Центросомальные и свободные микротрубочки в цитоплазме культивируемых клеток тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.25, кандидат биологических наук Чернобельская, Ольга Аркадьевна

• Чернобельская, Ольга Аркадьевна
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Чернобельская, Ольга Аркадьевна

Введение

Обзор литературы

Микротрубочки - компонент цитоскелета животной клетки

Строение микротрубочек

Полярность микротрубочек

Динамическая нестабильность микротрубочек

Регуляция динамической нестабильности

Тредмиллинг

Митостатические агенты

Динамичные и стабильные микротрубочки

Функции микротрубочек в интерфазе

1. Движение органелл по микротрубочкам

2. Участие микротрубочек в поддержании полярности клетки

3. Участие микротрубочек в поддержании архитектуры клетки 30 Центросома, ее роль в жизнедеятельности клетки 31 Строение центросомы 32 Белки центросомы 34 1.у-Тубулин 35 Участие центросомы в организации системы микротрубочек 36 Свободные микротрубочки 38 Происхождение свободных микротрубочек

1. Отсоединение микротрубочек от центросомы

2. Разлом предсуществующих микротрубочек

3. Нуклеация на нецентросомальных сайтах

4. Полимеризация микротрубочек в цитоплазме 43 Организация нецентросомальных микротрубочек 44 Механизм нуклеации микротрубочек

Контроль нуклеации микротрубочек в цитоплазме

Методы исследования системы микротрубочек в интерфазной 47 животной клетке

Цитопласты: получение и основные свойства

Микротрубочки и центросома в цитопласте

Длина микротрубочек в культивируемых клетках

Цели и задачи работы

Материалы и методы

Клеточная культура

Прижизненные наблюдения

Антитела

Иммунофлуоресцентные исследования

Видеомикроскопия

Электронная микроскопия

Анализ распределения длин микротрубочек

Анализ пространственного расположения микротрубочек

Получение цитопластов

Экспериментальные воздействия

Измерение длин микротрубочек в цитоплазме клетки

Анализ интенсивности флуоресценции тубулина

Анализ сальтаторных движений гранул в живой клетке

Микроинъекция

Частичное фотообесцвечивание (FRAP) 64 Анализ параметров динамической нестабильности микротрубочек

Результаты 66 1. Анализ системы микротрубочек в фиксированных клетках VERO

Качественный анализ расположения микротрубочек на 68 электронномикроскопическом уровне

Центросомальные микротрубочки на электронномикроскопическом 71 уровне

Свободные микротрубочки на электронномикроскопическом уровне

Анализ пространственного расположения микротрубочек

Количественный анализ свободных микротрубочек на световом 77 уровне в целых клетках

Цитопласты

Морфология цитопластов

Влияние процесса центрифугирования на систему микротрубочек

Система микротрубочек в цитопластах, содержащих центросому

Исследование динамики восстановления свободных и связанных 85 с центросомой микротрубочек после воздействия холода

Исследование динамики восстановления свободных и связанных 91 с центросомой микротрубочек после воздействия нокодазола

Оценка восстановления сети микротрубочек по изменению 96 интенсивности флуоресценции.

2. Анализ системы микротрубочек в живых клетках

Динамические характеристики центросомальных микротрубочек

Динамические характеристики свободных микротрубочек

Анализ траекторий сальтаторных движений гранул в живых 116 клетках и цитопластах обоих типов

Обсуждение результатов

Методы исследования системы микротрубочек в клетках, их 124 преимущества и недостатки

Цитопласт как модель для исследования системы микротрубочек 131 в в цитоплазме клеток - адекватность модели

В клетках VERO присутствуют многочисленные короткие, не 132 связанные с центросомой микротрубочки

Происхождение свободных микротрубочек.

Динамические характеристики центросомальных и 139 свободных микротрубочек во внутреннем объеме цитоплазмы.

Роль центросомальных и свободных микротрубочек в поддержанш 143 формы клетки, организации ламеллы и сальтаторных движениях

Динамика восстановления центросомальных микротрубочек.

Динамика восстановления свободных микротрубочек.

Двухфазное восстановление сети микротрубочек.

Выводы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Центросомальные и свободные микротрубочки в цитоплазме культивируемых клеток»

Микротрубочки как компонент цитоскелета животных клеток выполняют ряд важнейших функций, связанных с поддержанием формы клетки, клеточным транспортом, правильным расположением органелл в цитоплазме, а также участвуют в расхождении хромосом в митозе и в цитокинезе (Alberts et al., 1994). Для выполнения всех этих функций микротрубочки должны быть специальным образом организованы. На протяжение многих лет распространенным считалось мнение о том, что центросома является той единственной органеллой в клетке, которая нуклеирует и организует микротрубочки - своими минус концами микротрубочки закреплены на центросоме, а плюс концы расположены на периферии клетки и таким образом формируется привычная взгляду исследователя радиальная система (Brinkley et al., 1980). Однако в последнее время в литературе накопилось достаточно данных, свидетельствующих о том, что описанная схема не является универсальной, в частности, не все микротрубочки закреплены на центросоме своими минус концами (Алиева, Воробьев, 1989; Alieva et al., 1992; Vorobjev et. al 1997, Waterman-Storer, Salmon, 1997; Keating, Borisy, 1999).

Прежде всего, уже достаточно давно было показано, что в цитоплазме клеток, как в митозе, так и в интерфазе, присутствуют свободные микротрубочки, ни один из концов которых не связан ни с центросомой, ни с какими-либо иными центрами организации микротрубочек (Chalfie and Tompson., 1979; Baase et al., 1988; Mastronarde et al., 1993). В дальнейшем оказалось, что в ряде клеток таких микротрубочек большинство - до 90% (Vorobjev et. al 1997, Waterman-Storer, Salmon, 1997). В настоящее время известны способы образования свободных микротрубочек, также известно, что в некоторых клетках они обладают динамикой, отличной от динамики связанных с центросомой микротрубочек и могут самоорганизовываться в отсутствии центросомы (Keating, Borrisy, 1999; Rodionov et al., 1999; Vorobjev et al., 2002). Наличие 2 систем подтверждается и тем фактом, что центросомальные и свободные микротрубочки могут различаться также и структурно. Так, в работе Mogensen и Tuker было показано, что микротрубочки, полимеризующиеся в дифференцирующихся эпидермальных клетках крыла дрозофилы в отсутствии центросомы, состоят из 15 протофиламентов, тогда как микротрубочки, полимеризующиеся позднее на центросоме, состоят из 13 протофиламентов (Tucker et al., 1987).

Если принять тот факт, что в клетке существуют две системы микротрубочек, то становится непонятно, как же удается клетке сохранять радиальную систему микротрубочек, видимую в световой микроскоп, и как могут взаимодействовать друг с другом микротрубочки этих двух систем. Не ясно и то, как в таком случае ни с чем не связанные, отдельно расположенные свободные микротрубочки могут участвовать в клеточном движении, поддержании клеточной формы и внутриклеточном транспорте.

Поскольку работы, посвященные вопросу происхождения свободных микротрубочек и их роли в клетке, появились в литературе только в последние годы, вопрос о том, являются ли свободные микротрубочки в клетке правилом или же исключением, до сих пор не решен.

В настоящее время интерес к свободным микротрубочкам сильно возрос, поскольку факт их присутствия в клетке может в корне изменить всеобщее представление о системе микротрубочек и о том, как она функционирует.

Целью данной работы было с помощью различных методических подходов изучить строение системы микротрубочек в клетке, где, визуально кажется, что все микротрубочки связаны с центросомой.

В данной работе на электронном и световом уровнях показано наличие в клетке с видимой радиальной сетью большого числа свободных микротрубочек. Исследована динамика восстановления свободных и центросомальных микротрубочек после разрушения сети микротрубочек с помощью различных воздействий. Предложена модель двухфазного восстановления сети микротрубочек после их полной деполимеризации.

Свободные и центросомальные микротрубочки были изучены с функциональной точки зрения - участие во внутриклеточном транспорте (сальтаторные движения) и поддержании формы клетки, а также были изучены с позиций их свойств - динамические характеристики свободных и центросомальных микротрубочек во внутренней цитоплазме клетки.

25 nm про то фила менты

Обзор литературы Микротрубочки - компонент цитоскелета животной клетки

Цитоскелет животных клеток представлен тремя компонентами и одной из его составляющих, наряду с промежуточными и актиновыми филаментами, является система микротрубочек. Согласно прочно устоявшемуся и вошедшему в учебники мнению, система микротрубочек в интерфазе представляет собой радиально расходящиеся микротрубочки, закрепленные на центросоме, которая является центром нуклеации и организации микротрубочек во всех животных клетках (Alberts et al., 1994).

В интерфазной клетке микротрубочки играют важную роль в процессах внутриклеточного транспорта, поддержании клеточной формы и клеточном движении (Kellog et al., 1994). Во время митоза микротрубочки формируют митотическое веретено и участвуют в цитокинезе, таким образом, непосредственно участвуя в клеточном делении. Строение микро трубочек

Микротрубочки представляют собой дим ер тубулина протяженные полые неветвящиеся цилиндры с постоянным диаметром около 25 нм и различной 1-Строение микротрубочки длиной (Рис. I). На 80%-95% стенка такого цилиндра состоят из высоко консервативного глобулярного белка тубулина, представляющего собой гетеродимер. Гетеродимер состоит из двух субединиц - а и Р (Weisenberg 1972; Mitchison, Kirschner., 1984). В животной клетке встречается, по меньшей мере, шесть изоформ а-и Р-тубулина. Размер димера тубулина составляет 4x8 нм. Гетеродимеры в составе микротрубочки линейно полимеризуются в протофиламенты.

На 1 мкм длины протофиламента приходится 1625 димеров тубулина. Гетеродимер тубулина имеет 2 сайта связывания с GTP. Один из них, находящийся на р - субъединице, является обмениваемым, в отличие от сайта связывания, локализованного на а-субъединице (Geahlen, Haley 1979; Nath et al., 1985; Hesse et al., 1985; Linse, Mandelkow, 1988; Terry, Purich, 1980). По мере роста микротрубочки GTP гидролизуется до GDP и Pj. В результате на растущем конце микротрубочки всегда имеется участок из не гидролизованного тубулина.

При полимеризации микротрубочек in vitro образуется смесь из микротрубочек, состоящих из 13, 14 и 15 протофиламентов (Pierson et al., 1979; Langford, 1980). Микротрубочки в животных клетках обычно состоят из 13 протофиломентов (Tilney et al., 1973; Burton et al., 1975; Amos and Baker, 1979), хотя могут встречаться микротрубочки и другого состава - от 9 до 18 протофиламентов (Chre'tien, Wade, 1991). Так в клетках беспозвоночных микротрубочки могут состоять из 11, 12, или 15 протофиламентов (Burton et al., 1975; Nagano, Suzuki 1975). Кроме тубулина в состав микротрубочек входят различные минорные белки с молекулярной массой от 20 кД до 350 кД. Эти белки получили общее название MAP (от английского microtubular associated proteins). Их состав варьирует в зависимости от клеточного типа. В интерфазе MAP связаны с микротрубочками по всей длине, стабилизируя их структуру. При переходе к митозу происходит гиперфосфорилирование MAP, их связь с микротрубочками ослабляется, и микротрубочки становятся более динамичными (Tournebize, 2000). На данный момент их известно несколько десятков, и если первые из открытых белков получали соответствующий порядковый номер (MAPI, МАР2 и т.д.), то по мере открытия все новых и новых белков им стали присваивать персональные названия. Наиболее изученные белки, традиционно относимые к этой группе - MAPI, МАР2, МАР4 и tau - влияют на динамические показатели микротрубочек, как правило, стабилизируя их. Белки группы MAPs имеют домен, выступающий из стенки микротрубочки, что позволяет белкам из этого семейства выступать как связующее звено между микротрубочками и различными регуляторными молекулами (Gundersen, Cook., 1999; Srivastava et al., 1998; Gundersen, Cook., 1999).

Наиболее хорошо изученный белок, относящейся к группе MAPs, присутствующий в клетках животных - МАР4 (Bulinski, 1994; Nguyen et al., 1997). Данный белок стабилизирует микротрубочки (Ookata et al., 1995). Связь МАР4 с микротрубочками регулируется белком мапмодулином (mapmodulin) (Ulitzur et al., 1997). Кроме того, на микротрубочках располагаются различные белки-моторы, которые осуществляют транспорт макромолекул по микротрубочкам (Nguyen et al., 1997), о чем более подробно описано в главе функции микротрубочек.

Таким образом, в состав микротрубочек помимо белка тубулина входят множество других белков, способных регулировать динамику микротрубочек, тем самым, влияя на функции микротрубочек в клетке. Полярность микротрубочек

Микротрубочки представляют собой полярные структуры. Полярность микротрубочек впервые была продемонстрированная Алленом и Бориси (Allen, Borisy., 1974). В их работе по полимеризации растворенного тубулина, выделенного из мозга, на фрагментах аксонем ресничек, было показано, что с одного конца микротрубочки растут быстрее, чем с другого (Allen, Borisy., 1974). Быстро растущие концы были названы плюс концами, а медленно растущие - минус концами. Асимметрия концов микротрубочек основана на асимметрии гетеродимеров а- и р-тубулина. Возможны два способа определения полярности микротрубочек: декорирование их молекулами динеина (Heidemann, Mcintosh, 1980) и полимеризация на них экзогенного тубулина в условиях повышенной ионной силы (Haimo et al., 1979; Telzer, Rosenbaum, 1979). Минус конец микротрубочки - ее проксимальный конец - закреплен на центросоме, а плюс конец -дистальный конец микротрубочки - направлен в цитоплазму. Последние исследования свободных микротрубочек in vivo выявили функциональное различие плюс и минус концов микротрубочек. Показано, что плюс конец вносит основной вклад в распространение сети микротрубочек в клетке, а минус конец обеспечивает обновление интерфазной сети микротрубочек, определяя время жизни отдельной микротрубочки (Vorobjev., 1997; Yvon, Wadsworth., 1997). Помимо белков, связанных со стенкой микротрубочки, существуют белки, располагающиеся на ее концах - плюс и минус концевые белки. Цитоплазматический линкерный белок CLIP-170 (cytoplasmic linker protein 170) был первым белком, для которого была показана колокализация с плюс концом микротрубочек (Rickard, Kreis., 1990; Diamantopoulos et al., 1999). Причем взаимодействует этот белок только с растущим плюс концом микротрубочки (Perez et al., 1999). В одной из последних работ из лаборатории Г. Бориси было показано, что CLIP-170 может выступать как фактор спасения для микротрубочек (Komarova et al., 2002). К этому же семейству относится белок CLIP-115, который может связываться с другими плюс концевыми белками, образуя сложный комплекс на плюс конце микротрубочки (Akhmanova et al., 2001).

Еще один представитель группы белков, локализующихся на плюс конце микротрубочек - белки семейства ЕВ (end bounding), ЕВ 1 и ЕВЗ консервативного от дрожжей до человека (Tirnauer and Bierer, 2000). Эти небольшие белки (около 35 kD) также специфически связываются только с растущим плюс концом микротрубочки (Schuyler and Pellman, 2001а). Как и другие плюс концевые маркеры, ЕВ1 формирует кометообразный комплекс на полимеризующемся конце микротрубочки (Mimori-Kiyosue et al., 2000). Находясь на растущем плюс конце микротрубочки, белок может регулировать его динамику и выступать маркером для взаимодействия с другими белками (Scroer, 2001). Дрожжевой гомолог ЕВ1 - Bimlp, связываясь с растущим концом микротрубочки, выполняет две функции: влияет на динамику микротрубочек, увеличивая частоту переходов, и снижая частоту пауз (Tirnauer et al., 1999), таким образом, стабилизируя микротрубочки (Tirnauer et al., 2002), а также маркирует плюс конец микротрубочки для связи с клеточным кортексом, взаимодействуя с кортикальным белком Kar9p (Lee et al., 1999; Tirnauer et al., 1999; Miller et al., 2000). Детали взаимодействия EB1 с микротрубочками в животных клетках пока неясны. Известно лишь, что гиперэкспрессия в клетках культуры ткани GFP-EB1 приводит к образованию длинных микротрубочек.

Помимо этих белков известны CLASP (CLIP Associated Proteins) и pl50glud, также связанные с плюс концом микротрубочек (Akhmanova et al., 2001; Hoogenraad et al., 2000). Считается, что перечисленные белки образуют сложный комплекс на плюс конце микротрубочки (Akhmanova et al., 2001; Komarova et al., 2002).

На минус конце микротрубочки локализуется у-тубулин, катанин и нинеин (ninein). у-тубулин - это высоконсервативный белок, который в составе сложного комплекса способен нуклеировать микротрубочки (Moritz , 1995; Moritz et al., 1995; Vogel et al., 1997; Martin et al., 1998; Oegema et al., 1999; Moritz et al., 2000). Катанин - белок, способный разрезать микротрубочки, который участвует в отсоединении микротрубочек от центросомы (Ahmad et al., 1999). Белок нинеин, для которого в некоторых клеточных линиях была показана локализация на минус конце микротрубочек, участвует в заякоревании минус конца микротрубочки на материнской центриоле (Mogensen et al., 2000; Piel et al., 2000).

Таким образом, полярность микротрубочек определяется не только наличием а- или Р-тубулина на ее конце, но и специфическими белками, которые могут связываться с одним из концов микротрубочки и влиять на их свойства.

Динамическая нестабильность микротрубочек

В современной литературе поведение микротрубочек в животной клетке принято описывать в терминах динамической нестабильности. Явление динамической нестабильности было впервые описано Митчисоном и Киршнером (Mitchison, Kirshner) в 1984 году. Было показано in vitro, что микротрубочки в равновесном состоянии не являются статичными структурами: их концы находятся в состоянии постоянного роста или укорочения (Mitchison, Kirshner, 1984). После включения димера а-Р-тубулина в состав микротрубочки происходит гидролиз GTP, связанного с р-тубулином, до GDP и Pj. Молекулы р~ тубулина, несущие GTP, прочнее связываются с концом микротрубочки (имеют большее сродство) и имеют меньшую константу диссоциации. При быстром росте микротрубочки происходит запаздывание гидролиза, поэтому на быстро растущем конце образуется «шапочка» из GTP-P-тубулина, препятствующая разборке и способствующая росту микротрубочки. При уменьшении скорости роста происходит полный гидролиз GTP на Р-тубулине, и микротрубочка начинает укорачиваться (Mejillano et al., 1996). Таким образом, динамическая нестабильность микротрубочек - это чередование фаз роста (полимеризации) и укорочения (деполимеризации) концов микротрубочки (Mitchison, Kirschner, 1984).

В отличие от системы in vitro, в живых клетках концы микротрубочек могут расти и укорачиваться, а также могут находиться в неподвижном состоянии, получившем название пауз (Mitchison, Kirshner, 1984; Gliksman et al. 1993., Waterman-Storer, Salmon., 1997, Mikhailov, Gundersen, 1998). Если продолжительность фазы роста преобладает над фазой укорочения, то конец микротрубочки растет и наоборот.

С усовершенствованием техники прижизненных наблюдений, с использованием методики инъекций флуоресцентно меченого тубулина, стало возможно исследовать динамику микротрубочек в живых клетках (Sammak et al., 1987; Cassimeris et al., 1988; Sammak, Borisy., 1988; Keating et al., 1997). Было показано, что фазы роста и укорочения концов микротрубочек длятся по несколько десятков секунд и, как правило, продолжаются на небольшие расстояния (1,3 мкм в клетках PtKj и 3,2 мкм в клетках СНО), а переход от роста к укорочению носит случайный характер (Walker et al., 1989; Shelden, Wadswirth, 1993). В разных работах, выполненных на различных объектах, время полуобмена отдельной микротрубочки варьирует от 5 до 10 мин (Saxton et al., 1984; Sammak et al., 1987; Rodionov and Borisy, 1994). Таким образом, каждая микротрубочка в клетке находится в состоянии динамической нестабильности, живет недолго и довольно быстро разбирается и заменяется новой.

Динамические свойства концов микротрубочек могут изменяться на протяжении клеточного цикла. Так, наблюдается существенная разница между динамикой и длиной микротрубочек в интерфазной клетке и митотическом веретене. В интерфазной клетке количество микротрубочек значительно меньше, чем в митозе (Snyder, Mcintosh, 1975; Kuriyama, Borisy, 1981) а их средняя длина значительно выше (Rieder, 1977; Cassimeris et al., 1988; Hayden et al., 1990; Aist, Bayles, 1991). Митотические микротрубочки более динамичные, чем интерфазные, вследствие чего скорость обмена микротрубочек в митотическом веретене выше, чем в интерфазе (Wadsworth, Salmon, 1986а; Cassimeris et al., 1988; Joshi et al., 1992). Регуляция динамической нестабильности

Регуляция динамической нестабильности играет важную роль в функционировании системы микротрубочек. Скорость сборки микротрубочек in vitro в несколько раз меньше, чем их скорость роста in vivo. Так, в клетках позвоночных скорость роста плюс конца микротрубочек выше в 5-10 раз, а частота катастроф и спасений - в 10 раз, чем те же показатели для чистого тубулина in vitro (Desai, Mitchison, 1997). Это связано с тем, что в клетке присутствуют многочисленные молекулы, связывающиеся с микротрубочками, которые могут регулировать динамику микротрубочек. Прежде всего, это уже упоминавшиеся белки семейства MAPs. Например, белок МАР-2 подавляет динамическую нестабильность микротрубочек, а белок ХМАР наоборот, стимулирует (Ookata et al., 1995).

В нескольких работах было показано, что Opl8/stathmin, небольшой термоустойчивый белок, связывающийся с двумя тубулиновыми димерами, увеличивает частоту катастроф, вызывая гидролиз GTP (Belmont and Mitchison, 1996; Jourdain et al., 1997). Сейчас этот белок активно исследуется, поскольку показано, что он может играть определенную роль в опосредовании локальных изменений в динамике микротрубочек в митозе. Показана его локализация в непосредственной близости от хроматина при сборке веретена (Andersen et al., 1997; Walczak, 2000). Opl8/stathmin может выступать как промотор катастроф (Belmont, Mitchison, 1996), а также может разрезать микротрубочки (Curmi et al., 1997; Jourdain et al., 1997). В настоящее время известно, что это полифункциональный белок, преобладание того или иного механизма, действия которого зависит от рН среды.

Помимо внутриклеточных белков, способных регулировать динамику микротрубочек, существуют и экзогенные вещества, способные изменять параметры динамической нестабильности микротрубочек: так, некоторые митостатики (вещества, ингибирующие прохождение митоза), например, винбластин и таксол, в низких концентрациях ингибируют динамическую нестабильность микротрубочек без изменения массы полимеризованного тубулина (Tosso et al., 1993, Derry et al.,1995). (смотри главу Митостатические агенты).

Параметры динамической нестабильности (скорость сборки и разборки, продолжительность фаз сборки и разборки, а также пауз между ними) различаются в разных клеточных линиях (Yvon, Wadsworth, 1997). Так, в эпителиальных клетках скорость роста и укорочения микротрубочек меньше, чем в фибробластах, а частота перехода из фазы укорочения к фазе роста выше (Yvon, Wadsworth., 1997). Вышеупомянутые белки Opl8/stathmin и ХКСМ предположительно, играют роль регуляторов поведения микротрубочек в клеточном цикле: ХКСМ-1 активен в интерфазе и митозе, но не вызывает катастроф в интерфазе из-за стабилизирующего действия MAP. При переходе в митоз, когда влияние MAP ослабляется и, одновременно, ослабляется действие Opl8/stathmin, дестабилизирующая активность ХКСМ-1 увеличивается. Данная гипотеза вполне согласуется с поведением микротрубочек, которые в митозе действительно становятся более динамичными.

С появлением методов видеомикроскопии с усилением контраста и микроинъекций меченого тубулина в клетку, когда стало возможным исследовать не только фиксированные, но и живые клетки, было показано, что динамическая нестабильность микротрубочек является фундаментальным свойством микротрубочек в клетках эукариот (Zhai,

Borisy, 1994; Dhamodharan, Wadsworth, 1995; Mikhailov, Gundersen, 1995; Keating et al., 1997; Yvon, Wadsworth, 1997; Vorobjev et al., 1997; Danowski, 1989; Borisy, Rodionov, 1999; Воробьев и др., 2000; Komarova et al., 2002). Тредмиллинг

Помимо динамической нестабильности, микротрубочки в клетке могут претерпевать тредмиллинг (от английского - treadmilling) (Margolis, Wilson., 1978).

Первоначально тредмиллинг был описан in vitro для сборки актиновых протофиламентов (Wegner, 1976). Позднее Марголис и Вильсон (Margolis, Wilson) показали, что микротрубочки, полимеризующиеся in vitro из тубулина мозга в присутствии MAPs, могут претерпевать тредмиллинг (Margolis, Wilson, 1978). В стационарном состоянии, когда наблюдается равновесие между полимеризованным и деполимеризованным тубулином в растворе, плюс и минус концы микротрубочки ведут себя по-разному: на плюс конце происходит полимеризация тубулина, а на минус конце деполимеризация. Таким образом, включенные в состав микротрубочки молекулы тубулина совершают в стационарном состоянии медленное движение от плюс конца к минус концу микротрубочки. Скорость этого потока субъединиц в составе микротрубочки не велика, и составляет около 1мкм в час (Margolis, Wilson, 1978; Walker et al., 1988).

Тот факт, что тредмиллинг долгое время наблюдали только in vitro, объясняется тем, что в клетке довольно сложно увидеть оба конца микротрубочки из-за их высокой плотности в цитоплазме. Несмотря на это, с усовершенствованием технических подходов, тредмиллинг был описан и в живых клетках - в 1988 году с использованием темнопольной микроскопии (Hotani, Horio, 1988). Также тредмиллинг наблюдали в цитоплазматических фрагментах, лишенных центросомы, где плотность микротрубочек не высока и можно с уверенностью различить оба конца микротрубочки (Rodionov, Borisy, 1997, Rodionov et al., 1999; Komarova et al., 2002). Однако скорость потока субьединиц в ходе тредмиллинга в живых клетках оказалась намного выше, чем скорость тредмиллинга, измеренная in vitro, и была скорее сравнима со скоростями, измеренными для динамической нестабильности (Walker et al., 1988; Hotani, Horio, 1988).

В работе Родионова с соавторами (Rodionov et al., 1999) было показано, что в клеточных фрагментах, полученных из фибробластов, в отсутствии центросомы может происходить переключение процесса динамической нестабильности микротрубочек на тредмиллинг. В цитопластах, полученных из эпителиальных клеток, лишенных центросомы, поведение микротрубочек описывается параметрами динамической нестабильности. Авторы предполагают, что в клетках фибробластов, где микротрубочки выступают как более динамичные структуры, может присутствовать некий фактор, способный при необходимости переключить поведение микротрубочек с динамической нестабильности на тредмиллинг (Rodionov et al., 1999).

Недавно был открыт новый способ визуализации тредмиллинга в живых клетках. Этот способ основан на неравномерности флуоресценции меченной микротрубочки при низком уровне микроиньецированного тубулина (Waterman-Storer and Salmon, 1998). В результате, из-за неоднородности свечения, вызванной тем, что не весь тубулин в составе микротрубочки помечен, каждая микротрубочка имеет свой рисунок, который может служить хорошим маркером индивидуальной микротрубочки. Если микротрубочка передвигается, а рисунок остается на месте, то можно говорить о тредмиллинге. Если же микротрубочка передвигается вместе со своим рисунком, то можно говорить о передвижении микротрубочки с помощью внешних сил.

Митостатические агенты

Белки, ассоциированные с микротрубочками, являются внутриклеточными регуляторами обмена тубулина. Однако существует ряд веществ - таких, как растительные алкалоиды (митостатические агенты, цитостатики), которые, связываясь с микротрубочками, приводят к изменению динамики их концов как in vitro, так и in vivo. (Malawista et al., 1968; Wilson, Bryan, 1974; DeBrabander et al., 1976; Hoebeke et al., 1976; Lee et al., 1980; Baas, Black, 1990). Данные вещества достаточно легко проникают в клетку. Введенные в соответствующей концентрации в культуральную среду, они за 1-2 часа вызывают полную деполимеризацию микротрубочек как в делящихся, так и в интерфазных клетках (Kleinfield, Sisken, 1966; Brinkley et al., 1967; Karsenti et al., 1984b; Hoebeke et al., 1976; Lee et al., 1980)

Одним из первых в ряду цитостатиков в 1962 году был открыт колхицин (Wani et al., 1971; Schiff et al., 1979). Он останавливает митоз, вызывая разборку микротрубочек. Колцемид является полусинтетическим аналогом колхицина. Широко используемый в настоящее время нокодазол - полностью синтетический аналог колхицина. Преимущества этого цитостатика заключаются в том, что он достаточно быстро проникает в клетку, обратимо связывается с растворенным тубулином, образуя комплекс нокодазол-тубулин, и быстро выводится из клетки при переносе в чистую среду (Алиева, Воробьев, 1987; 1990; Mejilano etal., 1996).

Винбластин (и аналогичный ему винкристин) - алкалоиды растительного происхождения, широко использующиеся в онкологии (Rowinsky, Donwhower, 1991). Они вызывают образование паракристаллов тубулина, тем самым повышая уровень цитоплазматического пула белка. Таксол (paclitaxel), в отличие от вышеперечисленных цитостатиков, является агентом, стабилизирующим ш микротрубочки (Schiff et al., 1979; Kumar, 1981). Он обратимо связывается с микротрубочками in vitro в соотношении 1 молекула таксола на 1 молекулу тубулина в составе микротрубочек, не взаимодействуя с пулом растворенного тубулина (Parness, Hirwitz, 1981; Diaz et al., 1993). Таксол ингибирует GTP-азную активность тубулина в составе микротрубочек, в результате чего микротрубочки принимают стабильную конформацию, а это не дает им деполимеризоваться и стимулирует бурную полимеризацию тубулина, в свою очередь приводящую к снижению уровня растворенного тубулина (Schiff et al., 1979; Kumar, 1981; Howard, Timasheff, 1988). Воздействие таксола в высокой концентрации приводит к образованию пучков микротрубочек (Schiff, Horwitz, 1980; DeBrabander et al., 1981; Rowinsky et al., 1988; Jordan etal., 1993).

Разные концентрации алкалоидов могут по-разному влиять на динамику микротрубочек: высокие (микромолярные) концентрации вызывают полную разборку, а низкие (наномолярные) - блокируют динамику микротрубочек in vivo (DeBrabander et al., 1976; Jordan, Wilson, 1990) и in vitro (Hoebeke et al.,1976; Friedman, Platzer.1978; Ireland, 1979; Lee et al.,1980; Jordan, Wilson, 1990; Toso et al., 1993).

Деполимеризовать микротрубочки можно и физическими воздействиями - высоким гидростатическим давлением (Воробьев, Драчев, 1989) и низкой температурой (Frankel, 1976; Osborn, Weber, 1976; Brady et al., 1984; Watson et al., 1990; E. McBeath, K.Fujiwara 1990).

Процесс деполимеризации микротрубочек с помощью различных митостатиков может быть обратим при удалении деполимеризующего агента из среды культивирования или при переносе в нормальные физические условия. Процесс восстановления начинается спустя 20-30 минут после удаления колцемида (Osborn, Weber, 1976), спустя 2-3 минуты после удаления нокодазола (De Brabander et al., 1982; Karsenti et al., 1984b; Смурова и др., 2002), и спустя несколько минут после снятия воздействия низкого давления (Воробьев, Драчев, 1989) или холода (Vorobjev, Chentsov, 1983; McBeath, Fujiwara 1990). Процесс восстановления микротрубочек занимает до часа (De Brabander et al., 1981; McBeath, Fujiwara 1990). Восстановление микротрубочек, после снятия деполимеризующего воздействия происходит преимущественно на центросоме (Brinkley et al., 1976; Frankel, 1976; Osborn, Weber 1976; Brinkley et al., 1981; Karsenti et al., 1984b;. McBeath, Fujiwara 1990; Смурова и др., 2002), хотя некоторые авторы отмечали и возможность полимеризации микротрубочек в цитоплазме (Speigelman et al., 1979; Brinkley et al., 1981; de Brabander et al., 1981; Karsenti et al., 1984b; Bri et al., 1987; McBeath, Fujiwara 1990; Waterman-Storer et al., 1999). Так в работе De Brabander было показано, что при отмывке нокодазола и дальнейшей реполимеризации в присутствии таксола, происходит мгновенная полимеризацию свободных микротрубочек и множественных звезд в цитоплазме. Таким образом, таксол вызывает спонтанную полимеризацию свободных микротрубочек, отменяя преимущество центросомы, за счет снижения критической концентрации полимеризации тубулина (De Brabander et al., 1981). Однако в большинстве перечисленных работ анализировалось лишь первые 15-20 минут процесса восстановления, когда растущие микротрубочки можно было различить как индивидуальные структуры (de Brabander et al., 1981; Karsenti et al., 1984b; Waterman-Storer et al., 1999).

К сожалению, в литературе мало статей, в которых описывалась бы полная динамика процесса восстановления, а количественная оценка полимеризующихся микротрубочек проводилась лишь в нескольких работах. Так, в работе Воробьева и Ченцова на электронномикроскопическом уровне оценивается количество микротрубочек, полимеризующихся на центросоме после воздействия холода (Vorobjev, Chentsov, 1983). Было показано, что по мере восстановления количество микротрубочек, полимеризующихся на центросоме растет, а через 15-20 минут после переноса в тепло уменьшается (Vorobjev, Chentsov, 1983). Количественная оценка микротрубочек, полимеризующихся после холода, проводилась и в работе McBeath, Fujiwara на клетках чешуи рыбы - LT (McBeath, Fujiwara 1990). В данной работе показано восстановление - наряду с центросомальными - и большого количества свободных микротрубочек. Авторы считают, что в клетках LT свободные микротрубочки образуются за счет отсоединения микротрубочек от центросомы (McBeath, Fujiwara 1990).

Таким образом, применение цитостатиков при использовании современной аппаратуры открывает возможности экспериментального изучения процесса восстановления сети микротрубочек в клетке, позволяет изучить этот процесс под новым углом зрения. Динамичные и стабильные микротрубочки

Микроинъекция флуоресцентно меченного тубулина в живые клетки показала, что время полуобмена микротрубочек в среднем составляет около 10 минут (Saxton et al., 1984; Scherson et al., 1984; Schulze, Kirschner, 1986); т.е. микротрубочки представляют собой высоко динамичные структуры. Помимо этого, в клетке существуют популяция стабильных микротрубочек, являющихся долгоживущими (обзор Gelfand, Bershadsky, 1991). Стабильные микротрубочки тоже обладают динамической нестабильностью, но их динамика медленнее, чем у динамичных микротрубочек: они имеют меньшую скорость деполимеризации, больше времени проводят в паузе и имеют меньшую частоту катастроф (Shelden, Wadsworth, 1993). Время полуобмена таких микротрубочек составляет более одного часа (Schulze, Kirschner, 1986;

Webster et al., 1987). Стабильные микротрубочки более устойчивы к агентам, деполимеризующим микротрубочки (Job et al., 1982; Wehland, Weber, 1987; Kreis, 1987).

Следствием стабилизации микротрубочек являются, как правило, пострансляционные модификации тубулина. Из них наиболее известны детирозилирование а-тубулина на С-конце (Glu-тубулин) (Raubin, Flavin, 1977; Argarana et al., 1978) и ацетилирование с-аминогруппы Lys-40 а-тубулина (L'Hernault, Rosenbaum 1985; LeDizet, Piperno, 1987).

Динамичные микротрубочки могут становиться стабильными и наоборот. Пострансляционные модификации тубулина являются скорее следствием стабилизации микротрубочек, нежели ее причиной (Gundersen et al., 1987; Bulinski, Gundersen, 1991; Gelfand, Bershadsky, 1991), поскольку увеличение количества детирозилированного тубулина в клетке не приводит к увеличению популяции стабильных микротрубочек in vitro (Skoufias, Wilson, 1998) или in vivo (Khawaja et al., 1987). Стабилизация микротрубочек может быть вызвана взаимодействием с различными белками, стабилизирующими микротрубочки (Chapin, Bulinski, 1992; Dhamodharan, Wadsworth, 1994). Наиболее хорошо охарактеризованные из них, как уже указывалось, MAPI, МАР2, МАР4 и tay - связываются с тубулином по всей длине микротрубочки и стабилизируют ее (Hirokawa, 1994). Однако ни для одного из этих белков не было показано участие в стабилизации отдельно взятой микротрубочки, или некой группы микротрубочек. Эти белки стабилизируют всю популяцию микротрубочек в клетке (Hirokawa, 1994). Вероятно, селективная стабилизация некой популяции микротрубочек или одной микротрубочки в клетке происходит по неизвестному пока механизму. На данный момент в литературе имеется мнение, что такая селективная стабилизация микротрубочек может происходить за счет формирования на плюс конце микротрубочки кэпа", не позволяющего микротрубочке разбираться (Gundersen et al., 1987b; Webster et al., 1987a; Schulze, Kirschner, 1987), чем и вызвана большая, чем у обычных микротрубочек, устойчивость к воздействию деполимеризующих агентов, влияющих на деполимеризацию плюс конца микротрубочек (Job et al., 1981; Wehland, Weber, 1987; Kreis, 1987). Наличие такого АТР-зависимого "кэпа" недавно было показано на плюс конце стабильных детирозилированных микротрубочек эпителиальных клеток (Infante et al., 2000).

В литературе имеется мнение, что наличие стабильной субпопуляции микротрубочек в клетке имеет физиологическое значение, хотя на данный момент экспериментальных данных, подтверждающих эту теорию в литературе не много: так, было показано, что динамичные микротрубочки участвуют в транспорте трансцитозных молекул к апикальной мембране, а стабильные микротрубочки участвуют в транспорте к базолатеральной мембране (Poul et al., 1998).

Количество стабильных и динамичных микротрубочек различается в разных типах клеток. В фибробластах большинство микротрубочек динамичны (Wadsworth and McGrail., 1990). В эпителиальных клетках, напротив, стабильных микротрубочек значительно больше (Wadsworth and McGrail., 1990; Gelfand, Bershadsky., 1991). Интересно, что увеличение количества детирозилированного и ацетилированного тубулина в клетках происходит при таких событиях, как направленное движение фибробласта (Gundersen, Bulinski, 1988; Nagasaki et al., 1992; Gundersen, et al., 1994), формирование отростков нейрона (Baas, Black, 1990), образование эпителиального пласта (Pepperkok et al., 1990) и в ходе эмбриогенеза (Warn et al., 1990). Все это указывает на то, что стабилизация и пострансляционные модификации микротрубочек могут играть важную роль в формировании сети микротрубочек, а значит и в жизнедеятельности как клетки, так и в морфогенетических процессах целого организма (Kirschner, Mitchison, 1986; Bulinski, Gundersen, 1991). Функции микротрубочек в интерфазе

С того момента, как микротрубочки были впервые описаны и охарактеризованы как компоненты цитоскелета клетки, а также в процессе изучения их функций, их важная роль в жизнедеятельности клетки не подвергалась сомнению. Во время митоза микротрубочки формируют митотическое веретено, непосредственно участвуя в клеточном делении. В интерфазной клетке, а именно эта стадия клеточного цикла интересовала нас в настоящей работе, микротрубочки играют важную роль в процессах внутриклеточного транспорта, поддержании клеточной формы, распластывании и клеточном движении. Таким образом, благодаря согласованной работе микротрубочек и центросомы обеспечива!ется координация различных процессов в клетке.

Заключение диссертации по теме «Гистология, цитология, клеточная биология», Чернобельская, Ольга Аркадьевна

Выводы

1. В цитоплазме клеток VERO, имеющих видимую в световой микроскоп радиальную систему, помимо связанных с центросомой микротрубочек присутствуют и свободные микротрубочки, составляющие не менее половины от всех микротрубочек клетки.

2. Средняя длина свободных микротрубочек в цитоплазме клеток VERO не превышает 10 мкм.

3. Свободные микротрубочки в клетках VERO образуются как вследствие отделения от центросомы (с частотой 0,45 соб/мин), так и вне связи с ней - за счет полимеризации на цитоплазматических сайтах нуклеации.

4. Динамические характеристики плюс концов связанных с центросомой и свободных микротрубочек не различаются.

5. Предполагается, что восстановление сети цитоплазматических микротрубочек после их деполимеризации происходит в два этапа: на первом этапе происходит быстрый рост преимущественно центросомальных микротрубочек при незначительной полимеризации свободных микротрубочек; на более поздней стадии, когда связанные с центросомой микротрубочек дорастают до плазматической мембраны, происходит заполнение внутренней цитоплазмы клетки за счет полимеризации свободных микротрубочек, не связанных с центросомой.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Чернобельская, Ольга Аркадьевна, 2004 год

1. Алиева И.Б., Воробьев И.А., Ченцов Ю.С. Стереоскопический анализ расположения микротрубочек вокруг центросомы в в клетках культуры тканей. Доклад Акад. Наук. 1989. N. 305 (5). Р. 1232-4.

2. Бершадский А.Д., Тинт И.С., Гельфанд В.И., Розенблат В.А., Васильев Ю.М., Гельфанд И.М. Морфология системы микротрубочек в эпителиальных клетках почки мыши. Онтогенез. 1979. N. 10. Р. 231-235.

3. Воробьев И .А., Григорьев И .С., Бориси Г .Г. Динамика микротрубочек в культивируемых клетках. Онтогенез. 2000. N. 31. Р. 420-428.

4. Воробьев И.А., Ченцов Ю.С. Динамика восстановления микротрубочек вокруг клеточного центра в культивируемых клетках после их охлаждения. Цитология. 1982. N. 24 (11). Р. 1286-1289

5. Воробьев И.А., Драчев В.П. Эффект высокого гидростатического давления на клеточный центр и микротрубочки в клетках культуры ткани. Цитология. 1989. N. 31. Р. 170-175.

6. Григорьев И.С. Чернобельская А.А., Воробьев И.А. Влияние наномолярных концентраций нокодазола, винбластина и таксола на движение фибробластов и на сальтаторные движения органелл. Биол. Мембр. 1999. N. 16. Р. 21-41.

7. Григорьев И.С. Чернобельская А.А., Воробьев И.А. Количественный анализ движений в поляризованных фибробластах. Биол. Мембр. 1997. Т. 14(2). Стр. 160-173.

8. Зиновкина JI.A., Надеждина Е.С. Белки центросомы. Биохимия. 1996. N. 61(8). Р. 1347-1365.

9. Надеждина Е.С., Зиновкина JT.A. Регуляция системы микротрубочек животных клеток. Успехи Биол. Химии. 1999. N. 39. Р. 187-224.

10. Онищенко. Преобразования клеточного центра при дифференцировке клеток. Онтогенез. 2000. Т. 31. Р. 445-456.

11. Онищенко Г.Е., Ченцов Ю.С. Центриоли в полиплоидных клетках. Тез. Докл. 2 Сипм. По сомат. Полиплоидии. 1977. Р. 89-90.

12. Прудовекий И.А., Зеленин А.В. Влияние энуклеации на структурно-функциональное состояние L-клеток. Цитология. 1978. Т. 20. Р. 952-956.

13. Сперанская С.Р., Вотчал М.С., Воробьев И.А. Сальтаторные движения цитоплазматических гранул в клетках культуры ESK. Цитология. 1975. Т. 37. Стр. 783-790.

14. Смурова К.М., Алиева И.Б., Воробьев И.А. Динамика восстановления цитоплазматических микротрубочек после из разрушения нокодазолом в клетках культуры VERO. Биол. Мембр. 2002. Т. 19. N6. С.472-482.

15. Abal М., Piel М., Bouckson-Castaing V., Mogensen М., Sibarita J-B.,

16. Bornens M. Microtubules released from the centrosome in migrating cells. J. Cell Biol. 2002. N. 159. P. 713-737.

17. Ahmad F.G., Yu W., Mcnally F.J., Bass P.W. An essential role for katanin in severing microtubules in neuron. J. Cell Biol. 1999. N. 145(2). P. 305315.

18. Ahmad F.G. and Bass P.W. Microtubules released from the neuronal centrosome and transported into the axon. J.Cell Sci. 1995. N. 108. P. 2761-2769.

19. Ahmad F.G., Echeverri J., Vallee R. B, Bass P.W., Cytoplasmic dynein and dynactin are required for the transport of microtubules into the axon. J. Cell Biol. 1998. N. 140. P. 391-401.

20. Aist JR, Bayles CJ. Organelle motility within mitotic asters of the fungus Nectria haematococca. Eur J Cell Biol. 1991. N. 56(2). P.358-63.

21. Akhmanova A., Hoogenraad C.C., Drabek K., Stepanova Т., Dortland В.,

22. Verkerk Т., Vermeulen W., Burgering B.M., De Zeeuw C.I., Glosveld F., Galjart N. CLASP are CLIP-115 and -170 associating proteins involved in the regional regulation of microtubule dynamics in motile fibroblasts. Cell 2001. N. 104. P. 923-935.

23. Allan V, Vale R.D. movements of membrane tubules along microtubules in vitro: evidence for specialised sites of motor attachments. J. Cell Sci. 1994. N. 107. P. 1885-1897.

24. Alberts В., Bray D., Lewis J., Raff M., Watson J.D. Molecular Biology of the Cell, edn. 3. Garland publishing, New York. 1994.

25. Alien R.D., Metural J., Tosaki I., Brady S.T., Gilbert S.P. Science. 1982. N. 218. P. 1127-1129.

26. Alieva I.В., Nadezhdina E.S., Vaisberg E.A., Vorobjev I.A. Microtubule and intermediate filament patterns around the centrosome in interphase cells. The centrosome. 1992. P. 103-126.

27. Alieva IB, Vorobjev IA. Centrosome behaviour and orientation of centrioles under the action of energy transfer inhibitors. Cell Biol Int. 1995. N. 19(2). P.103-12.

28. Alieva, I.B., Vorobjev, I.A. Interphase microtubules in cultured cells: long or short? Membr Cell Biol.2000.N. 14(1). P. 57-67

29. Allan V., Vale R.D. Movements of membrane tubules along microtubules in vitro: evidence for specialised sites of motor attachments. J. Cell Sci. 1994. N. 107. P. 1885-1897.

30. Allen C., Borisy G.G. Structural polarity and directionality of growth ofmicrotubules of Chlamydomonas flagella. J. Moll. Biol. 1974. N. 80. P. 381-402.

31. Amos, L.A., and Baker, T.S. The three-dimensional structure of tubulin protofilaments. Nature. 1979. N. 279. P. 607-612.

32. Andersen S. S. Molecular characteristics of the centrosome. Int. Rev. Cytol. 1999. N. 187. P. 51-109.

33. Andersen S., Ashford AJ, Tournebize R, Gavet O, Sobel A, Hyman AA, KarsentiE. Mitotic chromatin regulates phosphorylation of Stathmin/Opl8. Nature. 1997. N. 389(6651). P. 640-3.

34. Aniento F., Emans N., Griffiths Gruenberg J. Cytoplasmic dynein-dependent vesicular transport from early to late endosomes. J. Cell Biol. 1993. N. 123. P. 1373-1387.

35. Argarana CE, Barra HS, Caputto R. Release of 14C.tyrosine from tubulinyl-[14C]tyrosine by brain extract. Separation of a carboxypeptidase from tubulin-tyrosine ligase. Mol Cell Biochem. 1978. N. 19(1). P. 17-21.

36. Baas P. W., Black M.M. Individual microtubules in the axon consist of domain that differ in both composition and stability. J. Cell Biol. 1990. N. 111. P. 495-509.

37. Baase P.W., Deitch J.S., Black M.M., Banker G.A. Polarity orientation of microtubules in hippocampal neurons: uniformity in the axon and nonuniformity in the dendrite. Proc Natl Acad Sci USA. 1988. N. 85. P. 8335-9.

38. Balczon R. The centrosome in animal cells and its functional homologs in plant and in yeast cells. Int. Rev. Cytol. 1996. N. 169. P. 25-82.

39. Baumann O., Murphy D.B. Microtubule-associated movement ofmitochondria and small particles in Acanthamoeba castellanii. Cell Motil Cytoskeleton. 1995. N. 32(4). P. 305-17.

40. Belmont L.D., Hyman A.A., Sawin K.E., Mitchison T.J. Real-time visualization of cell cycle-dependent changes in microtubule dynamics in cytoplasmic extracts. Cell. 1990. N. 62. P. 579-89.

41. Belmont L.D., Mitchison T.J., Identification of a protein that interacts with tubulin dimers and increases the catastrophe rate of microtubules. Cell: 1996. N. 84. P. 623-631.

42. Ben-Zeev A., Farmer, S.R., Penman, S. Cell. 1979. N. 17. P. 319-325

43. Bershadsky AD, Gelfand VI. ATP-dependent regulation of cytoplasmic microtubule disassembly. Proc Natl Acad Sci U S A. 1981. N. 78(6). P. 3610-3.

44. Bobinnec Y, Moudjou M, Fouquet JP, Desbruyeres E, Edde B, Bornens M. Glutamylation of centriole and cytoplasmic tubulin in proliferating non-neuronal cells. Cell Motil Cytoskeleton. 1998. N. 39(3). P. 22332.

45. Bomsel M., Patron R., Kuznetsov S.A., Schroer T.A., Gruenberg J.

46. Microtubule- and motor-dependent fusion in vitro between apical and basolateral endocytic vesicles from MDCK cells. Cell. 1990. N. 62. P. 719-731.

47. Borisy, G.G. and Rodionov, V.I. Lessons from the Melanophore. FASEB J. 1999. N. 13. P. 2221-2224

48. Brady S.T., Tytell M., Lasek R.J. Axonal transport and axonal tubulin: biochemical evidence for cold stability. Cell Biol. 1984. N. 99. P. 1716-1724.

49. Bre M.C., Karsenti E. Effects of brain microtubule-associated proteins of microtubule dynamics and nucleating activity of centrosome. Cell Motil. 1990. N. 15. P. 88-98.

50. Bre MH, Kreis ТЕ, Karsenti E. Control of microtubule nucleation and stability in Madin-Darby canine kidneycells: the occurrence of noncentrosomal, stable detyrosinated microtubules. J Cell Biol. 1987. N. 105(3). P. 1283-96.

51. Bridgeman P.C., Kacher В., and Reese T.S. The structure of cytoplasm in directly frozen cultured cell. 2. Cytoplasmic domeins associated with organelle movement. J. Cell Biol. 1986. N. 102. P. 1510-1521.

52. Brinkley B.R., Cox S.M., Pepper D.A., Wible L., Brenner S.L., Pardue R.L. Tubulin assembly sites and the organization of cytoplasmic microtubules in cultured mammalian cells. J. Cell Biol. 1981. N. 90. P. 554-562.

53. Brinkley BR, Fuller EM, Highfield DP. Cytoplasmic microtubules in normal and transformed cells in culture: analysis bytubulin antibody immunofluorescence. Proc Natl Acad Sci USA. 1976 N. 72 (12). P. 4981-5.

54. Brinkley BR, Stubblefield E, Hsu TC. The effects of colcemid inhibition and reversal on the fine structure of themitotic apparatus of Chinese hamster cells in vitro. J. Ultrastruct Res. 1967. N. 19(1). P. 1-18.

55. Brinkley BR, Wible LJ, Asch BB, Medina D, Mace MM, Beall PT, Cailleau RM. The microtubule cytoskeleton in normal and transformed cells in vitro. Results Probl. Cell Differ. 1980. N. 11. P. 132-8.

56. Brinkley B.R., Cox S.M., Pepper D.A., Wible L. , Brenes S.L., Pardue R.L. Tubulin assembly sites and the organisation of cytoplasmicmicrotubules in cultured mammalian cells. J. Cell .Biol. 1981. N. 90. P. 554-562.

57. Bulinski J.C. MAP4 In Microtubules. Edited by JS Hymans, CW Lioyd. New York. Wiley-Liss Inc. 1994. P. 167-182.

58. Bulinski J.C., Gundersen G.G. stabilization and posttranslational modification of microtubules during cellular morphogenesis. BioEssays. 1991. N. 13. P. 285-293.

59. Burkhardt J.K., McLlivan J.M., Sheetz M.P., Argon Y. Lytic granules from cytitoxic T cell inhibit kinesin-dependent motility on microtubules in vitro. J. Cell Biol. 1994. N. 104. P. 151-162.

60. Burton P.R., Hinkley R.E., Pierson G.B. Tannic acid stained microtubules with 12, 13 and 14 protofilaments. J. Cell Biol. 1975. N. 65. P. 227233.

61. Caron J.M., Jones A.L., Rail L.B., Kirschner M.W. Autoregulation oftubulin sinthesis in enucleated cell. Nature. 1985. N. 317. P. 684-651.

62. Cassimeris L., Pryer N.K., Salmon E.D. Real-time observation of microtubule dynamic instability in living cell. J. Cell Biol. 1988. N. 107. P. 22232231.

63. Chalfie M., Thomson J. N. Organization of neuronal microtubules in thenematode Caenorhabditis elegans. J. Cell. Biol. 1979. N. 93. P. 1523.

64. Chapin S.J., Bulinski J.C. Microtubule stabilization by assembly promoting microtubule associated protein: A repeat performance. Cell Motil. Cytoskel. 1992. N. 23. P. 236-243.

65. Chausovsky A., Bershadsky A.D., Borisy G.G. Cadherin-mediated regulation of microtubule dynamics. Nat. Cell Biol. 2000. N. 2(11). P. 797-804.

66. Chrertien, D., and Wade, R.H. New data on the microtubule surface lattice. Biol. Cell .1991. N. 71. P. 161-174.

67. Cleveland DW, Lopata MA, Sherline P, Kirschner MW. Unpolymerized tubulin modulates the level of tubulin mRNAs. Cell. 1981. N. 25(2). P. 537-46.

68. Cleveland DW, Pittenger MF, Feramisco JR. Elevation of tubulin levels by microinjection suppresses new tubulin synthesis. Nature. 1983. N. 305(5936). P. 738-40.

69. Cole N.B., Sciaky N., Marotta A., ong J., Lippincott-Schwartz. Golgi dispersal during microtubule disruption: regeneration of Golgi stacks at peripheral endoplasmic reticulum exit sites. Mol. Biol. Cell, 1996. N.7(40). P. 631-50.

70. Curmi PA, Andersen SS, Lachkar S, Gavet O, Karsenti E, Knossow M, Sobel A. The stathmin/tubulin interaction in vitro. J Biol Chem. 1997. N. 272(40). P. 25029-36.

71. Dabora S.L., Sheetz M.P. The microtubule-dependent formation of atubulovesicular network with characteristics of the ER from cultured cell extracts. Cell. 1988. N. 54. P. 27-35.

72. Danowski B. Fibroblast contractility and actin organization are stimulated by microtubule inhibitors. J. Cell Sci.1989. N. 92. P. 255-266.

73. Debek A., Detraves C., Montmory С et al. Polar organization of gamma-tubulin in acentriolar mitotic spindles of Drosophila melanogaster cells. Ibid. 1995. N. 108. P. 2645-2653.

74. De Brabander M, Geuens G, Nuydens R, Willebrords R, De Mey J. Microtubule stability and assembly in living cells: the influence of metabolicinhibitors, taxol and pH. Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 1982. N. 46. P. 227-40.

75. De Brabander M. Microtubules, central elements of cellular organization. Endeavour. 1982. N. 6(3). P. 124-34.

76. Cell Dev. Biol. 1997. N. 13. P. 83-117. Dhamodharan R, Wadsworth P. MAPs modulate dynamic instability in vivo.1994. N. P. 1679-1689

77. Dhamodharan R., Wadsworth P. Modulation of microtubule dynamicinstability in vivo by brain microtubule associated proteins. J Cell Sci.1995. N. 108 (Pt 4). P. 1679-89.

78. Diamantopoulos G.D., Perez F., Goodson H.V., Batelier G., Melki R., Kreis Т.Е., Rickard J.E. Dynamic localization of CLIP-170 to microtubule plus end is coupled to microtubule assembly. J. Cell Biol. 1999. N. 144. P. 99-112.

79. Diaz J.F., Menendez M., Andreu. J.M. Boichemistry. 1993. N. 32. P. 1006710077.

80. Dogterom M, Maggs A.C, Leibler S. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 6683-6688.

81. Doxsey S., Re-evaluating centrosome function. Nat. Rev Mol. Cell Biol. 2001. N. 2. P. 688-698.

82. Endow S.A. Microtubule motors in spindle and chromosome motility. Eur. J. Biochem. 1999c. N. 262. P. 12-18.

83. Erickson HP, Stoffler D. Protofilaments and rings, two conformations of the tubulin family conserved frombacterial FtsZ to alpha/beta and gamma tubulin. J Cell Biol. 1996. N. 135(1). P. 5-8.

84. Esponda P, Avila J. In vitro microtubule assembly on centrioles from mammalian spermatids. Eur J Cell Biol. 1983. N. 30(2). P.313-5.

85. Evans L., Mitchison Т., Kirshner M. The influence of the centrosome on the structure of the nucleated microtubule. J. Cell Biol. 1985. N. 100. P. 1185-1191.

86. Fais DA, Nadezhdina ES, Chentsov YS. The centriolar rim. The structure that maintains the configuration of centriolesand basal bodies in the absence of their microtubules. Exp Cell Res. 198. N. 164(1). P. 27-34.

87. Fais D., Nadezhdina E.s., Chentsov Yu.S. Evidence for the nucleus-centriole association in living cells obtained by ultracentrifugation. Eur. J. Cell Biol. 1984. N. 33. P. 190-196.

88. Frankel F.R. Organization and energy-dependent growth of microtubules in cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1976. N. 73. P. 2798-2802.

89. Freed J. J. and Lebowitz M.M., The association of a class of saltatory movements with microtubules in cultured cells. J. Cell Biol. 1970. N. 45. P. 334-354

90. Friedman.P.A., Platzer, E.G. Interaction of antihelmintic benzimidazoles and benzimidazole derivatives with bovine brain tubulin. Biochim. Biophys. 1978.V.544. P. 605-614.

91. Fuller G.M., Brinkley B.R., Boughter J.M. Immunofluorescence of mitotic spindles by using monospecific antibody against bovine brain tubulin. Science. 1975. N. 187. P. 948-950.

92. Fygenson D.K., Flyvbjerg H., Sneppen K., Libchaber A., Leibler S. Spontaneous nucleation of microtubules. Phys. Rev. Lett. 1995. N. 51. P. 5058-5063.

93. Gaglio T, Saredi A, Compton DA. NuMA is required for the organization of microtubules into aster-like mitotic arrays. J Cell Biol. 1995. N. 131(3). P. 693-708.

94. Gilbert S.P., Sloboda R.D. J. Cell Biol. 1994. N. 99. P. 445-452.

95. Goldman R.D., Pollak R., Chang C.M., Bushnell R. Properties of enucleated cells. Changes in cytoplasmic architecture of enucleated BHK cellsfollowing trypsinization and replating. Exp. Cell Research. 1975. N. 93. P. 175-183.

96. Goode BL, Drubin DG, Barnes G. Functional cooperation between themicrotubule and actin cytoskeletons. Curr Opin Cell Biol. 2000. N. 12(1). P. 63-71.

97. Gorgidze L.A., Vorobjev I.A. Centrosome and microtubules behavior in the cytoplasts. J. Submicrosc Cytol Pathol. 1995. N. 27. P. 381-9.

98. Gundersen G.G., Cook T.A. Microtubules and signal trancduction. Curr. Opin. Cell Biol. 1999. N. 11. P. 81-94.

99. Gundersen G.G. Microtubule capture: IQGAP and CLIP-170 expand the repertoire. Curr Biol. 2002. N. 12(19). P. R645-7.

100. Gundersen G.G., Bulinski J.C. Selective stabilization of microtubules oriented toward the direction of cell migration. Proc Natl Acad Sci USA. 1988. N. 85(16). P. 5946-50.

101. Gundersen GG, Kim I, Chapin CJ. Induction of stable microtubules in 3T3 fibroblasts by TGF-beta and serum. J Cell Sci. 1994. N. 107. P. 64559.

102. Haimo L.T., Telzer B.R., Rosenbaum J.L. Dynein binds to and cross-bridges cytoplasmic microtubules. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1979. N. 76. P. 5779-5763.

103. Harris P, Osborn M, Weber K. A spiral array of microtubules in the fertilized sea urchin egg cortex examinedby indirect immunofluorescence and electron microscopy. Exp Cell Res. 1980. N. 126(1). P. 227-36.

104. Hayden JH, Bowser SS, Rieder CL. Kinetochores capture astral microtubules during chromosome attachment to themitotic spindle: direct visualization in live newt lung cells. J Cell Biol. 1990. N. 111(3). P. 1039-45.

105. Heald R., Tournebize R., Blank Т., Sandaltzopoulos R., Brcker P., hyman A., Karsenti E. Self-organization of microtubules into bipolar spindles around artificial chromosomes in Xenopus egg extracts. Nature. 1996. N. 382. P. 420-425.

106. Heidemann S.R., Mcintosh J.R. Visualisation of the structural polarity of the microtubules. Nature. 1980. N. 286. P. 517-519

107. Herman B. and Albertini. D.F. A time-lapse video image intensification analysis of cytoplsmic organelle movements during endosome translocation. J. Cell Biol. 1984. 98. 565-576.

108. Hesse J., Maruta H., Isenberg G. FEBS Lett. 1985. N. 179. P. 91-95.

109. Hirokawa N. Microtubule organization and dynamic depend on microtubule-associated protein. Curr. Opin. Cell Biol. 1994. N. 6. P. 74-81.

110. Ho, W.C., Allan,V.G., van Meer, G., Berger, E.G., Kreis, Т.Е. Reclustering of scattered Golgi elements occurs along MTs. Eur. J.Cell Biol. 1989. V. 48(2). P. 250-63.

111. Hoebeke J., Van Nijen, De Brabander. Interaction of oncodozole (R 17934), a new anti-tumoral drug, with rat drain tubulin. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1976. N. 69. P. 319-324.

112. Holleran EA, Karki S, Holzbaur EL.The role of the dynactin complex in intracellular motility. Int Rev Cytol. 1998. N. 182. P. 69-109.

113. Hoogenraad C.C., Akhmanova A., Grosveld F., Zeeuw C.I., Galjart N. Functional analysis of CLIP-115 and its binding to microtubules. J. Cell Sci. 2000. N. 113. P. 2285-2297.

114. Hotani H., Horio T. Dynamics of microtubules visualized by darkfield microscopy: treadmilling and dynamic instability. Cell Motil Cytoskeleton. 1988. N. 10(1-2). P. 229-36.

115. Howard W.D., Timasheff S.N. Linkages between the effects of taxol,colchicine, and GTP on tubulin polymerization. J Biol Chem. 1988. N. 263(3). P. 1342-6.

116. Hush J.M., Wadsworth P., Callaham D.A., Helper P.K. Quantification of microtubule dynamics in living plant using fluorescence redistribution after photobleaching. J. Cell Sci. 1994. N. 107. P. 775-784.

117. Job D., Rauch C.T., Fischer E.H., Margolis R.L. Recycling of cold-stable microtubules: evidence that cold stability is due to substichiometric polymer blocks. Biochem. 1982. N. 21 (3). P. 509-15.

118. Jordan M.A., Wilson L. Kinetic analysis of tubulin exchange at microtubule ends at low vinblastine concentrations. Boichemistry. 1990. N. 29. P. 2730-2739.

119. Jourdain L, Curmi P, Sobel A, Pantaloni D, Carlier MF. Stathmin: a tubulin-sequestering protein which forms a ternary T2S complex withtwo tubulin molecules. Biochemistry. 1997. N. 36(36). P. 10817-21.

120. Kalt a., Shliwa . Molecular components of the centrosome. Trends Cell Biol. 1993. N. 3. P. 118-128.

121. Karsenti E., Kobayashi S., Mitchoson Т., Kirschner M. Role of the centrosome in organizing the interphase microtubule arrays: properties of cytoplasts containing or lacking centrosomes. 1984b. J. Cell Biol. 98. 1763-1776.

122. Kaverina I., Krylyshkina O., Small J.V. Regulation of substrate adhesion dynamics during cell motility. Int. J. Biochem. Cell Biol. 2002. N. 34. P. 746-761.

123. Kaverina I., Rottner K., Small J.V. Targeting, capture and stabilization of microtubules at early focal adhesions. J. Cell Biol. 1998. N. 142. P. 181-90.

124. Keating T.J., Borisy G.G. Immunostructural evidence for the template mechanism of microtubule nucleating. Curr. Opin. Struct. Biol. 2000. N. 2. P. 352-357.

125. Keating T.J., Peloquin J.G., Rodionov V.I., Momcilovic D., Borisy G. G.

126. Microtubule release from the centrosome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. N. 94. P. 5078-5073. Keating, T.J., Borisy, G.G. Centrosomal and non-centrosomal microtubules.

127. M Biol Cell. 1999. N 91(4-5). P. 321-329. Kellogg D.R., Moritz M., Alberts B.M. Ann. Rev. Biochem. 1994. V. 63. P. 639-74.

128. Kennedy, Donald A. Preparation and characterization of mast cell cytoplasts.

129. Kirschner M., Mitchison T. Beyond self-assembly: from microtubules to morphogenesis. Cell. 1986. V. 45. P. 329-342.

130. Kirschner MW. Implications of treadmilling for the stability and polarity of actin and tubulinpolymers in vivo. J. Cell Biol. 1980 Jul. N. 86(1). P. 330-4.

131. Kimble M., Kuriyama R. Functional components of microtubule-organizing centers. Int. Rev. Cytol. 1992. N. 13. P. 34-50.

132. Kleinfield R.G., Sisken J.E. Morphologycal and kinetic aspects of mitotic arrest by and recovery from from cilcemid. J. Cell Biol. 1966. N. 31. P. 396-379.

133. Knops J, Kosik KS, Lee G, Pardee JD, Cohen-Gould L, McConlogue

134. Kreis Т.Е. Microtubules containing detyrosinated tubulin are less dynamic.

135. EMBO J. 1987. N. 6 (9). P. 2597-606. Kreis, Т.Е. Role of MTs in the organization of the Golgi a apparatus. Cell

136. Kuriyama R., Borisy G.G., Microtubule-nucleating activity of centrosomes in Chinese hamster ovary cells is independent of the centriole cycle but coupled to the mitotic cycle. J. Cell Biol.: 1981; N. 91. P. 822-826

137. Malawista S.E., Bensch K.G., Sato H. Vinblastine and griseofulvin reversibly disrupt the living mitotic spindle. Science. 1968. N. 160. P. 770-772.

138. Maly I.V., Vorobjev I.A. Centrosome-dependent anisotropic random walk of cytoplasmic vesicles. Cell Biol. Intern. 2002. N. 9. P. 791-799.

139. Maniotis A. and Schliwa M. Microsurgical removal of centrosomes blocks cell reproduction and centriole generation in BSC-1 cells. Cell 1991. 67. 495-504.

140. Marchisio P.S., Weber K., Osborn N. Identification of multiple sites in mouse neuroblastoma cells. Eur. J. Cell Biol. 1979. N. 20. P. 45-50.

141. Marks D.L., Larkin J.M., McNiven M.A. Association of kinesin with the Golgi apparatus in rat hepatocytes. J. Cell Sci. 1994. N. 107. P. 24172426.

142. Marsh B.I., Mastronarde D.N., Buttle K.F., Howell K.E., Mcintosh J.R. Organellar relationships in the Golgi region of the pancreatic beta cell line, HIT-T15, visualized by high resolution electron tomography. PNAS. 2000. N. 98(5). P. 2399-2406.

143. Martin ОС, Gunawardane RN, Iwamatsu A, Zheng Y. Xgripl09: a gammatubulin-associated protein with an essential role in gamma tubulin ring complex (gammaTuRC) assembly and centrosome function. J Cell Biol. 1998. N. 141(3). P. 675-87.

144. Mastronarde D.N., McDonald K.L., Ding R., Mcintosh J.R. 1993. Interpolar spindle microtubules in PTK cells. J. Cell Biol. 123: 1475-89.

145. McBeath E., Fujiwara K. Microtubule detachment from the microtubule-organizing center as a key event in the complete turnover of microtubules in cell. Eur. J. Cell Biol. 1990. N. 52. P. 1-16.

146. McNally F.J., Thomas S. Katanin is responsible for the M-phase microtubule-severing activity in Xenopus eggs. Mol. Biol. Cell. 1998. N. 9. P. 1847-61.

147. Mitchison Т., Kirschner M. Dynamic instability of microtubule growth. Nature. 1984. V. 312. P. 237-242.

148. Mogensen MM, Tucker JB, Baggaley ТВ. Multiple plasma membrane-associated MTOC systems in the acentrosomal cone cells of Drosophila ommatidia. Eur J Cell Biol. 1993. N. 60(1). P. 67-75.

149. Mogensen M.M., Malik A., Piel M., Bouckson-Castaing V., Bornens M. Microtubules minus-end anchorage at centrosomal and noncentrosomal sites: the role of ninein. J. Cell Sci. 2000. N. 275. P. 215218.

150. Moritz M, Braunfeld MB, Fung JC, Sedat JW, Alberts BM, Agard DA.

151. Three-dimensional structural characterization of centrosomes from early Drosophila embryos. J. Cell Biol. 1995. N. 130(5). P. 1149-59.

152. Moritz M, Braunfeld MB, Guenebaut V, Heuser J, Agard DA. Structure of the gamma-tubulin ring complex: a template for microtubule nucleation. Nat Cell Biol. 2000. N. 2(6). P. 365-70.

153. Moritz M, Zheng Y, Alberts BM, Oegema" K. Recruitment of the gamma-tubulin ring complex to Drosophila salt-strippedcentrosome scaffolds. J Cell Biol. 1998. N. 142(3). P. 775-86.

154. Morris R. and Hollenbeck P. The regulation of bidirectional mitochondrial transport is coordinated with axonal outgrowth. J. Cell Sci. 1997. N. 104. P. 917-927.

155. Morrison E.E., Moncur P.M., Askham J.M. EB1 identifies sites ofmicrotubule polymerisation during neurite development. Brain Res Mol Brain Res. 2002. N. 98. P. 145-52.

156. Murphy D. and Tilney L. The role of microtubules in the movement of pigment granules in the teleost melanofores. J. Cell Biol. 1974. 61. P. 757-779.

157. Nagano Т., Suzuki F. Microtubules with 15 subunits in cockroach epidermal cells. J. Cell Biol. 1975. N. 64. P. 242-245.

158. Nagasaki T, Chapin CJ, Gundersen GG. Distribution of detyrosinatedmicrotubules in motile NRK fibroblasts is rapidly altered upon cell-cell contact: implications for contact inhibition of locomotion. Cell Motil Cytoskeleton. 1992. N. 23(1). P. 45-60.

159. Nath J.P., Fagle G.R., Himes R.H. Biochemistry. 1985. N. 24. P. 1555-1560.

160. Nedelec F, Surrey T, Karsenti E Self-organisation and forces in themicrotubule cytoskeleton. Curr Opin Cell Biol. 2003. N. 15(1). P. 118-24.

161. Nguyen H-L., Chari S., Gruber D., Lue C-M., Chapin S.J., Bulinski J.C. Overexpression of full- or partial-length MAP4 stabilizes microtubules and alters cell growth. J. Cell Sci. 1997. N. 110. P. 281294.

162. Oakley, 2000 An abundance of tubulins.Trends Cell Biol. 2000. N. 10(12). P. 537-42.

163. Oegema K, Wiese C, Martin ОС, Milligan RA, Iwamatsu A, Mitchison TJ, ZhengY. Characterization of two related Drosophila gamma-tubulin complexes that differin their ability to nucleate microtubules. J Cell Biol. 1999 Feb 22;144(4):721-33.

164. Ohno Y., Fallon J., Bruse E., Seligmann N.J., Friedman M.M., Gallin I. Separation and function of neutrophil kariorganuloplasts and comparison with cytoplasts and intact cell. Inflammation. 1987. N. 11. P. 298-308.

165. Osborn M, Born T, Koitsch HJ, Weber K. R. Stereo immunofluorescence microscopy: I. Three-dimensional arrangement of microfilaments, microtubules and tonofilaments. Cell. 1978. N. 14(3). P. 477-88.

166. Osborn M., Weber K. Tubulin-specific antibody and the expression of microtubules in 3T3 cells after attachment to a substratum. Further evidence for the polar growth of cytoplasmic microtubules in vivo.

167. Exp. Cell Res. 1976. N. 103. P. 331-40.

168. Parness J, Hirwitz S.B. taxol binds to polymerized tubulin in vivtro. L. Cell Biol. 1981. N. 91. P. 478-87.

169. Parschal B.M., Vallee R.B., 1987 Retrograde transport by the microtubuleassociated protein MAP 1С. Nature. 1987. N. 18;330(6144). P. 181-3.

170. Paschal B.M., Shpetner H.S., Vallee R.B. MAP 1С is a microtubule-activated ATPase which translocates microtubules in vitro and has dynein-like properties. J Cell Biol. 1987. N. 105(3). P. 1273-82.

171. Paweletz N., Mazia D. The "nuclear mitotic apparatus" in sea urchun eggs. Cell Reproduction ICN-UCLA Symposia on Molecular and Cellular Biology. 1978. P. 495-503

172. Pepperkok R., Bre M.H., Davoust J., et at. Microtubules arestabilized in confluent epithelial cells but not in fibroblasts. J. Cell. Biol. 1990. V. 111. P. 3003-3012.

173. Perez F., Diamantopoulos G.D., Stalder R., Kreis Т.Е. CLIP-170 high-lights growing microtubule end in vivo. Cell. 1999. N. 96. P. 517-527.

174. Pernet-Gallay K, Antony C., Johannes L., Bornens M., Goud В., Rios R.M. The overexpression of GMAP210 blocks anterograde and retrograde transport between the ER and the GA. Traffic. 2002. N. 3. P. 822-832.

175. Pickett- Heaps, J.D. Cytobios. 1969.1:257-280

176. Piel M., Meyer P., Khodjakov A., Rieder C.I., Bornens M. The respective contributions of the mother and daughter centrioles to centrosome activity and behavior in vertebrate cells. J. Cell Biol. 2000. N. 149. P. 317-330.

177. Pierson G.B., Burton P.R., Himes R.H. Wall structure of microtubulespolymerized in vitro from tubulin of crayfish nerve cord and fixed with tannic acid. J. Cell Sci. 1979. N. 39. P. 89-99.

178. Pittenger M.F., Clevelend D.W. Retention of autoregulatory control of tubulinin cytoplasts. J. Cell Biol. 1985. N. 101. P. 1941-1952. Porter., K.R. Cytoplasmic microtubules and their runction. Ciba Found.

179. Rickard j.E., Kreis Т.Е. Identification of a novel nucleotide- sensitivemicrotubule- binding protein in HeLa cells. J. Cell Biol. 1990. N. 110. P. 1623-1633.

180. Roobol A, Havercroft JC, Gull K. Microtubule nucleation by the isolated microtubule-organizing centre of Physarumpolycephalum myxamoebae. J Cell Sci. 1982 N. 55. 365-81.

181. Rowinsky, E.K., Donwhower R. Pharmacol. Ther. 1991. N. 52. P. 38-54.

182. Sammak P.J., Gorbsky G.J., Borisy G.G. Microtubule dynamics in vivo: a test of mechanisms of turnover. 1988. N. 104. P. 395-405.

183. Sammak P.J., Gorbsky G.J., Borisy G.G. Microtubule dynamics in vivo: a test of mechanisms of turnover. J. Cell Biol. 1988. N. 104. P. 395405.

184. Sammak, P.J., and G.G. Borisy. Direct observation of microtubule dinamic in living cells. Nature (Lond.). 1988a. N. 332. P. 724-726

185. Saxton W.R., Stemple D.L., Leslie R.J., Salmon E.D., Zavortink M., Mcintosh J.R. Tubulin dynamic in cultured mammalian cells. J. Cell Biol. 1984. N. 99. P. 2175-2186.

186. Scherson Т., Kreis Т.Е., Schlessinger J., Littauer U.Z., Borissy G.G., Geiger B. Dynamic interaction of fluorescently labeled microtubule associated proteins in living cells. J. Cell Biol. 1984. N. 99. P. 425434.

187. Schiff P.B., Horwitz S.B. Taxol stabilizes microtubules in mouse fibroblast cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1980. N. 77. P. 1561-1565.

188. Schiff P.B., Fant J., Horwitz .B. Promotion of microtubule assembly in vitro by taxol. Nature. 1979. N. 277. P. 665-667.

189. Schliwa M. Mechanismsof intracellular organelle transport. Cell Muscle Motil. 1984. N. 5. P. 1-82.

190. SchroerT.A., Sheetz M.P. Two activators of microtubule-based vesicle transport. J. Cell Biol. 1991. N. 115. P. 1309-1318.

191. Schulze E., Kirschner M. Dynamic and stable populations of microtubules in cells. J. Cell Biol. 1987. N. 104. P. 277-288.

192. Schulze E., Kirschner M. Microtubule dynamic in interphase cells. J. Cell Biol. 1986. N. 102. P. 1020-1031.

193. Schuyler S., Pellman D. Microtubule "plus-end-tracking proteins': the end is just the beginning. J. Cell Sci. 2001a. N. 105. P. 421-424

194. Scroer T.A. Microtubules don and doff their caps: dynamic attachments at plus and minus ends. Curr. Opin. Cell Biol. 2001. N. 13. P. 92-96.

195. Sharp D.J., Kuriyama R., Essner R., Baas P.W. Expression of a minus-end-directed motor protein indused Sf9 cells to form axon-like processes with uniform micritubule polarity orientation. J. Cell Sci. N. 110. P. 2373-80.1997

196. Sharp DJ, Rogers GC, Scholey JM.Cytoplasmic dynein is required for poleward chromosome movement during mitosis in Drosophila embryos. Nat Cell Biol. 2000. N. 2(12). P. 922-30.

197. Sharp G.A., Osborn M., Weber K. Ultrastructure of multiple microtubule initiation sites in mouse neuroblastoma cells. J. Cell Sci. 1981. N. 47. P. 1-10.

198. SharpG.A., Osborn M., Weber K. Ultrastructure of multiple micritubuleinitiation sites in mouse neuroblastoma cells. J. Cell Sci. 1981. N. 47. P. 1-24.

199. Shelden E, Wadsworth P. Observation and quantification of individual microtubule behavior in vivo: Microtubule dynamics are cell-type specific. J. Cell Biol. 1993. N. 120. P. 935-945.

200. SkoufiasD.a., Wilson L. Assembly and binding characteristic of tubulin with maximally tyrosinated and detyrosinated alpha-tubulins. Arch. Biochem. Biophys. 1998. N. 135. P. 115-122.

201. Small JV, Geiger B, Kaverina I, Bershadsky A. How do microtubules guide migrating cells? Nat Rev Mol Cell Biol. 2002. N. 3(12). P. 957-64.

202. Small J.V., Kaverina I. Microtubules meet substrate adhesions to arrange cell polarity. Curr Opin Cell Biol. 2003. N. 15(1). P. 40-7

203. Snyder JA, clntosh JR. Initiation and growth of microtubules from mitotic centers in lysed mammaliancells. J Cell Biol. 1975. N. 67(3). P. 744759

204. Spiegelman B.Lopata .A., Kirschner .W. ultiple sites for theinnitiation of microtubule assembly in mammalian cells. Cell. 1979. N. 16. P. 239-259.

205. Stearns and Winey. The cell center at 100. Cell. 1997. N. 91(3). P. 303-9.

206. Stearns .EM Brown D.L. Purification of cytoplasmic tubulin and microtubule initiation from the alga Polytomella. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1979. N. 76. P. 5745-5749.

207. Stearns E, Brown DL. icrotubule organizing centers ( TOCs) of the alga

208. Polytomella exert spatialcontrol over microtubule initiation in vivo and in vitro. J Ultrastruct Res. 1981. N. 77(3)P. 366-78.

209. Stearns E, Wang , Sousa O. Evidence that estramustine binds AP-lAtoinhibit type IV collagenasesecretion. J Cell Sci. 1991. N. 98. P. 55-63.

210. Svitkina T, Borisy GG. Correlative light and electron microscopy of the cytoskeleton of cultured cells, ethods Enzymol. 1998. N. 298. P. 570-92.

211. Szollosi D, Calarco P, Donahue RP. Absence of centrioles in the first andsecond meiotic spindles of mouse oocytes. J Cell Sci. 1972. N. 11(2). P. 521-41182 2128 ©SMfM9a n n ■ n © © пд v

212. SzolIosi.A Electron microscope study of spermiogenesis in Locustamigratoria (Insect Orthoptera). J Ultrastruct Res. 1975. N. 50(3). P. 322-46.

213. Sonnenblick B.P. The early embriology of Drosophila melanogaster. Biology of Drosophila. / Ed. M. Demerec. N.Y.: Hafner Publishing. 1950. P. 62-167.

214. Tanaka, Sabry. Making the connection: cytoskeletal rearrangements during growth cone guidance. Cell. 1995. N. 83(2). P. 171-6.

215. Tassin A.M., Maro В., Bornens M. Fate of microtubule-organizing centers during myogenesis in vitro. J. Cell Biol. 1985. N. 100. P. 35-46.

216. Telzer B.R., Rosenbaum J.L. Cell cycle-dependent in vitro assembly of microtubules onto the pericentriolar material of Hella cells. J. Cell Biol. 1979. N. 83. P. 484-497.

217. Terry В J., Purich D.L. J. Biol. Chem. 1980. N. 255. P. 10532-10536.

218. Thyberg J., Moskalewski S. Role of microtubules in the organization of the Golgi complex. Exp. Cell Res. 1999. N. 246. P. 263-279.

219. Tilney L.G., Bryan J., Bush D.J., Fujiwara K., Mooseker M.S., Murphy D.B., Snyder D.H. Microtubules: evidence for 13 protofilaments. J. Cell Biol. 1973. N. 59. P. 267-275.

220. Tirnauer J.S. and Bierer B.E. EB1 proteins regulate microtubule dynamics, cell polarity, and chromosome stability. J. Cell Biol. 2000. N. 149. P. 761-766.

221. Tirnauer J.S., Canman J. C., Salmon E.D., Mitchison T.J. EB1 targets to kinetochores with attached polimerizing microtubules. Mol. Biol. Cell. 2002. N. 45. P. 239-251.

222. Tirnauer J.S., Otoole е., Berrueta L., Bierer В., Pellman D. Yeast Biml promotes the G1 -specific dynamics of microtubules. J. Cell Biol. 1999. N. 145. P. 993-1007.

223. Toso R.J., Jordan M.A., Farrel K.W., Matsumoto В., Wilson L. Boichemistry. 1993. N. 32. P. 1285-1293.

224. Travis, Allen, 1981; Studies on the motility of the foraminifera. I.

225. Ultrastructure of the reticulopodial network of Allogromia laticollaris (Arnold). J Cell Biol. 1981. N. 90(1). P. 211-21.

226. Tucker JB, Mathews SA, Hendry KA, Mackie JB, Roche Spindle microtubule differentiation and deployment during micronuclear mitosis in Paramecium. J Cell Biol. 1985. N. 101(5 Pt 1). P. 1966-76.

227. Tucker J.B. Spatial organization of microtubule-organizing centers and microtubules. J Cell Biol. 1984. N. 99. P. 55-62.

228. Ulitzur N., Numbert M., Pfeffer S.R. Mapmodulin, a possible modulator of the interaction of microtubule-associated proteins with microtubules. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. N. 128. P. 5084-5089.

229. Urrutia M, Mergo PJ, Ros LH, Torres GM, Ros PR Cystic masses of the spleen: radiologic-pathologic correlation. Radiographics. 1996. N. 16(1). P. 107-29.

230. Vale R.D. Severing of stable micritubules by a mitotically activated protein in Xenopus egg extracts. Cell. 1991. N. 64. P. 827-39.

231. Vasiliev J.M., Gelfand I.M., Domnina L.V., Ivanova O.Y., Komm S.C., Olshevskaja L.V. Effects of colcemid on the locomotory behaviour of fibroblasts. J Embriol. Exp. Morphol. 1970. N. 24. P. 625-40.

232. Verde F, Berrez JM, Antony C, Karsenti E.

233. Taxol-induced microtubule asters in mitotic extracts of Xenopus eggs: requirement for phosphorylated factors and cytoplasmic dynein. J Cell Biol. 1991. N. 112(6). P. 1177-87.

234. Verde F., Labbe J.C., Doree M., Karsenti E. Regulation of microtubule dynamics by cdc2 protein kinase in cell-free extracts of Xenopus eggs. Nature. 1990. 343. 233-238.

235. Vogel JM, Stearns T, Rieder CL, Palazzo RE. Centrosomes isolated from Spisula solidissima oocytes contain rings and anunusual stoichiometric ratio of alpl^eta tubulin. J Cell Biol. 1997. N. 137(1). P. 193-202.

236. Vorobjev I.A., Alieva I.B., Grigoriev I.S., Borisy G.G. Microtubule dynamics in living cells: direct analysis in the internal cytoplasm. Cell Biol. Intern. 2002.

237. Vorobjev I.A., Chentsov, Yu.S. Centrioles in the cell cycle. I. Epitelial cells.

238. J. Cell Biol. 1982. Jun. V.93:938-49. Vorobjev I.A., Chentsov, Yu.S. The dynamics of reconstitution of microtubules around the cell center after cooling. J. Cell Biol. 1983. N.30. P. 139-143

239. Vorobjev I.A., Nadezhdina, E.S. The centrosome and its role in the organization of microtubules. Intern. Review of Cytology. 1987.V. 106. P. 227-293

240. Wacker I., Kaether C., kromer A., Migala A., Aimers w., Gerdes H.H. Microtubule-dependent transport of secretory vesicles visualised in real time with a GFP-tagged secretory protein. J. Cell Sci. 1997. N. 110. P. 1453-63.

241. Wadsworth P, McGrail M. Interphase microtubule dynamics are cell type-specific. J Cell Sci. 1990. N. 95 ( Pt 1). P. 23-32.

242. Wadsworth P, Salmon ED. Analysis of the treadmilling model during metaphase of mitosis usingfluorescence redistribution after photobleaching. J Cell Biol. 1986. N. 102(3). P. 1032-8.

243. Walczak C. Microtubule Dynamics and tubuline interacting proteins. Curr. Opinion in Cell Biol.2000. N. 12. P. 52-56.

244. Walker R.A., Sheetz M.P. Cytoplasmic microtubule-associated motors. Annu. Rev. Biochem. 1993. N. 62. P. 429-451.

245. Walker, R.A., Inoue, S., and Salmon, E.D. Asymmetric behavior of severed microtubule ends after ultraviolet-microbeam irradiation of individual microtubules in vitro. J. Cell Biol. 1989.108, 931-937.

246. Wani M.C., Tayler H.L., Wall M.E., Coggon P., McPhail A.T. J. Am. Chem. Soc. 1971. N. 93. P. 2325-2327.

247. Warn RM, Harrison A, Planques V, Robert-Nicoud N, Wehland J.

248. Distribution of microtubules containing post-translationally modified alpha-tubulin during Drosophila embryogenesis. Cell Motil Cytoskeleton. 1990. N. 17(1). P. 34-45.

249. Waterhouse PD, Anderson PJ, Brown DL. Increases in microtubule assembly and in tubulin content in mitogenicallystimulated mouse splenic T lymphocytes. Exp Cell Res. 1983. N. 144(2). P. 367-76.

250. Waterman-Storer C.M., Salmon E.D. Endoplasmic reticulum membrane tubules are distributed by microtubules in living cells using three distinct mechanisms. Curr Biol. 1998 N. 8(14). P. 798-806

251. Waterman-Storer C., Worthylake R.A., Liu B.R., Burridge., Salmon E. Nature cell Biol. 1999. V. 1. P. 45-48.

252. Watson D.f., Hiffman P.N., Griffin J.W. The cold stability of microtubules increases during axonal maturation. J. Neurosci. 1990. N. 10. P. 33443352.

253. Weber K., Ralhke R.C., Osborn M., Franke W. W. Distribution of actin and tubulin in cells and in glycerinated cells models after treatment with cytochalasin B. Exp. Cell Res. 1976. 102. P. 285-297.

254. Webster D., Gundersrn G.G., Bulinski J.C., Borisy G.G. Proc. Natl. Acad. Sci. USA.1987. N. 84. P. 9040-9044.

255. Wegner. Head to tail polymerization of actin. J Mol Biol. 1976. N. 108(1). P. 139-50.

256. Wehland J., Weber K. Turnover of the carboxy-terminal tyrosine of alpha-tubulin and means of reaching elevated levels of detyrosination in living cells. J Cell Sci. 1987. N. 88(Pt2). P. 185-203.

257. Weisenberg R. Microtubule formation in vitro in solutions containing low calcium concentration. Science. 1972. N. 177. P. 1104-1105.

258. Wiese C., Zheng X.Y. A new function for the gamma-tubulin ring complex as a microtubule minus-end cap. Nat. Cell Biol. 1999. N. 2. P. 358-364.

259. Wilson L.W., Bryan J. Biochemical and pharmacological properties of microtubules. Advan. Cell Mol. Biol. 1974. N. 3. P. 21-72.

260. Wolf J. Basal body fine structure and chemistry. Adv. Cell Mol. Biol. 1972. N. 2. P. 151-192.