Изучение видоспецифичных ингибиторов бактериальной РНК-полимеразы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Юзенкова, Юлия Викторовна

• Юзенкова, Юлия Викторовна
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Юзенкова, Юлия Викторовна

Оглавление.

Введение.

Глава 1. Обзор литературы. Взаимодействие регуляторных факторов с РНК-полимеразой.

1.1. Введение.

1.2. Ингибиторы РНК-полимеразы. Антибиотики.

1.2.1. Рифампицин.

1.2.2. Тагетитоксин.

1.2.3. Альфа-аманитин.

1.2.4. Специфичность действия аманитина и тагетитоксина.

1.2.5. Стрептолидигин.

1.2.6. Липиармицин.

1.2.7. Микроцин J25.

1.2.8. Ингибиторы серии CBR703.

1.2.9. Дауномицин и марселломицин.

1.3. Фаговые транскрипционные факторы, модифицирующие бактериальные РНК-полимеразы.

1.3.1. Регуляция транскрипции в ходе развития бактериофага Т7.

1.3.2. Регуляция транскрипции бактериофага "к.

1.3.3. Регуляция транскрипции в процессе развития фага Т4.

1.3.4. Транскрипция фага SP01.

1.3.5. Nun белок фага НК022.

1.3.6. Белок SSB бактериофага N4.

1.3.7. Белок р4 фага j29.

1.3.8. Белок ogr фага Р2.

1.4. Клеточные регуляторы транскрипции.

1.4.1. Белковые репрессоры и активаторы инициации транскрипции.

1.4.2. Небелковые регуляторы транскрипции.

1.4.3. Топоизомеразы.

1.4.4. Рибосомные белки, участвующие в транскрипции.

Глава 2. Материалы и методы.

2.1. Бактериальные штаммы, плазмиды и бактериофаги.

2.2. Бактериальные среды.

2.3. Полимеразы.

2.4. Приготовление лизата фага Хр-10.

2.5. Электрофорез.

2.6. Компетентные клетки и трансформация бактерий.

2.7. Приготовление ДНК.

2.8. Полимеразная цепная реакция (ПЦР).

2.9. Экспрессия субъединиц РНК-полимеразы, частей ß'-су бъедиинцы РНК-полимеразы Е. coli и X.oryzae и белка р7.

2.10. Выделение тел включения гиперпродуцированных субъединиц, частей ß'-субъединицы РНК-полимеразы Е. coli и X.oryzae и белка р7.

2.11. Очистка белков из тел включения хроматографией на Ni^-NTA агарозе в денатурирующих условиях.

2.12. Сборка РНК-полимеразы Е. coli из отдельных субъединиц in vitro.

2.17. Приготовление РНК-полимеразы из клеток.

2.18. Частичная очистка РНК-полимераз содержащих ß'- субъединицу плазмидного происхождения.

2.19. Транскрипция in vitro.

2.20. Пирофосфоролиз.

2.21. Получение арестованных в положении +27 элонгационных комплексов.

2.22. Щелочное расщепление транскрипта.

2.23. Коиммобилизация РНК-полимеразы X.oiyzae и р7 на Ni-NTA агарозе.

2.24. Эксперименты по замедлению миграции про моторных фрагментов в нативном ПААГ.

2.25. Разделение белковых комплексов в нативном ПААГ.

2.26. Тестирование трансформантов на устойчивость к микроцину J25 in vivo.

2.27. Сайт-специфический мутагенез клонированного гена rpoC E.coli.

2.28. Мечение олигонуклеотидов.

2.29. КМ1Ю4 футпринтинг.

2.30. Расщепление термолизином микроцина125.

2.31. Обратнофазная HPLC хроматография микроцина и его производных.

2.32. Мечение белка р7.

2.33. Блотгинг и гибридизация.

Глава 3. Результаты и обсуждение.

3.1. Изучение молекулярного механизма ингибирования РНК-полимеразы Xanthomonas oryzae белком р7 бактериофага ХрЮ.

3.1.1. Р7 не является анти-сигма фактором.

3.1.2. Р7 взаимодействует с N-концевым участком Р'-субъединицы.

3.1.3. Р7 препятствует образованию открытого комплекса РНК-полимеразой X.oiyzae.

3.1.4.р7 подавляет терминацию транскрипции РНК-полимеразой X.oryzae.

3.1.5. р7 способствует заплетанию дуплекса ДНК позади транскрибирующей полимеразы.

3.1.6. Р7 участвует в регуляции транскрипции генома фага ХрЮ.

3.2. Изучение молекулярного механизма ингибирования РНК-полимеразы микроцином J25.

3.2.1. Открытие и свойства микроцина J25.

3.2.2. Система отбора устойчивых мутантов.

3.2.3. Дополнительные мутации устойчивости в консервативном сегменте G.

3.2.4. Микроцин J25 специфически подавляет активность РНК-полимераз грам-отрицательных бактерий.

3.2.5. Эффект мутаций внутри и вокруг консервативного района G' на устойчивость к микроцину J25.

3.2.6. Замены, приводящие к устойчивости к микроцину, есть и в сегменте F.

3.2.7. Некоторые мутации устойчивости к стрептолидигину в ß - субъединице оказались мутациями устойчивости и к микроцину.

3.2.8. Микроцин ингибирует присоединение нуклеотида по смешанному типу.

3.2.9. Микроцин уменьшает скорость элонгации транскрипции.

3.2.9. Микроцин уменьшает скорость пирофосфоролиза.

3.2.10. Микроцин замедляет впадение тройного элонгационного комплекса в арестованное состояние.

3.2.11. Микроцин подавляет стимулируемое GreA фактором расщепление транскрипта и не влияет на собственную эндонуклеазную активность РНК-полимеразы.

3.2.12.Изучение структуры микроцина J25.

Выводы.

Список сокращений:.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение видоспецифичных ингибиторов бактериальной РНК-полимеразы»

Актуальность темы. Транскрипцию, то есть синтез РНК на матрице ДНК, осуществляют в клетке сложные многосубъединичные ферменты - РНК полимеразы. Для настройки процесса адаптации к различным физиологическим условиям активность РНК полимераз регулируется разнообразными белковыми и небелковыми факторами.

Важным достижением в почти 50-летней истории изучения РНК-пол имераз стало получение трехмерной структуры РНК-полимеразы бактерии ТЪегтш сщиаНсш, что позволило приписать известные функции определенным структурным элементам, а также начать изучать неизвестные ранее белковые домены. Тем не менее, кристаллическая структура отражает только одну из возможных конформаций фермента. Поэтому информация на основе структурных данных может быть применима лишь с известными ограничениями к мобильному ферменту, цикл работы которого сопровождается конформационными изменениями. Наряду с изучением механизмов базальной транскрипции, можно изучать модуляцию транскрипции разнообразными траснкрипционными факторами. Неоспоримыми достоинством этого подхода можно считать то, что исследуются заведомо функциональные состояния фермента, а полученные данные дают информацию о механизмах регуляции его активности. Количество известных транскрипционных факторов постоянно растет, многообразие механизмов и специфичность их действия способствуют углублению понимания процесса транскрипции.

Более того, ингибиторы бактериальной транскрипции представляют собой большой и практически- невостребованный пул потенциальных антибиотиков^ Не исключено, что в ближайшее время, в связи с очевидной проблемой катастрофического увеличения количества устойчивых штаммов бактерий, они и производные на их основе найдут применение в терапии различных заболеваний.

Цель работы и задачи исследования. Целью настоящей работы было изучение механизма действия двух видоспецифичных ингибиторов бактериальной транскрипции. В работе ставились следующие задачи:

1. Изучить действие белка р7 бактериофага ХрЮ на РНК-полимеразу бактерии Xanthomonas oryzae. Предсказать роль р7 в регуляции транскрипции фагового генома.

2. Изучить механизм ингибирования РНК-полимеразы Escherichia coli антибактериальным пептидом микроцином J25.

Научная новизна и практическая ценность работы. В работе исследован механизм ингибирования РНК-полимеразы Xanthomonas oryzae белком р7 бактериофага ХрЮ. Этот уникальный бифункциональный транскрипционный фактор ингибирует инициацию и терминацию транскрипции, связываясь с N-концевым районом ß'-субъединицы. В работе был изучен механизм антитерминации, вызываемой белком р7. Механизм действия этого белка уникален среди изученных факторов транскрипции — он способствует заплетанию дуплекса ДНК позади транскрипционного пузыря. Необходимо отметить, что Xanthomonas oryzae - это бактерия, поражающая рис, основную сельскохозяйственную культуру азиатского региона. Изучение механизма подавления транскрипции этой бактерии, возможно, позволит эффективнее бороться с ней и снизит экономические убытки.

В работе изучен механизм ингибирования различных функций РНК-полимеразы Escherichia coli бактерицидным пептидом микроцином J25. Впервые экспериментально была подтверждена приписываемая вторичному каналу функция размещения 3'-конца транскрипта в арестованном состоянии. Получены мутации устойчивости к этому антибиотику. Изучение действия, а также анализ частоты возникновения мутаций устойчивости полезны при оценке перспективности микроцина и его производных для разработки антибиотиков на его основе.

Структура и объем работы. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, изложения полученных результатов и их обсуждения, выводов и списка цитируемой литературы. Работа изложена на 163 страницах машинописного текста и содержит 35 рисунков. Библиография включает в себя 194 названия, в том числе 1 русское и 193 иностранных.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Юзенкова, Юлия Викторовна

Выводы.

1) Белок р7, кодируемый бактериофагом ХрЮ, связывается с РНК-полимеразой бактерии Xanthomonas oryzae и иигибирует инициацию транскрипции.

2) р7 связывается in vitro с кор и холоферментом РНК-полимеразы, с изолированной ß'-субъединицей, а также с полипептидом, содержащим аминокислотные остатки 1240 ß'-субъединицы. При этом он не связывается с пептидом, содержащим аминокислотные остатки 60-240. Таким образом, р7 связывается с РНК полимеразой в районе 1-60 положений ß'-субъединицы.

3) р7 препятствует формированию открытых промоторных комплексов, но не разрушает уже сформированные открытые комплексы. Р7 в разной степени ингибирует транскрипцию с промоторов разного типа.

4) р7 не влияет на элонгацию и препятствует терм и наци и транскрипции РНК полимеразой Xanthomonas oryzae. Вероятно, он способствует заплетай и ю дуплекса ДНК позади транскрибирующей полимеразы либо прямо, либо опосредованно.

5) РНК-полимераза Kcoli чувствительна к действию бактерицидного пептида микроцина J25. Полимераза с определенными аминокислотными заменами в районах G, G' и F ß'-субъединицы приобретает устойчивость к этому антибиотику.

6) Микроцин J25 не влияет на связывание РНК-полимеразы с ДНК. Микроцин J25 ингибирует активность РНК полимеразы на различных стадиях транскрипции, ингибируя реакции присоединения нуклеотида в абортивной инициации, пирофосфоролиза и расщепления транскрипта, стимулируемое GreA фактором. Биохимия ингибирования и ориентация положений, в которых возникают мутации устойчивости к микроцину J25, позволяют заключить, что этот пептид связывается у входа во вторичный канал и блокирует транспорт компонентов к активному центру фермента.

7) Полученные в работе данные свидетельствуют в пользу того, что структура микроцина J25 представляет собой не кольцо ( по опубликованным ранее данным ), а лассо.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Юзенкова, Юлия Викторовна, 2004 год

1. Лисицин H.A., Свердлов Е.Д., Моисеева Е.П., Никифоров В.Г. (1985) Локализация мутации, приводящей к устойчивости РНК-полимеразы E.coli к антибиотику стрептолидигину, в гене гроВ, кодирующем ст-субъединицу фермента. Биоорган. Химия 11:32-134

2. Adelman К, Brody EN, Buckle М. (1998) Stimulation of bacteriophage T4 middle transcription by the T4 proteins MotA and AsiA occurs at two distinct steps in the transcription cycle. Proc Natl Acad Sei U S A 95(26): 15247-52

3. Adelman K, Orsini G, Kolb A, Graziani L, Brody EN. (1997) The interaction between the AsiA protein of bacteriophage T4 and the sigma70 subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J Biol Chem. 272(43):27435-43

4. Alisky J, Iczkowski K, Rapoport A, Troitsky N. (1998) Bacteriophages show promise as antimicrobial agents. J Infect. 36(1):5-15

5. Andreu D, Rivas L. (1998) Animal antimicrobial peptides: an overview. Biopolymers.47(6):415-33

6. Archambault J, Friesen Л) (1993) Genetics of eukaryotic RNA polymerases I, П, and HLMicrobiol Rev. 57(3):703-24

7. Arthur TM, Anthony LC, Burgess RR. (2000) Mutational analysis of beta '260-309, a sigma 70 binding site located on Escherichia coli core RNA polymerase. J Biol Chem. 275(30):23113-9

8. Artsimovitch I, Chu C, Lynch AS, Landick R. (2003) A new class of bacterial RNA polymerase inhibitor affects nucleotide addition. Science 302(5645):650-4

9. Ayers DJ, Sunshine MG, Six EW, Christie GE. (1994) Mutations affecting two adjacent amino acid residues in the alpha subunit of RNA polymerase block transcriptional activation by the bacteriophage P2 Ogr protein. J Bacterid. I76(24):7430-8

10. Axen A, Carlsson A, Engstrom A, Bennich H. (1997) Gloverin, an antibacterial protein from the immune hemolymph of Hyalophora pupae. Eur J Biochem. 247(2):614-9

11. Bayro MJ, Mukhopadhyay J, Swapna GV, Huang JY, Ma LC, Sineva E, Dawson PE, Montelione GT, Ebright RH. (2003) Structure of antibacterial peptide microcin J25: a 21-residue lariat protoknot. J Am Chem Soc. 125(41): 12382-3

12. Baroudy BM, Moss B (1980) Purification and characterization of a DNA-dependent RNA polymerase from vaccinia virions.! Biol Chem. May 10;255(9):4372-80

13. Bartolomei MS, Corden JL (1987) Localization of an alpha-amanitin resistance mutation in the gene encoding the largest subunit of mouse RNA polymerase II. Mol Cell Biol. 7(2):586-94

14. Bartolomei MS, Corden JL (1995) Action of alpha-amanitin during pyrophosphorolysis and elongation by RNA polymerase HJ Biol Chem. Aug 11 ;270(32): 19114-9

15. Bateman A, Singh A, Congote LF, Solomon S. (1991) The effect of HP-1 and related neutrophil granule peptides on DNA synthesis in HL60 cells. Regul Pept. 35(2): 135-43.

16. Bellamy W, Takase M, Wakabayashi H, Kawase K, Tomita M. (1992) Antibacterial spectrum of lactoferricin B, a potent bactericidal peptide derived from the N-terminal region of bovine lactoferrin. J Appl Bacteriol. 73(6):472-9

17. Blond A, Peduzzi J, Goulard C, Chiuchiolo MJ, Barthelemy M, Prigent Y, Salomon RA, Farias RN, Moreno F, Rebuffat S. (1999)The cyclic structure of microcin J25, a 21-residue peptide antibiotic from Escherichia coli. Eur J Biochem. 259(3):747-55.

18. Boman HG, Agerberth B, Boman A. (1993) Mechanisms of action on Escherichia coli of cecropin PI and PR-39, two antibacterial peptides from pig intestine. Infect Immun. 61(7):2978-84

19. Boni IV, Isaeva DM, Musychenko ML, Tzareva NV. (1991) Ribosome-messenger recognition: mRNA target sites for ribosomal protein SI. Nucleic Acids Res. 19(l):155-62

20. Bremer H, Dennis PP. (1975) Gene activities for ribosomal components in Escherichia coli B/r. Biochem J. 150(3):469-75

21. Brogden KA, De Lucca AJ, Bland J, Elliott S. (1996) Isolation of an ovine pulmonary surfactant-associated anionic peptide bactericidal for Pasteurella haemolytica. Proc Natl Acad Sei USA. 93(1 ):412-6

22. Broyles SS, Moss B (1986) Homology between RNA polymerases of poxviruses, prokaryotes, and eukaryotes: nucleotide sequence and transcriptional analysis of vaccinia virus genes encoding 147-kDa and 22-kDa subunits. Proc Natl Acad Sei U S A 83(10):3141-5

23. Brussow H, Hendrix RW. (2002) Phage genomics: small is beautiful. Cell108(l):13-6.

24. Bushneil DA, Cramer P, Kornberg RD (2001) Selenomethionine incorporation in Saccharomyces cerevisiae RNA polymerase H.Structure (Camb). 9(1):R11-4

25. Campbell EA, Korzheva N, Mustaev A, Murakami K, Nair S, Goldfarb A, Darst SA (2001) Structural mechanism for rifampicin inhibition of bacterial rna polymerase. Cell 104(6):901-12

26. Cashel M, Gallant J. (1969) Two compounds implicated in the function of the RC gene of Escherichia coli. Nature 221(183):838-41

27. Cassani G, Burgess RR, Goodman I IM, Gold L. (1971) Inhibition of RNA polymerase by streptolydigin.Nat New Biol. 230(15):197-200.

28. Cermakian N, Ikeda TM, Miramontes P, Lang BF, Gray MW, Cedergren R. (1997) On the evolution of the single-subunit RNA polymerases. J Mol Evol. 45(6):671-81

29. Chatteiji D, Fujita N, Ishihama A. (1998) The mediator for stringent control, ppGpp, binds to the beta-subunit of Escherichia coli RNA polymerase. Genes Cells 3(5):279-87

30. Chattopadhyay S, Hung SC, Stuart AC, Palmer AG 3rd, Garcia-Mena J, Das A, Gottesman ME. (1995) Interaction between the phage HK022 Nun protein and the nut RNA of phage lambda. Proc Natl Acad Sei U S A 92(26):12131-5

31. Chafin DR, Guo H, Price DH. (1995) Action of alpha-amanitin during pyrophosphorolysis and elongation by RNA polymerase II. J Biol Chem. 270(32): 19114-9

32. Chelm BK, Beard C, Geiduschek EP. (1981) Changes in the association between Bacillus subtilis RNA polymerase core and two specificity-determining subunits during transcription. Biochemistry. 20(23):6564-9

33. Choy H, Park S, Aki T, Parrack P, Fujita N, Ishihama A, Adhya S (1995) Repression and activation of transcription by Gal and Lac repressors: involvement of alpha subunit of RNA polymerase. EMBO J 14:4523-4529

34. Cochet-Meilhac M, Chambon P (1974) Animal DNA-dependent RNA polymerases. 11. Mechanism of the inhibition of RNA polymerases B by amatoxins.Biochim Biophys Acta. 353(2): 160-84.

35. Coppola JA, Luse DS. (1984) Purification and characterization of ternary complexes containing accurately initiated RNA polymerase II and less than 20 nucleotides of RNA.J Mol Biol. 178(2):415-37

36. Coronelli C, White RJ, Lancini GC, Parenti F. (1975) Lipiarmycin, a new antibiotic from Actinoplanes. II. Isolation, chemical, biological and biochemical characterization. J Antibiot (Tokyo) 28(4):253-9

37. Couto MA, Harwig SS, Lehrer RI. (1993) Selective inhibition of microbial serine proteases by eNAP-2, an antimicrobial peptide from equine neutrophils. Infect Immun. 61(7):2991-4

38. Delgado MA, Rintoul MR, Farias RN, Salomon RA (2001) Escherichia coli RNA polymerase is the target of the cyclopeptide antibiotic microcin J25. J Bacteriol. 183(15):4543-50

39. Desai SD, Zhang H, Rodriguez-Banman A, Yang JM, Wu X, Gounder MK, Rubin EH, Liu LF. (2003) Transcription-dependent degradation of topoisomerase I-DNA covalent complexes. Mol Cell Biol.23(7):2341-50

40. Epand RM, Vogel HJ. (1999) Diversity of antimicrobial peptides and their mechanisms of action. Biochim Biophys Acta. 1462(1-2): 11-28

41. Estrem ST, Ross W, Gaal T, Chen ZW, Niu W, Ebright RH, Gourse RL. (1999) Bacterial promoter architecture: subsite structure of UP elements and interactions with the carboxy-terminal domain of the RNA polymerase alpha subunit. Genes Dev. 13(16):2134-47

42. Farnham PJ, Greenblatt J, Platt T. (1982) Effects of NusA protein on transcription termination in the tryptophan operon of Escherichia coli. Cell. 29(3):945-51

43. Fu TJ, Sanders GM, O'Donnell M, Geiduschek EP. (1996) Dynamics of DNA-tracking by two sliding-clamp proteins. EMBO J. 15(16):4414-22

44. Gaal T, Ross W, Blatter EE, Tang H, Jia X, Krishnan W, Assa-Munt N, Ebright RH, Gourse RL. (1996) DNA-binding determinants of the alpha subunit of RNA polymerase: novel DNA-binding domain architecture. Genes Dev. 10(1): 16-26

45. Geiduschek EP, Tocchini-Valentini GP (1988) Transcription by RNA polymerase m. Annu Rev Biochem.57:873-914

46. Greenleaf AL (1983) Amanitin-resistant RNA polymerase II mutations are in the enzyme's largest subunitJ Biol Chem. 258(22): 13403-6

47. Goff CG. (1984) Coliphage-induced ADP-ribosylation of Escherichia coli RNA polymerase. Methods Enzymol. 106:418-29

48. Gourse RL. (1988) Visualization and quantitative analysis of complex formation between E. coli RNA polymerase and an rRNA promoter in vitro. Nucleic Acids Res. 16(20):9789-809

49. Gourse RL, Gaal T, Aiyar SE, Barker MM, Estrem ST, Hirvonen CA, Ross W. (1998) Strength and regulation without transcription factors: lessons from bacterial rRNA promoters. Cold Spring Harb Symp Quant Biol.63:131-9

50. Gribskov M, Burgess RR. (1986) Sigma factors from E. coli, B. subtilis, phage SP01, and phage T4 are homologous proteins. Nucleic Acids Res. 14(16):6745-63

51. Gusarov I, Nudler E. (2001) Control of intrinsic transcription termination by N and NusA: the basic mechanisms. Cell 107(4):437-49

52. Handschin JC, Wehrli W. (1976) On the kinetics of the rifampicin-RNA-polymerase complex. Differences between crude and purified enzyme fractions. Eur J Biochem. 66(2):309-17

53. Hajdukiewicz PT, Allison LA, Maliga P. (1997) The two RNA polymerases encoded by the nuclear and the plastid compartments transcribe distinct groups of genes in tobacco plastids. EMBO J. 16(13):4041-8

54. Hedtke B, Borner T, Weihe A. (1997) Mitochondrial and chloroplast phage-type RNA polymerases in Arabidopsis. Science 277(5327):809-l 1

55. Heil A, Zillig W. (1970) Reconstitution of bacterial DNA-dependent RNA-polymerase from isolated subunits as a tool for the elucidation of the role of the subunits in transcription. FEBS Lett. 11(3): 165-168

56. Heisler LM, Suzuki H, Landick R, Gross CA (1993) Four contiguous amino acids define the target for streptolydigin resistance in the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J Biol Chem. 268(34):25369-75

57. Heltzel A, Lee I, Totis P, Summers A (1990) Activator-dependent preinduction binding of sigma-70 RNA polymerase at the metal-regulated mer promoter. Biochemistry 29: 9572-9584

58. Herendeen DR, Williams KP, Kassavetis GA, Geiduschek EP. (1990) An RNA polymerase-binding protein that is required for communication between an enhancer and a promoter. Science 248(4955):573-8

59. Hess WR, Börner T. (1999) Organellar RNA polymerases of higher plants. Int Rev Cytol. 190:1-59

60. Hinkle DC, Mangel WF, Chamberlin MJ. (1972) Studies of the binding of Escherichia coli RNA polymerase to DNA. IV. The effect of rifampicin on binding and on RNA chain initiation. J Mol Biol. 70(2):209-20.

61. Hinton DM, Vuthoori S. (2000) Efficient inhibition of Escherichia coli RNA polymerase by the bacteriophage T4 AsiA protein requires that AsiA binds first to free sigma70. J Mol Biol. 304(5):731-9

62. Jin DJ, Gross CA. (1988) Mapping and sequencing of mutations in the Escherichia coli rpoB gene that lead to rifampicin resistance. J Mol Biol. 202(l):45-58

63. Jishage M, Kvint K, Shingler V, Nystrom T. (2002) Regulation of sigma factor competition by the alarmone ppGpp. Genes Dev. 16(10): 1260-70

64. Kanyshkova TG, Semenov DV, Buneva VN, Nevinsky GA. (1999) Human milk lactoferrin binds two DNA molecules with different affinities. FEBS Lett. 451(3):235-7

65. Kapoor S, Sugiura M. (1999) Identification of two essential sequence elements in the nonconsensus type II PatpB-290 plastid promoter by using plastid transcription extracts from cultured tobacco BY-2 cells. Plant Cell 11(9): 1799-810

66. Kashlev M, Nudler E, Goldfarb A, White T, Kutter E.Cell. 1993 Oct 8;75(1):147-54. Bacteriophage T4 Ale protein: a transcription termination factor sensing local modification of DNA.

67. Kassavetis GA, Geiduschek EP. (1984) Defining a bacteriophage T4 late promoter: bacteriophage T4 gene 55 protein suffices for directing late promoter recognition. Proc Natl Acad Sei USA. 81(16):5101-5

68. Kobayashi Y, Dokiya Y, Kumazawa Y, Sugita M. (2002) Non-AUG translation initiation of mRNA encoding plastid-targeted phage-type RNA polymerase in Nicotiana sylvestris. Biochem Biophys Res Commun. 299(1):57-61

69. Kobayashi Y, Dokiya Y, Sugita M. (2001) Dual targeting of phage-type RNA polymerase to both mitochondria and plastids is due to alternative translation initiation in single transcripts. Biochem Biophys Res Commun. 289(5): 1106-13

70. Kock J, Cornelissen AW (1991) Characterization of the RNA polymerases of Crithidia fasciculata.Mol Microbiol. 5(4):835-42

71. Kolb A, Busby S, Buc H, Garges S, Adhya S. (1993) Transcriptional regulation by cAMP and its receptor protein. Annu Rev Biochem 62: 749-795

72. Kolesky SE, Ouhaxnmouch M, Geiduschek EP. (2002) The mechanism of transcriptional activation by the topologically DNA-linked sliding clamp of bacteriophage T4. J Mol Biol. 321(5):767-84

73. Komissarova N, Kashlev M. (1997)Transcriptional arrest: Escherichia coli RNA polymerase translocates backward, leaving the 3' end of the RNA intact and extruded. Proc Natl Acad Sei U S A 94(5): 1755-60

74. Korzheva N, Mustaev A, Kozlov M, Malhotra A, Nikiforov V, Goldfarb A, Darst • SA. (2000) A structural model of transcription elongation. Science 289(5479):61925

75. Kragol G, Lovas S, Varadi G, Condie BA, Hoffinann R, Otvos L Jr. (2001) The antibacterial peptide pyrrhocoricin inhibits the ATPase actions of DnaK and prevents chaperone-assisted protein folding. Biochemistry 40(10):3016-26

76. Majors J (1995) Initiation of in vitro mRNA synthesis from the wild-type lac promoter. Proc Natl Acad Sci U S A 72: 4394-4398

77. Malan T, Kolb A, Buc H, McClure W (1984) Mechanism of CRP-cAMP activation of lac operon transcription initiation activation of the PI promoter J Mol Biol 180: 881-909

78. Marr MT, Datwyler SA, Meares CF, Roberts JW. (2001) Restructuring of an RNA polymerase holoenzyme elongation complex by lambdoid phage Q proteins. Proc Natl Acad Sci USA. 98(16):8972-8

79. Mace DC, Alberts BM. (1984) T4 DNA polymerase. Rates and processivity on single-stranded DNA templates. J Mol Biol. 177(2):295-311

80. Mason SW, Greenblatt J. (1991) Assembly of transcription elongation complexes containing the N protein of phage lambda and the Escherichia coli elongation factors NusA, NusB, NusG, and S10. Genes Dev. 5(8):1504-12

81. Masse E, Drolet M. (1999) Escherichia coli DNA topoisomerase I inhibits R-loop formation by relaxing transcription-induced negative supercoiling. J Biol Chem. 274(23): 16659-64.

82. Mathews DE, Durbin RD (1990)Tagetitoxin inhibits RNA synthesis directed by RNA polymerases from chloroplasts and Escherichia coli. J Biol Chem. 265(1):493-8

83. McClure WR, Cech CL. (1978) On the mechanism of rifampicin inhibition of RNA synthesis. J Biol Chem. 253(24):8949-56

84. Mencia M, Monsalve M, Rojo F, Salas M. (1996) Transcription activation by phage phi29 protein p4 is mediated by interaction with the alpha subunit of Bacillus subtilis RNA polymerase. Proc Natl Acad Sei USA. 93(13):6616-20

85. Merino A, Madden KR, Lane WS, Champoux JJ, Reinberg D. (1993) DNA topoisomerase I is involved in both repression and activation of transcription. Nature 365(6443):227-32

86. Miller A, Wood D, Ebright RH, Rothman-Denes LB. (1997) RNA polymerase beta' subunit: a target of DNA binding-independent activation. Science 275(5306): 1655-7

87. Minakhin L, Camarero JA, Holford M, Parker C, Muir TW, Severinov K. (2001) Mapping the molecular interface between the sigma(70) subunit of E. coli RNA polymerase and T4 AsiA. J Mol Biol. 306(4):631-42

88. Moarefi I, Jeruzalmi D, Turner J, O'Donnell M, Kuriyan J. (2000) Crystal structure of the DNA polymerase processivity factor of T4 bacteriophage. J Mol Biol. 296(5): 1215-23

89. Mogridge J, Legault P, Li J, Van Oene MD, Kay LE, Greenblatt J. (1998) Independent ligand-induced folding of the RNA-binding domain and two functionally distinct antitermination regions in the phage lambda N protein. Mol Cell. l(2):265-75

90. Mogridge J, Mah TF, Greenblatt J. (1995) A protein-RNA interaction network facilitates the template-independent cooperative assembly on RNA polymerase of a stable antitermination complex containing the lambda N protein. Genes Dev. 9(22):2831-45

91. Mondal N, Parvin JD. (2001) DNA topoisomerase Ilalpha is required for RNA polymerase II transcription on chromatin templates. Nature 413(6854):435-8

92. Mosteller RD, Yanofsky C. (1970) Transcription of the tryptophan operon in Escherichia coli: rifampicin as an inhibitor of initiation. J Mol Biol. 48(3):525-31.

93. Mustaev A, Zaychikov E, Severinov K, Kashlev M, Polyakov A, Nikiforov V, Goldfarb A. (1994) Topology of the RNA polymerase active center probed by chimeric rifampicin-nucleotide compounds. Proc Natl Acad Sei USA. 91(25): 1203640

94. Naryshkina T, Mustaev A, Darst SA, Severinov K. (2001) The beta ' subunit of Escherichia coli RNA polymerase is not required for interaction with initiating nucleotide but is necessary for interaction with rifampicin. J Biol Chem. 276(16):13308-13

95. Navarro JA, Vera A, Flores R. (2000) A chloroplastic RNA polymerase resistant to tagetitoxin is involved in replication of avocado sunblotch viroid. Virology 268(1 ):218-25

96. Nechaev S, Severinov K. (1999) Inhibition of Escherichia coli RNA polymerase by bacteriophage T7 gene 2 protein. J Mol Biol. 289(4):815-26

97. Nishikata M, Kanehira T, Oh H, Tani H, Tazaki M, Kuboki Y. (1991) Salivary histatin as an inhibitor of a protease produced by the oral bacterium Bacteroides gingivalis. Biochem Biophys Res Commun. 174(2):625-30

98. Niu W, Kim Y, Tau G, Heyduk T, Ebright R (1996) Transcription activation at class II CAP-dependent promoters: two interactions between CAP and RNA polymerase. Cell 87: 1123-1134

99. Nudler E, Avetissova E, Markovtsov V, Goldfarb A. (1996) Transcription • processivity: protein-DNA interactions holding together the elongation complex.1. Science 273(5272):211-7

100. O'Neill A, Oliva B, Storey C, Hoyle A, Fishwick C, Chopra I. (2000) RNA polymerase inhibitors with activity against rifampin-resistant mutants of Staphylococcus aureus. Antimicrob Agents Chemother. 44(11 ):3163-6

101. Orsini G, Ouhammouch M, Le Caer JP, Brody EN. (1993) The asiA gene of bacteriophage T4 codes for the anti-sigma 70 protein. J Bacteriol. 175(l):85-93

102. Ouhammouch M, Adelman K, Harvey SR, Orsini G, Brody EN. (1995) Bacteriophage T4 MotA and AsiA proteins suffice to direct Escherichia coli RNA polymerase to initiate transcription at T4 middle promoters. Proc Natl Acad Sei USA 92(5): 1451-5

103. Ouhammouch M, Orsini G, Brody EN. (1994) The asiA gene product of gt bacteriophage T4 is required for middle mode RNA synthesis. J Bacteriol.176(13):3956-65

104. Pande S, Makela A, Dove SL, Nickels BE, Hochschild A, Hinton DM. (2002) The bacteriophage T4 transcription activator MotA interacts with the far-C-terminal region of the sigma70 subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J Bacteriol. 184(14):3957-64

105. Park CB, Kim HS, Kim SC. (1998) Mechanism of action of the antimicrobial peptide buforin II: buforin II kills microorganisms by penetrating the cell membrane and inhibiting cellular functions. Biochem Biophys Res Commun. 244(1):253-7

106. Potrykus K, Wegrzyn G, Hernandez VJ. (2002) Multiple mechanisms of transcription inhibition by ppGpp at the lambdap(R) promoter. J Biol Chem. 277(46):43785-91

107. Putsep K, Normark S, Boman HG. (1999)The origin of cecropins; implications from synthetic peptides derived from ribosomal protein LI. FEBS Lett. 451(3):249-52

108. Quan S, Imai T, Mikami Y, Yazawa K, Dabbs ER, Morisaki N, Iwasaki S, Hashimoto Y, Furihata K. (1999) ADP-ribosylation as an intermediate step in inactivation of rifampin by a mycobacterial gene. Antimicrob Agents Chemother. (1): 181-4

109. Rees WA, Weitzel SE, Yager TD, Das A, von Hippel PH. (1996) Bacteriophage lambda N protein alone can induce transcription antitermination in vitro. Proc Natl Acad Sei U S A 93(l):342-6

110. Reynolds R, Chamberlin MJ. (1992) Parameters affecting transcription termination by Escherichia coli RNA. II. Construction and analysis of hybrid terminators. J Mol Biol. 224(l):53-63.

111. Richet E, Vidal-Ingigliardi D, Raibaud O (1991) A new mechanism for coactivation of transcription initiation: repositioning of an activator triggered by the binding of a second activator. Cell 66:1185-1195

112. Ring BZ, Yarnell WS, Roberts JW. (1996) Function of E. coli RNA polymerase sigma factor sigma 70 in promoter-proximal pausing. Cell 86(3):485-93

113. Robert J, Sloan SB, Weisberg RA, Gottesman ME, Robledo R, Harbrecht D (1987) The remarkable specificity of a new transcription termination factor suggests that the mechanisms of termination and antitennination are similar. Cell 51(3):483-92

114. Robertson ES, Nicholson AW. (1990) Protein kinase of bacteriophage T7 induces the phosphorylation of only a small number of proteins in the infected cell. Virology. 175(2):525-34

115. Robledo R, Atkinson BL, Gottesman ME. (1991) Escherichia coli mutations that block transcription termination by phage HK022 Nun protein. J Mol Biol. 220(3):613-9

116. Rosengren KJ, Clark RJ, Daly NL, Goransson U, Jones A, Craik DJ. (2003) Microcin J25 has a threaded sidechain-to-backbone ring structure and not a head-to-tail cyclized backbone. J Am Chem Soc. 125(41):12464-74

117. Rudd MD, Luse DS (1996) Amanitin greatly reduces the rate of transcription by RNA polymerase II ternary complexes but fails to inhibit some transcript cleavage modes. J Biol Chem. 271(35):21549-58

118. Rusconi A, Calendi E. (1966) Action of daunomycin on nucleic acid metabolism in HeLa cells. Biochim Biophys Acta. 119(2):413-5

119. Salomon RA, Farias RN (1992) Microcin 25, a novel antimicrobial peptide produced by Escherichia coli. J Bacteriol. 174(22):7428-35

120. Sanders GM, Kassavetis GA, Geiduschek EP. (1997) Dual targets of a transcriptional activator that tracks on DNA. EMBO J. 16(11):3124-32

121. Schlax P, Capp M, Record M (1995) Inhibition of transcription initiation by lac repressor. J Mol Biol 245: 331-350

122. Schleif R (1969) Isolation and characterization of streptolydigin resistant RNA polymerase. Nature 223(210): 1068-9

123. Schuch R, Nelson D, Fischetti VA. (2002) A bacteriolytic agent that detects and kills Bacillus anthracis. Nature. Aug 22;418(6900):884-9

124. Scott S, Busby S, Beacham I (1995) Transcriptional co-activation at the ansB promoters: involvement of the activating regions of CRP and FNR when bound in tandem. Mol Microbiol 18:521-531

125. Sentenac A (1985) Eukaryotic RNA polymerases CRC Crit Rev Biochem.;18(l):31-90

126. Seshadri V, McArthur AG, Sogin ML, Adam RD. (2003) Giardia lamblia RNA polymerase II: amanitin-resistant transcription. J Biol Chem. 278(30):27804-10

127. Severinov K, Soushko M, Goldfarb A, Nikiforov V. (1993) Rifampicin region revisited. New rifampicin-resistant and streptolydigin-resistant mutants in the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J Biol Chem. 268(20): 14820-5

128. Severinov K, Soushko M, Goldfarb A, Nikiforov V. (1994) RifR mutations in the beginning of the Escherichia coli rpoB gene. Mol Gen Genet 244(2): 120-6

129. Severinov K, Markov D, Severinova E, Nikiforov V, Landick R, Darst SA, Goldfarb A. (1995) Streptolydigin-resistant mutants in an evolutionarily conserved region of the beta' subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J Biol Chem. 270(41):23926-9

130. Severinova E, Severinov K, Fenyo D, Marr M, Brody EN, Roberts JW, Chait BT, Darst SA. (1996) Domain organization of the Escherichia coli RNA polymerase sigma 70 subunit. J Mol Biol. 263(5):637-47

131. Severinova E, Severinov K, Darst SA. (1998) Inhibition of Escherichia coli RNA polymerase by bacteriophage T4 AsiA. J Mol Biol. 279(1):9-18

132. Siddhikol C, Erbstoeszer JW, Weisblum B (1969) Mode of action of streptolydigin. J Bacterid. 99(l):151-5

133. Simmaco M, Mignogna G, Barra D. (1998) Antimicrobial peptides from amphibian skin: what do they tell us? Biopolymers. 47(6):435-50

134. Sollner-Webb B, Tower J. (1986) Transcription of cloned eukaryotic ribosomal RNA genes.Annu Rev Biochem.55:801-30

135. Sonenshein AL, Alexander HB. (1979) Initiation of transcription in vitro inhibited by lipiarmycin. J Mol Biol. 127(1 ):55-72.

136. Steinberg TH, Burgess RR (1992) Tagetitoxin inhibition of RNA polymerase DI transcription results from enhanced pausing at discrete sites and is template-dependent.J Biol Chem. 267(28):20204-l 1

137. Steinberg TH, Mathews DE, Durbin RD, Burgess RR( 1990) Tagetitoxin: a new inhibitor of eukaryotic transcription by RNA polymerase HI. J Biol Chem. 265(l):499-505

138. Storz G. (2002) An expanding universe of noncoding RNAs. Science 296(5571):1260-3

139. Straney S, Crothers D (1987) Lac repressor is a transient gene-activating protein. Cell 51:699-707

140. Subramanian AR, van Duin J. (1977) Exchange of individual ribosomal proteins between ribosomes as studied by heavy isotope-transfer experiments. Mol Gen Genet. 158(1): 1-9

141. Sukhodolets MV, Garges S. (2003) Interaction of Escherichia coli RNA polymerase with the ribosomal protein SI and the Sm-like ATPase Hfq. Biochemistry. 42(26):8022-34

142. Tagami H, Aiba H (1995) Role of CRP in transcription activation at Escherichia coli lac promoter: CRP is dispensable after the formation of open complex. : Nucleic Acids Res 23: 599-605

143. Tang YQ, Yuan J, Osapay G, Osapay K, Tran D, Miller CJ, Ouellette AJ, Selsted ME. (1999) A cyclic antimicrobial peptide produced in primate leukocytes by the ligation of two truncated alpha-defensins. Science 286(5439):498-502

144. Tavormina PL, Reznikoff WS, Gross CA. (1996) Identifying interacting regions in the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J Mol Biol. 258(2):213-23

145. Tiemann B, Depping R, Ruger W. (1999) Overexpression, purification, and partial characterization of ADP-ribosyltransferases modA and modB of bacteriophage T4. GeneExpr. 8(3): 187-96

146. Tinker RL, Kassavetis GA, Geiduschek EP. (1994) Detecting the ability of viral, bacterial and eukaryotic replication proteins to track along DNA. EMBO J. 13(22):5330-7

147. Toulokhonov II, Shulgina I, Hernandez VJ. (2001) Binding of the transcription effector ppGpp to Escherichia coli RNA polymerase is allosteric, modular, and occurs near the N terminus of the beta'-subunit. J Biol Chem. 276(2):1220-5

148. Tzareva NV, Makhno VI, Boni IV. (1994) Ribosome-messenger recognition in the absence of the Shine-Dalgarno interactions. FEBS Lett. 337(2): 189-94

149. Urbauer JL, Simeonov MF, Urbauer RJ, Adelman K, Gilmore JM, Brody EN. (2002) Epub 2002 Feb 05. Solution structure and stability of the anti-sigma factor AsiA: implications for novel functions. Proc Natl Acad Sci USA 99(4): 1831-5

150. Vanacova S, Tachezy J, Ullu E, Tschudi C. (2001) Unusual diversity in alpha-amanitin sensitivity of RNA polymerases in trichomonads. Mol Biochem Parasitol. 115(2):239-47

151. Velasco M, Diaz-Guerra MJ, Diaz-Achirica P, Andreu D, Rivas L, Bosca L. (1997) Macrophage triggering with cecropin A and melittin-derived peptides induces type II nitric oxide synthase expression. J Immunol. 158(9):4437-43

152. Wassarman KM, Storz G. (2000) 6S RNA regulates E. coli RNA polymerase activity. Cell. 101(6):613-23

153. Watnick RS, Gottesman ME. (1999) Binding of transcription termination protein Nun to nascent RNA and template DNA. Science 286(5448):2337-9

154. Watnick RS, Herring SC, Palmer AG 3rd, Gottesman ME. (2000) The carboxyl terminus of phage HK022 Nun includes a novel zinc-binding motif and a tryptophan required for transcription termination. Genes Dev.l4(6):731-9

155. Wehrli W, Knusel F, Schmid K, Staehelin M. (1968) Interaction of rifamycin with bacterial RNA polymerase. Proc Natl Acad Sci U S A 61(2):667-73

156. Wei P, Stewart CR. (1995) Genes that protect against the host-killing activity of the E3 protein of Bacillus subtilis bacteriophage SPOl. J Bacterid. 177(10):2933-7

157. Whalen W, Ghosh B, Das A. (1988) NusA protein is necessary and sufficient in vitro for phage lambda N gene product to suppress a rho-independent terminator placed downstream of nutL. Proc Natl Acad Sci USA. 85(8):2494-8

158. Wilkens K, Tiemann B, Bazan F, Ruger W. (1997) ADP-ribosylation and early transcription regulation by bacteriophage T4. Adv Exp Med Biol. 419:71-82

159. Wilson KA, Kalkum M, Ottesen J, Yuzenkova J, Chait BT, Landick R, Muir T, Severinov K, Darst SA. (2003) Structure of microcin J25, a peptide inhibitor of bacterial RNA polymerase, is a lassoed tail. J Am Chem Soc. 125(41):12475-83

160. Wong K, Geiduschek EP. (1998) Activator-sigma interaction: A hydrophobic segment mediates the interaction of a sigma family promoter recognition protein with a sliding clamp transcription activator. J Mol Biol. 284(2): 195-203

161. Wong K, Kassavetis GA, Leonetti JP, Geiduschek EP. (2003) Mutational and functional analysis of a segment of the sigma family bacteriophage T4 late promoter recognition protein gp55. J Biol Chem. 278(9):7073-80

162. Wood LF, Tszine NY, Christie GE. (1997) Activation of P2 late transcription by P2 Ogr protein requires a discrete contact site on the C terminus of the alpha subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J Mol Biol. 274(1):1-7

163. Wu L, Pan J, Thoroddsen V, Wysong DR, Blackman RK, Bulawa CE, Gould AE, Ocain TD, Dick LR, Errada P, Dorr PK, Parkinson T, Wood T, Kornitzer D,

164. Weissman Z, Willis IM, McGovern K. (2003) Novel small-molecule inhibitors of RNA polymerase III. Eukaryot Cell 2(2):256-64

165. Xiong A, Gottman A, Park C, Baetens M, Pandza S, Matin A (2000) The EmrR protein represses the Escherichia coli emrRAB multidrug resistance operon by directly binding to its promoter region Antimicrob Agents Chemother 44: 2905-2907

166. Yang XJ, Roberts JW. (1989) Gene Q antiterminator proteins of Escherichia coli phages 82 and lambda suppress pausing by RNA polymerase at a rho-dependent terminator and at other sites. Proc Natl Acad Sei USA. 86(14):5301-5

167. Yarnell WS, Roberts JW. (1992) The phage lambda gene Q transcription antiterminator binds DNA in the late gene promoter as it modifies RNA polymerase. Cell 69(7): 1181-9

168. Zanotti G, Mohringer C, Wieland T (1987) Synthesis of analogues of amaninamide, an amatoxin from the white Amanita virosa mushroom.lnt J Pept Protein Res. 30(4):450-9

169. Zasloff M. (2002) Antimicrobial peptides of multicellular organisms. Nature 415(6870):389-95

170. Zhang G, Campbell EA, Minakhin L, Richter C, Severinov K, Darst SA. (1999) Crystal structure of Thermus aquaticus core RNA polymerase at 3.3 A resolution. Cell 98(6): 811-24

171. Zhou YN, Jin DJ. (1998) The rpoB mutants destabilizing initiation complexes at stringently controlled promoters behave like "stringent" RNA polymerases in Escherichia coli. Proc Natl Acad Sei U S A 95(6):2908-13

172. Список работ, опубликованных автором по темедиссертации.

173. Adelman К, Yuzenkova J, LaPorta A, Zekin N, Lee J, Lis J,Borukhov s, Wang M, Severinov К (2004) Molecular mechanism of transcription inhibition by peptide antibiotic microcin J25. Mol Cell. 146):753-62.

174. Wilson KA, Kalkum M, Ottesen J, Yuzenkova J, Chait BT, Landick R, Muir T, Severinov K, Darst SA. (2003) Structure of microcin J25, a peptide inhibitor of bacterial RNA polymerase, is a lassoed tail. J Am Chem Soc. 125(41): 12475-83.

175. Yuzenkova J, Nechaev S, Berlin J, Rogulja D, Kuznedelov K, Inman R, Mushegian A, Severinov K. (2003) Genome of Xanthomonas oryzae bacteriophage XplO: an odd T-odd phage. J Mol Biol. 330(4):735-48.

176. Yuzenkova J, Delgado M, Nechaev S, Savalia D, Epshtein V, Artsimovitch I, Mooney RA, Landick R, Farias RN, Salomon R, Severinov K. (2002)Mutations of bacterial RNA polymerase leading to resistance to microcin j25. J Biol Chem. 277(52):50867-75.