Физико-химические свойства красных флуоресцентных белков и их использование для создания сенсоров, основанных на индуктивно-резонансном переносе энергии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.06, кандидат химических наук Горященко, Александр Сергеевич

• Горященко, Александр Сергеевич
• кандидат химических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат химических наук Горященко, Александр Сергеевич

Используемые сокращения.

1. ВВЕДЕНИЕ.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. Структура цветных флуоресцентных белков.

2.2. Фотоактивируемые флуоресцентные белки.

2.3. Влияние рН на спектральные свойства флуоресцентных белков.

2.4. Влияние окружения хромофора на разгорание фотоактивируемых флуоресцентных белков.

2.5. Олигомеризация цветных флуоресцентных белков.

2.6. Флуоресцентный резонансный перенос энергии.

2.7. Выбор FRET-пары.

2.8. Определение эффективности FRET.

2.8.1. Спектральные методы.

2.8.2. Методы, основанные на измерении времени жизни флуоресценции.

2.9. Биосенсоры на основе флуоресцентных белков.

2.9.1. Используемые FRET-пары.

2.9.2. Применение FRET-биосенсоров на основе флуоресцентных белков.

2.10. Постановка цели работы.

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

3.1. Оборудование.

3.2. Реактивы.

3.3. Использованные методы.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

4.1. Анализ специфичности гидролиза сенсора TagRFP-23-KFP.

4.2. Определение эффективности гидролиза сенсора TagRFP-23-KFP под действием каспазы-3.

4.3. Характеристика клеточной линии В16-ТБ123К.

4.4. Свойства КРР в кислой области рН.

4.4.1. Спектрально-флуоремцентные свойства КРР в кислой области рН.

4.4.2. Изучение кинетического изотопного эффекта.

4.4.3. Кинетики разгоранил и тушения флуоресценции КРР.

4.5. Свойства белка КРР с заменой G148N.

4.5.1. Определение размеров хромопротеина КРР~а48М.

4.5.2. Кинетики разгоранил и тушения флуоресценции КРР-вШМ.

4.5.3. Спектральные свойства белка КРР-С148М.

4.6. Изучение экспрессии сенсора ТЫ-23-С.

4.7. Свойства сенсора Еи8ЮпИе(1-1лпкег1-Ое(1и811ка.

4.7.1. Определение размеров сенсора Р1топИей.-Ыпкег1-БейизНка.

4.7.2. Определение эффективности переноса энергии Р1топ11е(1 в сенсоре РтюпКеЛ-Ыпке^-Вейткка.

4.7.3. Спектральные свойства выделенной конструкции.

4.7.4. Определение эффективности расщепления сенсора FusionRed-Linkerl-Dedushka под действием каспазы-3.

5. ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Физико-химические свойства красных флуоресцентных белков и их использование для создания сенсоров, основанных на индуктивно-резонансном переносе энергии»

Флуоресцирующие белки широко применяются для визуализации процессов клеточной биологии на различных уровнях, от отдельных молекул до целых организмов [1]. Они являются удобными генетически кодируемыми маркерами, имеющими компактные размеры, низкую токсичность и стабильную структуру. Кроме того, реакция образования хромофора в таких белках является автокаталитической, поэтому они могут быть экспрессированы практически в любых живых организмах. Первый представитель этого класса белков, зеленый флуоресцирующий белок, был впервые выделен в 1962 году из медузы Aequorea Victoria. В настоящее время создано множество GFP-подобных протеинов, покрывающих практически весь видимый спектр [2].

Методы визуализации, основанные на явлении флуоресцентного резонансного переноса энергии (FRET) позволяют изучать взаимодействие целевых белков или органелл между собой. С помощью FRET-биосенсоров на основе флуоресцентных белков возможно детектировать изменение параметров клетки, таких, как рН и мембранный потенциал, определять концентрации различных веществ - перекиси водорода, ионов Са , СГ. Использование FRET-сенсоров как субстратов различных киназ и протеаз позволяет проводить прямой мониторинг ферментативной активности. Так, FRET-сенсоры на каспазу-3 - один из центральных ферментов апоптоза, на котором сходятся митохондриальный и рецепторный пути активации протеолитического каскада, можно использовать для оценки агрессивности патологических процессов и эффективности действия противоопухолевых лекарственных средств, направленных на активацию апоптоза.

Открытие фотоактивируемых флуоресцентных белков, существенно увеличивающих квантовый выход при облучении светом определенной длины волны, позволило проводить селективную фотоактивацию меченных такими белками биологических структур и определять скорость их перемещения. Фотоактивируемые флуоресцентные белки также нашли б применение в методах сверхразрешающей флуоресцентной микроскопии, таких как RESOLFT и PALM. При низких же интенсивностях возбуждающего излучения подобные белки могут использоваться как тушители во FRET-сенсорах, что приводит к увеличению динамического диапазона измерений.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Биотехнология (в том числе бионанотехнологии)», Горященко, Александр Сергеевич

5.ВЫВОДЫ

1. Продемонстрирована возможность детекции активности каспазы-3 с помощью сенсора TagRFP-23-KFP в клетках меланомы мыши В16, обладающих сильной пигментацией; по изменению времени жизни флуоресценции TagRFP.

2. Обнаружено появление в кислой области рН новых спектральных форм KFP; первая из них характеризуется поглощением на 450 нм и может быть идентифицирована как фракция с нейтральной формой хромофора, вторая флуоресцирует на 530 нм и ее появление на основании данных по кинетическому изотопному эффекту в дейтерированной воде может быть объяснено образованием катионной формы хромофора в результате переноса протона в возбужденном состоянии.

3. Продемонстрировано, что при нейтральном значении рН мутантный белок KFP-G148N обладает в 2,2 раза более яркой флуоресценцией, чем исходный белок; в отличие от KFP спектры флуоресценции мутантного белка KFP-G148N демонстрируют наличие фракций с нейтральным и катионным хромофором при нейтральных значениях рН.

4. Показано, что замена G148N приводит к изменению олигомерного состояния KFP с тетрамера на димер.

5. На основании изучения свойств сенсора каспазы-3 на основе белков FusionRed и Dedushka: показано, что он представляет собой тетрамер, в котором эффективность индуктивно-резонансного переноса энергии от FusionRed к Dedushka составляет 24%. Показано расщепление субстрата на основе белков FusionRed и Dedushka каспазой-3 in vitro по изменению параметров флуоресценции и электрофоретическим методом.

6. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Сенсор Та§11РР-23-КРР позволяет проводить определение активности каспазы-3 в живых клетках. При этом даже наличие сильной пигментации клеточной линии не является препятствием для проведения измерений. Однако зависимость флуоресцентных свойств КБР от рН и от мощности возбуждающего излучения ограничивает применение разработанного сенсора в различных клеточных органеллах и приборную базу исследований. Введение в КЕТ мутации 0148М приводит к мутантному белку, флуоресценция которого не зависит от интенсивности возбуждающего света. Кроме того, данный белок является димером, что позволяет повысить доступность линкера для каспазы-3. Наконец, разработанный сенсор на основе дальнекрасных белков РизюпЯес! и ВеёшИка, в данной работе также использованный для определения активности каспазы-3, путем изменения линкера в дальнейшем может быть использован вместе с сенсором Та§Б?РР-23-КРР для одновременной детекции активности двух ферментов, например двух различных каспаз.

7. СПИСОК РАБОТ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

Статьи

1. Rusanov A.L., Mironov V.A., Goryashenko A.S., Grigorenko B.L., Nemukhin A.V., Savitsky A.P. «Conformational partitioning in pH-induced fluorescence of the kindling fluorescent protein (KFP)» // J Phys Chem B. (2011); 115(29):9195-201.

2. Rusanov A.L., Ivashina T.V., Vinokurov L.M., Goryashenko A.S., Zherdeva V.V., Savitsky A.P., «FRET-sensor for imaging with lifetime resolution» // Laser Applications in Life Sciences, edited by Matti Kinnunen; Risto Myllyla. Proceedings of the SPIE, Volume 7376, pp. 737611-1-6 (2010).

3. Лапшин Т.Д., Горященко A.C., Хренова М.Г, Русанов А.Л, Ивашина Т.В, Жердева В.В., Савицкий А.П. «Оптимизация длины линкера в генетически кодируемых сенсорах каспазы-3» // Современные проблемы науки и образования (2011),-№6, (приложение "Биологические науки"), стр. 18

Тезисы

1. А.С. Горященко, А.П. Савицкий «Создание генетически кодируемого субстрата для in vivo определения активности каспазы-3» // Школа-конференция «Фундаментальная наука для биотехнологии и медицины» 16-17 сентября 2010, Москва.

2. Горященко А.С., Жердева В.В., Щербо Д.С., Чудаков Д.М., Савицкий А.П. «Генетически-кодируемый FRET-субстрат каспазы-3 на основе дальнекрасных флуоресцирующих белков» // Сборник статей третьей международной научно-практической конференции «Высокие технологии, фундаментальные и прикладные исследования в физиологии и медицине» 26-28 апреля 2012, Санкт-Петербург.

3. Goryashchenko A.S., Zherdeva V.V., Shcherbo D.S., Chudakov D.M., Savitsky A.P. «Far-red fret-sensor for determination of caspase-3 activity» // Материалы конференции «Programmed Cell Death in Biology and Medicine» 21-22 июня 2012,Москва.

4. Горященко А.С., Хренова М.Г., Ивашина Т.В., Савицкий А.П. «Физико-химические и флуоресцентные свойства белка KFP с заменой G148N» // Материалы IV Съезда биофизиков России, Симпозиум Ш«Физика -медицине и экологии», 20 - 26 августа 2012 года г. Нижний Новгород, стр.55.

5. Goryashchenko A,S., Rusanov A.L., Mironov V.A., Nemukhin A.V., Savitsky A.P. «Fluorescent properties of the kindling fluorescent protein (KFP) at acidic pH values» // 20th International Conference on Advanced Laser Technologies ALT'12, 2-6 September 2012, Thun, Switzerland, pp. 369-370.

6. Alexander P. Savitsky, V.V. Zherdeva, I.G. Meerovich,M.G. Khrenova, A.S. Goryashchenko,«Fluorescence molecular bioimaging in drug design and screening» // Russian-Chinese Workshop on Biophotonics and Biomedical Optics, September 26-28, 2012, Saratov, Russia, p. 17.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Горященко, Александр Сергеевич, 2012 год

1. Giepmans B.N.G., Adams S.R., Ellisman M.H., Tsien R.Y. The fluorescenttoolbox for assessing protein location and function. // Science 2006, 312, 217-24.

2. Day R.N., Davidson M.W. The fluorescent protein palette: tools for cellularimaging. // Chem Soc Rev 2009, 38, 2887-921.

3. Shimomura O., Johnson F. H., Saiga Y. Extraction, purification and properties ofaequorin, a bioluminescent protein from the luminous hydromedusan, Aequorea. // J Cell Comp Physiol 1962, 59, 223-39.

4. Prasher D.C., Eckenrode V.K., Ward W.W., Prendergast F.G., Cormier M.J.

5. Primary structure of the Aequorea victoria green-fluorescent protein. // Gene 1992, 111,229-33.

6. Chalfie M., Tu Y., Euskirchen G., Ward W., Prasher D. Green fluorescent proteinas a marker for gene expression. // Science 1994, 263, 802-805.

7. Heim R., Prasher D.C., Tsien R.Y. Wavelength mutations and posttranslationalautoxidation of green fluorescent protein. // Proc Nail Acad Sci USA 1994, 91, 12501^4.

8. Zimmer M. Green fluorescent protein (GFP): applications, structure, and relatedphotophysical behavior. // Chem Rev 2002, 102, 759-81.

9. Remington S.J. Fluorescent proteins: maturation, photochemistry and photophysics.

10. Chit Opin Struct Biol 2006, 16, 714-21.

11. Tsien R.Y. The green fluorescent protein. // Annu Rev Biochem 1998, 67, 509-44.

12. Зубова H.H., Булавина А.Ю. Савицкий А.П. Спектральные и физико-химические свойства зеленого (GFP) и красного (drFP583) флуоресцирующих белков. // Успехи биологической химии 2003, 43, 163-224.

13. Chudakov D.M., Verkhusha V. V, Staroverov D.B., Souslova E.A., Lukyanov S., Lukyanov K.A. Photoswitchable cyan fluorescent protein for protein tracking. // Nat Biotechnol 2004, 22, 1435-9.

14. Ando R., Hama H., Yamamoto-Hino M., Mizuno H., Miyawaki A. An optical marker based on the UV-induced green-to-red photoconversion of a fluorescent protein. // Proc Natl Acad Sci USA 2002, 99, 12651-6.

15. Mizuno H., Mal T.K., Tong K.I., Ando R., Furuta T., Ikura M., Miyawaki A. Photo-induced peptide cleavage in the green-to-red conversion of a fluorescent protein. // Mol Cell 2003, 12, 1051-8.

16. Ivanchenko S., Rocker C., Oswald F., Wiedenmann J., Nienhaus G.U. Targeted Green-Red Photoconversion of EosFP, a Fluorescent Marker Protein. IIJ Biol Phys 2005,31,249-259.

17. McKinney S.A., Murphy C.S., Hazelwood K.L., Davidson M.W., Looger L.L. A bright and photostable photoconvertible fluorescent protein. // Nat Methods 2009, 6, 131-3.

18. Tsutsui H., Karasawa S., Shimizu H., Nukina N., Miyawaki A. Semi-rational engineering of a coral fluorescent protein into an efficient highlighter. // EMBO reports 2005, 6, 233-8.

19. Chudakov D.M., Feofanov A. V, Mudrik N.N., Lukyanov S., Lukyanov K.A. Chromophore environment provides clue to "kindling fluorescent protein" riddle. // J Biol Chem 2003, 278, 7215-9.

20. Chudakov D.M., Belousov V. V, Zaraisky A.G., Novoselov V. V, Staroverov D.B., Zorov D.B., Lukyanov S., Lukyanov K.A. Kindling fluorescent proteins for precise in vivo photolabeling. H Nat Biotechnol 2003, 21, 191^1.

21. Lippincott-Schwartz J., Patterson G.H. Development and use of fluorescent protein markers in living cells. II Science 2003, 300, 87-91.

22. Habuchi S., Ando R., Dedecker P., Verheijen W., Mizuno H., Miyawaki A., Hofkens J. Reversible single-molecule photoswitching in the GFP-like fluorescent protein Dronpa. // Proc Natl Acad Sci USA 2005, 102, 9511-6.

23. Quillin M.L., Anstrom D.M., Shu X., O'Leary S., Kallio K., Chudakov D.M., Remington S J. Kindling fluorescent protein from Anemonia sulcata: dark-state structure at 1.38 A resolution. II Biochemistry 2005, 44, 5774-87.

24. Bravaya K.B., Bochenkova A. V, Granovsky A.A., Savitsky A.P., Nemukhin A. V Modeling photoabsorption of the asFP595 chromophore. Il J Phys Chem A 2008, 112, 8804-10.

25. Battad J.M., Wilmann P.G., Olsen S., Byres E., Smith S.C., Dove S.G., Turcic K.N., Devenish R.J., Rossjohn J., Prescott M. A structural basis for the pH-dependent increase in fluorescence efficiency of chromoproteins. // J Mol Biol 2007,368, 998-1010.

26. Nemukhin A.V., Topol I.A., Grigorenko B.L., Savitsky A.P., Collins J.R. Conformation dependence of pKa's of the chromophores from the purple asFP595 and yellow zFP538 fluorescent proteins. // Theochem 2008, 863, 39-43.

27. Grigorenko B., Savitsky A., Topol I., Burt S., Nemukhin A. Ground-state structures and vertical excitations for the kindling fluorescent protein asFP595. // J Phys Chem B 2006, 110, 18635-40.

28. Schäfer L. V, Groenhof G., Klingen A.R., Ulimann G.M., Boggio-Pasqua M., Robb M.A., Grubmüller H. Photoswitching of the fluorescent protein asFP595: mechanism, proton pathways, and absorption spectra. // Angew Chem Int 2007, 46, 530-6.

29. Schäfer L. V, Groenhof G., Boggio-Pasqua M., Robb M.A., Grubmüller H. Chromophore protonation state controls photoswitching of the fluoroprotein asFP595. // PLoS Comput Biol 2008, 4, el000034.

30. Grigorenko B.L., Nemukhin A.V. Modeling trans-cis chromophore isomerization for the asFP595 kindling protein. Proc SPIE; 2007; 6449, p. 644900-644900-5.

31. Schüttrigkeit T.A., Feilitzsch T. , Kompa C.K., Lukyanov K.A., Savitsky A.P., Voityuk A.A., Michel-Beyerle M.E. Femtosecond study of light-induced fluorescence increase of the dark chromoprotein asFP595. // Chem Phys 2006, 323, 149-160.

32. Elsliger M.A., Wächter R.M., Hanson G.T., Kallio K., Remington S.J. Structural and spectral response of green fluorescent protein variants to changes in pH. // Biochemistry 1999, 38, 5296-301.

33. Rusanov A.L., Mironov V. A, Goryashenko A.S., Grigorenko B.L., Nemukhin A. V, Savitsky A.P. Conformational partitioning in pH-induced fluorescence of the kindling fluorescent protein (KFP). f/JPhys Chem B 2011, 115, 9195-201.

34. Rusanov A.L., Zubova N., Savitsky A.P. Role of pH in the appearance of the fluorescent state of chromo protein asCP595 and its mutant KFP. Proc SPIE; 2007, 6449, 644917—644917—7.

35. Schwille P., Kummer S., Heikal A., Moerner W., Webb W., Fluorescence correlation spectroscopy reveals fast optical excitation-driven intramolecular dynamics of yellow fluorescent proteins. II Proc Natl Acad Sci USA 2000, 97, 151156.

36. Wiedenmann J., Elke C., Spindler K.D., Funke W. Cracks in the beta-can: fluorescent proteins from Anemonia sulcata (Anthozoa, Actinaria). // Proc Natl Acad Sci USA 2000, 97, 14091-6.

37. Kennis J.T.M., Larsen D.S., van Stokkum I.H.M., Vengris M., van Thor J.J., van Grondelle R. Uncovering the hidden ground state of green fluorescent protein. // Proc Natl Acad Sci USA 2004, 101, 17988-93.

38. Ormô M., Cubitt A.B., Kallio K., Gross L.A., Tsien R.Y., Remington S.J. Crystal structure of the Aequorea victoria green fluorescent protein. // Science 1996, 273, 1392-5.

39. Seifert M.H.J., Georgescu J., Ksiazek D., Smialowski P., Rehm T., Steipe B., Holak T.A. Backbone dynamics of green fluorescent protein and the effect of histidine 148 substitution. II Biochemistry 2003, 42, 2500-12.

40. Bosisio C., Quercioli V., Chirico G., D'Alfonso L., Bettati S., Raboni S., Campanini B., Collini M. Effect of the point mutation H148G on GFPmut2

41. Heim R., Prasher D.C. Tsien R.Y. Wavelength mutations and posttranslational autoxidation of green fluorescent protein. // Proc Natl Acad Sci USA 1994, 91, 12501-12504.

42. Heim R., Tsien R.Y. Engineering green fluorescent protein for improved brightness, longer wavelengths and fluorescence resonance energy transfer. // Curr Biol 1996, 6, 178-182.

43. Kremers G.-J., Goedhart J., van den Heuvel D.J., Gerritsen H.C., Gadella T.W.J. Improved green and blue fluorescent proteins for expression in bacteria and mammalian cells. // Biochemistry 2007, 46, 3775-83.

44. Rizzo M.A., Springer G.H., Granada B., Piston D.W. An improved cyan fluorescent protein variant useful for FRET. // Nat Biotechnol 2004, 22, 445-9.

45. Cormack B.P., Valdivia R.H., Falkow S. FACS-optimized mutants of the green fluorescent protein (GFP). // Gene 1996, 173, 33-8.

46. Heim R., Cubitt A.B., Tsien R.Y. Improved green fluorescence. // Nature 1995, 373, 663-4.

47. Yang T.T., Cheng L., Kain S.R. Optimized codon usage and chromophore mutations provide enhanced sensitivity with the green fluorescent protein. // Nucl Acids Res 1996, 24, 4592-3.

48. Matz M. V, Fradkov A.F., Labas Y.A., Savitsky A.P., Zaraisky A.G., Markelov M.L., Lukyanov S.A. Fluorescent proteins from nonbioluminescent Anthozoa species. // Nat Biotechnol 1999, 17, 969-73.

49. Baird G.S., Zacharias D.A., Tsien R.Y., Biochemistry, mutagenesis, and oligomerization of DsRed, a red fluorescent protein from coral // Proc Nat. Acad Sci USA 2000, 97,11984-11989.

50. Vrzheshch P.V., Akovbian N.A., Varfolomeyev S.D., Verkhusha V.V., Denaturation and partial renaturation of a tightly tetramerized DsRed protein under mildly acidic conditions // FEBS lett. 2000, 487, 203-208.

51. Jakobs S., Subramaniam V., Schônle A., Jovin T.M., Hell S.W., EFGP and DsRed expressing cultures of Escherichia coli imaged by confocal, two-photon and fluorescence lifetime microscopy II FEBS Lett. 2000, 479(3), 131-135.

52. Wall M.A., Socolich M., Ranganathan R. The structural basis for red fluorescence in the tetrameric GFP homolog DsRed. // Nat Struct Biol 2000, 7, 1133-8.

53. Petersen J., Wilmann P.G., Beddoe T., Oakley A.J., Devenish R.J., Prescott M., Rossjohn J. The 2.0-A crystal structure of eqFP611, a far red fluorescent protein from the sea anemone Entacmaea quadricolor. // J Biol Chem 2003, 278, 4462631.

54. Prescott M., Ling M., Beddoe Т., Oakley A.J., Dove S., Hoegh-Guldberg O., Devenish R.J., Rossjohn J. The 2.2 Ä Crystal Structure of a Pocilloporin Pigment Reveals a Nonplanar Chromophore Conformation. // Structure 2003, 11, 275-284.

55. Campbell R.E., Tour O., Palmer A.E., Steinbach P.A., Baird G.S., Zacharias D.A., Tsien R.Y., A monomeric red fluorescent protein // Proc Natl Acad Sei USA 2002, 12,7877-7882.

56. Арсланбаева Jl.P., Жердева B.B., Ивашина T.B., Винокуров Л.М., Русанов А.Л., Савицкий А.П. Генетически кодируемая FRET-napa на основе тербийсвязывающего пептида и красного флуоресцентного белка И Прикл Биохгш Микробиол 2010, 46, № 2, 166-171

57. Vinkenborg J.L., Evers Т.Н., Reulen S.W.A., Meijer E.W., Merkx M. Enhanced sensitivity of FRET-based protease sensors by redesign of the GFP dimerization interface. // Chembiochem 2007, 8, 1119-21.

58. Savitsky A.P., Rusanov A.L., Zherdeva V. V, Gorodnicheva Т. V, Khrenova M.G., Nemukhin A. V FLIM-FRET Imaging of Caspase-3 Activity in Live Cells Using Pair of Red Fluorescent Proteins. // Theranostics 2012, 2, 215-26.

59. Rusanov A.L., Ivashina Т. V., Vinokurov L.M., Goryashenko A.S., Zherdeva V. V., Savitsky A.P. // Proc. SPIE 2010, 737611-737611-6.

60. Wang Y., Shyy J.Y.-J., Chien S. Fluorescence proteins, live-cell imaging, and mechanobiology: seeing is believing. // Annu Rev Biomed Eng 2008, 10, 1-38.

61. Lakowicz, J.R., Principles of Fluorescence Spectroscopy // Springer 3rd edition 2006, 954 стр

62. Patterson G.H., Piston D.W., Barisas B.G. Förster distances between green fluorescent protein pairs. II Anal Biochem 2000, 284, 438^-0.

63. Piston D.W., Kremers G.-J. Fluorescent protein FRET: the good, the bad and the ugly. // Trends Biochem. Sei, 2007, 32, 9, 407-414.

64. Roda A., Guardigli M., Michelini E., Mirasoli M. Nanobioanalytical luminescence: Förster-type energy transfer methods. II Anal Bioanal Chem 2009, 393, 109-123.

65. Rusanov A.L., Ivashina T. V, Vinokurov L.M., Fiks I.I., Orlova A.G., Turchin I.V, Meerovich I.G., Zherdeva V.V, Savitsky A.P. Lifetime imaging of FRET between red fluorescent proteins. IIJBiophotonics 2010, 3, 774-83.

66. Kremers G.J., Goedhart J., Visible fluorescent proteins for FRET II Laboratory Techniques in Biochemistiy and Molecular Biology. FRET and FLIM Techniques 2008, 33, 171-224

67. Olwin B.B., Keller C.H., Storm D.R. Interaction of a fluorescent N-dansylaziridine derivative of troponin I with calmodulin in the absence and presence of calcium. // Biochemistry 1982, 21, 5669-5675.

68. Chapman E.R., Alexander K., Vorherr T., Carafoli E., Storm D.R. Fluorescence energy transfer analysis of calmodulin-peptide complexes. // Biochemistry 1992, 31, 12819-12825.

69. Gordon G.W., Berry G., Liang X. H., Levine В., Herman В., Quantitative fluorescence resonance energy transfer measurements using fluorescence microscopy. II Biophys. J. 1998, 74, 2702-2713.

70. Youvan D.C., Silva C.M., Bylina E.J., Coleman W.J., Dilworth M.R., Yang M.M. Calibration of fluorescence resonance energy transfer in microscopy using genetically engineered GFP derivatives on nickel chelating beads. // Biotechnology 1997,3, 1-18.

71. Shotten D.M. Confocal scanning optical microscopy and its applications for biological specimens. II J. Cell Sci. 1989, 94, 175-206.

72. Wallrabe PI., Periasamy A. Imaging protein molecules using FRET and FLIM microscopy. // Curr Opin Biotechnol 2005, 16, 19-27.

73. Berney C., Danuser G. FRET or no FRET: a quantitative comparison. // Biophysical J 2003, 84, 3992-4010.

74. Van Munster E.B., Gadella T.W. Fluorescence lifetime imaging microscopy (FLIM). // Adv Biochem Eng Biotechnol 2005, 95, 143-175.

75. Wallrabe H., Periasamy A. Imaging protein molecules using FRET and FLIM microscopy // Curr Opin Biotechnol 2005, 16, 19-27.

76. Borst J.W., Visser A.J.W.G. Fluorescence lifetime imaging microscopy in life sciences. // Meas Sci Technol 2010, 21, 102002.

77. Levitt J.A., Matthews D.R., Ameer-Beg S.M., Suhling K. Fluorescence lifetime and polarization-resolved imaging in cell biology. // Curr Opin Biotechnol 2009, 20, 1, 28-36.

78. Gautier I., Tramier M., Durieux C., Coppey J., Pansu R. B., Nicolas J. C., Kemnitz K., Coppey-Moisan M. Homo-FRET microscopy in living cells to measure monomer-dimer transition of GFP-tagged proteins. // Biophys J 2001, 80, 30003008.

79. Runnels L.W., Scarlata S.F. Theory and application of fluorescence homotransfer to melittin oligomerization. // Biophys J1995, 69, 1569-1583.

80. Tramier M, Coppey-Moisan M. Fluorescence anisotropy imaging microscopy for homo-FRET in living cells. II Methods Cell Biol 2008, 85, 395-414.

81. Rizzo M.A., Piston D.W. High-contrast imaging of fluorescent protein FRET by fluorescence polarization microscopy. II Biophys J 2005, 88, L14-L16.

82. Heim R., Tsien R.Y. Engineering green fluorescent protein for improved brightness, longer wavelengths and fluorescence resonance energy transfer. // Curr Biol 1996, 6, 178-82.

83. Pollok B.A., Heim R. Using GFP in FRET-based applications. // Trends Cell Biol 1999, 9, 57-60.

84. Goedhart J., van Weeren L., Hink M.A., Vischer N.O.E., Jalink K., Gadella T.W.J. Bright cyan fluorescent protein variants identified by fluorescence lifetime screening. II Nat Methods 2010, 7, 137-9.

85. Nguyen A.W., Daugherty P.S. Evolutionary optimization of fluorescent proteins for intracellular FRET. // Nat Biotechnol 2005, 23, 355-60.

86. Griesbeck O., Baird G.S., Campbell R.E., Zacharias D.A., Tsien R.Y. Reducing the environmental sensitivity of yellow fluorescent protein. Mechanism and applications. H J Biol Chem 2001, 276, 29188-94.

87. Nagai T., Ibata K., Park E.S., Kubota M., Mikoshiba K., Miyawaki A. A variant of yellow fluorescent protein with fast and efficient maturation for cell-biological applications. // Nat Biotechnol 2002, 20, 87-90.

88. Ai H., Hazelwood K.L., Davidson M.W., Campbell R.E. Fluorescent protein FRET pairs for ratiometric imaging of dual biosensors. // Nat Methods 2008, 5, 401-3.

89. Niino Y., Hotta K., Oka K. Simultaneous live cell imaging using dual FRET sensors with a single excitation light. // PloS one 2009, 4, e6036.

90. Shcherbo D., Souslova E.A., Goedhart J., Chepurnykh T. V, Gaintzeva A., Shemiakina I.I., Gadella T.W.J., Lukyanov S., Chudakov D.M. Practical and reliable FRET/FLIM pair of fluorescent proteins. // BMC biotechnol 2009, 9, 24.

91. Piljic A., Schultz C. Simultaneous recording of multiple cellular events by FRET. II ACS Chem Biol 2008, 3, 156-60.

92. Selvin P.R. Principles and biophysical applications of lanthanide-based probes. // Ann Rev Biophys Biomol Struct 2002, 31, 275-302.

93. Rajapakse H.E., Gahlaut N., Mohandessi S., Yu D., Turner J.R., Miller L.W. Time-resolved luminescence resonance energy transfer imaging of protein-protein interactions in living cells. // Proc Natl Acad Sci USA 2010, 107, 13582-7.

94. Miyawaki A., Llopis J., Heim R., McCaffery J.M., Adams J.A., Ikura M., Tsien R.Y. Fluorescent indicators for Ca2+ based on green fluorescent proteins and calmodulin. // Nature 1997, 388, 882-7.

95. Palmer A.E., Qin Y., Park J.G., McCombs J.E. Design and application of genetically encoded biosensors. // Trends Biotechnol 2011, 29, 144-52.

96. Bellomo E.A., Meur G., Rutter G.A. Glucose regulates free cytosolic Zn~ concentration, Slc39 (ZiP), and metallothionein gene expression in primary pancreatic islet p-cells. IIJ Biol Chem 2011, 286, 25778-89.

97. Dittmer P.J., Miranda J.G., Gorski J.A., Palmer A.E. Genetically encoded sensors to elucidate spatial distribution of cellular zinc. // J Biol Chem 2009, 284, 16289-97.

98. Vinkenborg J.L., Nicolson T.J., Bellomo E.A., Koay M.S., Rutter G.A., Merkx M. Genetically encoded FRET sensors to monitor intracellular Zn2+ homeostasis. // Nat Methods 2009, 6, 737-40.

99. DiPilato L.M., Cheng X., Zhang J. Fluorescent indicators of cAMP and Epac activation reveal differential dynamics of cAMP signaling within discrete subcellular compartments. // Proc Natl Acad Sci USA 2004, 101, 16513-8.

100. DiPilato L.M., Zhang J. The role of membrane microdomains in shaping beta2-adrenergic receptor-mediated cAMP dynamics. // Mol Biosyst 2009, 5, 832-7.

101. Klarenbeek J.B., Goedhart J., Hink M.A., Gadella T.W.J., Jalink K. A mTurquoise-based cAMP sensor for both FLIM and ratiometric read-out has improved dynamic range. // PloS one 2011, 6, el9170.

102. Violin J.D., DiPilato L.M., Yildirim N., Elston T.C., Zhang J., Lefkowitz R.J. beta2-adrenergic receptor signaling and desensitization elucidated by quantitative modeling of real time cAMP dynamics. IIJ Biol Chem 2008, 283, 2949-61.

103. Honda A., Sawyer C.L., Cawley S.M., Dostmann W.R.G. Cygnets: in vivo characterization of novel cGMP indicators and in vivo imaging of intracellular cGMP. // Methods Mol Biol 2005, 307, 27^3.

104. Niino Y., Hotta K., Oka K. Blue fluorescent cGMP sensor for multiparameter fluorescence imaging. // PloS one 2010, 5, e9164.

105. Nikolaev V.O., Gambaryan S., Lohse M.J. Fluorescent sensors for rapid monitoring of intracellular cGMP. I I Nat Methods 2006, 3, 23-5.

106. Russwurm M., Mullershausen F., Friebe A., Jàger R., Russwurm C., Koesling D. Design of fluorescence resonance energy transfer (FRET)-based cGMP indicators: a systematic approach. II Biochem /2007, 407, 69-77.

107. Cicchetti G., Biernacki M., Farquharson J., Allen P.G. A ratiometric expressible FRET sensor for phosphoinositides displays a signal change in highly dynamic membrane structures in fibroblasts. II Biochemistry 2004, 43, 1939-49.

108. Nishioka T., Aoki K., Hikake K., Yoshizaki IT, Kiyokawa E., Matsuda M. Rapid turnover rate of phosphoinositides at the front of migrating MDCK cells. // Mol Biol Cell 2008, 19, 4213-23.

109. Sato M., Ueda Y., Takagi T., Umezawa Y. Production of PtdInsP3 at endomembranes is triggered by receptor endocytosis. // Nat Cell Biol 2003, 5, 1016-22.

110. Yoshizaki H., Aoki K., Nakamura T., Matsuda M. Regulation of RalA GTPase by phosphatidylinositol 3-kinase as visualized by FRET probes. // Biochem Soc Trans 2006, 34, 851-4.

111. Matsu-ura T., Michikawa T., Inoue T., Miyawaki A., Yoshida M., Mikoshiba K. Cytosolic inositol 1,4,5-trisphosphate dynamics during intracellular calcium oscillations in living cells. IIJ Cell Biol 2006, 173, 755-65.

112. Remus T.P., Zima A. V, Bossuyt J., Bare D.J., Martin J.L., Blatter L.A., Bers D.M., Mignery G.A. Biosensors to measure inositol 1,4,5-trisphosphate concentration in living cells with spatiotemporal resolution. // J Biol Chem 2006, 281,608-16.

113. Tanimura A., Nezu A., Morita T., Turner R.J., Tojyo Y. Fluorescent biosensor for quantitative real-time measurements of inositol 1,4,5-trisphosphate in single living cells. IIJ Biol Chem 2004, 279, 38095-8.

114. Sato M., Ueda Y., Umezawa Y. Imaging diacylglycerol dynamics at organelle membranes. // Nat Methods 2006, 3, 797-9.

115. Violin J.D., Zhang J., Tsien R.Y., Newton A.C. A genetically encoded fluorescent reporter reveals oscillatory phosphorylation by protein kinase C. // J Cell Biol 2003, 161,899-909.

116. Okumoto S., Jones A., Frommer W.B. Quantitative imaging with fluorescent biosensors. II Annu Rev Plant Biol 2012, 63, 663-706.

117. Fehr M., Frommer W.B., Lalonde S. Visualization of maltose uptake in living yeast cells by fluorescent nanosensors. // Proc Natl Acad Sci USA 2002, 99, 984651.

118. Deuschle K., Chaudhuri B., Okumoto S., Lager I., Lalonde S., Frommer W.B. Rapid metabolism of glucose detected with FRET glucose nanosensors in epidermal cells and intact roots of Arabidopsis RNA-silencing mutants. // Plant Cell 2006, 18, 2314-25.

119. Fehr M., Lalonde S., Lager I., Wolff M.W., Frommer W.B. In vivo imaging of the dynamics of glucose uptake in the cytosol of COS-7 cells by fluorescent nanosensors. IIJ Biol Chem 2003, 278, 19127-33.

120. Takanaga H., Chaudhuri B., Frommer W.B. GLUT1 and GLUT9 as major contributors to glucose influx in HepG2 cells identified by a high sensitivity intramolecular FRET glucose sensor. // Biochim Biophys Acta 2008, 1778, 1091-9.

121. Lager I., Felir M., Frommer W.B., Lalonde S. Development of a fluorescent nanosensor for ribose. // FEBS Lett 2003, 553, 85-9.

122. Lager I., Looger L.L., ITilpert M., Lalonde S., Frommer W.B. Conversion of a putative Agrobacterium sugar-binding protein into a FRET sensor with high selectivity for sucrose. IIJ Biol Chem 2006, 281, 30875-83.

123. Hires S.A., Zhu Y., Tsien R.Y. Optical measurement of synaptic glutamate spillover and reuptake by linker optimized glutamate-sensitive fluorescent reporters. // Proc Natl Acad Sci USA 2008, 105, 4411-6.

124. Okumoto S., Looger L.L., Micheva K.D., Reimer R.J., Smith S.J., Frommer W.B. Detection of glutamate release from neurons by genetically encoded surface-displayed FRET nanosensors. 11 Proc Natl Acad Sci USA 2005, 102, 8740-5.

125. Bogner M., Ludewig U. Visualization of arginine influx into plant cells using a specific FRET-sensor. IIJFluoresc 2007, 17, 350-60.

126. Yang H., Bogner M., Stierhof Y.-D., Ludewig U. H-independent glutamine transport in plant root tips. // PloS one 2010, 5, e8917.

127. Okada S., Ota K., Ito T. Circular permutation of ligand-binding module improves dynamic range of genetically encoded FRET-based nanosensor. // Protein Sci 2009, 18, 2518-27.

128. Ewald J.C., Reich S., Baumann S., Frommer W.B., Zamboni N. Engineering genetically encoded nanosensors for real-time in vivo measurements of citrate concentrations. // PloS one 2011, 6, e28245.

129. Bermejo C., Ewald J.C., Lanquar V., Jones A.M., Frommer W.B. In vivo biochemistry: quantifying ion and metabolite levels in individual cells or cultures of yeast. UBiochemJ 2011, 438, 1-10.

130. Bermejo C., Haerizadeh F., Takanaga H., Chermak D., Frommer W.B. Dynamic analysis of cytosolic glucose and ATP levels in yeast using optical sensors. // Biochem J2010, 432, 39<M06.

131. Bermejo C., Haerizadeh F., Takanaga H., Chermak D., Frommer W.B. Optical sensors for measuring dynamic changes of cytosolic metabolite levels in yeast. // Nat Protoc 2011, 6, 1806-17.

132. Chaudhuri B., Hormann F., Frommer W.B. Dynamic imaging of glucose flux impedance using FRET sensors in wild-type Arabidopsis plants. H J Exp Bot 2011, 62, 2411-7.

133. Kramer J.M., Yi L., Shen F., Maitra A., Jiao X., Jin T., Gaffen S.L. Evidence for ligand-independent multimerization of the IL-17 receptor. // J Immunol 2006, 176,711-5.

134. Azpiazu I., Gautam N. A fluorescence resonance energy transfer-based sensor indicates that receptor access to a G protein is unrestricted in a living mammalian cell. H J Biol Chem 2004, 279, 27709-18.

135. Camuzeaux B., Spriet C., Heliot L., Coll J., Duterque-Coquillaud M. Imaging Erg and Jun transcription factor interaction in living cells using fluorescence resonance energy transfer analyses. // Biochem Biophys Res Commun 2005, 332, 1107-14.

136. Latif R., Graves P., Davies T.F. Ligand-dependent inhibition of oligomerization at the human thyrotropin receptor. IIJ Biol Chem 2002, 277, 45059-67.

137. Majoul I., Straub M., Hell S.W., Duden R., Soling H.D. KDEL-cargo regulates interactions between proteins involved in COPI vesicle traffic: measurements in living cells using FRET. II Dev Cell 2001, 1, 139-53.

138. Wurch T., Matsumoto A., Pauwels P.J. Agonist-independent and -dependent oligomerization of dopamine D-2 receptors by fusion to fluorescent proteins IIFEBS Lett 2001,507, 109 (2001).

139. Tengholm A., Meyer T. A PI3-kinase signaling code for insulin-triggered insertion of glucose transporters into the plasma membrane. // Curr Biol 2002, 12, 1871-6.

140. Tengholm A., Teruel M.N., Meyer T. Single cell imaging of PI3K activity and glucose transporter insertion into the plasma membrane by dual color evanescent wave microscopy. // Sci STKE 2003, 2003, PL4.

141. Wong W., Scott J.D. AKAP signalling complexes: focal points in space and time. // Nat Rev Mol Cell Biol 2004, 5, 959-70.

142. Houslay M.D. Underpinning compartmentalised cAMP signalling through targeted cAMP breakdown. // Trends Biochem Sci 2010, 35, 91-100.

143. Allen M.D., Zhang J. Subcellular dynamics of protein kinase A activity visualized by FRET-based reporters. // Biochem Biophys Res Commun 2006, 348, 716-21.

144. Depry C., Allen M.D., Zhang J. Visualization of PKA activity in plasma membrane microdomains. II Mol Biosyst 2011, 7, 52-8.

145. De S., Macara I.G., Lannigan D.A. Novel biosensors for the detection of estrogen receptor ligands. // The J Steroid Biochem Mol Biol 2005, 96, 235-44.

146. Wang Z., Gerstein M., Snyder M. RNA-Seq: a revolutionary tool for transcriptomics. II Nat Rev Genet 2009, 10, 57-63.

147. Awaji T., Hirasawa A., Shirakawa H., Tsujimoto G., Miyazaki S. Novel green fluorescent protein-based ratiometric indicators for monitoring pH in defined intracellular microdomains. // Biochem Biophys Res Commun 2001, 289, 457-62.

148. Sakai R., Repunte-Canonigo V., Raj C.D., Knopfel T. Design and characterization of a DNA-encoded, voltage-sensitive fluorescent protein. // Eur J Neurosci 2001, 13,2314-8.

149. Ai H., Hazelwood K.L., Davidson M.W., Campbell R.E. Fluorescent protein FRET pairs for ratiometric imaging of dual biosensors. // Nat Methods 2008, 5, 401-3.

150. Subach O.M., Gundorov I.S., Yoshimura M., Subach F. V, Zhang J., Griienwald D., Souslova E.A., Chudakov D.M., Verkhusha V. V Conversion of red fluorescent protein into a bright blue probe. // Chem Biol 2008, 15, 1116-24.

151. Shcherbo D., Souslova E.A., Goedhart J., Chepurnykh T. V, Gaintzeva A., Shemiakina I.I., Gadella T.W.J., Lukyanov S., Chudakov D.M. Practical and reliable FRET/FLIM pair of fluorescent proteins. // BMC Biotechnol 2009, 9, 24.

152. Arslanbaeva L.R., Zherdeva V. V, Ivashina T. V, Vinokurov L.M., Rusanov A.L., Savitskii A.P. Genetically encoded FRET-pair on the basis of terbium-binding peptide and red fluorescent protein. // Prikl Biokhim Mib'obiol 46, 166-71.

153. Hwang Y.-C., Chen W., Yates M. V Use of fluorescence resonance energy transfer for rapid detection of enteroviral infection in vivo. // Appl Environ Microbiol 2006, 72, 3710-5.

154. Luo K.Q., Yu V.C., Pu Y., Chang D.C. Measuring dynamics of caspase-8 activation in a single living HeLa cell during TNFalpha-induced apoptosis. // Biochem Biophys Res Commun 2003, 304, 217-22.

155. Chiang J.J.-H., Truong K. Using co-cultures expressing fluorescence resonance energy transfer based protein biosensors to simultaneously image caspase-3 and Ca2+ signaling. II Biotechnol Lett 2005, 27, 1219-27.

156. Hwang Y.-C., Chu J.J.-H., Yang P.L, Chen W., Yates M. V Rapid identification of inhibitors that interfere with poliovirus replication using a cell-based assay. II Antiviral Res 2008, 77, 232-6.

157. Jones J., Heim R., Hare E., Stack J., Pollok B.A. Development and application of a GFP-FRET intracellular caspase assay for drug screening. // J Biomol Screen 2000,5,307-18.

158. Evers T.H., van Dongen E.M.W.M., Faesen A.C., Meijer E.W., Merkx M. Quantitative understanding of the energy transfer between fluorescent proteins connected via flexible peptide linkers. // BiochemisUy 2006, 45, 13183-92.

159. Graham D.L., Lowe P.N., Chalk P.A. A method to measure the interaction of Rac/Cdc42 with their binding partners using fluorescence resonance energy transfer between mutants of green fluorescent protein. // Anal Biochem 2001, 296, 208-17.

160. Sambrook J., Fritisch E.F., Maniatis T. Molecular Cloning: a Laboratory Manual // 2nd Ed. N. Y. : Cold Spring Harbor Laboratory Press 1989.

161. Yanisch-Perron C., Vieira .J, Messing J. Improved M13 phage cloning vectors and host strains: nucleotide sequences of the M13mpl8 and pUC19 vectors. // Gene 1985,33, 1, 103-119.

162. Topol I., Collins J., Mironov V., Savitsky A., Nemukhin A. Modeling absorption of the kindling fluorescent protein with the neutral form of the chromophore. // Int J Quant Chem 2012, 112, 2947-2951.

163. Scharnagl C., Raupp-Kossmann R.A. Solution p K a Values of the Green Fluorescent Protein Chromophore from Hybrid Quantum-Classical Calculations. // J Phys Chem B 2004, 108, 477-489.