Факторы, влияющие на скорость и эффективность котрансляционного сворачивания белка тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Светлов, Максим Сергеевич

• Светлов, Максим Сергеевич
• кандидат биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Светлов, Максим Сергеевич

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Глава I. КОТРАНСЛЯЦИОННОЕ СВОРАЧИВАНИЕ БЕЛКОВ.

1.1. Гипотеза котрансляционного сворачивания белка.

1.2. Скорость и эффективность котрансляционного формирования дисульфидных связей.

1.3. Скорость и эффективность котрансляционного формирования нативной структуры.

1.4. Котрансляционная олигомеризация белков.\

Глава II. ФАКТОРЫ КОТРАНСЛЯЦИОННОГО СВОРАЧИВАНИЯ БЕЛКА.

2.1. Вклад векторности синтеза белка на рибосоме в его котрансляционное сворачивание.

2.2. Влияние скорости синтеза белка на его котрансляционное сворачивание.

2.3. Вклад фиксации С конца растущего полипептида на рибосоме в его котрансляционное сворачивание.

2.4. Влияние рибосомного окружения растущей полипептидной цепи на её котрансляционное сворачивание.

2.4.1. Стартовая конформациярастущего полипептида, задаваемая в пептидил-трансферазном центре рибосомы.

2.4.2. Путь растущей цепи от пептидил-трансферазного центра к выходу из рибосомы.

2.4.3. Сворачивание растущей полипептидной цепи внутри рибосомы.

2.5. Вклад молекулярных шаперонов в котрансляционное сворачивание белка.

2.5.1. Молекулярные шапероны семейства Hsp70 • • •

2.5.2. Молекулярные шапероны семейства Hsp60.

Глава III. ЛЮЦИФЕР АЗА СВЕТЛЯКА PHOTINUS PYRALIS.

3.1. Свойства фермента.

3.2. Люцифераза как объект исследований сворачивания белков.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

Глава I. ЭФФЕКТИВНОСТЬ КОТРАНСЛЯЦИОННОГО СВОРАЧИВАНИЯ ЛЮЦИФЕР АЗЫ В БАКТЕРИАЛЬНОЙ БЕСКЛЕТОЧНОЙ СИСТЕМЕ ТРАНСЛЯЦИИ.

Глава II. ВЛИЯНИЕ ШАПЕРОНОВ НА КОТРАНСЛЯЦИОННОЕ

СВОРАЧИВАНИЕ ЛЮЦИФЕРАЗЫ.

2.1. Активность шаперонов Hsp70 в бактериальной бесклеточной системе трансляции.

2.2. Эффективность котрансляционного сворачивания люциферазы в присутствии шаперонов Hsp70.

2.3. Длительность пост-трансляционного сворачивания люциферазы, синтезируемой в присутствии шаперонов Hsp70.

2.4. Длительность пост-трансляционного сворачивания люциферазы, синтезируемой в присутствии триггер фактора.

Глава III. СВОРАЧИВАНИЕ ЛЮЦИФЕРАЗЫ С ИММОБИЛИЗОВАННЫМ НА МАССИВНОЙ ЧАСТИЦЕ С КОНЦОМ.

3.1. Сворачивание полипептидной цепи люциферазы, иммобилизованной на гранулах сефарозы.

3.1.1. Иммобилизация С конца люциферазы на гранулах хелирующей сефарозы.

3.1.2. Сворачивание полипептидной цепи люциферазы на гранулах сефарозы.

3.1.3. Зависимость эффективностиренатурации люциферазы от концентрации белка.

3.1.4. Ренатурация иммобилизованной люциферазы при разной ионной силе.

3.2. Ренатурация люциферазы, иммобилизованной на рибосоме в виде пептидил-тРНК.

3.2.1. Иммобилизация С конца люциферазы на 70S рибосоме.

3.2.2. Ренатурация люциферазы, иммобилизованной на

70S рибосоме.

3.2.3. Влияние триггер фактора наренатурацию связанной с рибосомой люциферазы.

Глава IV. ВЛИЯНИЕ СКОРОСТИ СИНТЕЗА ПОЛИПЕПТИДНОЙ ЦЕПИ ЛЮЦИФЕРАЗЫ НА ЕЁ КОТРАНСЛЯЦИОННОЕ СВОРАЧИВАНИЕ.

4.1. Влияние температуры на котрансляционное сворачивание люциферазы.

4.2. Влияние скорости синтеза люциферазы на эффективность её котрансляционного сворачивания.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Факторы, влияющие на скорость и эффективность котрансляционного сворачивания белка»

Сворачиванием (фолдингом) белка называется процесс приобретения полипептидной цепью уникальной для этого белка пространственной структуры (конформации). Способность линейного полимера принимать устойчивую, долгоживущую конформацию, называемую также правильной или нативной, является важнейшим свойством белковой молекулы, без которого было бы невозможно осуществление белком его биологической функции в клетке.

Поскольку полипептидная цепь является полимером, состоящим из множества (как правило, нескольких сотен) аминокислотных остатков, число теоретически возможных конформаций белка огромно. Если бы сворачивание полипептидной цепи происходило путём случайного перебора всех возможных конформаций и поиска энергетически наиболее выгодной, то, в соответствии с парадоксом Левинталя (Levinthal, 1969), цепи длиной в 100 аминокислотных остатков потребовалось бы 10й лет для достижения нативного состояния. В действительности же приобретение белком в живой клетке единственной, строго определённой пространственной структуры происходит быстро и с высоким выходом правильно свёрнутого белка. Механизм этого процесса, а также факторы, определяющие скорость и эффективность его протекания в клетке, остаются невыясненными.

Подходы к исследованию сворачивания белка разнообразны и многочисленны. Однако подавляющее большинство этих исследований относится к сворачиванию полноразмерных полипептидных цепей в нативную структуру, когда в качестве исходного состояния цепи выступает полностью или частично денатурированный белок. К настоящему времени установлено, что сворачивание белков в клетке происходит котрансляционно, начинаясь задолго до завершения их синтеза на рибосоме. Котрансляционное сворачивание отличается по ряду физико-химических параметров от сворачивания свободного развёрнутого полипептида в растворе. Так, при котрансляционном сворачивании С конец растущего полипептида не может диффундировать свободно, поскольку он иммобилизован на рибосоме, обладающей гигантской по сравнению с пептидом массой. Кроме того, длина сворачивающейся цепи не постоянна, а увеличивается по мере элонгации, добавляющей всё больше аминокислотных остатков к числу участников поиска "правильного" положения в пространстве и нативной конформации. Рост цепи происходит векторно: в процессе синтеза белка сначала появляется N-концевой сегмент растущего полипептида, и лишь затем - С-концевой. Очевидно, что сворачивание N-концевого участка может происходить в отсутствие С-концевой части молекулы, что также является отличительной чертой котрансляционного сворачивания. Поскольку при котрансляционном сворачивании синтез и сворачивание сопряжены по времени, можно ожидать, что скорость роста полипептидной цепи также может влиять на результат формирования третичной структуры синтезируемого белка. Кроме того вероятно, что растущая полипептидная цепь начинает сворачиваться из "стартовой" а-спиральной конформации, возникающей в пептидилтрансферазном центре рибосомы. Помимо перечисленных физико-химических параметров, на сворачивание синтезируемых в клетке белков могут влиять молекулярные шапероны и другие "катализаторы фолдинга".

По всей видимости, результат совместного или индивидуального действия упомянутых факторов проявляется в том, что сворачивание синтезируемого на рибосоме белка происходит быстро и эффективно в отличие от сворачивания белка из развёрнутого состояния, как это было показано при изучении сворачивания шоциферазы светлячка Photinus pyralis. Известно, что ренатурация этого белка из полностью развёрнутого состояния происходит чрезвычайно медленно (в течение нескольких часов) и сопровождается его агрегацией, значительно снижающей эффективность процесса (Herbst et al., 1997; Herbst et al., 1998). В то же время синтезируемая de novo люцифераза завершает сворачивание и приобретает структуру активного фермента за чрезвычайно короткий промежуток времени (секунды или менее того) после освобождения из рибосомы (Kolb et al., 1994; Kolb et al., 2000).

В настоящей работе предпринята попытка оценить индивидуальный вклад некоторых из перечисленных выше факторов в обеспечение быстрого и эффективного сворачивания растущей полипептидной цепи люциферазы. Так, предполагалось выяснить, как скорость и эффективность котрансляционного сворачивания люциферазы зависят от активности шаперонов Hsp70 в системе трансляции, а также определить, как скорость элонгации полипептидной цепи и температура, при которой происходит синтез люциферазы, влияют на эффективность сворачивания этого белка. Кроме того, целью работы было выяснить, ускоряется ли сворачивание денатурированной люциферазы, если её С конец иммобилизован на массивной частице, как это имеет место при котрансляционном сворачивании. В изложении результатов работы под эффективностью сворачивания подразумевали выход правильно свёрнутого (и, следовательно, ферментативно активного) белка. Количественной мерой для этого параметра служила удельная ферментативная активность люциферазы.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Светлов, Максим Сергеевич

выводы

1. Молекулярные шапероны семейства Hsp70, необходимые для эффективного сворачивания денатурированной люциферазы светлячка Photinus pyralis, не участвуют в котрансляционном сворачивании этого белка.

2. Иммобилизация С конца люциферазы на массивной частице (гранула сефарозы или рибосома) увеличивает эффективность сворачивания этого белка из денатурированного состояния, препятствуя межмолекулярной агрегации.

3. Иммобилизации С конца растущего полипептида на рибосоме недостаточно для обеспечения высокой скорости котрансляционного сворачивания.

4. Эффективность котрансляционного сворачивания люциферазы зависит от температуры: её оптимальное значение лежит между 25 и 30°С.

5. Эффективность котрансляционного сворачивания зависит от скорости элонгации полипептидной цепи на рибосоме. В случае люциферазы замедление элонгации приводит к снижению удельной активности синтезированного фермента.

АА

АТФ

БСА

ГТФ

Да

ДЕАЕ

ДМСО

ДСН

ИПТГ

Ки

МБА об./мин

ПСА

ПЦР

ПЭГ

ТЕМЕД

Трис

УТФ

ЦТФ

ЭДТА

CPS

GFP HEPES MOPS PMSF

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В опытах по синтезу люциферазы в бактериальной бесклеточной системе трансляции показано, что котрансляционное сворачивание фермента происходит значительно быстрее и эффективнее, чем его спонтанное сворачивание из денатурированного состояния в буферном растворе. Цель настоящей работы состояла в оценке индивидуального вклада некоторых факторов в обеспечение быстрого и эффективного сворачивания растущей полипептидной цепи люциферазы.

В литературе бытует точка зрения, согласно которой высокая эффективность котрансляционного сворачивания белков в клетке обеспечивается молекулярными шаперонами. Для люциферазы светлячка показано, что ренатурация этого белка происходит эффективно только при участии шаперонов DnaK, DnaJ и GrpE семейства Hsp70 (Szabo et al., 1994). Участие этих белков в котрансляционном сворачивании также представлялось возможным, тем более что их физическое взаимодействие с растущей полипептидной цепью было обнаружено именно в случае люциферазы (Hendrick etal., 1993).

В настоящей работе было исследовано влияние бактериальных шаперонов семейства Hsp70 на котрансляционное сворачивание люциферазы, синтезируемой в бесклеточной системе трансляции. Полученные результаты показывают, что, в отличие от ренатурации, скорость и эффективность котрансляционного сворачивания люциферазы не зависят от активности молекулярных шаперонов семейства Hsp70. Участия этих белков в котрансляционном сворачивании не удалось обнаружить ни по изменению удельной активности синтезируемого фермента, ни по замедлению его сворачивания, являющемуся признаком участия шаперонов в этом процессе.

На независимость котрансляционного сворачивания люциферазы от шаперонов Hsp70 также указывают данные, полученные в работы (Hesterkamp & Bukau, 1998). Эти авторы обнаружили, что активность фермента, синтезированного в клетках Е. coli дикого типа и в клетках, лишённых гена dnaK, практически одинакова. Был сделан вывод о том, что шаперон DnaK не участвует в сворачивании синтезируемых de novo белков.

Однако необходимо отметить, что при нормальных температурных условиях белок DnaK в клетке играет роль негативного регулятора транскрипции генов белков теплового шока (в том числе своего собственного гена) (Tilly et al., 1983). Удаление гена dnaK приводит к нарушению этой регуляции. В результате при нормальной температуре в. клетках, лишённых DnaK, осуществляется активный синтез других белков теплового шока (большинство из которых являются шаперонами). Поэтому нельзя было исключить того, что высокая эффективность сворачивания люциферазы в: мутантных клетках, лишённых DnaK, могла быть обусловлена "компенсаторным" действием других, находящих в избытке, шаперонов. В настоящей работе синтез фермента происходил в бесклеточной системе, изменение белкового состава, которой возможно лишь по произволу исследователя, но не вследствие регуляции. Следовательно, "компенсаторное" действие других шаперонов было исключено, и неучастие шаперонов Hsp70 в котрансляционном сворачивании показано более надёжно. .

В литературе имеются указания на то, что в котрансляционном сворачивании синтезируемой полипептидной цепи участвует триггер фактор - бактериальный шаперон, обладающий сродством к рибосоме. В работе (Agashe et al., 2004) было заявлено, что добавление этого белка в бесклеточную систему трансляции увеличивает эффективность котрансляционного сворачивания синтезируемой люциферазы. При этом происходило существенное замедление приобретения ферментом нативной структуры, что выражалось в появлении длительной (длящейся десятки минут) посттрансляционной фазы его сворачивания. Эти данные были проверены нами. Оказалось, что добавление в бёсклеточную систему трансляции триггер фактора не привело к увеличению эффективности котрансляционного сворачивания люциферазы и не вызвало замедления этого процесса. Таким образом, заявленного в работе (Agashe et al., 2004) влияния триггер фактора на сворачивание синтезируемой de novo люциферазы обнаружить не удалось. Однако полностью исключить возможного участия этого шаперона в котрансляционном сворачивании: белков, нельзя; поскольку его присутствие в клеточном экстракте в наших опытах не контролировалось. Вероятно, что независимое от шаперонов котрансляционное сворачивание характерно для многих цитозольных белков. Так, ряд белков, (среди них . лизоцим и GFP) удалось синтезировать в. высокоактивной форме, используя так называемую "чистую" систему трансляции (the PURE System). Эта система состоит из компонентов бактериального белок-синтезирующёго аппарата, каждый, из которых был индивидуально выделен и очищен (Shimizu et al., 2001; Ueda et al., 2002). Молекулярные шапероны в такой системе гарантированно отсутствовали, что не помешало синтезируемым полипептидным цепям сворачиваться и с высокой эффективностью приобретать нативную конформацию. Таким образом, можно заключить, что для эффективного котрансляционного сворачивания многих белков (по крайней мере, для глобулярных моносубъединичных цитозольных) молекулярные шапероны и "катализаторы фолдинга" не требуются.

Очевидно, что различия между котрансляционным сворачиванием и ренатурацией должны определяться не только белковым составом окружения синтезируемой цепи, но и рядом физико-химических факторов. Одним из них является фиксация С конца синтезируемого полипептида на рибосоме, молекулярная масса которой на порядки превышает массу растущей цепи. Ранее вклад иммобилизации С конца растущего полипептида на рибосоме в его котрансляционное сворачивание оценивали только теоретически. Было высказано предположение, что иммобилизация должна ограничивать диффузию синтезируемого белка, уменьшая вероятность его агрегации с другими белками (Fedorov & Baldwin, 1997). Кроме этого, жёсткая фиксация С конца растущей цепи должна уменьшать количество степеней свободы растущего сегмента полипептидной цепи и приводить к большей стабильности промежуточных структур, формируемых ею при сворачивании, по сравнению с их стабильностью в растворе (Спирин, 1984). Из энтропийных соображений можно предположить, что такая стабилизация могла бы повлиять на скорость сворачивания синтезируемого белка и способствовать его эффективному котрансляционному сворачиванию.

Экспериментальная проверка вклада С-концевой иммобилизации белка на массивной частице в его сворачивание осуществлена в настоящей работе. Оказалось, что иммобилизация С конца полипептидной цепи люциферазы на грануле хроматографического носителя или рибосоме увеличивает эффективность, но не скорость её сворачивания. Показано, что высокая эффективность сворачивания связанного с носителем фермента обусловлена отсутствием его межмолекулярной агрегации. Этот результат подтверждает предположение, высказанное в работе (Fedorov & Baldwin, 1997). Также обнаружено, что выход нативной люциферазы при ренатурации иммобилизованного белка зависит от ионной силы буферного раствора: найдена оптимальная концентрация соли, при которой эффективность ренатурации максимальна. Из этого следует, что электростатические и гидрофобные взаимодействия между развёрнутым полипептидом и носителем влияют на эффективность его ренатурации. Можно предположить, что взаимодействие растущего полипептида с рибосомой также должно сказываться на эффективности его котрансляционного сворачивания, хотя влияния рибосомы, ускоряющего сворачивание связанного с ней полноразмерного денатурированного белка, в наших опытах обнаружено не было.

Ещё одним фактором, способным обуславливать высокую скорость и эффективность котрансляционного сворачивания белка, может быть скорость его синтеза на рибосоме. Легко допустить, что некоторые этапы сворачивания растущей полипептидной цепи медленны, и могут "не поспевать" за элонгацией, поставляющей новые аминокислотные остатки, и, соответственно, предоставляющей возможность новых нежелательных контактов внутри цепи. Столь же легко допустить и обратное. Так, при медленной элонгации определённые интермедиаты сворачивания могут слишком долго оставаться без аминокислотных остатков С-концевой части молекулы, являющихся их необходимыми партнёрами по взаимодействию при сворачивании. Это увеличивает вероятность осуществления таким интермедиатом неправильного, непродуктивного структурного перехода, приводящего к ошибочной конечной структуре. Кроме того, в печати была высказана гипотеза о том, что замедление трансляции должно приводить к увеличению эффективности котрансляционного сворачивания белка (Netzer & Hartl, 1997). Однако полученные нами данные говорят о том, что замедление скорости синтеза люциферазной цепи на рибосоме приводит к снижению её удельной активности. Вероятно, что котрансляционное сворачивание является эволюционно "оптимизированным" по скорости процессом, замедление которого чревато ошибками и потерей активности синтезируемого белка.

Следует отметить, что изученные нами физико-химические факторы влияли исключительно на эффективность котрансляционного сворачивания люциферазы, но не на скорость этого процесса. Очевидно, что высокая скорость сворачивания растущей полипептидной цепи люциферазы должна обеспечиваться иными (не проверенными в настоящей работе) физико-химическими факторами. Среди них можно выделить векторность роста полипептидной цепи на рибосоме, вынуждающую N-концевой сегмент растущего полипептида сворачиваться в отсутствие С-концевого. Кроме того вероятно, что растущая полипептидная цепь начинает сворачиваться из "стартовой" а-спиральной конформации, возникающей в пептидилтрансферазном центре рибосомы. Каждый из перечисленных факторов может вносить определённый вклад в увеличение скорости сворачивания синтезируемого рибосомой белка. Нельзя также исключить возможность того, что для котрансляционного сворачивания важен не единственный из перечисленных факторов, а их сочетание. Дальнейшие исследования позволят, как мы надеемся, ответить на эти вопросы.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

МАТЕРИАЛЫ

Использованные в работе ферменты и реактивы перечислены в таблице 1:

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Светлов, Максим Сергеевич, 2009 год

1. Anfinsen C.B., Haber E., Sela M. & White F.H. Jr. (1961) The kinetics of formation of native ribonuclease during oxidation of the reduced polypeptide chain. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 47, 1309-1314.

2. Anfinsen C.B. (1973) Principles that govern the folding of protein chains. Science, 181,223-230.

3. Anfinsen C.B. & Scheraga H.A. (1975) Experimental and theoretical aspects of protein folding. Adv. Protein Chem., 29, 205 300.

4. Baird G.S., Zacharias D.A. & Tsien R.Y. (1999) Circular permutation and receptor insertion within green fluorescent proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. (USA), 96, 11241 -11246.

5. Baldwin Т.О. (1996) Firefly luciferase: the structure is known, but mystery remains. Structure, 4, 223 228.

6. Ban N. Nissen P., Hansen J., Capel M., Moore P.B. & Steitz T.A. (1999) Placement of protein and RNA structures into a 5 A-resolution map of the 50S ribosomal subunit. Nature, 400, 841 847.

7. Ban N. Nissen P., Hansen J., Moore P.B. & Steitz T.A. (2000) The complete atomic structure of the large ribosomal subunit at 2.4 A resolution. Science, 289, 905 920.

8. Bardwell J.C., Tilly K, Craig E., King J., Zylicz M. & Georgopoulos C. (1986) The nucleotide sequence of the Escherichia coli K12 dnaJ+ gene. A gene that encodes a heat shock protein. J. Biol. Chem., 261, 1782 1785.

9. Berg R.A., Schwartz M.L. & Crystal R.G. (1980) Regulation of the production of secretory proteins: intracellular degradation of newly synthesized "defective" collagen. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 77,4746 4750.

10. Bergman L.W. & Kuehl W.M. (1979 a) Formation of an intrachain disulfide bond on nascent immunoglobulin light chains. J. Biol. Chem., 254, 8869 8876.

11. Bergman L.W. & Kuehl W.M. (1979 b) Formation of intermolecular disulfide bonds on nascent immunoglobulin polypeptides. J. Biol. Chem., 254, 5690 5694.

12. Bernabeu C. & Lake J.A. (1982) Nascent polypeptide chains emerge from the exit domain of the large ribosomal subunit: immune mapping of the nascent chain. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 79, 3111 3115.

13. Beier G. & Engel J. (1966) The renaturation of soluble collagen. Products formed at different temperatures. Biochemistry, 5, 2744 2755.

14. Blobel G. & Sabatini D.D. (1970) Controlled proteolysis of nascent polypeptides in rat liver cell fractions. I. Location of the polypeptides within ribosomes. J. Cell Biol., 45, 130 145.

15. Blond-Elguindi S. & Goldberg M.E. (1990) Kinetic characterization of early immunoreactive intermediates during the refolding of guanidine-unfolded Escherihia coli tryptophan synthase P2 subunits. Biochemistry, 29, 2409 2417.

16. Bochkareva E.S., Lissin N.M. & Girshovich A.S. (1988) Transient association of newly synthesized unfolded proteins with the heat-shock GroEL protein. Nature, 336, 254-257.

17. Bochkareva E., Seluanov A., Bibi E. & Girshovich A. (1996) Chaperonin-promoted post-translational membrane insertion of a multispanning membrane protein lactose permease. J. Biol. Chem., 271, 22256 22261.

18. Bochkareva E.S., Solovieva M.E. & Girshovich A.S. (1998) Targeting of GroEL to SecA on the cytoplasmic membrane of Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci USA., 95, 478-483.

19. Branchini B.R., Magyar R.A., Marcantonio K.M., Newberry K.J., Stroh J.G., Hinz L.K. & Murtiashaw M.H. (1997) Identification of a firefly luciferase active site peptide using a benzophenone-based photooxidation reagent. J. Biol. Chem., 272, 19359-19364.

20. Branchini B.R., Magyar R.A., Murtiashaw M.H., Anderson S.M. & Zimmer M. (1998) Site-directed mutagenesis of histidine 245 in firefly luciferase: A proposed model of the active site. Biochemistry, 37, 15311 15319.

21. Branchini B.R., Murtiashaw M.H., Magyar R.A. & Anderson S.M. (2000) The role of lysine 529, a conserved residue of the acyl-adenylate-forming enzyme superfamily, in firefly luciferase. Biochemistry, 39, 5433 — 5440.

22. Bruckner P., Eikenberry E.F. & Prockop DJ. (1981) Formation of the triple helix of type I procollagen in cellulo. A kinetic model based on cis-trans isomerization of peptide bonds. Eur. J. Biochem., 118, 607 613.

23. Buchberger A., Schroder H., Hesterkamp Т., Schonfeld H.J. & Bukau B. (1996) Substrate shuttling between the DnaK and GroEL systems indicates a chaperone network promoting protein folding. J. Mol. Biol., 261, 328 333.

24. Buchwalder A., Szadkowski H. & Kirschner K. (1992) A fully active variant of dihydrofolate reductase with a circularly permuted sequence. Biochemistry, 31, 1621 1630.

25. Chaney W.G. & Morris A J. (1978) Nonuniform size distribution of nascent peptides: the role of messenger RNA. Arch. Biochem. Biophys., 191, 734 741.

26. Chaudhuri Т.К., Farr G.W., Fenton W.A., Rospert S. & Horwich A.L. (2001) GroEL/GroES-mediated folding of a protein too large to be encapsulated. Cell, 107, 235-246.

27. Chekulaeva M.N., Kurnasov O.V., Shirokov V.A. & Spirin A.S. (2001) Continuous-exchange cell-free protein-synthesizing system: Synthesis of HIV-1 antigen Nef. Biochem. Biophys. Res. Commun., 280, 914 — 917.

28. Conti E., Franks N.P. & Brick P. (1996) Crystal structure of firefly luciferase throws light on a superfamily of adenylate-forming enzymes. Structure, 4, 287 — 298.

29. Cowie D.B. Spiegelman S., Roberts R.B. & Duerksen J.D. (1961) Ribosome-bound beta-galactosidase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 47, 114-122.

30. Crombie Т., Swaffield J.C. & Brown A J. (1992) Protein folding within the cell is influenced by controlled rates of polypeptide elongation. J. Mol. Biol., 228, 7-12.

31. Dalbow D.G. & Young R. (1975) Synthesis time of beta-galactosidase in Escherichia coli B/r as a function of growth rate. Biochem J., 150, 13 — 20.

32. DeLuca M. (1976) Firefly luciferase. Adv. Enzymol., 44, 37 68.

33. DeLuca M. & McElroy W.D. (1974) Kinetics of the firefly luciferase catalyzed reactions. Biochemistry, 13, 921 925.

34. DeLuca M. & McElroy W.D. (1978) Purification and properties of firefly luciferase. Methods Enzymol., 57, 3-15.

35. Denburg J.L. & McElroy W.D. (1970) Catalytic subunit of firefly luciferase. Biochemistry, 9, 4619 4624.

36. De Wet J.R., Wood K.V., DeLuca M., Helinski D.R. & Subramani S. (1987) Firefly luciferase gene: structure and expression in mammalian cells. Mol. Cell. Biol., 7, 725 -737.

37. Dice J.F. & Goldberg A.L. (1975) Relationship between in vivo degradative rates and isoelectric points of proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 72, 3893 3897.

38. Evans M.S., Ugrinov K.G., Frese M.A. & Clark P.L. (2005) Homogeneous stalled ribosome nascent chain complexes produced in vivo or in vitro. Nat. Methods, 2, 757 -762.

39. Ewalt K.L., Hendrick J.P., Houry W.A. & Hartl F.U. (1997) In vivo observation of polypeptide flux through the bacterial chaperonin system. Cell, 90, 491-500.

40. Epstein H.F., Schechter A.N., Chen R.F. & Anfinsen C.B. (1971) Folding of staphylococcal nuclease: kinetic studies of two processes in acid renaturation. J. Mol. Biol., 60, 499 508.

41. Fayet О. Ziegelhoffer Т. & Georgopoulos С. (1989) The groES and groEL heat shock gene products of Escherichia coli are essential for bacterial growth at all temperatures. J. Bacteriol., 171, 1379 1385.

42. Fedorov A.N. & Baldwin Т.О. (1995) Contribution of cotranslational folding to the rate of formation of native protein structure. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 92, 1227 -1231.

43. Fedorov A.N. & Baldwin Т.О. (1997) Cotranslational protein folding. J. Biol. Chem., 272, 32715-32718.

44. Fedorov A.N. & Baldwin Т.О. (1999) Process of biosynthetic protein folding determines the rapid formation of native structure. J. Mol. Biol. 294, 579 586.

45. Forchhammer J. & Lindahl L. (1971) Growth rate of polypeptide chains as a function of the cell growth rate in a mutant of Escherichia coli 15. J. Mol. Biol., 55, 563 — 568.

46. Franks N.P., Jenkins A., Conti E., Lieb W.R. & Brick P. (1998) Structural basis for the inhibition of firefly luciferase by a general anesthetic. Biophys. J., 75, 2205 -2211.

47. Frydman J. (2001) Folding of newly translated proteins in vivo: The role of molecular chaperones. Annu. Rev. Biochem., 70, 603 — 647.

48. Garrett J.B., Mullins L.S. & Raushel F.M. (1996) Are turns required for the folding of ribonuclease Tl? Protein Sci., 5, 204 — 211.

49. Gautschi M., Lilie H., Fiinfschilling U., Mun A., Ross S., Lithgow Т., Rticknagel P. & Rospert S. (2001) RAC, a stable ribosome-associated complex in yeast formed by the DnaK-DnaJ homologs Sszlp and zuotin. Proc. Natl. Acad. Sci USA., 98, 3762 -3767.

50. Georgopoulos C.P., Hendrix R.W., Kaiser A.D. & Wood W.B. (1972) Role of the host cell in bacteriophage morphogenesis: effects of a bacterial mutation on T4 head assembly. Nature New Biol., 239, 38-41.

51. Georgopoulos C.P., Hendrix R.W., Casjens S.R. & Kaiser A.D. (1973) Host participation in bacteriophage lambda head assembly. J. Mol. Biol., 76, 45 — 60.

52. Georgopoulos С., Tilly К., Drahos D. & Hendrix R. (1982) The B66.0 protein of Escherichia coli is the product of the dnaK+ gene. J. Bacteriol., 149, 1175 1177.

53. Gething MJ. & Sambrook J. (1992) Protein folding in the cell. Nature, 355, 33 45.

54. Gilmore R., Coffey M.C., Leone G., McLure K. & Lee P.W. (1996) Co-translational trimerization of the reovirus cell attachment protein. EMBOJ., 15, 2651 2658.

55. Goldenberg D.P. & Creighton Т.Е. (1983) Circular and circularly permuted forms of bovine pancreatic trypsin inhibitor. J. Mol. Biol., 165, 407 — 413.

56. GoloubinoffP., Christeller J.T., Gatenby A.A. & Lorimer G.H. (1989) Reconstitution of active dimeric ribulose bisphosphate carboxylase from an unfoleded state depends on two chaperonin proteins and Mg-ATP. Nature, 342, 884-889.

57. Gould S.J. & Subramani S. (1988) Firefly luciferase as a tool in molecular and cell biology. Anal. Biochem., 175, 5 13.

58. Gurevich V.V., Pokrovskaya I.D., Obukhova T.A. & Zozulya S.A. (1991) Preparative in vitro mRNA synthesis using SP6 and T7 RNA polymerase. Anal. Biochem., 195, 207-213.

59. Hamlin J. & Zabin I. (1972) P-Galactosidase: Immunological activity of ribosome-bound, growing polypeptide chains. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 69, 412 416.

60. Hartl F.U. & Hayer-Hartl M. (2002) Molecular chaperones in the cytosol: from nascent chain to folded protein. Science, 295, 1852 1858.

61. Hartl F.U. & Hayer-Hartl M. (2009) Converging concepts of protein folding in vitro and in vivo. Nat. Struct. Mol. Biol., 16, 574 581.

62. Hendrick J.P., Langer Т., Davis T.A., Hartl F.U. & Wiedmann M. (1993) Control of folding and membrane translocation by binding of the chaperone DnaJ to nascent polypeptides. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 90, 10216 10220.

63. Herbst R., Schafer U. & Seckler R. (1997) Equilibrium intermediates in the reversible unfolding of firefly (Photinus pyralis) luciferase. J. Biol. Chem., 272, 7099 -7105.

64. Herbst R., Gast K. & Seckler R. (1998) Folding of firefly (Photinus pyralis) luciferase: aggregation and reactivation of unfolding intermediates. Biochemistry,37, 6586-6597.

65. Herendeen S.L., VanBogelen R.A. & Neidhardt F.C. (1979) Levels of major proteins of Escherichia coli during growth at different temperatures. J. Bacteriol., 139, 185 -194.

66. Hesterkamp Т., Hauser S., LUtcke H. & Bukau B. (1996) Escherichia coli trigger factor is a prolyl isomerase that associates with nascent polypeptide chains. Proc. Natl. Acad. Sci USA., 93, 4437 4441.

67. Hesterkamp T. & Bukau B. (1998) Role of the DnaK and HscA homologs of Hsp70 chaperones in protein folding in E.coli. EMBO J., 17, 4818 4828.

68. Horwich A.L., Low K.B., Fenton W.A., Hirshfield I.N. & Furtak K. (1993) Folding in vivo of bacterial cytoplasmic proteins: role of GroEL. Cell, 74, 909 917.

69. Huang G.C., Li Z.Y., Zhou J.M. & Fischer G. (2000) Assisted folding of D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase by trigger factor. Protein Sci., 9, 1254 -1261.

70. Hundley H., Eisenman H., Walter W., Evans Т., Hotokezaka Y., Wiedmann M. & Craig E. (2002) The in vivo function of the ribosome-associated Hsp70, Sszl, does not require its putative peptide-binding domain. Proc. Natl. Acad. Sci USA., 99, 4203 -4208.

71. Bcai A. & Tanford C. (1971) Kinetic evidence for incorrectly folded intermediate states in the refolding of denatured proteins. Nature, 230, 100 102.

72. Ilan J., Pierce D.R., Hochberg A.A., Folman R. & Gyves M.T. (1984) Increased rates of polypeptide chain elongation in placental explants from human diabetics. Proc. Natl. Acad. Sci USA., 81, 1366 1370.

73. Jenni S. & Ban N. (2003) The chemistry of protein synthesis and voyage through the ribosomal tunnel. Curr. Opin. Struct. Biol., 13, 212 219.

74. Kajiyama N. & Nakano E. (1991) Isolation and characterization of mutants of firefly luciferase which produce different colors of light. Protein Eng., 4, 691 693.

75. Kiho Y. & Rich A. (1964) Induced enzyme formed on bacterial polyribosome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 51, 111 118.

76. Kimchi-Sarfaty C., Oh J.M., Kim I.W., Sauna Z.E., Calcagno A.M., Ambudkar S.V. & Gottesman M.M. (2007) A "silent" polymorphism in the MDR1 gene changes substrate specificity. Science, 315, 525 528.

77. Koike M., Reed L.J. & Carroll W.R. (1963) a-Keto acid dehydrogenation complexes. Resolution and reconstitution of the Escherichia coli pyruvate dehydrogenation complex. J. Biol. Chem., 238, 30 39.

78. Kolb V.A., Makeyev E.V. & Spirin A.S. (1994) Folding of firefly luciferase during translation in a cell-free system. EMBO J., 13, 3631 3637.

79. Kolb V.A., Makeyev E.V., Kommer A. & Spirin A.S. (1995) Cotranslational folding of proteins. Biochem. Cell Biol., 73, 1217 1220.

80. Kolb V.A., Makeyev E.V. & Spirin A.S. (2000) Co-translational folding of an eukaryotic multidomain protein in a prokaryotic translation system. J. Biol. Chem., 275,16597-16601.

81. Komar A.A., Kommer A., Krasheninnikov I.A. & Spirin A.S. (1993) Cotranslational heme binding to nascent globin chains. FEBS Lett., 326, 261 — 263.

82. Komar A.A., Kommer A., Krasheninnikov I.A. & Spirin A.S. (1997) Cotranslational folding of globin. J. Biol. Chem., 272, 10646 10651.

83. Komar A.A., Lesnik T. & Reiss C. (1999) Synonymous codon substitutions affect ribosome traffic and protein folding during in vitro translation. FEBS Lett., 462, 387 -391.

84. Kusukawa N. Yura Т., Ueguchi С., Akiyama Y. & Ito K. (1989) Effects of mutations in heat-shock genes groES and groEL on protein export in Escherichia coli. EMBOJ., 8, 3517 3521.

85. Kudlicki W., Chirgwin J., Kramer G. & Hardesty B. (1995) Folding of an enzyme into an active conformation while bound as peptidyl-tRNA to the ribosome. Biochemistry, 34, 14284 14287.

86. Langer Т., Lu C., Echols H., Flanagan J., Hayer M.K. & Hartl F.U. (1992) Successive action of DnaK, DnaJ and GroEL along the pathway of chaperone-mediated protein folding. Nature, 356, 683 — 689.

87. Levinthal C. (1969) How to Fold Graciously. Mossbauer Spectroscopy in Biological Systems: Proceedings of a meeting held at Allerton House, Monticello, Illinois, Editors: J.T.P. DeBrunner and E. Munck, University of Illinois, 22 — 24.

88. Lill R., Crooke E., Guthrie B. & Wickner W. (1988) The "trigger factor cycle" includes ribosomes, presecretory proteins, and the plasma membrane. Cell, 54, 1013 -1018.

89. Lim V.I. & Spirin A.S. (1986) Stereochemical analysis of ribosomal transpeptidation. Conformation of nascent peptide. J. Mol. Biol., 188, 565 — 574.

90. Luger K., Hommel U., Herald M., Hofsteenge J. & Kirschner K. (1989) Correct folding of circularly permuted variants of a beta alpha barrel enzyme in vivo. Science, 243,206-210.

91. Makeyev E.V., Kolb V.A. & Spirin A.S. (1996) Enzymatic activity of the ribosome-bound nascent polypeptide. FEBSLett., 378, 166 170.

92. Malkin L.I. & Rich A. (1967) Partial resistance of nascent polypeptide chains to proteolytic digestion due to ribosomal shielding. J. Mol. Biol., 26, 329 346.

93. Manukhov I.V., Eroshnikov G.E., Vyssokikh M.Y. & Zavilgelsky G.B. (1999) Folding and refolding of thermolabile and thermostable bacterial luciferases: the role of DnaKJ heat-shock proteins. FEBSLett., 448, 265 268.

94. Mendoza J.A., Rogers E., Lorimer G.H. & Horowitz P.M. (1991) Chaperonins facilitate the in vitro folding of monomelic mitochondrial rhodanese. J. Biol. Chem., 266, 13044-13049.

95. Min Jou W., Haegeman G., Ysebaert M. & Fiers W. (1972) Nucleotide sequence of the gene coding for the bacteriophage MS2 coat protein. Nature, 237, 82 88.

96. Minami Y., Hohfeld J., Ohtsuka K. & Hartl F.U. (1996) Regulation of the heat-shock protein 70 reaction cycle by the mammalian DnaJ homolog, Hsp40. J. Biol. Chem., 271,19617-19624.

97. Muto H., Nakatogawa H. & Ito K. (2006) Genetically encoded but nonpolypeptide prolyl-tRNA functions in the A site for SecM-mediated ribosomal stall. Mol. Cell, 22, 545 552.

98. Nicola A.V., Chen W. & Helenius A. (1999) Co-translational folding of an alphavirus capsid protein in the cytosol of living cells. Nat. Cell Biol., 1, 341 345.

99. Nakatsu Т., Ichiyama S., Hiratake J., Saldanha A., Kobashi N., Sakata K. & Kato H. (2006) Structural basis for the spectral difference in luciferase bioluminescence. Nature, 440, 372 376.

100. Nelson R.J., Ziegelhoffer Т., Nicolet C., Werner-Washburne M. & Craig E.A. (1992) The translation machinery and 70 kd heat shock protein cooperate in protein synthesis. Cell, 71, 97 105.

101. Netzer WJ. & Hartl F.U. (1997) Recombination of protein domains facilitated by co-translational folding in eukaryotes. Nature, 388, 343 349.

102. Nimmesgern E. & Hartl F.U. (1993) ATP-dependent protein refolding activity in reticulocyte lysate. Evidence for the participation of different chaperone components. FEBSLett., 331, 25 30.

103. Nissen P., Hansen J., Ban N., Moore P.B. & Steitz T.A. (2000) The structural basis of ribosome activity in peptide bond synthesis. Science, 289, 920 930.

104. Раек К.Н. & Walker G.C. (1987) Escherichia coli dnaK null mutants are inviable at high temperature. J. Bacterid., 169,283 290.

105. Paul S., Punam S. & Chaudhuri Т.К. (2007) Chaperone-assisted refolding of Escherichia coli maltodextrin glucosidase. FEBSJ., 274, 6000 6010.

106. Peters TJr. & Reed R.G. (1980) The biosynthesis of rat serum albumin. Composition and properties of the intracellular precursor, prealbumin. J. Biol. Chem., 255, 3156 3163.

107. Peters TJr. & Davidson L.K. (1982) The biosynthesis of rat serum albumin. J. Biol. Chem., 257, 8847 8853.

108. Phillips D.C. (1967) The hen egg-white lysozyme molecule. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 57, 484-495.

109. Protzel A. & Morris A J. (1974) Gel chromatographic analysis of nascent globin chains. Evidence of nonuniform size distribution. J. Biol. Chem., 249, 4594 4600.

110. Purvis I.J., Bettany A.J., Santiago T.C., Coggins J.R., Duncan K., Eason R. & Brown A.J. (1987) The efficiency of folding of some proteins is increased by controlled rates of translation in vivo. A hypothesis. J. Mol. Biol., 193, 413 417.

111. Rakwalska M. & Rospert S. (2004) The ribosome-bound chaperones RAC and Ssbl/2p are required for accurate translation in Saccharomyces cerevisiae. Mol. Cell. Biol., 24,9186-9197.

112. Rospert S., Dubaquie Y. & Gautschi M. (2002) Nascent-polypeptide-associated complex. Cell. Mol. Life Sci., 59, 1632 1639.

113. Saito H. & Uchida H. (1977) Initiation of the DNA replication of bacteriophage lambda in Escherichia coli K12. J. Mol. Biol., 113, 1 — 25.

114. Sala-Newby G., Kalsneker N. & Campbell A.K. (1990) Removal of twelve C-terminal amino acids from firefly luciferase abolishes activity. Biochem. Biophys. Res. Commun., 172, 477 482.

115. Sala-Newby G.B. & Campbell A.K. (1994) Stepwise removal of the C-terminal 12 amino acids of firefly luciferase results in graded loss of activity. Biochim. Biophys. Acta, 1206,155 160.

116. Sanchez I.E., Morillas M., Zobeley E., Kiefhaber T. & Glockshuber R. (2004) Fast folding of the two-domain semliki forest virus capsid protein explains co-translational proteolytic activity. J. Mol. Biol., 338, 159 — 167.

117. Schaffitzel C. & Ban N. (2007) Generation of ribosome nascent chain complexes for structural and functional studies. J. Struct. Biol., 158, 463 471.

118. Schagger H. & von Jagow G. (1987) Tricine-sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis for the separation of proteins in the range from 1 to 100 kDa. Anal. Biochem., 166, 368 — 379.

119. Shimizu Y., Inoue A., Tomari Y., Suzuki Т., Yokogawa Т., Nishikawa K. & Ueda T. (2001) Cell-free translation reconstituted with purified components. Nat. Biotechnol., 19, 751 755.

120. Scholz C., Stoller G., Zarnt Т., Fischer G. & Schmid F.X. (1997) Cooperation of enzymatic and chaperone functions of trigger factor in the catalysis of protein folding. EMBO J., 16, 54 58.

121. Schroder H., Langer Т., Hartl F.U. & Bukau B. (1993) DnaK, DnaJ and GrpE form a cellular chaperone machinery capable of repairing heat-induced protein damage. EMBO J., 12,4137 4144.

122. Seliger H.H. & McElroy W.D. (1960) Spectral emission and quantum yield of firefly bioluminescence. Arch. Biochem. Biophys., 88, 136 141.

123. Seliger H.H. & McElroy W.D. (1964) The colors of firefly bioluminescence: enzyme configuration and species specificity. Proc. Natl Acad. Sci USA., 52, 75 -81.

124. Sikorski A. & Skolnick J. (1990) Dynamic Monte Carlo simulations of globular protein folding. Model studies of in vivo assembly of four helix bundles and four member beta-barrels. J. Mol. Biol., 215, 183-198.

125. Smith W.P., Tai P.C. & Davis B.D. (1978) Interaction of secreted nascent chains with surrounding membrane in Bacillus subtilis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 75, 5922 5925.

126. Steitz T.A. (2005) On the structural basis of peptide-bond formation and antibiotic resistance from atomic structures of the large ribosomal subunit. FEBS Lett., 579, 955-958.

127. Stempfer G., Holl-Neugebauer B. & Rudolph R. (1996) Improved refolding of an immobilized fusion protein. Nat. Biotechnol., 14, 329 — 334.

128. Szabo A., Langer Т., Schroder H., Flanagan J., Bukau B. & Hartl F.U. (1994) The ATP hydrolysis-dependent reaction cycle of the Escherichia coli Hsp70 system DnaK, DnaJ, and GrpE. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 91, 10345 10349.

129. Tabor S. & Richardson C.C. (1985) A bacteriophage T7 RNA polymerase/promoter system for controlled exclusive expression of specific genes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 82, 1074-1078.

130. Tanford C., Aune K.C. & Ikai A. (1973) Kinetics of unfolding and refolding of proteins. Results for lysozyme. J. Mol. Biol., 73, 185 197.

131. Teale J.M. & Benjamin D.C. (1977) Antibody as immunological probe for studying refolding of bovine serum albumin. Refolding within each domain. J. Biol. Chem., 252, 4521-4526.

132. Teter S.A., Houry W.A., Ang D., Tradler Т., Rockabrand D., Fischer G., Blum P., Georgopoulos C. & Hartl FU. (1999) Polypeptide flux through bacterial Hsp70: DnaK cooperates with trigger factor in chaperoning nascent chains. Cell, 97, 755 — 765.

133. Tilly K, McKittrick N., Zylicz M. & Georgopoulos C. (1983) The dnaK protein modulates the heat-shock response of Escherichia coli. Cell, 34, 641 646.

134. Valent Q.A., Kendall D.A., High S., Kusters R., Oudega B. & Luirink J. (1995) Early events in preprotein recognition in E. coli: interaction of SRP and trigger factor with nascent polypeptides. EMBO J., 14, 5494 5505.

135. Varenne S., Knibiehler M., Cavard D., Morion J. & Lazdunski C. (1982) Variable rate of polypeptide chain elongation for colicins A, E2 and E3. J. Mol. Biol., 159, 57 70.

136. Varenne S., Buc J., Lloubes R. & Lazdunski C. (1984) Translation is a non-uniform process. Effect of tRNA availability on the rate of elongation of nascent polypeptide chains. J. Mol. Biol., 180, 549 576.

137. Veis A., Leibovich S.J., Evans J. & Kirk T.Z. (1985) Supramolecular assemblies of mRNA direct the coordinated synthesis of type I procollagen chains. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 82, 3693 3697.

138. Veis A. & Kirk T.Z. (1989) The coordinate synthesis and cotranslational assembly of type I procollagen. J. Biol. Chem., 264, 3884 3889.

139. Voss N.R., Gerstein M., Steitz T.A. & Moore P.B. (2006) The geometry of the ribosomal polypeptide exit tunnel. J. Mol. Biol., 360, 893 906.

140. White E.H., McCapra F., Field G.F. & McElroy W.D. (1961) The structure and synthesis of firefly luciferin. J. Am. Chem. Soc., 83, 2402 2403.

141. White P.J., Squirrell D.J., Arnaud P., Lowe C.R. & Murray J.A. (1996) Improved thermostability of the North American firefly luciferase: saturation mutagenesis at position 354. Biochem. J., 319, 343 — 350.

142. Wright P.E., Dyson H.J. & Lerner R.A. (1988) Conformation of peptide fragments of proteins in aqueous solution: implications for initiation of protein folding. Biochemistry, 27, 7167 7175.

143. Woolhead C.A., McCormick PJ. & Johnson A.E. (2004) Nascent membrane and secretory proteins differ in FRET-detected folding far inside the ribosome and in their exposure to ribosomal proteins. Cell, 116, 725 736.

144. Xu Z., Horwich A.L. & Sigler P.B. (1997) The crystal structure of the asymmetric GroEL-GroES-(ADP)7 chaperonin complex. Nature, 388, 741 750.

145. Yan W., Schilke В., Pfund C., Walter W., Kim S. & Craig E.A. (1998) Zuotin, a ribosome-associated DnaJ molecular chaperone. EMBOJ., 17,4809 4817.

146. Yang Y.R. & Schachman H.K. (1993) Aspartate transcarbamoylase containing circularly permuted catalytic polypeptide chains. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 90, 11980-11984.

147. Yonath A. (2005) Ribosomal crystallography: peptide bond formation, chaperone assistance and antibiotics activity. Mol. Cells, 20, 1-16.

148. Zako Т., Deguchi H., Kitayama A., Ueda H. & Nagamune T. (2000) Refolding of firefly luciferase immobilized on agarose beads. J. Biochem., 127, 351 354.

149. Zhang Т., Bertelsen E., Benvegnu D. & Alber T. (1993) Circular permutation of T4 lysozyme. Biochemistry, 32, 12311 — 12318.

150. Zhang G., Hubalewska M. & Ignatova Z. (2009) Transient ribosomal attenuation coordinates protein synthesis and co-translational folding. Nat. Struct. Mol. Biol., 16,274-280.

151. Zipser D. & Perrin D. (1963) Complementation on ribosomes. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 28, 533 — 537.

152. Zubay G. (1973) In vitro synthesis of protein in microbial systems. Annu. Rev. Genet., 1, 267-287.

153. Zweig M. & Cummings DJ. (1973) Cleavage of head and tail proteins during bacteriophage T5 assembly: selective host involvement in the cleavage of a tail protein. J. Mol. Biol., 80, 505-518.

154. Крашенинников И.А., Комар А.А. и Аджубей И.А. (1988) Роль кластеров редких кодонов в определении границ участков полипептидной цепи с однотипной вторичной структурой в процессе ко-трансляционного сворачивания белка. ДАН СССР, 303, 995 999.

155. Крашенинников И.А., Комар А.А. и Аджубей И.А. (1989) Роль вырожденности кода в определении аути котрансляционного сворачивания белка. Биохимия, 54, 187-200.

156. Спирин А.С. (1984) Котрансляционное сворачивание, компартментализация и модификация белка. Молекуляр. Биология, 18, 1445 — 1460.