitonin. Zentralbl. Bant. Parasitkde, 1973, vol. A225, pp. 104-112.

82. Freundt E. Identification of mycoplasmas. Methods Microbiol, 1979, no. 13, pp. 377-434.

83. Freundt E.A. The culture media for classic mycoplasmas. In: Razin, S. G., Tully, J. (Editors) Methods in Mycoplasmology. Academic Press New York, USA, 1983, pp. 127-135.

84. Frey J. Mycoplasmas of animals. Kluwer Academic/Plenum Publishers, New York. Gardella, R. S. and Del Guidice, R. A, 1983. Optimal temperature and atmospheric conditions for growth. In: Razin S., Tully J. R. (Editors) Methods in Mycoplasmology, New York: Academic Press, USA, 2002, pp. 211-218.

85. Gelagay A. Validation of immunity induced by inactivated CCPP vaccine with different adjuvants. Small Ruminant Research, Elsevier, 2007, no. 73, pp. 200-205.

86. Gil M. C. Genital lesions in an outbreak of caprine contagious agalactia caused by Mycoplasma agalactiae and Mycoplasma putrefaciens. //Journal of Veterinary Medicine, 2003, no. 50, pp. 484-487.

87. Gorton T. S., et al. Development of real-time diagnostic assays specific for Mycoplasma mycoides subspecies mycoides small colony. //Vet. Microbiol, 2005, no. 111, pp. 51-58.

88. Grand D.L. Assessment of PCR for routine identification of species of the Mycoplasma mycoides cluster in ruminants. Vet. Res, 2004, no. 35, pp. 635649.

89. Greco G. Diagnosis of contagious agalactia using a multiplex PCR. In: Poveda, J. B., Fernandez, A. (Editors) Mycoplasmas of ruminants: pathogenicity, diagnostics, epidemiology and molecular genetics, volume 5. Luxembourg; Office for official publication of the European Commission, 2001, pp. 134-136.

90. Gutierrez C. Clinico- pathological and haematological findings in goat kids experimentally infected simultaneously with Mycoplasma mycoides subsp. capri and Mycoplasma mycoides subsp. mycoides (large colony-type). Small Ruminant Research, 1999, vol. 31, no. 3, pp. 87-192.

91. Hadush B. Seroprevalence of contagious caprine pleuropneumonia in Kefta Humera, Alamata (Tigray) and Aba- 'ala (Afar), Northern Ethiopia. Trop. Anim. Health. Prod, 2009, no. 41, pp. 803-806. DOI: 10.1007/s11250-008-9255.

92. Hannan P.C.T. Guidelines and recommendations for antimicrobial minimum inhibitory concentration (MIC) testing against veterinary Mycoplasma species. //Veterinary Research, 2000, no.31, pp. 373-395.

93. Harbi M.S.M. Mycoplasma strain F38 and contagious caprine pleuropneumonia in the Sudan. Vet. Rec, 1981, no. 108, 261 p.

94. Harbi M.S.M.A. O, et al. Experimental contagious pleuropneumonia. Trop. //Anim. Health. Prod, 1983, no. 15, pp. 51-52.

95. Hayat O. Serological studies on contagious caprine pleuropneumonia in and around Faisalabad. MSc (Hons). Thesis, Dept. // Vet. Microbiology, Univ. of Agri., Faisalabad, Pakistan, 1998, no.6, pp. 143-147.

96. Hayat O. Evaluation of indirect haemagglutination and gel immunodiffusion tests for detecting antibodies against Mycoplasma mycoides subspecies capri. Pakistan Vet. J., 1991, no. 11, pp. 163-166.

97. Heldtander M. Sequences of the 16S rRNA genes and phylogeny of the goat mycoplasmas Mycoplasma adleri, Mycoplasma auris, Mycoplasma cottewii, and Mycoplasma yeatsii. //Int. J. Syst. Bacteriol, 1998, no. 48, pp. 263-268.

98. Heldtander M. Genetic diversity and evolution of Mycoplasma capricolum subsp. capripneumoniae strains from eastern Africa assessed by 16S

rDNA sequence analysis. //Vet. Microbiol, 2001, no. 78, pp. 13-28.

99. Hernandez Laura. Mycoplasma mycoides subsp. capri associated with goat respiratory disease and high flock mortality, Can. Vet. J, 2006, no. 47, pp. 366-369.

100. Himmelreich R. Complete sequence analysis of the genome of the bacterium Mycoplasma pneumoniae. Nucleic Acids Research, 1996, no. 24, pp. 4420-4449.

101. Houshaymi B.M. Studies on strains of M. capricolum subsp. capripneumoniae isolated from outbreaks of contagious caprine pleuropneumonia. Small Ruminant Res, 2000, vol.45, no. 2, pp. 139-143.

102. Houshaymi B. Investigations of outbreaks of contagious caprine pleuropneumonia in Eritrea. //Trop. Anim. Health Prod., 2002, no. 34, pp. 383389.

103. Hutcheon D. Contagious pleura-pneumonia in angora goats. Vet. J., 1881, no. 13, pp. 171-180.

104. Hutcheon D. Contagious pleuropneumonia in goats at Cape Colony, South Africa.Vef. J, 1889, no. 29, pp. 399-404

105. Johnson J.B. Serologic surveillance of Louisiana goats for antibody to Mycoplasma mycoides subspecies mycoides. J Am Vet Med Assoc, 1982, no. 181, pp. 370-372.

106. Jonas A.M. Mycoplasma mycoides variant capri isolated in Connecticut. Journal of Infectious Diseases, 1999, no. 119, pp. 126-131.

107. Jones G. E. et al. Isolation of exotic mycoplasmas from sheep in England. Vet. Rec, 1983, no. 113, 540 p.

108. Jones G. The effect of Mycoplasma ovipneumoniae and Pasteurella haemolytica on specific pathogen-free lambs. Journal of Comparative Pathology, 1982, no. 92, pp. 261-266.

109. Jones G.E. Atypical pneumonia. In: W.B. Martin (Editor) Diseases of sheep, Blackwell scientific, Oxford, UK, 1983, pp. 17-23.

110. Jones G.E. The pathogenicity of some ovine or caprine mycoplasmas in the lactating mammary gland of sheep and goats. J. Comp. Pathol, 1985, no. 95, pp. 305-318.

111. Jones G. E. et al. A review of experiments on the reproduction of chronic pneumonia of sheep by the use of pneumonic lung homogenate suspensions. //Vet Bull, 1986, no. 56, pp. 251-253.

112. Jones G.E. Contagious agalactia and other mycoplasmal diseases of small ruminants. Agric, Comm Eur Communities, Nice, France, 1987, pp. 19-20.

113. Jones G.E. & Wood A.R. Microbiological and serological studies on caprine pneumonia in Oman. Res. Vet. Sc., 1988, no. 44, pp. 125-131.

114. Kibor A.C. & Waiyaki P.G. Growth of mycoplasma F38 in medium B (modified Hayflick) and Newing's typtose medium. Bull. Anim. Health Prod. Afr., 1986, no. 34, pp. 157-159.

115. Krogsgaard-Jensen A. Mycoplasma: growth precipitation as a serodiagnostic method. // Appl. Microbiol., 1972, no. 23, pp. 553-558.

116. Kasali O.B. Pathogenicity of Mycoplasma mycoides mycoides for goats. Int Goat Sheep Res, 1981, no. 1, pp. 269-273.

117. Khan A.L. Biochemical characterization of some non-fermenting, non-arginine hydrolyzing mycoplasmas of ruminants. //Veterinary Microbiology, 2005, no. 109, pp. 129-134.

118. Khan F.K. Pakistan: Geography, Economy & People. New edition. Oxford University Press, Karachi, Pakistan, 2006, pp. 1-7.

119. Khuram F. Growth of mycoplasma F38 in medium B (modified Hayflick) and Newing" s typtose medium. Bull. Anim. Health Prod. Afr., 1986, no. 34, pp. 157-159.

120. Kibe M.K. Demonstration of cross-reactive antigens in F38 and related mycoplasmas by enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) and immunoblotting. J Hyg (Lond), 1985, no. 95, pp. 95-106.

121. Kidd C. H. R. Meteorological data analysis of Balochistan. Research

report No. 19. Quetta (Pakistan): International Centre for Agricultural Research in Dry Areas (ICARDA), 1988, no. 34, pp. 143-156.

122. King G.J. Trial of the efficacy and immunological response to an inactivated mycoplasma F38 vaccine. //Vet Rec, 1992, no. 131, pp. 461-464.

123. Kirchhoff H. Mycoplasmas: molecular biology and pathogenesis. American Society Microbiology, Washington, D.C, 1992, pp. 289-306.

124. Kokotovic B. Genomic variations of Mycoplasma capricolum subsp. capripneumoniae detected by amplified fragment length polymorphism (AFLP) analysis. FEMS Microbiol Lett, 2000, no. 184, pp. 63-68.

125. Kopcha M. Respiratory diseases of sheep and goats. In: The Merck Veterinary Manual. Edited by C. M. Kahn. Merck & Co., INC, Whitehouse Station, NJ., USA, 2005, pp.1229-1230.

126. Kumar H. Experimental mycoplasmosis in sheep due to Mycoplasma capri. Indian Journal of Animal Sciences, 1994, no. 64, pp. 600-601.

127. Kusiluka L.T.M. Demonstration of Mccp and MmmSC type in outbreaks of caprine pleuropneumnia in Eastern Tanzania. Acta. Vet. Scand, 2000, vol. 41, no. 3, pp. 311-319.

128. Jones G. E. Microbiological and serological studies on caprine pneumonias in Oman. Res Vet Sci, 1988, no. 44, pp. 125-131.

129. Leach R.H. Proposal for designation of F38-type caprine mycoplasmas asMycoplasma capricolum subsp. capripneumoniae subsp. nov. and consequent obligatory relegation of strains currently classified as M. capricolum (Tully, Garile, Edward, Theodore & Erno, 1974) to an additional new subspecies, M. capricolum subsp. capricolum subsp. nov. Int. J. Syst. Bacteriol, 1993, no. 43m pp. 603-605.

130. Lefevre P.C. Mycoplasma species F38 isolated in Chad. Vet. Rec, 1987, no. 121, pp. 575-576.

131. Lelong I. Effect of 7-0-hydroxy cholesterol on growth and membrane composition of Mycoplasma capricolum. FEBS Letters, 1988, no. 232, pp. 354-

132. Li Y. [Reclassification of the four China isolated strains of the pathogen for contagious caprine pleuropneumonia]. Wei Sheng Wu Xue Bao, 2007, no. 47, pp. 769-773.

133. Litamoi J. K. Isolation of Mycoplasma biotype F38 from sheep in Kenya. Trop. //Anim. Health. Prod, 1990, no. 22, pp. 260-262.

134. Litamoi J.K. Contagious caprine pleuropneumonia: some observations in a field vaccination trial using inactivated Mycoplasma strain F38 Trop. //Anim. Health. Prod, 1989, vol. 21, no. 2, pp. 146-150.

135. Litamoi J.K. Isolation of Mycoplasma biotype F38 from sheep in Kenya. Trop./\ Anim. Health Prod., 1990, no. 22, pp. 260-262.

136. Lorenzon S. Genetic evolution of Mycoplasma capricolum subsp. capripneumoniae strains and molecular epidemiology of contagious caprine pleuropneumonia by sequencing of locus H2. //Vet. Microbiol., 2002, no. 85, pp. 111-123.

137. Lorenzon, S. Evolution of M. capricolum subsp. capripneumoniae strains and molecular epidemiology of contagious caprine pleuropneumonia. //Vet. Microbiol, 2002, no. 85, pp. 111-123.

138. Loria G.R. In vitro susceptibilities of field isolates of Mycoplasma agalactiae to oxytetracycline, tylosine, enrofloxacin, spiramycin and lincomycin-spectinomycin.// Research in Veterinary sciences, 2003, no. 75, pp. 3-7.

139. Mac Owan K.J. The role of mycoplasma strain F38 in contagious caprine pleuropneumonia in Kenya // Vef. Rec, 1977, no. 101, pp. 380-381.

140. Mac Owan K.J. Contact transmission of experimental contagious caprine pleuropneumonia (CCPP). Trop. Anim. Health Prod., 1977, no. 9, pp. 185188.

141. Mac Owan K. J. A mycoplasma from acute contagious caprine pleuropneumonia in Kenya. Tropical Animal Health Production, 1976, no. 8, pp. 91-95.

142. Macmartin D.A. A century of classical contagious caprine pleuropneumonia: from original description to aetiology. Br. Vet. J., 1980, no. 136, pp. 507-515.

143. Manso-Silvan L. Phylogeny of the Mycoplasma mycoides cluster based on analysis of five conserved protein-coding sequences and possible implications for the taxonomy of the group. Int J Syst Evol Microbiol, 2007, no. 57, pp. 2247-58.

144. March J. B. Inhibitory effects of vaccines containing subunit fractions of Mycoplasma capricolum subsp. capripneumoniae, 1998, pp. 44- 49.

145. March J.B. Rapid detection of contagious caprine pleuropneumonia using a Mycoplasma capricolum subsp. capripneumonlae capsular polysaccharide-specific antigen detection latex agglutination test. J. Clin. Microbiol., 2000, no. 38, pp. 4152-4159.

146. March J.B. Humoral immune responses following experimental infection of goats with Mycoplasma capricolum subsp. Capripneumoniae // Vet. Microbiol, 2002, no. 84, pp. 29-45

147. Mohan K. Growth and biochemical characteristics of mycoplasmas isolated from the lungs of Nigerian goats. Zentralbl. Bakteriol. (Suppl.), 1990, no. 20, pp. 841-843.

148. Matthews J. Diseases of the Goat, 2nd ed. Oxford: Blackwell Sci, 1999, pp. 258-265.

149. McAuliffe L. 16S rDNA PCR and denaturing gradient gel electropho-resis: a single generic test for detecting and differentiating Mycoplasma species. J. Med. Microbiol., 2005, no. 54, pp. 731-739.

150. Mekuria S. Cross-sectional study on Contagious Caprine Pleuro Pneumonia in selected districts of sedentary and pastoral production systems in Southern Ethiopia, 2010, no. 42, pp. 65-72.

151. Mercier P. Prevalence of Mycoplasma infection within French milking caprine herds. In: Poveda, J.B., Fernandez, A., Frey, J. and Johansson, K. E.

(eds). Mycoplasmas of ruminants: pathogenicity, diagnostics, epidemiology and molecular genetics, vol 5. European Commission, Brussels, Belgium, 2001, pp. 130-133.

152. Misri, J. Experimental Mycoplasma capri mastitis in goats. Aust. Ve.t. J, 1988, no. 65, pp. 33-35.

153. Mulira G. L. Efficacy of different adjuvants to potentiate the immune response to mycoplasma strain F-38. Trop. Anim. Health. Prod, 1988, vol. 20, no. 1, pp. 30-34.

154. Msami H.M. Contagious caprine pleuropneumonia in Tanzania //Vet Rec, 2001, no. 148, pp. 22-23.

155. Muthomi E. K. Passive haemagglutination and complement fixation as diagnostic tests for contagious caprine pleuropneumonia caused by the F38 strain mycoplasma. Res. Vet. Sci., 1983, no. 35, pp. 1-4.

156. Muyzer G. Profiling of complex microbial populations by denaturing gradient gel electrophoresis analysis of polymerase chain reaction amplified genes coding for 16S rRNA. Appl. Environ. Microbiol, 1993, no. 59, pp. 695-700.

157. Nicholas R. A. J. Improvements in the diagnosis and control of diseases of small ruminants caused by mycoplasmas. Small Ruminant Research, 2002, no. 45, pp. 145-149.

158. Njoroge, W. An economic analysis of the production of contagious caprine pleuropneumonia (CCPP) vaccine in Kenya. Kenya SR-CRSP technical report series: TR - MU 96-03. Small Ruminant Collaborative Research Support Program University of Missouri-Columbia (MU) in collaboration with The Kenya Agricultural Research Institute, 1996, 306 p.

159. OIE. Contagious caprine pleuropneumonia. In: Manual of standards for diagnostic tests and vaccines. Office International des Epizooties (OIE), Paris, 2008, pp. 1000-1012.

160. Olsson B. Analysis of caprine mycoplasmas and mycoplasma infections in goats using two-dimensional electrophoresis and immunoblotting, Electro-

phoresis, 1990, no. 11, pp. 861-869.

161. Ostrowski S. Fatal Outbreak of Mycoplasma capricolum Pneumonia in Endangered Markhors. / Ostrowski, S., F. Thiaucourt, M. Amirbekov, A. Mahmadshoev, L. Manso-Silvan, V. Dupuy, D. Vahobov, O. Ziyoev, S. Michel //Emerging Infectious Diseases, 2011, no. 17, pp. 2338-2341.

162. Ozdemir U. et al. Outbreaks of CCPP in the Thrace region of Turkey. Vet. Rec., 2005, no. 156, pp. 286-287.

163. Pettersson B. et al. Phylogeny of the Mycoplasma mycoides cluster as determined by sequence analysis of the 16S rRNA genes from the two rRNA operons. J. Bacteriol, 1996, no.17, pp. 4131-4142.

164. Pettersson B. et al. Molecular evolution of Mycoplasma capricolum subsp. capripneumoniae strains, based on polymorphisms in the 16S rRNA genes. J Bacteriol, 1998, no. 180, pp. 2350-2358.

165. Poveda J.B. Biochemical characteristics in Mycoplasma identification. In: Miles, R. J. and R. A. J. Nicholas (eds.), Mycoplasma Protocols. Humana Press. Totowa, USA, 1998, pp. 69-78.

166. Poveda J.B. Serological identification by growth inhibition and metabolic inhibition tests. In: Miles, R. J. and R. A. J. Nicholas (eds.), Mycoplasma Protocols. Humana Press, Totowa, USA, 1998, pp. 105-113.

167. Radwan A.I. et al. Mycoplasmas isolated from goats and sheep with pleuropneumonia in Saudi Arabia. Trop. Anim. Health. Prod, 1985, no. 17, pp. 233-238.

168. Rahman S.U. Studies on immunoprophylaxis of contagious caprine pleuropneumonia. Ph.D. Thesis, Dept. Vet. Microbiology, Univ. of Agri., Faisala-bad, Pakistan, 2001.

169. Razin S. DNA probes and PCR in diagnosis of mycoplasma infections. Molecular and Cellular Probes, 1994, no. 8, pp. 497-511.

170. Razin S. et al. Molecular biology and pathogenicity of mycoplasmas. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 1998, pp.1094-1156. DOI 1092-

2172/98/404.0010.

171. Ribeiro V. R. et al. An improved method for the recovery of mycoplasmas from the external ear canal of goats. J Vet Diagn Invest, 1997, vol. 9, no. 2, pp. 156-158.

172. Rurangirwa F.R. et al. Treatment of contagious caprine pleuropneumonia. Trop. Anim. Health. Prod, 1981, no. 13, pp. 177-182.

173. Rurangirwa F.R. A latex agglutination test for field diagnosis of caprine pleuropneumonia.Vef. Rec, 1987, no. 121,pp. 191-193.

174. Rurangirwa F.R. An inactivated vaccine for contagious caprine pleuropneumonia.Vef. Rec, 1987, no. 121, pp, 397-402.

175. Rurangirwa F.R. Composition of polysaccharide from mycoplasma (F-38) recognized by antibodies from goats with contagious caprine pleuropneumonia. Res. Vet. Sci., 1987, no. 42, pp. 175-178.

176. Rurangirwa F.R. Differentiation of F38 mycoplasmas causing contagious caprine pleuropneumonia with a growth-Inhibiting monoclonal antibody, infect Immun., 1987, no. 55, pp. 3219-3220.

177. Santini F. Mycoplasmas of ruminants: pathogenicity, diagnostics, epidemiology and molecular genetics, Luxembourg; Office for official publication of the European Commission, 2002, vol 2. pp. 95-97.

178. Sarris K. Contagious agalactia. In: Frey, J. and Sarris, K. Mycoplasmas of ruminants: pathogenecity, diagnostics, epidemiology and molecular genetics. EUR 16934, COST, European Commission, European Commission Official Publications Office, Luxembourg, 1996, pp. 12-15.

179. Sharew A. D. A serological investigation into contagious caprine pleuropneumonia (CCPP) in Ethiopia // Tropical Animal Health and Production., 2005, vol. 37, no. 1, pp. 11-19.

180. Shiferaw G. Contagious caprine pleuropneumonia and Mannheimia haemolytica- associated acute respiratory disease of goats and sheep in Afar Region, Ethiopia. Rev Sci Tech, 2006, no. 25, pp. 1153-1163.

181. Srivastava N.C. Isolation of Mycoplasma mycoydes small colony type from contagious caprine pleuropneumonia in India. Vet. Rec., 2000, no. 147, pp. 520-521.

182. Tariq M.A. Studies on the incidence, epizootology and development of effective vaccines for the control of contagious caprine pleuropneumonia, contagious agalactia in sheep and goats in Balochistan (Annual report), Livestock Department Government of Balochistan, Pakistan, 1980, pp. 132-139.

183. Taylor T.K. Relationship between members of the Mycoplasma mycoides cluster as shown by DNA probes and sequence analysis. Int. J. Syst. Bacteriol., 1992, no. 42, pp. 593-601.

184. Thiaucourt F. The use of monoclonal antibodies in the diagnosis of contagious caprine pleuropneumonia (CCPP) // Vet. Microbiol, 1994, no. 41, pp, 191-203.

185. Thiaucourt F. Contagious caprine pleuropneumonia and other pulmonary mycoplasmoses of sheep and goats. Rev. Sci. Tech, 1996, no.15, pp. 13971414.

186. Thiaucourt F. Diagnosis and Control of Contagious Caprine Pleuropneumonia // OIE. Sci.Tech. Rev, 1996, no. 15, pp. 1415- 1429.

187. Toma B. Applied veterinary epidemiology and the control of disease in population, France, 1999, 536p.

188. Ostrowski S. Fatal Outbreak of Mycoplasma capricolum pneumonia in Endangered Markhors / Ostrowski S. Thiacourt F., Amirbekov M., Mahmadshoev A. //Emerging Infectious Diseases. www.cdc.gov/eid. 2011, vol. 17, no. 1, pp. 2338-2341.

189. Wesonga H.O. Late lesions of experimental contagious caprine pleuropneumonia caused by Mycoplasma capricolum subsp. capripneumoniae //J.Vet. Med. B, 1998, no. 45, pp. 105-114.

190. Wesonga H.O. Relationship between clinical signs and early lesions of contagious caprine pleuropneumonia caused by Mycoplasma strain F38 // Small

Rumin Res, 1993, no. 10, pp. 45-54.

191. Wesonga H.O. Experimental Contagious Caprine Pleuropneumonia: A Long Term Study on the Course of Infection and Pathology in a Flock of Goats Infected with Mycoplasma capricolum subsp. Capripneumoniae // Acta Vet. Scand, 2004, no. 45, pp. 167-179.

192. Woubit S.A specific PCR for the identification of Mycoplasma capricolum subsp. capripneumoniae, the causative agent of contagious caprine pleuropneumonia (CCPP) //Vet. Microbiol., 2004, no. 104,125-132.

193. Zekarias B. Effects of antibiotic treatments against contagious caprine pleuropneumonia. International Conference of the Association of Institutions for Tropical Veterinary Medecine, 2001, no. 10, pp. 2001-08-20/2001-08-24.

ПРИЛОЖЕНИЯ

Jovapksm C

Inactivated Contagions C npiiae Plea lopneuino oil

mâc

a_ogJy_LLll ÙLLLLLIIJ iJLji 111

JOVAC ric: iNr_' JXII; =^c:=N7Fn

Contagions Caprine Pleuropneumonia i CCFP) is a disease with high morbidity (SD-100H) and mortality raits. C Laical, acute CCFP s caused by \f\wpJ-iïwû capricaliim ^ab^picie: cepripneKmajtiaf (Hct?). iriginally known ai Mycopbsina FJS. The diui« is characterized by fibrinoid Plfureorrfitmonia with iicKistnl :trjw-colorfd pleura] fluid. Cb» rtnlut limonî goats is nertssiiT far the spread of tbis disease. CCFP can be fannd in Africa, tie Middle East, Eastern Eux ape, the fanner S a vie t I'm«!, and the Far East. Signs -of classical CCPP are mainly respiratory., snrb has Terr high few (lOfF^ 41 C), lithsrgy. conghing. and labored re:pLration. Frothy nasal discharge and siiiigy :aliva nay ahobeMML_

PRODUCT DESCRIPTION:

Jov-apLasni C u- ai inactivated Conagioos Caprine Pleuropneumonia vaccine prepared from tapricohsm

tapriprianmomiii :M:cp';i formally LiKîwn as strain F3S. Each dose- CI ml) contains a mnmm of 0.15 of Mtçp suspended in saponin as au adjuvant.

Jov-apLasni C is indicated 5o: the vaccination c-f goats at3 months of age or older far protection against Contagious Caprine P ] iUJ-Dp DC UZUD QL3.

DIRECTIONS:

■ C-enera] Directions: Vaccination of healthy gaits in endemic and. high rut areas is highly KanmlEd

■ Sills die container well before us«.

■ Primary1 Vaccination: Mminte one ml of Jo vaplasm C' subcutaneoosly. in the elbow region at 3 months of age or oldet.

■ Re-vaccination: re-vaccination nitfe sane-primary dose (1 N) sl^uld be practiced every 6 months.

WITHDRAWAL FERIOD:

COPiTRAENDICATTONS:

Do no: vacc mate =ic L ardor under stess nmh

SPECIAL PREC AUTIONS :

■ Çhatm -nieii before use. Apply ai-epdc precaudon^ andyaccinale only healthy jnimH Avoid ttres-i when vaccinating.

■ Utrnsed vaccine and ivij-te maTEiial should be decttmari wLtn suitable disinfectants (jafitolicidaphoTes or formaldehydes) a: oe nomiaiM nnr^ntnui nn

■ This préparation is strictly for use in çwts only.

■ Roane vaccination af goats over 3- months of age. in case of outbreak nmh can be raccmaced from 1he age of 1 months.

■ A yet? small Lump at the sine of injection may appear in Ik-s llt.li iîi of i^acdnated nmh Thi-L Ijnip usually disappears within 4E houri.

STORAGE AND SHELF LIFE:

■ Stone between+2 t, indue daifc.

■ Do not freeze.

■ The naedne remains stable for 14 ninths fram prodiiciion date stated ou the label UEÀer the recommended storage

PRESENTATION: Vtals af 50 and 100 doses.

FOR lTTERINAItY USE ONLY

Jordan BLO-Industnes Center TeL +P<52 S 5Ï321A2 Fax: +5W2 6 52322Id, P.O. Eoi43: Ammm 11M1- Jordan.

INDICATIONS:

Zero days.

conditions.

E-mad: info ti i ovaccenter.tom

iprmo]

CAPRI

itfrf

Freeze-dried CCPP Vaccine

Doll ve t

CAPRIDOLL VACCINE PROSPECTUS

Composition:

It is a live, attenuated and freeze-dried monovalent vaccine prepared from Attenuated BQT Mycoplasma mycoides capri vaccine strain, presented with its vaccine dilution buffer.

Indications and Contraindications:

It is used for the prophylaxis of goats against Contagious Caprine pleuropneumonia (CCPP). It should not be used in infected and incubating animals.

Application and Dose:

It is applied 0,2 ml subcutaneously from the external surface of the ear close to the ear tip.

Vaccination Programme

ANIMAL SPECIES Application Route Dose and Vaccination Schedule

1" Vaccination 2" Vaccination (6 mcrttM toi««)

GOATS S/C (ear) 0.2 ml SC 0.2 ml SC

Warning:

Freeze-dried vaccine is reconstitued with the vaccine dilution buffer and homogenised in the bottle of vaccine dilution buffer.

- The vaccine should not be used in the last six weeks of pregnancy.

- Use in healthy animals.

- Apply by observing aseptic precautions.

- Use entire contents within two hours when first opened. Unused parts and empty vaccine bottles should be disposed of in accordance with the local requirements.

- Vaccine should be stored and transported at + 2 / +8 °C

- Do not use frozen vaccines and the vaccines subjected to high temperatures and direct sunlight for longer periods.

- As with many vaccines, occasional anaphylaxis may occur following use. Initial antidote of epinephrine is recommended and should be followed with appropriate supportive therapy.

- The vaccine should not be used in animals in the first two months of lactation.

Side effects:

None.

Withdrawal period:

According to Directive 2001/82/EC 10/2 of EU the withdrawal period is minimum 7 days for milk and minimum 28 days for meat.

Storage conditions:

Store at +2/+8°C' in a dark place.

Packing:

For freeze drying of the vaccine; 10 ml Type I neutral glass bottle, buthyl stoppers, aluminium flip off caps,

for dilution buffer; 10 ml and 20 ml Type II neutral glass bottle, buthyl stoppers and aluminum flip off caps are being used.

Disposal procedure:

Observe all local and national regulations when disposing of this product.

FOR VETERINARY USE ONLY

OOILVET Veterinary Vaccine. Mediane. 8io»ogicals Production and Trade Co. Organise Sanayi B<54gesi 8. Cadde §ANLIURFA/TURKEY Phone : [phone] • Fax : [phone]

Manufacturer:

Do 11 vet *** «WW <*>"* • dolivot@do»vct com.tr

Таджикская академия сельскохозяйственных няук Н а> ч но-п роизвидствеппое вред приятие «Биологические препараты»

«Утверждаю»

Временно« наставление по изготовлен и ю, контролю и применению вик и и и ы против инфекционном плевропневмонии ко з

Рассмотрело 11 одобрено методичвеюоИ комиссией

Ирин/кил №2 ОТ «22» сентября 20 Юг,

Д\иитГ>е- 201.0

ЛАДАМОТй HAVGfA'l И JABJIAIHH ЪЛЙЮРИИ

ГЛЩЧСИСТОН

МАРКАМИ МИЛЛИМ TAUÏXV5CÏÎ ЬАЙТОРЙ

. 1 Jl'i""«]. г ,*■> Ц-Ч.Ч. KJ Jill .Ч.Л>1сн:м. !:? а J 7.1,1-4.,;; > •,!" -,

СЛУЯОА ГОСУД^стькнйого

Bf] ti'HHAPHOrO Е1ЛД:ЮГА

РЬСИУЬЛИКЯ Таджикистан H АЦИОНАЛЬНЫЙ1UÎHTP ВЕТЕРИНАР} J ОЙ ДИАГНОСТИКИ

■•'.vif0.1 г Ду*mwf*. ул. Д..Hi.ihm. tí

Cypora

Ьа кй .

Т1АТИЧАИ САИЧИШИ ТАШХИСИ

бактериологи № &У/ЗИ

(.nixiicponrinie, kh-rotlIlftirNIl i'.il f'»ïû.i|0rn.)

Дар h:¡ >1чьи саичиш

« If . ~_______2009 г. мутаалликн

Veuve ~ ---------- —

уоииа HKiüuH л ' Accéda*

iZet&cù е.,-

¿O.

Фармоиш:

----

« & »

/

009 c.

iptKTO|41 .

V ткни « iii.M^

M ii«|)H luybGtm G

ори

У

-< v'AMom

TV4X.VSVIH ТОЧИКЧСШН

МАРКA3 ft МИЛЛИИ ТЛТТТХЖ'Ч iiЛЙТОРИ

wkm. л д,- il r.Hijj. -ihc- л Дании;. м

СЛУЖЕл riJCVMPCTBritnOlli

ВГТГРИI lAl'HOlO 1'6СЛУРЛИ1\И "lAJjfcHKHGTAM

НАЦИОНАЛЬНЫЙ ЦКТ[TP ВЕТЕРИН АРНОЙ ДИАГНОСТИКИ

,'Н1У. г. Jvuj.jlL'JP, y.l Л.ЛОНЯС!. -У: 55 2-22-C0-S'

Су pom pfa

l»ll лЯ

ПЛТИ Ч АИ САНЦИШИ ТА IГIX И С И

бактериологи

(мккрОскпии* бпктериодлгн м йнолиШ.)

/Гиг- С,.-п---ЛИ сяичиin__

—>•*- j/inA_____" — . .--dUT____

1

CU.H<II-. _f<j( _200'.? i\ мугая.имм?

Jhtm*;«'' ~//JL.Ж^7 " fcj®/......_T_

M.^OlliJi.^fii ДОД. S//S f-Jl ¿J f JCS^K^Z- -«VI ¿¿Z-^t-t-S-tjt.ts

¿¿¿¿i^eZtf &J\__

/ ~ —

__1ZTIZ_!_L

О-', xciiti-.

!

Дярск гаокш

Мудщт • ) .. .iij

o.

iO^F

МАРКАШ МИЛЛИМ ТАШХИСИЬОЙТОГИ il ОПАЛЬНЫЙ ЦЕНТР R F.TK НИ ПАГПОИ ДИАГНОСТИКИ

ТглеФОч ¿¿2 W 51 i\ Душаул. Ахшии

Д<1Н>111! <)3

Л Lf: ее ^___

М-Оъ _____

Кому Т&гЗЛОф. ' * ______

i

У1"Л У J th.l Al ■ ЖХЛКДОВА НИИ ПО э кч: i ( к и i ï-ïiï: № fJU>

{К» русг> ч1гичс£цтге исслсккшнкс)

i :ri! аяиии

0'-/TL /е&Ч ---------г

С

и- 13 »"_"___P..&Í1..__!__200f>.Гн ирниидеткащоге"

получен íyMMii и л результат: ¿i/УЛУс^-И--** —

' _ги-З-__

азаяия:

' V

......£.7

2009 r.

Д 1 '|1 8ЙЦИ

■ и lapHai 1: . Пиругппнгни НЦПД

MAPKAJH > ШЛ ЛИИ TA II IX H СИ Ii t ) ÜI ОРИ ¿НАЦИОНАЛЬНЫЙ ЦЕНТР МТБРИКаГНОЙ ДЙЛГПОГTPIfCH

f Kijinic 127 Г. ул. Лхмядн

о,. ■ ----• Д in и in 63

AjtfgTOjN y^^y^g^^^l ^L

Ком y í-bJij* . -^¿рчэ^ч.

PO у Л ЬТАТ И (.: СЛ к i (OB a tí Ш wo

:-íKt:i№rrHSK>ft -г (¿/-f í г.ктгошн'к'шгк'ис: ишк:д(жай№:)

"1 IE

1С iff:- <•■ I tff- .-i ^ ^'V^jÇ.^__г. и прицчПГССЯШС.'С

; •viyí'ü -.-.гдруюю»» рмулгиТ: L_^

с': V.K "V _- ^ Q

- 'y

--—

2D09r.

1. lÍHi>yc0".1cniH НЦВД

МАРКАМИ миллии тлшхиси КОЙТОРИ НАЦИОНАЛЬНЫЙ ОШ' Р ПГ.ТГ.РИТ1 АРНОЙ ДИАГНОСТИКИ

То '. ¿фон 222-09-51

г. Дуи1»нбе-24 ул. Ахмад» Дон к» ш fi

Адэес WJÜbUPi

g.,- /Tfff _ - f

Кому

ТТТУЛЪТА ï ИССЛЕДОВ АПИЙЛО ЭКС! I К1>ТИЧК & 'ï