Филогенетический анализ изолятов вируса классической чумы свиней и вируса репродуктивно-респираторного синдрома свиней, циркулирующих на территории России и Белоруссии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Власова, Анастасия Николаевна

• Власова, Анастасия Николаевна
• кандидат биологических наук
• 2003

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Власова, Анастасия Николаевна

ВВЕДЕНИЕ ЦЕЛЬ РАБОТЫ I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Характеристика вируса классической чумы свиней 1.1 Морфология и физические свойства

1.1.2 Классификация

1.1.3 Патогенез и патология

1.1.4 Культивирование

1.1.5 Эпизоотология

1.1.6 Иммунитет и вакцинация

1.1.7 Меры борьбы и профилактики

1.1.8 Диагностика

1.2 Характеристика вируса репродуктивно-респираторного синдрома свиней

1.2.1 Морфология и физические свойства

1.2.2 Классификация

1.2.3 Патогенез и патология

1.2.4 Культивирование

1.2.5 Эпизоотология

1.2.6 Иммунитет

1.2.7 Меры борьбы и профилактики

1.2.8 Диагностика . (

1.3 Филогенетический анализ

1.3.1 Генетическая вариабельность и классификация изолятов вируса КЧС

1.3.2 Генетическая вариабельность и классификация изолятов вируса РРСС

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Филогенетический анализ изолятов вируса классической чумы свиней и вируса репродуктивно-респираторного синдрома свиней, циркулирующих на территории России и Белоруссии»

В настоящее время классическая чума свиней и репродуктивно-респираторный синдром свиней - заболевания, часто регистрируемые на территории России (и ряда других ( стран) и приносящие серьезный экономический ущерб промышленному свиноводству. Проблема контроля распространения данных вирусов актуальна как для стран, свободных от этих болезней, так и для стран, где по-прежнему регистрируются вспышки данных заболеваний. Разработка надежных современных средств диагностики и профилактики - важная задача на пути борьбы с распространением возбудителей данных заболеваний и понимания механизмов их эволюционного развития.

Вирус классической чумы свиней (КЧС) вызывает заболевание, приносящее значительные экономические потери свиноводческой промышленности. Характерными признаками заболевания являются лихорадка, нервные нарушения, геморрагические явления, высокий уровень смертности. Этиологический агент, вызывающий КЧС, наряду с вирусами диареи крупного рогатого скота и пограничной болезни овец принадлежит к роду Pestivirus семейства Flaviviridae.

Поголовная вакцинация живой вакциной против КЧС практикуется в ряде стран (в том числе и в России). Это осложняет выявление инфицированных животных серологическими методами, т.к. большинство животных серопозитивны. Различные; варианты полимеразной цепной реакции (ПЦР) для обнаружения пестивирусов в целом и для специфичного определения вируса КЧС не обеспечивают возможности дискриминации между вирулентными изолятами и вакцинными штаммами КС и JIK-ВНИИВВиМ, применяемыми на территории России.

В соответствии с эпизоотологической важностью и затруднениями в диагностике КЧС возникла потребность в разработке новейших методов быстрой детекции, идентификации и классификации вирусов.

Филогенетический анализ позволяет оценить степень эволюционного родства между различными штаммами вируса КЧС, выяснять происхождение вспышек и изучать эволюцию вирусов.

Большая коллекция изолятов вируса КЧС со всего мира собрана в Ганновере в Референтной Европейской Лаборатории по КЧС. Используя материалы данной коллекции, мы получили возможность дать наиболее полную филогенетическую характеристику изолятам с территории России и I определить эволюционную дистанцию между ними и известными референтными штаммами, а также оценить возможность того, что российские полевые изоляты могли служить причиной обширных эпизоотий

КЧС 1997 на территории стран Евросоюза.

Репродуктивный и респираторный синдром свиней (РРСС) - вирусная болезнь, характеризующаяся наличием двух клинических форм: репродуктивных нарушений, у взрослых свиней и пневмонии с высоким уровнем смертности у молодых поросят. Репродуктивные проблемы у свиноматок проявляются в наличии поздних абортов, преждевременных опоросов, рождении слабых^ недоразвитых и мертворожденных поросят.

Респираторные симптомы представлены выраженными дыхательными затруднениями, лихорадкой и интерстициальной пневмонией у новорожденных поросят.

Возбудитель болезни - вирус, который в настоящее время отнесен к роду Arterivirus семейства Arteriviridae в порядке Nidovirales. Впервые этиологическую роль его • в возникновении РРСС доказали в 1991 голландские ученые из Центрального ветеринарного института г. Лелистада.

РРСС был впервые обнаружен в 1986-1987 годах в племенных хозяйствах I

США и Канады, а в 90-е годы его появление зафиксировали во многих странах Европы, Южной Америки и Азии и в России. Быстрое распространение РРСС нанесло (и продолжает наносить) огромные убытки свиноводству разных стран, и экономический ущерб от него занял одно из первых мест по сравнению с другими болезнями.

В настоящее время выделяют д^а генетических типа вируса РРСС: американский и европейский, отличающихся нуклеотидной и аминокислотной последовательностями. Из-за высокой генетической изменчивости полного антигенного перекреста в серологических реакциях между ними не существует.

Диагностика болезни основывается на эпизоотологических, клинических и патологоанатомических данных и результатах лабораторных исследований по изоляции и идентификации возбудителя, а также по выявлению специфических антител в сыворотке крови. Идентификация возбудителя РРСС осуществляется (при помощи культивирования в первичной культуре альвеолярных макрофагов поросенка с последующим иммунохимическим окрашиванием зараженных клеток мечеными моноклональными антителами, что занимает много времени и является трудоемким методом. По литературным данным ПЦР является надежным и высокоспецифичным методом прямого обнаружения генома возбудителя РРСС и выявления случаев носительства. В России до сих пор отсутствовали средства для диагностики и эпизоотического мониторинга РРСС, а данные о характеристиках вирусных изолятов недостаточны, хотя и свидетельствуют о циркуляции вируса РРСС ; преимущественно европейского типа. Для понимания современной ситуации необходимо при помощи молекулярных методов провести исследование распространенности вируса РРСС и создать систему типирования изолятов с использованием молекулярных методов, полученных из различных краев и областей РФ и Белоруссии.

Таким образом, очевидна актуальность разработки комплекса мер для выявления вируса РРСС, циркулирующего на территории России, определения его принадлежности к тому или иному генетическому типу, выяснения путей его попадания в хозяйства и предотвращения его дальнейшего распространения. I

Данная работа объединяет разработку современных методов для быстрого обнаружения, идентификации и классификации возбудителей двух наиболее экономически и эпизоотологинески значимых заболеваний свиней: вируса классической чумы и вируса репродуктивного и респираторного синдрома.

ЦЕЛЬ РАБОТЫ.

Разработка средств для проведения эпизоотологического мониторинга и молекулярного типирования изолятов вируса классической чумы свиней и вируса репродуктивного и респираторного синдрома свиней, циркулирующих на территории России и СНГ. • I

Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:

1. разработать способ дифференциации вакцинных штаммов КС и JIK-ВНИИВВиМ и полевых изолятов вируса КЧС при помощи ПЦР-ПДРФ анализа и применить его на практике

2. провести филогенетический анализ изолятов вируса КЧС, циркулирующих на территории РФ

3. разработать метод выявления генома вируса РРСС при помощи ПЦР

4. изучить распространение вируса!РРСС на территории РФ методом

ПЦР

5. провести филогенетический анализ изолятов вируса РРСС, циркулирующих на территории России и Белоруссии I 0

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Власова, Анастасия Николаевна

V. выводы I

1. В результате филогенетического анализа 3 участков генома 34 изолятов вируса КЧС из 18 областей РФ установлена их принадлежность к подгруппе 1.1 Штаммов, эволюционно близких к вакцинным штаммам КС и i

JIK-ВНИИВВиМ, не обнаружено. Среди проанализированных полевых изолятов вируса КЧС не обнаружено изолятов, относящихся ко второй группе, которые циркулируют на территории Западной Европы.

I •* *

2. На основании выявленных рестриктных сайтов в геноме вируса КЧС, отличающих вакцинный штамм КС от полевых изолятов, разработан тест для идентификации вакцинного Штамма КС на основе ОТ-ПЦР и рестриктного анализа.

3. В результате проведенного анализа гомологии различных участков генома американского и европейского типов вируса РРСС были выявлены специфичные для каждого типа нуклеотидные последовательности, что позволило разработать дифференцирующий тест на основе ПЦР.

4. Разработана тест-система для детекции генома американского и европейского типов вируса РРСС методом ОТ-ПЦР. Тест-система утверждена и выпускается на основании'ТУ 9384-020-42418073-00

5. Использование метода ОТ-ПЦР для анализа более 1000 биологических образцов из 60 хозяйств России и Белоруссии показало наличие изолятов только европейского типа, изолятов с американским генотипом обнаружено не было.

6. На основании филогенетического анализа 12 полевых изолятов вируса РРСС из 12 областей РФ и Белоруссии было показано, что все они относятся к европейскому типу, образуя тесный кластер с изолятами из Испании.

Практическая значимость.

Проведенный филогенетический анализ полевых изолятов вируса КЧС доказал генетическую стабильность и безопасность вакцин (против КЧС) КС и JIK-ВНИИВВиМ, применяемых на территории РФ.

Разработанный нами метод по дифференциации вакцинных штаммов КС и JIK-ВНИИВВиМ и вирулентных штаммов вируса КЧС в настоящее время применяется на практике. • I

Разработанный нами метод по идентификации европейского типа вируса РРСС методом полимеразной цепной реакции в настоящее время применяется на практике.! На его основе создана и утверждена диагностическая тест-система НПО НАРВАК.

Проведенный филогенетический анализ полевых изолятов вируса РРСС позволяет дать практическую рекомендацию для разработки диагностической системы ИФА на основе рекомбинантных антигенов европейского типа.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Власова, Анастасия Николаевна, 2003 год

1. Albina, Е., F. Madee, R. Cariolet, J. Torrison. 1994. Immune response and persistence of porcine reproductive and respiratory syndrome virus in infected pigs and farm units. Vet. Rec. 134:567-573.

2. Andreyev, V.G., A.G. Scherbakov, V.A. Pylnov, A.A. Gusev. 1999. Genetic heterogeneity of PRRSV in Russia. Proceeding of the International Symposium on PRRS and Aujeszky's Disease, Ploufragan, France, June 2124:211-212.

3. Barlic-Maganja, D., J. Grom. 2001. Highly sensitive one-tube RT-PCR and microplate hybridisation assay for the detection and for the discrimination of classical swine fever virus from othe'r pestiviruses. J. Virol. Methods., 95(1-2):101-10.

4. Bautista E.M., S.M. Goyal and J.E. Collins. 1993. Serologic survey for Lelystad and VR-2332 strains of porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) virus in US swine herds. Journal of veterinary Diagnostic Investigation, 5:163-5.

5. Becher, P., M. Orlich, A. Shannon, G. Horner, M. Konig, H.-J. Thiel. 1997. Phylogenetic analysis of pestiviruse: from domestic and wild ruminants. J. Gen. Virol., 78:1357-1366.

6. Becher, P., M. Orlich, A. Kpsmid^u, M. Konig, M. Baroth, H.-J. Thiel. 1999. Genetic diversity of pestiviruses: identification of novel groups and implication for classification. Virology, 262:64-71.

7. Belak, S. and P. Thoren. 2001. Molecular diagnosis of animal diseases: some experience of the past decade. Expert Rev. Mol. Diagn. l(4):89-98.

8. Bezborodova, S.V., V.G. Andreyev, V.V. Drygin, A.A. Gusev. 1999. Genetic features of CSFV in Russsia. Eleventh International Congress of Virology, Sydney, Australia, pp.329.'

9. Bilodeau, R., D. Archambault, S.A. Vezina, R. Sauvageau, M. Fournier, S. Dea. 1994. Persistence of porcine reproductive and respiratory syndrome virus infection in a swine operation. Can. J. Vet. Res., 58(4):291-298.

10. Bjorklund, H., P. Lowings, T. Stadejek, S. Vilcek, I. Greiser-Wilke, D. Paton, S. Belak. 1999. ' Phylogenetic comparison and molecular epidemiology of classical swine fever virus. Virus Genes, 19:189-195.

11. Blaha, T. 2000. The "colorful" epidemiology of PRRS. Vet. Res., 31:77-83.

12. Bother, A., J. Nielsen, V. Bille-Hansen. 1994. Isolation of porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) virus in a Danish swine herd and experimental infection of pregnant gilts with the virus. Vet. Microbiol., 40:351-360.

13. Carbrey, E.A. 1988. Diagnostic procedures// Classical swine fever and related viral infections. Boston, pp. 99-114.

14. Carman, S., S.E. Sanford, S. Dea. 1995. Assestment of seropositivety to porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) virus in swine herds in Ontario, 1978-1982. Can. Vet. J. 36:776-777.

15. Cavanagh, D. 1997. Nidovirales: a new order comprising Coronaviridae and Arteriviridae. Arch. Virol., 142:629-633.

16. Chang, C.-C., K.-J. Yoon, J. J. Zimmerman, К. M. Harmon, P. M. Dixon, C. M. T. Dvorak, M. P. Murtaugh. 2002. Evolution of Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus during Sequential Passages in Pigs. J. Virol., 76 (10): 4750-4763.

17. Choi, C., C.Chae. 2003. Detection of classical swine fever virus in boar semen by reverse transcription-polymerase chain reaction. J. Vet. Diagn. Invest., 15(1):35-41.

18. Collett M. S., R. Larson, C. Gold, D. Strick, D. Anderson, A.F. Purchio. 1988. Molecular cloning and nucleotide sequence of the pestivirus bovine viral diarrhea virus. Virology, 165:191-199.

19. Dewey, C., G. Charbonneau, S. Karman, L. Hamel, G. Nayar, R. Friendship, K. Eernisse, S. Svenson. 2000. Lelystad-like strain of porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV) identified in Canadian swine. Can. Vet. J. 41:493-494.

20. Done, S.H., DJ. Paton and M.E.C. <White. 1996. Porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS): a review, with emphasis on pathological, virological and diagnostic aspects. British Veterinary Journal, 152: 153-174.

21. Drew, T.W., J.P. Lowings, F. Yapp. 1997. Variation in open reading frames 3, 4 and 7 among porcine reproductive and respiratory syndrome virus isolates in the UK. Veterinary Microbiology, 55:209-221.

22. Edwards, S., J.J. Sands. 1990. Antigenic comparison of hog cholera virus isolates from Europe, America and Asia using monoclonal antibodies. Dtsch. Tierartzl. Wochenschr., 97:79-81.

23. Egli, С., B. Thiir, L. Liu; M.A. Hofhiann. 2001. Quantitative TaqMan RT-PCR for the detection and differentiation of European and North American strains of reproductive and respiratory syndrome virus. Journal of virological methods, 98:63-75.

24. Ehrensperger, F. 1988. Immunological aspects of the infection// Classical swine fever and related viral infection. Boston, pp. 143-163.

25. Faaberg, K.S., P.G. Plagemann. 1997. ORF3 of lactate dehydrogenase-elevating virus encodes a soluble, nonstructural, highly glycosilated, and antigenic protein. Virology, 227:245-251.

26. Felsenstein, J., 1989. Phylip:'phylo£eny inference package (version 3.5c). Cladistics, 5:164-166.

27. Fritzemeier, J., J. Teuffert, I. Greiser-Wilke, C. Staubach, H. Schluter, V. Moennig. 2000. Epidemiology of classical swine fever in Germany in the nineties. Vet. Microbiol., 77:29-41.

28. Galina, L., C. Piljoan, M. Sitjar, W.T. Christianson, K. Rossow, J.E. Collins. 1994. Interaction between Streptococcus suis serotype-2 and reproductive and respiratory syndrome in specific pathogen-free piglets. Veterinary records, 134:60-64.

29. Gordon, S.C. 1992. Effects 6f blue^eared pigs disease on a breeding and fattening unit. Vet. Rec., 130:513-514.

30. Goldberg, T.L., E.C. Halm,' R.M.' Weigel, G. Scherba. 2000. Genetic, geographical and temporal variation of porcine reproductive and respiratory syndrome virus in Illinois. J. Gen. Vipl., 81:171-179.

31. Greiser-Wilke, I., K. Depner, J. Fritzemeier, L. Haas, V. Moennig. 1998. Application of a computer programm for genetic typing of classical swine fever virus isolates from Germany. J. Virol. Meth., 75:141-150.

32. Greiser-Wilke, I., B. Zimmerman, J. Fritzemeier, G. Floegel, V. Moeenig. 2000. Structure and presentation of a World Wide Web database of CSF virus isolates held at the EU Reference Laboratory. Vet. Microbiol., 73:131136.

33. Hofmann, M.A., K. Brechtbuchl, N. Stauber. 1994. Rapid characterization of new Pestivirus strain by direct sequencing of PCR-amplified cDNA from 5' noncoding region. Arch. Virol., 139:217-229.

34. Hopper, S.A., M E.C. White, N. Twiddy. 1992. An outbreak of blue-eared pig disease (Porcine reproductive and respiratory syndrome) in four pig herds in Great Britain. Vet. Rec., 131:140-144.

35. Horter, D.C., R.M. Pogranichniy, C.C. Chang, R.B. Evans, K.-J. Yoon, J.J. Zimmerman. Characterization of the carrier state in porcine reproductive and respiratory syndrome virus infection. Vet. Microbiol., 86:213-228.

36. Kim, H.S., J. Kwang, I.J. Yoon, H.S.' Joo, M.L. Frey. 1993. Enhanced replication of porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) virus in a homogeneous subpopulation of MA-104 cell line. Arch. Virol., 133:477-483. ' '

37. Kono, Y., T. Kanno, M. Shimizu, S. Yamada, S. Ohashi, M. Nakamine, J. Shirai. 1996. Nested PCR for detection and typing of porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) virus in pigs. J. Vet. Met. Sci., 58(10):941-946.

38. Kurinnov, V.V. 1999. Epidemiological, clinical, and diagnostic studies of classical swine fever. Doklady Rosselkhozakademii (Proc. Rus. Acad. Agricult. Sci.), 1:42-45.

39. Leforban, J., S. Edwards, G. Ibata, P. Vannier. 1990a. A blocking ELISA to differentiate hog cholera virus antibodies in pig sera from those due to other pestiviruses. Ann. Rech. Vet., 21:119-129.

40. Leforban, J. 1990b. Profits epitopiques compares de 18 souches de peste porcine classique: Comparison des souches isolees de formes chroniques et des autres souches. Rec. Med. Vet., 166(5):455-461.

41. Le Gall, A., E. Albina, R. Magar, J.P. Gauthier. 1997. Antigenic variability of porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) virus isolates. Influence of virus passage in pig. Vet Res., 28(3):247-57.

42. Le Gall A., O. Legeay, H. Bourhy, C. Arnauld, E. Albina, A. Jestin. 1998. Molecular variation in the nucleoprotein gene (ORF7) of the porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV). Virus Res., 54(1):9-21.

43. Liess, B. 1984. Persistent infection^ of hog cholera. A review. Prev. Vet. Met., 2(1/4): 109-113.

44. Liess, B. 1989. Serology// Classical swine fever and related viral infections. Boston, 115-142.

45. Liess, B. 1988. Classical swine fever and related viral infections. Boston, 115-142, p. 298.

46. Lowings, J.P., D.J. Paton, J.J. Sands, G.M. De Mia, D. Rutili. 1994. Classical swine fever: genetic detection and analysis of differences between virus isolates. J. Gen. Virol., 75:3461-3468.

47. Lowings, P., G. Ibata, J. Needham,ID. Paton. 1996. Classical swine fever virus diversity and evolution. J. Gen. Virol., 77:1311-1321.

48. Medina, M.R. 1991. Peste suina classica. II. Estudo sobre um vims amostra chinesa, adaptado ao cultivo cellular (amostra Porto Alegre). Arg. Bras. Med. Vet. Zootechn., 43(4):301-314.

49. Meng, X.J., P.S. Paul, P.G. Halbur, I. Morozov. 1995. Sequence comparison of open reading frames '2 to 5 of 'low and high virulence United States isolates of porcine reproductive and respiratory syndrome virus. J. Gen Virol., 76 (Pt 12):3181-8.

50. Meng, X.J. 2000. Heterogeneity of porcine reproductive and respiratory syndrome virus: implication for current vaccine efficacy and future vaccine development. Veterinary microbiology, 74:309-329.

51. Mengeling, W. L., A.C Vorwald, K.M. Lager, S.L. Brockmeier. 1996. Comparison among strains of porcine reproductive and respiratory syndrome virus for their ability to cause reproductive failure. Am. J. Vet. Res. 57:834839. ; ' 1

52. Mengeling, W.L., K.M.: Lager, A.C. Vorwald and D.F. Clouser. 2003. Comparative safety and efficacy of attenuated single-strain and multi-strain vaccines for porcine reproductive and respiratory syndrome. Veterinary Microbiology, 93:25-38. ■

53. Meulenberg J.J., E.J. de Meijer, R.J. Moormann. 1993b. Subgenomic RNAs of Lelystad virus contain a conserved leader-body junction sequence. J. gen. Virol., 74:1697-1701. .

54. Moenning, V. 1988. Characteristics of the virus. In: Liess B. (Ed.) Classical swine fever and related • infections. Martinus Nijhoff Publishing, Djston Dordrecht Lancaster, h. 55-80. '

55. Moening, V., G. Schageman, J. Dahle, I. Greiser-Wilke, L. Leder. 1990. A new approach for the diagnosis of hog cholera. Dtsch. Tieratztl.,Wsch., 97:91-93i

56. Moennig, V., G. Floegel-KIiesmann, I. Greiser-Wilke. 2003. Clinical signsi ' Iand epidemiology of classical swine fever: a review of new knowledge. Vet J., 165(1): 11-20. :

57. Morozov, I., P.S. Paul, X.J. Meng. 1996. Characterization of leader-bodythjunction sites in subgenomic mRNAs of a U.S. PRRSV isolate. 15 Annual Meeting of the AM. Soc. For. Virol. London, Ontario, Canada, pp.150.

58. Nelsen, C.J., M.P. Murtaugh and K.S. Faaberg. 1999. Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus Comparison: Divergent Evolution on Two Continents. Journal of Virology, 73,1: 270-280.

59. Nielsen, H.S., M.B. Oleksiewicz, R. Forsberg, T. Stadejek, A. Bother, T.• • I

60. Storgaard. 2001. Reversion of a live porcine reproductive and respiratory syndrome virus vaccine investigated by parallel mutations. J. Jen. Virol., 82:1263-1272.

61. Oblinger, V., F. Weiland, E. Weiland, T. Mettenleiter, B. Haas, N. Visser, Ahl, R. 1992. Some aspects of the virus causing PRRS in Germany. Am. Assoc. Swine Pract. Newsl. 4:16.

62. Oleksiewicz, M.B., A. Bother, K.G. Madsen, T. Storgaard. 1998. Sensetive detection and typing of porcine reproductive and respiratory syndrome virus by RT-PCR amplification of whole viral genes. Vet. Microbiol., 64:7-22.

63. Paton, D.J. 1995. Pestivirus diversity. J. Сотр. Path., 112:215-236.

64. Paton, D.J., U. Carlsson, J.P. Lowings, J.J. Sands, S. Vilcek, S. Alenius. 1995a. Identification of herd-specific bovine viral diarrhoea virus isolates from infected cattle and sheep. Veterinary microbiology, 43:283-294.

65. Paton, D.J., J.J. Sands, J.P. .Lowings, J.E. Smith, G. Ibata, S. Edwards. 1995b. A proposed division of the pestivirus genus using monoclonal antibodies, supported by cross-neutralization assay and genetic sequencing. Veterinary research, 26:92-109.

66. Paton, D. 2000. The reappearance of classical swine fever in England in 2000. In: Morilla, A., P.Hernandez, J.K. Yoon, J. Zimmerman (eds), Trends in Emerging Viral Infections of Swine, pp. 153-158. Iowa State Press, Ames Iowa. ISBN 0-8138-0383-7. '

67. Paton, D.J., A. McGoldrick, I. Greiser-Wilke, S. Parchariyanon, J.-Y. Song, P.P. Liou, T. Stadejek, J.P. Lpwings, H. Bjorklund, S. Belak. 2000. Genetic typing of classical swine fever virus. Vet. Microbiol., 73:137-157.

68. Paton, D.J., I. Greiser-Wilke. 2003. Classical swine fever an update. Res VetSci., 75(3): 169-178.

69. Pirzadeh В., S. Dea. 1998. Immune response in pigs vaccinated with plasmid DNA encoding ORF5 of porcine reproductive and respiratory syndrome virus. Journal of general virology, 79:989-999.

70. Porcine reproductive and respiratory syndrome. 1996. Iin OIE manual, chapter X. 12:694-700. ;

71. Plagemann, P.G.W. 2003. Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus: Origin Hypothesis. Emerging infectious disease, 9(8):903-908.

72. Risatti, G.R., J.D. Callahan, W.M. Nelson, M.V. Borca. 2003. Rapid detection of classical swine fever virus by a portable real-time reverse transcriptase PCR assay. Journal of clinical microbiology, 41(l):500-505.

73. Rossow, K.D., J.E. Collins, S.M. Goyal, E.A. Nelson, J. Christopher-Hennings, D.A. Benfield. 1995. Pathogenesis of porcine reproductive and respiratory syndrome virus infection in gnotobiotic pigs. Vet. Pathol., 32(4):361-373.

74. Rumenapf, Т., G. Meyers, R. Stark, H. Thiel. 1991. Molecular characterization of hog cholera virus. Arch. Virol., suppl. N 3, p. 7-18.

75. Shin-Tung, L., et al. 1991.Rapid detection of hog cholera virus in tissues by tht polymerase chain reaction. J. Virol. Meth., 35(2):227-236.

76. Snijder, E.J., J.J.M. Meulenberg. 1998. The molecular biology of arteriviruses. Journal of general virology, 79:961-979.

77. Snijder, E. J., H. van Tol,, K.W. Pedersen,, M.J.B. Raamsman, and A.A.F. de Vries. 1999. Identification of a novel structural protein of Arteriviruses. J. Virol. 73:6335-6345. • I

78. Stadejek, Т., S. Vilcek, J.P. Lowings, A. Ballagi-Pordany, D.J. Paton, S. Belak. 1997. Genetic heterogeneity of classical swine fever in Central Europe. Virus Res., 52:195-204.

79. Stadejek, Т., J. Warg, J.F. Ridpath.l 1996. Comparative analysis of the 5' noncoding region of classical swine fever virus strains frpm Europe, Asia, and America. Arch. Virol., 141:771-777.

80. Stark, R., T. Rumenapf, G. Meyers, H.-J. Thiel. 1990. Cenomic localization of hog cholera virus glycoproteins. Virology, 174:286-289.

81. Stevenson, G.W., W.G. Van Alstine, C.L. Kanitz, K.K. Keffaber. 1993. Endemic porcine reproductive and respiratory syndrome virus infection of nursery pigs in two swine herds without current reproductive failure. J. Vet. Diagn. Invest., 5:432-434.

82. Suarez, P., R. Zardoya, C. Prieto, A. Solana, E. Tabares, J.M. Bautista, J.M. Castro. 1994. Direct detection of the porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) virus by reverse-polymerase chain reaction (RT-PCR). Arch. Virol., 135:89-99.

83. Terpstra, C. 1988. Epizootology of hog cholera// Classical swine fever and related viral infections. Boston, 3(3):201-216.

84. Terpstra, C., G. Wensvoort. 1988. The protective value of vaccine-induced neutralizing antibody titers in swine fever. Vet. Microbiol. 16:123-128

85. Terpstra, C. 1991. Hog cholera: an update of present knowledge. Br. Vet. J., 147:397-406

86. Terpsta, C., G. Wensvoort, J.M.A. Pol. 1991a. Experimental reproduction of porcine epidemic abortion and respiratory syndrome (mystery swine disease) by infection with Lelystad virus: Koch's postulates fulfilled. Vet. Q., 13:131-136.' I

87. Terpsta, C. 1997. Swine plague: symptoms, epizootiology and diagnosis. Tijdschr Diergeneeskd., 122(7): 198-200.

88. Terpstra, C., and A.J. de Smit. 2000. The 1997/1998 epizootic of swine fever in the Netherlands. Vet. Microbiol., 73:183-196.

89. Thiel, H.J., R. Stark, E. Weiland, T. Rumenapf, G. Meyer. 1991. Hog Cholera Virus: Molecular Composition of virions from a pestivirus. J. of Virology, 65(9):4705-4712.

90. Umthun, A.N. and W.L. Mengeling. 1999. Restriction fragment length polymorphism analysis of strains of porcine reproductive and respiratory syndrome virus by use of a nested-set reverse transcriptase-polymerase chain reaction. AJVR, 60, 7: 802-806.

91. Van Alstine. 1992. Isolation of SIRS virus from nursery pigs of two herds without current reproductive failure. Proc. Annu. Meet. Livest. Confer. Inst. 1:253-259.

92. Vannier, P., M. Colcanop, R. Carnero et al. 1986. Study of the origin of an epizootic of classical swine fever. J. Vet. Med., 33(4): 294-302.

93. Van Oirshot, J.T. 1989. Description of the virus infection. In Liess, B. (Ed.), Classical swine fever and. related viral infections, Martinus Nijhoff, Boston, pp. 1-25. • '

94. Van Oirschot, J.T., C. Terpstra. 1989. Hog cholera virus // Virus infections of porcines. Amsterdam.pp.l 13-130.

95. Vilcek, S., A. Stadejek,,.A. Ballagi-Pordany, J.P. Lowings, D. Paton, S. Belak. 1996. Genetic variability of'classical swine fever virus. Vir. Res., 43:137-143.

96. Vilcek, S., S. Belak. 1998. Classical swine fever virus: discrimination between vaccine strains and European field viruses by restriction endonuclease cleavage of PCR amplicons. Acta Vet. Scand., 39(3):395-400.

97. Vlasova, A., T. Grebennikova, A. Zaberezhny, I. Greiser-Wilke, G. Floegel-Niesmann, V. Kurinnov, T. Aliper, E. Nepoklonov. 2003. Molecularepidemiology of classical swine fever in the Russian Federation. J. Vet.I1. Med., 50:363-367.

98. Weiland, E., R. Stark, B. Hass, T. Rumenapf, G. Meyers, H.J. Thiel. 1990.

99. Pestivirus glycoprotein which induces neutralizing antibodies forms part of aidisulfide-linked heterodimer. J. Virol., 64(8):3563-3569.

100. Wensvoort, G., C. Terpstra, J.M. Pol, E.A. Ter Laak, M. Bloemrand, E.P. de Kluyver, C. Kragten, I. van Buiten, A. den Besten, F. Wagenuar. 1991. Mystery swine disease in the Netherlands: the isolation of Lelystad virus. Vet. Q., 13:121-130.

101. Wensvoort, G., C. Terpstra, E.P. de Kluijver, C. Kragten, J.C. Warnaar. 1989. Antigenic differentiation of Pestivirus strains with monoclonal antibodies against hig cholera virus. Vet. Microbiol., 21:9-20.

102. Wills, R. W., J. J. Zimmerman, K.J. Yoon, S.L. Svenson, M.J. McGinley, HI

103. T. Hill, K.B. Piatt, J. Christopher-Hennings, E.A. Nelson. 1997. Porcine reproductive and respiratory syndrome virus: a persistent infection. Vet. Microbiol. 55:231-240.

104. Yoon, I.J., H.S. Joo, W.T. Christianson, H.S. Kim, J.E. Collins, R.B.I

105. Morrison, G.D. Dial. 1992. An indirect fluorescent antibody test for thedetection of antibody to swine infertility and respiratory syndrome virus in swine sera. J. Vet. Diagn. Invest., 4:144-147.

106. Yoon, K.J., L.L. Wu, J.J. Zimmerman, H.T. Hill, K.B. Piatt. 1996. Antibody-dependent enhancement !(ADE) of porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV) infection in pigs. Viral. Immunol. 9:51-63.

107. Zimmerman, J., S.L. Swenson, R.W. Wills, E.C. Pirtli, K.J. Yoon, H.T. Hill, M.J. McGinley. 1993. Transmission! of PRRS virus. In Proceedings of the Allen D Leman swine conference, university of Minnesota, MN, USA, 5152.

108. Байбиков, Г.З., А.А. Гусев, H.A. Яременко, H.C. Дудникова, В.JI. Гаврилова, С.А. Кукушкин, И.Я. Курман, В.Ф. Ковалишин, A.M. Рахманов.2001. Репродуктивно-респираторный синдром свиней. В етеринария, 3:18-24.

109. Вишняков, И.Ф., В.В. Куриннов, А.Т. Яшин и др. 1984. Иммунофлуоресцентное выявление разных штаммов вируса чумы свиней. Ветеринария, 3:34-36.

110. Вишняков, И.Ф., В.В. Куриннов, ,А.Т. Яшин. 1985. Некоторые особенности КЧС, затрудняющие ее диагностику: Обзор литературы РФ. Ветеринария, 9:29-3.1.

111. Вишняков, И.Ф., Н.И. Митин, Г.М. Карпов и др. 1991. Диагностика и дифференциальная диагностика африканской и классической чумы свиней. Ветеринария, 4:28-31.

112. Жестерев, В.И., А.Н. Курносов, В.А. Мищанин. 1992. Возможность экспресс-защиты свиней от заболевания классической чумы свиней. Вопр. вет. вирусол., микробиол., эпизоотол.: Мат. научн. конф. ВНИИВВиМ, Покров, 4.1, с. 104.

113. Куриннов, В.В., И.Ф. Вишняков, И.Ю. Хухоров. Современные эпизоотологические, патогенетические и диагностические особенности классической чумы свиней. Вопр. вет. вирусол., микробиол., эпизоотол.: Мат. научн. конф. ВНИИВВиМ, Покров, ч.1, сс. 75-86.

114. Малярец, П.В., Е.В. Гусева, Т.А. Ануфриева. 1995. Классическая чума свиней (Обзор литературы). ВНИИЗЖ, Владимир.

115. Орлянкин Б.Г., Е.А. Непоклонов, Т.Н. Алипер, А.Д. Забережный, М.И. Мусиенко. 2000. Диагностика и специфическая профилактика РРСС. Ветеринария, 10: 16-19.

116. Семенихин, В.И., А.Т. Дузырев, С.Ф. Орешкова, А.С. Донченко, В.М. Чекишев, А.А. Ильичев. 1999. Выявление вируса классической чумы свиней с помощью полимеразной цепной реакции. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология, 1:27-30.

117. Сюрин, В.Н., Р.В. Белоусова, Н.В. Фомина. 1991. Диагностика вирусных болезней животных: Справочник. Издательство Москва: 916.