Использование 3'-нетранслируемой области вируса некротического пожелтения жилок свеклы в качестве индуктора устойчивости к ризомании тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат биологических наук Виноградова, Светлана Владимировна

• Виноградова, Светлана Владимировна
• кандидат биологических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Виноградова, Светлана Владимировна

Оглавление

1 Список сокращений

2 Введение

2.1 Актуальность проблемы

2.2 Цель и задачи работы

3 Обзор литературы

3.1 Ризомания сахарной свеклы

3.1.1 Географическое распространение BNYVV

3.1.2 Вредоносность и экономическое значение BNYVV

3.1.3 Растения-хозяева BNYVV

3.1.4 Симптомы заболевания ризоманией

3.1.5 Способы переноса и распространения вируса

3.1.6 Морфология частиц и организация генома

3.1.7 Типы и изоляты BNYVV

3.1.8 Способы предотвращения распространения ризомании

3.1.9 Устойчивость к вектору P. betae

3.1.10 Селекция на устойчивость к BNYVV

3.2 Использование трансгенных растений для индукции вирусоустойчивости

3.2.1 Трансгенная устойчивость, обусловленная экспрессий в растении гена белка оболочки вируса

3.2.2 Трансгенные растения, экспрессирующие репликазные гены

3.2.3 Трансгенная устойчивость, основанная на экспрессии транспортного белка

3.2.4 Трансгенная устойчивость, обусловленная экспрессией антител к вирусам

3.2.5 Устойчивость, обусловленная активацией системной приобретенной устойчивости (SAR) растения

3.2.6 Вирусоустойчивость растений, обусловленная "замолканием генов"

3.2.7 Заключение

4 Материалы и методы

4.1 Конструирование бинарных векторов, содержащих кДНК фрагменты генома BNYVV

4.1.1 Питательная среда, использованная для культивирования Escherichia coli и A. tumefaciens

4.1.2 Получение электрокомпетентных клеток Е. cotí

4.1.3 Трансформация компетентных клеток Е. coli

4.1.4 Выделение плазмидной ДНК из клеток Е. coli

4.1.5 Электрофоретический анализ нуклеиновых кислот

4.1.6 Выделение ДНК из агарозного геля

4.1.7 Трансформация A. tumefaciens

4.1.8 Клонирование кДНК гена БО BNYVV для конститутивной экспрессии в растениях

4.1.9 Клонирование кДНК З'-нетранслируемой области РНК-2 BNYVV для конститутивной экспрессии в растениях

4.1.10 Клонирование конструкции-мишени для PTGS

4.1.11 Оценка эффективности использования для индукции сайленсинга фрагментов BNYVVsil с помощью транзиентной экспрессии в растениях

N. benthamiana дикого типа

4.1Л 2 Выделение растворимого белка из растительного материала

4.1.13 Вестерн блот анализ

4.2 Методики, использованные при работе с культурой in vitro N. benthamiana

4.2.1 Растительный материал

4.2.2 Питательная среда, использованная для поддержания растений культуры in vitro и агробактериальной трансформации

4.2.3 Введение семян в культуру in vitro

4.2.4 Определение концентрации фосфинотрицина для селекции in vitro трансформантов N. benthamiana, содержащих ген bar

4.2.5 Трансформация N. benthamiana с помощью A. tumefaciens

4.2.6 Отбор фосфинотрицин-устойчивых регенерантов на селективной питательной среде

4.2.7 Клональное микроразмножение в условиях in vitro

4.2.8 Адаптация растений к почвенным условиям

4.2.9 Получение поколения Ti и Т2 трансгенных растений N. benthamiana

4.3 Анализ наличия и экспрессии трансгенных вставок в растениях N. benthamiana

4.3.1 Выделение суммарной ДНК из растительного материала

4.3.2 Выделение суммарной РНК из растительного материала

4.3.3 Проведение реакции обратной транскрипции

4.3.4 Проведение полимеразной цепной реакции

4.3.5 Анализ наличия трансгенной вставки в трансформантах

4.3.6 Анализ экспрессии трансгенной вставки методом ОТ-ПЦР

4.3.7 Вестерн блот анализ экспрессии трансгенной вставки

4.3.8 Иммунохроматографический анализ экспрессии PAT в трансгенных

растениях

4.3.9 Оценка индукции сайленсинга фрагментом BNYVVsil с помощью транзиентной экспрессии в трансгенных растениях N. benthamiana поколения То и Т2

4.4 Анализ устойчивости трансгенных растений N. benthamiana поколения Т2 к механической инокуляции BNYVY

4.4.1 Получение инокулюма BNYYV на растениях N. benthamiana дикого типа

4.4.2 Оценка устойчивости трансгенных растений к BNYVV в условиях теплицы

4.4.3 Обнаружение BNYVV методом ОТ-ПЦР

4.4.4 Обнаружение BNYVV методом ИФА

4.4.5 Обнаружение BNYVV с помощью Вестерн блот анализа

Результаты и обсуждение

5.1 Конструирование бинарных векторов, содержащих кДНК фрагменты генома

BNYVV

5.2 Оценка индукции сайленсинга фрагментом BNYVVsil с помощью транзиентной экспрессии в растениях N. benthamiana дикого типа

5.3 Получение трансгенных растений N. benthamiana, несущих фрагменты генома

BNYVV

5.3.1 Агробактериальная трансформация N. benthamiana и отбор трансформантов

5.3.2 Определение наличия целевой вставки в геноме трансформантов N. benthamiana методом ПЦР

5.4 Молекулярный анализ трансгенных растений N. benthamiana поколения Т0

5.4.1 Анализ экспрессии (транскрипции) трансгенной вставки методом ОТ-ПЦР

5.4.2 Иммунохроматографический анализ экспрессии PAT в трансгенных растениях N. benthamiana поколения То

5.4.3 Вестерн блот анализ трансгенных растений BNYVVcp

5.4.4 Оценка индукции сайленсинга фрагментом BNYVVsil с помощью транзиентной экспрессии в трансгенных растениях N. benthamiana поколения То

5.5 Получение и анализ трансгенных растений N. benthamiana поколения Ti и Т2

5.6 Получение инокулюма BNYVV

5.7 Анализ устойчивости трансгенных растений N. ЬеШкат1апа поколения Т2 к механической инокуляции ВКУУУ

6 Выводы

7 Список литературы

8 Приложение 1

1 Список сокращений

35S промотор каулимовируса мозаики цветной капусты

bar ген фосфинотрицинацетилтрансферазы Streptomyces hygroscopicus

BCIP/NBT 5-бромо-4-хлоро-3-индолилфосфат/пкго blue tetrazolium

BNYVVsil кДНК инвертированных повторов З'-нетранслируемой области BNYVV, формирующих шпилечную структуру

BNYVVcp кДНК гена белка оболочки BNYVV

BSA бычий сывороточный альбумин (bovine serum albumin)

Cb карбенициллин

Cf цефотаксим

СТАВ цетилтриметиламмония бромид (cetyltrimethylammonium bromide)

DIECA Na диэтилтиокарбонат натрия

dNTPs дезоксирибонуклеотиды

dsPHK двуцепочечная (double stranded) РНК

Gent гентамицин

GFP зеленый флуоресцирующий белок (green fluorescent protein)

IgG иммуноглобулин

Km канамицин

LB питательная среда Luria-Bertani

MES 2 (Т^-морфолино)этан сульфоновая кислота

MQ вода, прошедшая очистку в системе очистки воды MILI-Q (Millipore)

MS питательная среда Мурашиге-Скуга (Murashige - Skoog)

NOS терминатор гена нопалинсинтетазы

OD оптическая плотность (optical density)

ORF открытая рамка считывания (open reading frame)

PAT фосфипотрицин-Н-ацетилтрансфераза

PDR патоген-зависимая устойчивость (pathogen-derived resistance)

PTGS посттранскрипционное замолкание генов (post-transcriptional gene silencing)

RFLP полиморфизм длин рестрикционных фрагментов (restriction fragment length polymorphism)

Rif рифампицин

RNAi РНК-интерференция

RTD домен белка, образующийся при рибосомальном проскоке слабого терминатора (readthrough domain)

SAR системная приобретенная устойчивость (systemic acquired resistance)

scFv вариабельный фрагмент антител (single-chain variable fragment)

SDS додецилсульфат натрия

siPHK короткая интерферирующая РНК (short interferring RNA)

SOC питательная среда для культивирования Escherichia coli «super optimal broth with catabolite repression»

SSCP полиморфизм конформации одноцепочечных фрагментов (single-strand conformation polymorphism)

To поколение трансгенных растений, полученное непосредственно в результате трансформации

Taq термостабильная ДНК-полимераза Thermus aquaticus

Tris трис(гидроксиметил)-аминометан

1 vir гены вирулентности

БАП 6-бензиламинопурин

БО белок оболочки

д.п.и. дни после инокуляции

ДНК дезоксирибонуклеиновая кислота

ДНКаза дезоксирибонуклеаза I

ИФА иммуноферментный анализ

кДа килодальтон

МТ домен метилтрансферазы

НСР наименьшая существенная разность

нт нуклеотид

НТО нетранслируемая область

НУК нафтилуксусная кислота

от обратная транскрипция

п.н. пара нуклеотидов

ПААГ полиакриламидный гель

ПОЛ домен РНК полимеразы

ПРО домен папаин-подобной протеазы

ПЦР полимеразная цепная реакция

РНК рибонуклеиновая кислота

РНКаза рибонуклеаза

тьт2 первое и второе поколение трансгенных растений, соответственно

ТБ транспортный белок

ТБГ тройной блок генов

ХЕЛ домен РНК хеликазы

ЭДТА этилендиамин тетраацетат

AMCV вирус пятнистой морщинистости артишока (Artichoke mottled crinkle virus)

AMV вируса мозаики люцерны (Alfalfa mosaic virus)

BaMMV вирус слабой мозаики ячменя (Barley mild mosaic virus)

BCLV вирус курчавости листьев свеклы (Beet leaf curl virus)

BCTV вирус курчавости верхушки свеклы (Beet curly top virus)

BMYV вирус слабого пожелтения свеклы (Beet mild yellowing virus)

BNYVV вирус некротического пожелтения жилок свеклы (Beet necrotic yellow vein virus)

BOLV вирус дубовых листьев свеклы (Beet oak-leaf virus)

BSBMV почвенный вирус мозаики свеклы (Beet soil-borne mosaic virus)

BSBV почвенный вирус свеклы (Beet soil-borne virus)

BtMV вирус мозаики свеклы (Beet mosaic virus)

BVQ Q вирус свеклы (Beet virus Q)

BYV вирус желтухи свеклы (Beet yellows virus)

CMV вирус огуречной мозаики (Cucumber mosaic virus)

CNV вирус некроза огурца (Cucumber necrotic virus)

CTV вирус тристецы цитрусовых (Citrus tristeza virus)

NMV вирус мозаики нарцисса (Narcissus mosaic virus)

PCV вирус кустистости земляного ореха (Peanut clump virus)

PEBV вирус раннего побурения гороха (Pea early browning virus)

PLRV вирус скручивания листьев картофеля (Potato leafroll virus)

PRSV вирус кольцевой пятнистости папайи (Papaya ringspot virus)

PVS S вирус картофеля (Potato virus S)

PVX X вирус картофеля (Potato virus X)

PVY Y BHpvc картофеля (Potato Virus Y)

RCNMV вирус некротической мозаики красного клевера (Red clover necrotic mosaic virus)

SHMV вирус мозаики конопли индийской (Sunnhemp mosaic virus)

TBSV вирус кустистой карликовости томатов (Tomato bushy stunt virus)

TCV вирус скрученности турнепса (Turnip crinkle virus)

TEV вирус гравировки табака (Tobacco etch virus)

TMGMV вирус мягкой зеленой мозаики табака (Tobacco mild green mosaic virus)

TMV вирус табачной мозаики (Tobacco mosaic virus)

TSWV вирус пятнистого увядания томатов (Tomato spotted wilt virus)

TYLCV вирус жёлтой курчавости листьев томатов (Tomato yellow leaf curl virus)

WC1MV вирус мозаики белого клевера (White clover mosaic virus)

WMV вирус мозаики арбуза (Watermelon mosaic virus)

ZYMY вирус желтой мозаики тыквы обыкновенной (Zucchini yellow mosaic virus)

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Использование 3'-нетранслируемой области вируса некротического пожелтения жилок свеклы в качестве индуктора устойчивости к ризомании»

2 Введение

2.1 Актуальность проблемы В мировой практике рентабельность выращивания сахарной свеклы {Beta vulgaris L.) во многом зависит от эффективности борьбы с болезнями и вредителями этой культуры. Из грибковых болезней сахарной свеклы наиболее вредоносными являются черная ножка (вызываемая Phoma betae, Pythium spp., Aphanomyceas cochlioides, Rhizoctonia solani), церкоспороз (■Cercospora beticola), альтернариозная листовая пятнистость (Alternaria alternata), ложная мучнистая poca (Peronospora farinosa), мучнистая poca (.Erysiphe betae), ризоктониозная корневая гниль (Rhizoctonia solani), пятнистость листьев {Ramularia beticola), фузариоз корней (.Fusarium spp.) (Agrios, 2005; Draycott, 2006; Harveson et al, 2009). Культура сахарной свеклы поражается и рядом вирусов, такими как вирус желтухи свеклы (Beet yellows virus, BYV), вирус курчавости верхушки (Beet curly top virus, BCTV), вирус мозаичности свеклы (Beet mosaic virus, BtMV), вирус курчавости листьев свеклы (Beet leaf curl virus, BCLV) (Smith and Hallsworth, 1990; Wisler and Duffus, 2000; Agrios, 2005; Draycott, 2006; Harveson et al., 2009).

Одно из наиболее опасных вирусных заболеваний культуры сахарной свеклы, резуха (ризомания), вызывается вирусом некротического пожелтения жилок свеклы (Beet necrotic yellow vein virus, BNYVV). Ризомания регистрировалась практически во всех районах возделывания культуры в Старом и Новом Свете (McGrann et al, 2009). При поражении ризоманией сахаристость корнеплодов снижается от 8% до 50-60% (Asher, 1993; Henry, 1996; Johanson, 1985), а снижение урожайности может достигать 30-90% (Johanson, 1985; Шпаар, 2004).

На сегодняшний день успех борьбы с ризоманией зависит от выращивания устойчивых сортов, гибридов и линий, причем устойчивость может достигаться использованием как естественных, так и созданных генно-инженерными методами источников устойчивости к BNYVV.

Кроме методов классической селекции, с помощью которых были получены все современные сорта и гибриды сахарной свеклы, устойчивые к ризомании, существуют различные подходы генетической инженерии для дальнейшего увеличения устойчивости к этой болезни. Совокупность подходов, связанных с трансгенной экспрессией фрагментов вирусного генома, получила название патоген-зависимой устойчивости (PDR).

Ранее для создания трансгенной устойчивости к BNYVV использовали экспрессию в растениях последовательности гена белка оболочки (Mannerlof et al., 1996; Andika et al, 2005), инвертированных повторов гена репликазы (Lennefors et al, 2006; Pavli et al, 2010), RTD домена (Andika et al, 2005) и одноцепочечного фрагмента антител, специфичных к белку оболочки BNYVV (Fecker et al, 1997). В этих работах наблюдали частичную или полную трансгенную устойчивость к BNYVV.

Экспрессия в растениях фрагментов З'-нетранслируемой области (3'-НТО) вирусных РНК геномов имеет определенные преимущества с точки зрения безопасности, поскольку вирусные РНК, в отличие от белков, имеют короткое время полужизни и не являются иммуногенами. З'-НТО BNYVV представляет интерес в качестве нового индуктора патоген-зависимой устойчивости к ризомании. В настоящей работе для сравнения эффективности использования З'-НТО с ранее изученными индукторами в модельном растении Nicotiana benthamiana была также экспрессирована последовательность гена белка оболочки BNYVV. Кроме того, в трансгенных растениях был экспрессирован ген bar, обеспечивающий устойчивость к фосфинотрицину - действующему веществу гербицида BASTA.

2.2 Цель и задачи работы

Целью работы было изучение З'-НТО генома BNYVV в качестве индуктора PTGS и устойчивости к ризомании в трансгенных растениях.

Для достижения поставленной цели решались следующие задачи:

1. конструирование бинарных векторов, обеспечивающих экспрессию в растениях инвертированных повторов З'-НТО BNYVV, формирующих шпилечную структуру (BNYVVsil), или мРНК гена БО (BNYVVcp);

2. оценка подавления транзиентной экспрессии «мишени» (ген GFP, несущий З'-НТО BNYVV) за счет индукции PTGS транскриптом BNYVVsil в растениях N. benthamiana;

3. получение трансгенных растений N. benthamiana, экспрессирующих одновременно BNYVVsil (или BNYVVcp) и ген bar, обеспечивающий устойчивость к гербициду BASTA;

4. определение уровня устойчивости к BNYVV трансгенных растений гомозиготного поколения Т2.

3 Обзор литературы

3.1 Ризомания сахарной свеклы 3.1.1 Географическое распространение BNYYV

Ризомания (резуха) - заболевание сахарной свеклы, вызываемое вирусом некротического пожелтения жилок (Beet necrotic yellow vein virus, BNYVV, род Benyvirus) (Tamada and Baba, 1973).

Впервые ризомания была обнаружена в Италии в 1952 г. (Canova, 1959) и затем регистрировалась во всех основных зонах свеклосеяния мира: Европа, США, Япония, Китай (Asher, 1993; Rush et al., 2006) (Таблица 1). Болезнь распространилась и на северные области свеклосеяния в Старом и Новом Свете. В 1987 г. ризомания была впервые обнаружена в Соединенном Королевстве (Hill and Torrance, 1989) и поразила там 5660 га посевов. Ризомания обнаружена в Латвии, Швеции, Норвегии (ОЕРР/ЕРРО, 2005; Lennefors et al., 2000).

В США болезнь была описана в 1983 г. в штате Калифорния (Duffus et al., 1984), затем в Техасе (Duffus and Liu, 1987). За период с 1992 по 1994 гг. вирус обнаружен в основных свеклосеющих зонах (Rush and Heidel, 1995).

Среди азиатских стран BNYVV впервые был обнаружен в Японии в 1965 г. (Kanzawa and Ui, 1972), Китае (Gao et al., 1983) и в настоящее время регистрируется в Турции, Иране, Монголии (Yardimci and Çulal Kiliç, 2011; OEPP/CABI, 1996).

В странах бывшего СССР ризомания была идентифицирована на сахарной свекле в 1973 г. в Киргизии, а затем в Казахстане. На Украине возбудитель болезни впервые обнаружен в 1997 г., а с 2003 г. ризомания является карантинным объектом в этой стране (Апасов, 2007).

В России в 2000 г. было проведено обследование областей ЦентральноЧерноземного района на наличие гриба-переносчика Polymyxa betae. В 63% образцов почвы, отобранной на полях Воронежской, Белгородской, Орловской, Липецкой областей, был выделен гриб P. betae. Однако при

заражении растений-индикаторов симптомы ВТЯУУУ выявлены не были (Лялько, 2001).

Таблица 1. Распространение ризомании в мире

(по Мсвгапп ег а!., 2009*)

Страна Год обнаружения ризомании

Италия 1952

Япония 1965

Хорватия 1971

Франция 1971

Республика Югославия 1972

Греция 1972

Германия 1974

Чешская республика 1978

Китай 1978

Словакия 1978

Австрия 1979

Казахстан 1979

Румыния 1979

Россия 1979

Украина 1979

США 1981

Венгрия 1982

Болгария 1983

Нидерланды 1983

Швейцария 1983

Бельгия 1984

Соединенное Королевство 1987

Испания 1988

Швеция 1997

Сирия 1998

Дания 2000

Турция 2001

Польша 2002

Египет 2003

Иран 2004

Марокко 2005

* Данные по А1 Мша апс! М1пк (1981), АзЬег (1993), Сапоуа (1959), ОЕРР/ЕРРО (2005), вао ег ей., (1983), Капгаша апс11Л (1972), ЬеппеАэге еГа1. (2000), МоиЬаппа ег а1. (2002), МеЬеп е( а1. (2001), Я1сЬагс1-Мо1агс1 (1985), БоЫ апс! Ма1е1а (2004), УШпаг а1. (2007).

Позднее при обследовании посевов сахарной свеклы по визуальным

симптомам ризомания была выявлена в Белгородской и Воронежской

областях, а методом ИФА было подтверждено наличие ВОТУУ (Можаева и

12

др., 2009). В 2007 г. в пробах растений сахарной свеклы, взятых в Воронежской, Липецкой, Белгородской области, было подтверждено наличие ВЫУУУ (Приходько и др., 2007).

За последнее десятилетие в России не было официально зарегистрировано вспышек ризомании. В течение двух лет во всех зонах свеклосеяния России проводили мониторинг заболеваемости ризоманией, результаты которого были проверены ПЦР. Наличие вируса подтверждено повсеместно, но его концентрация в почве недостаточна для нанесения значительного экономического ущерба (Штротман и др., 2010).

В настоящее время изучение ризомании в России практически прекращено, при том что потенциальная опасность распространения инфекции В1ч[УУУ сохраняется. Несмотря на то, что оптимальными условиями для развития Р. Ъегае является интервал температур от 20 до 25 °С, заражение происходит как при более высоких, так и при более низких температурах (Шпаар, 2004). Учитывая то, что теплые зимы в свеклосеющих регионах России способствуют накоплению в почве Р. Ь&ае, а в полевых образцах обнаруживается ВЫУУУ, существуют реальные предпосылки для распространения ризомании (Можаева и др., 2009).

3.1.2 Вредоносность и экономическое значение ВЫУУУ

Данные об экономических потерях при заражении ризоманией варьируют

в широких пределах в зависимости от стадии инфицирования растения,

условий окружающей среды и выращиваемого гибрида. При прочих равных

условиях ВТЧУУУ способен привести к двукратному снижению сбора сахара

с одного гектара (Таблица 2).

На первых этапах наблюдения за ризоманией исследователи полагали,

что этот вирус не будет столь вредоносным в холодных климатических

условиях, однако и в северных областях свеклосеяния ризомания нанесла

серьезный экономический ущерб. Так, потери во Франции, Англии и США

13

достигали соответственно 70, 79 и 84% (Richard-Molard, 1985; Henry, 1996; Whitney and Martin, 1988).

Таблица 2. Потенциальная вредоносность ризомании

(Апасов, 2007)

Показатели Зараженные посевы Незараженные посевы Снижение показателей, %

Урожайность, т/га 27,23 49,77 54,70

Содержание сахара в свекле, % 15,38 16,94 9,21

Выход сахара на заводе, % 13,13 14,80 11,28

Сбор сахара, т/га 3,60 7,38 51,22

В целом в районах распространения ризомании урожайность корнеплодов снижается на 30-90% (Johanson, 1985; Шпаар, 2004), а потери выхода сахара от 8%) доходят до 50-60% , причем известны случаи снижения выхода сахара на 80% (Asher, 1993; Henry, 1996; Johanson, 1985). В посевах семенников на 40% снижается урожайность семян (Шпаар, 2004).

3.1.3 Растения-хозяева BNYVV

BNYVV поражает все культивируемые формы Beta vulgaris L. -сахарную, кормовую и столовую свеклу, мангольд, а также шпинат {Spinacia oleráceo).

С помощью механической инокуляции растительным экстрактом в условиях теплицы BNYVV может инфицировать растения семейств Aizoaceae, Amaranthaceae, Caryophyllaceae, Chenopodiaceae и Solanaceae (Tamada and Baba, 1973;Kuszala and Putz, 1977; Horvath, 1994; Hugo et al., 1996). Многие из них - сорные растения, которые в полевых условиях могут

служить резервуарами вируса и его переносчика - почвенного гриба P. betae (Abe and Tainada, 1986; Barr and Asher, 1996; Hugo et al, 1996).

Диагностические виды растений-индикаторов для BNYVV (Descriptions of Plant Viruses: http://www.dpvweb.net; Adams and Antoniw, 2005, 2006):

B. vulgaris (сахарная свекла). Через 6-8 дней после заражения на инокулированных листьях появляются хлоротичные пятна, которые впоследствии становятся ярко-желтыми, увеличиваются в размерах и распространяются по жилкам. При системной инфекции растений появляются хлоротичные или желтые пятна, жилки желтеют, затем некротизируются, листовые пластинки деформируются и увядают, растения задерживаются в росте.

Beta macrocarpa. На инокулированных листьях заметны желтоватые пятна, затем появляется системная желтая пятнистость или пожелтение жилок, растение сильно отстает в росте.

Chenopodium quinoa и С. amar anticolor. Желтые пятна наблюдаются на инфицированных листьях через 5-7 дней после заражения, системная инфекция не развивается.

Tetragonia expansa. На инфицированных листьях обычно появляются желтые пятна, однако степень проявления различна (от светлых до ярко-желтых). Этот вид может быть использован для дифференциации изолятов вируса с различной патогенностью (Рис. 1).

Рис.1. Локальные симптомы на инокулированных листьях Т. ехрата. (А) -неинфицированпый лист: (Б) - хлоротичные пятна после инфекции изолятом ВИУУУ 8-4 (РНК-1, РНК-2, РНК-4); (В) - яркие желтые пятна при инфекции изолятом 8-34 (РНК-1, РНК-2, РНК-З, РНК-4). Фото: http://www.dpvweb.net.

А

Б

В

Виды растений-накопителей:

Т. expansa или С. quinoa могут быть использованы для поддержания культуры BNYVV в лабораторных условиях и в качестве источника вируса. Виды растений, используемые для анализа (assay species): Т. expansa, С. quinoa и С. amar anticolor - на листьях растений образуются локальные симптомы при механической инокуляции.

3.1.4 Симптомы заболевания ризоманией

На сахарной свекле в полевых условиях симптомы ризомании могут проявляться в фазе развития двух-трех пар листьев. Зараженные растения отстают в росте, иногда погибают. Листья желтеют, скручиваются и вянут даже при достаточном увлажнении. В начале лета некоторые листья морщинятся и белеют вдоль прожилок, встречается удлинение черешков и сужение листовой пластинки. Во второй половине вегетации после обильных дождей можно наблюдать пожелтение жилок листьев, а затем появление некрозов. Этот симптом чаще встречается при инфекции изолятами BNYVV, содержащими РНК-5 (Koenig et al., 1995) (Рис. 2). Однако типичные системные симптомы ризомании па сахарной свекле зачастую отсутствуют, и инфекция может протекать латентно, что особенно часто наблюдается в условиях холодной весны (Lindsten, 1986).

Характерным симптомом поражения BNYVV является распространение от основного корня боковых корешков, появление мочковатости или «бороды». Корнеплод остается небольшим, а при его разрезе обнаруживается некроз сосудистых пучков, нижняя их часть отмирает (Tamada and Baba, 1973; Tamada, 1975; Johansson, 1985; Asher, 1993). На таких корнеплодах можно встретить мелкие опухолевидные образования (Борисенко и др., 1989). На полях с невысокой концентрацией BNYVV корневые симптомы могут быть не столь явно выражены и проявляются лишь на отдельных

латеральных корнях без их существенного видоизменения и образования «бородатости» (OEPP/CABI, 1996).

Рис. 2. Симптомы поражения сахарной свеклы BNYVV. Фото: Rush, 2003; Rush el al., 2006; Harveson, 2008; РУН "Опытная научная станция по сахарной свекле"; http://www.uiweb.uidaho.edu.

При поражении BNYVV у растений сахарной свеклы происходят глобальные изменения обмена веществ: снижается испарение и поглощение

С02, замедляется процесс сахарообразования. У пораженных растений очень высокий коэффициент щелочности клеточного сока, содержание калия увеличивается в 2 раза, натрия - в 3-4 раза, также увеличивается содержание кальция и магния (Heijbroek, 1989). В листьях падает содержание азота, хлорофилла, каротиноидов и увеличивается содержание аминного азота в корнеплодах (Keller et al., 1989; Kralovic J and Kralovic V, 1996; Steddom et al, 2003).

При поражении ризоманией ухудшается лежкость корнеплодов. Через 5 месяцев после начала хранения корнеплодов, зараженных BNYVV, потери содержания сахара могут достигать 70% (Strausbaugh et al., 2008).

3.1.5 Способы переноса и распространения вируса

BNYVV переносится и распространяется зооспорами почвенного гриба P. betae, облигатно паразитирующего в клетках корней и корнеплодов растений-хозяев вируса (Fujisawa and Sugimoto, 1977). В объеме почвы, где развивается один зараженный корнеплод, может содержаться до 10 млн. цитосорусов P. betae, 10-15% цитоспор содержат частицы BNYVV (Tuitert, 1990). При наличии менее 50 цитоспор на корнеплод заражение маловероятно (Борисенко, 1989).

На развитие болезни влияют особенности биологии гриба. Высокая температура и чрезмерная влага от дождей или ирригации способствуют его распространению в почве (Asher, 1993). Ризомания активно проявляется при щелочной или нейтральной реакции рН почвы, а плохая почвенная структура, глинистая или суглинистая почва - благоприятный фактор для ее развития. Избыточные дозы азотных удобрений в почве, как правило, отрицательно сказываются на устойчивости растений сахарной свеклы к ризомании (Abe, 1987).

Обильные дожди в весенний период при температуре выше 15 °С

приводят к более раннему поражению растений BNYVV. Во время вегетации

18

температуры в пределах 20-27 °С сокращают цикл развития гриба и ускоряют его распространение в поле. Однако заражение корнеплода грибом P. betae и перенос вируса лишь частично ингибируется низкими температурами (Корниенко и др., 2008).

В благоприятных условиях покоящиеся споры P. betae, объединенные толстой оболочкой в кластеры (цитосорусы), прорастают и высвобождают подвижные двужгутиковые зооспоры, которые способны передвигаться на небольшие расстояния в поисках клетки-хозяина (Рис. 3). Затем зооспоры прикрепляются к поверхности клетки растения и инфицируют клетку. Частицы BNYVV попадают в цитоплазму клетки растения. В клетке формируется многоядерный плазмодий, который затем образует спорангиальный плазмодий и зооспорангий, содержащий вторичные зооспоры. Вторичные зооспоры высвобождаются в межклеточное пространство и могут заражать соседние клетки растительной ткани или передвигаться к новым корнеплодам и инфицировать их при высокой влажности (Keskin, 1964; Keskin and Fuchs, 1969). Если условия соответствуют оптимальным: pH почвы в пределах 6-8, высокая влажность, температура воздуха 25 °С - инфекционный цикл от заражения зооспорами до образования зооспорангиев завершается в течение 60 часов (Борисенко, 1989).

цнтосорус зооспоранпш вторичные зооспоры

плазмодий

Рис. 3. Схема жизненного цикла P. belae.

Многоядерные плазмодии могут также формировать слорогенный плазмодий, а затем цитоеорусы с покоящимися спорами, которые могут сохраняться в почве в течение длительного периода и прорастать при благоприятных условиях (Рис. 4). Образование цитослор при температуре 25 °С происходит за 8-10 дней (Asher and Blunt, 1987).

Рис. 4. Цитоспоры Ро1утуха Ье!ае в корнях сахарной свсклы. Фото: Напеяоп, 2008.

Считается, что ВЬПГУУ не реплицируется в Р. Ье1ае, по последние исследования с помощью метода иммунофлуоресцентной микроскопии выявили наличие внутри покоящейся споры и зооспоры Р. ЬеХае белков ВЫУУУ, участвующих в репликации, сборке и передвижении вируса (УегсИо^ЬиЫсг ег а!., 2007). Эти данные указывают, что в векторе может происходить трансляция и репликация вирусного генома.

В полевых условиях Р. ЬеШе в первую очередь распространяется вместе с частицами почвы, в основном на сельскохозяйственных машинах и инструментах или с корнеплодами, а также с промывными и поливными водами (АзИег, 1993; НеуЬгоек, 1987). Навоз может играть роль в распространении ВЫУУУ, т.к. Р. Ье1ае способен проходить неповрежденным через пищеварительный тракт животных. Отходы сахарного производства, включая жом и воду, используемую для отмывки корнеплодов, также могут

способствовать распространению ВЫУУУ. Споры гриба могут переноситься ветром (НеуЬгоек, 1988).

BNYVV не передается с семенами и пыльцой, но может переноситься на их поверхности вместе с частицами пыли, которые содержат цитоспоры Р. ЬеГае.

3.1.6 Морфология частиц и организация генома

ВЫУУУ, типичный представитель рода Вепууниз, имеет палочкообразные частицы со спиральным типом симметрии, диаметром около 20 нм и длиной 85 - 390 нм. Геном ВЖ^УУ представлен несколькими компонентами (+)РНК, причем их число может отличаться у разных изолятов вируса. Геномные РЫК большинства изолятов упакованы в 4 вида частиц, длина которых составляет 390, 265, 100 и 85 нм (Рис. 5).

Рис. 5. Очищенные частицы BNYVV, окрашенные 1 % у рани л ацетатом. Фото http://www.dpvweb.net

Геном ВЫУУУ разделен между четырьмя компонентами, PHK-I, РНК-2, РНК-3 и РНК-4. Некоторые изоляты содержат дополнительный компонент, РНК5. Каждая РНК имеет кеп-структуру на 5'-конце и поли(А)-последовательность (65-140 оснований) на 3'-конце (Putz, 1977; Putz et а/., 1983; Richards and Tamada, 1992).

РНК1

РНКЗ

p237

мт

ХЕЛ

ПРО

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Виноградова, Светлана Владимировна

6 Выводы

1. Сконструирован бинарный вектор pBIJBARJBNYVVsil, несущий под контролем двух независимых 35S промоторов кДНК двухцепочечных инвертированных фрагментов З'-НТО BNYVV, разделенных интроном ubil, и кДНК гена bar.

2. Сконструирован бинарный вектор pBIBARBNYVVcp, несущий под контролем двух независимых 35S промоторов вставку кДНК белка оболочки BNYVV и кДНК гена bar.

3. Методом транзиентной экспрессии конструкции «индуктора» (BNYVVsil) и «мишени» в растениях N. benthamiana дикого типа показано 30-кратное снижение экспрессии GFP, что указывает на возможность эффективной индукции сайленсинга двунитчатой формой З'-НТО генома BNYVV.

4. Получены трансгенные растения N. benthamiana, трансформированные вектором pBIBARBNYVVsil. В трансгенных линиях наблюдали экспрессию транскрипта BNYVVsil и продукта гена bar, PAT, обеспечивающего устойчивость к гербициду BASTA.

5. Получены трансгенные растения N. benthamiana, экспрессирующие транскрипт гена белка оболочки BNYVV и PAT продукт гена bar.

6. В гомозиготном поколении Т2 выделена толерантная линия BNYVVsil-126.4, обладающая частичной устойчивостью к инфекции BNYVV в условиях механической передачи вируса.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Виноградова, Светлана Владимировна, 2012 год

7 Список литературы

1. Abe Н. and Tamada Т. Association of Beet necrotic yellow vein virus with isolates of Polymyxa betae. II Ann. Phytopathol. Soc. Jpn. 1986, 52: 235-247.

2. Abe H. Studies on the ecology and control of Polymyxa betae Keskin, as a fungal vector of the causal virus (Beet necrotic yellow vein vims) of rhizomania disease of sugar beet. // Rep. Hokkaido Prefect. Kitami Agric. Exp. Stn. 1987, 60: 80-99.

3. Abhary M.K., Anfoka G.H., Nakhla M.K., Maxwell D.P. Post-transcriptional gene silencing in controlling viruses of the Tomato yellow leaf curlvirus complex. //Arch Virol. 2006, 151 (12): 2349-2363.

4. Adams M.J. and Antoniw J.F. DPVweb: a comprehensive database of plant and fungal virus genes and genomes. //Nucleic Acids. Database issue. 2006, 34: 382-385.

5. Adams M.J. and Antoniw J.F. DPVweb: An open access internet resource on plant viruses and virus diseases.// Outlooks on Pest Management. 2005, 16: 268-270.

6. Adams M.J., Antoniw J.F., Mullins J.G.T. Plant virus transmission by plasmodiophorid fungi is associated with distinctive transmembrane regions of virus-encoded proteins. // Arch. Virol. 2001, 146: 1139-1153.

7. Agrios G.N. Plant Pathology. 5th ed. Academic Press, New York. 2005.

8. Ahmad M., Majerczak D.R., Pike S., Hoyos M.E., Novacky A., et al. Biological activity of harpin produced by Pantoea stewartii subsp. stewartii. II Mol Plant Microbe Interact. 2001, 14: 1223-1234.

9. Al-Khaff N.S., Covey S.N., Kreike M.M., Page A.M., Pinder R., Dale P.J. Transcriptional and posttranscriptional plant gene silencing in response to a pathogen. // Science. 1998, 279: 2113-2115.

10.Amiri R., Moghaddam M., Mesbah M., Sadeghian S.Y. The inheritance of resistance to beet necrotic yellow vein viruse (BNYVV) in B. vulgaris subsp.

marítima, accession WB42: Statistical comparison with Holly-1-4. // Euphytica. 2003, 132: 363-373.

11.Anderson J.M., Palukaitis P., Zaitiin M. A defective replicase gene induces resistance to cucumber mosaic virus in transgenic tobacco plants. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA .1992, 89: 8759-8763.

12.Andika I.B., Kondo H., Tamada T. Evidence that RNA silencing-mediated resistance to Beet necrotic yellow vein virus is less effective in roots than in leaves. //MPMI. 2005, 18: 194-204.

13.Asher M.J.C. 1993. Rhizomania. In: Cooke D.A. andvScott R.K. The sugar beet crop, Science into practice. Chapman & Hall, London, pp 311-346.

14.Asher M.J.C. and Blunt S.J. The ecological requirements of Polymyxa betae. Proceedings of 50th International Institute Sugar Beet Research Winter Congress. Brussels. 1987, 45-55.

15.Asher M.J.C., Chwarszczynska D.M., Leaman M. The evaluation of rhizomania resistant sugar beet for the UK. // Ann. Appl. Biol. 2002, 141: 101-109.

ló.Barr D., Asher M.J.C. Studies on the life cycle of Polymyxa betae in sugar beet roots. // My col. Res. 1996, 100: 203-208.

17.Barr K. J., Asher M. J. C., Lewis B. G. Resistance to Polymyxa betae in wild Beta species. //Plant pathol. 1995, 44: 301-307.

18.Baulcombe D. Mechanisms of pathogen-derived resistance to viruses in transgenic plants. // Plant Cell. 1996, 8: 1833-1844.

19.Baulcombe D. Viruses and gene silencing in plants. // Arch Virol Suppl. 1999, 15: 189-201.

20.Beachy R.N., Loesch-Fries S., Turner N.E. Coat protein-mediated resistance against virus infection. // Ann. Rev. Phytopathol. 1990, 28: 451-474.

21.Beachy R.N. Mechanisms and applications of pathogen-derived resistance in transgenic plants. // Curr Opin Biotechnol. 1997, 8(2): 215-220.

22.Beck D.L., Van Dolleweerd C.J., Lough T.J., Balmori E., Voot D.M., Andersen

M.T., O'Brien I.E., Forster R.L. Disruption of virus movement confers broad-

lii

spectrum resistance against systemic infection by plant viruses with a triple gene block. //Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1994, 91: 10310-10314.

23.Bendahmane M., Chen I., Asurmendi S., Bazzini A.A., Szecsi J., Beachy R.N. Coat protein-mediated resistance to TMV infection of Nicotiana tabacum involves multiple modes of interference by coat protein. // Virology. 2007, 366: 107-116.

24.Biancardi E., Lewellen R.T., De Biaggi M., Erichsen A.W., Stevanato P. The origin of rhizomania resistance in sugar beet. // Euphytica. 2002, 127: 383-397.

25.Bleykasten-Grosshans Claudine, Guilley H., Bouzoubaa S., Richards K.E., Jonard G. Independent expression of the first two triple gene block proteins of beet necrotic yellow vein virus complements virus defective in the corresponding gene but expression of the third protein inhibits viral cell-to-cell movement. //MPMI. 1997, 10 (2): 240-246.

26.Boonrod K.J., Galetzka D., Nagy P.D., Conrad U., Krczal G. Single-chain antibodies against a plant viral RNA-dependent RNA polymerase confer virus resistance. //NatureBiotech. 2004, 22: 856-862.

27.Bouzoubaa S., Guilley H., Jonard G., Richards K., Putz C. Nucleotide sequence analysis of RNA-3 and RNA-4 of beet necrotic yellow vein virus, isolates F2 and Gl. // J. gen. Virol. 1985,66: 1553-1564.

28.Bouzoubaa S., Niesbach-Klosgen U., Jupin I., Guilley H., Richards K., Jonard G. Shortened forms of beet necrotic yellow vein virus RNA-3 and -4: internal deletions and a subgenomic RNA. // J. gen. Virol. 1991, 72: 259-266.

29.Bouzoubaa S., Quillet L., Guilley H., Jonard G., Richards K. Nucleotide sequence of beet necrotic yellow vein virus RNA-1. // J. gen. Virol. 1987, 68: 615-626.

30.Bouzoubaa S., Ziegler V., Beck D., Guilley H., Richards K., Jonard G. Nucleotide sequence of beet necrotic yellow vein virus RNA-2. // J. gen. Virol. 1986, 67: 1689-1700.

31.Braun C.J. and Hemenway C.L. Expression of amino-terminal portion or full-length viral replicase genes in transgenic plants confers resistance to Potato virus X infection. // Plant Cell. 1992, 4: 735-744.

32.Campbell M.A., Fitzgerald H.A., Ronald P.C. Engineering pathogen resistance in crop plants. // Transgenic Res. 2002, 11(6): 599-613.

33.Canova A. On the pathology of sugar beet. // Inf. Fitopatol. 1959, 9: 390-396.

34.Carr J.P., Gal-On A., Palukaltis P., Zaltiin M. Replicase-mediated resistance to cucumber mosaic virus in transgenic plants involves suppression of both virus replication in the inoculated leaves and longdistance movement. // Virology. 1994, 199: 439-447.

35.Carr J.P., Marsh L.E., Lomonossoff G.P., Sekiya M.E., Zaitlin M. Resistance to tobacco mosaic virus induced by the 54-kDa gene sequence requires expression of the 54-kDa protein. // Mol. Plant-Microbe Interact. 1992, 5: 397-404.

36.Cervera M., Esteban 0., Gil M., Gorris M.T., Martinez M.C., Pena L., Cambra M. Transgenic expression in citrus of single-chain antibody fragments specific to Citrus tristeza virus confers virus resistance. // Transgenic Res. 2010, 19(6): 1001-1015.

37.Chiba S., Miyanishi M., Andika, I.B., Kondo H., Tamada T. Identification of amino acids of the Beet necrotic yellow vein virus p25 protein required for induction of the resistance response in leaves of Beta vulgaris plants. // J. Gen. Virol. 2008, 89: 1314-1323.

38.Chiba S., Miyanishi M., Kondo H., Tamada T. Single amino acid changes in the 25 protein of Beet necrotic yellow vein virus determine resistance responses of Beta vulgaris spp. maritima. II Proceedings of the Fifth Symposium of the International Working Group on Plant Viruses with Fungal Vectors. 2003, 5-8.

39.Chuang C.F. and Meyerowitz E.M. Specific and heritable genetic interference by double-stranded RNA in Arabidopsis thaliana. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2000, 97: 4985-4990.

40.Cogoni C. and Macino G. Gene silencing in Neurospora crassa requires a protein homologous to RNA-dependent RNA polymerase. // Nature. 1999, 399: 166-169.

41.Cooper B., Lapidot M., Heick J.A., Dodds J.A., Beachy R.N. A defective movement protein of TMV in transgenic plants confers resistance to multiple viruses whereas the functional analog increases susceptibility. // Virology. 1995, 206: 307-313.

42.Covey S.N., Al-Kaff N.S., Langara A., Turner D.S. Plants combat infection by gene silencing. //Nature. 1997, 385: 781-782.

43 .Dangl J.L., Dietrich R.A., Richberg M.H. Death don't have no mercy: cell death programs in plant-microbe interactions. // Plant Cell. 1996, 8: 1793-1807.

44.Doyle J.J. and Doyle J.L. A rapid total DNA preparation procedure for fresh plant tissue.// 1990. 12: 13-15.

45.Draycott A.P. Sugar beet. Blackwell Publishing Ltd., Oxford. 2006.

46.Duffus J.E., Liu H.Y. First report of Rhizomania of sugar beet from Texas. // Plant Dis. 1987,71: 557.

47.Duffus J.E., Whitney E.D., Larsen R., CLiu. H.Y., Lewellen R.T. First report in western hemisphere of rhizomania of sugar beet caused by beet necrotic yellow vein virus. // Sugarbeet Production Research Unit. Plant Dis. 1984, 68: 251.

48.Dunning R.A., Payne P.A., Smith H.G., Asher M.J.C. Sugarbeet rhizomania: the threat to the English crop and preventive measures being taken. // Brighton Crop Protection Conference. Croydon: British Crop Protection Council. 1984, 779-783.

49.Dunoyer P., Pfeffer S., Fritsch C., Hemmer O., Voinnet O., Richards K.E. Identification, subcellular localization and some properties of a cysteine-rich suppressor of gene silencing encoded by Peanut clump virus. // Plant J. 2002, 29: 555-567.

50.Ehlers U., Commandeur U., Frank R., Landsmann J., Koenig R., Burgermeister W. Cloning of the coat protein gene from beet necrotic yellow

114

vein virus and its expression in sugar beet hairy roots. // Theor Appl Genet. 1991, 81: 777-782.

5 I.English J. J., Mueller E., Baulcombe D.C. Suppression of virus accumulation in transgenic plants exhibiting silencing of nucleargenes. // Plant Cell. 1996, 8(2): 179-188.

52.EPPO Al and A2 lists of pests recommended for regulation as quarantine pests. EPPO standards. 2011.

53.Erhardt A., Vetter G., Gilmer D., Bouzoubaa S., Richards K., Jonard G., Guilley H. Subcellular localization of the Triple Gene Block movement proteins of Beet necrotic yellow vein virus by electron microscopy. // Virology. 2005,340: 155-166.

54.Erhardt M., Dunoyer P., Guilley H., Richards K., Jonard G., Bouzoubaa S. Beet necrotic yellow vein virus particles localize to mitochondria during infection. // Virology. 2001, 286: 256-262.

55.Erhardt M., Morant M., Ritzenthaler C., Stussi-Garaud C., Guilley H., Richards K., Jonard G., Bouzoubaa S., Gilmer D. P42 movement protein of Beet necrotic yellow vein virus is targeted by the movement proteins P13 and PI 5 to punctate bodies associated with plasmodesmata. // Mol. Plant-Microbe Interact. 2000, 13: 520-528.

56.Fecker L. F., Koenig R., Obermeier C. Nicotiana benthamiana plants expressing beet necrotic yellow vein virus (BNYVV) coat protein-specic scFv are partially protected against the establishment of the virus in the early stages of infection and its pathogenic effects in the late stages of infection. // Arch. Virol. 1997, 142: 1857-1863.

57.Fecker L.E., Kaufmann A., Commandeur U., Commandeur J., Koenig R., Burgermeister W. Expression of single-chain antibody fragments (scFv) specific for beet necrotic yellow vein virus coat protein or 25 kDa protein in Escherichia coli and Nicotiana benthamiana. //Plant Mol. Biol. 1996, 32: 979-986.

58.Fire A., Xu S., Montgomery M.K., Kostas S.A., Driver S.E., Mello C.C. Potent and specific genetic interference by doublestranded RNA in Caenorhabditis elegans. //Nature. 1998, 391: 806-811.

59.Fuentes A., Ramos P.L., Fiallo E., Callard D., Sánchez Y., Peral R., Rodríguez R, Pujol M. Intron-hairpin RNA derived from replication associated protein CI gene confers immunity to tomato yellow leaf curl virus infection in transgenic tomato plants. // Transgenic Res. 2006, 15(3): 291-304.

60.Fujisawa I. and Sugimoto T. Transmission of Beet necrotic yellow vein virus by Polymyxa betae. II Ann. Phytopathol. Soc. Jpn. 1977, 43: 583-586.

61.Gao J.L., Deng F., Zhai H.Q., Ling X.S., Liu Y. The occurrence of sugar beet rhizomania caused by Beet necrotic yellow vein virus in China. // Acta Phytopathol. Sin. 1983, 13: 1-4.

62.Gargouri-Bouzid R., Jaoua L., Rouis S., Saidi M.N., Bouaziz D., Ellouz R. PVY-resistant transgenic potato plants expressing an anti-NIa protein scFv antibody. //Mol. Biotechnol. 2006, 33: 133-140.

63.Gidner S., Lennefors B.L., Nilsson N.O., Bensefelt J., Johansson E., Gyllenspetz U., Kraft T. QTL mapping of BNYVV resistance from the WB41 source in sugar beet. // Genome. 2005, 48: 279-285.

64.Gielen J.J.L., de Haan P., Kool A.J., Peters D., van Grinsven M.Q.J.M. and Goldbach R.W. Engineered resistance to tomato spotted wilt virus, a negativestrand RNA virus.//Bio/Technol. 1991,9: 1363-1367.

65.Gilmer D., Bouzoubaa S., Hehn A., Guilley H., Richards K., Jonard G. Efficient cell-to-cell movement of beet necrotic yellow vein virus requires 3' proximal genes located on RNA2. // Virology. 1992, 189: 40-47.

66.Goldbach R, Bucher E., Prins M. Resistance mechanisms to plant viruses: an overview. // Virus Res. 2003, 92: 207-212.

67.Golemboski D.B., Lomonossoff G.P., Zaitlin M. Plants transformed with a tobacco mosaic virus nonstructural gene sequence are resistant to the virus. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1990, 87: 6311-6315.

68.Gonsalves D. Control of papaya ringspot virus in papaya: a case study. // Annu Rev Phytopathol. 1998, 36: 415-437.

69.Goodwin J., Chapman K., Swaney S., Parks T.D., Wernsman E.A., Dougherty W.G. Genetic and biochemical dissection of transgenic RNA-mediated virus resistance // Plant Cell. 1996, 8: 95-105.

70.Gottula J. and Fuchs M. Toward a quarter century of pathogen-derived resistance and practical approaches to plant virus disease control. // Adv Virus Res. 2009, 75: 161-183.

71.Grimmer M.K., Kraft T., Francis S.A., Asher M.J.C. QTL mapping of BNYVV resistance from the WB258 source in sugar beet. // Plant Breeding. 2008, 127 (6): 650-652.

72.Grimmer M.K., Trybush S., Hanley S., Francis S.A., Karp A., Asher M.J.C. An anchored linkage map for sugar beet based on AFLP, SNP and RAPD markers and QTL mapping of a new source of resistance to Beet necrotic yellow vein virus. //Theor. Appl. Genet. 2007, 114: 1151-1160.

73.Haeberle A.M., Stussi-Garaud C., Schmitt C., Garaud J.C., Richards K.E., Guilley H., Jonard G. Detection by immunogold labelling of P75 readthrough protein near an extremity of beet necrotic yellow vein virus particles. // Arch Virol. 1994, 134: 195-203.

74.Hamilton A.J. and Baulcombe D.C. A species of small antisense RNA in post transcriptional gene silencing. // Science. 1999, 286: 950-952.

75.Hamilton A.J., Brown S., Yuanhai H., Ishizuka M., Lowe A., Alpuche Solis A.-G., Grierson U. A transgene with repeated DNA causes high frequency, post-transcriptional suppression of ACC-oxidase gene expression in tomato. // Plant J. 1998, 15: 737-746.

76.Harju V.A., Mumford R.A., Blockley A., Boonham N., Clover G.R.G., Weekes R., Henry C.M. Occurrence in the United Kingdom of Beet necrotic yellow vein virus isolates which contain RNA 5. // Plant Pathol. 2002, 51:811-811.

77.Harveson M. Plant Desease. Sugar Beet. 2008.

78.Harveson R. M., Linda E. H., Gary L. H. Compendium of Beet Diseases and Pests, Second Edition. APS Press, St. Paul. 2009.

79.He S.Y., Huang H.C., Collmer A. Pseudomonas syringae pv. syringae harpinPss: a protein that is secreted via the Hrp pathway and elicits the hypersensitive response in plants. // Cell. 1993, 73: 1255-1266.

80.Hehn A., Bouzoubaa S., Bate N., Twell D., Marbach J., Richards K., Guilley H., Jonard G. The small cysteine-rich protein P14 of beet necrotic yellow vein virus regulates accumulation of RNA2 in cis and coat protein in trans. // Virology. 1995, 210: 73-81.

81.Hehn A., Bouzoubaa S., Jonard G., Guilley H., Richards K. Artificial defective interfering RNAs derived from RNA 2 of Beet necrotic yellow vein virus. // Arch. Virol. 1994, 135: 143-151.

82.Hehn A., Fritsch C., Richards K.E., Guilley H., Jonard G. Evidence for in vitro and in vivo autocatalytic processing of the primary translation product of beet necrotic yellow vein vims RNA1 by a papain-like proteinase. // Arch. Virol. 1997, 142: 1051-1058.

83.Heijbroek W. Dissemination of rhizomania by soil, beet seeds and stable manure. //Netherlands Journal of Plant Pathology. 1988, 94: 9-15.

84.Heijbroek W. Dissemination of rhizomania by water, soil and manure. // Proceedings of the 50th Congress of the IIRB, Brussels: Institut International de Recherches Betteravieres. 1987, 35-43.

85.Heijbroek W. The development of Rhizomania in two areas of the Netherlands and its effect on sugar-beet growth and quality. // Neth. J. Plant Pathol. 1989, 95: 27-35.

86.Heijbroek W., Musters P.M.S., Schoone A.H.L. Variation in pathogenicity and multiplication of beet necrotic yellow vein virus (BNYVV) in relation to the resistance of sugar beet cultivars. // Eur. J. Plant. Pathol. 1999, 105: 397-405.

87.Hemenway C., Fang R.-X., Kaniewski W. K., Chua N.-H., Turner N. E.

Analysis of the mechanism of protection in transgenic plants expressing the

118

potato virus X coat protein or its antisense RNA. // EMBO J. 1988, 7: 12731280.

88.Henry C. Rhizomania - its effect on sugar-beet yield in the UK. // Br. Sug. Beet Rev. 1996, 64: 24-26.

89.Hill S.A. and Torrance L. Rhizomania disease of sugar beet in England. // Plant Pathol. 1989,38: 114-122.

90.Horvath J. Beet necrotic yellow vein furovirus 1. New Host. // Acta Phytopathologica et Entomologica Hungarcia. 1994, 29 (1-2): 109-118.

91. http ://www. dp vweb .net/

92.http://www.uiweb.uidaho.edu

93.Hu Q., Niu Y., Zhang K, Liu Y., Zhou X. Virus-derived transgenes expressing hairpin RNA give immunity to Tobacco mosaic virus and Cucumber mosaic virus. //Virol. J. 2011, 8: 41.

94.Hugo S., Henry C., Harju V. The role of alternative hosts of Polymyxa betae in transmission of Beet necrotic yellow vein virus (BNYVV) in England. // Plant Pathol. 1996, 45: 662-666.

95.Jakubikova L., Subikova V., Nemcovic M., Farkas, V. Selection of natural isolates of Trichoderma spp. for biocontrol of Polymyxa betae as a vector of virus causing rhizomania in sugar beet. // Biologia. 2006, 61: 347-351.

96.Jang Y.S., Sobii S.I., Wang M.H. The hrpN gene of Erwinia amylovora stimulates tobacco growth and enhances resistance to Botrytis cinerea. // Planta. 2006, 223: 449-456.

97.Johansen L.K. and Carrington J.C. Silencing on the spot. Induction and suppression of RNA silencing in the Agrobacterium-mediated transient expression system. //Plant Physiol. 2001, 126: 930-938.

98.Johansson E. Rizomania in sugar beet - a threat to beet growing that can be overcome by plant breeding. // Sveriges Utsadesforenings Tidskrift. 1985, 95: 115-121.

99.Jupin I., Guilley H., Richards K.E., Jonard G. Two proteins encoded by Beet necrotic yellow vein virus RNA-3 influence symptom phenotype on leaves. // EMBO J. 1992, 11:479-488.

100. Kallerhof J., Perez P., Bouzoubaa S., Ben Tahar S. and Perret J. Beet necrotic yellow vein virus coat protein-mediated protection in sugarbeet {Beta vulgaris L.) protoplasts. // Plant Cell Rep. 1990, 9: 224-228.

101. Kanzawa K. and Ui T. A note on rhizomania of sugar beet in Japan. Ann. Phytopathol. Soc. Jpn. 1972, 38: 434-435.

102. Keller P., Luttge U.,Wang X.-C., Buttner G. Influence of rhizomania disease on gas exchange and water relations of a susceptible and a tolerant sugar beet variety. //Physiol. Mol. Plant Pathol. 1989, 34: 379-392.

103. Keskin B. and Fuchs W. H. Der Infektionsvorgang bei Polymyxa betae. Arch. Mikrobiol. 1969, 68: 218-226.

104. Keskin B. Polymyxa betae n.sp., ein Parasit in den Wurzeln von Beta vulgaris Tournefort, besonders während der Jugendentwicklung der Zuckerrübe. //Arch. Mikrobiol. 1964, 49: 348-374.

105. Kiguchi T., Saito M., Tamada T. Nucleotide sequence analysis of RNA-5 of five isolates of Beet necrotic yellow vein virus and the identity of a deletion mutant. //J. Gen. Virol. 1996, 77: 575-580.

106. Kim J.G., Jeon E., Oh J., Moon J.S., Hwang I. Mutational analysis of Xanthomonas harpin HpaG identifies a key functional region that elicits the hypersensitive response in nonhost plants. // J Bacteriol. 2004, 186: 6239-6247.

107. Klein E., Link D., Schirmer A., Erhardt M., Gilmer D. Sequence variation within Beet necrotic yellow vein virus p25 protein influences its oligomerization and isolate pathogenicity on Tetragonia expansa. // Virus Res. 2007, 126: 53-61.

108. Ko K., John L., Norelli J.L., Reynoird J-P., Boresjza-Wysocka E., Brown S.K, Aldwinckle H.S. // Biotechnology Letters, 2000, 22: 373-381.

109. Koenig R. and Lennefors B.-L. Molecular analyses of European A, B and P type sources of Beet necrotic yellow vein virus and detection of the rare P type in Kazakhstan. // Arch. Virol. 2000, 145: 1561-1570.

110. Koenig R., Bergstrom G., Gray S., Loss S. A New York isolate of Soilborne wheat mosaic virus differs considerably from the Nebraska type strain in the nucleotide sequences of various coding regions but not in the deduced amino acid sequences. // Arch. Virol. 2002, 147: 617-625.

111. Koenig R., Haeberle A.-M., Commandeur U. Detection and characterization of a distinct type of beet necrotic yellow vein virus RNA5 in a sugar beet growing area in Europe. // Arch. Virol. 1997, 142: 1499-1504.

112. Koenig R., Jarausch W., Li Y., Commandeur U., Burgermeister W., Gehrke M., Luddecke P. Effect of recombinant Beet necrotic yellow vein virus with different RNA compositions on mechanically inoculated sugar-beets. // J. Gen. Virol. 1991, 72: 2243-2246.

113. Koenig R., Loss S., Specht J., Varrelmann M., Lüddecke P., Demi G. A single U/C nucleotide substitution changing alanine to valine in the beet necrotic yellow vein virus P25 protein promotes increased virus accumulation in roots of mechanically inoculated, partially resistant sugar beet seedlings. // J Gen Virol. 2009, 90: 759-763.

114. Koenig R., Luddecke P. and Haeberle A.M. Detection of Beet necrotic yellow vein virus-strains, variants and mixed infections by examining singlestrand conformation polymorphisms of immunocapture RT-PCR products. // J. Gen. Virol. 1995, 76: 2051-2055.

115. Koenig R., Pleij C., Buttner G. Structure and variability of the 3' end of RNA 3 of Beet soilborne Pomovirus - a virus with uncertain pathogenic effects. //Arch.Virol. 2000, 145: 1173-1181.

116. Koenig R., Kastirr U., Holtschulte B., Demi G., Varrelmann M. Distribution of various types and P25 subtypes of Beet necrotic yellow vein virus in

Germany and other European countries. // Arch Virol. 2008, 153(11): 21392144.

117. Kollär A., Thole V., Dalmay T., Salamon P., Baläzs E. Efficient pathogen-derived resistance induced by integrated potato virus Y coat protein gene in tobacco //Biochimie. 1993, 75 (7): 623-629.

118. Koo J.C., Asurmendi S., Bick J., Woodford-Thomas T., Beachy R.N. Ecdysone agonist-inducible expression of a coat protein gene from tobacco mosaic virus confers viral resistance in transgenic Arabidopsis. // Plant J. 2004, 37: 439-448.

119. Kralovic J., Kralovic V. Relations among rhizomania disease, root content of potassium, sodium, amino nitrogen and crop yield of sugar beet. // Z. Pflanzenkr.Pflanzenschutz. 1996, 103: 561-570.

120. Kruse M., Koenig R., Hoffmann A., Kaufmann A., Commandeur U., Solovyev A.G., Savenkov I., Burgermeister W. Restriction fragment length polymorphism analysis of reverse transcription-PCR products reveals the existence of two major strain groups of beet necrotic yellow vein virus. // J. gen. Virol. 1994, 75: 1835-1842.

121. Kuszala M., Ziegler V., Bouzoubaa S., Richards K., Putz C., Guilley H., Jonard G. Beet necrotic yellow vein virus: different isolates are serologically similar but differ in RNA composition. // Ann. Appl. Biol. 1986, 109: 155-162.

122. Kuszala M. and Putz C. // Annales de Phytopathologie. 1977, 9: 435.

123. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. 1970, 27: 680-685.

124. Lapidot M., Gafny R., Ding B., Wolf S., Lucas W.J., Beachy R.N. A dysfunctional movement protein of Tobacco mosaic virus that partially modifies the plasmodesmata and limits virus spread in transgenic plants. // Plant J. 1993,4: 959-970.

125. Leibman D., Wolf D., Saharan V., Zelcer A., Arazi T., Yoel S., Gaba V.,

Gal-On A. A high level of transgenic viral small RNA is associated with broad

122

potyvirus resistance in cucurbits. // Mol Plant Microbe Interact. 2011, 24(10): 1220-1238.

126. Lein J.C., Asbach K., Tian Y.Y., Schulte D., Li C.Y., Koch G., Jung C., Cai D.G. Resistance gene analogues are clustered on chromosome 3 of sugar beet and cosegregate with QTL for rhizomania resistance. // Genome. 2007, 50: 61-71.

127. Lemaire O., Merdinoglu D., Valentin P., Putz C., Ziegler-Graff V., Guilley H., Jonard G., Richards K. Effect of beet necrotic yellow vein virus RNA composition on transmission by Polymyxa betae. II Virology. 1988, 162: 232-235.

128. Lennefors B.L., Lindsten K., Koenig R. First record of A and B type Beet necrotic yellow vein virus in sugar beets in Sweden. // Eur. J. Plant Pathol. 2000, 106: 199-201.

129. Lennefors B.L., Savenkov E.I., Bensefelt J., Wremerth-Weich E., van Roggen P., Tuvesson S., Valkonen J.P.T. and Gielen J. dsRNA-mediated resistance to Beet necrotic yellow vein virus infections in sugar beet (Beta vulgaris L. ssp vulgaris). //Mol. Breeding. 2006, 18: 313-325.

130. Lennefors B.L., van Roggen P.M., Yndgaard F., Savenkov E.I., Valkonen J.P. Efficient dsRNA-mediated transgenic resistance to Beet necrotic yellow vein virus in sugar beets is not affected by other soilborne and aphid-transmitted viruses. // Transgenic Res. 2008, 17(2): 219-228.

131. Lewellen R.T. Performance of near-isolines of sugarbeet with resistance to rhizomania from different sources. // Proceedings of the 58th Congress of the IIRB, Brussels: Institut International de Recherches Betteravieres. 1995, 83-92.

132. Lewellen R.T. Registration of sugarbeet germplasm lines C78, C80, and C82. // Crop Sci. 1997,37: 1037.

133. Lewellen R.T., Skoyen I.O., Erichsen A.W. Breeding sugarbeet for resistance to rhizomania: evaluation of host-plant reactions and selection for and inheritance of resistance. // Proceedings of the 50th Congress of the IIRB, Brussels: Institut International de Recherches Betteravieres. 1987, 139-156.

134. Li J.G., Liu H.X., Chen L.F., Gu C., Allen C., et al. PopW of Ralstonia solanacearum, a new two-domain harpin targeting the plant cell wall. // Mol Plant Pathol. 2010, 11(3): 371-381.

135. Lindbo J.A., Silva-Rosales L., Proebsting W.M. and Dougherty, W.G. Induction of a highly specific antiviral state in transgenic plants: implications for regulation of gene expression and virus resistance. // Plant Cell. 1993, 5: 1749-1759.

136. Lindsten K. [Rhizomania - a complicated disease in sugar beets which can also occur in Sweden]. // Vaxtskyddsnoliser. 1986, 50: 111-118.

137. Link D., Schmidlin L., Schirmer A., Klein E., Erhardt M., Geldreich A., Lemaire O., Gilmer D. Functional characterization of Beet necrotic yellow vein virus RNA-5-encoded p26 protein: evidence for structural pathogenicity determinants. //J. gen. Virol. 2005, 86: 2115-2125.

138. Liu H.Y. and Lewellen R.T. Distribution and molecular characterization of resistance-breaking isolates of Beet necrotic yellow vein virus in the United States. //Plant Dis. 2007, 91: 847-851.

139. Liu H.Y. and Lewellen R.T. Distribution and molecular characterization of resistance-breaking isolates of Beet necrotic yellow vein virus in the United States. //PlantDis. 2007, 91: 847-851.

140. Liu H.Y., Sears J.L., Lewellen R.T. Occurrence of resistancebreaking Beet necrotic yellow vein virus of sugar beet. Plant Dis. 2005, 89: 464-468.

141. Longstaff M., Brigneti G., Boccard F., Chapman S., Baulcombe D. Extreme resistance to potato virus X infection in plants expressing a modified component of the putative viral replicase. // The EMBO Journal. 1993, 12 (2): 379-386.

142. López C., Cervera M., Fagoaga C., Moreno P., Navarro L., Flores R., Peña L. Accumulation of transgene-derived siRNAs is not sufficient for RNAi-mediated protectionagainst Citrus tristeza virus in transgenic Mexican lime. // Mol Plant Pathol. 2010, 11(1): 33-41.

143. MacFarlane S.A. and Davies J.W. Plants transformed with a region of the 201-kilodalton replicase gene from pea early browning virus RNA1 are resistant to virus infection. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1992, 89: 5829-5833.

144. Malyshenko S.I., Kondakova O.A., Nazarova J.V., Kaplan I.B., Taliansky M.E. and Atabekov J.G. Reduction of tobacco mosaic virus accumulation in transgenic plants producing non-functional viral transport proteins. // J. Gen. Virol. 1993,74: 1149-1156.

145. Mannerlof M., Lennerfors B.L., Tenning P. Reduced titer of BNYVV in transgenic sugar beets expressing the BNYVV coat protein. // Euphytica. 1996, 90: 293-299.

146. Marano M.R. and Baulcombe D. Pathogen-derived resistance targeted against the negative-strand RNA of tobacco mosaic virus: RNA strand-specific gene silencing? // Plant J. 1998, 13: 537-546.

147. Martin F.N. and Whitney E.D. In-bed fumigation for control of rhizomania of sugar-beet. //Plant Dis. 1990, 74: 31-35.

148. McDonald J., Brandle F., Gleddie S., Hermans J., Kermali I. Resistance to homologous and heterologous strains of potato virus Y in transgenic tobacco carrying the PVY (N) coat protein gene. // Canadian Journal of Plant Science. 1997, 77: 167-171.

149. McGrann G.R., Grimmer M.K., Mutasa-Gottgens E.S., Stevens M. Progress towards the understanding and control of sugar beet rhizomania disease. // Mol Plant Pathol. 2009, 10(1): 129-141.

150. Meunier A., Schmit J.F. and Bragard C. Sequence analysis of Belgian BNYVV and development of a simultaneous detection of soilborne sugar-beet viruses by RT-PCR. // Proceedings of the Fifth Symposium of the International Working Group on Plant Viruses with Fungal Vectors. 2003: 9-12.

151. Meyer P., Heidmann I., Niedenhof I. Differences in DNA methylation are associated with a paramutation phenomenon in transgenic petunia. // Plant J. 1993,4: 89-100.

152. Meyer P. and Heidmann I. Epigenetic variants of a transgenic petunia line show hypermethylation in transgene DNA: an indication for specific recognition of foreign DNA in transgenic plants. // Mol Gen Genet. 1994, 243 (4): 390-399.

153. Miao W., Wang X., Li M., Song C., Wang Y., Hu D., Wang J. Genetic transformation of cotton with a harpin-encoding gene hpaXoo confers an enhanced defense response against different pathogens through a priming mechanism. // BMC Plant Biology. 2010, 15: 67.

154. Miyanishi M., Kusume T., Saito M., Tamada T. Evidence for three groups of sequence variants of beet necrotic yellow vein virus RNA5. // Arch. Virol. 1999, 144: 879-892.

155. Morozov S.Y. and Solovyev A.G. Triple gene block: modular design of a multifunctional machine for plant virus movement. // J Gen Virol. 2003, 84(6): 1351-1366.

156. Morroni M., Thompson J.R., Tepfer M. Twenty years of transgenic plants resistant to Cucumber mosaic virus. // Mol Plant Microbe Interact. 2008, 21(6): 675-684.

157. Nagl N., Atanasov I., Rusanov K., Paunovic S., Kovacev L., Atanasov A. Advances in development of transgenic resistance to beet necrotic yellow vein virus (BNYVV) in sugar beet. // Genetika. 2005b, 37 (3): 181-189.

158. Nagl N., Atanassov I., Roussanov K., Paunovich S., Atanassov A., Kovachev L. Construction of plant transformation vectors carrying beet necrotic yellow vein virus coat protein gene (II)- plant transformation. // Biotechnol. & Biotechnol. Eq. 2005a, 19 (3): 39-45.

159. Nagl N., Atanassov I., Roussanov K., Paunovich S., Atanassov A., Kovachev L. Construction of plant transformation vectors carrying beet necrotic yellow vein virus coat protein gene (I) - transformation vectors. // Biotechnol. & Biotechnol. Eq. 20056, 19 (2): 80-86.

160. Napoli C., Lemieux C., Jorgensen R. Introduction of a chimeric chalcone synthase gene into Petunia results in reversible cosuppression of homologous genes in trans. // Plant Cell. 1990, 2: 279-289.

161. Neuhuber F., Park Y.D., Matzke A.J., Matzke M.A. Susceptibility of transgene loci to homology-dependent gene silencing. // Mol Gen Genet. 1994, 244(3): 230-241.

162. Nickel H., Kawchuk L., Twyman R.M., Zimmermann S., Junghans H., Winter S., Fischer R., Priifer D. Plantibody-mediated inhibition of the Potato leafroll virus PI protein reduces virus accumulation. // Virus Res. 2008, 136 (1-2): 140-145.

163. OEPP/ EPPO. First record of Beet necrotic yellow benyvirus in Morocco. European and Mediterranean Plant Protection Organization (OEPP/ EPPO). EPPO Reporting Service, 2005/102. 2005, №7.

164. OEPP/CABI (1996) Beet necrotic yellow vein virus. // Quarantine Pests for Europe, 2nd edn. CAB International, Wallingford (GB).

165. Pandolfmi T., Molesini B., Avesani L., Spena A., Polverari A. Expression of self-complementary hairpin RNA under the control of the rolC promoter confers systemic disease resistance to plum pox virus without preventing local infection. // BMC Biotechnol. 2003, 3: 7.

166. Pang S.Z., Jan F.J., Carney K., Stout J., Tricoli D.M., Quemada H.D., Gonsalves D. Post-transcriptional transgene silencing and consequent tospovirus resistance in transgenic lettuce are affected by transgene dosage and plant development. //Plant Journal. 1996, 9: 899-909.

167. Paul H., Henken B., Alderlieste M.F.J. A greenhouse test for screening sugar beet (Beta vulgaris) for resistance to Beet necrotic yellow vein virus (BNYVV). // Neth. J. Plant Pathol. 1992a. 98: 65-75.

168. Paul H., Henken B., Debock T.S.M., Lange W. Resistance to Polymyxa betae in Beta species of the Section Procumbentes, in hybrids with Beta

vulgaris and in monosomic chromosome additions of Beta procumbens in Beta vulgaris. //Plant Breeding. 1992b, 109: 265-273.

169. Paul H., Henken B., Scholten O.E., De Bock T.S.M., Lange W. Variation in the level of infection with Polymyxa betae and its effect on infection with Beet necrotic yellow vein virus in beet accession of the sections Beta and Corollinae. II Proceedings of the Second Symposium of the International Working Group on Plant Viruses with Fungal Vectors (Hiruki, C. ed.). 1993a: 133-136.

170. Paul H., Henken B., Scholten O.E., Lange W. Use of zoospores of Polymyxa betae in screening beet seedlings for resistance to Beet necrotic yellow vein virus. //Neth. J. Plant Pathol. 1993b, 99: 151-160.

171. Pavli O.I., Panopoulos N.J., Goldbach R., Skaracis G.N. BNYVV-derived dsRNA confers resistance to rhizomania disease of sugar beet as evidenced by a novel transgenic hairy root approach. //Transgenic Res. 2010, 19 (5): 915-922.

172. Pavli O.I., Kelaidi G.I., Tampakaki A.P., Skaracis G.N. The hrpZ gene of Pseudomonas syringae pv. phaseolicola enhances resistance to rhizomania disease in transgenic Nicotiana benthamiana and sugar beet. // PLoS One. 2011, 6 (3): el7306.

173. Powell-Abel P., Nelson R.S., De B., Hoffmann N., Rogers S.G., Fraley R.T., Beachy R.N. Delay of disease development in transgenic plants that express the tobacco mosaic virus coat protein gene. // Science. 1986, 232: 738-743.

174. Prins M. and Goldbach R.W. RNA-mediated virus resistance in transgenic plants. //Arch Virol. 1996, 141: 2259-2276.

175. Prins M., Laimer M., Noris E., Schubert J., Wassenegger M., Tepfer M. Strategies for antiviral resistance in transgenic plants. // Mol Plant Pathol. 2008, 9 (1): 73-83.

176. Putz C. Composition and structure of beet necrotic yellow vein virus. // J. gen. Virol. 1977, 35: 397-401.

177. Putz C., Pinck M., Fritsch C., Pinck L. Identification of the 3'- and 5'- ends of beet necrotic yellow vein virus RNAs. // FEBS. 1983, 156: 41-46.

178. Quillet L., Guilley H., Jonard G., Richards K. In vitro synthesis of biologically active beet necrotic yellow vein virus RNA. // Virology, 1989, 172 (1): 293-301.

179. Rahim M.D., Andika I.B., Han C., Kondo H., Tamada T. RNA4-encoded p31 of Beet necrotic yellow vein virus is involved in efficient vector transmission, symptom severity and silencing suppression in roots. // J. Gen. Virol. 2007, 88: 1611-1619.

180. Ratcliff F.G., Harrison B.D., Baulcombe D. A similarity between viral defense and gene silencing in plants. // Science. 1997, 276: 1558-1560.

181. Resca R, Basaglia M., Poggiolini S., Vian P., Bardin S., Walsh U.F., Barreiros C.M.E., O'Gara F., Nuti M.P., Casella S., Peruch U. An integrated approach for the evaluation of biological control of the complex Polymyxa betae/Beet necrotic yellow vein virus, by means of seed inoculants. 11 Plant and Soil. 2001, 232: 215-226.

182. Richard-Molard M. Beet rhizomania disease: the problem in Europe. // Brighton Crop Protection Conference. Croydon: British Crop Protection Council. 1984, 837-845.

183. Richard-Molard M.S. Rhizomania: a world-wide danger to sugar beet. // Span. 1985,28: 92-94.

184. Richards K., Jonard G., Guilley H., Ziegler V., Putz C. In vitro translation of beet necrotic yellow vein virus RNA and studies of sequence homology among the RNA species using cloned cDNA probes. // J. gen. Virol. 1985, 66: 345-350.

185. Richards K.E. and Tamada T. Mapping functions on the multipartite genome of Beet necrotic yellow vein virus. // Annu. Rev. Phytopathol. 1992, 30: 291-313.

186. Rott M. E. and Jelkman W. Characterization and detection of several filamentous viruses of cherry: Adaptation of an alternative cloning method (DOP-PCR) and modification of an RNA extraction protocol. // Eur. J. Plant Pathol. 2001. 107:411-420.

187. Rush C.M. Ecology and epidemiology of benyviruses and plasmodiophorid vectors. // Annu Rev Phytopathol. 2003, 41: 567-5692.

188. Rush C.M., Heidel, G.B. Furovirus diseases of sugar beets in the United States. //Plant Dis. 1995, 79: 868-875.

189. Rush C.M., Liu H.-Y., Lewellen R.T., Acosta-Leal R. The continuing saga of rhizomania of sugar beets in the United States. // Plant Dis. 2006, 90: 4-15.

190. Safarnejad M.R., Fischer R, Commandeur U. Recombinant-antibody-mediated resistance against Tomato yellow leaf curl virus in Nicotiana benthamiana. II Arch Virol. 2009, 154(3): 457-467.

191. Saito M., Kiguchi T., Kusume T., Tamada T. Complete nucleotide sequence of the Japanese isolate S of Beet necrotic yellow vein virus RNA and comparison with European isolates. // Arch. Virol. 1996, 141: 2163-2175.

192. Sanford J.C. and Johnston S.A. The concept of parasitederived resistance-Deriving resistance genes from the parasite's own genome. // J. Theor. Biol. 1985,113:395-405.

193. Schirmer A., Link D., Cognat V., Moury B., Beuve M., Meunier A., Bragard C., Gilmer D., Lemaire O. Phylogenetic analysis of isolates of beet necrotic yellow vein virus collected world wide. // J gen Virol. 2005, 86: 2897-2911.

194. Schmitt C., Balmori E., Jonard G., Richards K.E., Guilley H. In vitro mutagenesis of biologically-active transcripts of Beet necrotic yellow vein virus RNA-2 - evidence that a domain of the 75-kDa readthrough protein is important for efficient virus assembly. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992, 89: 5715-5719.

195. Scholten O.E. and Lange W. Breeding for resistance to rhizomania in sugar beet: a review. // Euphytica. 2000, 112: 219-231.

196. Scholten O.E., De Bock T.S.M., Klein-Lankhorst R.M., Lange W. Inheritance of resistance to beet necrotic yellow vein virus in Beta vulgaris conferred by a second gene for resistance. // Theor. Appl. Genet. 1999, 99: 740-746.

197. Scholten O.E., Jansen R.C., Keizer L.C.P., DeBock T.S.M., Lange, W. Major genes for resistance to Beet necrotic yellow vein virus (BNYVV) in Beta vulgaris. //Euphytica. 1996, 91: 331-339.

198. Scholten O.E., Paul H., Peters D., Van Lent J.W.M., Goldbach R.W. In situ localisation of Beet necrotic yellow vein virus (BNYVV) in rootlets of susceptible and resistant beet plants. // Arch. Virol. 1994, 91: 331-339.

199. Smith H.G., Hallsworth P.B. The effects of yellowing viruses on yield of sugar beet in field trials, 1985 and 1987. // Ann App Biol. 1990, 116: 503-511.

200. Steddom K., Heidel G., Jones D., Rush C.M. Remote detection of rhizomania in sugar beets. // Phytopathology. 2003, 93(6): 720-726.

201. Strausbaugh C.A., Rearick E., Gallian J.J. Influence of Beet necrotic yellow vein virus on sugar beet storability. // Plant Dis. 2008, 92: 581-587.

202. Suehiro N., Natsuaki T., Watanabe T., Okuda S. An important determinant of the ability of Turnip mosaic virus to infect Brassica spp. and/or Raphanus sativus is in its P3 protein. // J Gen Virol. 2004, 85 (7): 2087-2098.

203. Tamada T. and Abe H. Evidence that beet necrotic yellow vein virus RNA-4 is essential for efficient transmission by the fungus Polymyxa betae. II J gen Virol. 1989, 70:3391- 3398.

204. Tamada T. and Baba T. Beet necrotic yellow vein virus from rhizomania-affected sugar beet in Japan. // Ann. Phytopath. Soc. Japan. 1973, 39: 325-332.

205. Tamada T. and Kusume T. Evidence that the 75K readthrough protein of beet necrotic yellow vein virus RNA-2 is essential for transmission by fungus Polymyxa betae. II J. gen. Virology. 1991, 72: 1497-1504.

206. Tamada T. Beet necrotic yellow vein virus. CMI/AAB. Descriptions of Plant Viruses. 1975, №144.

207. Tamada T. Benyviruses. In: Webster R. and Granoff A. Encyclopedia of virology, 2nd ed., vol.11. Academic Press, New York. 1999, 154-160.

208. Tamada T., Kusume T., Uchino H., Kiguchi T., Saito M. Evidence that Beet necrotic yellow vein virus RNA-5 is involved in symptom development in

sugar-beet roots. // Proceedings of the Third Symposium of the International Working Group on Plant Viruses with Fungal Vectors. 1996a, 49-52.

209. Tamada T., Miyanishi M., Kondo H., Chiba H., Han C.G. Pathogenicity and molecular variability of Beet necrotic yellow vein virus isolates from Europe, Japan, China and the United States. // Proceedings of the Fifth Symposium of the International Working Group on Plant Viruses with Fungal Vectors. 2003, 13-16.

210. Tamada T., Schmitt C., Saito M., Guilley H., Richards K., Jonard G. High resolution analysis of the readthrough domain of Beet necrotic yellow vein vims readthrough protein: a KTER motif is important for efficient transmission of the virus by Polymyxa betae. II J. Gen. Virol. 1996, 77: 1359-1367.

211. Tamada T., Schmitt C., Saito M., Guilley H., Richards K., Jonard G. High resolution analysis of the readthrough domain of Beet necrotic yellow vein virus readthrough protein: a KTER motif is important for efficient transmission of the virus by Polymyxa betae. II J. Gen. Virol. 1996b, 77: 1359-1367.

212. Tamada T., Shirako Y., Abe H., Saito M., Kigushi T., Harada T. Production and pathogenicity of isolates of beet necrotic yellow vein virus with different numbers of RNA components. // J gen Virol. 1989, 70: 3399-3409.

213. Tamada T., Uchino H., Kusume T., Saito M. RNA 3 deletion mutants of beet necrotic yellow vein virus do not cause rhizomania disease in sugar beets. //Phytopathology. 1999, 89: 1000-1006.

214. Tavladoraki P., Benvenuto E., Trinca S., Demartinis D., Cattaneao A., Galeffi P. Transgenic plants expressing a functional singlechain Fv antibody are specifically protected from virus attack. // Nature. 1993, 366: 469-472.

215. Tenllado F. and Diaz-Ruiz J.R. Double-stranded RNA-mediated interference with plant virus infection. // J Virol. 2001, 75(24): 12288-12297.

216. Tenllado F., Garcia-Luque I., Serra M.T., Diaz-Ruiz J.R. Resistance to pepper mild mottle tobamovirus conferred by the 54-kDa gene sequence in transgenic plants does not require expression of the wild-type 54-kDa protein. // Virology. 1996, 219: 330-335.

217. Tenllado F., Llave C., Diaz-Ruiz J.R. RNA interference as a new biotechnological tool for the control of virus diseases in plants. // Virus Res. 2004, 102: 85-96.

218. Tennant P., Fermin G., Fitch M.M., Manshardt R.M., Slightom J.L., Gonsalves D. Papaya ringspot virus resistance of transgenic rainbow and SunUp is affected by gene dosage, plant development, and coat protein homology. // European Journal of Plant Pathology. 2001. 107 (6): 645-653.

219. Tricoli D.M., Carney K.J., Russell P.F., McMaster J.R, Groff D.W., Hadden K.C., Himmel P.T., Hubbard J.P., Boeshore M.L., Quemada H.D. Field evaluation of transgenic squash containing single or multiple virus coat protein gene constructs for resistance to cucumber mosaic virus, watermelon mosaic virus 2, and zucchini yellow mosaic virus.//Biotechnology. 1995, 13: 1458-1465.

220. Tuitert G. Assessment of the inoculum potential of Polymyxa betae and beet necrotic yellow vein virus (BNYVV) in soil using the most probable number method. //Eur. J. Plant Pathol. 1990, 96: 331-341.

221. Valentin C., Dunoyer P., Vetter G., Schalk C., Dietrich A., Bouzoubaa S. Molecular basis for mitochondrial localization of viral particles during Beet necrotic yellow vein virus infection. // J. Virology. 2005, 79: 9991-10002.

222. Van der Krol A.R., Mur L.A., Beld M., Mol J.N., Stuitje A.R. Flavonoid genes in petunia: addition of a limited number of gene copies may lead to a suppression of gene expression. // Plant Cell. 1990, 2: 291-299.

223. Van der Wilk F., Posthumus-Lutke Willink D., Huisman M.J., Huttinga H., Goldbach R. Expression of the potato leafroll luteovirus coat protein gene in transgenic potato plants inhibits viral infection. // Plant Mol Biol. 1991, 17(3): 431-439.

224. Van Haute E., Joos H., Maes M., Warren G., Van Montagu M., Schell J. Intergeneric transfer and exchange recombination of restriction fragments cloned in pBR322: a novel strategy for the reversed genetics of the Ti plasmids of Agrobacterium tumefaciens. 11EMBO J. 1983, 2(3): 411-417.

225. Verchot-Lubicz J., Rush C.M., Payton M., Colberg T. Beet necrotic yellow vein virus accumulates inside resting spores and zoosporangia of its vector Polymyxa betae BNYVV infects P. betae. // Virol. J. 2007, 4: 37.

226. Vetter G., Hily J.M., Klein E., Schmidlin L., Haas M., Merkle T., Gilmer D. Nucleo-cytoplasmic shuttling of the Beet necrotic yellow vein virus RNA-3-encoded p25 protein. // J. Gen. Virol. 2004, 85: 2459-2469.

227. Voinnet O. Induction and suppression of RNA silencing: insights from viral infections. //Nature Rev Genet. 2005, 6: 206-220.

228. Voinnet O. RNA silencing as a plant immune system against viruses. // Trends Genet. 2001, 17: 449-459.

229. Ward L., Koenig R., Budge G., Garrido C., McGrath C., Stubbley H., Boonham N. Occurrence of two different types of RNA-5-containing Beet necrotic yellow vein virus in the UK. // Arch. Virol. 2007, 152: 59-73.

230. Waterhouse P.M., Wang M.B., Lough T. Gene silencing as an adaptive defence against viruses. // Nature. 2001, 411: 834-842.

231. Wei Z.M., Laby R.J., Zumoff C.H., Bauer D.W., He S.Y., Collmer A., Beer S.V. Harpin, elicitor of the hypersensitive response produced by the plant pathogen Erwinia amylovora. II Science. 1992, 257: 85-88.

232. Whitney E.D., Martin F.M. Preplant soil fumigation for the control of rhizomania of sugar beet. // Abstracts of the Fifth International Congress of Plant Pathology, Kyoto, Japan. 1988, 454.

233. Winner C. Terminologische fragen in der rizomaniaforschung. // Zuckerindustrie. 1988, 113: 597-600.

234. Wisler G.C. and Duffus J.E. A century of plant virus management in the Salinas valley of California, 'East of Eden'. // Virus Res. 2000, 71(1-2): 161169.

235. Xie Z. and Chen Z. Harpin-induced hypersensitive cell death is associated with altered mitochondrial functions in tobacco cells. // Mol. Plant-Microbe Interact. 2000, 13: 183-190.

236. Yardimci N. andH. Qulal K1I19. Identification of Beet necrotic yellow vein virus in Lakes District: A Major Beet Growing Area in Turkey. // Indian Journal of Virology. 2011, 22 (2), 127-130.

237. Yu T.A., Chiang C.H., Wu H.W., Li C.M, Yang C.F., Chen J.H., Chen Y.W., Yeh S.D. Generation of transgenic watermelon resistant to Zucchini yellow mosaic virus and Papaya ringspot virus type W. // Plant Cell Rep. 2011, 30(3): 359-371.

238. Zhang L., Xiao S., Li W., Feng W., Li J., Wu Z, Gao X., Liu F., Shao M. Overexpression of a Harpin-encoding gene hrfl in rice enhances drought tolerance. // J Exp Bot. 2011, 62 (12): 4229-4238.

239. Zimmermann S., Schillberg S., Liao Y.C., Fischer R. Intracellular expression of TMV-specific single-chain Fv fragments leads to improved virus resistance in Nicotiana tabacum. 11 Mol. Breeding. 1998, 4: 369-379.

240. Апасов И.В. Ризомания в России: мифы или реальность? // Сахарная свекла. 2007, 8: 10-16.

241. Борисенко Г.В., Корниенко А.С., Васильева Н.А. Ризомания - опасная болезнь сахарной свеклы. Агропромиздат. 1989. 7с.

242. Доспехов Б.А. Методика полевого опыта (с основами статистической обработки результатов исследований). Москва. «Агропомиздат». 1985: 351с.

243. Корниенко А.В., Стогниенко О.И., Сухоруких В.А., Бердников Р.В., Селиванова Г.А., Приходько Ю.Н., Завриев С.К., Рязанцев А.Ю., РоикН.В., Нурмухамедов А.К. Методические рекомендации по диагностике вирусного заболевания сахарной свеклы - ризомании (некротического пожелтения жилок). Рамонь-Москва. 2008.

244. Лакин Г.Ф. Биометрия. Москва. «Высшая школа». 1985: 276с.

245. Лялько И.М. Изучение вирусных болезней сахарной свеклы в процессе селекции на повышение устойчивости к заболеваниям. Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук. Рамонь. 2001. 133с.

246. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование. Москва. «Мир». 1984: 480с.

247. Можаева К.А., Гирсова Н.В., Кастальева Т.Б. Изучение возможности передачи семенами сахарной свеклы вируса некротического пожелтения жилок свеклы - возбудителя ризомании. // Сахарная свекла. 2009, 5: 25-29.

248. Приходько Ю.Н., Живаева Т.С., Шнейдер Ю.А. Отчет по результатам исследований на тему: «Выявление возбудителя ризомании - бенивируса некротического пожелтения жилок свеклы (ВЫУУУ) в образцах сахарной свеклы из ряда хозяйств Центрального Черноземного региона России и отработка некоторых вопросов иммунодиагностики этого вируса» Федеральное государственное учреждение «Всероссийский центр карантина растений» Москва. 2007.

249. Шпаар Д. Ризомания - опасная болезнь, способная унести до 90% урожая. // Сахарная свекла. 2004, 5: 18-24.

250. Штротман К., Бокхольт К. Зайцева И. Сахарная свекла: новые сорта. // Новое сельское хозяйство. 2010, 6: 44-46.