Роль динамики микротрубочек и структуры их сети в организации внутриклеточного транспорта тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Ломакин, Алексей Юрьевич

• Ломакин, Алексей Юрьевич
• кандидат биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Ломакин, Алексей Юрьевич

Список сокращений, принятых в работе

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы

Цели и задачи работы

Научная новизна и практическая значимость работы

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Общее понятие о цитоскелете. Микротрубочки как важнейший элемент цито скелета. Тонкая структура микротрубочек

1.2. Организация системы микротрубочек в клетках. Динамика микротрубочек

1.3. Ассоциированные с микротрубочками белки (МАРб). Контроль динамики микротрубочек со стороны МАРб

1.4. Молекулярные моторы, работающие на микротрубочках. Роль кинезина и динеина в осуществлении транспорта по микротрубочкам

1.5. Активный транспорт и его логика. Виды грузов, транспортируемых по микротрубочкам: мембранные и немембранные "карго". Координация моторных комплексов

1.6. Соотношение динамики микротрубочек и внутриклеточного транспорта. Взаимодействие микротрубочек с перевозимыми грузами: модель «поиска и захвата». Основные представители белков семейства +TIPs: ЕВ1, CLIP 170, pl50c/"ei/ и их участие во взаимодействии микротрубочек с перевозимыми грузами

1.7. Меланофоры позвоночных животных как удобная система для изучения активного транспорта мембранных органелл

1.8. Стрессовые гранулы в клетках млекопитающих как модельные объекты для изучения активного транспорта немембранных компонентов - РНК-белковых комплексов

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Культивирование клеток

2.2. Экспериментальные воздействия на культуры клеток

2.3. Работа с плазмидной ДНК и процедура трансфекции

2.4. Антитела

2.5. Иммуноцитохимия и иммунофлуоресцентная микроскопия

2.6. Микроинъекция

2.7. Видеомикроскопия

2.8. Определение уровня полимеризованного тубулина в живых клетках

2.9. Биохимическое выделение препарата меланосом из клеток

2.10. Вестерн-блот анализ меланосомных белков

2.11. Компьютерные алгоритмы анализа видеоизображений

2.12. Математический аппарат

2.13. Статистический анализ данных

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. Стабилизация динамики микротрубочек приводит к нарушению процесса агрегации мембранных органелл, меланосом, в меланофорах X. laevis

3.2. Динамика актиновых филаментов и зависимый от миозина V транспорт не важны для процесса агрегации меланосом

3.3. Динамичные плюс-концы микротрубочек осуществляют «поиск и захват» меланосом во время агрегации

3.4. Устранение белкового комплекса ЕВ 1 -CLIP 170-р\$QGlued с плюс-конца микротрубочки влечет за собой нарушение процесса агрегации меланосом

3.5. Диссоциация с плюс-концов микротрубочек эндогенного CLIP 170 приводит к нарушению процесса агрегации меланосом

3.6. Контакты плюс-концов микротрубочек, обогащенных GFP-CLIP170, с меланосомами приводят к инициации минус-концевого транспорта последних

3.7. Дефекты агрегации меланосом в клетках с нарушенной локализацией CLIP 170 на плюс-конце микротрубочки объясняются резким снижением частоты плюс-концевых контактов, приводящих к инициации минус-концевого транспорта меланосом

3.8. CLIP 170 соочищается с белками меланосом

3.9. Немембранные органеллы, стрессовые гранулы, ассооциированны с клеточными микротрубочками

ЗЛО. Стрессовые гранулы транспортируются по микротрубочкам in vivo

3.11. Целостность микротрубочек, но не актиновых филаментов важна для активного транспорта стрессовых гранул

3.12. Динамика микротрубочек не вносит существенного вклада в транспорт стрессовых гранул

3.13. Участие микротрубочек в разборке стрессовых гранул

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

4.1. Роль динамики микротрубочек в инициации динеин-зависимого транспорта меланосом

4.2. Белки плюс-концов микротрубочек (+TIPs) и их роль в осуществлении механизма «поиска и захвата» меланосом во время агрегации

4.3. Внутриклеточный транспорт стрессовых гранул и зависимость этого процесса от динамики микротрубочек

4.4. Участие микротрубочек в разборке стрессовых гранул

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль динамики микротрубочек и структуры их сети в организации внутриклеточного транспорта»

Актуальность проблемы. Среди трех известных в настоящий момент типов цитоскелетных структур (микрофиламенты, промежуточные филаменты, микротрубочки) особенно важное место занимает система микротрубочек. Эти цитоскелетные элементы играют ключевую роль в механизмах клеточного деления, активного транспорта органелл по цитоплазме, а также миграции клеток по субстрату. Нарушения функций микротрубочек лежат в основе многих патологических процессов, в том числе опухолевой трансформации и различных нейродегенераций (Alberts ct al., 2007).

В большинстве клеток животных микротрубочки располагаются в цитоплазме в виде радиальной сети с фокусом схождения в точке вблизи ядра, называемой центром их организации. Выраженность радиальной организации сети микротрубочек бывает различной. Так, для культивируемых меланофоров позвоночных характерна радиально-симметричная система микротрубочек, в то время как в культивируемых эпителиальных и фибробластоподобных клетках сеть микротрубочек устроена довольно хаотично. Так или иначе, практически все микротрубочки в клетках растут из центров организации так называемыми плюс-концами к периферии, а их минус-концы остаются собранными в центре (Бураков, Надеждина, 2006). Таким образом, система микротрубочек анизотропна, что используется клеткой для определения разных направлений транспорта органелл в цитоплазме.

Транспорт вдоль микротрубочек осуществляется при помощи моторных белков - механохимических АТФаз, принадлежащих к двум суперсемействам: динеинам и кинезинам. Связываясь одним концом молекулы с микротрубочкой, а другим - с переносимым грузом, кинезины, как правило, перемещают свой груз к плюс-концу микротрубочки, а динеины - к ее минус-концу (Holzbauer, Valle, 1994; Schroer, 1994; Vale, Fletterick, 1997). ч Исследования последних лет показали, что многие органеллы в клетке несут на себе моторы обоих знаков, что определяет их движение по микротрубочкам как двунаправленное. Переключение активности одного из моторных белков в составе комплекса с органеллой может изменять вектор движения таких органелл; это явление лежит в основе координации различных транспортных направлений в клетке. Двунаправленный транспорт вдоль микротрубочек и участие в нем конкретных моторных белков, а также механизмы их координации, наиболее четко охарактеризованы для мембранных органелл - митохондрий и меланосом - в клетках позвоночных, а также липидных капель, занимающих промежуточное положение между мембранными и немембранными органеллами, в эмбрионах Drosoph.Ua. Однако транспорт немембранных компонентов клетки, например, рибонуклеопротеидных (мРНП) частиц, охарактеризован значительно хуже и описан, в основном, в специфических типах клеток - ооцитах и нейронах.

Традиционно микротрубочкам в организации внутриклеточного транспорта отводится роль «рельсов», вдоль которых моторные белки перевозят органеллы. Тем не менее, это представление кажется односторонним, ибо микротрубочки - не застывшие арматурные элементы, а вполне динамичные образования. Большинство микротрубочек в клетке на плюс-концах постоянно претерпевают чередующиеся фазы роста и укорочения, что в целом делает систему микротрубочек динамичной. Таким образом, распределение органелл в клетке в каждый данный момент, по-видимому, является статистическим результатом сочетания активных перемещений этих органелл по микротрубочковым путям и динамики самих этих путей. Но вклад динамики микротрубочек в общую картину внутриклеточного транспорта до настоящего времени не исследовался.

Было высказано предположение о том, что динамичные микротрубочки, постоянно собираясь и разбираясь, как бы сканируют внутриклеточное пространство своими плюс-концами в поисках транспортируемых органелл (так называемая модель «поиска и захвата» (КлгзсЬпег, МксЫэоп, 1986)). Белки, специфически накапливающиеся на плюс-концах микротрубочек, могут временно «приклеивать» к микротрубочкам органеллы, расположенные на периферии, и тем самым способствовать началу их динеин-зависимого движения по микротрубочкам к центру клетки (УаицЬап, 2004). Экспериментальные данные в пользу этой модели были получены, в основном, при наблюдении взаимодействий динамичных микротрубочек веретена деления с митотическими хромосомами (Тлгпаиег е( а1., 2002а). Нарушение функций белков, локализованных на плюс-конце микротрубочки, приводило к потере контакта между микротрубочкой и кинетохором хромосомы. Это в конечном итоге служило причиной неравномерной сегрегации генетического материала в митозе (Огау1ат еГ а1, 2006). Однако существование феномена «поиска и захвата» и его молекулярные механизмы в интерфазных клетках, остаются практически не изученными.

Все вышеизложенное обусловило актуальность настоящего исследования и определило его цель и задачи.

Цель исследования: работа ставит своей основной целью выяснение влияния динамики микротрубочек на внутриклеточный транспорт мембранных (меланосомы) и немембранных (мРНП-гранулы) органелл в клетках с различной организацией микротрубочек в интерфазе.

Для достижения поставленной цели решались следующие задачи:

1. Изучить влияние ингибирования динамики микротрубочек на внутриклеточный транспорт меланосом в культивируемых меланофорах Xenopus laevis с радиальной системой микротрубочек.

2. Провести детальные видеонаблюдения за контактами плюс-концов микротрубочек с меланосомами во время активации динеин-зависимого транспорта.

3. Установить роль белков плюс-концов микротрубочек (ЕВ1, CLIP 170, p\50GIued) в «захвате» меланосом микротрубочками.

4. Охарактеризовать транспорт цитоплазматических мРНП стрессовых гранул и проанализировать зависимость этого процесса от динамики микротрубочек в культивируемых клетках HeLa с хаотичной системой микротрубочек.

5. Провести детальные видеонаблюдения за совместным поведением стрессовых гранул и микротрубочек в клетках.

6. Установить участие микротрубочек в разборке стрессовых гранул.

Научная новизна и практическая значимость работы. В работе получены оригинальные, мирового уровня результаты, позволяющие выявить физиологическую роль явления динамической нестабильности микротрубочек в интерфазной клетке: глобальная динамика плюс-концов микротрубочек является критичным фактором для осуществления синхронного динеин-зависимого транспорта мембранных органелл в клетках с радиальной системой микротрубочек. Показано, что, когда плюс-концы микротрубочек контактируют с меланосомами, то органелла, временно заякоренная в результате контакта, приступает к минус-концевому транспорту вдоль микротрубочки. Это первое наблюдение об использовании интерфазной клеткой механизма «поиска и захвата», некогда предложенного для объяснения способов взаимодействия кинетохоров хромосом с микротрубочками веретена деления в митозе. Кроме того, в настоящем исследовании впервые выявлено участие белков, специфически аккумулирующихся на плюс-концах микротрубочек (+TIPs), в осуществлении временных контактов между микротрубочкой и транспортируемой органеллой. Впервые продемонстрирована роль белка CLIP 170 в осуществлении механизма «поиска и захвата» меланосом. Также, впервые показано функциональное значение ЕВ1-зависимого привлечения CLIP 170 на плюс-конец микротрубочки.

Впервые показана ассоциация таких немембранных органелл как мРНП стрессовых гранул с клеточными микротрубочками. Впервые описан и охарактеризован внутриклеточный транспорт стрессовых гранул и его зависимость от системы микротрубочек. Впервые продемонстрировано участие микротрубочек в процессе диссоциации стрессовых гранул.

Выяснение механизма взаимодействия микротрубочек с транспортируемыми грузами может оказаться полезным не только для понимания функций микротрубочек во внутриклеточном транспорте, но и для поиска фармакологических мишеней в патологически измененных клетках, с нарушенной функцией внутриклеточного транспорта.

Разработанные методические подходы к наблюдению и анализу движения меланосом и стрессовых гранул могут быть использованы для изучения внутриклеточного транспорта других органелл.

Материалы диссертационной работы могут быть использованы в учебных лекционных и практических курсах по молекулярной биологии клетки.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Ломакин, Алексей Юрьевич

выводы

1. Глобальная динамика плюс-концов микротрубочек необходима для быстрой и синхронной агрегации мембранных органелл, меланосом, в меланофорах Хепорт. Динамичные плюс-концы микротрубочек взаимодействуют с меланосомами, подлежащими минус-концевому транспорту, по механизму «поиска и захвата».

2. Белок СЫР 170, аккумулирующийся на концах растущих микротрубочек, принимает участие в формировании временных контактов между плюс-концом микротрубочки и меланосомой. Указанные взаимодействия необходимы для инициации динеин-зависимого транспорта меланосом.

3. Белок динактинового комплекса р150с/"еаГ, также ассоциированный с плюс-концами микротрубочек, не участвует в «захвате» меланосом микротрубочками.

4. Немембранные органеллы, стрессовые гранулы, перемещаются в клетках по микротрубочкам. Транспорт стрессовых гранул характеризуется как асинхронное перемещение, носящее хаотический характер.

5. Динамика микротрубочек не вносит вклада в результирующее движение стрессовых гранул.

6. Микротрубочки необходимы не только для формирования стрессовых гранул, как было показано ранее, но и для их разборки.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Обобщая результаты исследования, важно подчеркнуть, что в данной работе нами впервые описан зависимый от микротрубочек транспорт немембранных органелл, стрессовых гранул, в клетках млекопитающих, а также охарактеризованы новые детали хорошо известного транспорта мембранных органелл, меланосом, в меланофорах Хепориз Полученные данные позволяют заключить, что различия в структуре и плотности сети микротрубочек сказываются на организации внутриклеточного транспорта органелл. Так, в меланофорах Хепорш с хорошо выраженной радиальной организацией микротрубочек происходит быстрый, направленный и синхронный транспорт органелл. В клетках НеЬа с хаотичной системой микротрубочек наблюдается асинхронное перемещение органелл, носящее хаотический характер. Плотность сети микротрубочек в меланофорах много меньше, чем в клетках НеЬа, поэтому в меланофорах существует механизм, способный привести транспортируемые органеллы в контакт с микротрубочками. Данный механизм основан на явлении динамической нестабильности микротрубочек. Микротрубочки в меланофоре выступают не просто в качестве рельсов, вдоль которых моторные белки перевозят меланосомы, микротрубочки, благодаря своей динамичности, сами активно вовлекаются в процесс транспорта, играя роль «ловцов» меланосом, подлежащих транспортировке. В ответ на стимул к мгновенному изменению положения пигмента клетка мобилизует все возможные механизмы для прохождения этого процесса с максимальной эффективностью. Скорее всего, подобный механизм был приобретен в процессе эволюции и закреплен естественным отбором, ибо быстрое изменение цвета кожных покровов играет ключевую роль в социальном поведении животных, а также приобретении ими покровительственной окраски в природных условиях. В густой сети микротрубочек органелле не сложно найти свой транспортный трек, поэтому ингибирование динамики микротрубочек в клетках НеЬа существенно не влияет на транспорт стрессовых гранул. По-видимому, как для транспорта самих стрессовых гранул, так и для их формирования из «субъединиц» или диссоциации на составляющие компоненты, важно наличие целостного трека, вдоль которого молекулярные моторы могут транспортировать компоненты стрессовых гранул и сами гранулы.

136

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Ломакин, Алексей Юрьевич, 2009 год

1. Бураков А.В., Надеждина Е.С. 2006. Динеин и динактин как организаторы системы клеточных микротрубочек. Онтогенез. 2006. 37: 1-17.

2. Кулик А.В., Гиоева Ф.К., Минин А.А. 2002. Видеомикроскопическое исследование движения митохондрий. Онтогенез. 33: 366-373.

3. Alberts В., Jonson A., Levis J., Raff M., Roberts К, Walter P. 2007. Molecular Biology of the Cell. 5th ed. New York: Garland Publishing.

4. Sambrook et al., 1989. J. Sambrook, E.F. Fritsch and T. Maniatis. 1989. Molecular Cloning. In: A Laboratory Manual. 2nd ed. Cold Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press.

5. Stephen L. Wolfe. 1995. Introduction to Cell and Molecular Biology. USA: Wadsworth Publishing Company.

6. Akhmanova A., Hoogenraad C.C. 2005. Microtubule plus-end-tracking proteins: mechanisms and functions. Curr. Opin. Cell Biol. 17: 47-54.

7. Akhmanova A., Steinmetz M.O. 2008. Tracking the ends: a dynamic protein network controls the fate of microtubule tips. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 9: 309-322.

8. Andersen J., Wilkinson C., Mayor T., Mortensen P., Nigg E., Mann M. 2003. Proteomic characterization of the human centrosome by protein correlation profiling. Nature. 426: 570574.

9. Arnal I., Heichette C., Diamantopoulos G.S., Chrétien D. 2004. CLIP-170/tubulin-curved oligomers coassemble at microtubule ends and promote rescues. Curr. Biol. 14:2086-2095.

10. Bacher C.P., Reichenzeller M., Athale C., Herrmann H., Eils R. 2004. 4-D single particle tracking of synthetic and proteinaceous microspheres reveals preferential movement of nuclear particles along chromatin poor tracks. BMC Cell Biol. 5: 45.

11. Bassell G.J., Zhang H., Byrd A.L., Femino A.M, Singer R.H., Taneja K.L., Lifshitz L.M, Herman I.M, and Kosik K.S. 1998. Sorting of beta-actin mRNA and protein to neurites and growth cones in culture. J. Neurosci. 18: 251-265.

12. Bieling P., Kandels-Lewis S., Telley I.A., van Dijk J., Janke C., Surrey T. 2008. CLIP-170 tracks growing microtubule ends by dynamically recognizing composite EBl/tubulin-binding sites. J. Cell Biol. 183: 1223-1233.

13. Bloom G.S., Endow S.A. 1995. Motor proteins 1: kinesins. Protein Profile. 2: 1105-1171.

14. Bloom G.S., Goldstein L.S. 1998. Cruising along microtubule highways: how membranes move through the secretory pathway. J. Cell Biol. 140: 1277-1280.

15. Borisy G.G., Rodionov V.I. 1999. Lessons from the melanophore. FASEB J. Suppl. 2: S221-224.

16. Broadus, J., Fuerstenberg, S., and Doe, C.Q. 1998. Staufen-dependent localization of prospero mRNA contributes to neuroblast daughter-cell fate. Nature. 391: 792-795.

17. Bu W., Su L.K. 2001. Regulation of microtubule assembly by human EB1 family proteins. Oncogene. 20:3185-3192.

18. Bu W., Su L.K. 2003. Characterization of functional domains of human EB1 family proteins. J. Biol. Chem. 278: 49721-49731.

19. Bulinski J.C., Gundersen G.G. 1991. Stabilization of post-translational modification of microtubules during cellular morphogenesis. BioEssays. 13: 285-293.

20. Bullock, S.L., Nicol, A., Gross, S.P., and Zicha, D. 2006. Guidance of bidirectional motor complexes by mRNA cargoes through control of dynein number and activity. Curr. Biol. 16: 1447-1452.

21. Burkhard J., Echeverri C., Nilson T., Vallee R. 1997. Overexpression of the dynamitim (p50) subunit of the dynactin complex disrupts dynein-dependent maintenance of membrane organelle distribution. J. Cell Biol. 139: 469-484.

22. Cambray-Deakin, M.A., Robson, S.J., Burgoyne, R.D. 1988. Colocalisation of acetylated microtubules, glial filaments, and mitochondria in astrocytes in vitro. Cell Motil. Cytoskeleton. 10: 438-449.

23. Cassimeris L. 2002. The oncoprotein 18/stathmin family of microtubule destabilizers.Curr. Opin. Cell Biol. 14: 18-24.

24. Cassimeris L., Spittle C. 2001. Regulation of microtubule-associated proteins. Int. Rev. Cytol. 210: 163-226.

25. Caviston J.P., Holzbaur E.L. 2006. Microtubule motors at the intersection of trafficking and transport. Trends Cell Biol. 16: 530-537.

26. Chang P. and Stearns T. 2000. 8 tubulin and 8 tubulin: two new human centrosomal tubulins reveal new aspects of centrosome structure and function. Nature Cell Biol. 2: 30-35.

27. Chang P., Giddings T.H.Jr., Winey M., Stearns T. 2003. Epsilon-tubulin is required for centriole duplication and microtubule organization. Nature Cell Biol. 5: 71-76.

28. Cheeseman, I.M., Desai, A. 2008. Molecular architecture of the kinetochore-microtubule interface. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 9: 33-46.

29. Cole D.G., Chinn S.W., Wedaman K.P., Hall K., Vuong T., Scholey J.M. 1993. Novel heterotrimeric kinesin-related protein purified from sea urchin eggs. Nature. 18: 268-270.

30. Colin E., Zala D., Liot G., Rangone H., Borrell-Pagès M., Li X. J., Saudou F., Humbert S. 2008. Huntingtin phosphorylation acts as a molecular switch for anterograde/retrograde transport in neurons. EMBO J. 27: 2124-2134.

31. Coquelle F.M., Caspi M., Cordelières F.P., Dompierre J.P., Dujardin D.L., Koifman C., Martin P., Hoogenraad C.C., Akhmanova A., Galjart N., De Mey J.R., Reiner O. 2002. LIS1, CLIP-170's key to the dynein/dynactin pathway. Mol. Cell Biol. 22: 3089-3102.

32. Culver-Hanlon T., Lex S., Stephens A., Quintyne N., King S. 2006. A microtubule-binding domain in dynactin increases dynein processivity by skating along microtubules. Nat. Cell Biol. 8: 264-270.

33. Dammermann A., Merdes A. 2002. Aseembly of centrosomal proteins and microtubule organization depends on PCN-1. J. Cell Biol. 159: 255-266.

34. Davidkova G., Carroll R.C. 2007. Characterization of the role of microtubule-associated protein IB in metabotropic glutamate receptor-mediated endocytosis of AMP A receptors in hippocampus. J. Neurosci. 27: 13273-13278.

35. De Brabander M., De May J., Joniau M., Geuens G. 1997. Ultrastructural immunocytochemical distribution of tubulin in cultured cells treated with microtubule inhibitors. Cell Biol. Int. Rep. 1: 177-183.

36. De Matteis M.A., Morrow J.S. 2000. Spectrin tethers and mesh in the biosynthetic pathway. J. Cell. Sci. 113:2331-2343.

37. Deacon S.W., Serpinskaya A.S., Vaughan P.S., Lopez Fanarraga M., Vernos I., Vaughan K.T., Gelfand V.I. 2003. Dynactin is required for bidirectional organelle transport. J. Cell Biol. 160: 297-301.

38. DeGracia D.J., Rafols J.A., Morley S.J., Kayali F. 2006. Immunohistochemical mapping of total and phosphorylated eukaryotic initiation factor 4G in rat hippocampus following global brain ischemia and reperfusion. Neuroscience. 139: 1235-1248.

39. Delgehyr N., Silllibourne J., Born ens M. 2005. Microtubule nucleation and anchoring at the centrosome are independent processes linked by ninein function. J. Cell Sci. 118: 1565-1575.

40. Desnos C., Huet S., Darchen F. 2007. 'Should I stay or should I go?': myosin V function in organelle trafficking. Biol. Cell. 99: 411-423.

41. Dictenberg J., Zimmerman W., Sparks C., Young A., Vidair C., Zheng Y., Carrington W., Fay F., Doxey S. 1998. Pericentrin and y-tubulin form a protein complex and are organized into a novel lattice at the centrosome. J. Cell Biol. 141: 163-174.

42. Dictenberg, J.B., Swanger, S.A., Antar, L.N., Singer, R.H., and Bassell, G.J. 2008. A direct role for FMRP in activity-dependent dendritic mRNA transport links filopodial-spine morphogenesis to fragile X syndrome. Dev. Cell. 14: 926-939.

43. Didiot M.C., Tian Z., Schaeffer C., Subramanian M., Mandel J.L., Moine H. 2008. The G-quartet containing FMRP binding site in FMR1 mRNA is a potent exonic splicing enhancer. Nucleic Acids Res. 36: 4902-4912.

44. Dimitrov A., Quesnoit M., Moutel S., Cantaloube I., Poiis C., Perez F. 2008. Detection of GTP-tubulin conformation in vivo reveals a role for GTP remnants in microtubule rescues. Science. 322: 1353-1356.

45. Dixit R., Barnett B., Lazarus J.E., Tokito M., Goldman Y.E., Holzbaur E.L. 2009. Microtubule plus-end tracking by CLIP-170 requires EB1. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 106: 492-497.

46. Dragestein K.A., van Cappellen W.A., van Haren J., Tsibidis G.D., Akhmanova A., Knoch T.A., Grosveld F., Galjart N. 2008. Dynamic behavior of GFP-CLIP-170 reveals fast protein turnover on microtubule plus ends. J. Cell Biol. 180: 729-737.

47. Draviam V.M., Shapiro I., Aldridge B., Sorger P.K. 2006. Misorientation and reduced stretching of aligned sister kinetochores promote chromosome missegregation in EB1- or APC-depleted cells. EMBO J. 25: 2814-2827.

48. Drewes G., Ebneth A., Mandelkow E. 1998. MAPs, MAPKs and microtubule dynamics. Trends Biochem. Sci. 23: 307-311.

49. Dujardin D., Wacker U.I., Moreau A., Schroer T.A., Rickard J.E., De Mey J.R. 1998. Evidence for a role of CLIP-170 in the establishment of metaphase chromosome alignment. J. Cell Biol. 141: 849-862.

50. Eliscovich, C., Peset, I., Vernos, I., and Mendez, R. 2008. Spindle-localized CPE-mediated translation controls meiotic chromosome segregation. Nat. Cell Biol. 10: 858-865.

51. Faulkner N.E., Dujardin D.L., Tai C.Y., Vaughan K.T., O'Connell C.B., Wang Y., Vallee R.B. 2000. A role for the lissencephaly gene LIS1 in mitosis and cytoplasmic dynein function. Nat. Cell Biol. 2: 784-791.

52. Feng Y., Olson E.C., Stukenberg P.T., Flanagan L.A., Kirschner M.W., Walsh C.A. 2000. LIS1 regulates CNS lamination by interacting with mNudE, a central component of the centrosome. Neuron. 28: 665-679.

53. Ferrandon D., Elphick L., Niisslein-Volhard C., St Johnston D. 1994. Staufen protein associates with the 3'UTR of bicoid mRNA to form particles that move in a microtubule-dependent manner. Cell. 79: 1221-1232.

54. Fujimura K., Katahira J., Kano F., Yoneda Y., Murata M. Microscopic dissection of the process of stress granule assembly. 2009. Biochim. Biophys. Acta. 1793: 1728-1737.

55. Fukata M., Watanabe T., Noritake J., Nakagawa M., Yamaga M., Kuroda S., Matsuura Y., Iwamatsu A., Perez F., Kaibuchi K. 2002. Racl and Cdc42 capture microtubules through IQGAP1 and CLIP-170. Cell. 109: 873-85.

56. Fumoto K., Hoogenraad C.C., Kikuchi A. 2006. GSK-3beta-regulated interaction of BICD with dynein is involved in microtubule anchorage at centrosome. EMBO J. 25: 5670-5682.

57. Gauger A.K., Goldstein L.S. 1993. The Drosophila kinesin light chain. Primary structure and interaction with kinesin heavy chain. J. Biol. Chem. 268: 13657-13666.

58. Gindhart J.G., Goldstein L.S. 1996. Tetratrico peptide repeats are present in the kinesin light chain. Trends Biochem. Sci. 21: 52-53.

59. Goodson H.V., Skube S.B., Stalder R., Valetti C., Kreis T.E., Morrison E.E., Schroer T.A. 2003. CLIP-170 interacts with dynactin complex and the APC-binding protein EB1 by different mechanisms. Cell Motil. Cytoskeleton. 55: 156-173.

60. Grishchuk E.L., Mcintosh J.R. 2006. Microtubule depolymerization can drive poleward chromosome motion in fission yeast. EMBO J. 25: 4888-4896.

61. Gross S.P., Tuma M.C., Deacon S.W., Serpinskaya A.S., Reilein A.R., Gelfand V.l. 2002. Interactions and regulation of molecular motors in Xenopus melanophores. J. Cell Biol. 156: 855-865.

62. Gundersen G.G., Kim I., Chapin C.J. 1994. Induction of stable microtubules in 3T3 fibroblasts by TGF-beta and serum. J. Cell Sei. 107: 645-659.

63. Gyoeva F.K., Bybikova E.M., Minin A.A. 2000. An isoform of kinesin light chain specific for the Golgi complex. J. Cell Sei. 113: 2047-2054.

64. Gyoeva F.K., Sarkisov D.V., Khodjakov A.L., Minin A.A. 2004. The tetrameric molecule of conventional kinesin contains identical light chains. Biochemistry. 43: 13525-13531.

65. Harada A., Takei Y., Kanai Y., Tanaka Y., Nonaka S., Hirokawa N. 1998. Golgi vesiculation and lysosome dispersion in cell lacking cytoplasmic dynein. J. Cell Biol. 141: 51-59.

66. Hayashi I., Ikura M. 2003. Crystal structure of the amino-terminal microtubule-binding domain of end-binding protein 1 (EB1). J Biol. Chem. 278:36430-36434.

67. Hayashi I., Plevin M.J., Ikura M. 2007. CLIP-170 autoinhibition mimics intermolecular interactions with pl50Glued or EB1. Nat. Struct. Mol. Biol. 14: 980-981.

68. Hayashi I., Wilde A., Mal T.K., Ikura M. 2005. Structural basis for the activation of microtubule assembly by the EB1 and pl50Glued complex. Mol. Cell. 19:449-460.

69. Heinzer S., Wörz S., Kalla C., Rohr K., Weiss M. 2008. A model for the self-organization of exit sites in the endoplasmic reticulum. J. Cell Sei. 121: 55-64.

70. Hirokawa N. 2006. mRNA transport in dendrites: RNA granules, motors, and tracks. J. Neurosci. 26:7139-7142.

71. Holleran E.A., Ligon L.A., Tokito M., Stankewich M.C. Morrow J.S., Holzbaur E.L. 2001. Beta III spectrin binds to the Arpl subunit of dynactin. J. Biol. Chem. 276: 36598-36605.

72. Holzbauer, E.L.F. and Vallee, R.B. 1994. Dyneins: molecular structure and cellular function, Annu. Rev. Cell Biol. 10: 339-372.

73. Honnappa S., John C.M., Kostrewa D., Winkler F.K., and Steinmetz M.O. 2005. Structural insights into the EB1-APC interaction. EMBO J. 24: 261-269.

74. Honnappa S., Okhrimenko O., Jaussi R., Jawhari H., Jelesarov I., Winkler F.K., Steinmetz M.O. 2006. Key interaction modes of dynamic +TIP networks. Mol. Cell. 23: 663-671.

75. Hoogenraad C.C., Akhmanova A., Grosveld F., De Zeeuw C.I., Galjart N. 2000. Functional analysis of CLIP-115 and its binding to microtubules. J. Cell Sci. 113: 2285-2297.

76. Hoogenraad C.C., Wulf P., Schiefermeier N., Stepanova T., Galjart N., Small J.V., Grosveld F., de Zeeuw C.I., Akhmanova A. 2003. Bicaudal D induces selective dynein-mediated microtubule minus end-directed transport. EMBO J. 22: 6004-6015.

77. Hook P., Vallee R.B. 2006. The dynein family at a glance. J. Cell Sci. 119: 4369-4371.

78. Kanai, Y., Dohmae, N., and Hirokawa, N. 2004. Kinesin transports RNA: isolation and characterization of an RNA-transporting granule. Neuron. 43: 513-525.

79. Karki S., Holzbaur E.L. 1999. Cytoplasmic dynein and dynactin in cell division and intracellular transport. Curr. Opin. Cell Biol. 11: 45-53.

80. Kashina A., Rodionov V. 2005. Intracellular organelle transport: few motors, many signals. Trends Cell Biol. 15:396-398.

81. Kashina A.S., Semenova I.V., Ivanov P.A., Potekhina E.S., Zaliapin I., Rodionov V.I. 2004. Protein kinase A, which regulates intracellular transport, forms complexes with molecular motors on organelles. Curr. Biol. 14: 1877-1881.

82. Kayali F., Montie H.L., Rafols J.A., DeGracia D.J. 2005. Prolonged translation arrest in reperfused hippocampal cornu Ammonis 1 is mediated by stress granules. Neuroscience. 134: 1223-1245.

83. Kedersha N., Anderson P. 2002. Stress granules: sites of mRNA triage that regulate mRNA stability and translatability. Biochem. Soc. Trans. 30: 963-969.

84. Kedersha N., Chen S., Gilks N., Li W., Miller I.J., Stahl J., Anderson P. 2002. Evidence that ternary complex (eIF2-GTP-tRNA(i)(Met))-deflcient preinitiation complexes are core constituents of mammalian stress granules. Mol. Biol. Cell. 13: 195-210.

85. Kedersha N., Tisdale S., Hickman T., Anderson P. 2008. Real-time and quantitative imaging of mammalian stress granules and processing bodies. Methods Enzymol. 448: 521-552.

86. Kedersha N.L., Gupta M., Li W., Miller I., Anderson P. 1999. RNA-binding proteins TIA-1 and TIAR link the phosphorylation of eIF-2 alpha to the assembly of mammalian stress granules. J. Cell Biol. 147: 1431-1442.

87. Khodjakov A., Lizunova E.M., Minin A.A., Koonce M.P., Gyoeva F.K. 1998. A specific light chain of kinesin associates with mitochondria in cultured cells. Mol. Biol. Cell. 9: 333-343.

88. Kim H., Ling S., Rogers G., Kural C., Selvin P., Rogers S., Gelfand V. 2007. Microtubule binding by dynactin is required for microtubule organization but not cargo transport. J. Cell Biol. 176: 641-651.

89. King S.J., Schroer T.A. 2000. Dynactin increases the processivity of the cytoplasmic dynein motor. Nat. Cell Biol. 2: 20-24.

90. Kirschner M.W., Mitchison T. 1986. Microtubule dynamics. Nature. 324: 621.

91. Klotz A., Rutberg M., Denoulet P., Wallin M. 1999. Polyglutamylation of atlantic cod tubulin: immunochemical localization and possible role in pigment granule transport. Cell Motil. Cytoskeleton. 44: 263-273.

92. Klymkowsky M.W., Bachant J.B., Domingo A. 1989. Functions of intermediate filaments. Cell Motil. Cytoskeleton. 4: 309-331.

93. Kolobova E., Efimov A., Kaverina I., Rishi A.K., Schrader J.W., Ham A.-J., Larocca M.C., Goldenring J.R. 2009. Microtubule-dependent association of AKAP350A and CCAR-1 with RNA stress granules. Exp. Cell Res. 315: 542-555.

94. Komarova Y., Lansbergen G., Galjart N., Grosveld F., Borisy G.G., and Akhmanova A. 2005. EB1 and EB3 control CLIP dissociation from the ends of growing microtubules. Mol. Biol. Cell 16: 5334-5345.

95. Komarova Y.A., Akhmanova A.S., Kojima S., Galjart N., Borisy G.G. 2002a. Cytoplasmic linker proteins promote microtubule rescue in vivo. J. Cell Biol. 159: 589-599.

96. Komarova Y.A., Vorobjev I.A., Borisy G.G. 2002b. Life cycle of MTs: persistent growth in the cell interior, asymmetric transition frequencies and effects of the cell boundary. J. Cell Sci. 115:3527-3539.

97. Kreitzer G., Liao G., Gundersen G.G. 1999. Detyrosination of tubulin regulates the interaction of intermediate filaments with microtubules in vivo via a kinesin-dependent mechanism. Mol. Biol. Cell. 10: 1105-1118.

98. Kuznetsov S.A., Langford G.M., Weiss D.G. 1992. Actin-dependent organelle movement in squid axoplasm. Nature. 356: 722-725.

99. Ma S., Chisholm R.L. 2002. Cytoplasmic dynein-associated structures move bidirectionally in vivo. J. Cell Sci. 115: 1453-1460.

100. MacRae T.H. 1997. Tubulin post-translational modifications—enzymes and their mechanisms of action. Eur. J. Biochem. 244: 265-278.

101. Maiato H., Rieder C.L., Khodjakov A. 2004. Kinetochore-driven formation of kinetochore fibers contributes to spindle assembly during animal mitosis. J. Cell Biol. 167: 831-840.

102. Manna T., Honnappa S., Steinmetz M.O., Wilson L. 2008. Suppression of microtubule dynamic instability by the +TIP protein EB1 and its modulation by the CAP-Gly domain of pl50glued. Biochemistry. 47: 779-786.

103. Martin M., Iyadurai S.J., Gassman A., Gindhart J.G., Hays T.S., Saxton W.M. 1999. Cytoplasmic dynein, the dynactin complex, and kinesin are interdependent and essential for fast axonal transport. Mol. Biol. Cell. 10: 3717-28.

104. Miller P.M., Folkmann A.W., Maia A.R., Efimova N., Efimov A., Kaverina I. 2009. Golgi-derived CLASP-dependent microtubules control Golgi organization and polarized trafficking in motile cells. Nat. Cell Biol. 11: 1069-1080.

105. Mimori-Kiyosue Y., Shiina N., Tsukita S. 2000. The dynamic behavior of the APC-binding protein EB1 on the distal ends of microtubules. Curr. Biol. 10: 865-868.

106. Mimori-Kiyosue Y., Tsukita S. 2003. "Search-and-capture" of microtubules through plus-end-binding proteins (+TIPs). J. Biochem. 134: 321-326.

107. Minin A. A. 1997. Dispersal of Golgi apparatus in nocodazole-treated fibroblasts is a kinesin-driven process. J. Cell Sci. 110: 2495-2505.

108. Minin A.A., Kulik A.V., Gyoeva F.K., Li Y., Goshima G., Gelfand V.I. 2006. Regulation of mitochondria distribution by RhoA and formins. J. Cell Sci. 119: 659-670.

109. Mishima M., Maesaki R., Kasa M., Watanabe T., Fukata M., Kaibuchi K., Hakoshima T. 2007. Structural basis for tubulin recognition by cytoplasmic linker protein 170 and its autoinhibition. Proc.Natl. Acad. Sci. USA. 104: 10346-10351.

110. Mitchison T., Kirschner M. 1984. Dynamic instability of microtubule growth. Nature. 312: 237-242.

111. Mizuno M., Singer S.J. 1994. A possible role for stable microtubules in intracellular transport from the endoplasmic reticulum to the Golgi apparatus. J. Cell Sci. 107: 1321-1331.

112. Moeller B.J., Cao Y., Li C.Y., Dewhirst M.W. 2004. Radiation activates HIF-1 to regulate vascular radiosensitivity in tumors: role of reoxygenation, free radicals, and stress granules. Cancer Cell. 5: 429-441.

113. Montie H.L., Kayali F., Haezebrouck A.J., Rossi N.F., Degracia D.J. 2005. Renal ischemia and reperfusion activates the elF 2 alpha kinase PERK. Biochim. Biophys. Acta. 1741: 314324.

114. Moore A., Wordeman L. 2004. The mechanism, function and regulation of depolymerizing kinesins during mitosis. Trends Cell Biol. 14: 537-546.

115. Morrison E.E. 2007. Action and interactions at microtubule ends. Cell Mol. Life Sci. 64: 307317.

116. Muller M.J., Klumpp S., Lipowsky R. 2008. Tug-of-war as a cooperative mechanism for bidirectional cargo transport by molecular motors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105: 46094614.

117. Nagasaki T., Liao G., Gundersen G.G. 1994. Isolated plasma membranes induce the loss of oriented detyrosinated microtubules and other contact inhibition-like responses in migrating NRK cells. J. Cell Sci. 107: 3413-3423.

118. Nakagawa H., Koyama K., Murata Y., Morito M., Akiyama T., Nakamura Y. 2000. EB3, a novel member of the EB1 family preferentially expressed in the central nervous system, binds to a CNS-specific APC homologue. Oncogene. 19: 210-216.

119. Nielsen F.C., Nielsen J., Kristensen M.A., Koch G., Christiansen J. 2002. Cytoplasmic trafficking of IGF-II mRNA-binding protein by conserved KH domains. J. Cell Sci. 115: 2087-2097.

120. Niethammer M., Smith D.S., Ayala R., Peng J., Ko J., Lee M.S., Morabito M., Tsai L.H. 2000. NUDEL is a novel Cdk5 substrate that associates with LIS1 and cytoplasmic dynein. Neuron. 28:697-711.

121. Nogales E., Wang H.W. 2006. Structural intermediates in microtubule assembly and disassembly: how and why? Curr. Opin. Cell Biol. 18: 179-184.

122. Ogawa F., Kasai M., Akiyama T. 2005. A functional link between Disrupted-In-Schizophrenia 1 and the eukaryotic translation initiation factor 3. Biochem. Biophys. Res. Commun. 338: 771-776.

123. Ohn T., Kedersha N., Hickman T., Tisdale S., Anderson P. 2008. A functional RNAi screen links O-GlcNAc modification of ribosomal proteins to stress granule and processing body assembly. Nat. Cell Biol. 10: 1224-1231.

124. Perez F., Diamantopoulos G.S., Stalder R., Kreis T.E. 1999. CLIP-170 highlights growing microtubule ends in vivo. Cell. 96: 517-527.

125. Pierre P., Scheel J., Rickard J.E. and Kreis T.E. 1992. CLIP-170 links endocytic vesicles to microtubules. Cell. 70: 887-900.

126. Raff E.C., Fackenthal J.D., Hutchens J.A., Hoyle H.D., Turner F.R. 1997. Microtubule architecture specified by a B-tubulin isoform. Science. 275: 70-73.

127. Rickard J.E. and Kreis T.E. 1996. CLIPs for organelle-microtubule interactions. Trends Cell Biol. 6:178-183.

128. Rickard J.E., Kreis T.E. 1990. Identification of a novel nucleotide-sensitive microtubule-binding protein in HeLa cells. J. Cell Biol. 110: 1623-1633.

129. Rieder C.L., Alexander S.P. 1990. Kinetochores are transported poleward along a single astral microtubule during chromosome attachment to the spindle in newt lung cells. J. Cell Biol. 110:81-95.

130. Rodionov V.I., Gyoeva F.K., Tanaka E., Bershadsky A.D., Vasiliev J.M., Gelfand V.I. 1993. Microtubule-dependent control of cell shape and pseudopodial activity is inhibited by the antibody to kinesin motor domain. J. Cell Biol. 123: 1811-1820.

131. Rodionov V.I., Hope A.J., Svitkina T.M., Borisy G.G. 1998. Functional coordination of microtubule-based and actin-based motility in melanophores. Curr. Biol. 8: 165-168.

132. Rodionov V.I., Nadezhdina E. and Borisy G.G. 1999. Centrosomal control of microtubule dynamics. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 96: 115-120.

133. Roegiers, F., and Jan, Y.N. 2000. Staufen: a common component of mRNA transport in oocytes and neurons? Trends Cell Biol. 10: 220-224.

134. Rogalski A.A., Singer S.J. 1984. Associations of elements of the Golgi apparatus with microtubules. J. Cell Biol. 99: 1092-1100.

135. Rogers S.L., Gelfand V.I. 1998. Myosin cooperates with microtubule motors during organelle transport in melanophores. Curr. Biol. 8: 161-164.

136. Rogers S.L., Karcher R.L., Roland J.T., Minin A.A., Steffen W., Gelfand V.I. 1999. Regulation of melanosome movement in the cell cycle by reversible association with myosin V. J. Cell Biol. 146: 1265-1276.

137. Rom, I., Faicevici, A., Almog, O., and Neuman-Silberberg, F.S. 2007. Drosophila Dynein light chain (DDLC1) binds to gurken mRNA and is required for its localization. Biochim. Biophys. Acta. 1773: 1526-1533.

138. Rosenbaum J.L., Moulder J.E., Ringo D.L. 1969. Flagellar elongation and shortening in Chlamydomonas. The use of cycloheximide and colchicine to study the synthesis and assembly of flagellar proteins. J. Cell Biol. 41: 600-619.

139. Roze E., Saudou F., Caboche J. 2008. Pathophysiology of Huntington's disease: from huntingtin functions to potential treatments. Curr. Opin. Neurol. 21: 497-503.

140. Ruggiu M., Speed R, Taggart M., McKay S.J., Kilanowski F., Saunders P., Dorin J., Cooke H.J. 1997. The mouse Dazla gene encodes a cytoplasmic protein essential for gametogenesis. Nature. 389: 73-77.

141. Sandblad L., Busch K.E., Tittmann P., Gross H., Brunner D., Hoenger A. 2006. The Schizosaccharomyces pombe EB1 homolog Mal3p binds and stabilizes the microtubule lattice seam. Cell. 127: 1415-1424.

142. Santama N., Er C.P.N., Ong L.L., Yu H. 2004. Distribution and functions of kinectin isoforms. J. Cell Sci. 117: 4357-4369.

143. Sasaki S., Shionoya A., Ishida M., Gambello M.J., Yingling J., Wynshaw-Boris A., Hirotsune S.A. 2000. LISl/NUDEL/cytoplasmic dynein heavy chain complex in the developing and adult nervous system. Neuron. 28: 681-696.

144. Saxton W.M., Stemple D.L., Leslie R.J., Salmon E.D., Zavortink M., Mcintosh J.R. 1984. Tubulin dynamics in cultured mammalian cells. J. Cell Biol. 99: 2175-2186.

145. Scheel J., Kreis T.E. 1991. Motor protein independent binding of endocytic carrier vesicles to microtubules in vitro. J. Biol. Chem. 266: 18141-18148.

146. Scholey J.M. 1996. Kinesin-II, a membrane traffic motor in axons, axonemes, and spindles. J. Cell Biol. 133: 1-4.

147. Scholz D., Baicu C.F., Tuxworth W.J., Xu L., Kasiganesan H., Menick D.R., Cooper G. 4th. 2008. Microtubule-dependent distribution of mRNA in adult cardiocytes. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 294: HI 135-1144.

148. Schroer T.A. 1994. Structure, function and regulation of cytoplasmic dynein. Curr. Opin. Cell Biol. 6: 69-73.

149. Schroer T.A. Dynactin. 2004. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 20: 759-779.

150. Schroer T.A., Sheetz M.P. 1991. Two activators of microtubule-based vesicle transport. J. Cell Biol. 115: 1309-1318.

151. Schulze E., Kirschner M. 1988. New features of microtubule behaviour observed in vivo. Nature. 334: 356-359.

152. Schuyler S.C., Pellman D. 2001. Microtubule "plus-end-tracking proteins": The end is just the beginning. Cell. 105: 421-424.

153. Semenova I., Burakov A., Berardone N., Zaliapin I., Slepchenko B., Svitkina T., Kashina A., Rodionov V. 2008. Actin dynamics is essential for myosin-based transport of membrane organelles. Curr Biol. 18: 1581-1586.

154. Shelden E., Wadsworth P. 1993. Observation and quantification of individual microtubule behavior in vivo: microtubule dynamics are cell-type specific. J. Cell Biol. 120: 935-945.

155. Skoufias D.A., Burgess T.L., Wilson L. 1990. Spatial and temporal colocalization of the Golgi apparatus and microtubules rich in detyrosinated tubulin. J. Cell Biol. Ill: 1929-1937.

156. Slep K.C., Vale R.D. 2007. Structural basis of microtubule plus end tracking by XMAP215, CLIP-170, and EB1. Mol. Cell. 27: 976-991.

157. Souquere S., Mollet S., Kress M., Dautry F., Pierron G., Weil D. 2009. Unravelling the ultrastructure of stress granules and associated P-bodies in human cells. J. Cell Sci. 122: 3619-3626.

158. Steinmetz M.O., Akhmanova A. 2008. Capturing protein tails by CAP-Gly domains. Trends Biochem. Sci. 33: 535-545.

159. Stenoien D.L., Brady S.T. 1997. Immunochemical analysis of kinesin light chain function. Mol. Biol. Cell. 8: 675-689.

160. Su L.K., Burrell M., Hill D.E., Gyuris J., Brent R., Wiltshire R., Trent J., Vogelstein B., Kinzler K.W. 1995. APC binds to the novel protein EB1. Cancer Res. 55: 2972-2977.

161. Tai C.Y., Dujardin D.L., Faulkner N.E, Vallee R.B. 2002. Role of dynein, dynactin, and CLIP-170 interactions in LIS1 kinetochore function. J. Cell Biol. 156: 959-968.

162. Takahashi M., Yamagiwa A., Nishimura T., Mukai H., Ono Y. 2002. Centrosomal proteins CG-NAP and kendrin provide microtubule nucleation sites by anchoring gamma-tubulin ring complex. Mol. Biol. Cell. 13: 3235-3245.

163. Tanaka E., Ho T., Kirschner M.W. 1995. The role of microtubule dynamics in growth cone motility and axonal growth. J. Cell Biol. 128: 139-155.

164. Tanenbaum M.E., Galjart N., van Vugt M.A., Medema R.H. 2006. CLIP-170 facilitates the formation of kinetochore-microtubule attachments. EMBO J. 25: 45-57.

165. Thomas M.G., Martinez Tosar L.J., Loschi M., Pasquini J.M., Correale J., Kindler S., Boccaccio G.L. 2005. Staufen recruitment into stress granules does not affect early mRNA transport in oligodendrocytes. Mol. Biol. Cell. 16: 405-420.

166. Tirnauer J.S., Bierer B.E. 2000. EB1 proteins regulate microtubule dynamics, cell polarity, and chromosome stability. J. Cell Biol. 149: 761-766.

167. Tirnauer J.S., Canman J.C., Salmon E.D., Mitchison T.J. 2002a. EB1 targets to kinetochores with attached, polymerizing microtubules. Mol. Biol. Cell. 13: 4308-4316.

168. Tirnauer J.S., Grego S., Salmon E.D., Mitchison T.J. 2002b. EB1-microtubule interactions in Xenopus egg extracts: role of EB1 in microtubule stabilization and mechanisms of targeting to microtubules. Mol. Biol. Cell. 13: 3614-3626.

169. Tirnauer J.S., O'Toole E., Berrueta L., Bierer B.E., Pellman D. 1999. Yeast Bimlp promotes the Gl-specific dynamics of microtubules. J. Cell Biol. 145: 993-1007.

170. Towbin H., Staehelin T., Gordon J. 1979. Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 76: 4350-4354.

171. Toyoshima I., Yu H., Steuer E.R., Sheetz M.P. 1992. Kinectin, a major kinesin-binding protein on ER. J. Cell Biol. 118: 1121-1131.

172. Tsai N.-P., Tsui N.-C., Wei L.-N. 2009. Dynein motor contributes to stress granule dynamics in primary neurons. Neuroscience 159: 647-656.

173. Tuma M.C., Gelfand Y.I. 1999. Molecular mechanisms of pigment transport in melanophores. Pigment Cell Res. 12:283-294.

174. Vale R.D. 2003. The molecular motor toolbox for intracellular transport. Cell. 112: 467-480.

175. Vale R.D., Fletterick R.J. 1997. The design plan of kinesin motors. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 13: 745-777.

176. Valetti C., Wetzel D.M., Schrader M., Hasbani M.J., Gill S.R., Kreis T.E., and Schroer T.A. 1999. Role of dynactin in endocytic traffic: effects of dynamitin overexpression and colocalization with CLIP-170. Mol. Biol. Cell. 10:4107-4120.

177. Vallee R.B., Williams J.C., Varma D., Barnhart L.E. 2004. Dynein: An ancient motor protein involved in multiple modes of transport. J. Neurobiol. 58: 189-200.

178. Vasiliev J.M., Gelfand I.M., Domnina L.V., Ivanova O.Y., Komm S.G., Olshevskaja L.V. 1970. Effect of colcemid on the locomotory behaviour of fibroblasts. J. Embryol. Exp. Morphol. 24: 625-640.

179. Vaughan K.T. 2004. Surfing, regulating and capturing: are all microtubule-tip-tracking proteins created equal? Trends Cell Biol. 14: 491-496.

180. Vaughan K.T., Tynan S.H., Faulkner N.E., Echeverri C.J. and Vallee R.B.1999. Colocalization of cytoplasmic dynein with dynactin and CLIP-170 at microtubule distal ends. J. Cell Sci. 112: 1437-1447.

181. Vaughan P.S., Miura P., Henderson M., Byrne B., and Vaughan, K.T. 2002. A role for regulated binding ofpl50(Glued) to microtubule plus ends in organelle transport. J. Cell Biol. 158: 305-319.

182. Verde F., Dogterom M., Stelzer E., Karsenti E., Leibler S. 1992. Control of microtubule dynamics and length by cyclin A- and cyclin B-dependent kinases in Xenopus egg extracts. J. Cell Biol. 118: 1097-1108.

183. Verhey K.J., Meyer D., Deehan R., Blenis J., Schnapp B.J., Rapoport T.A., Margolis B. 2001. Cargo of kinesin identified as JIP scaffolding proteins and associated signaling molecules. J. Cell Biol. 152:959-970.

184. Villace, P., Marion, R.M., and Ortin, J. 2004. The composition of Staufen-containing RNA granules from human cells indicates their role in the regulated transport and translation of messenger RNAs. Nucl. Acids Res. 32: 2411-2420.

185. Vitre B., Coquelle F.M., Heichette C., Gamier C., Chrétien D., Arnal I. 2008. EB1 regulates microtubule dynamics and tubulin sheet closure in vitro. Nat. Cell Biol. 10: 415-421.

186. Vorobjev I.A,, Nadezhdina E.S. 1987. The centrosome and its role in the organization of microtubules. Int. Rev. Cytol. 106: 227-293.

187. Wadsworth P. 1999. Regional regulation of microtubule dynamics in polarized, motile cells. Cell Motil. Cytoskeleton. 42: 48-59.

188. Wadsworth P., McGrail M. 1990. Interphase microtubule dynamics are cell type-specific. J. Cell Sci. 95: 23-32.

189. Walczak C.E., Heald R. 2008. Mechanisms of mitotic spindle assembly and function. Int. Rev. Cytol. 265: 111-158.

190. Waterman-Storer C.M., Karki S., and Holzbaur E.L. 1995. The pl50Glued component of the dynactin complex binds to both microtubules and the actin-related protein centractin (Arp-1). Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 92: 1634-1638.

191. Waterman-Storer C.M., Karki S.B., Kuznetsov S.A., Tabb J.S., Weiss D.G., Langford G.M., Holzbaur E.L. 1997. The interaction between cytoplasmic dynein and dynactin is required for fast axonal transport. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 94: 12180-12185.

192. Waterman-Storer C.M., Salmon E. 1999. Positive feedback interactions between microtubule and actin dynamics during cell motility. Curr. Opin. Cell Biol. 11: 61-67.

193. Waterman-Storer C.M., Salmon E.D. 1998. Endoplasmic reticulum membrane tubules are distributed by microtubules in living cells using three distinct mechanisms. Curr. Biol. 8: 798806.

194. Waterman-Storer C.M., Salmon W.C., Salmon E.D. 2000. Feedback interactions between cell-cell adherens junctions and cytoskeletal dynamics in newt lung epithelial cells. Mol. Biol. Cell. 11:2471-2483.

195. Watson P. and Stephens D.J. 2006. Microtubule plus-end loading of pl50(Glued) is mediated by EB1 and CLIP-170 but is not required for intracellular membrane traffic in mammalian cells. J. Cell Sci. 119: 2758-2767.

196. Webster D.R., Wehland J., Weber K., Borisy G.G. 1990. Detyrosination of alpha tubulin does not stabilize microtubules in vivo. J. Cell Biol. 111:113-122.

197. Weil, T.T., Forrest, K.M, and Gavis, E.R. 2006. Localization of bicoid mRNA in late oocytes is maintained by continual active transport. Dev. Cell. 11: 251-262.

198. Weisbrich A., Honnappa S., Jaussi R., Okhrimenko O., Frey D., Jelesarov I., Akhmanova A., Steinmetz M.O. 2007. Structure-function relationship of CAP-Gly domains. Nat. Struct. Mol. Biol. 14: 959-967.

199. Westermann S., Wang H.W., Avila-Sakar A., Drubin D.G., Nogales E., Barnes G. 2006. The Daml kinetochore ring complex moves processively on depolymerizing microtubule ends. Nature. 440: 565-569.

200. Wharton R.P., Struhl G. 1989. Structure of the Drosophila BicaudalD protein and its role in localizing the the posterior determinant nanos. Cell. 59: 881-892.

201. Wieland G., Orthaus S., Ohndorf S., Diekmann S., Hemmerich P. 2004. Functional complementation of human centromere protein A (CENP-A) by Cse4p from Saccharomyces cerevisiae. Mol. Cell Biol. 24: 6620-6630.

202. Wilczynska A., Aigueperse C., Kress M., Dautry F., Weil D. 2005. The translational regulator CPEB1 provides a link between dcpl bodies and stress granules. J. Cell Sci. 118: 981-992.

203. Wittmann T., Waterman-Storer C.M. 2001. Cell motility: can Rho GTPases and microtubules point the way? J. Cell Sci. 114: 3795-3803.

204. Wu R.C., Qin J., Yi P., Wong J., Tsai S.Y., Tsai M.J., O'Malley B.W. 2004. Selective phosphorylations of the SRC-3/AIB1 coactivator integrate genomic reponses to multiple cellular signaling pathways. Mol. Cell. 15: 937-949.

205. Wynshaw-Boris A. 2007. Lissencephaly and LIS1: insights into the molecular mechanisms of neuronal migration and development. Clin. Genet. 72: 296-304.

206. Yoon, Y.J., and Mowry, K.L. 2004. Xenopus Staufen is a component of a ribonucleoprotein complex containing Vgl RNA and kinesin. Development. 131: 3035-3045.

207. Yu C., York B., Wang S., Feng Q., Xu J., O'Malley B.W. 2007. An essential function of the SRC-3 coactivator in suppression of cytokine mRNA translation and inflammatory response. Mol. Cell. 25: 765-778.

208. Zaliapin I., Semenova I., Kashina A., Rodionov V. 2005. Multiscale trend analysis of microtubule transport in melanophores. Biophys J. 88: 4008-4016.

209. Zhai Y., Borisy G.G. 1994. Quantitative determination of the proportion of microtubule polymer present during the mitosis-interphase transition. J. Cell Sci. 107: 881-890.