Ингибиторы протеиназ типа Кунитца из картофеля: молекулярное клонирование и экспрессия генов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Сперанская, Анна Сергеевна

• Сперанская, Анна Сергеевна
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Сперанская, Анна Сергеевна

1. ВВЕДЕНИЕ.

2. БЕЛКОВЫЕ ИНГИБИТОРЫ ПРОТЕИНАЗ: СТРУКТУРА, ФУНКЦИИ И КОДИРУЮЩИЕ ИХ ГЕНЫ (ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ).

2.1. Ингибиторы протеиназ, общая характеристика.

2.1.1. Классификация и распространение.

2.1.2. Структура молекул ингибиторов.

2.1.3. Механизмы ингибирования.

2.2. Геномная организация генов, кодирующих ингибиторы протеиназ

2.2.1. Множественность генов, кодирующих ингибиторы протеиназ.

2.2.2. Локализация генов ингибиторов в геноме.

2.2.3. Образование дуплицированных повоторов генов ингибиторов.

2.3. Дифференциальная экспрессия генов, кодирующих ингибиторы протеиназ.

2.4. Эволюция генов, кодирующих ингибиторы протеиназ.

2.5. Семейство соевого ингибитора трипсина Кунитца (SKTI).

2.6. Функции ингибиторов протеиназ в растениях.

2.6.1. Участие в защитной системе.

2.6.2. Контроль in vivo эндогенных ферментов.

2.6.3. Запасные белки растений.

2.7. Ингибиторы протеиназ типа Кунитца из картофеля.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Ингибиторы протеиназ типа Кунитца из картофеля: молекулярное клонирование и экспрессия генов»

Ингибиторы протеолитических ферментов представляют собой большую группу белков, способных образовывать комплексы с протеиназами, в составе которых ферменты утрачивают свою активность. Белковые ингибиторы протеиназ обнаружены у представителей всех доменов живых организмов. Эти белки на основании особенностей строения их молекул разделяют на структурные семейства, число которых различается в зависимости от принятой системы классификации [159, 216]. Ингибиторы, принадлежащие к семейству соевого ингибитора трипсина Кунитца (SKTI, soybean Kunitz trypsin inhibitor), широко распространены среди растений различных систематических групп, как однодольных, так и двудольных. Представители этого семейства могут подавлять активность сериновых, цистеиновых или аспартатных протеиназ, помимо этого некоторые белки проявляют активность по отношению к непротеолитическим ферментам, таким, как а-амилазы и инвертазы [98, 99, 223]. Белки семейства SKTI в большом количестве присутствуют в семенах и запасающих органах растений, а также в механически поврежденных или пораженных фитопатогенами органах растений.

Физиологические функции белков семейства SKTI в организме растений окончательно не установлены, тем не менее, очевидно, что они участвуют в защите растений от патогенных микроорганизмов и насекомых-вредителей. Показано, что белки SKTI могут действовать как на экстрацеллюлярные протеиназы, секретируемые фитопатогенами и разрушающие растительную ткань, так и на протеиназы желудочно-кишечного тракта насекомых [2, 9, 11, 120, 252 ,272]. В связи с новейшими достижениями биотехнологии по созданию растений, обладающих повышенной устойчивостью к вредителям и болезням, изучение белков данного семейства имеет не только теоретическое, но также важное практическое значение.

К настоящему времени накоплено значительное количество сведений о структуре и свойствах белков-ингибиторов семейства SKTI из картофеля

Solarium tuberosum (L.), который является важнейшей сельскохозяйственной культурой. Эти белки выделяют в отдельное подсемейство и обозначают PKPI (potato Kunitz proteinase inhibitors). Установлено, что белки PKPI представлены многочисленными изоформами, которые на основании сходства N- и С-концевых аминокислотных последовательностей разделяют, по крайней мере, на пять различных структурных групп, из которых три (PKPI-A, PKPI-B и PKPI-C) относительно хорошо изучены [28, 98, 120]. Однако структурные особенности белков PKPI, определяющие специфичность взаимодействия с различными протеиназами остаются малоисследованными. Несмотря на то, что изучены биохимические свойства целого ряда белков PKPI, выделенных из клубней картофеля, их полная первичная структура, как правило, остается неизвестной. С другой стороны, значительное количество полных аминокислотных последовательностей белков PKPI восстановлено по кодирующим их нуклеотидным последовательностям, но практически нет данных о свойствах этих белков. Таким образом, исследование взаимосвязи структуры и функции новых белков PKPI, остается актуальной задачей современной биохимии.

В настоящее время установлено около сотни нуклетидных последовательностей (в основном кДНК), кодирующих белки PKPI в различных сортах картофеля, например, Provita, Saturna, Bintje, Pentland squire, Superior, Desire, Danshaku, Ulsten Sceptre [80, 98, 91, 102, 120, 247, 249]. Показано, что гены ингибиторов PKPI в геноме картофеля представлены множественными копиями и отличаются высоким уровнем полиморфизма. Действительно, различия между нуклеотидными последовательностями, относящимися к трем наиболее изученным группам, достигают 88 - 99% {PKPI-А), 85 - 99% {PKPI-B) и 54 - 99% (PKPI-C). При этом последовательности кДНК (или генов) PKPI, найденные в разных сортах картофеля, отличаются друг от друга. Это позволило высказать предположение о том, что каждый сорт картофеля содержит свой уникальный набор генов PKPI, а различия между генами обусловлены высокой скоростью их эволюции [98]. Информация о структуре ранее не изученных генов PKPI картофеля, а также растений близких видов, представляет значительный интерес, поскольку позволяет судить о процессах их формирования и образования новых форм in vivo.

В настоящей работе были поставлены цели: выделить гены PKPI из генома картофеля сорта Истринский и неклубненосного дикого вида Solanum brevidens Phill. (синоним S. palustre Poepp. ex Schltdl.), провести их сравнительный структурно-функциональный анализ, а также исследование связи между структурой и специфичностью продуктов клонированных генов. При этом были сформулированы следующие экспериментальные задачи:

1. Разработать метод полногеномного ПНР-анализа генов PKPI-А, PKPI-B и PKPI-C из растений рода Solanum, включая установление их числа и структуры. Для этого синтезировать универсальные олигонуклеотидные праймеры, специфичные к высоко консервативным фланговым последовательностям генов, кодирующих белки PKPI, и на их основе создать схему клонирования и реконструкции нуклеотидных последовательностей из набора геномных генов PKPI картофеля сорта Истринский и неклубненосного S. brevidens.

2. Провести сравнительный анализ последовательностей реконструированных генов картофеля сорта Истринский и S. brevidens, а также известных по данным литературы последовательностей PKPI из других сортов картофеля и других видов растений рода Solanum. На основании полученных данных оценить скорость эволюции генов PKPI, а также перспективность поиска новых форм ингибиторов этого подсемейства в других видах растений рода Solanum.

3. Идентифицировать вариабельные и консервативные области в последовательностях генов PKPI, а также «горячие точки» рекомбинации. Усовершенствовать классификацию последовательностей в пределах групп.

4. Разработать метод ускоренной гетерологичной экспрессии клонированных генов PKPI в клетках Escherichia coli. Получить ряд рекомбинантных белков, кодируемых новыми, ранее не изученными генами PKPI, и охарактеризовать специфичность их действия на протеиназы: трипсин, химотрипсин, субтилизин Карлсберг, протеиназу К, эластазу из лейкоцитов человека (HLE) и папаин.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Сперанская, Анна Сергеевна

6. ВЫВОДЫ:

1. Установлены последовательности 16 генов PKPI, кодирующих в геноме картофеля сорта Истринский ингибиторы протеиназ типа Кунитца. Из них 6 генов кодируют белки PKPI-A, 4 гена - PKPI-B и 6 генов - PKPI-C. Частично определены последовательности еще двух генов, кодирующих белки PKPI-C.

2. Установлены последовательности 11 генов Spls-KPI, кодирующих ингибиторы протеиназ типа Кунитца в геноме неклубненосного картофеля (Solanum brevidens Phill.), из них 6 генов кодируют белки группы А и 5 генов — белки группы В. Показано значительное сходство некоторых генов Spls-KPI из S. brevidens и PKPI групп А и В из различных сортов картофеля.

3. Получен рекомбинантный белок PKPI-B10, кодируемый геном PKPI-B10 из генома картофеля сорта Истринский. Показано, что белок PKPI-B10 эффективно подавляет активность трипсина и значительно слабее химотрипсина, но не действует на эластазу из лейкоцитов человека, субтилизин Карлсберг, протеиназу К и папаин. Белок PKPI-10 подавлял также рост и развитие фитопатогенноого гриба Fusarium culmorum.

4. Получен рекомбинантный белок PKPI-C2, кодируемый геном PKPI-C2 из генома картофеля сорта Истринский. Установлено, что белок PKPI-C2 является специфическим ингибитором субтилизина Карлсберг. Белок не действует на трипсин, химотрипсин и папаин.

5. Получены рекомбинантные белки Spls-KPI-Bl, Spls-KPI-B2, Spls-KPI-B3, Spls-KPI-B4 и Spls-KPI-B5, кодируемые соответствующими генами из генома

5. brevidens. Показано, что все рекомбинантные белки с разной степенью эффективности ингибировали трипсин и не действовали на эластазу из лейкоцитов человека и папаин. Два из них - Spls-KPI-Bl и Spls-KPI-B4, подавляли активность химотрипсина.

6. Установлено, что нуклеотидные последовательности генов PKPI содержат мозаично расположенные блоки. Полученные данные позволяют предположить, что в процессе эволюции вследствие рекомбинации кодирующие области генов PKPI растений семейства пасленовых (Solanaceae) подвергаются перестройкам, что приводит к вариабельности их структуры и, как следствие, к изменению функции кодируемых белков.

7. СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1. Сперанская А.С., Дорохин А.В., Кузнецова Т.В., Хоменков В.Г., Шевелев А.Б., Валуева Т.А. Ингибиторы сериновых протеиназ типа Кунитца из картофеля сорта Истринский / III Международная конференция «Регуляция роста, развития и продуктивности растений». Республика Беларусь. Минск. 2003.С. 265.

2. Сперанская А.С., Дорохин А.В., Новикова С.И., Шевелев А.Б., Валуева Т.А. Клонирование последовательности, кодирующей ингибитор SKTI из картофеля//Генетика. 2003. Т. 39. № 10. С. 1490-1497.

3. Сперанская А.С., Криницына А. А., Шевелев А.Б., Валуева Т.А. Ингибиторы протеиназ типа Кунитца из картофеля сорта Истринский / Тез. XVI зимней молодежной научной школы "Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии". Москва. 2004. С. 41.

4. Сперанская А.С., Криницына А.А., Шевелев А.Б., Валуева Т.А. Три группы генов, кодирующих ингибиторы протеиназ Кунитца из картофеля S. tuberosum / Материалы международной конференции "Молекулярная генетика, геномика и биотехнология". Республика Беларусь. Минск. 2004. С. 347-348.

5. Speransky A.S., Krinitsina А.А., Fasano P., Poltronieri P., Valueva T.A., Shevelev A.B., Santino A. Class A Kunitz-type proteinase inhibitor genes polymorphism in Solanum genus / SISV-SIGA joint congress. Italy. Lecce. 2004. P. 71-72.

6. Speransky A.S., Krinitsina A.A., Poltronieri P., Santino A., Protzenko M.A., Bogacheva A.M., Valueva T.A., Shevelev A.B. Cloning of the Genes encoding for class A and class В Kunitz-type proteinase inhibitor (PICPI) in S. tuberosum cv. Istrinskii, and comparison with related genes cloned in S. brevidens, S. stoloniferum and S. andigenum / l'st Solanaceae Genome Workshop. Netherlands. Wageningen. 2004. P. 93.

7. Ревина Т.А., Сперанская А.С., Кладницкая Г.В., Шевелев А.Б., Валуева Т.А. Белок-ингибитор субтилизина из клубней картофеля // Биохимия.

2004. Т. 69 № 10. С. 1345-1352.

8. Speransky A.S., Krinitsina А.А., Revina Т.А., Poltronieri P., Santino A., Shevelev A.B., Valueva T.A. Cloning the genes encoding for Kunitz-type proteinase inhibitors group С from potato. // FEBS Journal. 2005 V. 272. S. 1. P. 176-176

9. Сперанская A.C., Криницына A.A., Стеганова O.A., Шевелев А.Б., Валуева Т.А. Гены ингибитора протеиназ типа Кунитца группы С из картофеля // Материалы международной научно-практической конференции «Актуальные проблемы защиты картофеля, плодовых и овощных культур от болезней, вредителей и сорняков» Республика Беларусь. Минск. 2005. С. 248-253.

10. Сперанская А.С., Криницына А.А., Полтрониери П., Фазано П., Сантино А., Шевелев А.Б., Валуева Т.А. Ингибиторы протеиназ типа Кунитца группы В из картофеля: молекулярное клонирование генов // Биохимия.

2005. Т. 70. № з. с. 360-369.

11. Speransky A, Krinitsina A, Shevelev A, Domogatsky S, Valueva Т, Poltronieri Р, Cimaglia F, Santino A Characterization of genes coding for class A, class В and class С Kunitz-type proteinase inhibitors (PKPI) and their protein products in S. tuberosum and in S. brevidens / 2-d Solanaceae Genome Workshop. Italy. Ischia. 2005. P. 183.

12. Сперанская A.C., Криницына А.А., Полтрониери П., Сантино А., Шевелев Б.И., Ольшанский А .Я., Шевелев А.Б., Валуева Т.А. Дифференциальная детекция экспрессии генов ингибиторов протеиназ типа Кунитца в различных структурных группах у растений рода Solanum / IV международная конференция «Регуляция роста, развития и продуктивности растений». Республика Беларусь. Минск. 2005. С. 219.

13. Сперанская А.С., Криницына А.А., Стеганова О.А., Полтрониери П., Сантино А., Шевелев А.Б., Валуева Т.А. Гены ингибиторов протеиназ типа Кунитца из Solanum brevidens и Solanum tuberosum / Тез. XVII зимней молодежной научной школы "Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии". Москва. 2005. С. 63.

14. Сперанская А.С., Криницына А.А., Ревина Т.А., Герасимова Н.Г., Керученько Я.С., Шевелев А.Б., Валуева Т.А. Гетерологичная экспрессия, очистка и свойства белка-ингибитора сериновых протеиназ из картофеля. //Биохимия. 2006. Т. 71. № 11. С. 1451-1458.

15. Валуева Т.А., Ревина Т. А., Кудрявцева Н.Н., Сперанская А.С. Молекулярное клонирование и экспрессия генов ингибиторов протеиназ типа Кунитца из картофеля / V международная научная конференция «Регуляция роста, развития и продуктивности растений». Белоруссия. Минск. 2007. С. 2.

16. Ревина Т.А., Кладницкая Г.В., Сперанская А.С., Валуева Т.А. Специфический ингибитор субтилизина типа Кунитца из клубней картофеля / VI Симпозиум «Химия протеолитических ферментов». Москва. 2007. С. 111.

17. Speransky A.S., Cimaglia F., Krinitsina A.A., Poltronieri P., Fasano P., Bogacheva A.M., Valueva T.A., Halterman D., Shevelev A.B., Santino A. Kunitz-type protease inhibitors group В from Solanum palustre II Biotechnol. J. 2007 V. 2. № 11. P. 1417-1424.

18. Валуева T.A., Сперанская A.C., Ревина T.A., Шевелев А.Б. Молекулярное клонирование и экспрессия генов ингибиторов протеиназ типа Кунитца группы С из картофеля // Биоорганическая химия. 2008. Т. 34. № 3. С. 310-317.

5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Поскольку содержащиеся в растениях белки PKPI взаимодействуют с рядом протеиназ различных классов, то можно предположить, что они принимают активное участие в защите картофеля от патогенов. Такое предположение было сделано и многими исследователями, изучавшими свойства белков данного семейства и регуляцию in vivo экспрессии кодирующих их генов [80, 99, 120, 127].

В действительности косвенные доказательства того, что белки PKPI участвуют в защитной реакции растений, были получены в экспериментах ряда лаборатории. Было показано, что, хотя во взрослых листьях, стеблях и корнях картофеля отсутствует экспрессия генов PKPI-A и PKPI-B, поранение и воздействие раневыми гормонами (например, МЖК) приводит к индукции в листьях и побегах их мРНК [120, 148]. Сходные результаты были получены и в экспериментах по определению транскриптов PKPI группы С в растениях, подвергшихся воздействию жасмоновой кислоты [80].

В работах нашей лаборатории было показано, что патогенный оомицет Р. infestans (Mont.) de Вагу при выращивании на среде, содержащей белки из клубней картофеля, продуцирует комплекс сериновых протеиназ с субтилизиноподобной активностью [7]. В то же время в клубнях картофеля в ответ на поражение P. infestans накапливались белки с м.м. около 20-24 кДа [4, 266].

Было показано, что несколько рекомбинантных белков PKPI, полученных в результате экспрессии в S. pombe, оказывают подавляющее действие на рост мицелия F. moniliforme (хотя и не влияют на рост ряда других патогенных грибов) [98].

Токсичность рекомбинантного белка PKPI-10, исследованного в настоящей работе, по отношению к фитопатогенному грибу F. culmorum также свидетельствует в пользу предположения об участии белков данного семейства в защите картофеля от вредителей.

Исследование свойств ранее не изученных белков PKPI представляет значительный практический интерес, поскольку открывает дополнительные возможности для создания трансгенных растений с заданной устойчивостью по отношению к определенным патогенным организмам. Поливариантность и множественность белков данного семейства, а также достаточно сложная процедура по очистке индивидуальных белков из растений, дающая низкий количественный выход конечного продукта, позволяют заключить, что исследование свойств на примере рекомбинантных белков более продуктивно.

В настоящем исследовании предложен метод гетерологичной экспрессии генов PKPI в Е. coli с последующей очисткой рекомбинантных белков до гомогенного состояния, который позволяет получать активные ингибиторы протеиназ. Следует отметить, что в работе [98] была изучена возможность получения в эукариотической дрожжевой системе рекомбинантных белков PKPI, соединеных с посторонним белком GST, что приводит к снижению или даже отсутствию биологической активности. Таким образом, метод, предложенный в настоящем исследовании, следует считать более удачным, поскольку он позволяет получать белки с высокой биологической активностью.

Сравнительное исследование последовательностей генов PKPI позволяет предположить, что эволюция белков PKPI, происходящей в процессе адаптации растений к появлению новых форм патогенных организмов, важную роль играет межгенная рекомбинация. При этом, наряду с обменом участками между генами PKPI, относящимися к одной структурной группе, вероятно, существует также обмен участками между генами различных групп. Это предположение согласуется с мнением, высказанным в обзоре [47], в котором рассматриваются эволюционные механизмы, приводящие к формированию новых форм ингибиторов. В ней также предполагается, что множественные гены, кодирующие ингибиторы протеиназ, подвержены быстрым адаптационным изменениям, хотя рекомбинация и не рассматривается в качестве основного механизма эволюции. Однако следует отметить, что вариабельность множественных дуплицированных генов, кодирующих белки защитных систем растений (например, белки, содержащие NBS-LRR-домены), объясняют именно межгенной рекомбинацией с последующей конверсией генов, сопровождаемой постепенно накапливающимися мутациями [186].

Множественность генов PKPI в геноме пасленовых, наряду с высокой скоростью их модификации последовательностей в процессе эволюции и гибридным происхождением разных сортов картофеля, создававшихся с привлечением различных диких видов, обусловливают уникальность и полиморфность кодируемых ими белков.

Примененный в настоящей - работе метод полногеномного анализа позволил быстро и достаточно эффективно исследовать гены PKPI в геномах не изученных сортов и видов картофелей. В то же время анализ, осуществленный с помощью специализированного программного обеспечения, позволил локализовать расположение «горячих» точек рекомбинации, что открывает возможности создания искусственных генов PKPI, кодирующих белки с новыми, заданными свойствами. Поскольку имеются основания предполагать, что по крайней мере некоторые из выделенных участков, между которыми располагаются точки рекомбинации, соответствуют областям, включающим функционально значимые детерминанты, то конструированию искусственных генов, вероятно, должны предшествовать работы по детальному исследованию взаимосвязи структуры таких участков и свойств белка.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Сперанская, Анна Сергеевна, 2008 год

1. Валуева Т.А., Мосолов В.В. Белки-ингбиторы протеиназ в семенах. 1. Классификация, распространение, структура и свойства // Физиология растений. 1999. Т. 46. № 3. С. 362-387.

2. Валуева Т.А., Мосолов В.В. Роль ингибиторов протеолитических ферментов в защите растений // Успехи биологической химии. 2002. Т. 42. С. 193-216.

3. Валуева Т.А., Мосолов В.В. Роль ингибиторов протеолитических ферментов в защите растений от патогенных микроорганизмов // Биохимия. 2004. Т. 69. № 11. С. 1600-1606.

4. Валуева Т.А., Ревина Т.А., Гвоздева Е.Л., Герасимова Н.Г., Ильинская Л.И., Озерецковская O.JI. Влияние элиситоров на накопление ингибиторов протеиназ в пораненных клубнях картофеля // Прикл. биохимия и микробиология. 2001. Т. 37. № 5. С. 601-606.

5. Валуева Т.А., Ревина Т.А., Кладницкая Г.В., Мосолов В.В., Ментеле Р. Первичная структура 21кДа-белка из клубней картофеля // Биохимия. 1999. V. 64. № 11. Р. 1489-1498.

6. Валуева Т.А., Ревина Т.А., Кладницкая Г.В., Мосолов В.В. Реактивные центры 21кДа-белка-ингибитора сериновых протеиназ из клубней картофеля // Биохимия. 1999. V. 64. № 9. Р. 1274-1279.

7. Гвоздева E.JL, Иевлева Е.В., Герасимова Н.Г., Озерецковская О.Л., Валуева Т.А. Экзопротеиназы оомицета Phytohpthora infestans II Прикладная биохимия и микробиология. 2004, 40. № 2, 194-200.

8. Ежова Т.А., Солдатова О.П., Пенин А.А., Шестаков С.В. Молекулярно-генетическое картирование генома растений. М.: МАКС Пресс. 2002. С. 70.

9. Кладницкая Г.В., Валуева Т.А., Ермолова Н.В., Ильинская Л.И., Герасимова Н.Г., Мосолов В.В. Накопление ингибиторов протеиназ в диффузатах клубней картофеля при инфицировании возбудителем фитофтороза// Физиология растений. 1996. Т. 43. № 5. С. 701-706.

10. Люблинская Л.А., Якушева Л.Д., Степанов В.М. Синтез пептидных субстратов субтилизина и их аналогов // Биоорган, химия. 1977. Т. 3. № 2. С. 273-279.

11. И. Мосолов В.В., Валуева Т.А. Ингибиторы протеиназ и их функции у растений // Прикл. биох. микробиол. 2005. Т. 41. № 3. С. 261-282.

12. Попкова К.В., Шнейдер Ю.И., Воловик А.С., Шмыгля В.А. Болезни картофеля. М.: «Колос». 1980 С. 74.

13. Симаков Е.А., Анисимов Б.В., Склярова Н.П., Яшина И.М., Еланский С.Н. Сорта картофеля, возделываемые в России: Каталог РАСХН ВНИИКХ. М.: Ежегодное приложение к газете «Картофелевод». 2005. С. 348.

14. Тарчевский И.А. Сигнальные системы клеток растений. М.: Наука. 2002. С.294.

15. Appenroth K.J., Augsten H. An improvement of the protein determination in plant tissues with the dye-binding method according to BRADFORD // Biochim. Physiol Pflanzen. 1987. V. 182. P. 85-89.

16. Arnon R., Shapira E. Antibodies to papain. A selective fractionation according to inhibitory capacity//Biochemistry. 1967. V. 6 № 12. P. 3942-3950.

17. Arnone M.I., Davidson E.H. The hardwiring of development: organization and function of genomic regulatory systems // Development. 1997. V. 124'. № 10. P. 1851-1864.

18. Ashida Y., Matsushima A., Tsuru Y., Hirota Т., Hirata T. Isolation and sequencing of a cDNA clone encoding a 20-kDa protein with trypsin inhibitory activity // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2000. V. 64. № 6. P. 1305-1309.

19. Azarkan M., Dibiani R., Goormaghtigh E., Raussens V., Вaeyens-Volant D. The papaya Kunitz-type trypsin inhibitor is a highly stable beta-sheet glycoprotein // Biochim. Biophys. Acta. 2006. V. 1764. № 6. P. 1063-1072.

20. Banfalvi Z., Molnar A., Molnar G., Lakatos L., Szabo L. Starch synthesis, and tuber storage protein genes are differently expressed in Solanum tuberosum and in Solanum brevidens // FEBS Lett. 1996.- V. 383 № 3. P. 159-164.

21. Barbour K.W., Wei F., Brannan C., Flotte T.R., Baumann H., Berger F.G.- The murine alpha(l)-proteinase inhibitor gene family: polymorphism, chromosomal location, and structure // Genomics. 2002. V. 80. № 5. P. 515522.

22. Barta E., Pintar A., Pongor S. Repeats with variations: accelerated evolution ofthe Pin2 family of proteinase inhibitors // Trends. Genet. 2002. V. 18. № 12. P. 600-603.

23. Baumgarten A., Cannon S., Spangler R., May G. Genome-level evolution of resistance genes in Arabidopsis thaliana II Genetics. 2003 V. 165 № 1. P. 309319.

24. Bauw G., Nielsen H.V., Emmersen J., Nielsen K.L., Jorgensen M., Welinder K.G. Patatins, Kunitz protease inhibitors and other major proteins in tuber of potato cv. Kuras //FEBS J. 2006. V. 73. № 15. P. 3569-3584.

25. Benarafa C., Remold-O'Donnell E. The ovalbumin serpins revisited: perspective from the chicken genome of clade В serpin evolution in vertebrates // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2005. V. 102. № 32. P. 11367-11372.

26. Betz A., Hofsteenge J., Stone S.R. Ionic interactions in the formation of the thrombin-hirudin complex // Biochem. J. 1991. V. 275. № 3. P. 801-803.

27. Beuning L.L., Spriggs T.W., Christeller J.T. Evolution of the proteinase inhibitor I family and apparent lack of hypervariability in the proteinase contact loop // J. Mol. Evol. 1994. V. 39. № 6. P. 644-654.

28. Bhattacharyya A., Mazumdar S., Leighton S.M., Babu C.R. A Kunitzproteinase inhibitor from Archidendron ellipticum seeds: purification, characterization, and kinetic properties // Phytochemistry. 2006. V. 67. № 3. V. 232-241.

29. Bieth J., Wermuth C.G. The action of elastase on p-nitroanilide substrates // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1973. 53(2):383-90.

30. Bradshaw H.DJr., Hollick J.B., Parsons T.J., Clark H.R.G., Gordon M.P. Systemically wound-responsive genes in poplar tree encode proteins similar to sweet potato sporamins and legume Kunitz trypsin inhibitors // Plant Mol. Biol. 1990. V. 14. P. 51-59.

31. Brenner E.D., Lambert K.N., Kaloshian I., Willamson V.M. Characterization of LeMir, a Root-Knot Nematode-Induced gene in tomato with an encoded product secreted from the root // Plant Physiol. 1998. V. 118. P. 237-247.

32. Brillard-Bourdet M., Nguyen V., Ferrer-di Martino M., Gauthier F., Moreau T. Purification and characterization of a new cystatin inhibitor from Taiwan cobra (Naja naja atra) venom // Biochem. J. 1998. V. 331. № 1. P. 239-244.

33. Broadway R.M. Dietary regulation of serine proteinases that are resistant to serine proteinase inhibitors // J. Insect. Physiol. 1997. V. 43. № 9. P. 855-874.

34. Bronsoms S., Villanueva J., Canals F., Querol E., Aviles F.X. Analysis of the effect of potato carboxypeptidase inhibitor pro-sequence on the folding of the mature protein // Eur. J. Biochem. 2003. V. 270. № 17. P. 3641-3650.

35. Brown W.M., Dziegielewska K.M. Friends and relations of the cystatin superfamily—new members and their evolution // Protein Sci. 1997. V. 6. № 1. P. 5-12.

36. Brzin J., Popovic Т., Drobnic-Kosorok M., Kotnik M., Turk V. Inhibitors of cysteine proteinases from potato // Biol. Chem. Hoppe-Seyler. 1988. V. 369 P. 233-238.

37. Cannon S.B. and Young N.D. OrthoParaMap: Distinguishing orthologs from paralogs by integrating comparative genome data and gene phylogenies // BMC Bioinformatics. 2003. V. 4. № 35. 15 p.

38. Cannon S.B., Mitra A., Baumgarten A., Yang N.D., May G. The roles of segmental and tandem gene duplication in the evolution of> large gene families in Arabidopsis thaliana И PMC Plant Biology. 2004. V. 4. № 10. 21 p.

39. Chase T.Jr., Shaw E. p-Nitrophenyl-p'-guanidinobenzoate HC1: a new active site titrant for trypsin // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1967. V. 29. № 4. P. 508-514.

40. Christeller J.T. Evolutionary mechanisms acting on proteinase inhibitor variability // FEBS J. 2005. V. 272. № 22. P: 5710-5722.

41. Clemente A., MacKenzie D.A., Jeenes D.J., Domoney C. The effect of variation within inhibitory domains on the activity of pea protease inhibitors from the Bowman-Birk class // Protein Expr. Purif. 2004. V. 36. № 1. P. 106114.

42. Cornwall G.A, Hsia N. A new subgroup of the family 2 cystatins // Mol. Cell Endocrinol. 2003. V. 200. № 1-2. P. 1-8.

43. Cornwall G.A., Cameron A., Lindberg I., Hardy D.M., Cormier N., Hsia N. The cystatin-related epididymal spermatogenic protein inhibits the serine protease prohormone convertase 2 // Endocrinology. 2003. V. 144. P. 901-908.

44. Dasgupta J., Sen U., Dattagupta J.K. In silico mutations and molecular dynamics studies on a winged bean chymotrypsin inhibitor protein // Protein Eng. 2003. V. 16. № 7. P. 489-496.

45. Dattagupta J.K., Podder A., Chakrabarti C., Sen U., Dutta S.K., Singh M. Structure of a Kunitz-type chymotrypsin from winged bean seeds at 2.95 A resolution // Acta Crystallogr. D. Biol. Crystallogr. 1996. V. 52. № 3. P. 521528.

46. Deshimaru M., Hanamoto R., Kusano C., Yoshimi S., Terada S. Purification and characterization of proteinase inhibitors from wild soja (Glycine soja) seeds // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2002. V. 66. № 9. P. 1897-1903.

47. Deshimaru M., Yoshimi S., Shioi S., Terada S. Multigene family for Bowman-Birk type proteinase inhibitors of wild soja and soybean: the presence of two

48. BBI-A genes and pseudogenes // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2004. V. 68. № 6. P. 1279-1286.

49. Domoney C., Welham Т., Ellis N., Mozzanega P., Turner L. Three classes of proteinase inhibitor gene have distinct but overlapping patterns of expression in Pisum sativum plants // Plant Mol. Biol. 2002. V. 48. №3. P. 319-329.

50. Domoney C., Welham Т., Sidebottom C., Firmin J.L. Multiple isoforms of Pisum trypsin inhibitors result from modification of two primary gene products //FEBS Lett. 1995. V. 360. № 1. P. 15-20.

51. Duranti M., Barbiroli A., Scarafoni A., Tedeschi G., Morazzoni P. One-step purification of Kunitz soybean trypsin inhibitor // Protein Expr. Purif. 2003. V. 30. №2. P. 167-170.

52. Falco M.C., Silva-Filho M.C. Expression of soybean proteinase inhibitors in transgenic sugarcane plants: effects on natural defense against Diatraea saccharalis П Plant Physiol. Biochem. 2003. V. 41. P. 761-766

53. Fernie A.R., Willmitzer L. Molecular and biochemical triggers of potato tuber development//Plant Physiol. 2001. V. 127. P. 1459-1465.

54. Force A., Lynch M., Pickett F.B., Amores A., Yan Y., Postlethwait J. Preservation of duplicate genes by complementary, degenerative mutations // Genetics. 1999. V. 151. P. 1531-1545.

55. Forsyth S., Horvath A., Coughlin P. A review and comparison of the murine alpha 1-antitrypsin and alphal-antichymotrypsin multigene clusters with the human clade A serpins // Genomics. 2003. V. 81. № 3. P. 336-345.

56. Franco O.L., Rigden D.J., Melo F.R., Grossi-de-Sa M.F. Plant a-amylase inhibitors and their interaction with insect a-amylases. Structure, function and potential for crop protection // Eur. J. Biochem. 2002. V. 269. P. 397-412.

57. Fujinaga M., Cherney M.M., Oyama H., Oda K., James M.N.G. The molecular structure and catalytic mechanism of a novel carboxyl peptidase from Scytalidium lignicolum IIPNAS. 2004. V. 101. № 10. P. 3364-3369.

58. Garcia V.A., Freire M.G., Novello J.C., Marangoni S., Macedo M.L. Trypsin inhibitor from Poecilanthe parviflora seeds: purification, characterization, and activity against pest proteases // Protein J. 2004. V. 23. № 5. P. 343-350.

59. Gebhardt C., Valkonen J.P.T. Organisation of genes controlling disease resistant in the Potato genome // Annu. Rev. Phytopathol. 2001. V. 39. P. 79102.

60. Glaczinski H., Heibges A., Salamini F., Gebhardt K. Members of the Kunitz-type protease inhibitor gene family of potato inhibit soluble tuber invertase in vitro I I Potato Res. 2002. V. 45. P. 163-176.

61. Gomes C.E., Barbosa A.E., Macedo L.L., Pitanga J.C., Moura F.T., Oliveira

62. Goodwin R.L., Baumann H., Berger F.G. Patterns of divergence during evolution of alpha-1-proteinase inhibitors in mammals // Mol. Biol. Evol. 1996. V. 13. №2. P. 346-358.

63. Goodwin R.L., Barbour K.W., Berger F.G. Expression of the alpha 1-proteinase inhibitor gene family during evolution of the genus Mus // Mol. Biol. Evol. 1997. V. 14. № 4. P. 420-427.

64. Graham J.S., Pearce G., Merryweatherg J., Titanili K., Ericssonli L.H., Ryan C.A. Wound-induced proteinase inhibitors from tomato leaves // J. Biol. Chem. 1985. V. 260. № 11. P. 6555-6560.

65. Graham M.Y., Weidner J., Wheeler K., Pelow M.J., Graham T.L. Induced expression of pathogenesis-related protein genes in soybean by wounding and the Phytophthora sojae cell wall glucan elicitor // Physiol. Mol. Plant Pathol. 2003. V. 63. P. 141-149.

66. Groover A., Jones A.M. Tracheary element differentiation uses a novel mechanism coordinating programmed cell death and secondary cell wall synthesis // Plant Physiol. 1999. V. 119. № 2. P. 375-384.

67. Grube R.C., Radwanski E.R., Jahn M. Comparative genetics of desease resistance within the Solanaceae // Genetics. 2000. V. 155. P. 873-887.

68. Gruen L.C., Tao Z.J., Kortt A.A. Stability and physicochemical properties of a trypsin inhibitor from winged bean seed (Psophocarpus tetragonolobus (L)DC) // Biochim. Biophys. Acta. 1984. V. 791. № 3. P. 285-293.

69. Grutter M.G., Priestle J.P., Rahuel J., Grossenbacher H., Bode W., Hofsteenge J., Stone S.R. Crystal structure of the thrombin-hirudin complex: a novel mode of serine protease inhibition // EMBO J. 1990. V. 9. № 8. P. 2361-2365.

70. Habu Y., Peyachoknagul S., Umemoto K., Sakata Y., Ohno T. Structure and regulated expression of Kunitz chymotrypsin inhibitor genes in winged bean {Psophocarpus tetragonolobus (L.) DC.) // J. Biochem. 1992. V. 111. P. 249258

71. Habu Y., Fukushima H., Sakata Y., Abe H., Funada R. A gene encoding a major Kunitz proteinase inhibitor of storage organ of winged bean is also expressed in the phloem of steams // Plant Mol. Biol. 1996. V. 32. P. 1209

72. Hall T.A. BioEdit: a user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT // Nucl. Acids. Symp. Ser. 1999. V. 41. P. 95-98.

73. Hannapel DJ. Differential expression of potato tuber protein genes // Plant Physiol. 1990. V. 94. № 3. P. 919-925.

74. Hannapel D.J. Nucleotide and deduced amino acid sequence of the 22-kilodalton cathepsin D inhibitor protein of potato (Solanum tuberosum L.). // Plant Physiol. 1993. V. 101. № 2. P. 703-704.

75. Hansen D., Macedo-Ribeiro S., Verissimo P., Yoo Im.S., Sampaio M.U., Oliva

76. M.L. Crystal structure of a novel cysteinless plant Kunitz-type proteaseinhibitor // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2007. V. 360. № 4. P. 735-740.

77. Hatano K., Sawano Y., Tanokura M. Structure-function relationship of bromelain isoinhibitors from pineapple stem // Biol. Chem. 2002 V. 383. № 78. P. 1151-1156.

78. Hawkes J.G. Evolutionary relationships of wild and cultivated potatoes // www.genres.de/infos/pdfs/bd04/0406.pdf

79. Не X., Zhang J. Rapid subfiinctionalisation accompanied by prolonged and substantial neofunctionalisation in duplicate genome evolution // Genetics. 2005. V. 169. P. 1157-1164.

80. Heibges A., Glaczinski H., Ballvora A., Salamini F., Gebhardt C. Structural diversity and organization of three gene families for Kunitz-type enzyme inhibitors from potato tubers (Solarium tuberosum L.) // Mol. Gen. Genomics. 2003. V. 269. P. 526-534.

81. Heibges A., Glaczinski H., Ballvora A., Salamini F., Gebhardt C. Functional comparison of homologous members of three groups of Kunitz-type enzyme inhibitors from potato tubers (Solarium tuberosum L.) // Mol. Gen. Genomics. 2003. V. 269. P. 535-541.

82. Heitz A., Hernandez J.F., Gagnon J., Hong T.T., Pham T.T., Nguyen T.M., Le-Nguyen D., Chiche L. Solution structure of the squash trypsin inhibitor MCoTI-II. A new family for cyclic knottins // Biochemistry. 2001. V. 40. № 27. P. 7973-7983.

83. Hendriks Т., Vreugdenhil D., Stiekema W.J. Patatin and four serine proteinase inhibitor genes are differentially expressed during potato tuber development // Plant Mol. Biol. 1991. V. 17. № 3. P. 385-394.

84. Herbers K., Prat S., Willmitzer L. Cloning and characterization of a cathepsin D inhibitor gene from Solarium tuberosum LII Plant Mol. Biol. 1994. V. 26. № l.P. 73-83.

85. Heussler V.T., Dobbelaere D.A. Cloning of a protease gene family of Fasciola hepatica by the polymerase chain reaction // Mol. Biochem. Parasitol. 1994. V. 64. № l.P. 11-23.

86. Hijmans R.J., Spooner D.M. Geographic distribution of wild potato species // Arner. J. Bot. 2001. V. 88. № 11. P. 2101-2112

87. Hildmann Т., Ebneth M., Pena-Cortes H., Sanchez-Serrano J.J., Willmitzer L., Prat S. General roles of abscisic and jasmonic acids in gene activation as a result of mechanical wounding // Plant Cell. 1992. V. 4. № 9. P. 1157-1170.

88. Hill R.M., Brennan S.O., Birch N.P. Expression, purification, and functional characterization of the serine protease inhibitor neuroserpin expressed in Drosophila S2 cells // Protein Expr. Purif. 2001. V. 22. № 3. P. 406-413.

89. Hiraga K., Suzuki Т., Oda K. A novel double-headed proteinaceous inhibitor for metalloproteinase and serine proteinase // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. № 33. P. 25173-25179.

90. Holcik M., Korneluk R.G. XIAP, the guardian angel // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2001. V.2. № 7. P. 550-556.

91. Hollik J.B., Gordon M.P. Transgenic Analysis of a Hybrid Poplar Wound-lnducible Promoter Reveals Developmental Patterns of Expression Similar to That of-Storage Protein Cenes // Plant Physiol. 1995. V. 109. P. 73-85.

92. Hsia N., Cornwall G.A. Cres2 and Cres3: new members of the cystatin-related epididymal spermatogenic subgroup of family 2 cystatins // Endocrinology.2003. V. 144. № з. P. 909-915.

93. Huaman Z., Spooner D.M. Reclassification of landrace populations of cultivated potatoes (Solarium sect. Petota) // Am. J. Bot. 2002. V. 89 № 6. P. 947-965.

94. Hung C.H., Lee M.C., Lin J.Y. Inactivation of Acacia confusa trypsin inhibitor by site-specific mutagenesis // FEBS Lett. 1994. V. 353. № 3. P. 312-314.

95. Huntington J.A., Read R.J., Carrell R.W. Structure of a serpin-protease complex shows inhibition by deformation // Nature. 2000. V. 407. № 6806. P. 923-926.

96. Husmeier D, Wright F, Milne I. Detecting interspecific recombination with a pruned probabilistic divergence measure // Bioinformatics. 2005. V. 21. № 9. P. 1797-1806.

97. Ichikawa K., Vailes L.D., Pomes A., Chapman M.D. Molecular cloning, expression and modelling of cat allergen, cystatin (Fel d 3), a cysteine protease inhibitor // Clin. Exp. Allergy. 2001. V. 31. № 8. P. 1279-1286.

98. Igeta H, Tamura Y, Nakaya K, Nakamura Y, Kurihara Y. Determination of disulfide array and subunit structure of taste-modifying protein, miraculin // Biochim. Biophys. Acta. 1991. V. 1079 № 3 P. 303-307.

99. Innan H. The coalescent and infinite-site model of a small multigene family // Genetics. 2003. V. 163. № 2. P. 803-810.

100. Innan H., Kim Y. Pattern of polymorphism after strong artificial selection in a domestication event // Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2004. V. 101. № 29. P. 1066710672.

101. Ishikawa A., Ohta S., Matsuoka K., Hattori Т., Nakamura K. A family of potato genes that encode Kunitz-type proteinase inhibitors: structuralcomparisons and differential expression // Plant Cell Physiol. 1994. V. 35. P. 303-312.

102. Iwanaga S., Yamasaki N., Kimura M., Kouzuma Y. Contribution of conserved Asn residues to the inhibitory activities of Kunitz-type protease inhibitors from plants // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2005. V. 69. № 1. P. 220-223.

103. Jackson S.A., Hanneman R.E. Potential gene flow between cultivated potato and its wild tuber-bearing relatives: implications for risk assessment of transgenic potatoes //http://www.isb.vt.edu/brarg/brasym96/jackson96.htm

104. Jackson S.A., Hanneman R.E., Jr. An analysis of crossability between the culitvated potato and its wild relatives. Proceedings of the Biotechnology Risk Assessment Program. (Ed. M. Levin) Ottowa. Canada. 1996.

105. Jackson S.A., Hanneman R.E., Jr. Crossability among cultivated and wild tuber and non-tuber-bearing Solanums // Euphytica. 1999. V. 109. P. 51-67.

106. Jofuku K.D, Goldberg R.B. Kunitz trypsin inhibitor genes are differentially expressed during the soybean life cycle and in transformed tobacco plants // Plant Cell. 1989. V. 1 № 11 P. 1079-1093.

107. Jorgensen M., Bauw G., Welinder K.G. Molecular properties and activities of tuber proteins from starch potato Cv. Kuras // J. Agr. Food Chem. 2006. V. 54. P. 9389-9397.

108. Kaiserman D., Bird P.I. Analysis of vertebrate genomes suggests a new model for clade В serpin evolution // BMC Genomics. 2005. V. 6. № 167.

109. Kakade M.L., Rackis J.J., McGhee J.E., Puski G. Determination of trypsin inhibitor activity of soy products; a collaborative analysis of an improved procedure // Cereal Chem. 1974. V. 51. P. 376-382.

110. Kant R. Sweet proteins-potential replacement for artificial low calorie sweeteners //NutrJ. 2005. V. 9. P. 4-5.

111. Karrer E.E., Beachy R.N., Holt C.A. Cloning of tobacco genes that elicit the hypersensitive response // Plant Mol. Biol. 1998. V. 36. P. 681-690.

112. Keil M., Sanchez-Serrano J.J., Willmitzer L. Both wound-inducible and tuber-specific expression are mediated by the promoter of a single member of the potato proteinase inhibitor II gene family // EMBO J. 1989. V. 8. № 5. P. 1323-1330.

113. Keil M., Sanchez-Serrano J., Schell J., Willmitzer L. Localization of elements important for the wound-inducible expression of a chimeric potato proteinase inhibitor II-CAT gene in transgenic tobacco plants // Plant Cell. 1990. V. 2. № LP. 61-70.

114. Khamrui S., Dasgupta J., Dattagupta J.K., Sen U. Single mutation at PI of a chymotrypsin inhibitor changes it to a trypsin inhibitor: X-ray structural (2.15 A) and biochemical basis // Biochim. Biophys. Acta. 2005. V. 1752. № LP. 65-72.

115. Kim S., Hong Y.-N., An C.S., Lee K.-W. Expression characteristics of serine proteinase inhibitor II under variable environmental stresses in hot pepper (Capsicum annuum L.) // Plant Sci. 2001. V. 161. P. 27-33.

116. Kirchhamer C.V., Bogarad L.D., Davidson E.H. Developmental expression of synthetic cis-regulatory systems composed of spatial control elements from two different genes // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1996. V. 93. № 24. P. 13849-13854.

117. Knapp S., Bohs L., Nee M., Spooner D.M. Solanaceae-a model for linking genomics with biodiversity // Сотр. Funct Genomics. 2004. V. 5 № 3. P. 285291.

118. Koiwa H., Bressan R.A., Hasegawa P.M. Regulation of protease inhibitors and plant defense // Trends Plant Science. 1997. V. 2. № 10. P. 379-384.

119. Kojima S., Kumagai I., Miura K. Effect of inhibitory activity of mutation at reaction site P4 of the Streptomyces subtilisin inhibitor, SSI // Protein Eng. 1990. V. 3. № 6. P. 527-530.

120. Kojima S., Kumagai I., Miura K. Requirement for a disulfide bridge near the reactive site of protease inhibitor SSI (Streptomyces subtilisin inhibitor) for its inhibitory action // J. Mol. Biol. 1993. V. 230. № 2. P. 395-399.

121. Kojima S., Fujimura K., Kumagai I., Miura K. Contribution of salt bridge in the protease inhibitor SSI (Streptomyces subtilisin inhibitor) to its inhibitory action // FEBS Lett. 1994. V. 337. № 2. P. 195-199.

122. Kojima S, Furukubo S, Kumagai I, Miura K. Effects of deletion in the flexible loop of the protease inhibitor SSI (Streptomyces subtilisin inhibitor) on interactions with proteases // Protein Eng. 1993 V. 6 № 3. P. 297-303.

123. Kouzuma Y., Suetake M., Kimura M., Yamasaki N. Isolation and primary structure of proteinase inhibitors from Erythrina variegata (Linn.) var. Orientalis seeds // Biosci. Biotechnol. Biochem. 1992. V. 56. № 11. P. 18191824.

124. Kreft S., Ravnikar M., Mesko P., Pungercar J., Umek A., Kregar I., Strukelj B. Jasmonic acid inducible aspartic proteinase inhibitors from potato // Phytochemistry. 1997. V. 44. № 6. P. 1001-1006.

125. Krizaj I., Drobnic-Kosorok M., Brzin J., Jerala R., Turk V. The primary structure of inhibitor of cysteine proteinases from potato // FEBS Lett. 1993. V. 333. P. 15-20.

126. Krowarsch D., Cierpicki Т., Jelen F., Otlewski J. Canonical protein inhibitors of serine protease CMLS // Cell. Mol. Life Sci. 2003. V. 60. P. 2427-2444.

127. Ku H-M., Vision Т., Liu J., Tanksley S.D. Comparing sequiensing segments of the tomato and Arabidopsis genomes: Large scale duplication followed by selective gene loss creates a network of synteny // PNAS. 2000. V. 97. № 16. P. 9121-9126.

128. Kumar S., Tamura K., Jakobsen I.B., Nei N. MEGA2: Molecular Evolutionary Genetics Analysis software. USA: Arizona State University. Tempe. 2001.

129. Kumar S., Tamura K., Nei N. MEGA3: Integrated software for Molecular Evolutionary Genetics Analysis and sequence alignment // Brief Bioinform. 2004. V. 5 №2. P. 150-163.

130. Kunitz M. Crystalline soybean inhibitor // J. Gen. Physiol. 1946. V. 29. № 3. P. 149-154.

131. Kunitz M. Crystalline soybean trypsine inhibitor: II. General Properties // J. Gen. Physiol. 1947. V. 30. № 4. P. 291-310.

132. Kunitz M. Crystallization of a trypsin inhibitor from soybean // Science. 1945. V. 101. №3. P. 668-669.

133. Kutas J., Kondrak M., Szenthe В., Patthy A., Banfalvi Z., Nadasy M., Graf L., Asboth B. Colorado potato beetle larvae on potato plants expressing a locust proteinase inhibitor // Commun. Agric. Appl. Biol. Sci. 2004. V. 69. № 3. P. 281-287.

134. Lambert K.N., Ferrie B.J., Nombela G., Brenner E.D., Williamson V.M. Identification of genes whose transcripts accumulate rapidly in tomato // Physiol. Mol. Plant Pathol. 1999. V. 55. P. 341-348.

135. Laskowski M. Jr., Kato I. Protein inhibitors of proteinases // Ann. Rev. Biochem. 1980. V. 49. P. 593-626.

136. Lawrence P.K., Koundal K.R. Plant protease inhibitors in controls of phytophagos insects // EJB. 2002. V. 5. № 1. P. 93-109.

137. Lehle K., Wrba A., Jaenicke R. Erythrina caffra trypsin inhibitor retains itsnative structure and function after reducing its disulfide bonds // J. Mol. Biol. 1994. 239. №2. P. 276-284.

138. Lehmann P. Structure and evolution of plant disease resistance genes // J. Appl. Genet. 2002. V. 43. № 4. P. 403-414.

139. Leon J., Rojo E., Sanchez-Serrano J.J. Wound signalling in plants // J. Exp. Bot. 2001. V. 52. № 354. P. 1-9.

140. Li M., Phylip L.H., Lees W.E., Winther J.R., Dunn B.M., Wlodawer A., Kay J., Gustchina A. The aspartic proteinase from Saccharomyces cerevisiae folds its own inhibitor into a helix // Nat. Struct. Biol. 2000. V. 7. № 2. P. 113-117.

141. Lievens S., Goormachtig S., Holsters M. Nodule-enhanced protease inhibitor gene: emerging patterns of gene expression in nodule development on Sesbania rostrata II J. Exp. Bot. 2004. V. 55. № 394. P. 89-97.

142. Lynch M., Force A. The propability of duplicate gene preservation by subfunctionalisation // Genetics. 2000. V. 154. P. 459-473.

143. Lynch M., O'Hely M., Walsh В., Force A. The propability of preservation of a newly arisen gene duplicate // Genetics. 2001. V. 159. P. 1789-1804.

144. Macedo M.L., de Matos D.G., Machado O.L., Marangoni S., Novello J.C. Trypsin inhibitor from Dimorphandra mollis seeds: purification and properties //Phytochemistry. 2000. V. 54. № 6. P. 553-558.

145. Martin D.P., Williamson C., Posada D. RDP2: recombination detection and analysis from sequence alignments // Bioinformatics. 2005. V. 21. № 2. P. 260-262.

146. Martinez M., Abraham Z., Carbonero P., Diaz I. Comparative phylogenetic analysis of cystatin gene families from arabidopsis, rice and barley // Mol. Genet. Genomics. 2005. V. 273. № 5. P. 423-432.

147. Maslov S., Sneppen K., Eriksen K.A., Yan K.K. Upstream plasticity and downstream robustness in evolution of molecular networks // BMC Evol. Biol. 2004 V. 4 №9. 12 p.

148. Mazumdar-Leighton S., Broadway R.M. Identification of six chymotrypsin cDNAs from larval midguts of Helicoverpa zea and Agrotis ipsilon feeding onthe soybean (Kunitz) trypsin inhibitor // Insect. Biochem. Mol. Biol. 2001. V. 31. №6-7. P. 633-644.

149. McGuire G., Wright F. TOPAL: recombination detection in DNA and protein sequences // Bioinformatics. 1998. V. 14 № 2. P. 219-220.

150. McGuire G., Wright F. TOPAL 2.0: improved detection of mosaic sequences within multiple alignments // Bioinformatics. 2000. V. 16 № 2. P. 130-134.

151. Mello M.O., Tanaka A.S., Silva-Filho M.C. Molecular evolution of Bowman-Birk type proteinase inhibitors in flowering plants // Mol. Phylogenet. Evol. 2003. V. 27. № i.p. 103-112.

152. Mengwasser K.E., Bush L.A., Shih P., Cantwell A.M., Di Cera E. Hirudin binding reveals key determinants of thrombin allostery // J. Biol. Chem. 2005. V. 280. № 29. P. 26997-27003.

153. Mezei L.M., Storts D.S. Purification of PCR products. In: PCR Technology: Current Innovations. Boston: CRC Press. 1994.

154. Michelmore R.W., Meyers B.C. Clusters of resistance genes in plants evolve by divergent selection and a Birth-and-Death process // Genome Res. 1998. V. 8. P. 1113-1130.

155. Miller E.A., Lee M.C.S., Atkinson A.H.O., Anderson M.A. Identification of a novel four-domain member of the proteinase inhibitor II family from the stigmas of Nicotiana alata II Plant Mol. Biol. 2000. V. 42. P. 329-333.

156. Mitsumori C., Yamagishi K., Fujino K., Kikuta Y. Detection of immunologically related Kunitz and Bowman-Birk proteinase inhibitors expressed during potato tuber development // Plant Mol. Biol. 1994. V. 26. № 3.P. 961-969.

157. Molnar A, Lovas A, Banfalvi Z, Lakatos L, Polgar Z, Horvath S. Tissue-specific signal(s) activate the promoter of a metallocarboxypeptidase inhibitor gene family in potato tuber and berry // Plant Mol. Biol. 2001. V. 46. № 3. P. 301-311.

158. Moura D.S., Ryan C.A. Wound-inducible proteinase inhibitors in pepper. Differential regulation upon wounding, systemin, and methyl jasmonate // Plant Phys. 2001. V. 126. P. 289-298.

159. Murashige Т., Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco cultures // Physiol. Plant. 1962. V. 15 № 3 P. 473-497.

160. Nakamura K, Matsuota K, Mukumoto F, Watanabe N: Processing and transport to the vacuole of a precursor to sweet potato sporamin in transformed tobacco cell line BY-2 // J. Exp. Bot. 1993. V. 44 P. 331-338.

161. Nakane E., Kawakita K., Doke N., Yoshioka H. Elicitation of primary and secondary metabolism during defense in the potato // J. Gen. Plant Pathol. 2003. V. 69. P. 378-384.

162. Negreiros A.N., Carvalho M.M., Xavier Filho J., Blanco-Labra A., Shewry P.R., Richardson M. The complete amino acid sequence of the major Kunitz trypsin inhibitor from the seeds of Prosopsis juliflora I I Phytochemistry. 1991. V. 30. №9. P. 2829-2833.

163. Nei M. and Kumar S. Molecular evolution and phylogenetics. New York: Oxford University Press. 2000. P. 87

164. Otlewski J., Jelen F., Zakrzewska M., Oleksy A. The many faces of protease-protein inhibitor interaction // EMBO J. 2005. V. 24. № 7. P. 1303-1310.

165. Pando S.C., Oliva M.L.V., Sampaio C.A.V., Di Ciero L., Novello J.C., Marangoni S. Primary sequence determination of a Kunitz inhibitor isolated from Delonix regia seed // Phytochemistry. 2001. V. 57. P. 625-631.

166. Park K.-S., Cheong J.-J., Lee S.-J., Suh M.-Ch., Choi D. A novel proteinase inhibitor gene transiently induced by tobacco mosaic virus infection // Biochim. Biophys. Acta. 2000. V. 1492. P. 509-512.

167. Piatigorsky J., Wistow G. The recruitment of crystallins: new functions precede gene duplication // Science. 1991. V. 252 № 5009. P. 1078-1079.

168. Pompe-Novak M., Polsak-Prijatelj M., Popovic Т., Strucelj В., Ravnikar M. Impact of potato cysteine proteinases in plant growth and development // Phys. Mol. Plant Pathol. 2002. V. 60. P. 71-78.

169. Pouvreau L., Gruppen H., Piersma S.R., Van Den Broek L.A., Van Koningsveld G.A., Voragen A.G. Relative abundance and inhibitory distribution of protease inhibitors in potato juice from cv. Elkana // J. Agric. Food Chem. 2001. V. 49. P. 2864-2874.

170. Priestle J.P., Rahuel J., Rink H., Tones M., Grutter M.G. Changes in interactions in complexes of hirudin derivatives and human alpha-thrombin due to different crystal forms // Protein Sci. 1993. V. 2. № 10. P. 1630-1642.

171. Pulliam D.A., Williams D.L., Broadway D.M., Stewart S.N. Isolation and characterization of a serine proteinase inhibitor cDNA from cabbage and itsantibiosis in transgenic tobacco plants // Plant Cell Biotechnol. Mol. Biol. 2001. V. 2. № 1-2. P. 19-32.

172. Qi R.-F., Song Z.-W., Chi C.-W. Structural features and molecular evolution of Bowman-Birk protease inhibitors and their potential application //Acta Biochim. Biophys. Sin. 2005. V. 37. № 5. P. 283-292.

173. Quillien L., Ferrasson E., Molle D., Gueguen J. Trypsin inhibitor polymorphism: multigene family expression and posttranslational modification // J. Protein Chem. 1997. V. 16. № 3. P. 195-203.

174. Radisky E.S. and Koshland D.E. A clogged gutter mechanism for protease inhibitors // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2002. V. 99. № 16. P. 1031610321.

175. Raker C.M., Spooner D.M. Chilean tetraploid cultivated potato, Solanum tuberosum, is distinct from the Andean Populations: Microsatellite Data // Crop Sci. 2002. V. 42. P. 1451-1458.

176. Rawlings N.D., Tolle D.P., Barrett A.J. Evolutionary families of peptidase inhibitors //Biochem. J. 2004. V. 378. P. 705-716.

177. Rawlings N.D., Morton F.R., Barrett A.J. MEROPS: the peptidase database //

178. Nucleic Acids Res. 2006. V. 34. P. 270-272.

179. Rheaume C., Goodwin R.L., Latimer J.J., Baumann H., Berger F.G. Evolution of murine alpha 1-proteinase inhibitors: gene amplification and reactive center divergence//J. Mol. Evol. 1994. V. 38. №2. P. 121-131.

180. Richardson J.L., Kroger В., Hoeffken W., Sadler J.E., Pereira P., Huber R., Bode W., Fuentes-Prior P. Crystal structure of the human alpha-thrombin-haemadin complex: an exosite II-binding inhibitor // EMBO J. 2000. V. 19. № 21. P. 5650-5660.

181. Rick C.M. Hybrids Between Lycopersicon Esculentum Mill. And Solanum Lycopersicoides Dun. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1951. V. 37 № 11. P. 741-744.

182. Rodenburg K.W., Varallyay E., Svendsen lb, Svendson B. Arg-27, Arg-127 and Arg-155 in the p-trefoil protein barley a-amylase/subtilisin inhibitor are interface residues in the complex with barley oc-amylase 2 // Biochem. J. 1995. V. 309. P. 969-976.

183. Rowan A.D., Brzin J., Buttle D.J., Barrett A.J. Inhibition of cysteine proteinases by a protein inhibitor from potato // FEBS Lett. 1990. V. 269. № 2. P. 328-330.

184. Roychaudhuri R., Sarath G., Zeece M., Markwell J. Reversible denaturation of the soybean Kunitz trypsin inhibitor // Arch. Biochem. Biophys. 2003. V. 412. № l.p. 20-26.

185. Roychaudhuri R., Sarath G., Zeece M., Markwell J. Stability of the allergenic soybean Kunitz trypsin inhibitor // Biochim. Biophys. Acta. 2004. V. 1699. № 1-2. P. 207-212.

186. Rozas J., Sanchez-DelBarrio J.C., Messeguer X., Rozas R. DnaSP, DNA polymorphism analyses by the coalescent and other methods // Bioinformatics. 2003. V. 19 №> 18. P. 2496-2497.

187. Rudolph R, Lilie H. In vitro folding of inclusion body proteins // FASEB J. 1996. V. 10№ LP. 49-56.

188. Saarikoski P., Clapham D., von Arnold S. A wound-inducible gene from Salix viminalis coding for a trypsin inhibitor // Plant Mol. Biol. 1996. V. 31. № 3. P. 465-478.

189. Sahin-Toth M. Human mesotrypsin defies natural trypsin inhibitors: from passive resistance to active destruction // Protein Pept. Lett. 2005. V. 12. № 5.p. 457-464.

190. Sambrook J., Fritch E., Maniatis T. Molecular Cloning: A laboratory manual. /j

191. Ed. 2 . Cold Spring Harbor, New-York.: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1981. V. 3.

192. Sanchez-Serrano J.J., Pena-Cortes H., Willmitzer L., Prat S. Identification of potato nuclear proteins binding to the distal promoter region of the proteinase inhibitor II gene // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1990. V. 87. № 18. P. 72057209.

193. Schaller M., Borelli C., Korting H.C., Hube B. Hydrolytic enzymes as virulence factors of Candida albicans II Mycoses. 2005 V. 48. № 6. P. 365377.

194. Scott F.L., Denault J.B., Riedl S.J., Shin H., Renatus M., Salvesen G.S. XIAP inhibits caspase-3 and -7 using two binding sites: evolutionarily conserved mechanism of IAPs // EMBO J. 2005. V. 24. № 3. P. 645-655.

195. Shewry P.R. Tuber storage proteins // Ann. Bot. 2003. V. 91. P. 755-769.

196. Shoemaker K., Holloway J.L., Whitmore Т.Е., Maurer M., Feldhaus A.L. Molecular cloning, chromosome mapping and characterization of a testis-specific cystatin-like cDNA, cystatin T // Gene. 2000. V. 245. № 1. P. 103108.

197. Schonbaum G.R., Zerner В., Bender M.L. The spectrophotometric determination of the operational normality of an alpha-chymotrypsin solution //J Biol Chem. 1961. V. 236. P. 2930-2935.

198. Simillion С., Vandepoele К., Van Montagu M.C.E., Zabeau M., Van de Peer Y. The hidden duplication past of Arabidopsis thaliana II PNAS. 2002. V. 99. №21. P. 13627-13632.

199. Sims A.H., Dunn-Coleman N.S., Robson G.D., Oliver S.G. Glutamic protease distribution is limited to filamentous fungi // FEMS Microbiol. Lett. 2004. V. 239. № i.p. 95-101.

200. Song H.K., Kim Y.S., Yang J.K., Moon J., Lee J.Y., Suh S.W. Crystal structure of a 16 kDa double-headed Bowman-Birk trypsin inhibitor from barley seeds at 1.9 A resolution // J. Mol. Biol. 1999. V. 293. № 5. V. 11331144.

201. Sonnante G., Paolis A.D., Pignone D. Bowman-Birk inhibitors in Lens: identification and characterization of two paralogous gene classes in cultivated lentil and wild relatives // Theor. Appl. Genet. 2005. V. 110. № 3. P. 596-604.

202. Spooner D.M., Anderson G.J., JANSEN R.K. Chloroplast DNA evidence for the interrelationships of tomatoes, potatoes, and pepinos // Am. J. Bot. 1993. V. 80. P. 676-688.

203. Stiekema W.J., Heidekamp F., Dirkse W.G., van Beckum J., Haan P., ten Bosch C., Louwerse J.D. Molecular cloning and analysis of four potato tuber mRNAs // Plant Mol. Biol. 1988. V. 11. P. 255-269.

204. Strukelj В., Pungercar J., Ritonja A., Krizaj I., Gubensek F., Kregar I., Turk V. Nucleotide and deduced amino acid sequence of an aspartic proteinase inhibitor homologue from potato tubers {Solanum tuberosum L.) // Nucleic

205. Acids Res. 1990. V. 18. № 15. p. 4605.

206. Strukelj В., Pungercar J., Mesko P., Barlic-Maganja D., Gubensek F., Kregar I., Turk V. Characterization of aspartic proteinase inhibitors from potato at the gene, cDNA and protein levels // Biol. Chem. Hoppe-Seyler. 1992. V. 373. № 7. P. 477-482.

207. Sturm A. Invertases. Primary structures, functions, and roles in plant development and sucrose partitioning // Plant Physiol. 1999. V. 121. № 1. P. 18.

208. Suh S.G., Peterson J.E., Stiekema W.J., Hannapel DJ. Purification and characterization of the 22-kilodalton potato tuber proteins // Plant Physiol. 1990. V. 94. № l.P. 40-45.

209. Sumikawa J.T., Nakahata A.M., Fritz H., Mentele R., Sampaio M.U., Oliva M.L. A Kunitz-type glycosylated elastase inhibitor with one disulfide bridge // Planta Med. 2006. V. 72. № 5. p. 393-397.

210. Sukhotu Т., Kamijima O., Hosaka K. Nuclear and chloroplast DNA differentiation in Andean potatoes // Genome. 2004. V. 47 № 1. P. 46-56.

211. Sweet R.M., Wright H.T., Janin J., Chothia C.H., Blow D.M. Crystal structure of the complex of porcine trypsin with soybean trypsin inhibitor (Kunitz) at 2.6-A resolution // Biochemistry. 1974. V. 13. № 20. P. 4212-4228.

212. Takahashi N., Hitotsuya H., Hanzawa H., Arata Y., Kurihara Y. Structural study of asparagine-linked oligosaccharide moiety of taste-modifying protein, miraculin//J. Biol. Chemistry. 1990. V. 265. № 14. P. 7793-7798.

213. Teichmann S.A., Babu M.M. Gene regulatory network growth by duplication //Nat. Genet. 2004. V. 36. № 5. P. 492-496.

214. Theerasilp S., Kurihara Y. Complete purification and characterization of the taste-modifying protein, miraculin, from miracle fruit // J. Biol. Chem. 1988. V. 263. № 23. P. 11536-11539.

215. Theerasilp S., Hitotsuya H., Nakajo S., Nakaya K., Nakamura Y., Kurihara Y. Complete amino acid sequence and structure characterization of the taste-modifying protein, miraculin // J. Biol. Chem. 1989 V. 264. № 12. 6655-6659.

216. Thiesse M., Millar S.J., Dickinson D.P. The human type 2 cystatin gene family consists of eight to nine members, with at least seven genes clustered at a single locus on human chromosome 20 // DNA Cell Biol. 1994. V. 13. № 2. P. 97-116.

217. Tiffin P., Gaut B.S. Sequence diversity in the tetraploid Zea perennis and the closely related diploid Z. diploperennis: insights from four nuclear loci // Genetics. 2001. V. 158. P. 401-412.

218. Tohonen V., Osterlund C., Nordqvist K. Testatin: a cystatin-related gene expressed during early testis development // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1998. V. 95. № 24. P. 14208-14213.

219. Towbin H., Staehelin Т., Gordon J. Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1979. V. 76. P. 4350-4354.

220. Trumper S., Follmann H., Haberlein I. A novel-dehydroascorbate reductase from spinach chloroplasts homologous to plant trypsin inhibitor // FEBS Lett. 1994. V. 352. №2. P. 159-162.

221. Valente R.H., Dragulev В., Perales J., Fox J.W., Domont G.B. BJ46a, a snake venom metalloproteinase inhibitor isolation, characterization, cloning andinsights into its mechanism of action I I Eur. J. Biochem. 2001. V. 268. P. 3042-3052.

222. Valueva T.A., Revina T.A., Kladnitskaya G.V., Mosolov V.V., Mentele P. Kunitz-type proteinase inhibitors from intact and Phytophtora-infected potato tubers // FEBS Letters. 1998. V. 426. P. 131-134.

223. Venhudova G., Canals F., Querol E., Aviles F.X. Mutations in the N- and C-terminal tails of potato carboxypeptidase inhibitor influence its oxidative refolding process at the reshuffling stage // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. № 15. P. 11683-11690.

224. Vieira J., Messin J. New pUC-derived cloning vectors with different selectable markers and DNA replicatin origins // Gene. 1991. V. 100. P. 184-194.

225. Walsh T.A., Strikland J.A. Proteolisys of the 85-kilodalton crystalline cysteine proteinase inhibitor from potato releases functional cystatin domains // Plant Physiol. 1993. V. 103. P. 1227-1234.

226. Walsh T.A., Twitchell W.P. Two Kunitz-Type Proteinase Inhibitors from Potato Tubers // Plant Physiol. 1991. V. 97. № 1. P. 15-18.

227. Wang P., Li G., Kain W. Characterization and cDNA cloning of midgut carboxypeptidases from Trichoplusia ni II Insect Biochem. Mol. Biol. 2004. V. 34. №8. P. 831-843.

228. Wang H.X., Ng T.V. Concurrent isolation of a Kunitz-type trypsin inhibitor with antifungal activity and a novel lectin from Pseudostellaria heterophylla roots //Biochem. Biophys. Res. Commun. 2006. V. 342. № 1. P. 349-353.

229. Xu G., Rich R.L., Steegborn C., Min Т., Huang Y., Myszka D.G., Wu H. Mutational analyses of the p35-caspase interaction. A bowstring kinetic model of caspase inhibition by p35 // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. № 7. P. 54555461.

230. Yabuki Y., Kubota K., Kojima M., Inoue H., Takahashi K. Identification of a glutamine residue essential for catalytic activity of aspergilloglutamic peptidase by site-directed mutagenesis // FEBS Lett. 2004. V. 569. № 1-3. 161-164.

231. Yamagishi K., Mitsumori C., Kikuta Y. Nucleotide sequence of a cDNA encoding the putative trypsin inhibitor in potato tuber // Plant Mol. Biol. 1991. V. 17. №2. P. 287-288.

232. Yamashita H., Theerasilp S., Aiuchi Т., Nakaya K., Nakamura Y., Kurihara Y. Purification and complete amino acid sequence of a new type of sweet protein taste-modifying activity, curculin // J. Biol. Chemistry. 1990. V. 265. № 26. P. 15770-15775.

233. Yao P.L., Hwang M.J., Chen Y.M., Yeh K.W. Site-directed mutagenesis evidence for a negatively charged trypsin inhibitory loop in sweet potato sporamin //FEBS Lett. 2001. V. 496. № 2-3. P. 134-138.

234. Ye S., Cech A.L., Belmares R., Bergstrom R.C., Tong Y., Corey D.R., Kanost M.R., Goldsmith E.J. The structure of a Michaelis serpin-protease complex // Nat. Struct. Biol. 2001. V. 8. № 11. P. 979-983.

235. Yeh K.W., Chen J.C., Lin M.I., Chen Y.M., Lin C.Y. Functional activity of sporamin from sweet potato (Ipomoea batatas Lam.): a tuber storage proteinwith trypsin inhibitory activity // Plant Mol. Biol. 1997. V. 33. № 3. P. 565570.

236. Zavala J.A., Patankar A.G., Gase K., Hui D., Baldwin J.T. Manipulation of endogenous trypsin proteinase inhibitor production in Nicotiana attenuata demonstrates their function as antiherbivore defense // Plant Physiol. 2004. V. 134. P. 1181-1190.

237. Zoog S.J., Bertin J., Friesen P.D. Caspase inhibition by baculovirus P35 requires interaction between the reactive site loop and the beta-sheet core // J. Biol. Chem. 1999 V. 274. № 37. P. 25995-26002.

238. Werner R., Guitton M.C., Muhlbach H.P. Nucleotide sequence of a cathepsin D inhibitor protein from tomato // Plant Physiol. 1993. V. 103 № 4. P. 14731473.