Исследование механизма репротонирования основания Шиффа при фотоцикле мутантного бактериородопсина D96N тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Радионов, Алексей Николаевич

• Радионов, Алексей Николаевич
• кандидат биологических наук
• 1999

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Радионов, Алексей Николаевич

СОДЕРЖАНИЕ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Строение Пурпурных Мембран и бактериородопсина.

1.1.1. Структура пурпурных мембран.

1.1.2. Структура активного центра БР.

1.1.3. Область белка с внешней стороны мембраны.*.•.

1.1.4. Особенности структуры цитоплазматического домена бактериородопсина.

1.2. ФОТОЦИКЛ БР.

1.3.1. Первичные процессы фотоцикла.

1.3.2. Депротонирование шиффова основания и выброс протона с внешней стороны мембраны.

1.3.3. Переключение активного центра с внешнего домена на цитоплазматический.

1.3.4. Репротонирование шиффова основания.

1.3.5. Поглощение протона со стороны цитоплазмы и возвращение БР в исходное состояние.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Препаративные методы.

2.1.1. Объект исследования.

2.1.2. Выращивание бактерий.

2.1.3. Выделение пурпурных мембран.

2.1.4. Приготовление препаратов.

2.1.4.1. Бифункциональные сшивающие агенты.

2.1.4.2. Модификация белка вА, РА, ЭМБ и ОМА.

2.1.4.3. Модификация белка БА.

2.1.4.4. Изучение действия катионов поливалентных металлов на белок.

2.1.4.5. Искусственные доноры протона (азид натрия и гидроксиламин).

2.1.4.6. Приготовление солюбилизированного препарата бактериородопсина.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование механизма репротонирования основания Шиффа при фотоцикле мутантного бактериородопсина D96N»

Мембранный белок бактериородопсин (БР) был открыт в 1971 году (Oesterhelt and Stoeckenius, 1971), но до сих пор привлекает к себе внимание многих исследователей. Известно, что БР является единственным белком, входящим в состав пурпурных мембран (ПМ) — особых участков плазматической мембраны бактерий Halobacterium salinarium и некоторых других экстремальных галофиллов. Этот белок является светозависимой протонной помпой. Фотоактивность БР обусловлена наличием хромофорной группы — ретиналя. При поглощении ретиналем кванта света происходит ряд циклических превращений молекулы БР. В результате этого процесса на мембране генерируется электрохимический градиент протонов, достаточный для обеспечения клетки энергией при отсутствии кислорода (Stoeckenius et al., 1979; Oesterhelt et al., 1992; Ebrey, 1993; Skulachev, 1993; Lanyi and Värö, 1995).

При фотоцикле БР проходит через ряд функциональных состояний — интермедиатов. В настоящее время интенсивно исследуются молекулярные механизмы транспорта протона. Однако до сих пор недостаточно понятна роль конформационных изменений белка в процессе переноса протона. Ранее были проведены исследования по изменению светорассеяния суспензии ПМ во время фотоцикла (при образовании интермедиата М, переходе M->Ni релаксации в исходное состояние БР), которые свидетельствуют о конформационных изменениях молекулы БР в процессе фотоцикла и изменении кристаллической упаковки БР в мембране (Каулен и др., 1989). Дополнительные свидетельства в пользу конформационных перестроек были получены при изучении влияния на фотоцикл увеличения гидростатического давления (Motoyuki et al., 1980; Väro and Lanyi, 1995).

Кроме того, показано, что кинетические параметры фотоцикла БР дикого типа зависят от интенсивности возбуждающего света (Комраков и др., 1995; Radionov and Kaulen, 1995). 4

Зависимость скорости распада интермедиата М от интенсивности возбуждающего света наиболее выражена при щелочных значениях рН (Даншина и др., 1992 (b); Danshina et al., 1992). На основании этих данных была предложена схема, согласно которой, молекулы БР в тримере взаимодейс твуют между собой. Причина такого взаимодействия может заключаться в конформационных изменениях белка при переходе М —> N.

Сложность проведения кинетического анализа при экспериментах с БР дикого типа заключается в том, что варьировать в широких пределах скорость распада М невозможно. В связи с этим для уточнения схемы, описывающей взаимодействие молекул БР в тримерах, мы решили исследовать зависимость скорости распада М от интенсивности возбуждающего света при фотоцикле мутанта по Асп-96 — D96N. У этого мутанта внутрибелковый донор протона Асп-96 заменен на аспарагин. Вследствие этой замены скорость распада М существенно замедляется и становится зависимой от концентрации протонов в среде. Распад М можно ускорить, добавив в среду искусственный донор протонов — азид.

Полученные ранее данные свидетельствуют о значительном замедлении скорости распада интермедиата М в фотоцикле БР дикого типа при действии различными сшивающими агентами: глутаровым альдегидом, диметил-адипимидатом, диметил-суберимидатом (Konishi and Packer, 1976; Konishi et al., 1979). Это дает основания полагать, что в процессе репротонирования шиффового основания большую роль играют конформационные изменения белка.

С помощью сшивающих агентов и других ингибиторов распада М нам представилось возможным определить роль конформационных изменений белка в процессе транспорта протона при фотоцикле БР.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Радионов, Алексей Николаевич

выводы

1. Показано, что у мутанта 096Ы существуют два пути распада интермедиата М. При высокой ионной силе и рН<5 протон поглощается со стороны цитоплазмы. При рН>5 протон главным образом поглощается обратно с наружной поверхности мембраны.

2. Ингибиторы распада интермедиата М у БР дикого типа (глутаровый альдегид, ионы лютеция, алюминия и глицерин) не влияют на распад интермедиата- М у мутанта Е)96Ы в отсутствие азида, но ингибируют этот распад в присутствии азида.

3. Все указанные ингибиторы распада интермедиата М ускоряют распад интермедиата N у мутанта 09614.

4. Ингибиторы распада интермедиата М предотвращают сдвиг максимума дифференциального спектра М у мутанта Б96И в коротковолновую область и вызывают сдвиг минимума дифференциального спектра интермедиата N в коротковолновую область.

5. Предложена схема, согласно которой в состояниях М и N белок может находиться в двух отличающихся спектрально формах с открытым и закрытым протонным каналом. Между этими состояниями существует равновесие. Переход в состояние N осуществляется из открытого состояния М в результате переноса протона на шиффово основание с Асп-96 у БР дикого типа или с молекул искусственных доноров протонов, способных проникать через этот канал, а 13—цис—> полиостыо-трапс - реизомеризация хромофора и восстановление исходного состояния БР происходят из закрытого состояния N. Предполагается, что исследуемые ингибиторы стабилизируют закрытые состояния интермедиатов М и N.

6. Предполагается, что равновесная концентрация открытого состояния- М при фотоцикле БР дикого типа значительно ниже, чем при фотоцикле мутанта Б96К Стабилизация формы Мо может происходить только при высоких значениях рН, где и наблюдается коротковолновой сдвиг максимума дифференциального спектра интермедиата М.

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ И СОКРАЩЕНИЙ коэффициент молярной экстинкции. характеристическое время, за которое амплитуда сигнала меняется в е раз. длина волны. максимум спектра абсорбции. константа равновесия реакции. константа скорости реакции. кажущаяся константа скорости реакции. глутаровый альдегид. формальдегид диметил-суберимидат (СюН2(№02*2НС1). диметил-адипимидат (С8Н16К202*2НС1).

2-(!\[-морфолино) этан-сульфоновая кислота) гуанидингидрохлорид (СЫ3Н5*НС1))

Ы-2-гидроксиэтилпиперазин-]Ч'-2-этансульфоновая кислота янтарный ангидрид (С4Н4О3)

Трис(гидроксиметил)аминометан) закрытая», «открытая» форма интермедиата М форма интермедиата М, белковая структура которого сходна со структурой интермедиата N быстрый и медленный компоненты распада интермедиата М при щелочных значениях рН. закрытая», «открытая» форма интермедиата N бактериородопсин дикого типа бактериородопсин. инфракрасный. комбинационное рассеяние. пурпурная мембрана. фотоэлектронный умножитель этилендиаминтетрауксусная кислота

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В данной работе мы рассмотрели влияние различных ингибиторов распада интермедиата М на фотоцикл БР дикого типа и мутанта по Асп-96, который является внутрибелковым донором протона для основания Шиффа— 096Ы. Кроме того, мы исследовали кооперативные эффекты при фотоцикле БР, возникающие при повышении интенсивности возбуждающего света и особенности фотоцикла мутанта Б96М, а именно, зависимости скорости распада М от рН.

На основании полученных данных мы предложили схему (Рис. 33) фотохимических превращений БР, согласно которой, интермедиаты М и N могут присутствовать в двух формах — «открытой» и «закрытой», между которыми быстро устанавливается равновесие. Эти формы характеризуются состоянием входного протонного канала, а именно степенью его обводненности. Переход в состояние N осуществляется из открытого состояния М (Мо) в результате переноса протона на основание Шиффа с Асп-96 у БР дикого типа или с молекулы искусственного донора протона (протонированной формы азидоводорода), способной проникать в этот канал.

Предполагается, что все исследованные агенты влияют на равновесие между формами Мз и Мо, смещая его в сторону Мз, а также N0 и N3, смещая его в сторону N3. Стабилизация Мз и N3 происходит либо при фиксации белка ОА или ионами лютеция, либо в результате понижения глицерином и сахарозой активности воды, молекулы которой участвуют в формировании обводненного канала в состоянии Мо- Сдвиг равновесия к Мз уменьшает скорость распада интермедиата М. Прежняя скорость распада М достигается при увеличении концентрации азидоводорода.

Данная схема позволяет также объяснить ускорение распада интермедиата N ингибиторами распада интермедиата М, если учесть, что «открытые» и «закрытые» формы

95

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Радионов, Алексей Николаевич, 1999 год

1. Даншина C.B., Драчев J1.A., Каулен А.Д., Корана Х.Г., Марта Т., Моги Т., Скулачев В.П. Исследование интермедиата N с помощью мутантных форм бактериородопсина по Асп-96. // Биохимия. 1992 (а). Т. 57. №10. С. 1574-1585.

2. Даншина C.B., Драчев JI.A., Каулен А.Д., Скулачев В.П. Репротонирование хромофорной группы бактериородопсина: спектральный и электрический анализ. // Биохимия. 1992 (Ь). Т. 57, С. 738-748.

3. Дженкс В. Катализ в химии и энзимологии. М.: Мир, 1972. С. 197-224.

4. Драчев J1.A., Каулен А.Д., Комраков А.Ю. Природа многокомпонентности образования интермедиата M при фотоцикле бактериородопсина. III. Кинетический анализ влияния азида на фотоцикл D96N бактериородопсина. // Биохимия. 1994. Т. 59, С. 287-291.

5. Драчев Л.А., Каулен А.Д., Хитрина Л.В. Соли поливалентных металлов как ингибиторы фотохимических превращений бактериородопсина. // Биохимия. 1988. Т. 53, С. 663-667.

6. Драчев Л.А., Каулен А.Д., Корана Х.Г., Моги Т., Otto X., Скулачев В.П., Хейн М.П., Хольц М. Участие карбоксильной группы Асп-96 в переносе протона по входному протонпроводящему пути в бактериородопсине. // Биохимия. 1989. Т. 54. С. 1467-1477.

7. Каулен А.Д., Драчев Л.А., Зорина В.В. Анализ кинетики изменения светорассеяния в суспензии пурпурных мембран. // Биол. мембраны. 1989. Т. 6. №2. С. 149-152.

8. Комраков А.Ю., Радионов А.Н., Каулен А.Д. Взаимодействие бактериородопсиновыхмолекул в пурпурных мембранах при фотоцикле. // Мол. биол. 1995. Т. 29. №6. С. 1368-1375.100

9. Радионов А.Н., Каулен А.Д. Сравнение действия ингибиторов на распад интермедиата М при фотоцикле бактериородопсина дикого типа и мутанта D96N. // Биохимия. 1996. Т. 61. №9. С. 1537-1551.

10. ХодоновА.А., Еремин С.В., ЛокшинДж.Л., Швец В.И., Демина О.В., ХитринаЛ.В., Каулен А.Д. Аналоги ретиналя и их роль в исследованиях бактериородопсина. // Биоорган, химия. 1996. Т. 22. №10-11. С. 745-776.

11. Ames J.B., Mathies R.A. The role of back-reactions and proton uptake during the N —> О transition in bacteriorhodopsin's photocycle: a kinetic resonance Raman study. // Biochemistry. 1990. Vol. 29. N 31. P. 7181-7190.

12. Balashov S.P., Imasheva E.S., GovindjeeR., Ebrey T.G. Titration of Aspartate-85 in bacteriorhodopsin: what it says about chromophore isomerization and proton release. // Biophys. J. 1996. Vol. 70. N 1. P. 473-481.

13. BouscheO., Braiman M., He Y.-W., Marti T., KhoranaH.G., Rothschild K.J. Vibrational spectroscopy of bacteriorhodopsin mutants. Evidence that Asp-96 deprotonates during the M-N transition. //J. Biol. Chem. 1991. Vol. 266. N 17. P. 11063-11067.

14. Braiman M.S., Bousche O., Rothschild K.J. Protein dynamics in the bacteriorhodopsin photocycle: submillisecond Fourier transform infrared spectra of the L, M, and N photointermediates. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1991. Vol. 88. N 6. P. 2388-2392.

15. Brown L.S., Bonet L., Needleman R., Lanyi J.K. Estimated acid dissociation constants of the Schiff base, Asp-85, and Arg-82 during the bacteriorhodopsin photocycle. // Biophys. J. 1993. Vol. 65. N l.P. 124-130.

16. Brown L.S., Lanyi J.K. Determination of the transiently lowered pKa of the retinal Schiff base during the photocycle of bacteriorhodopsin. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1996. Vol.93. N4. P. 1731-1734.

17. Brown L.S., Sasaki J., Kandori H., Maeda A., Needleman R., Lanyi J.K. Glutamic acid 204 is the terminal proton release group at the extracellular surface of bacteriorhodopsin. // J. Biol. Chem. 1995. Vol. 270. N 45. P. 27122-27126.

18. Brown L.S., Varo G., Needleman R. and Lanyi J.K. Functional significance of protein conformation change at the cytoplasmic end of helix F during the bacteriorhodopsin photocycle. // Biophys. J. 1995. Vol. 69. P. 2103-2111.

19. Brown L., Yamazaki Y., Maeda A., Sun L., Needleman R. and Lanyi J.K. The proton transfers in the cytoplasmic domain of bacteriorhodopsin are facilitated by a cluster of interacting residues. // J. Mol. Biol. 1994. Vol. 239. N 3. P. 401-414.

20. ButtH.J., FendlerK., Bamberg E., TittorJ., OesterheltD. Aspartic acids 96 and 85 play a central role in the function of bacteriorhodopsin as a proton pump. // EMBO J. 1989. Vol. 8. N 6. P. 1657-1663.

21. Cao Y., Brown L.S., Sasaki J., Maeda A., Needleman R., Lanyi J.K. Relationship of proton release at the extracellular surface to deprotonation of the Schiff base in the bacteriorhodopsin photocycle. //Biophys. J. 1995. Vol. 68. N 4. P. 1518-1530.

22. Cao Y., Varo G., Chang M., Ni B.F., Needleman R., Lanyi J.K. Water is required for proton transfer from Aspartate-96 to the bacteriorhodopsin Schiff base. // Biochemistry. 1991. Vol. 30. N45. P. 10972-10979.

23. Chernavskii D.S., Chizhov I.V., LozierR.H., MurinaT.M., Prokhorov A.M., Zubov B.V. Kinetic model of bacteriorhodopsin photocycle — pathway from M state to Br. // Photochem. and Photobiol. 1989. Vol. 49. N 5. P. 649-653.

24. Chu F.S., Crary E., Bergdoll M.S. Chemical modification of amino groups in staphylococcal enterotoxin B. // Biochemistiy. 1969. Vol. 8. N 7. P. 2890-2896.

25. Czege J. Light scattering changes and protein distortion in the bacteriorhodopsin during the photocycle. // FEBS Lett. 1988. Vol. 242. N 1. P. 89-93.

26. Czege J. and Reinisch L. Cross-correlated photon scattering during the photocycle of bacteriorhodopsin. // Biophys. J. 1990. Vol. 58. N 3. P. 721-729.

27. Dancshazy Z., Govindjee R., Ebrey T.G. Independent photocycles of the spectrally distinct forms of bacteriorhodopsin. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1988. Vol. 85. N 17. P. 6358-6361.

28. Dancshazy Z., Tokaji Z. Actinic light density dependence of the bacteriorhodopsin photocycle. // Biophys. J. 1993. Vol. 65. N 2. P. 823-831.

29. Danshina S.V., Drachev L.A., Kaulen A.D., Skulachev V.P. The inward proton pathway in bacteriorhodopsin: the role of M412 and P(N)560 intermediates. // Photochem. and Photobiol. 1992. Vol. 55. N5. P. 735-740.

30. De Groot H.J.M., Harbison G.S., Herzfeld J., Griffin R.G. Nuclear magnetic resonance study of the Schiff base in bacteriorhodopsin— counterion effects on the I5N shift anisotropy. // Biochemistry. 1989. Vol. 28. N 8. P. 3346-3353.

31. Delaney J.K., Schweiger U., Subramaniam S. Molecular mechanism of protein-retinal coupling in bacteriorhodopsin. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1995. Vol. 92. N 24. P. 11120-11124.

32. DencherN.A., Dresselhaus D., Zaccai G., BiildtG. Structural changes in bacteriorhodopsin during proton translocation revealed by neutron diffraction. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1989. Vol. 86. N 20. P. 7876-7879.

33. DencherN.A., HeynM.P. Bacteriorhodopsin monomers pump protons. // FEBS Lett. 1979. Vol. 108. N2. P. 307-310.

34. Drachev A.L., Drachev L.A., Kaulen A.D., Khitrina L.V. The action of lanthanum ions and formaldehyde on the proton-pumping function of bacteriorhodopsin. // Europ. J. Biochem. 1984. Vol. 138. N2. P. 349-356.

35. Drachev L.A., Dracheva S.V., Kaulen A.D. pH dependence of the formation of an M-type intermediate in the photocycle of 13-d.s-bacteriorhodopsin. // FEBS Lett. 1993. Vol. 332. N 1-2. P. 67-70.

36. Drachev L.A., Kaulen A.D., KomrakovA.Y. Interrelations of M-intermediates in bacteriorhodopsin photocycle. // FEBS Lett. 1992. Vol. 313. N 3. P. 248-250.

37. Drachev L.A., Kaulen A.D., Skulachev V.P. Correlation of photochemical cycle, H+ release and uptake, and electric events in bacteriorhodopsin. // FEBS Lett. 1984. Vol. 178. N 2. P. 331-335.

38. Drachev L.A., Kaulen A.D., Skulachev V.P., Zorina V.V. Protonation of a novel intermediate P is involved in the M -» Br step of the bacteriorhodopsin photocycle. // FEBS Lett. 1986. Vol. 209. N2. P. 316-320.

39. Drachev L.A., Kaulen A.D., Skulachev V.P., Zorina V.V. The mechanism of II1 transfer by bacteriorhodopsin— the properties and the function of intermediate P. // FEBS Lett. 1987. Vol. 226. N 1. P. 139-144.

40. Drachev L.A., Kaulen A.D., Zorina V.V. Light scattering changes in the bacteriorhodopsin photocycle. // FEBS Lett. 1989. Vol. 243. N 1. P. 5-7.

41. Dracheva S., Bose S., Hendler R.W. Chemical and functional studies on the importance of purple membrane lipids in bacteriorhodopsin photocycle behavior. // FEBS Lett. 1996. Vol. 382. P. 209-212.

42. Druckmann S, Ottolenghi M, PandeA, PandeJ, CallenderRH. Acid-base equilibrium of the Schiff base in bacteriorhodopsin. // Biochemistry. 1982. Vol. 21. N 20. P. 4953-4959.

43. Ebrey T.G. Light energy transduction in bacteriorhodopsin. // Thermodynamics of Membrane Receptors and Channels: CRC Press, 1993. P. 353-387.

44. Eisfeld W., Pusch C., Diller R., Lohrmann R., Stockburger M. Resonance Raman and optical transient studies on the light-induced proton pump of bacteriorhodopsin reveal parallel photocycles. // Biochemistry. 1993. Vol. 32. N 28. P. 7196-7215.

45. Essen L.O., SiegertR., Lehmann W.D., OesterheltD. Lipid patches in membrane protein oligomers: crystal structure of the bacteriorhodopsin-lipid complex. // Proc. Nat. Acad. Sei. USA. 1998. Vol. 95. P. 11673-11678.

46. Friedman N., Gat Y., Sheves M., Ottolenghi M. On the heterogeneity of the M population in the photocycle of bacteriorhodopsin. // Biochemistry. 1994. Vol. 33. N 49. P. 14758-14767.

47. GartyH., Caplan S.R., CahenD. Photoacoustic photocalorimetry and spectroscopy of Halobacterium halobium purple membranes. // Biophys. J. 1982. Vol. 37. N 2. P. 405-415.

48. Gerwert K., Hess B., Soppa J., Oesterhelt D. Role of Aspartate-96 in proton translocation by bacteriorhodopsin. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1989. Vol. 86. N 13. P. 4943-4947.

49. Glaeser R.M., Baldwin J., Ceska T.A., Henderson R. Electron diffraction analysis of the M412 intermediate of bacteriorhodopsin. // Biophys. J. 1986. Vol. 50. N 5. P. 913-920.

50. Gounaris A.D., Perlmann G.E. Succinylation of pepsinogen. // J. Biol. Chem. 1967. Vol. 242. P. 2739-2745.

51. GrigorieffN., Ceska T.A., Downing K.H., Baldwin J.M., Henderson R. Electron-crystallographic refinement of the structure of bacteriorhodopsin. // J. Mol. Biol. 1996. Vol. 259. N 3. P. 393-421.

52. Grzesiek S., Dencher N.A. Time course and stoichiometry of light-induced proton release and uptake during the photocycle of bacteriorhodopsin. // FEBS Lett. 1986. Vol. 208. N 2. P. 337-342.

53. Hanamoto J.H., Dupuis P., el-Sayed M.A. On the protein (tyrosine)-chromophore (protonated Schiff base) coupling in bacteriorhodopsin. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1984. Vol. 81. N22. P. 7083-7087.

54. Hashimoto S., Sasaki M. and Takeuchi H. Ultraviolet Resonance Raman evidence for the opening of a water-permeable channel in the M to N transition of bacteriorhodopsin. // J. Am. Chem. Soc. 1998. Vol. 120. P. 443-444.

55. Hatanaka M., Kandori H., Maeda A. Localization and orientation of functional water molecules in bacteriorhodopsin as revealed by polarized Fourier transform infrared spectroscopy. // Biophys. J. 1997. Vol. 73. P. 1001-1006.

56. HauptsU., TittorJ., Bamberg E., OesterheltD. General concept for ion translocation by halobacterial retinal proteins: the isomerization/ switch/transfer (1ST) model. // Biochemistry. 1997. Vol. 36. N l.P. 2-7.

57. Heberle J., Dencher N.A. The surface of the purple membrane: a transient pool for protons? // Struct. Funct. Ret. Prot.: Ed. J.L. Rigaud, Coll. INSERM, 1992. Vol. 221. P. 221-224.

58. Henderson R., Baldwin J.I., CescaT.A., ZemlinF., BeckmannE. Model for the structure of bacteriorhodopsin based on high-resolution electron cryomicroscopy. // J. Mol. Biol. 1990. Vol. 213. P. 899-930.

59. Hendler R.W., Dancshazy Z., Bose S., Shrager R.I., Tokaji Z. Influence of excitation energy on the bacteriorhodopsin photocycle. // Biochemistry. 1994. Vol. 33. N 15. P. 4604-4610.

60. IharaK., AmemiyaT., MiyashitaY., MukohataY. Met-145 is a key residue in the dark adaptation of bacteriorhodopsin homologs. // Biophys. J. 1994. Vol. 67. N 3. P. 1187-1191.

61. Jonas R., Ebrey T.G. Binding of a single divalent cation directly correlates with the blue-to-purple transition in bacteriorhodopsin. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1991. Vol. 88. N 1. P. 149 153.

62. Jonas R., Koutalos Y., Ebrey T.G. Purple membrane: surface charge density and the multiple effect of pH and cations. // Photochem. and Photobiol. 1990. Vol. 52. N 6. P. 1163-1177.

63. Kalaidzidis I.V., Belevich I.N., KaulenA.D. Photovoltage evidence that Glu-204 is the intermediate proton donor rather than the terminal proton release group in bacteriorhodopsin. // FEBS Lett. 1998. Vol. 434. P. 197-200.

64. KaliskyO., Ottolenghi M., Honig B., KorensteinR. Environmental effects on formation and photoreaction of the M412 photoproduct of bacteriorhodopsin: implications for the mechanism of proton pumping. // Biochemistry. 1981. Vol. 20. N 3. P. 649-655.

65. Kamikubo H., Kataoka M., Varo G., Oka T., Tokunaga F., Needleman R., Lanyi J.K. Structure of the N intermediate of bacteriorhodopsin revealed by X-ray diffraction. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1996. Vol. 93. N 4. P. 1386-1390.

66. KandoriH., YamazakiY., Sasaki J., NeedlemanR., Lanyi J.K., MaedaA. Water-mediated proton transfer in proteins— an FTIR study of bacteriorhodopsin. // J.Am. Chem. Soc. 1995. Vol. 117. N7. P. 2118-2119.

67. Kataoka M., Kamikubo H., Tokunaga F., Brown L.S., Yamazaki Y., Maeda A., Sheves M., NeedlemanR., Lanyi J.K. Energy coupling in an ion pump: the reprotonation switch of bacteriorhodopsin. // J. Mol. Biol. 1994. Vol. 243. N 4. P. 621-638.

68. Kates M., Kushwaha S.C., Sprott G.D. Lipids of purple membrane from extreme halophiles and of methanogenic bacteria. // Meth. Enzymol. 1982. Vol. 88. N 1. P. 98-111.

69. Koch M.H.J., Dencher N.A., Oesterhelt D., Plohn H.J., Rapp G., Biildt G. Time-resolved X-ray diffraction study of structural changes associated with the photocycle of bacteriorhodopsin. // EMBO J. 1991. Vol. 10. N 3. P. 521-526.

70. Komrakov A.Y., KaulenA.D. On the two forms of bacteriorhodopsin. // FEBS Lett. 1994. Vol. 340. N3. P. 207-210.

71. KomrakovA.Y., KaulenA.D. M decay in the bacteriorhodopsin photocycle: effect of cooperativity and pH. // Biophys. Chem. 1995. Vol. 56. N 1-2. P. 113-119.

72. KonishiT., Packer L. Light-dark conformational states in bacteriorhodopsin. // Biochem. and Biophys. Res. Commun. 1976. Vol. 72. N 4. P. 1437-1442.

73. Konishi T., Tristram S., Packer L. The effect of cross-linking on photocycling activity of bacteriorhodopsin. // Photochem. and Photobiol. 1979. Vol. 29. P. 353-358.

74. KorensteinR. and HessB. Hydration effects on the photocycle of bacteriorhodopsin in thin layers of purple membranes. //Nature. 1977. Vol. 270. N 5633. P. 184-186.

75. Kouyama T., Nasuda-Kouyama A., Ikegami A., Mathew M.K., Stoeckenius W. Bacteriorhodopsin photoreaction — identification of a long-lived intermediate N (P, R350) at high pH and its M-like photoproduct. // Biochemistry. 1988. Vol. 27. N 16. P. 5855-5863.

76. Kuschmitz D., Hess B. Trans-cis isomerization of the retinal chromophore of bacteriorhodopsin during the photocycle. // FEBS Lett. 1982. Vol. 138. N 1. P. 137-140.

77. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T. // Nature. 1970. Vol. 227. P. 680.

78. Lanyi J.K. Proton translocation mechanism and energetics in the light-driven pump bacteriorhodopsin. // Biochim. et Biophys. Acta. 1993. Vol. 1183. N 2. P. 241-261.

79. Lanyi J.K., Varo G. The photocycles of bacteriorhodopsin. // Isr. J. Chem. 1995. Vol. 35. N 34. P. 365-385.

80. LinG.C., AwadE.S., El-SayedM.A. Temperature and pH dependence of the deprotonation step — L-550 M-412 in the bacteriorhodopsin photocycle. // J. Phys. Chem. 1991. Vol. 95. N 25. P. 10442-10447.

81. LiuS.Y. Light-induced currents from oriented purple membrane: -I. Correlation of the microsecond component (B2) with the L-M photocycle transition. // Biophys. J. 1990. Vol. 57. N 5. P. 943-950.

82. LiuS.Y., EbreyT.G. Photocurrent measurements of the purple membrane oriented in a polyacrylamide gel. // Biophys. J. 1988. Vol. 54. N 2. P. 321-330.

83. LozierR.H., Xie A., Hofrichter J., Clore G.M. Reversible steps in -the bacteriorhodopsin photocycle. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1992. Vol. 89. N 8. P. 3610-3614.

84. LueckeH., Richter H.-T., LanyiJ.K. Proton transfer pathways in bacteriorhodopsin at 2.3 angstrom resolution. // Science. 1998. Vol. 280. P. 1934-1937.

85. LueckeH., SchobertB., Richter H.-T., Cartailler J.-P., LanyiJ.K. Structure of bacteriorhodopsin at 1.55 A resolution. // J. Mol. Biol. 1999. Vol. 291. P. 899-911.

86. MaedaA., OguraT., KitagawaT. Resonance Raman study on proton-dissociated state of bacteriorhodopsin— stabilization of L-like intermediate having the all-trans chromophore. // Biochemistry. 1986. Vol. 25. N 10. P. 2798-2803.

87. MaedaA., Takeuchi Y., YoshizawaT. Absorption spectral properties of acetylated bacteriorhodopsin in purple membrane depending on pH. // Biochemistry. 1982. Vol.21. N 18. P. 4479^483.

88. Marti T., Otto H., Mogi T., Rosselet S.J., Heyn M.P., Khorana H.G. Bacteriorhodopsin mutants containing single substitutions of serine or threonine residues are all active in proton translocation. // J. Biol. Chem. 1991. Vol. 266. N 11. P. 6919-6927.

89. Mathies R.A., Lin S.W., Ames J.B., Pollard W.T. From femtoseconds to biology: mechanism of bacteriorhodopsin's light-driven proton pump. // Annu. Rev. Biophys. Biophys. Chem. 1991. Vol.20. P. 491-518.

90. Means G.E., Feeney R.E. Chemical modification of proteins. // Holden-Day, Inc. 1971.

91. Milder S.J., Thorgeirsson T.E., Miercke L.J.W., Stroud R.M., Kliger D.S. Effects of detergent environments on the photocycle of purified monomeric bacteriorhodopsin. // Biochemistry. 1991. Vol. 30. N7. P. 1751-1761.

92. Miller A., Oesterhelt D. Kinetic optimization of bacteriorhodopsin by aspartic acid 96 as an internal proton donor. // Biochim. et Biophys. Acta. 1990. Vol. 1020. N 1. P. 57-64.

93. Mogi T., Stern L.J., Marti T., Chao B.H., Khorana H.G. Structure-function studies on bacteriorhodopsin. 7. Aspartic acid substitutions affect proton translocation by bacteriorhodopsin. // Proc. Nat. Acad. Sei. USA. 1988. Vol. 85. N 12. P. 4148^152.

94. MotoyukiT., Thomas G. Effect of high pressure on the absorption spectrum and isomeric composition of bacteriorhodopsin. // Biophys. J. 1980. Vol. 30. P. 149-158.

95. Mowery P.C., Lozier R.H., Chae Q., Tseng Y.W., Taylor M., Stoeckenius W. Effect of acid pH on the absorption spectra and photoreactions of bacteriorhodopsin. // Biochemistry. 1979. Vol. 18. N 19. P. 4100-4107.

96. Oesterhelt D., Stoeckenius W. Rhodopsin-like protein from the purple membrane of Halobacterium halobium. // Nature, New Biol. 1971. Vol. 233. N 39. P. 149-152.

97. Oesterhelt D., Stoeckenius W. Isolation of the cell membrane of Halobacterium halobium and its fractionation into red and purple membrane. // Meth. Enzymol. 1974. Vol. 31(A). P. 667-678.

98. Oesterhelt D., TittorJ., Bamberg E. A unifying concept for ion translocation by retinal proteins. // J. Bioenerg. and Biomembr. 1992. Vol. 24. N 2. P. 181-191.

99. OhtaniH., KobayashiT., IwaiJ.I., IkegamiA. Picosecond and nanosecond spectroscopies of the photochemical cycles of acidified bacteriorhodopsin. // Biochemistry. 1986. Vol.25. N11. P.3356-3363.

100. OrmosP. Infrared spectroscopic demonstration of a conformational change in bacteriorhodopsin involved in proton pumping. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1991. Vol. 88. N 2. P. 473-477.

101. Ormos P., Der A., Gergely C., Kruska S., Szaraz S. and Tokaji Z. The effect of azide on the photocycle of bacteriorhodopsin. // Photochem. and Photobiol. J. 1997. Vol. 40. P. 111-119.

102. Ort D.R., Parson W.W. Enthalpy changes during the photochemical cycle of bacteriorhodopsin. // Biophys. J. 1979. Vol. 25(2. Pt 1). P. 355-364.

103. Otto H., Marti T., Holz M., Mogi T., Lindau M., Khorana H.G., Heyn M.P. Aspartic acid-96 is the internal proton donor in the reprotonation of the Schiff base of bacteriorhodopsin. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1989. Vol. 86. N 23. P. 9228-9232.

104. Peters K., Richards M. Chemical cross-linking reagents and problems in studies of membrane structure. // Annu. Rev. Biochem. 1977. Vol. 46. P. 523-551.

105. Provencher S.W. A Fourier method for the analysis of exponential decay curves. // Biophys. J. 1976. Vol. 16. P. 27-41.

106. Radionov A.N., Kaulen A.D. Cooperative phenomena in the photocycle of D96N mutant of bacteriorhodopsin. // FEBS Lett. 1995. Vol. 377. P. 330-332.

107. Radionov A.N., Kaulen A.D. Complicated character of the M decay pH dependence in the D96N mutant is due to the two pathways of the M decay. // FEBS Lett. 1996(b). Vol. 399. P. 251254.

108. Radionov A.N., Kaulen A.D. Two bacteriorhodopsin M intermediates differing in accessibility of the Schiff base for azide. // FEBS Lett. 1996(c). Vol. 387. P. 122-126.

109. Radionov A.N., Kaulen A.D. Inhibition of the Ml ->• M2 (Mci0seci -» Mopen) transition in the D96N mutant photocycle and its relation to the corresponding transition in wild-type bacteriorhodopsin. // FEBS Lett. 1997. Vol. 409. P. 137-140.

110. Rammeisberg R., Huhn G., Lübben M., Gerwert K. Bacteriorhodopsin's intramolecular protonrelease pathway consists of a hydrogen-bonded network. // Biochemistry. 1998. Vol. 37. P. 50015009.

111. Richter H.-T., Brown L.S., Needleman R., Lanyi J.K. A linkage of the pKa's of Asp-85 and Glu-204 forms part of the reprotonation switch of bacteriorhodopsin. // Biochemistry. 1996. Vol. 35. N13. P. 4054^4062.

112. Rink T., RiesleJ., Oesterhelt D., GerwertK. and Steinhoff H.J. Spin-labeling studies of the conformational changes in the vicinity of D36, D38, T46 and El 61 of bacteriorhodopsin during the photocycle. // Biophys. J. 1997. Vol. 73. P. 983-993.

113. Rôdig C., SiebertF. Distortion of the L->M transition in thé photocycle of the bacteriorhodopsin mutant D96N: a time-resolved step-scan FTIR investigation. // FEBS Lett. 1999. Vol. 445. P. 14-18.

114. Rothschild K.J., He Y.-W., Sonar S., Marti T., Khorana H.G. Vibrational spectroscopy of bacteriorhodopsin mutants: evidence that Thr-46 and Thr-89 form part of a transient network of hydrogen bonds. // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. N 3. P. 1615-1622.

115. Sass H.J., GessenichR., Koch M.N.J., Oesterhelt D., DencherN.A., BiildtG. and Rapp G. Evidence for charge-controlled conformational changes in the photocycle of bacteriorhodopsin. // Biophys. J. 1998. Vol. 75. P. 399-405.

116. Schulten K., Schulten Z., Tavan P. An isomerization model for the pump cycle of bacteriorhodopsin. // Information and Energy Transduction in Biological Membranes: Alan R. Liss, New York, Progr. Clin. Biol. Res., 1984. Vol. 164. P. 113-131.

117. Schulten K., Tavan P. A mechanism for the light-driven proton pump of Halobacterium halobium. //Nature. 1978. Vol. 272. N 5648. P. 85-86.

118. ShichidaY., MatuokaS., HidakaY., YoshizawaT. Absorption spectra of intermediates of bacteriorhodopsin measured by laser photolysis at room temperatures. // Biochim. et Biophys. Acta. 1983. Vol. 723. N 2. P. 240-246.

119. SiebertF., Mäntele W., Kreutz W. Evidence for the protonation of two internal carboxylic groups during the photocycle of bacteriorhodopsin. // FEBS Lett. 1982. Vol. 141. N 1. P. 82-87.

120. Skulachev V.P. Interrelations of bioenergetic and sensory functions of the retinal proteins. // Quart. Rev. Biophys. 1993. Vol. 26. N 2. P. 177-199.

121. Smith S.O., PardoenJ.A., Mulder P.P.J., Curry B., Lugtenburg J., Mathies R. Chromophore structure in bacteriorhodopsin's 0640 photointermediate. // Biochemistry. 1983. Vol.22. N26. P. 6141-6148.

122. Souvignier G., GerwertK. Proton uptake mechanism of bacteriorhodopsin as determined by time-resolved stroboscopic FTIR spectroscopy. // Biophys. J. 1992. Vol. 63. N 5. P. 1393-1405.

123. Steinhoff H.J., Mollaaghababa R., Altenbach C., Hideg K., Krebs M., KhoranaH.G., Hubbell W.L. Time-resolved detection of structural changes during the photocycle of spin-labeled bacteriorhodopsin. // Science. 1994. Vol. 266. N 5182. P. 105-107.

124. Stoeckenius W., Lozier R.H., Bogomolni R.A. Bacteriorhodopsin and the purple membrane of halobacteria. // Biochim. et Biophys. Acta. 1979. Vol. 505. P. 215-278.

125. Subramaniam S., GersteinM., Oesterhelt D., Henderson R. Electron diffraction analysis of structural changes in the photocycle of bacteriorhodopsin. // EMBO J. 1993. Vol. 12. N 1. P. 1-8.

126. Subramaniam S., Lindahl M., BulloughP., Faruqi A.R., TittorJ., Oesterhelt D., Brown L., Lanyi J., Henderson R. Protein conformational changes in the bacteriorhodopsin photocycle. // J. Mol. Biol. 1999. Vol. 287. P. 145-161.

127. Szaraz S., Oesterhelt D., Ormos P. pH-induced structural changes in bacteriorhodopsin studied by Fourier transform infrared spectroscopy. // Biophys. J. 1994. Vol. 67. N 4. P. 1706-1712.

128. Tavan P., Schulten K., Oesterhelt D. The effect of protonation and electrical interactions on the stereochemistry of retinal Schiff bases. // Biophys. J. 1985. Vol. 47. N 3. P. 415^130.

129. Thorgeirsson T.E., Xiao W., Brown L.S., NeedlemanR., Lanyi J.K. Shin Y.-K. Transient channel-opening in bacteriorhodopsin: an EPR study. // J. Mol. Biol. 1997. Vol. 273, P. 951-957.

130. TittorJ., Soell C., Oesterhelt D., Butt H. J., Bamberg E. A defective proton pump, point-mutated bacteriorhodopsin Asp96 -» Asn is fully reactivated by azide. // EMBO J. 1989. Vol. 8. N 11. P. 3477-3482.

131. TittorJ., Wahl M., SchweigerU., Oesterhelt D. Specific acceleration of de- and reprotonation steps by azide in mutated bacteriorhodopsin. // Biochim. et Biophys. Acta. 1994. Vol. 1187. N2. P. 191-197.

132. TokajiZ., DancshazyZ. Light-induced, long-lived perturbation of the photocycle of bacteriorhodopsin. // FEBS Lett. 1991. Vol. 281. N 1-2. P. 170-172.

133. Turner G.J., Miercke L.J.W., Thorgeirsson T.E., KligerD.S., Betlach M.C., Stroud R.M. Bacteriorhodopsin D85N— three spectroscopic species in equilibrium. // Biochemistry. 1993. Vol. 32. N5. P. 1332-1337.

134. Varo G., Keszthelyi L. Photoelectric signal from dried oriented purple membranes of Halobacterium halobium. // Biophys. J. 1983. Vol. 43. N 1. P. 47-51.

135. Varo G., Lanyi J.K. Photoreactions of bacteriorhodopsin at acid pH. // Biophys. J. 1989. Vol. 56. N6. P. 1143-1151.

136. VaroG., Lanyi J.K. Pathways of the rise and decay of the M-photointermediate(s) of bacteriorhodopsin. // Biochemistry. 1990. Vol. 29. N 9. P. 2241-2250.

137. VaroG., Lanyi J.K. Distortions in the photocycle of bacteriorhodopsin at moderate dehydration. // Biophys. J. 1991 (a). Vol. 59. N 2. P. 313-322.

138. VaroG., Lanyi J.K. Kinetic and spectroscopic evidence for an irreversible step between deprotonation and reprotonation of the Schiff base in the bacteriorhodopsin photocycle. // Biochemistry. 1991 (b). Vol. 30. N 20. P. 5008-5015.

139. VaroG., Lanyi J.K. Thermodynamics and energy coupling in the bacteriorhodopsin photocycle. // Biochemistry. 1991 (c). Vol. 30. N 20. P. 5016-5022.

140. Varo G., Lanyi J.K. Effects of hydrostatic pressure on the kinetics reveal a volume increase during the bacteriorhodopsin photocycle. // Biochemistry. 1995. Vol. 34. N 38. P. 12161-12169.

141. Varo G., Needleman R., Lanyi J.K. Protein structural change at the cytoplasmic surface as the cause of cooperativity in the bacteriorhodopsin photocycle. // Biophys. J. 1996. Vol.70. N 1. P. 461-467.

142. Varo G., Zimanyi L., Chang M., Ni B., Needleman R., Lanyi J.K. A residue substitution near the (3-ionone ring of the retinal affects the M substates of bacteriorhodopsin. // Biophys. J. 1992. Vol. 61. N3. P. 820-826.

143. Vonck J. A three-dimensional difference map of the N intermediate in the bacteriorhodopsin photocycle — part of the F helix tilts in the M to N transition. // Biochemistry. 1996. Vol. 35. N 18. P. 5870-5878.

144. Weik M., Zaccai G., Dencher N.A., Oesterhelt D., Haub T. Structure and hydration of the M-state of the bacteriorhodopsin mutant D96N studied by neutron diffraction. // J. Mol. Biol. 1998. Vol. 275. P. 625-634.

145. Yoshida M., Ohno K., Takeuchi Y. Altered activity of bacteriorhodopsin in high concentrations of guanidine hydrochloride. // J. Biochem. 1980. Vol. 87. N 2. P. 491-495.

146. Zimanyi L., Cao Y., Needleman R., Ottolenghi M., Lanyi J.K. Pathway of proton uptake in the bacteriorhodopsin photocycle. // Biochemistry. 1993. Vol. 32. N 30. P. 7669-7678.

147. Zimanyi L., Varo G., Chang M., Ni B., Needleman R., Lanyi J.K. Pathways of proton release in the bacteriorhodopsin photocycle. //Biochemistry. 1992. Vol. 31. N 36. P.-8535-8543.