Формирование радиальной системы микротрубочек в интерфазных клетках млекопитающих: роль динеина и протеинкиназы LOSK тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.25, кандидат биологических наук Коваленко, Ольга Викторовна

• Коваленко, Ольга Викторовна
• кандидат биологических наук
• 2005

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Коваленко, Ольга Викторовна

1 ВВЕДЕНИЕ.

2 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1 Динеин.

2.1.1 Введение.

2.1.2 Устройство молекулы цитоплазматического динеина.

2.1.2.1 Тяжелые цепи динеина.

2.1.2.2 Промежуточные цепи динеина.

2.1.2.3 Легкие промежуточные цепи и легкие цепи динеина. 15 2.2 Динактиновый комплекс.

2.2.1 Arpl «плечо»:.

• 2.2.2 Подвижное «предплечье».

2.3 Функции динеин-динактинового комплекса.

2.3.1 Внутриклеточная локализация динактина.

2.3.2 Процессы внутриклеточного движения.

2.3.2.1 Динамика внутриклеточных мембран.

2.3.2.2 Ядро.

2.3.2.3 Другие цитоплазматические частицы.

2.3.2 Участие динеин-динактина в других процессах.

2.3.2.1 Центросома и организация системы интерфазных микротрубочек.

2.3.2.2 Плюс-концы МТ.

2.4 Семейство 81е20-подобных протеинкиназ: классификация и основные свойства.

2.5 GCK-подобные протеинкиназы: классификация.

2.6 Протеинкиназы LOK/xPlkk и LOSK.

3 ЦЕЛИ И ЗАДАЧИ.

4. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

4.1 Материалы.

4.1.1 Культуры клеток.

4.1.2 Штаммы E.coli.

4.1.3 Антитела.

4.1.4 ДНК-конструкты.

4.1.5 Химреактивы.

4.1.5.1 Для работы с Е. coli.

4.1.5.2 Для работы с культурами клеток.

4.1.5.3 Для электрофореза белков в ПААГ.

4.1.5.4 Для полусухого переноса.

4.1.5.5 Для со-осаждения с экзогенными МТ.

4.1.5.6 Для аффинного выделения рекомбинантных белков

4.1.5.7 Для киназной реакции.

4.1.5.8 Для микроинъекций.

4.1.5.9 Другие материалы.

4.1.6 Приборы.

4.1.7 Специализированные компьютерные программы.

4.2 Методы.

4.2.1 Трансформация Е. coli.

4.2.1.1 Получение компетентных клеток Е. coli.

4.2.1.2 Трансформация клеток Е. coli плазмидной ДНК.

4.2.2 Очистка плазмидной ДНК.

4.2.3 Получение рекомбинантных белков (протеинкиназа LOSK, pl50(Glued).

4.2.3.1 Экспрессия белков в Е. coli.

4.2.3.2 Очистка рекомбинантных белков, слитых с GST, на глутатион-8-агарозе.

4.2.3.3 Очистка рекомбинантного белка, слитого с 6His, на Ni-NTA-агарозе (в нативных условиях).

4.2.4 Проведение киназной реакции.

4.2.5 Со-осаждение с микротрубочками.

4.2.5.1 Полимеризация микротрубочек из очищенного тубулина.

4.2.5.2 Со-осаждение с экзогенными микротрубочками.

4.2.6 Электрофорез белков в полиакриламидном геле и окраска гелей.

4.2.7 Иммуноблотинг.

4.2.8 Коньюгирование флуорохрома СуЗ с тубулином.

4.2.9 Ведение клеточной культуры.

4.2.10 Трансфекции культивируемых клеток.

4.2.10.1 Липосомная трансфекция.

4.2.10.2 Микроинъекции плазмидных ДНК.

4.2.11 Микроинъекции антител и рекомбинантного белка.

4.2.12 Фиксация клеток.

4.2.12.1 Моделирование клеток перед фиксацией.

4.2.12.2 Фиксация клеток параформальдегидом.

4.2.12.3 Фиксация метанолом.

4.2.12.4 Фиксация формалин-метанолом.

4.2.12.5 Фиксация метанол-формалином.

4.2.13 Иммунофлуоресцентное окрашивание.

4.2.14 Прижизненные наблюдения клеток.

4.2.14.1 Организация системы микротрубочек в интерфазной клетке.

4.2.14.2 Нуклеирующая активность центросомы.

4.2.15 Анализ изображения.

4.2.16 Статистическая обработка данных.

5 РЕЗУЛЬТАТЫ.

5.1 Экпериментальные подходы к исследованию формирования и поддержания радиальной организации микротрубочек в интерфазных клетках.

5.2 Влияние ингибирования активности динеина путем микроинъекции 74.1 антител и рекомбинантного белка динамитина на радиальную организацию микротрубочек в интерфазных клетках.

5.3 Морфология и внутриклеточное расположение аппарата

Гольджи после воздействия ингибиторов динеина.

5.4 Содержание основных белков перицентриолярного материала в центросоме после воздействия ингибиторов динеина.

5.5 Влияние ингибиторов динеина на нуклеацию микротрубочек на центросоме.

5.6 Ассоциация динеина с центросомой в клеточном цикле.

5.7 Локализация в культивируемых клетках продуктов экспрессии и молекулярные массы полноразмерной протеинкиназы LOSK и ее фрагментов, слитых с GFP.

5.8 Ферментативная активность протеинкиназы LOSK in vitro, доминантно-негативный мутант и участок связывания ее с микротрубочками.

5.9 Влияние инактивации протеинкиназы LOSK на систему микротрубочек.

5.10 Влияние инактивации протеинкиназы LOSK на формирование актиновых стресс-фибрилл в интерфазных клетках.

5.11 Влияние инактивации протеинкиназы LOSK на содержание основных белков центросомы.

5.12 Идентификация нового субстрата протеинкиназы LOSK.

6 ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

7 СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

8 ВЫВОДЫ.

9 СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Формирование радиальной системы микротрубочек в интерфазных клетках млекопитающих: роль динеина и протеинкиназы LOSK»

Для большинства интерфазных клеток млекопитающих характерна радиально-симметричная система микротрубочек (МТ): МТ отходят от центра организации (ЦОМТ) к периферии клетки. При этом в ЦОМТ располагаются минус-концы, а по периферии клеток - плюс-концы МТ. Радиальная сеть МТ необходима для организации внутриклеточного движения органелл по эндоцитозному и экзоцитозному пути, для поддержания поляризованной формы клеток при их передвижении по субстрату и для функциональной компартментализации клетки.

Центром радиальной сети МТ в животной клетке обычно является центросома, представленная парой центриолей и окружающим их перицентриолярным материалом. На центросоме происходит нуклеация МТ (Moudjou et al., 1996; Stearns & Kirschner, 1994) и их заякоривание (связывание их минус-концов) (Mogensen et al., 1997; Mogensen et al., 1999; Quintyne et al., 1999; Mogensen et al., 2000; Bornens et al., 2002; Dammermann & Merdes, 2002). Молекулярные механизмы нуклеации и заякоривания МТ, также как и функции многих белков перицентриолярного материала, до сих пор остаются неясными. Был опубликован ряд работ, показывающих, что дисфункция многих белков с центросомной локализацией ведёт к утрате центросомой функции центра организации МТ. В частности, это было показано для динеин-динактинового комплекса (Quintyne et al., 1999) и для протеинкиназы LOSK (по данным, полученным ранее в лаборатории).

Цитоплазматический динеин представляет собой моторный белок, АТФ-зависимо перемещающийся по МТ по направлению к ее минус-концу. Он осуществляет ретроградный транспорт молекул и s органелл, взаимодействуя с ними через свой кофактор - белковый комплекс динактин. В митозе и в интерфазе динеин и динактин ассоциированы с центросомой, причем, вероятно, независимо друг от друга (Purohit et al., 1999; Quintyne et al., 1999; Tynan et al., 2000, Quintyne et al., 2002; Uetaki et al, 2004). В опытах, в которых добивались ингибирования активности динеина или разрушения динактинового комплекса, наблюдали дезорганизацию полюсов митотического веретена и разрушение радиального расположения МТ в интерфазных клетках, сопровождавшееся нарушением связи МТ с центросомой (Gaglio et al., 1996; Gaglio et al., 1997; Burkhard et al., 1997; Quintyne et al., 1999). Роль динеина в формировании радиальной сети МТ в интерфазных клетках, тем не менее, пока исследована недостаточно. В частности, неясно, участвует ли непосредственно динеин в нуклеации или в заякоривании МТ на центросоме. Разрушение радиальной сети МТ при ингибировании динеина ранее объясняли тем, что динеин доставляет в центросому ее функционально важные белки, и при дисфункции динеина происходит деплеция центросомы по этим белкам (Young et al., 2000). Поэтому важным представлялось исследовать ранние эффекты ингибирования динеина в клетках, когда деплеция центросомы по функционально важным белкам еще маловероятна.

Выраженность радиальной сети МТ в клетках бывает разной: в одних типах клеток она почти строго радиальная, а в других -значительно более хаотичная. Это заставляет предположить, что степень радиальности сети МТ регулируется клеткой. Вероятно, что в регулировании радиальной сети МТ могут принимать участие протеинкиназы, связанные с центросомой и МТ. Протеинкиназы одно из самых обширных белковых суперсемейств эукариот, насчитывающее до тысячи представителей. Протеинкиназы катализируют реакцию переноса у-фосфатной группы АТФ (или ГТФ) на спиртовые группы серина/треонина (или фенольную группу тирозина) в белках для образования фосфомоноэфиров. Большинство протеинкиназ - минорные клеточные белки, которые удается идентифицировать только молекулярно-биологическими методами. Однако экспериментально вызванная дисфункция многих протеинкиназ ведет к фатальным последствиям для клеток. Протеинкиназы регулируют клеточный цикл, дифференцировку, метаболические пути, морфогенез, участвуют в цепях передачи внутриклеточых сигналов и в запуске апоптоза.

Ранее идентифицированная в нашей лаборатории серин-треониновая протеинкиназа LOSK (LOng Ste20-like Kinase) ассоциирована с МТ и центросомой (Zinovkina et al., 1997), и были получены предварительные данные о том, что ингибирование функций LOSK приводит к нарушению радиальной организации системы МТ в клетках. Это позволило предположить, что LOSK является протеинкиназой, участвующей в процессе регулирования организации радиальной системы МТ.

2 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 2.1 ДИНЕИН 2.1.1 Введение

Цитоскелетные молекулярные моторы в эукариотической клетке представлены тремя основными классами: динеинов, кинезинов и миозинов. Они используют освобожденную энергию гидролиза АТФ для перемещения по цитоскелетным фибриллам: динеины двигаются вдоль МТ по направлению к их минус-концу (Paschal & Vallee, 1987), кинезины - вдоль МТ к плюс-концу, а миозины перемещаются вдоль актиновых филаментов (Vale & Milligan 2000). В настоящее время наблюдается большой прогресс в изучении биохимии и механохимических циклов кинезина и миозина (Vale & Milligan 2000), но гораздо меньше известно о динеине. Одной из причин этого могло послужить более сложное устройство молекулы динеина по сравнению с другими молекулярными моторами. В многочисленных семействах кинезинов и миозинов отдельные энзимы отличаются по строению тяжелых цепей (Hirokawa, 1998; Sellers, 2000), а гетерогенность наиболее широко распространенного у эукариотов класса динеинов заключается в разнообразии дополнительных полипептидов, которые связаны с ограниченным количеством консервативно устроенных тяжелых цепей.

Пока все еще остается неизвестным, как много биохимически разных изоформ динеина существует в клетке. Тем не менее, на данный момент в клетках различают два типа динеинов, встречающихся в разных клеточных компартментах: цитоплазме и аксонемах ресничек и жгутиков, которые так и называют - цитоплазматический динеин и аксонемный. В геноме челове содержится восемь генов для тяжелой цепи динеина DHC (Dynein Heavy Chain), из которых шесть кодируют аксонемные динеины и два - цитоплазматический динеин. В клетках превалирует цитоплазматический динеин-1, который мы далее и будем для краткости называть динеином. Цитоплазматический динеин-2 -минорный белок, характерный для клеток с неподвижными измененными ресничками, например, для палочек сетчатки. В геноме человека имеется один ген для промежуточной цепи динеина DIC (Dynein Intermediate Chain), хотя экспрессируется несколько сплайс-вариантов этого белка. В геноме мыши, однако, найдено два гена DIC. Два гена у человека кодируют легкие промежуточные цепи динеина DLIC (Dynein Light Intermediate Chains) (Mikami et al., 1993; Zhang et al., 1993; Gill et al., 1994; Hughes et al., 1995; Vaughan & Vallee, 1995). Идентифицированы три семейства легких цепей динеина DLC (Dynein Light Chains) (King et al., 1996a,b, 1998; Bowman et al, 1999; Wilson et al., 2001).

В цитоплазме динеины ответственны за минус-направленный МТ транспорт (Holzbaur & Vallee, 1994; Hirokawa, 1998), позиционирование мембранных органелл (например, аппарата Гольджи) внутри клетки, формирование митотического веретена деления , а также, возможно, принимают участие в формировании радиальной организации интерфазных МТ и нуклеации МТ на центросоме (Malikov et al., 2004). Аксонемные динеины обеспечивают движение жгутиков и ресничек в клетках эукариот.

Заключение диссертации по теме «Гистология, цитология, клеточная биология», Коваленко, Ольга Викторовна

ВЫВОДЫ

1. Ингибирование активности динеина и диссоциация динактинового комплекса приводят к быстрому (за 40-60 мин.) разрушению радиальной системы МТ в интерфазных клетках, но не подавляют при этом МТ-нуклеирующую активность центросомы.

2. Ингибирование активности динеина и диссоциация динактинового комплекса не оказывают влияния на содержание в центросоме у-тубулина, перицентрина, найнеина, динактина и самого динеина за 60 мин. воздействия.

3. Динеин ассоциирован с центросомой на протяжении всей интерфазы клеточного цикла. Ингибирование его активности вызывает разрушение радиальной системы МТ в любом периоде интерфазы.

4. Ингибирование активности серин-треониновой протеинкиназы LOSK в интерфазных клетках вызывает разрушение радиальной системы МТ, сопровождающееся уменьшением содержания в центросоме белков динактинового комплекса.

5. Белок динактинового комплекса pl50(Glued) является субстратом протеинкиназы LOSK in vitro. Остальные белки динактинового комплекса и пептиды, входящие в состав динеина, субстратами LOSK не являются.

6. Участок связывания микротрубочек расположен в С-концевой части молекулы протеинкиназы LOSK. Этот фрагмент молекулы, а также остальные фрагменты структурного домена LOSK, не оказывают ингибирующего действия на ее активность. Центральный участок молекулы LOSK (аминокислотные остатки 339-663) обладает способностью повышать активность LOSK.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Коваленко, Ольга Викторовна, 2005 год

1. Зиновкина, J1.A., Полтараус, А.Б., Соловьянова, О.Б. и Надеждина, Е.С. (1998) Новая предполагаеамя протеинкиназа, ассоциированная с микротрубочками в клетках. Мол Биол, 32: 341-8.

2. Потехина Е.С. (2001) Субстратная специфичность и регуляция активности Ste20-noflo6Hbix протеинкиназ LOSK, участвующих в индукции апоптоза. Дисс на соискуч степ к.б.н., 3-105.

3. Потехина Е., Зиновкина Л., Надеждина Е.С. (2003) Ферментативная активность протеинкиназы LOSK: возможная регуляторная роль структурного домена. Биохимия, 68(2): 188-95.

4. Потехина Е., Надеждина Е. (2002) Митоген-активируемые протеинкиназные каскады и участие в них 81е20-подобных протеинкиназ. Успехи биологической химии, 42: 235-56.

5. Akhmanova A., Hoogenraad С.С. (2005) Microtubule plus-end-tracking proteins: mechanisms and functions. Current Opinion in Cell Biology, 17: 47-54

6. Allan, V. (1995). Protein phosphatase 1 regulates the cytoplasmic dynein-driven formation of endoplasmic reticulum networks in vitro. J. Cell Biol., 128, 179-191.

7. Alves P., Gordinho S., Tavares. (2006) The Drosophila orthologue of xPlkkl is not essential for Polo activation and is necessary for proper contractile ring formation. Exp Cell Res, 312(3): 308-21

8. Anafi M., Kiefer F., Gish G.D., Mbamalu G., Iscove N.N. and Pawson T. (1997) SH2/SH3 adaptor proteins can link tyrosine kinases to a Ste20-related protein kinase, HPK1. Biol, 272: 27804-11.

9. Benashski, S. E., Patel-King, R. S. and King, S. M. (1999). Light chain 1 from the Chlamydomonas outer dynein arm is a leucine-rich repeat protein associated with the motor domain of the a-heavy chain. Biochemistry, 38: 7253-7264

10. Berns M., Meredith R. (1977) Continuation of mitosis after selective laser microbeam destruction of the centriolar region. J. Cell Biol, 75: 977-82

11. Berrueta L, Tirnauer JS, Schuyler SC, Pellman D, Bierer BE. (1999) The APC-associated protein EB1 associates with components of the dynactin complex and cytoplasmic dynein intermediate chain. Curr. Biol, 9: 425-28

12. Bingham J.B., King S.J., Schroer T.A. (1998) Purification of dynein and dynactin from brain tissue. Methods Enzymol, 298, 171 184 Bingham JB, Schroer ТА. 1999. Self-regulated polymerization of the actin-relatedprotein, Arpl. Curr. Biol. 9: 223-26

13. Bowman, A.B., Patel-King, R.S., Benashski, S.E., McCaffery, J.M., Goldstein, L.S.B., and King, S.M. (1999) Drosophila roadblock and

14. Chlamydomonas LC7: A conserved family of dynein-associated proteins involved in axonal transport, flagellar motility, and mitosis. J. Cell Biol., 146: 165-179.

15. Boylan K., Serr M., Hays T. (2000) A molecular genetic analysis of the interaction between the cytoplasmic dynein intermediate chain and the Glued (dynactin) complex. Molecular Biology of the Cell, 11 6 3791-3803

16. Blangy A, Arnaud L, Nigg EA. (1997) Phosphorylation by p34cdc2 protein kinase regulates binding of the kinesin-related motor HsEg5 to the dynactin subunit pi50. J. Biol. Chem., 272: 19418-24

17. Bu W, Su LK. (2003) Characterization of functional domains of human EB1 family proteins. J. Biol. Chem., 278: 49721-31

18. Burgess SA, Walker ML, Sakakibara H, Knight PJ, Oiwa K. (2003) Dynein structure and power stroke. Nature, 421: 715-718.

19. Burgess SA, Walker ML, Sakakibara H, Oiwa K, Knight PJ: The structure of dynein-c by negative stain electron microscopy. J Struct Biol (2004), 272: 198-211.

20. Burkhard J., Echeverri C., Nilsson Т., Valee B. (1997) Overexpression of the Dynamitin (p50) subunit of the dynactin complex disrupts dynein-dependent maintenance of membrane organelle distribution. J. Cell Biol., 139: 469-84.

21. Cantalupo G, Alifano P, Roberti V, Bruni CB, Bucci C. (2001) Rab-interacting lysosomal protein (RILP): the Rab7 effector required for transport to lysosomes. EMBOJ., 20: 683- 93

22. Centonze V.E. and Borisy G.G. (1990) Nucleation of microtubules from mitotic centrosomes is modulated by a phosphorylated epitope. J. Cell Sci, 95: 405-411

23. Cau J., Faure S., Comps M., Delsert C. and Morin N. (2001) A novel p21-activated kinase binds the actin and microtubule networks and induces microtubule stabilization. J Cell Biol, 155(6): 1029-42

24. Chadee D.N., Yuasa T. and Kyriakis J.M. (2002) Direct activation of mitogen-activated protein kinase kinase kinase MEKK1 by the Ste20p homologue GCK and the adapter protein TRAF2. Mol Cell Biol, 22: 737-49

25. Chang L. and Karin M. (2001) Mammalian MAP kinase signalling cascades. Nature, 410: 37-40

26. Cheung P., Zhang Y., Long J., Lin S., Zhang M., Jiang Y., and Wu Z. (2004) pl50Glued, Dynein, and Microtubules Are Specifically Required for Activation of MKK3/6 and p38 MAPKs J. Biol Chem, 279(44): 45308-45311

27. Chung C.Y. and Firtel R.A. (1999) PAKa, a putative РАК family member, is required for cytokinesis and the regulation of the cytoskeleton in Dictyostelium discoideum cells during chemotaxis. J Cell Biol, 147: 559-76.

28. Clark S.W., Meyer D.I. (1992). Centractin is an actin homologue associated with the centrosome. Nature, 359: 246-50

29. Corcoran L.J., Mitchison T.J., Liu Q. (2004) A novel action of histone deacetylase inhibitors in a protein aggresome disease model. Curr. Biol., 12: 488-92

30. Creasy C.L., Ambrose D.M. and Chernoff J. (1996) The Ste20-like protein kinase, Mstl, dimerizes and contains an inhibitory domain. J BiolChem, 271:21049-53.

31. Criswell, P.S. and Asai, D.J. (1998) Evidence for four cytoplasmic dynein heavy chain isoforms in rat testis. Mol. Biol. Cell. 9: 237-247.

32. Cytrynbaum E., Rodionov V., Mogilner A. (2004) Computational model of dynein-dependent self-organization of microtubule asters. J. Cell Sci., 117(8): 1381-97.

33. Dan I., Watanabe N.M. and Kusumi A. (2001) The Ste20 group kinases as regulators of MAP kinase cascades. Trend Cell Biol, 116 220-30.

34. De Brabander M, Nuydens R, Geerts H, Hopkins CR. (1988) Dynamic behavior of the transferrin receptor followed in living epidermoid carcinoma (A431) cells with nanovid microscopy. Cell Motil. Cytoskelet., 9: 30^7

35. Deacon SW, Serpinskaya AS, Vaughan PS, Lopez FanarragaM,Vernos I, (2003) Dynactin is required for bidirectional organelle transport. J. Cell Biol., 160:297-301

36. Diaz-Nido J. and Avila J. (1989) Characterization of proteins immunologically related to brain microtubule-associated protein MAP-IB in non-neural cells. J. Cell Sci., 92: 607-620.

37. Dick, Т., Ray, K., Salz, H.K., and Chia, W. (1996) Cytoplasmic dynein (ddlcl) mutations cause morphogenetic defects and apoptoticcell death in Drosophila melanogaster. Mol. Cell Biol. 16: 19661977.

38. Dictenberg J., Zimmerman W. (1998) Pericentrin and D—tubulin form a protein complex and are organized into a novel lattice at the centrosome. J.Cell Biol., 141(1): 163-174.

39. Diener K., Wang X.S., Chen C., Meyer C.F., Keesler G., Zukowski M., Tan Т.Н. and Yao Z. (1997) Activation of the c-Jun N-terminal kinase pathway by a novel protein kinase related to human germinal center kinase. Proc Natl Acad Sci USA, 94: 9687-92.

40. Dominguez J.E., Buendia В., Lopez-Otin C., Antony C., Karsenti E., Avila J. (1994) A protein related to brain microtubule-associated protein MAP IB is a component of the mammalian centrosome. J. Cell Sci., 107(2): 601-11.

41. Dohner K, Wolfstein A, Prank U, Echeverri C, Dujardin D, (2002) Function of dynein and dynactin in herpes simplex virus capsid transport. Mol. Biol. Cell, 13: 2795-809.

42. Dujardin D.L., Barnhart L.E., Stehman S.A., Gomes E.R., Gundersen G.G. (2003) A role for cytoplasmic dynein and LIS1 in directed cell movement. J. Cell Biol., 163:1205-11.

43. Dujardin D.L., Vallee R.B. (2002) Dynein at the cortex. Curr. Opin. Cell Biol., 14: 44^49.

44. Duncan J.E., Warrior R. (2002) The cytoplasmic dynein and kinesin motors have interdependent roles in patterning the Drosophila oocyte. Curr. Biol, 12: 1982-91.

45. Ebneth A., Godemann R., Stamer K., Illenberger S., Trinczek B.1998) Overexpression of tau protein inhibits kinesin-dependent trafficking of vesicles, mitochondria, and endoplasmic reticulum— implications for Alzheimers-disease. J. Cell Biol, 143:777-94

46. Echeverri C., Paschal В., Vaughan K., Vallee R. (1996) Molecular characterization of 50kD subunit of dynactin reveals function for the complex in chromosome alignment and spindle organization during mitosis. J. Cell Biol, 132: 617-633

47. Echeverri C.J., Vallee R.B. (1996) Domain analysis of dynamitin, the 50 kD subunit of dynactin.M?/. Biol Cell, 7: 404a (Abst.)

48. Eckley D.M, Gill S.R, Melkonian K.A., Bingham J.B., Goodson H.V.,1999) Analysis of dynactin subcomplexes reveals a novel actin-related protein associated with the Arpl filament pointed end. J. Cell Biol, 147: 307-19

49. Eckley D.M., Schroer T.A. (2003) Interactions between the evolutionarily conserved, actin-related protein, Arpll, actin, and Arpl. Mol. Biol Cel,l 14: 2645-54

50. Ellinger-Ziegelbauer H., Karasuyama H., Yamada E., Tsujikawa K., Todokoro K. and Nishida E. (2000) Ste20-like kinase (SLK), a regulatory kinase for polo-like kinase (Plk) during the G2/M transition in somatic cells .Genes Cells, 5(6): 491-8.

51. Engelender S, Sharp AH, Colomer V, Tokito MK, Lanahan A, (1997) Huntingtin-associated protein 1 (HAP1) interacts with the pl50Glued subunit of dynactin. Hum.Mol. Genet., 6: 2205-12

52. Fashori and Holzbaur (1997)

53. Faulkner N.E., D.L. Dujardin, C.Y. Tai, K.T. Vaughan, C.B. O'Connell, Y. Wang, R.B. Vallee, (2000) A role for the lissencephaly gene LIS1 in mitosis and cytoplasmic dynein function, Nat. Cell. Biol., 2: 784-791.

54. Feldman J., Marshall W. (2004) Centrioles: bad to be bald? Curr. Biol., 14(16): R659-60

55. Felix M.A., Antony C., Wright M. and Maro B. (1994) Centrosome assembly in vitro: role of gamma-tubulin recruitment in Xenopus sperm aster formation. J. Cell Biol., 124: 19-31

56. Friesen H., Lunz R., Doyle S. and Segall J. (1994) Mutation of SPS-encoded protein kinase of Sacharimyces cerevisiae lead to defects in transcription and morphology during spore firmatioa Genes Dev, 8: 2162-75.

57. Gaglio Т., Dionne M., Compton D. (1997) Mitotic spindle poles are organized by structural and motor proteins in addition to centrosomes. J. Cell Biol, 138 (5): 055-66.

58. Gaglio Т., Saredi J. (1996) Opposing motor activities are required for the organization of the mammalian mitotic spindle pole. J. Cell Biol., 135:399^114.

59. Garces JA, Clark IB, Meyer DI, Vallee RB. (1999) Interaction of the p62 subunit of dynactin with Arpl and the cortical actin cytoskeleton. Curr. Biol., 9: 1497-500.

60. Garcia-Mata R, Gao YS, Sztul E. (2002) Hassles with taking out the garbage: aggravating aggresomes. Traffic, 3: 388-96

61. Gee MA, Heuser JE, Vallee RB. (1997) An extended microtubule-binding structure within the dynein motor dom&m.Nature, 390:636639.

62. Geiser JR, Schott EJ, Kingsbury TJ, Cole NB, Totis LJ. (1997) Saccharomyces cerevisiae genes required in the absence of the CIN8-encoded spindle motor act in functionally diverse mitotic pathways. Mol. Biol. Cell, 8: 1035-50

63. Gergely F., Karlsson C., Still I., Cowell J., Kilmartin J. and Raff J. W. (2000) The TACC domain identifies a family of centrosomal proteins that can interact with microtubules. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 97: 14352-14357

64. Gibbons IR, Lee-Eiford A, Mocz G, Phillipson С A, Tang W-JY, Gibbons ВН. (1987) Photosensitized cleavage of dynein heavy chains: cleavage at the "VI site" by irradiation at 365 nm in the presence of ATP and vanadate. J Biol Chem 262:2780 -2786.

65. Giet R., McLean D., Descamps S., Lee M.J., Raff J.W., Prigent C. and Glover D.M. (2002) Drosophila Aurora A kinase is required to localize D-TACC to centrosomes and to regulate astral microtubules. J. Cell Biol., 156:437-451.

66. Gill, S.R., Cleveland, D.W., and Schroer, T.A. (1994) Characterization of DLC-A and DLC-B, two families of cytoplasmic dynein light chain subunits. Mol. Biol. Cell. 5: 645-654.

67. Gill S.R., Schroer T.A., Szilak I, Steuer E.R., Sheetz M.P., and Cleveland D.W. (1991) Dynactin, a conserved, ubiquitously expressed component of an activator of vesicle motility mediated by cytoplasmic dynein. J. Cell Biol., 115: 1639-50

68. Goto H., Tanabe K., Manser E., Lim L., Yasui Y. and Inagaki M. (2002) Phosphorylation and reorganization of vimentin by p21-activated kinase (РАК).Genes Cells, 7(2), 91-7.

69. Habermann A, Schroer ТА, Griffiths G, Burkhardt JK. (2001) Immunolocalization of cytoplasmic dynein and dynactin subunits in cultured macrophages: enrichment on early endocytic organelles. J. Cell Sci., 114:229^10

70. Hafezparast M, Klocke R, Ruhrberg C, Marquardt A, Ahmad-Annuar A, (2003) Mutations in dynein link motor neuron degeneration to defects in retrograde transport. Science, 300: 808-12

71. Hannak E., Oegema K. (2002) The kinetically dominant assembly pathway for centrosomal asters in Caenorhabditis elegans is gamma-tubulin dependent. J. Cell Biol., 157 (4): 591-602, 2002.

72. Hayashi I.,l, Wilde A., Kumar Mai Т., Ikura M. (2005) Structural Basis for the Activation of Microtubule Assembly by the EB1 and pl50Glued Complex. Molecular Cell, 19: 449-460

73. Heald R., Tournebize R., Blank Т., Sandaltzopoulos R., Becker P., Hyman A., Karsenti E. (1996)Self-organization of microtubules into bipolar spindles around artificial chromosomes in Xenopus egg extracts. Nature, 382(6590): 420-5

74. Helfand ВТ, Chang L, Goldman RD. (2004) Intermediate filaments are dynamic and motile elements of cellular architecture. J. Cell Sci., 117: 133-41

75. Helfand ВТ, Loomis P, Yoon M, Goldman RD. (2003) Rapid transport of neural intermediate filament protein. J. Cell Sci., 116: 2345-5

76. Helfand ВТ, Mikami A, Vallee RB, Goldman RD. (2002) A requirement for cytoplasmic dynein and dynactin in intermediate filament network assembly and organization. J. Cell Biol., 157: 795806

77. Herskowits, I. (1995) MAP kinase pathway in yeast: for mating and more. Cell, 80: 187-97.

78. Hirokawa N. (1998) Kinesin and dynein superfamily proteins and the mechanism of organelle transport. Science, 279: 519-27.

79. Holleran E.A., Karki S., Holzbaur E.L. (1998). The role of the dynactin complex in intracellular motility. Int. Rev. Cytol., 182: 69109

80. Holleran E.A., Ligon L.A., Tokito M., Stankewich M.C., Morrow J.S. (2001). Beta III spectrin binds to the Arpl subunit of dynactin. J. Biol.Chem., 276: 36598-605

81. Holleran E.A., Tokito M.K., Karki S., Holzbaur E.L.F. (1996). Centractin (Arpl) associates with spectrin revealing a potential mechanism to link dynactin to intracellular organelles. J.Cell Biol., 135:1815-29

82. Holzbaur E.L, Hammarback J.A., Paschal B.M., Kravit N.G., Pfister K.K., Vallee R.B. (1991) Homology of a 150K cytoplasmic dyneinassociated polypeptide with the Drosophila gene Glued, Nature (Lond.), 351: 579-583 .

83. Hoogenraad C.C., P. Wulf, N. Schiefermeier, T. Stepanova, N. Galjart, J.V. Small, F. Grosveld, C.I. de Zeeuw, A. Akhmanova (2003) Bicaudal D induces selective dynein-mediated microtubule minus end-directed transport, EMBO J., 22: 6004-6015.

84. Hu, M.C., Qiu, W.R., Wang, X., Meyer, C.F. and Tan, Т.Н. (1996) Human HPK1, a novel human hematopoietic progenitor kinase that actives the JNK/SAPK kinase cascade. Genes Dev, 10: 2251-64

85. Hughes, S.M., Vaughan, K.T., Herskovits, J.S., and Vallee, R.B. (1995) Molecular analysis of a cytoplasmic dynein light intermediate chain reveals homology to a family of ATPases. J. Cell Sci. 108: 17-2

86. Jang J., Ma S., Terada Y., and Erikson R. (2002) Phosphorylation of threonine 210 and the role of serine 137 in the regulation of mammalian polo-like kinase. J. Biol. Chem., 277(46): 44115-44120

87. Januschke J, Gervais L, Dass S, Kaltschmidt JA, Lopez-Schier H (2002) Polar transport in the Drosophila oocyte requires Dynein and Kinesin I cooperation. Curr. Biol., 12: 1971-81

88. Jin T, Yue L, Li J. (2001) In vivo interaction between dynamitin and MacMARCKS detected by the fluorescent resonance energy transfer method. J. Biol. Chem., 276: 12879-84

89. Johnston JA, Illing ME,Kopito RR. (2002) Cytoplasmic dynein/dynactin mediates the assembly of aggresomes. Cell Motil. Cytoskelet., 53: 26-38

90. Jordens I, Fernandez-Borja M, Marsman M, Dusseljee S, Janssen L (2001) The Rab7 effector protein RILP controls lysosomal transport by inducing the recruitment of dynein-dynactin motors. Curr. Biol. , 11: 1680-95

91. Joshi H., Palacios M., McNamara L., Cleveland D. (1992) Gamma-tubulin is a centrosomal protein required for cell cycle-dependent microtubule nucleation. Nature, 356, 80-83

92. Itoh, S., Kameda, Y., Yamada, E., Tsujikawa, K., Mimura, T. and Kohama, Y. (1997) Molecular cloning and characterization of a novel putative STE20-like kinase in guinea pigs. Arch Biochem Biophys, 340: 201-7.

93. Karki S, Holzbaur E. (1995) Affinity chromatography demonstrates a direct binding between cytoplasmic dynein and the dynactin complex. J. Biol. Chem., 270: 28806-11 b

94. Karki, S. and Holzbaur, E.L.F. (1999) Cytoplasmic dynein and dynactin in cell division and intracellular transport. Curr. Opin. Cell Biol. 11:45-53.

95. Karki S, LaMonte B, Holzbaur ELF. (1998) Characterization of the p22 subunit of dynactin reveals the localization of cytoplasmic dynein and dynactin to the midbody of dividing cells. J. Cell Biol., 142:1023-34

96. Karki S, Tokito MK, Holzbaur EL. (2000) A dynactin subunit with a highly conserved cysteine-rich motif interacts directly with Arpl. J. Biol Chem., 275: 4834-39

97. Keating Т.J., Borisy G.G. (2000) Immunostructural evidence for the template mechanism of microtubule nucleation. Nat Cell Biol., 2(6), 352-357

98. Kelm, O., Wind, M., Lehmann, W.D. and Nigg EA. (2002) Cell cycle-regulated phosphorylation of the Xenopus Polo-like kinase Plxl. J Biol Chem, 227 (28): 25247-25256

99. Kennelly, P.J. and Krebs, E.G. (1991) Consensus sequencas as substrate specificity determinants for protein kinases and protein phosphotases. J Biol Chem, 266: 1555-8.

100. Khodjakov A., Cole R., Oakley В., Rieder C. (2000) Centrosome-independent mitotic spindle formation in vertebrates. Curr. Biol., 10(2): 59-67

101. King, S.M., Barbarese, E., Dillman, III, J.F., Patel-King, R.S., Carson, J.H., and Pfister, K.K. (1996a) Brain cytoplasmic and flagellar outer arm dyneins share a highly conserved Mr 8,000 light chain. J. Biol. Chem. 271: 19358-19366.

102. King, S.M., Dillman III, J.F., Benashski, S.E., Lye, R.J., Patel-King, R.S., and Pfister, K.K. (1996b) The mouse t-complex-encoded protein Tctex-1 is a light chain of brain cytoplasmic dynein. J. Biol. Chem. 271:32281-32287.

103. King, S.M., and Patel-King, R.S. (1995) The M(R) 8,000 and 11,000 outer arm dynein light chains from Chlamydomonas flagella have cytoplasmic homologues. J. Biol. Chem. 270: 11445-11452.

104. King, S. M. (2000). The dynein molecular motor. Biochim. Biophys. Acta differentially expressed light chains. Biochemistry 37: 15033-15041.

105. King S., Brown C., Kerstin C., Quintyne N., Schroer T.(2003) Analysis of the dynein-dynactin interaction in vitro and in vivo. Mol Biol of the Cell, 14: 5089-97.

106. King, S. M., Haley, В. E. and Witman, G. B. (1989). Structure of the a. and b. heavy chains of the outer arm dynein from Chlamydomonas flagella. Nucleotide binding sites. J. Biol. Chem. 264, 10210-10218.

107. King SJ, Schroer ТА. (2000) Dynactin increases the processivity of the cytoplasmic dynein motor. Nat. Cell Biol., 2: 2024

108. Kiosses, W.B., Daniels, R.H., Otey, C., Bokoch, G.M. and Schwartz, M.A. (1999) A role for p21-activated kinase in endothelial cell migration. J Cell Bio, 147(4): 831-44.

109. Kloc M, Zearfoss NR, Etkin LD. (2002). Mechanisms of subcellular mRNA localization. Cell, 108: 533-44

110. Koonce, M. P. (1997). Identification of a microtubule-binding domain in a cytoplasmic dynein heavy chain. J. Biol. Chem. 272, 19714-19718.

111. Koonce, M. P. and Tikhonenko, I. (2000). Functional elements within the dynein microtubule-binding domain. Mol. Biol. Cell 11, 523-529.

112. Kopito R. (2003). The missing linker: an unexpected role for a histone deacetylase. Mol.Cell 12:1349-51

113. Kuhle V, Jackel D, Hensel M. (2004) Effector proteins encoded by Salmonella pathogenicity island 2 interfere with the microtubule cytoskeleton after translocation into host cells. Traffic, 5: 356-70

114. Kumar S, ZhouY, Plamann M. (2001) Dynactin membrane interaction is regulated by the C-terminal domains of pl50(Glued). EMBORep., 2: 939^4

115. Kuramochi, S., Moriguchi, Т., Kuida, K., Endo, J., Semba, K., Nishida, E. and Karasuyama, H. (1997) LOK is novel mouse STE20-like protein that is expressed predominantly in lymphocytes. J Biol Chem, 272: 22679-84.

116. Kuriyama R. (1989) 225-Kilodalton phosphoprotein associated with mitotic centrosomes in sea urchin eggs. Cell Motil. Cytoskeleton., 12: 90-103.

117. Kyhse-Andersen, J. (1984) Electroblotting of multiple gels: a simple apparatus without buffer tank for rapid transfer of protein from polyacrylamide to nitrocellulose. JBiochem Biophys Methods, 1: 2039.

118. Kyriakis, J.M. (1999) Signaling by the germinal center kinase family of protein kinases. J Biol Chem, 274: 5259-62.

119. Laemmli, U.K. (1970) Cleavage of structural protein during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 221: 680-5

120. Lafont F, Burkhardt JK, Simons K. (1994) Involvement of microtubule motors in basolateral and apical transport in kidney cells. Nature, 372:801-3

121. LaMonte BH, Wallace KE, Holloway BA. (2002) Disruption of dynein/dynactin inhibits axonal transport in motor neurons causing late-onset progressive degeneration. Neuron; 34: 715-727

122. Lane JD, Vergnolle MA, Woodman PG, Allan VJ. (2001). Apoptotic cleavage of cytoplasmic dynein intermediate chain andpl50(Glued) stops dynein-dependent membrane motility .J. Cell Biol., 153: 1415-26

123. Lange BM. (2002). Integration of the centrosome in cell cycle control, stress response and signal transduction pathways. Curr. Opin. Cell Biol., 14: 35-43

124. Li S, Finley J, Liu ZJ, Qiu SH, Chen H, et al. (2002). Crystal structure of the cytoskeletonassociated protein (CAP-Gly) domain. J.Biol. Chem., 277: 48596-601

125. Li S., Gutekunst C., Hersch S.M., Li X. (1998) Interaction of Huntingtin-associated protein with dynactin pl50Glued. The Journal of Neuro science, 18(4), 1261-1269

126. Liang Y, Yang Z, Yan X. (2004) Nudel functions in membrane traffic mainly through association with Lisl and cytoplasmic dynein. J. Cell Biol., 164: 557-66

127. Ligon LA, Shelly SS, Tokito M, Holzbaur EL. (2003) The microtubule plus-end proteins EB1 and dynactin have differential effects on microtubule polymerization. Mol. Biol. Cell, 14: 1405-17

128. Liu J., Mailer J. (2005) Xenopus Polo-like kinase Plxl: a multifunctional mitotic kinase. Oncogene, 24: 238-247

129. Lo KW, Naisbitt S, Fan JS, Sheng M, Zhang M. (2001) The 8-kDa dynein light chain binds to its targets via a conserved (K/R)XTQT motif. J Biol Chem 276:14059- 14066.

130. Ma S., Trivinos-Lagos L. (1999) Dynein intermediate chain mediated dynein-dynactin interaction is required for interphase microtubule organizationand centrosome replication and separation in Dictyostelium. J. Cell Biol., 147: 1261-73.

131. MacDougall N, Clark A, MacDougall E, Davis I. (2003). Drosophila gurken (TGFalpha) mRNAlocalizes as particles thatmove within the oocyte in two dynein-dependent steps. Dev. Cell, 4: 307-19

132. Mallik R., Gross S. (2004) Molecular motors:strategies to get along. Curr. Biol, 14: R971-82,

133. Malikov V., Kashina A., Rodionov V. (2004) Cytoplasmic dynein nucleates microtubules to organize them into radial arrays in vivo. Mol Biol Cell., 15(6): 2742-9.

134. Matanis T, Akhmanova A,Wulf P, Del Nery E, Weide T. (2002) Bicaudal-D regulates COPI-independent Golgi-ER transport by recruiting the dynein-dynactin motor complex. Nat. Cell Biol., 4: 986-92

135. Matteoni R, Kreis ТЕ. (1987) Translocation and clustering of endosomes and lysosomes depends on microtubules. J. Cell Biol., 105: 1253-65

136. Meraldi P. and Nigg E.A. (2002) The centrosome cycle. FEBS Lett., 521: 9-13.

137. McDonald D, Vodicka MA, Lucero G, Svitkina TM, Borisy GG. (2002) Visualization of the intracellular behavior of HIV in living cells. J. Cell Biol., 159:441-52

138. McGrail M., Gepner J. (1995) Regulation of cytoplasmic dynein function in vivo by the Drosophila Glued complex. J. Cell Biol., 1316 411-25

139. Mikami A, Tynan SH, Hama T, Luby-Phelps K, Saito T, Crandall JE, Besharse JC, Vallee RB. (2002) Molecular structure of cytoplasmic dynein 2 and its distribution in neuronal and ciliated cells. J Cell Sci 115:4801-4808.

140. Мок YK, Lo KW, Zhang M. (2001) Structure of Tctex-1 and its interaction with cytoplasmic dynein intermediate chain. J Biol Chem 276:14067-1407

141. Mogensen M.M., Malik A., Piel M., Bouckson-Castaing V. and Bornens M. (2000) Microtubule minus-end anchorage at centrosomal and non-centrosomal sites: the role of ninein. J. Cell Sci., 113: 30133023

142. Moritz M., Braunfeld M., Sedat J., Alberts В., Agar D. (1995) Microtubule nucleation by gamma-tubulin-containing rings in the centrosome. Nature, 378(6557): 638-40.

143. Morris JA, Kandpal G, Ma L, Austin CP. (2003) DISCI (Disrupted-In-Schizophrenia 1) is a centrosome-associated protein that interacts with MAPI A, MIPT3, ATF4/5 and NUDEL: regulation and loss of interaction with mutation. Hum. Mol. Genet., 12:1591-608

144. Munch C., Sedlmeier R., Meyer Т., Homberg V., Sperfeld A.D., Kurt A., Prudlo J., Peraus G., Hanemann C.O., Stamm G., Ludolph A.C. (2004) Point mutations of the pl50 subunit of dynactin (DCTN1) gene in ALS. Neurology, 63: 724 726

145. Muresan V, Stankewich MC, Steffen W, Morrow JS, Holzbaur EL. (2001) Dynactin-dependent, dynein-driven vesicle transport in theabsence of membrane proteins: a role for spectrin and acidic phospholipids. Mol. Cell, 7: 173-83

146. Neer, E.J., Schmidt, C.J., Nambudripad, R., and Smith, T.F. (1994) The ancient regulatory-protein family of WD-repeat proteins. Nature 371:297-300.

147. Neuwald AF, Aravind L, Spouge JL, Koonin EV. (1999) AAA: A class of chaperone-like ATPases associated with the assembly, operation, and disassembly of protein complexes. Genome Res 9:27-43

148. O'Reilly P.G., Wagner S., Franks D., Cailliau K., Browaeys E., Dissous C., and Sabourin L. (2005) The Ste20-like Kinase SLK Is Required for Cell Cycle Progression through G2. J. Biol. Chem., 280 (51): 42383-42390

149. Ogura T, Wilkinson AJ: (2001) AAAR superfamily ATPases: common structure-diverse function. Genes Cells, 6:575-597.

150. Ozeki Y, Tomoda T, Kleiderlein J, Kamiya A, Bord L. (2003) Disrupted-in-Schizophrenia-1 (DISC-1): mutant truncation prevents binding to NudE-like (NUDEL) and inhibits neurite outgrowth. Proc. Natl. Acad. Sci. USA , 100: 289-94

151. Parisi G, Fornasari M, Echave J. (2004). Dynactins p25 and p27 would be LbH proteins. FEBS Lett., 562:

152. Paschal BM, Holzbaur ELF, Pfister KK, Clark S, Meyer DI. (1993) Characterization of a 50-kDa polypeptide in cytoplasmic dynein preparations reveals a complex with pl50Glued and a novel actin. J. Biol. Chem., 268: 15318-23

153. Paschal BM, Shpetner HS, Vallee RB. 1987. MAP 1С is a microtubule-activated ATPase which translocates microtubules in vitro and has dynein-like properties. J Cell Biol 105:1273-1282.

154. Paschal BM, Vallee RB. 1987. Retrograde transport by the microtubule associated protein MAP 1С. Nature 330:181-183.

155. Purohit A, Tynan SH, Vallee R, Doxsey SJ. 1999. Direct interaction of pericentrin with cytoplasmic dynein light intermediate chain contributes to mitotic spindle organization. J Cell Biol 147:481— 492.

156. Pawson T, Scott JD. (1997) Signaling through scaffold, anchoring, and adaptor proteins. Science, 278(5346): 2075-80

157. Perez-Ferreiro C.M., Vernos I., Correas I. Protein 4.1R regulates interphase microtubule organization at the centrosome. J. Cell Sci. 2004. V.117. P.6197-6206.

158. Pfister KK, Benashski SE, Dillman JF III, Patel-King RS, King SM. (1998) Identification and molecular characterization of the p24 dynactin light chain. Cell. Motil. Cytoskelet., 41: 154-67

159. Pfister, K.K., M.W. Salata, J.F. Dillman III, E. Torre, and R.J. Lye. (1996a) Identification and developmental regulation of a neuron-specific subunit of cytoplasmic dynein. Mol. Biol. Cell. 7:331-343.

160. Pombo C.M., Kehrl J.H., Sanchez L., Katz P., Avruch, Zon L.I., Woodgett J.R., Force T. and Kyriakis J.M. (1995) Activation of the МАРК pathway by the human STE20 homologue germinal centre kinase. Nature, 377: 750-4.

161. Pombo C.M., Bonventre J.V., Molnar A., Kyriakis J. and Force T. (1996) Activation of a human Ste20-like kinase by oxidant stress defines a novel stress response pathway. EMBOJ, 15: 4537-46.

162. Popov A.V., Severin F. and Karsenti E. (2002) XMAP215 is required for the microtubule-nucleating activity of centrosomes. Curr. Biol., 12: 1326-1330

163. Presley JF, Zaal KJM, Schroer ТА, Cole NB, Lippincott-Schwartz J. ((1997) ER to Golgi transport visualized in living cells. Nature, 389: 81-85

164. Puis I., Jonnakuty C., LaMonte B.H., Holzbaur E.L.F., Tokito M., Mann E., Floeter M.K., Bidus K., Drayna D., Oh S.J., Brown R.H., Ludlow C.H., Fischbeck K.H. (2003) Mutant dynactin in motor neuron disease. Nature genetics, 33: 455 456

165. Puis I., Oh S.J., Sumner C.J., Wallace K.E., Floeter M.K., Mann E.A., Kennedy W.R., Wendelschafer-Crabb G., Vortmeyer A., Powers R., Finnegan K., Holzbaur E.L.F., Fischbeck K.H., Ludlow

166. C.L. (2005) Distal spinal and bulbar atrophy caused by dynactin mutation. Ann Neurol, 57: 687 694

167. Purchit A., Tynan S.H., Vallee R. and Doxsey S.J. (1999) Direct interaction of pericentrin with cytoplasmic dynein light intermediate chain contributes to mitotic spindle organization. J. Cell Biol., 147:481-491

168. Qian Y.W., Erikson E. and Mailer J.L. (1998) Purification and cloning of a protein kinase that phosphorylates and activates the pololike kinase Plxl. Science, 282: 1701-4.

169. Quintyne N., Gill S., Schroer Т. (1999) Dynactin is required for microtubule anchoring at fibroblast centrosomes. J. Cell Biol., 147: 321-34.

170. Quintyne N., Schroer T. (2002) Distinct cell cycle-dependent roles for dynactin and dynein at centrosomes. J. Cell Biol., 159: 24554.

171. Rattner J.B. and Bazett-Jones D.P. (1988) Electron spectroscopic imaging of the centrosome in cells of the Indian muntjac. J. Cell Sci., 91:5-11

172. Reinsch S, Karsenti E. (1997) Movement of nuclei along microtubules in Xenopus egg extracts. Curr. Biol., 7: 211-14

173. Riehemann K, Sorg C. (1993) Sequence homologies between four cytoskeleton-associated proteins. Trends Biochem. Sci. ,18: 82-83

174. Rodionov V., Borisy G. (1997) Self-centring activity of cytoplasm. Nature, 386(6621): 170-173.

175. Rodionov V., Nadezhdina E., Borisy G. (1999) Centrosomal control of microtubule dynamics. PNAS, 966: 115-120

176. Sakato M, King SM: (2004) Design and regulation of the AAAR microtubule motor dynein. J Struct Biol

177. Sabourin, L.A. and Rudnichi, M.A. (1999) Induction of apoptosis by SLK, a Ste20-related kinase. Oncogene, 18: 7566-75.

178. Sabourin, L.A., Tamai, K., Seale, P., Wagner, J. and Rudnichi, M.A. (2000) Caspase3 cleavage of the Ste20-related kinase SLK release and activates an apoptosis-inducing kinase domain and an actin-disassembling region. Mol Cell Biol, 20: 684-96.

179. Salina D, Bodoor K, Eckley DM, Schroer ТА, Rattner JB. (2002) Cytoplasmic dynein as a facilitator of nuclear envelope breakdown. Cell, 108: 97-107

180. Salisbury J. (2003) Centrosomes: coiled-coil organize the cell center. Curr. Biol., 13: R88-90.

181. Samso M, Radermacher M, Frank J, Koonce MP. (1998) Structural characterization of a dynein motor domain. J Mol Biol 276:927-937.

182. Schafer DA, Gill SR, Cooper JA, Heuser JE, Schroer ТА. (1994a). Ultrastructural analysis of the dynactin complex: An actin-related protein is a component of a filament that resembles F-actin. J. Cell Biol. ,126:403-12

183. Schafer DA, Korshunova YO, Schroer ТА, Cooper JA. (1994b) Differential localization and sequence analysis of capping protein /?-subunit isoforms of vertebrates. J. Cell Biol., 127: 453-65

184. Scheich C, Niesen FH, Seckler R, Bussow K. (2004) An automated in vitro protein folding screen applied to a human dynactin subunit./Vo/еш Sci. ,13: 370-80

185. Schnapp BJ, Reese TS. (1989) Dynein is the motor for retrograde axonal transport of organelles. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 86:1548-52

186. Schrader M, King SJ, Stroh ТА, Schroer ТА. (2000) Real time imaging reveals a peroxisomal reticulum in living cells. J. Cell Sci., 113:3663-71

187. Schroer, T.A. 1996. Structure and function of dynactin. Semin. Cell Devel. Biol.l: 321-328.

188. Schroer, T.A. (2001). Microtubules don and doff their caps: dynamic attachments at plus and minus ends. Curr. Opin. Cell Biol., 13, 92-96.

189. Schroer T. (2004) Dynactin. Annu. Rev. Cell Biol., 20: 159-79.

190. Schroer Т., Sheetz M. (1991) Two activators of microtubule-based vesicle transport J. Cell Biol., 115: 1309-18.

191. Schuyler SC, Pellman D. (2001) Microtubule "plus-end-tracking proteins": The end is just the beginning. Cell, 105:421-24

192. Sellers, J.R. 2000. Myosins: A diverse superfamily. Biochim. Biophys. Acta. 1496: 3-22.

193. Shiroguchi, K., and Toyoshima, Y.Y. (2001). Regulation of monomeric dynein activity by ATP and ADP concentrations. Cell Motil. Cytoskel. 49, 189-19

194. Short В., С. Preisinger, J. Schaletzky, R. Kopajtich, F.A. Barr, (2002) The Rab6 GTPase regulates recruitment of the dynactin complex to Golgi membranes, Curr. Biol., 12: 1792- 1795

195. Silvanovich A, Li MG, Serr M, Mische S, Hays TS: (2003)The third P-loop domain in cytoplasmic dynein heavy chain is essential for dynein motor function and ATP-sensitive microtubule binding. Mol Biol Cell, 14:1355-1365.

196. Smith GA, Enquist LW. (2002). Break ins and break outs: viral interactions with the cytoskeleton of mammalian cells. Annu. Rev. Cell Dev. Biol, 18:135-61

197. Sondek, J., Bohm, A., Lambright, D.G., Hamm, H.E., and

198. Sigler, P.B. (1996) Crystal structure of a GA proteindimer at 2.1angstrom resolution. Nature 379: 369-374.

199. Song Y., Mandelkow E. (1993) Recombinant kinesin motor domain binds to beta-tubulin and ddecorates microtubules with а В surface lattice. PNAS, 90 (5): 1671-5

200. Starr DA, Williams ВС, Hays TS, Goldberg ML. (1998) ZW10 helps recruit dynactin and dynein to the kinetochore. J. Cell Biol, 142: 763-74

201. Su, Y.C., Han, J., Xu, S., Cobb, M. and Skolnik, Е.У. (1997) NIK is a new Ste20-related kinase that binds NCK and MEKK1 and activates the SAPK/JNK cascade via a conserved regulatory domain. EMBOJ, 16: 1279-90.

202. Suomalainen M, NakanoMY, Keller S, Войске K, Stidwill RP. (1999) Microtubule-dependent plus- and minus end-directed motilities are competing processes for nuclear targeting of adenovirus. J. Cell Biol, 144: 657-72

203. Susalka SJ, Hancock WO, Pfister KK. (2000) Distinct cytoplasmic dynein complexes are transported by different Dynein: An Ancient Motor Protein 199 mechanisms in axons. Biochim Biophys Acta 1496:76-88.

204. Swaroop A, Swaroop M, Garen A. (1987). Sequence analysis of the complete cDNA and encoded polypeptide for the glued gene of Drosophila melanogaster. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 84: 6501-5

205. Tai AW, Chuang JZ, Bode C, Wolfrum U, Sung CH. (1999)Rhodopsin's carboxy-terminal cytoplasmic tail acts as a membrane receptor for cytoplasmic dynein by binding to the dynein light chain Tctex-1. Cell 97:877- 887.

206. Tai AW, Chuang JZ, Sung CH. 2001. Cytoplasmic dynein regulation by subunit heterogeneity and its role in apical transport. J Cell Biol 153:1499-1509.

207. Tokito MK, Holzbaur EL. (1998) The genomic structure of DCTN1, a candidate gene for limb-girdle muscular dystrophy (LGMD2B). Biochim. Biophys. Acta, 1442: 432-36

208. Tokito MK, Howland DS, Lee VM-Y, Holzbaur ELF. (1996) Functionally distinct isoforms of dynactin are expressed in human neurons. Mol. Biol. Cell, 7: 1167-80

209. Tynan SH, Gee MA, Vallee RB. (2000a) Distinct but overlapping sites within the cytoplasmic dynein heavy chain fordimerization and for intermediate chain and light intermediate chain binding. J Biol Chem 275:32769- 32774.

210. Tynan SH, Purohit A, Doxsey SJ, Vallee RB. (2000b) Light intermediate chain 1 defines a functional subfraction of cytoplasmic dynein which binds to pericentrin. J Biol Chem 275:32763-32768.

211. Vaisberg EA, Grissom PM, Mcintosh JR. (1996) Mammalian cells express three distinct dynein heavy chains that are localized to different cytoplasmic organelles. J Cell Biol 133:831- 842.

212. Vallee RB, Wall JS, Paschal BM, Shpetner HS. (1988) Microtubule-associated protein 1С from brain is a two headed cytosolic dynein. Nature 332:561-563.

213. Vale, R.D. and Milligan, R.A. (2000) The way things move: Looking under the hood of molecular motor proteins. Science 288: 88-95.

214. Vallee R.B., Williams J.C., Varma D. (2004) Dynein: An ancient motor protein involved in multiple modes of transport. // J. Neurobiol. 58: 189-200

215. Valetti C,Wetzel DM,Schrader M, Hasbani MJ, Gill SR. (1999) Role of dynactin in endocytic traffic: effects of dynamitin overexpression and colocalization with CLIP-170. Mol. Biol. Cell, 10: 4107-20

216. Vandre D.D., Feng Y. and Ding M. (2000) Cell cycle-dependent phosphorylation of centrosomes: localization of phosphopeptide specific antibodies to the centrosome. Microsc. Res. Tech., 49: 458-466.

217. Vaughan К. T. (2005) Microtubule plus ends, motors, and traffic of Golgi membranes. Biochimica et Biophysica Acta, 1744: 316-324

218. Vaughan P., Miura P., Henderson M., Byrne В., Vaughan K. (2002) A role for regulated binding of pl50(Glued) to microtubule plus ends in organelle transport. J. Cell Biol., 158: 305-1.

219. Vaughan KT, Tynan SH, Faulkner NE, Echeverri CJ, Vallee RB. (1999) Colocalization of cytoplasmic dynein with dynactin and CLIP- 170 at microtubule distal ends. J. Cell Sci., 112: 1437-47

220. Vaughan KT, Vallee RB. (1995) Cytoplasmic dynein binds dynactin through a direct interaction between the intermediate chains and p 150Glued. J. Cell Biol. 131:1507-16.

221. Vorobjev I., Malikov V., Rodionov V. (2001) Self-organization of a radial microtubule array by dynein-dependent nucleation of microtubules. PNAS, 98 (18): 10160-5.

222. Wagner S., Flood Т., O'Reilly P., Sabourin L. (2002) Association of the Ste20-like kinase (SLK) with the microtubule. J. of Biol. Chem., 277 (40): 37685-37692.

223. Wall, M.A., Coleman, D.E., Lee, E., Iniguez-Lluhi, J.A., Posner, B.A., Gilman, A.G., and Sprang, S.R. 1995. The structure of the G protein heterotrimer Gill2. Cell 83: 1047-1058.

224. Walczak CE, Vernos I, Mitchison TJ, Karsenti E, Heald R. (1998). A model for the proposed roles of different microtubule-based motor proteins in establishing spindle bipolarity. Curr. Biol., 8: 90313

225. Wang L, Ho CL, Sun D, Liem RK, Brown A. 2000. Rapid movement of axonal neurofilaments interrupted by prolonged pauses. Nat. Cell Biol., 2: 137-41

226. Wang Y, Jerdeva G, Yarber FA, da Costa SR, Xie J, et al. 2003. Cytoplasmic dynein participates in apically targeted stimulated secretory traffic in primary rabbit lacrimal acinar epithelial cells. J. Cell Sci., 116:2051-65

227. Wang Z., Khan, S., Sheetz, M.P. (1995) Single cytoplasmic dynein molecule movements: characterization and comparison with kinesin. Biophys, 69: 2011-2023

228. Waterman-Storer C., Karki S., Holzbaur E. (1995) The pl50Glued component of the dynactin complex binds to both microtubules and the actin-related protein centractin (Arp-1). PNAS, 92: 1634-38.

229. Waterman-Storer C., Salmon E. (1997) Microtubule dynamics: treadmilling comes around again. Curr. Biol., 7(6): R369-72

230. Watson P., R. Forster, K.J. Palmer, R. Pepperkok, D.J. Stephens (2005) Coupling of ER exit to microtubules through direct interaction of COPII with dynactin, Nat. Cell Biol., 7: 48- 55.

231. Wiemer EA, Wenzel T, Deerinck TJ, Ellisman MH, Subramani S. 1997. Visualization of the peroxisomal compartment in living mammalian cells: dynamic behavior and association with microtubules. J. Cell Biol., 136: 71-80

232. Wilkie G.S., Davis I. 2001. Drosophila wingless and pair-rule transcripts localize apically by dynein-mediated transport of RNA particles. Cell, 105: 209-19

233. Wilson, K.L., Zastrow, M.S., and Lee, K.K. (2001). Lamins and dis- ease: insights into nuclear infrastructure. Cell 104, 647-650

234. Wittman Т., Hyman A. (1999) Recombinant p50/dynamitin as a tool to examine the role of dynactin in intracellular processes. San Diego: Academic Press, 137—143.

235. Xiang X, Plamann M. 2003. Cytoskeleton and motor proteins in filamentous fungi. Curr. Opin. Microbiol., 6: 628-33

236. Yamada, E., Tsujikawa, K., Itoh, S., Kameda, Y., Kohama, Y. and Yamamoto, H. (2000) Molecular cloning and characterization of a novel human STE20-like kinase, hSLK. Biochim Biophys Act, 1495: 250-62.

237. Yamamoto A, Hiraoka Y. 2003. Cytoplasmic dynein in fungi: insights from nuclear migration. J. Cell ScL, 116: 4501-12

238. Young A, Dictenberg JB, Purohit A, Tuft R, Doxsey SJ. 2000. Cytoplasmic dyneinmediated assembly of pericentrin and gamma tubulin onto centrosomes. Mol. Biol. Cell, 11: 2047-56

239. Young MR, D'Arcy Hart P. 1986. Movements and other distinguishing features of small vesicles identified by darkfield microscopy in living macrophages. Exp. Cell Res., 164: 199-210

240. Yustein, J.T., Li, D., Robinson, D. and Kung, H3. (2000) KFC, a Ste20-like kinase with mitogenic potential and capability to activate the SAPK/JNK pathway. Oncogene, 19: 710-8

241. Zhang, J., G. Han, and X. Xiang. 2002. Cytoplasmic dynein intermediate chain and heavy chain are dependent upon each other for microtubule end localization in Aspergillus nidulans. Mol. Microbiol. 44:381-392.

242. Zheng Y., Wong M., Alberts В., Mitchison T. (1995) Nueleation of microtubule assembly by a gamma-tubulin-contaning ring complex. Nature, 378: 578-83.

243. ZimmermanW, Doxsey SJ. (2000) Construction of centrosomes and spindle poles by molecular motor-driven assembly of protein particles. Traffic, 1: 927-34

244. Zinovkina, L.A., Poltaraus, A.B., Solovyanova, O.B. and Nadezhdina, E.S. (1997) Chinese hamster protein homologous to human putative protein kinase KIAA0204 is associated with nuclei, microtubules and centrosomes in CHO-K1 cells. FEBS Lett, 414: 1359Щ