Изучение структурно-функциональной организации: β , -субъединицы ДНК-зависимой РНК-полимеразы Escherichia coli тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Марков, Дмитрий Александрович

• Марков, Дмитрий Александрович
• кандидат биологических наук
• 1999

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Марков, Дмитрий Александрович

ВВЕДЕНИЕ.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Введение.

1.2. Открытие цинковых пальцев.

1.3. Классификация цинковых пальцев.

1.4. Биохимические и генетические подходы к изучению функций цинковых пальцев.

1.5. Трёхмерные структуры цинковых пальцев.

1.6. Моделирование структур цинковых пальцев.

1.7. Роль цинк-связывающих лигандов в формировании третичной структуры цинковых пальцев.

1.8 Взаимодействие цинковых пальцев с ДНК.

1.9. Роль цинковых пальцев в белок-белковых взаимодействиях.

1.10. Цинк в ДНК-зависимой РНК-полимеразе Е. coli.

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Бактериальные штаммы.

2.2. Бактериальные среды.

2.3. Компетентные клетки и трансформация бактерий.

2.4. Ненаправленный мутагенез плазмидной ДНК гидроксиламином in vitro.

2.5. Полимеразная цепная реакция (ПЦР).

2.6. Клонирование продуктов ПЦР.

2.7. Реакция транскрипции тотальной ДНК фага Т

РНКП Е. coli in vitro.

2.8. Реакция транскрипции промоторных фрагментов

ДНК РНК-полимеразой Е. coli in vitro.

2.9. Получение тройного элонгационного комплекса РНКП Е. coli, остановленного в положении + относительно старта транскрипции.

2.10. Клонирование гена гроС из термочуствительных штаммов Е. coli.

2.11. Сайт-направленный мутагенез клонированного гена гроСРИШЕ. coli.

2.12. Выделение тел включения гиперпроАудированных больших субъединиц РНКП Е. coli.

2.13. Выделение и очистка РНКП Е. coli.

2.14. Реконституция РНКП Е. coli in vitro совместной ренатурацией субъединиц.

2.15. Сборка РНКП Е. coli из независимо ренатурированных субъединиц.

2.16. Замещение структурно-связанных атомов цинка на атомы железа в РНКП Е. coli in vivo.

2.17. Аффинное мечение ß'-субъединицы РНКП в составе фермента с использованием модифицированного аналога субстрата.

2.18. Реакция гидроксил-радикального расщепления Feсодержащей РНКП Е. coli.

2.19. Иммобилизация HaNi-NTA агарозе рекомбинантной РНКП, содержащей на С-конце ß'-субъединицы шесть остатков гистидина.

2.20. Ограниченный протеолиз РНКП трипсином.

2.21. Расщепление ß'-субъединицы, радиоактивно меченой в составе РНКП, бромцианом по остаткам метионина.

Глава 3.РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Обнаружение мутаций устойчивости к стрептолидигину в эволюционно консервативном районе F ß'-субъединицы РНК-полимеразы Е. coli.

3.1.1. In vitro мутагенез клонированного гена rpoC

Е. coli и отбор полученных мутантов.

3.1.2. Биохимический анализ устойчивости к Stl мутантной РНК-полимеразы.

3.1.3 Поиск мутаций устойчивости к Stl среди описанных ранее мутаций в гене гроС, влияющих на терминационные свойства мутантных РНКП.

3.1.4 Сравнение транскрипционных свойств мутантных РНК-полимераз, устойчивых к Stl.

3.2. Локализация мутаций в гене rpoC Е. coli, влияющих на сборку и активность РНК-полимеразы при повышении температуры.

3.3 Zn-связывающий сайт в С-концевом районе ß'субъединицы РНК-Полимеразы Е. coli участвует в сборке фермента.

3.3.1. Добавление цинка в среду супрессирует Ts-фенотип мутаций в гене гроС, влияющих на сборку РНК-полимеразы.

3.3.2.Поиск Zn-связывающего домена РНКП методом локального гидрокил-радикального футпринтинга.

3.3.3.Мутагенез С-концевого Zn-связывающего сайта.

3.3.4.Реконституция in vitro мутантных РНК-полимераз в присутствии Zn2+ и реконституция фермента дикого типа в отсутствии Zn2+ одинаково приводит к образованию сходного неактивного комплекса.

3.3.5.Только |3'-субъединица, ренатурированная в присутствии цинка, способна формировать активный фермент.

ВЫВОДЫ.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение структурно-функциональной организации: β , -субъединицы ДНК-зависимой РНК-полимеразы Escherichia coli»

Актуальность темы. Одним из главных направлений современной молекулярной биологии является изучение механизмов реализации генетической информации в клетке. Первый этап этого поцесса - синтез РНК на ДНК-матрице - осуществляется ДНК-зависимыми РНК-полимеразами.

Клеточные РНК-полимеразы - большие, многосубъединичные белки. Кор РНК-полимераз эукариот и архебактерий состоит из 7-12 субъединиц, общая молекулярная масса которых превышает 500 кДа. Типичная РНК-полимераза эубактерий содержит от 4 до 6 полипептидов общей массой около 400 кДа. Несмотря на существенные различия, прокариотические и эукариотические ДНК-зависимые РНК-полимеразы эволюционно близки друг другу, что вытекает, в первую очередь, из сравнения аминокислотных последовательностей гомологичных субъединиц (Archambault and Friesen, 1993). Трехмерные модели структур ферментов, полученные с применением электронной кристаллографии низкого разрешения (16-35 А), выявили значительные сходства в архитектуре РНК-полимеразы Escherichia coli и РНК-полимераз I и II из дрожжей (Darst at al., 1989, 1991, 1998; Schultz et al., 1993). Указанные сходства позволили широко использовать эксперментальные данные, полученные при изучении биохимии конкретных ферментов, для формулировки общих принципов работы транскрипционной машины.

Наиболее изученным представителем многосубъединичных ДНК-зависимых РНК-полимераз является РНК-полимераза Escherichia coli , функционирующая на всех этапах транскрипционного цикла бактерии, включая связывание промотора и плавление ДНК, инициацию синтеза РНК, процессивную элонгацию и освобождение РНК-транскрипта на терминаторах. Каталитический кор РНК-полимеразы Е. coli состоит из четырех основных субъединиц: димера а, ß и ß' (329, 1342 и 1407 аминокислотных остатков, соответственно). Связывание кор-фермента с одной из нескольких сг-субъединиц приводит к образованию холо-фермента, способного к специфической инициации транскрипции на промоторах.

Наши знания о функциональной роли отдельных участков РНК-полимеразы весьма ограничены. Различные субъединицы парциально формируют функциональные центры фермента, однако ни одна из изолированных субъединиц не обладает функциями целой полимеразы. Применение прямых структурных методов для изучения роли отдельных субъединиц также весьма затруднительно ввиду больших размеров белка и сложностью приложения структурных данных к динамическим моделям работы фермента. В настоящее время конкретная роль большинства эволюционно-консервативных элементов первичной структуры больших субъединиц РНК-полимераз ещё остается загадкой. Поэтому одним из основных и наиболее прогрессивных подходов к решению данного вопроса до сих пор остается получение направленных мутаций в генах отдельных субъединиц и анализ биохимических свойств мутантных ферментов. Настоящая работа посвящена изучению роли самой большой субъединицы в составе РНК-полимеразы Е. coli -ß'-субъединицы - с применением разнообразных молекулярно-генетических и биохимических методов.

Цель работы и задачи исследования. Целью работы являлось выяснение структурно-функциональной организации ß'-субъединицы РНК-полимеразы Е. coli. В работе ставились следующие задачи: 1) получить мутации устойчивости к антибиотику стрептолидигину в гене гроС, кодирующем субъединицу, и охарактеризовать биохимию мутантных ферментов; 2) откартировать на последовательности гена гроС уже известные мутации, влияющие на стабильность фермента на высокой температуре и его сборку из отдельных субъединиц; 3) доказать существование предполагаемого цинк-связывающего сайта в С-концевой части ß'-субъединицы и охарактеризовать функциональные последствия его удаления для фермента методом сайт-направленного мутагенеза.

Научная новизна и практическая ценность работы. Впервые получена и биохимически охарактеризована мутация в гене гроС, приводящая к стрептолидигин-устойчивости in vivo как стрептолидигин-чуствительного штамма Е. coli, так и мутантного фермента in vitro. Определены нуклеотидные замены в последовательности гена гроС, приводящие к уже известным и биохимически охарактеризованным мутациям, влияющим на сборку фермента in vivo из отдельных субъединиц. Впервые описан ранее ^охарактеризованный и уникальный по своей структуре цинк-связывающий домен в С-концевой части ß'-субъединицы РНК-полимеразы Е. coli и продемонстрирована его существенная роль для фолдинга субъединицы.

Структура и объем работы. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания методов исследования, изложения полученных результатов и их обсуждения, списка цитируемой литературы. Работа изложена на 150 страницах машинописного текста и содержит 35 рисунков. Библиография включает в себя 240 названий, в том числе 5 русских и 235 иностранных.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Марков, Дмитрий Александрович

выводы

1. Замена серина на фенилаланин в 793 положении аминокислотной последовательности первичной структуры (3'-субъединицы РНК-полимеразы Е. coli приводит к стрептолидигин-устойчивости фермента in vitro. Экспрессия соответствующего мутантного гена гроС в штамме Е. coli С AG14064В приводит к супрессии стрептолидигин-чуствительного фенотипа штамма.

2. Несмотря на различную химическую природу стрептолидигина и а-аманитина, соответствующие им мутации устойчивости локализованы в универсальном для эукариот и прокариот F-консервативном районе гомологов р'-субъединицы, что указывает на эволюционную консервативность базальных структурных элементов эукариотических и прокариотических РНК-полимераз, осуществляющих процесс элонгации.

3. В первичной структуре р'-субъединицы определены одиночные аминокислотные замены, соответствующие 5 описанным ранее в литературе мутациям гена гроС Е. coli, приводящим к дефектам в сборке РНК-полимеразы из отдельных субъединиц на высокой температуре in vivo, а именно: мутация Ts4 соответствует замене G181E аминокислотной последовательности первичной структуры Р'-субъединицы РНК-полимеразы, мутация ХН56 соответствует замене R883H, R120 - G900D, JE 10092 - G1033D, RpoCl(tsX) - G1360D.

4. Мутации Ts4 и RpoCl(tsX), нарушающие, по литературным данным, взаимодействие Р'-субъединицы с интермедиатом сборки а2р, локализованы в универсально-консервативных районах В и Н её первичной структуры, что предполагает функциональную важность последних для формирования межсубъединичных контактов Р' в составе кор-фермента РНК-полимеразы.

5. Мутации R120 и ХН56 локализованы в районе первичной структуры р'-субъединицы, консервативном для прокариот и отсутствующем у эукариот и архебактерий, что указывает на существование специфического для прокариотических организмов механизма сборки кор-фермента ДНК-зависимой РНК-полимеразы.

6. Супрессия термочуствительных фенотипов мутантных штаммов R120 и ХН56 Е. coli добавлением повышенной концентрации хлорида цинка в среду указывает на важность структурных цинк-связывающих элементов РНКП для сборки фермента.

7. Остатки Cys888, Cys895, Cys898 и Cys814 (3'-субъединицы формируют цинк-связывающий элемент, неописанный ранее в литературе. Взаимодействие цинка с указанным элементом необходимо для индивидуального фолдинга Р'-субъединицы in vitro и происходит в отсутствие других субъединиц.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Марков, Дмитрий Александрович, 1999 год

1. Остерман JI.A. 1981. Методы исследования белков и нуклеиновых кислот. Электрофорез и ультра-центрифугирование. Практическое пособие. М.:Наука.

2. Лисицын Н.А., Свердлов Е.Д., Моисеева Е.П., Никифоров В.Г. 1985. Локализация мутаций, приводящих к устойчивости РНК-полимеразы Е. coli к стрептолидигину в гроВ гене, кодирующем (3-субъединицу фермента. Биорг. химия. 11(1): 132-4.

3. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. 1984. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование. Баев А.А., Скрябин К.Г. (ред.), М.: Мир.

4. Розовская Т.А., Бибилашвили Р.Ш. 1979. Модификация РНК-полимеразы Escherichia coli диэтилпирокарбонатом. Мол. биология. 13(2):388-401.

5. Селюченко О.А., Чертов О.Ю., Липкин В.М. 1985. Топография остатков цистеина в ДНК-зависимой РНК-полимеразе. Биорг. химия. 11(4);480-491.

6. Abdulwajid A.W., Wu F.Y. 1986. Chemical modification of Escherichia coli RNA polymerase by diethyl pyrocarbonate: evidence of histidine requirement for enzyme activity and intrinsic zinc binding. Biochemistry. 25(25):8167-72.

7. Agarwal K„ BaekK.H., JeonCJ., Miyamoto K., Ueno A., Yoon H.S . 1991. Stimulation of transcript elongation requires both the zinc finger and RNA polymerase II binding domains of human TFIIS. Biochemistry. 30(31):7842-51.

8. Allison L. A., Moyle M., Shales M., Ingles C. J. 1985. Extensive homology among the largest subunits of eukaryotic and prokaryotic RNA polymerases. Cell 42:599610.

9. Anderson J.E., Ptashne M., Harrison S.C. 1985. A phage repressor-operator complex at 7 A resolution. Nature. 316(6029):596-601.

10. Arber S., Caroni P. 1996. Specificity of single LIM motifs in targeting and LIM/LIM interactions in situ. Genes & Dev. 10(3):289-300.

11. Azuma Y., Yasui K., Yamagishi M., Ishihama A. 1995. Isolation of thermolabile mutant RNA polymerase II from fission yeast Schizosaccharomyces pombe with mutations in the subunit 3 gene. J. Biochem. (Tokyo) 118:216-220.

12. Baleja J.D., Thanabal V., Wagner G. 1997. Refined solution structure of the DNA-binding domain of GAL4anduse of3J(113Cd ,1H) in structure determination. J. Biomol. NMR. 10(4):397-401.

13. Barlow P.N., Luisi B„ Milner A., Elliott M., Everett R. 1994. Structure of the C3HC4 domain by lH-nuclear magnetic resonance spectroscopy. A new structural class of zinc-finger. J. Mol. Biol. 237(2):201-11.

14. Bartolomei M.S., Corden J.L. 1987. Localization of an alpha-amanitin resistance mutation in the gene encoding the largest subunit of mouse RNA polymerase II. Mol. Cell. Biol. 7: 586-594.

15. BeckerleM.C. 1997. Zyxin: zinc fingers at sites of cell adhesion. Bioessays. 19(ll):949-57.

16. Beckwith J. 1991. Strategies for finding mutants. Methods Enzymol. 204:3-18.

17. Berg J.M. 1986. Potential metal-binding domains in nucleic acid binding proteins. Science. 232(4749):485-7.

18. Blumberg H., Eisen A., Sledziewski A., Bader D., Young E.T. 1987. Two zinc fingers of a yeast regulatory protein shown by genetic evidence to be essential for its function. Nature. 328(6129):443-5.

19. Borukhov S., Goldfarb A. 1993. Recombinant Escherichia coli RNA polymerase: purification of individually overexpressed subunits and in vitro assembly. Protein. Expr.Purif. 4(6):503-ll.

20. Borukhov S., Lee J., and Goldfarb A. 1991. Mapping of a contact for the RNA 3' terminus in the largest subunit of RNA polymerase. J. Biol. Chem. 266:23932-23935.

21. Brown D.D. 1984. The role of stable complexes that repress and activate eukaryotic genes. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sei. 307(1132):297-9.

22. Bryson J.W., Betz S.F., Lu H.S., Suich D.J., Zhou H.X., O'Neil K.T., DeGrado W.F. 1995. Protein design: a hierarchic approach. Science. 270(5238):935-41.

23. Carr M.D., Pastore A., Gausepohl H., Frank R., Roesch P. 1990. NMR and molecular dynamics studies of the mKr2 'zinc finger'. Eur. J. Biochem. 188(2):455-61.

24. Chantalat L., Leroy D., Filhol O., Nueda A., Benitez M.J., Chambaz E.M., Cochet C., Dideberg O. 1999. Crystal structure of the human protein kinase CK2 regulatory subunit reveals its zinc finger-mediated dimerization. EMBO J. 18(11):2930-40.

25. Chatterji D., Wu C.W., Wu F.Y. 1984. Nuclear magnetic resonance studies on the role of intrinsic metals in Escherichia coli RNA polymerase. Effect of DNA template on the nucleotide-enzyme interaction. J. Biol. Chem. 259(1 ):284-9.

26. Chatterji D., Wu C.W., Wu F.Y. 1986. Spatial relationship between the intrinsic metal in the beta subunit and cysteine-132 in the sigma subunit of Escherichia coli RNA polymerase: a resonance energy transfer study. Arch. Biochem. Biophys. 244(1):218-25.

27. Chatterji D., Wu F.Y. 1982a. Selective substitution in vitro of an intrinsic zinc of Escherichia coli RNA polymerase with various divalent metals. Biochemistry. 21(19):4651-6.

28. Chatterji D., Wu F.Y. 1982b. Direct coordination of nucleotide with the intrinsic metal in Escherichia coli RNA polymerase. A nuclear magnetic resonance study with cobalt-substituted enzyme. Biochemistry. 21(19):4657-64.

29. Chowdhury K., Deutsch U., Grass P. et al., 1987. A multigene family encoding several "finger" structures is present and differentially active in mammalian genomes. Cell. 48(5):771-8.

30. Clerget M., Jin D.J., Weisberg R.A. 1995. A zinc-binding region in the beta' subunit of RNA polymerase is involved in antitermination of early transcription of phage HK022. J. Mol. Biol. 248(4):768-80.

31. Conte D., Narindrasorasak S., Sarkar B. 1996. In vivo and in vitro iron-replaced zinc finger generates free radicals and causes DNA damage. /. Biol. Chem. 271(9):5125-30.

32. Covey S.N. 1986. Amino acid sequence homology in gag region of reverse transcribing elements and the coat protein gene of cauliflower mosaic virus. Nucleic Acids Res. 14(2):623-33.

33. Crispino J.D., Lodish M.B., MacKay J.P., Orkin S.H. 1999. Use of altered specificit mutants to probe a specific protein-protein interaction in differentiation: the GATA-1 :FOG complex. Mol. Cell. 3(2):219-28.

34. Crossley M., Merika M., Orkin S.H. 1995. Self-association of the erythroid transcription factor GATA-1 mediated by its zinc finger domains. Mol. Cell Biol. 15(5):2448-56.

35. Dahiyat B.I., Sarisky C.A., Mayo S.L. 1997. De novo protein design: towards fully automated sequence selection. J. Mol. Biol. 273(4):789-96.

36. Danielsen M., Hinck L., Ringold G.M. 1989. Two amino acids within the knuckle of the first zinc finger specify DNA response element activation by the glucocorticoid receptor. Cell. 57(7): 1131-8.

37. Darst S.A., Edwards A.M., Kubalek E.W., Kornberg R.D.1991. Three-dimensional structure of yeast RNA polymerase II at 16 A resolution. Cell 66(1): 121-8.

38. Darst S.A., Kubalek E.W., Kornberg R.D. 1989. Three-dimensional structure of Escherichia coli RNA polymerase holoenzyme determined by electron crystallography. Nature. 340(6236):730-2.

39. Darst S.A., Polyakov A., Richter C., Zhang G. 1998. Insights into Escherichia coli RNA polymerase structure from a combination of x-ray and electron crystallography. J. Struct. Biol. 124(2-3): 115-22.

40. D'Aurora V., Stern A.M., Sigman D.S. 1977. Inhibition of E. coli DNA polymerase by 1,10-phenanthroline. Biochem. Biophys. Res. Commun. 78(1): 170-6.

41. De Valck D., Heyninck K., Van Criekinge W., Contreras R., Beyaert R., Fiers W. 1996. A20, an inhibitor of cell death, self-associates by its zinc finger domain. FEBS Lett. 384(l):61-4.

42. Diakun G.P., Fairall L., Klug A. 1986. EXAFS study of the zinc-binding sites in the protein transcription factor IIIA. Nature. 324(6098):698-9.

43. Dixon W.J., Hayes J.J., Levin J.R., Weidner M.F., Dombroski B.A., Tullius T.D. 1991. Hydroxyl radical footprinting. Methods Enzymol. 208:380-413.

44. Doolittle R.F., Johnson M.S., Husain I., Van Houten B., Thomas D.C., SancarA. 1986. Domainal evolution of a prokaryotic DNA repair protein and its relationship to active-transport proteins. Nature. 323(6087):451-3.

45. Dutnall R.N., Neuhaus D., Rhodes D. 1996. The solution structure of the first zinc finger domain of SWI5: a novel structural extension to a common fold. Structure. 4(5):599-611.

46. Eklund H., Ramaswamy S., Plapp B.V., el-Ahmad M., Danielsson O., Hoog J.O., Jornvall H. 1994. Crystallographic investigations of alcohol dehydrogenases. EXS. 71:269-77.

47. Elefanty A.G., Antoniou M., Custodio N., Carmo-Fonseca M., Grosveld F.G. 1996. GATA transcription factors associate with a novel class of nuclear bodies in erythroblasts and megakaryocytes. EMBO J. 15(2):319-33.

48. Fairall L„ Schwabe J.W., Chapman L., Finch J.T., Rhodes D. 1993. The crystal structure of a two zinc-finger peptide reveals an extension to the rules for zinc-finger/DNA recognition. Nature. 366(6454):483-7.

49. Feuerstein R„ Wang X., Song D„ Cooke N.E., Liebhaber S.A. 1994. The LIM/doubl zinc-finger motif functions as a protein dimerization domain. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 91(22): 10655-9.

50. Fox A.H., Kowalski K., King G.F., Mackay J.P., Crossley M. 1998. Key residues characteristic of GATA N-fingers are recognized by FOG. J. Biol. Chem. 273(50):33595-603.

51. Freemont P.S. 1991. The RING finger. A novel protein sequence motif related to the zinc finger. Ann. N.Y. Acad. Sei. 684:174-92.

52. Furey W.F., Robbins A.H., Clancy L.L., Winge D.R., Wang B.C., Stout C.D. 1986. Crystal structure of Cd,Zn metallothionein. Science. 231(4739):704-10.

53. Gadal O., Shpakovski G.Y., Thuriaux P. 1999. Mutants in ABClObeta, a conserved subunit shared by all three yeast RNA polymerases, specifically affect RNA polymerase I assembly. J. Biol. Chem. 274:8421-8427.

54. Galcheva-Gargova Z., Konstantinov K.N., Wu I.H., Klier F.G., Barrett T., Davis R.J. 1996. Binding of zinc finger protein ZPR1 to the epidermal growth factor receptor. Science. 272(5269): 1797-802.

55. Gauss P., Krassa K.B., McPheeters D.S., Nelson M.A., Gold L. 1987. Zinc (II) and the single-stranded DNA binding protein of bacteriophage T4. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 84(23):8515-9.

56. Gehring W. . 1985. Homeotic genes, the homeo box, and the genetic control of development. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 1985;50:243-51.

57. Georgopoulos K., Bigby M., Wang J.H., Molnar A., Wu P., Winandy S., Sharpe A. The Ikaros gene is required for the development of all lymphoid lineages. Cell. 79(l):143-56.

58. Georgopoulos K., Moore D.D., Derfler B. 1984. Ikaros, an early lymphoid-specific transcription factor and a putative mediator for T cell commitment. Science. 258(5083):808-12.

59. Georgopoulos K., Winandy S., Avitahl N. 1997. The role of the Ikaros gene in lymphocyte development and homeostasis. Annu. Rev. Immunol. 15:155-76.

60. Gibson T.J., Postma J.P., Brown R.S., Argos P. 1988. A model for the tertiary structure of the 28 residue DNA-binding motif ('zinc finger') common to man eukaryotic transcriptional regulatory proteins. Protein Eng. (3):209-18.

61. Giedroc D.P., Coleman J.E. 1986. Structural and functional differences between the two intrinsic zinc ions of Escherichia coli RNA polymerase. Biochemistry. 25(17):4969-78.

62. Giedroc D.P., Coleman J.E. 1986. Structural and functional differences between the two intrinsic zinc ions of Escherichia coli RNA polymerase. Biochemistry 25:49694978.

63. Giedroc D.P., Keating K.M., Williams K.R., Königsberg W.H., Coleman J.E. 1986 . Gene 32 protein, the single-stranded DNA binding protein from bacteriophage T4, is a zinc metalloprotein. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 83(22):8452-6.

64. Giguere V., Hollenberg S.M., Rosenfeld M.G., Evans R.M. 1986. Functional domains of the human glucocorticoid receptor. Cell. 46(5):645-52.

65. Ginsberg A.M., King B.O., Roeder R.G. 1984. Xenopus 5S gene transcription factor, TFIIIA: characterization of a cDNA clone and measurement of RNA levels throughout development. Cell. 39(3 Pt 2):479-89.

66. Gottesfeld J.M., Neely L., Trauger J.W., Baird E.E., Dervan P.B. 1997. Regulation of gene expression by small molecules. Nature. 387(6629):202-5.

67. Grachev M.A., Kolocheva T.I., Lukhtanov E.A., Mustaev A.A. 1987. Studies on the functional topography of Escherichia coli RNA polymerase. Highly selective affinity labeling by analogues of initiating substrates. Eur. J. Biochem. 163:113-121.

68. Green S„ Kumar V., Theulaz I., Wahli W„ Chambon P. 1988. The N-terminal DNA-binding 'zinc finger' of the oestrogen and glucocorticoid receptors determines target gene specificity. EMBO J. 7(10):3037-44.

69. Green S., Walter P., Kumar V., Krust A., Bornert J.M., Argos P., Chambon P. 1986. Human oestrogen receptor cDNA: sequence, expression and homology to v-erb-A. Nature. 320(6058): 134-9.

70. Gross G. C., Fields D. A., Bautz E. K. F. 1977. Temperature-sensitive mutants of Escherichia coli with defects in the assembly of RNA polymerase in vitro. Eur. J. Biochem. 81:333-338.

71. Hailing S.M., Burtis K.C., Doi R.H. 1978. beta' subunit of bacterial RNA polymerase is responsible for streptolydigin resistance in Bacillus subtilis. Nature. 272(5656):837-9.

72. Hailing S.M., Sanchez-Anzaldo F.J., Fukuda R„ Doi R.H., Meares C.F. 1977. Zinc is associated with the beta subunit of DNA-dependent RNA polymerase of Bacillus subtilis. Biochemistry. 16(13):2880-4.

73. Hanas J.S., Hazuda D.J., Bogenhagen D.F., Wu F.Y., Wu C.W. 1983. Xenopus transcription factor A requires zinc for binding to the 5S RNA gene. J. Biol. Chem. 258(23): 14120-5.

74. Hard T., Kellenbach E., Boelens R., Maler B.A., Dahlman K., Freedman L.P., Carlstedt-Duke J., Yamamoto K.R., Gustafsson J.A., Kaptein R. 1990. Solutionstructure of the glucocorticoid receptor DNA-binding domain. Science. 249(4965): 157-60.

75. Hartshorne T.A., Blumberg H., Young E.T. 1986. Sequence homology of the yeast regulatory protein ADR1 with Xenopus transcription factor TFIIIA. Nature. 320(6059):283-7.

76. Hayes J.J., Clemens K.R. 1992. Locations of contacts between individual zinc fingers of Xenopus laevis transcription factor IIIA and the internal control region of a 5S RNA gene. Biochemistry. 31(46): 11600-5.

77. Heisler L.M., Suzuki H., Landick R., Gross C.A. 1993. Four contiguous amino acids define the target for streptolydigin resistance in the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 268(34):25369-75.

78. Hemenway C.S., Halligan B.W., Levy L.S. 1998. The Bmi-1 oncoprotein interacts with dinG and MPh2: the role of RING finger domains. Oncogene. 16(19):2541-7.

79. Johnston M. 1987. Genetic evidence that zinc is an essential co-factor in the DNA binding domain of GAL4 protein. Nature. 328(6128):353-5.

80. Johnston M., Dover J. 1987. Mutations that inactivate a yeast transcriptional regulatory protein cluster in an evolutionarily conserved DNA binding domain. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 84(8):2401-5.

81. Kalyaeva E. S., Sever I. S., Nikiforov V. G., Danilevskaya O. N. 1980. A mutation suppressing the overproduction of RNA polymerase |3|3' subunits in the RpoCl strain of Escherichia coli. Mol. Gen. Genet. 178:669-674.

82. Kashlev M., Martin E., Polyakov A., Severinov K., Nikiforov V., Goldfarb A. 1993. Histidine-tagged RNA polymerase: dissection of the transcription cycle using immobilized enzyme. Gene. 130(1):9-14.

83. Kashlev M., Nudler E., Severinov K., Borukhov S., KomissarovaN., Goldfarb A. 1996. Histidine-tagged RNA polymerase of Escherichia coli and transcription in solid phase. Methods Enzymol. 274:326-34.

84. Kawakami K., Ishihama A. 1980. Defective assembly of ribonucleic acid polymerase subunit in a temperature-sensitive a-subunit mutant of Escherichia coli. Biochemistry 19:3491-3495.

85. Keegan L., Gill G., Ptashne M. 1986. Separation of DNA binding from the transcription-activating function of a eukaryotic regulatory protein. Science. 231(4739):699-704.

86. Khesin R. B., Mindlin S. Z., Gorlenko Z. M., Ilyina T. S. 1968. Temperature sensitive mutations affecting RNA synthesis in Escherichia coli. Mol. Gen. Genet. 103:194208.

87. King R.A., Banik-Maiti S., Jin D.J., Weisberg R.A. 1996. Transcripts that increase the processivity and elongation rate of RNA polymerase. Cell. 87(5):893-903.

88. Kirschbaum J. B. 1978. A mutation in the gene for the (3' subunit of Escherichia coli RNA polymerase which specifically affects transcription of the rpoBC operon. J. Mol. Biol. 119:37-47.

89. Kirschbaum J. B., Claeys I. V., Nasi S., Molholt B„ Miller J. H. 1975. Temperature-sensitive RNA polymerase mutants with altered subunit synthesis and degradation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 72:2375-2379.

90. Klevit R.E., Herriott J.R., Horvath S.J. 1990. Solution structure of a zinc finger domain of yeast ADR1. Proteins. 7(3):215-26.

91. Klug A., Rhodes D. 1987. Zinc fingers: a novel protein fold for nucleic acid recognition. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 52:473-82.

92. Kontaxis G., Konrat R., KrautlerB., Weiskirchen R., Bister K. 1998. Structure and intramodular dynamics of the amino-terminal LIM domain from quail cysteine- and glycine-rich protein CRP2. Biochemistry. 37(20):7127-34.

93. Koulich D., Orlova M„ Malhotra A., Sali A., Darst S. A., Borukhov S. 1997. Domain organization of Escherichia coli transcript cleavage factors GreA and GreB. J. Biol. Chem. 272:7201-7210.

94. Kraulis P.J., Raine A.R., Gadhavi P.L., Laue E.D. 1992. Structure of the DNA-binding domain of zinc GAL4. Nature. 356(6368):448-50.

95. Mackay J.P., Crossley M. 1998. Zinc fingers are sticking together. 1998. Trends Biochem. Sci. 23(1): 1-4.

96. Mackay J.P., Kowalski K., Fox A.H., Czolij R., King G.F., Crossley M. 1998. Involvement of the N-finger in the self-association of GATA-1 . J. Biol. Chem. 273(46):30560-7.

97. MaitraU., Nakata Y., Hurwitz J. 1967. The role of deoxyribonucleic acid in ribonucleic acid synthesis. XIV. A study of the initiation of ribonucleic acid synthesis. J. Biol. Chem. 242(21):4908-18.

98. Markovtsov V., Mustaev A., Goldfarb A. 1996. Protein-RNA interactions in the active center of transcription elongation complex. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93:3221-3226.

99. Martin C., Okamura S., Young R. 1990. Genetic exploration of interactive domains in RNA polymerase II subunits. Mol. Cell. Biol. 10:1908-1914.

100. Mayalagu S., Patturajan M., Chatterji D. 1997. The presence of two tightly bound Zn2+ ions is essential for the structural and functional integrity of yeast RNA polymerase II. Gene. 190(l):77-85.

101. McColl D.J., Honchell C.D., Frankel A.D. 1999. Structure-based design of an RNA-binding zinc finger. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 96(17):9521-6.

102. Melchior W.B. Jr, Fahrney D. 1970. Ethoxyformylation of proteins. Reaction of ethoxyformic anhydride with alpha-chymotrypsin, pepsin, and pancreatic ribonuclease at pH 4. Biochemistry. 9(2):251-8.

103. Merika M., Orkin S.H. 1995. Functional synergy and physical interactions of the erythroid transcription factor GATA-1 with the Kruppel family proteins Spl and EKLF. Mol. Cell Biol. 15(5):2437-47.

104. Messenguy F., Dubois E., Descamps F. 1986. Nucleotide sequence of the ARGRI regulatory gene and amino acid sequence homologies between ARGRIIPPRI and GAL4 regulatory proteins. Eur. J. Biochem. 1986 157(1):77-81.

105. Michael S.F., Kilfoil V.J., Schmidt M.H., Amann B.T., Berg J.M. 1992. Metal binding and folding properties of a minimalist Cys2His2 zinc finger peptide Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 89(ll):4796-800.

106. Mildvan A.S. 1980. Conformations and arrangement of substrates at active sites of ATP-utilizing enzymes. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 293(1063):65-74.

107. Mildvan A.S., Loeb L.A. 1979. The role of metal ions in the mechanisms of DNA and RNA polymerases. CRC Crit. Rev. Biochem. 6(3):219-44.

108. Miller J., McLachlan A.D., Klug A. 1985. Repetitive zinc-binding domains in the protein transcription factor IIIA from Xenopus oocytes. EMBO J. 4(6): 1609-14.

109. Miller J.A., Serio G.F., Howard R.A., Bear J.L., Evans J.E., Kimball A.P. 1979. Subunit localizations of zinc(II) in DNA-dependent RNA polymerase from Escherichia coli B. Biochim. Biophys. Acta. 579(2):291-7.

110. Miura T., Satoh T., Takeuchi H. 1998. Role of metal-ligand coordination in the folding pathway of zinc finger peptides. Biochim. Biophys. Acta. 1384(l):171-9.

111. Morgan B., Sun L., Avitahl N., Andrikopoulos K., Ikeda T., Gonzales E., Wu P., Neben S., Georgopoulos K. 1997. Aiolos, a lymphoid restricted transcription factor that interacts with Ikaros to regulate lymphocyte differentiation. EMBO J. 16(8):2004-13.

112. Mustaev A., Zaychikov E., Severinov K., Kashlev M., Polyakov A., Nikiforov V., Goldfarb A. 1994. Topology of the RNA polymerase active center probed by chimeric rifampicin-nucleotide compounds. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91:12036-12040.

113. Nakada N., Yoshinaga K., Ishihama A., Nagasawa-Fujimori H. (1982) Non-coordinate synthesis of RNA polymerase |3|3' subunits in a temperature-sensitive (3'-subunit mutant of Escherichia coli. Mol. Gen. Genet. 188:173-178.

114. Narayan V.A., Kriwacki R.W., Caradonna J.P. 1997. Structures of zinc finger domains from transcription factor Spl. Insights into sequence-specific protein-DNA recognition. J. Biol. Chem. 272(12):7801-9.

115. Nardelli J., Gibson T.J., Vesque C., Charnay P. 1991. Base sequence discrimination by zinc-finger DNA-binding domains. Nature. 349(6305): 175-8.

116. Nasmyth K., Stillman D., Kipling D. 1987. Both positive and negative regulators of HO transcription are required for mother-cell-specific mating-type switching in yeast. Cell. 48(4):579-87.

117. NedeaE.C., Markov D., Naryshkina T., Severinov K. 1999. Localization of E. coli rpoC mutations that affect RNA polymerase assembly and activity at high temperature. J. Bacteriol. 181:2663-2665.

118. Nolte R.T., Conlin R.M., Harrison S.C., Brown R.S. 1998. Differing roles for zinc fingers in DNA recognition: structure of a six-finger transcription factor IIIA complex. Proc. Natl. Acad. Sci .USA. 95(6):2938-43.

119. Nudler E., Avetissova E., Markovtsov V., Goldfarb A. 1996. Transcription processivity: protein-DNA interactions holding together the elongation complex. Science. 273(5272):211-7.

120. Nudler E., Kashlev M., Nikiforov V., Goldfarb A. 1995. Coupling between transcription termination and RNA polymerase inchworming. Cell. 81(3):351-7.

121. Omichinski J.G., Clore G.M., AppellaE., Sakaguchi K., Gronenborn A.M. 1990. High-resolution three-dimensional structure of a single zinc finger from a human enhancer binding protein in solution. Biochemistry. 29(40):9324-34.

122. Omichinski J.G., Clore G.M., Robien M., Sakaguchi K., Appella E., Gronenborn A.M. 1992. High-resolution solution structure of the double Cys2His2 zinc finger from the human enhancer binding protein MBP-1. Biochemistry. 31(16):3907-17.

123. Omichinski J.G., Clore G.M., Schaad O., Felsenfeld G., Trainor C., Appella E., Stahl S.J., Gronenborn A.M. 1993. NMR structure of a specific DNA complex ofZn-containing DNA binding domain of GATA-1. Science. 261(5120):438-46.

124. Omichinski J.G., Pedone P.V., Felsenfeld G., Gronenborn A.M., Clore G.M. 1997. The solution structure of a specific GAGA factor-DNA complex reveals a modular binding mode. Nat. Struct. Biol. 4(2): 122-32.

125. Ovchinnikov Yu.A., Monastyrskaya G.S., Gubanov V.V., Guryev S.O., Salomatina I.S., ShuvaevaT.M., Lipkin V.M., Sverdlov E.D. The primary structure of E. coli

126. RNA polymerase, Nucleotide sequence of the rpoC gene and amino acid sequence of the beta'-subunit. Nucleic Acids Res. 10(13):4035-44.

127. Pabo C.O., Sauer R.T. 1984. Protein-DNA recognition. Annu. Rev. Biochem. 53:293321.

128. Palenik B., Haselkorn R. 1992. Multiple evolutionary origins of prochlorophytes, the chlorophyll b-containing prokaryotes. Nature. 355(6357):265-7.

129. Pan T., Coleman J.E. 1989. Structure and function of the Zn(II) binding site within the DNA-binding domain of the GAL4 transcription factor. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 86(9):3145-9.

130. Pan T., Coleman J.E. 1990a. GAL4 transcription factor is not a "zinc finger" but forms a Zn(II)2Cys6 binuclear cluster. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 87(6):2077-81.

131. Pan T., Coleman J.E. 1990b. The DNA binding domain of GAL4 forms a binuclear metal ion complex. Biochemistry. 29(12):2023-9.

132. Panny S. R„ Heil A., Mazus B., Palm P., Zillig W„ Mindlin S. Z„ Ilyina T. S„ Khesin R. B. 1974. A temperature sensitive mutation of the p'-subunit of DNA-dependent RNA polymerase from E. coli T16. FEBS Letts. 48:241-245.

133. Parraga G., Horvath S., Hood L., Young E.T., Klevit R.E. 1990. Spectroscopic studies of wild-type and mutant "zinc finger" peptides: determinants of domain folding and structure. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 87(1): 137-41.

134. Parraga G„ Horvath S.J., Eisen A., Taylor W.E., Hood L., Young E.T., Klevit R.E. 1988. Zinc-dependent structure of a single-finger domain of yeast ADR1. Science. 241(4872): 1489-92.

135. Pavletich N.P., Pabo C.O. 1991. Zinc finger-DNA recognition: crystal structure of a Zif268-DNA complex at 2.1 A. Science. 252(5007):809-17.

136. Perez-Alvarado G.C., Miles C., Michelsen J.W., Louis H.A., Winge D.R., Beckerle M.C., Summers M.F.1994. Structure of the carboxy-terminal LIM domain from the cysteine rich protein CRP. Nat. Struct. Biol. (6):388-98.

137. Petersen S. K., Hansen F. G. 1991. A missense mutation in the rpoC gene affects chromosomal replication control in Escherichia coli. J. Bacteriol. 173:5200-5206.

138. Picard B., Wegnez M. 1979. Isolation of a 7S particle from Xenopus laevis oocytes: a 5S RNA-protein complex. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 76(l):241-5.

139. Polyakov A., Severinova E., Darst S.A.1995. Three-dimensional structure of E. coli core RNA polymerase: promoter binding and elongation conformations of the enzyme. Cell. 1995 Nov 3;83(3):365-73.

140. Pomerantz J.L., Sharp P.A., Pabo C.O. 1995. Structure-based design of transcription factors. Science. 1995 Jan 6;267(5194):93-6.

141. Qian X., Jeon C., Yoon H., Agarwal K., Weiss M.A. 1993b. Structure of a new nucleic-acid-binding motif in eukaryotic transcriptional elongation factor TFIIS. Nature. 365(6443):277-9.

142. Rasmussen K. V., AtlungT., KerzmanG., Hansen G. E., Hansen F. G. 1983. Conditional change of DNA replication control in an RNA polymerase mutant of Escherichia coli. J. Bacteriol. 154:443-451.

143. Redemann N., Gaul U., Jackie H. 1988. Disruption of a putative Cys-zinc interaction eliminates the biological activity of the Kruppel finger protein. Nature. 332(6159):90-2.

144. Rosenberg U.B., Preiss A., Seifert E., Jackie H., Knipple D.C. 1985. Production of phenocopies by Kruppel antisense RNA injection into Drosophila embryos. Nature. 313(6004):703-6.

145. Ruiz i Altaba A., Perry-O'Keefe H., Melton D.A. 1987. Xfin: an embryonic gene encoding a multifingered protein in Xenopus. EMBO J. 6(10):3065-70.

146. Sanchez-Garcia I., Rabbitts T.H. 1994. The LIM domain: a new structural motif found in zinc-finger-like proteins. Trends Genet. 10(9):315-20.

147. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. 1977. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 74(12):5463-7.

148. Sarkar B. 1995. Metal replacement in DNA-binding zinc finger proteins and its relevance to mutagenicity and carcinogenicity through free radical generation. Nutrition. 11(5 Suppl):646-9.

149. Saurin A.J., Borden K.L., Boddy M.N., Freemont P.S. 1996. Does this have a familiar RING? Trends Biochem Sci. 21(6):208-14.

150. Scafe C., Martin C., Nonet M., Podos S., Okamura S., Young R. A. 1990. Conditional mutations occur predominantly in highly conserved residues of RNA polymerase I subunits Mol. Cell. Biol. 10(3): 1270-5.

151. Schleif R. 1969. Isolation and characterization of streptolydigin resistant RNA polymerase. Nature. 223(210): 1068-9.

152. Schmeichel K.L., Beckerle M.C. 1998. LIM domains of cysteine-rich protein 1 (CRP1) are essential for its zyxin-binding function. Biochem. J. 331 ( Pt 3):885-92.

153. Schultz P., Celia H., Riva M., Sentenac A., Oudet P. 1993. Three-dimensional model of yeast RNA polymerase I determined by electron microscopy of two-dimensional crystals. EMBO J. 12(7):2601-7.

154. Schwabe J.W., Klug A. 1994. Zinc mining for protein domains. Nat. Struct. Biol. l(6):345-9.

155. Schwabe J.W., Neuhaus D., Rhodes D. 1990. Solution structure of the DNA-binding domain of the oestrogen receptor. Nature. 348(6300):458-61.

156. Scrutton M.C., Wu C.W., Goldthwait D.A. 1971. The presence and possible role of zinc in RNA polymerase obtained from Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 68(10):2497-501.

157. Severinov K. Darst S.A. 1997. A mutant RNA polymerase that forms unusual open promoter complexes. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 94:13481-13486.

158. Severinov K., Markov D., Nikiforov V., Severinova E., Landick R., Darst S.A., Goldfarb A. 1995. Streptolydigin-resistant mutants in an evolutionary conserved region of the ß' subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 270:23926-23929.

159. Severinov K., Soushko M., Goldfarb A., Nikiforov V. 1993. Rifampicin region revisited. New rifampicin-resistant and streptolydigin-resistant mutants in the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 268(20): 14820-5.

160. Severne Y., Wieland S., Schaffner W., Rusconi S. 1988. Metal binding 'finger' structures in the glucocorticoid receptor defined by site-directed mutagenesis. EMBO J. 7(8):2503-8.

161. Siddhikol C., Erbstoeszer J.W., Weisblum B. Mode of action of streptolydigin. 1969. J. Bacteriol. 99(l):151-5.

162. Smith GM, Mildvan AS. 1981. Nuclear magnetic resonance and chemical modification studies of the role of the metal in yeast aldolase. Biochemistry. 20(15):4340-6.

163. Solaiman D, Wu F.Y. 1985. Preparation and characterization of various Escherichia coli RNA polymerases containing one or two intrinsic metal ions. Biochemistry 24:5077-5083.

164. Solaiman D., Wu F.Y. 1984. Intrinsic zinc ion is essential for proper conformation of active Escherichia coli RNA polymerase. Biochemistry. 1984 23(26):6369-77.

165. Speckhard D.C., Wu F^Y., Wu C.W. 1977. Role of the intrinsic metal in RNA polymerase from Escherichia coli. In vivo substitution of tightly bound zinc with cobalt. Biochemistry. 16(24):5228-34.

166. Springgate C.F., Mildvan A.S., Abramson R., Engle J.L., Loeb L.A. 1973. Escherichia coli deoxyribonucleic acid polymerase I, a zinc metalloenzyme. Nuclear quadrupolar relaxation studies of the role of bound zinc. J. Biol. Chem. 248(17):5987-93.

167. Staehling-Hampton K., Laughon A.S., Hoffmann F.M. 1995. A Drosophila protein related to the human zinc finger transcription factor PRDILMBPI/HIV-EPl is required for dpp signaling. Development. 121(10):3393-403.

168. Stenmark H., Aasland R., Toh B.H., DArrigo A. 1996. Endosomal localization of the autoantigen EEA1 is mediated by a zinc-binding FYVE finger. J. Biol. Chem. 271(39):24048-54.

169. Struthers M.D., Cheng R.P., Imperiali B. 1996. Design of a monomeric 23-residue polypeptide with defined tertiary structure. Science. 271(5247):342-5.

170. Sujatha S., Chatterji D. 1999. Detection of putative Zn(II) binding sites within Escherichia coli RNA polymerase: inconsistency between sequence-based prediction and 65Zn blotting. FEBS Lett. 454(1-2): 169-71.

171. Sun L., Liu A., Georgopoulos K. 1996. Zinc finger-mediated protein interactions modulate Ikaros activity, a molecular control of lymphocyte development. EMBO J. 15(19):5358-69.

172. SweetserD., Nonet M., Young R.A. 1987. Prokaryotic and eukaryotic RNA polymerases have homologous core subunits. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 84(5): 11926.

173. Szabo A., Korszun R., Hartl F.U., Flanagan J. 1996. A zinc finger-like domain of the molecular chaperone DnaJ is involved in binding to denatured protein substrates. EMBO J. 15(2):408-17.

174. Taketo M., Ishihama A., Kirschbaum J. B. 1976. Altered synthesis and stability of RNA polymerase holoenzyme subunits in mutants of Escherichia coli with mutations in the p or (3' subunit genes. Mol. Gen. Genet. 147:139-143.

175. Taketo, M., and A. Ishihama. 1976. Biosynthesis of RNA polymerase in Escherichia coli IV. Accumulation of intermediates in mutants defective in the subunit assembly. J. Mol. Biol. 102:297-310.

176. Tanaka M., Ohmori H., and Hiraga S. 1983. A novel type of E. coli mutants with increased chromosomal copy number. Mol. Gen. Genet. 192:51-60.

177. Tang H., Severinov K., Goldfarb A., Ebright R. 1995. Rapid RNA polymerase genetics: One-day, no-column preparation of reconstituted recombinant Escherichia coli RNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92:4902-4906.

178. Tautz D., Tautz C., Webb D., Dover G.A. 1987. Evolutionary divergence of promoters and spacers in the rDNA family of four Drosophila species. Implications for molecular coevolution in multigene families. J. Mol. Biol. 195(3):525-42.

179. Treich I., Riva M., Sentenac A. 1991. Zinc-binding subunits of yeast RNA polymerases. J Biol. Chem. 266(32):21971-6.

180. Tso J.Y., Van Den Berg D.J., Korn L.J. 1986. Structure of the gene for Xenopus transcription factor TFIIIA. Nucleic Acids Res. 14(5):2187-200.

181. Tyagi S.C., Wu F.Y. 1987. Synthesis and characterization of fluorescent dinucleotide substrate for the DNA-dependent RNA polymerase from Escherichia coli. J. Biol. Chem. 262(22): 10684-8.

182. Vallee B.L. 1977. Recent advances in zinc biochemistry, pp. 37-70. Monograph.

183. Vallee B.L., Auld D.S. 1990. Zinc coordination, function, and structure of zinc enzymes and other proteins. Biochemistry. 29(24):5647-59.

184. Vallee B.L., Coleman J.E., Auld D.S. 1991. Zinc fingers, zinc clusters, and zinc twists in DNA-binding protein domains. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 88(3):999-1003.

185. Viles J.H., Patel S.U., Mitchell J.B., Moody C.M., Justice D.E., Uppenbrink J., Doyle P.M., Harris C.J., Sadler P.J., Thornton J.M. 1998. Design, synthesis and structure of a zinc finger with an artificial beta-turn. J. Mol. Biol. 279(4):973-86.

186. Vincent A. 1986. TFIIIA and homologous genes. The 'finger' proteins. Nucleic Acids Res. 14(11):4385-91.

187. Voutsina A., Riva M., Carles C., Alexandraki D. 1999. Sequence divergence of the RNA polymerase shared subunit ABC 14.5 (Rpb8) selectively affects RNA polymerase III assembly in Saccharomyces cerevisiae. Nucleic Acids Res. 27:10471055.

188. Vrana K.E., Churchill M.E., Tullius T.D., Brown D.D. 1988. Mapping functional regions of transcription factor TFIIIA. Mol. Cell. Biol. 8(4): 1684-96.

189. Wang Y., Severinov K., LoizosN., Fenyo D., Heyduk E., Heyduk T., Chait B.T., Darst S.A. 1997. Determinants for Escherichia coli RNA polymerase assembly within the (3 subunit. J. Mol. Biol. 270:648-662.

190. Weilbaecher R., Hebron C., Feng G., LandickR. 1994. Termination-altering amino acid substitutions in the beta' subunit of Escherichia coli RNA polymerase identif regions involved in RNA chain elongation. Genes & Dev. 8(23):2913-27.

191. Weinberger C„ Thompson C.C., Ong E.S., Lebo R„ Gruol D.J., Evans R.M. 1986. The c-erb-A gene encodes a thyroid hormone receptor. Nature. 324(6098):641-6.

192. Weiss M.A., Keutmann H.T. 1990. Alternating zinc finger motifs in the male-associated protein ZFY: defining architectural rules by mutagenesis and design of an "aromatic swap" second-site revertant. Biochemistry. 29(42):9808-13.

193. Werner M., Hermann-Le Denmat S., Treich I., Sentenac A., Thuriaux P. 1992. Effect of mutations in a zinc-binding domain of yeast RNA polymerase C (III) on enzyme function and subunit association. Mol. Cell. Biol. 12(3): 1087-95.

194. Williams R.J. 1984. Zinc: what is its role in biology? Endeavour. 8(2):65-70.

195. Wu C.W., Wu F.Y., Speckhard D.C. 1977. Subunit location of the intrinsic divalent metal ions in RNA polymerase from Escherichia coli. Biochemistry. 16(25):5449-54.

196. Wu F.Y. 1990. Structure and Function of Nucleic Acids and Proteins. Monograph. Wu F.Y., Wu C.W. (eds.) NY: Raven Press.

197. Wu F.Y., Huang W.J., Sinclair R.B., Powers L. 1992. The structure of the zinc sites of Escherichia coli DNA-dependent RNA polymerase. J. Biol. Chem. 267(35):25560-7.

198. Wu F.Y., Tyagi S.C. 1987. Fluorescence resonance energy transfer studies on the proximity relationship between the intrinsic metal ion and substrate binding sites of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 262(27): 13147-54.

199. Wu F.Y., Wu C.W. 1974. Fluorescent affinity labeling of initiation site on ribonucleic acid polymerase of Escherichia coli. Biochemistry. 13(12):2562-6.

200. Wu F.Y., Wu C.W. 1983. Metal Ions in Biological Systems. Sigel H. (ed.) NY:Marcel Dekker, T. 15:157.

201. Xiao X., Fu Y.H., Marzluf G.A. 1995. The negative-acting NMR regulatory protein of Neurospora crassa binds to and inhibits the DNA-binding activity of the positive-acting nitrogen regulatory protein NIT2. Biochemistry. 34(27):8861-8.

202. Yang X., Price C.W. Streptolydigin resistance can be conferred by alterations to either the beta or beta' subunits of Bacillus subtilis RNA polymerase. J. Biol. Chem. 270(41):23930-3.

203. Yoshinaga K., Suguira M. 1977. Physiological studies on a temperature-sensitive Escherichia coli mutant with an altered RNA polymerase ß'-subunit. Biochim. Biophys. Acta 479:172-179.

204. Zaychikov E., Martin E., Denissova L., Kozlov M., Markovtsov V., KashlevM., Heumann H., Nikiforov V., Goldfarb A., and Mustaev A. 1996. Mapping of catalytic residues in the RNA polymerase active center. Science 273:107-109.

205. Zhang, G., Darst S. A. 1998. Structure of the Escherichia coli RNA polymerase alpha subunit amino-terminal domain. Science. 281:262-266.

206. Zillig, W., P.Palm, Heil A. 1976. Function and reassembly of subunits of DNA-dependent RNA polymerase, p. 101-126. In R. Losick and M. Chamberlin (eds.), RNA Polymerase. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Sping Harbor, N.Y.1. БЛАГОДАРНОСТИ.

207. Хочу горячо поблагодарить Никифорова Вадима Георгиевича за генеральную линию, Северинова Константина Викторовича за школу выживания, Нечаева Сергея за роскошную сигму и Анечку за большой профессионализм и выдающееся ТЕРПЕНИЕ.