Структура lux-оперонов и механизмы регуляции типа "Quorum Sensing" у морских бактерий тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.07, доктор биологических наук Манухов, Илья Владимирович

• Манухов, Илья Владимирович
• доктор биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации доктор биологических наук Манухов, Илья Владимирович

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

1. Актуальность темы

2. Цели и задачи

3. Научная новизна

4. Практическая значимость работы

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Психрофильные и мезофильные светящиеся морские бактерии.

1.1. Филогения морских светящихся микроорганизмов

1.2. Особенности психрофилъных бактерий.

1.3. Перспективы применения психрофилъных микроорганизмов в биотехнологии.

2. Quorum Sensing системы

2.1. LuxI/LuxR-зависимая регуляция биолюминесценции у морских бактерий A. fischeri ■ . .

2.2. Аутоиндукторы первого типа и их взаимодействие с LuxRподобными белками

2.3. Внутриклеточные факторы регуляции экспрессии генов, входящих врегулоны систем "Quorum Sensing".

3. Белки шапероны и АТФ-зависимые протеазы.

3.1. Молекулярные шапероны би-шаперонной системы DnaKJE

3.2. Шаперон GroEL/GroES (HSP60).

3.3. Малые белки-шапероны IbpA/IbpB (sHSP) и шапероны ClpA

HSP100).

3.4. АТФ-зависимые протеазы

3.5 Триггер-фактор

4. «Холодовой шок» мезофильных и психрофильных бактерий.

3.5. Белки «холодового шока» мезофильных бактерий.

3.6. Белки «холодового шока» психрофильных бактерий.

3.7. Перспективы применения белков «холодового шока».

5. Биосенсоры, основанные на индуцируемых промоторах и генах бактериальных люцифераз в качестверепортёрных.

5.1. Целъноклеточные бактериальные биосенсоры.

5.2. Ьих-биосенсоры.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

1. Бактериальные штаммы и плазмиды

2. Среды и условия роста бактерий

3. Выделение и очистка хромосомной и плазмидной ДНК, клонирование ирестрикционный анализ.

4. Определение нуклеотидной последовательности

5. Выделение и очистка белков и электрофорез в полиакриламидном геле.

6. Масс-спектрометрический анализ пептидов.

7. Термоинактивация и рефолдинг люциферазы

8. Ферменты и химические вещества.

9. УФ-облучение

10. УФ-облучение суспензии бактерий в присутствии наночастиц диоксида титана.

11. Измерение степени окислительного стресса, «теплового шока» и БОБ-ответа.

12. Измерение биолюминесценции клеток

РЕЗУЛЬТАТЫ

1. Ьих-опероны психрофильных и мезофильных светящихся бактерий.

L1. Изоляция психрофилъных люминесцирующш штаммов и идентификация видовой принадлежности.

1.2. Сравнительный анализ "Quorum Sensing" систем Aliivibrio logei и

Aliivibrio fis chéri.

1.3. Сравнительный анализ lux-оперонов A. salmonicida и A. logei.

1.4. Особенности организации lux-оперона Photorhabdus luminescens

2. Влияние шаперонов и протеаз на "Quorum Sensing" систему регуляции экспрессии генов lux-оперона A. fischeri.

2.1 Влияние шаперона GroEL/ES и протеазы Lon на «Quorum Sensing» систему регуляции экспрессии генов lux-оперона A. fischeri.

2.2. Дефицит шаперона GroEL/ES компенсируется высокими концентрациями аутоиндуктора.

2.3. Исследование влияния шаперона GroEL/ES протеазы Lon на активность белка LuxR и его делетированных форм.

2.4. Участие протеазы ClpXP в негативной регуляции QS системы

A. fischeri, защитное действие аутоиндуктора от протеаз ClpXP и

3. Определение активности шаперонов с помощью бактериальных люцифераз.

3.1. Определение активности бишаперонной системы DnaKJE-ClpB; обратная корреляция активности бишаперонной системы с терморезистентностью люцифераз.

3.2. Влияние шаперона ClpA на DnaK-зависимый рефолдинг бактериальной люциферазы A. fischeri в клетках Е. coli

3.4. Влияние шаперонов IbpAB на DnaK-зависимый рефолдинг бактериальной люциферазы А. fischeri в клетках Е. coli

3.5. TF-зависимый рефолдинг в клетках Е. coli.

4. Биосенсоры: применение 1их-биосенсоров для детекции токсических агентов, антибиотиков, аутоиндукторов и других биологически активных веществ.

4.1 Общая схема конструирования и определения основных параметров 1их-биосенсоров.

4.2. Токсическое действие НДМГ на клетку определяется алкилирующими продуктами окисления и перекисью водорода, появляющейся в результате восстановления атмосферного кислорода.

4.3. Исследование действия спиртовых экстрактов из лекарственных растений на бактерии.

4.4. Определение механизма токсического воздействия наночастиц диоксидов металлов на бактериальные клетки.

ОБСУЖДЕНИЕ

1. Анализ биолюминесцентных, биохимических и генетических характеристик психрофильных светящихся бактерий.

2. Исследования шаперона GroEL/ES и протеазы Lon как модуляторов QS А. fischen.

3. Применение для анализа работы шаперонов в качестве модели бактериальных люцифераз.

4. Сконструированные в ходе выполнения диссертационной работы 1их-биосенсоры на основе lux- генов и специфически регулируемых промоторов применимы для экологического мониторинга, а также для выполнения специальных задач.

ВЫВОДЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Структура lux-оперонов и механизмы регуляции типа "Quorum Sensing" у морских бактерий»

Актуальность темы.

В последние 15 лет достигнут значительный прогресс в понимании механизмов регуляции генов по принципу «Quorum Sensing» (QS). QS -система регуляции экспрессии генов в ответ на увеличение плотности популяции клеток. Различные виды бактерий используют QS для скоординированного ответа, согласованного с локальной плотностью их популяции. Системы регуляции генов типа QS играют ключевую роль во взаимодействии бактерий с высшими организмами, животными и растениями, как при патогенезе, так и при симбиозе. Впервые феномен регуляции генов по типу QS был обнаружен в 1970-е годы у морских бактерий Aliivibrio (ранее Vibrio) fischeri для группы /мх-генов, ответственных за биолюминесценцию клеток (Nealson & Hastings, 1979). Однако термин QS был впервые введен в обиход значительно позже в 1994 г Greenberg Е.Р. с сотр. (Fuqua W.C., et al 1994). В результате активного изучения было обнаружено, что феномен QS широко распространён среди бактерий. Оказалось, что ряд генов, определяющих вирулентность патогенных микроорганизмов и устойчивость к лекарственным препаратам, регулируется по принципу QS, что имеет особое значение для медицины и поэтому вызывает высокий интерес научного сообщества к данной проблеме. ш>оперон морских бактерий Aliivibrio fischeri в настоящее время принято считать модельным в исследованиях QS систем, а по обозначению белка LuxR, регулятора /шг-оперона было определено семейство LuxR-гомологичных белков - регуляторов QS систем первого типа. В настоящее время остаются открытыми ряд вопросов об эволюционном происхождении феномена биолюминесценции бактерий, а также о механизмах стабилизирующего отбора /ш>оперонов у свободноживущих видов бактерий. Продолжаются поиски новых регуляторных QS систем у бактерий и исследования факторов, модулирующих ответ бактерий в зависимости от состояния клетки. Актуальна также проблема молекулярной биологии и биофизики - фолдинг и рефолдинг белков и роль белков-шаперонов в этих процессах. В диссертационной работе для этой цели впервые используются различающиеся по термостабильности, но гомологичные по аминокислотной последовательности бактериальные люциферазы психрофильных и мезофильных морских люминесцирующих бактерий.

Кодируемые генами бактериальных /ш;-оперонов люциферазы в настоящее время широко используются в работах по молекулярной генетике (гены-репортеры), при биохимических анализах, в генно-инженерных работах (селекция) и ряде других. Большое распространение приобрели работы по экологическому мониторингу, тестированию токсикантов в пищевых продуктах, а также разработке и тестированию новых медицинских препаратов с помощью цельноклеточных биосенсоров, которые основаны на транскрипционных слияниях генов бактериальных люцифераз с индуцируемыми стрессовыми промоторами.

Цель и задачи исследований.

Целью данной работы являлось изучение механизмов регуляции 1га-оперонов морских люминесцирующих мезофильных и психрофильных бактерий, а также исследование роли шаперонов в фолдинге и рефолдинге термолабильных белков на модели различающихся по термостабильности бактериальных люцифераз.

Для достижения поставленной цели решались следующие задачи.

Изолировать штаммы психрофильных люминесцирующих бактерий.

Определить видовую принадлежность изолированных штаммов.

Клонировать и секвенировать /га-опероны бактерий, характеризующихся различным температурным оптимумом роста.

Провести сравнение механизмов регуляции /ш:-оперонов психрофильных и мезофильных бактерий рода АИшЬпо.

Определить влияние на активность регуляторного белка LuxR АТФ-зависимых шаперонов и протеаз.

Исследовать роль N- и С-концевых доменов белка LuxR при взаимодействии с шапероном GroEL/ES и протеазой Lon.

Исследовать in vivo воздействие различных шаперонов на рефолдинг белков, различающихся по термостабильности на модели гомологичных бактериальных люцифераз, изолированных из люминесцирующих бактерий, характеризующихся различным температурным оптимумом роста.

Прикладной задачей исследования было конструирование и демонстрация эффективности применения /ш:-биосенсоров, созданных на основе штаммов Е .coli, содержащих гибридные плазмиды с генами бактериальных люцифераз в качестве репортёрных, расположенных под контролем различных индуцируемых (стрессовых) промоторов.

Научная новизна работы.

Впервые определена структура /ггх-оперона у психрофильных светящихся морских бактерий. В отличие от /ш>оперонов мезофильных морских бактерий, содержащих в своём составе одну копию гена IwcR, в lux-оперонах психрофильных бактерий содержится две копии гена luxR, причём белки LuxRl и LuxR2 различаются как по аминокислотной последовательности, так и по активности по отношению к регулируемому ими промотору.

Показано, что криптическая люминесценция патогенных морских бактерий Aliivibrio salmonicida (бактерии люминесцируют лишь при добавлении в среду субстрата люциферазы длинноцепочечного альдегида) связана с дефектом в гене luxD, кодирующем одну из субъединиц редуктазы.

Впервые показано, что АТФ-зависимая протеаза Lon участвует в негативной регуляции систем QS у морских бактерий. Доказано, что шаперон GroEL/ES участвует в сборке нативной формы белка LuxR.

Впервые показано, что основную регуляторную функцию в белке ЬихЯ несет N - домен (162 аминокислотных остатка), являющийся мишенью для Ьоп-протеазы и определяющий контакт полипептида с шапероном ОгоЕЬ, необходимым для сборки нативной структуры ЬихЯ.

Впервые для анализа работы шаперонов были использованы в качестве модели бактериальные люциферазы, гомологичные по аминокислотной последовательности, но значительно различающиеся по термостабильности.

Показано впервые, что рефолдинг термоинактивированных бактериальных люцифераз происходит в клетке с участием шаперонов семейства Нзр70 (БпаКХЕ), НБрЮО (С1рА, С1рВ) и малых шаперонов бНбр (1ЬрАВ).

Показано, что термостабильные люциферазы характеризуются сравнительно низким уровнем ОпаЮЕ-зависимого рефолдинга в отличие от термочувствительных люцифераз, которые восстанавливают активность после термоинактивации практически до 100%.

Сконструированы новые формы /ш;-биосенсоров, отличающиеся по основным параметрам (пороговая чувствительность и амплитуда ответа) от аналогов /ш;-биосенсоров, полученных зарубежными фирмами. С помощью данных биосенсоров впервые был исследован механизм токсического действия на клетку 1,1-диметилгидразина (компонент ракетного топлива) и наночастиц диоксида титана. Показано, что основная роль в токсическом действии этих агентов связана с образующимися активными формами кислорода (перекись водорода и супероксид-анион).

Практическая значимость исследования.

Практически значимым результатом работ по изучению люцифераз, различающихся по термостабильности, явилось создание высокочувствительных специфических /шобиосенсоров. Использование транскрипционных слияний стрессовых и других индуцируемых промоторов с генами бактериальных люцифераз в качестве репортерных позволило и создать набор биосенсоров, специфически реагирующих на различные токсиканты и другие биологически активные вещества. Данные биосенсоры в настоящее время применяются для работ по экологическому мониторингу, тестированию медицинских препаратов и для изучения механизмов воздействия на клетку различных токсикантов.

Полученные в работе данные о влиянии шаперонов и протеаз на активность белка ЬихЯ могут быть использованы для создания более чувствительных биосенсоров для детекции аутоиндукторов первого типа. А также бактериальные люциферазы в настоящее время используются в качестве модели для изучения механизмов рефолдинга денатурированных белков.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Генетика», Манухов, Илья Владимирович

ВЫВОДЫ

1. Впервые определена структура /¿¿х-оперона у психрофильных светящихся морских бактерий. В отличие от /ш;-оперонов мезофильных морских бактерий, содержащих в своём составе одну копию гена 1ихК, в 1их-оперонах психрофильных бактерий содержится две копии гена 1ихК, причём белки ЬихЮ и ЬихЯ2 различаются как по аминокслотной последовательности, так и по активности по отношению к регулируемому ими промотору.

2. Показано, что криптическая люминесценция патогенных морских бактерий АНтЪпо 8а1тотс1йа (бактерии люминесцируют лишь при добавлении в среду субстрата люциферазы длинноцепочечного альдегида) связана с дефектом в гене 1ихО, кодирующем одну из субъединиц редуктазы.

3. Показано, что АТФ-зависимая протеаза Ьоп участвует в негативной регуляции систем у морских бактерий. Доказано, что шаперонин ОгоЕЬ/ЕБ участвует в сборке нативной формы белка ЬихЯ.

4. Основную регуляторную функцию в белке ЬихЯ несет N - домен (162 аминокислотных остатка), являющийся мишенью для Ьоп-протеазы и определяющий контакт полипептида с шаперонином ОгоЕЬ, необходимым для сборки нативной структуры ЬихЯ.

5. Впервые для анализа работы шаперонов были использованы в качестве модели бактериальные люциферазы, гомологичные по аминокислотной последовательности, но значительно различающиеся по термостабильности.

6. Рефолдинг термоинактивированных бактериальных люцифераз происходит в клетке с участием шаперонов семейства Нзр70 (ЭпаЮЕ), ШрЮО (С1рА, С1рВ) и малых шаперонов БШр (ШрАВ).

7. Термостабильные люциферазы характеризуются сравнительно низким уровнем ЭпаЮЕ-зависимого рефолдинга в отличие от термочувствительных люцифераз, которые восстанавливают активность после термоинактивации практически до 100%.

8. Сконструирован ряд новых 1их-биосенсоров, превосходящих по основным параметрам (пороговая чувствительность и амплитуда ответа) аналогов 1их-биосенсоров, полученных зарубежными фирмами. С помощью данных биосенсоров впервые был исследован механизм токсического действия на клетку 1,1-диметилгидразина (компонент ракетного топлива) и наночастиц диоксида титана. Показано, что основная роль в токсическом действии этих агентов связана с образующимися активными формами кислорода (перекись водорода и супероксид-анион).

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Манухов, Илья Владимирович, 2011 год

1. Ahmer В.М., van Reeuwijk J., Timmers C.D., Valentine P.J., Heffron F. 1998. Salmonella typhimurium encodes an SdiA homolog, a putative quorum sensor of the LuxR family, that regulates genes on the virulence plasmid // J. Bacteriol. 180, 1185-1193.

2. Atkinson S., Throup J.P., Stewart G.S., Williams P. 1999. A hierarchical quorum-sensing system in Yersinia pseudotuberculosis is involved in the regulation of motility and clumping // Mol Microbiol 33, 1267-77.

3. Ast J.C., Urbanczyk H.U., Dunlap P.V. 2009. Multi-gene analysis reveals previously unrecognized phylogenetic diversity in Aliivibrio II Syst. Applied. Microbiol. 32, 379-386.

4. Bairoch A., Apweiler R. 2000.- The SWISS-PROT protein sequence database and its supplement TrEMBL 2000. // Nucleic Acids Res. 28, 45-48.

5. Baldwin Т.О., Christopher J.A., Raushel F.M., Sincjair J.F., Ziegler M.M., Fisher A.J., Rayment I. 1995. Structure of bacterial luciferase // Curr. Opin. Struct. Biol., 5, 798-809.

6. Bang S.S., Baumann P., Nealson K.H. 1978. Phenotypic characterization of Photobacterium logei (sp. nov.), a species related to P. fischeri II Curr. Microbiol. 1,285-288.

7. Bansal K., Yang K., Nistala G.J., Gennis R.B., Bhalerao K.D. 2010. A positive feedback-based gene circuit to increase the production of a membrane protein // J Biol Eng. May 25, 4:6.

8. Bauer W.D., Robinson J.B. 2002. Disruption of bacterial quorum sensing by other organisms // Curr Opin Biotechnol. 13, 234-7.

9. Ben-Zvi A.P., Goloubinoff P. 2001. Review: mechanism of disaggregation and refolding of stable protein aggregates by molecular chaperones. // J. Struct Biol. 135, 84-93.

10. Bertani I., Rampioni G., Leoni L., Venturi L. 2007. The Pseudomonas putida Lon protease is involved in N-acyl homoserine lactone quorum sensing regulation // BMC Microbiology. 7, 71-79.

11. Bukau B., Horwich A. 1. 1998. The Hsp70 and Hsp60 chaperone machines. I/Cell. 92, 351-366.

12. Bowman J.B. Margesin. R., Schinner F., Marx J.C. And Gerday C. (eds) Genomic analysis of psichrophilic procaryotes. In: Psichrophiles, from Biodiversity to Biotechnologt. 2008. Berlin Heidelberg: Spinger-Verlag, 265284

13. Campbell J., Lin Q., Geske G.D., Blackwell H.E. 2009. New and unexpected insights into the modulation of LuxR-type quorum sensing by cyclic dipeptidesJ! ACS Chem Biol. 4, 1051-1059.

14. Casanueva A., Tuffin M., Cary C., Cowan D.A. 2010. Molecular adaptations to psychrophily: the impact of'omic' technologies // Trends Microbiol. 18, 374381

15. Cavicchioli R., Charlton T., Ertan H., Omar S.M., Siddiqui K.S., Williams T.J. 2011. Biotechnological uses of enzymes from psychrophiles // Microb Biotechnol. Jul, 4(4), 449-60.

16. Chai Y., Winans S.C. 2004. Site-directed mutagenesis of a LuxR-type quorum-sensing transcription factor: alteration of autoinducer specificity. // Mol Microbiol. 51, 765-76.

17. Chandu D., Nandi D. 2004. Comparative genomics and functional roles of the ATP-dependent proteases Lon and Clp during cytosolic protein degradation. II Res. Microbiol 155, 710-719

18. Chatterjee J., Meighen E.A. 1995. Biotechnical applications of bacterial bioluminescence (lux) genes // Photochem. Photobiol. 62, 641-650.

19. Cohn D.H., Ogden R.C., Abelson J.N., Baldwin T.O., Nealson K.H., Simon M.I., Mileham A.J. 1983. Cloning of the Vibrio harveyi luciferase genes: use of a synthetic oligonucleotide probe II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 80, 120-123.

20. Colepicolo P, Cho KW, Poinar GO, Hastings JW. 1989. Growth and luminescence of the bacterium Xenorhabdus luminescens from a human wound. // Appl Environ Microbiol. 55(10):2601-6.

21. Cyr D.M., Langer T., Douglas M.G. 1994. DnaJ-like proteins molecular chaperones and specific regulators of Hsp70. I/Trends Biochem. Sci. 19, 176181.

22. Davies D.G., Parsek M.R., Pearson J.P., Iglewski B.H., Costerton J.W., Greenberg E.P. 1998T The involvement of cell-to-cell signals in the development of a bacterial biofilm // Science. 280, 295-298.

23. D'Amico S., Collins T., Marx J.C., Feller G., Gerday C. 2006. Psychrophilic microorganisms: challenges for life IIEMBO Rep. 7, 385-389.

24. Deming J.W. 2002. Psychrophiles and Polar Regions // Curr. Opin Microbiol. 5, 301-309.

25. Diamant S., Ben-Zvi A.P., Bukau B., Goloubinoff P. 2000. Size-dependent disaggregation of stable protein aggregates by the DnaK chaperone machinery. IIJ. Biol. Chem. 275, 21107-21113.

26. Dougan D.A., Reid B.G., Horwich A.L., Bukau B. 2002. ClpS, a substrate modulator of the ClpAP. machine. IIMol. Cell. 9, 673-683.

27. Dougan D.A., Mogk A., Bukau B. 2002. Protein folding and degradation in bacteria: to degrade or not to degrade? That is the question. // Cell. Mol Life Sci. 59, 1607-1616

28. Dunlap P.V., Greenberg E.P. 1988. Control of Vibrio fischeri lux gene transcription by a cyclic AMP receptor protein-/wx/? protein regulatory circuit // J. Bacteriol. 170, 4040-4046.

29. Eberhard A. 1972. Inhibition and activation of bacterial luciferase synthesis. // J. Bacteriol. 109,1101-1105.

30. Eberhard A., Burlingame A.L., Eberhard C., Kenyon G.L., Nealson K.H., Oppenheimer N.J. 1981. Structural identification of autoinducer of Photobacterium fischeri luciferase // Biochemistry. 20, 2444-2449.

31. Egidius E., Wiik R., • Andersen K,, Hoff K.A., Hjeltnes E. 1986. Vibrio salmonicida sp. nov., a new fish pathogen II Int. J. Syst. Bacteriol. 36, 518-520.

32. Enger O., Husevag B., Goksoyr J. 1989. Presence of the fish pathogen Vibrio salmonicida in fish farm sediments // Appl. Environ. Microbiol. 55, 2815-2818.

33. Egland K.A., Greenberg E.P. 1999. Quorum sensing in Vibrio fischeri: elements of the luxl promoter // Mol. Microbiol. 31,1197-1204.

34. Egland K.A., Greenberg E.P. 2000. Conversion of the Vibrio fischeri transcriptional activator, LuxR, to a repressor. // J. Bacteriol. 182, 805-811.

35. Enger O., Husevag B., Goksoyr J. 1991. Seasonal variation in presence of Vibrio salmonicida and. total bacterial counts in Norwegian fish-farm water // Can. J. Microbiol. 37, 618-623.

36. Engebrecht J., Nealson K., Silverman M. 1983. Bacterial bioluminescence: isolation and genetic analysis of functions from Vibrio fischeri II Cell. 32, 773781.

37. Fang L., Jiang W., Bae W., Inouye M. 1997. Promoter-independent cold-shock induction of cspA and its derepression at 37 degrees C by mRNA stabilization // Mol Microbiol. Jan; 23(2), 355-364.

38. Fayet O., Ziegelhoffer T., Georgopoulos C., 1989. The groES and groEL heat shock gene products of Escherichia coli are essential for bacterial growth at all temperatures. IIJ. Bacteriol. 171, 1379-1385.

39. Feller G., Gerday C. 2003. Microbiol. Psychrophilic enzymes: hot topics in cold adaptation II Nat.Rev. 1, 200-208.

40. Ferbitz L, Maier T, Patzelt H, Bukau B, Deuerling E, Ban N. Trigger factor in complex with the ribosome forms a molecular cradle for nascent proteins. Nature. 2004 Sep 30;431(7008):590-6.

41. Fidopiastis P.M., Sorum H., and Ruby E.G. 1999. Criptic luminescence in the cold-water fish pathogen Vibrio salmonicida II Arch. Microbiol. 171, 205209.

42. Fidopiastis P.M., von Boletzky S., Ruby E.G. 1998. A new niche for Vibrio logei, the predominant light organ symbiont of squids in the genus Sepiola II J. Bacteriol. 180,59-64.

43. Forst S, Dowds B, Boemare N, Stackebrandt E. 1997. Xenorhabdus and Photorhabdus spp.: bugs that kill bugs. // Annu Rev Microbiol.;51:47-72.

44. Forst S, Nealson K. 1996. Molecular biology of the symbiotic-pathogenic bacteria Xenorhabdus spp. and Photorhabdus spp.// Microbiol Rev. 60(1):21-43.

45. Frackman S, Anhalt M, Nealson KH. 1990. Cloning, organization, and expression of the bioluminescence genes of Xenorhabdus luminescens. // J Bacteriol 172(10):5767-73.

46. Fuqua W.C., Winans S.C. 1994. A LuxR-LuxI type regulatory system activates Agrobacterium Ti plasmid conjugal transfer in the presence of a plant tumor metabolite // J. Bacteriol. 176, 2796-2808.

47. Fuqua W.C., Winans S.C., Greenberg E.P. 1994. Quorum sensing in bacteria: the LuxR-LuxI family of cell density-responsive transcriptional regulators // J. Bacteriol. 176,269-275.

48. Fuqua C., Winans S.C., Greenberg E.P. 1996. Census and consensus in bacterial ecosystems: the LuxR-LuxI family of quorum-sensing transcriptional regulators // Annu. Rev. Microbiol. 50, 727-751.

49. Fuqua W.C., Greenberg E.P. 1998. Self perception in bacteria: quorum sensing with acylated homoserine lactones // Curr. Opin. Microbiol. 1, 183189.

50. Fuqua C., Parsek M.R., Grenberg E.P. 2001. Regulation of gene expression by cell-to-cell communication: acyl-homoserine lactone quorum sensing // Annu. Rev. Genet. 35, 439-468.

51. Gaitanaris GA, Vysokanov A, Hung SC, Gottesman ME, Gragerov A. Successive action of Escherichia coli chaperones in vivo. // Mol Microbiol. 1994 Dec;14(5):861-9.

52. Galluzzi L., Karp M. Whole cell strategies based on lux genes for high throughput applications toward new antimicrobials // Comb. Chem. High Throughput Screen. 2006. V. 9. P. 501-514.

53. Garcia-Lara J., Shang L.H., Rothfield L.I. 1996. An extracellular factor regulates expression of sdiA, a transcriptional activator of cell division genes in Escherichia coli II J. Bacteriol. 178, 2742-2748.

54. Gaudu P, Moon N, Weiss B. 1997. Regulation of the soxRS oxidative stress regulon. Reversible oxidation of the Fe-S centers of SoxR in vivo. // J Biol Chem. 272(8):5082-6.

55. Georgopoulos C.P., Hendrix R.W., Casjens S.R., Kaiser A.D. 1973. Host participation in bacteriophage lambda head assembly. // J. Mol. Biol. 76, 43-60.

56. Givskov M., de Nys R., Manefield M., Gram L., Maximilien R., Eberl L., Molin S., Steinberg P.D., Kjelleberg S. 1996. Eukaryotic interference with homoserine lactone-mediated prokaryotic signalling // J Bacteriol. 178, 661822.

57. Glessner A., Smith E.S., Iglewski B.H., Robinson J.P. 1999. Roles of Pseudomonas aeruginosa las and rhl quorum-sensing systems in control of twitching motility // J. Bacteriol. 181, 1623-1629.

58. Goloubinoff P., Mogk A., Ben-Zvi A.P., Tomoyasu T., Bukau B. 1999. Sequential mechanism of solubilization and refolding of stable protein aggregates by a bichaperone network. UProc. Natl. Acad. Sci. USA. 96, 1373213737.

59. Gottesman S., Roche E., Zhou Y., Sauer R.T. 1998. The ClpXP and ClpAP proteases degrade proteins with carboxy-terminal peptide tails added by the SsrA-tagging system. // Gen. Dev. 12, 1338-1347

60. Gottesman S. 1999. Regulation by proteolysis: developmental switches. // Curr. Opin Microbiol. 2, 142-147.

61. Gragerov AI, Martin ES, Krupenko MA, Kashlev MV, Nikiforov VG. Protein aggregation and inclusion body formation in Escherichia coli rpoH mutant defective in heat shock protein induction. // FEBS Lett. 1991 Oct 21;291(2):222-4.

62. Gragerov A, Nudler E, Komissarova N, Gaitanaris GA, Gottesman ME, Nikiforov V. Cooperation of GroEL/GroES and DnaK/DnaJ heat shock proteins in preventing protein misfolding in Escherichia coli. // Proc Natl Acad Sci U S A. 1992 Nov 1;89(21): 10341-4.

63. Gu M.B., Mitchell R.J., Kim B.C. Whole cell-based biosensors for environmental biomonitoring and application // Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 2004. V. 87. P. 268-305.

64. Hankins J.S., Denroche H., Mackie G.A. 2010. Interactions of the RNA-binding protein Hfq with cspA mRNA, encoding the major cold shock protein // J. Bacteriol. 192(10), 2482-90.

65. Han M-J., Yoon S.S., Lee S.Y. 2001. Proteomic analysis of metabolically engineered Escherichia coli producing poly (3-hydroxybutyrate). // J. Bacteriol. 183,301-308.

66. Hartl F.U. 1996. Molecular chaperones in cellular protein folding. //Nature. 381,571-570.

67. Harwood C. S., Bang S.S., Baumann P., and Nealson K.H. 1980. Photobacterium logei sp. nov., nom. rev., Beneckea nereida sp. nov., nom. rev. and Beneckea gasogenes sp. nov., nom. rev. // Int. J. Syst. Bacteriol. 30, 655.

68. Holden M.T., Swift S., Williams P. 2000. New signal molecules on the quorum-sensing block // Trends Microbiol 8, 101-103.

69. Horwich A.L., Apetri A.C., Fenton W.A. 2009 The GroEL/GroES eis cavity as a passive anti-aggregation device. // FEBSLett. 583, 2654-2662.

70. Hoskins J.R., Pak M., Maurizi M.R., Wickner S. 1998. The role of the ClpA chaperone in proteolysis by ClpAP. UProc. Natl. Acad. Sei. USA. 95, 1213512140.

71. Hoskins J.R., Singh S.K., Maurizi M.R., Wickner S. 2000. Protein binding and unfolding by the chaperone ClpA and degradation by the protease ClpAP. UProc. Natl Acad. Sei. USA. 97, 8892-8897

72. Hoskins J.R., Yanagihara K., Mizuuchi K., Wickner S. 2002. ClpAP and ClpXP degrade proteins with tags located in the interior of the primary sequence. UProc. Natl. Acad. Sei. USA. 99, 11037-11042.

73. Ishikawa T., Maurizi M.R., Steven A.C. 2004. The N-terminal substrate-binding domain of ClpA unfoldase is highly mobile and extends axially from the distal surface of ClpAP protease. UJ. Struct. Biol. 146, 180-188.

74. Jenal U., Hengge-Aronis R. 2003. Regulation by proteolysis in bacterial cells. // Curr. Opin. Microbiol. 6, 163-172.

75. Jiang W., Hou Y., Inouye M. 1997. CspA, the major cold-shock protein of Escherichia coli, is an RNA chaperone // J Biol Chem. 3, 272(1), 196-202.

76. Jones B.W., Maruyama A., Ouverney C.C., Nishiguchi M.K. 2007. Spatial and temporal distribution of the Vibrionaceae in coastal waters of Hawaii, Australia, and France // Microb ecol. 54(2), 314-23.

77. Jung Y.H., Yi J.Y., Jung HJ., Lee H.K., Naicker M.C., Uh J.H, Jo I.S., Jung E.J., Im H. 2010. Overexpression of cold shock protein A of Psychromonas arctica KOPRI 22215 confers cold-resistance // Protein J. 29(2), 136-42.

78. Kang P.-J., Craig E.A. 1990. Identification and characterization of a new Escherichia coli gene that is a dosage-dependent suppressor of a dnaK deletion mutation. II J. Bacteriol. 172. 2055-2064.

79. Kiratisin P., Tucker K.D., Passador L. 2002. LasR, a transcriptional activator of Pseudomonas aeruginosa virulence genes, functions as a multimer. // J Bacteriol. 184,4912-9.

80. Koch B., Liljefors T., Persson T., Nielsen J., Kjelleberg S., Givskov M. 2005. The LuxR receptor: the sites of interaction with quorum-sensing signals and inhibitors // Microbiology. 151,3 589-602.

81. Kuts V.V. and Ismailov A.D. 2009. Physiological and Emission Characteristics of the Luminescent Bacterium Photobacterium phosphoreum from the White See II Microbiology, 78, №5, 554-558.

82. Laemmli, U. K. 1970. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 227:680-685.

83. Langer T., Pfeifer G., Martin J., Baumeister W., Hartl F.-U. 1992. Chaperonin-mediated protein folding GroES binds to one end of the GroEL cylinder, which accommodates the protein substrate within its central cavity. IIEMBOJ. 11,4757-4765.

84. Laskowska E., Wawzynow A., Taylor A. 1996. IbpA and IbpB, the new heat-shock proteins, bind to endogenous Escherichia coli proteins aggregated intracellularly by heat shock. HBiochimie. 78, 117-122.

85. Leontieva 0,V., Dementieva E.I., and Ugarova NN (1999). in: Bioluminescence and Chemiluminescence: Perspectives for 21st Century (Roda A., Pazzagli M., Kricka L.G., and Stanley P.E., eds.). John Wiley & Soon., Chichester, pp. 420-424

86. Lesley S.A., Graziano J., Cho C.Y., Knuth M.W., Klock H. E. Gene expression response to misfolded protein as a screen for soluble recombinant protein// Protein Engineering. 2002. - V. 15.-P. 153-160.

87. Lu C., Albano C.R., Bentley W.E., Rao G. Quantitative and kinetic study of oxidative stress regulons using green fluorescent protein // Biotechnol. Bioengineering. 2005. - V. 89. - P. 574-587.

88. Luo Z.Q., Su S., Farrand S.K. 2003. In situ activation of the quorum-sensing transcription factor TraR by cognate and noncognate acyl-homoserine lactone ligands: kinetics and consequences. // JBacteriol. 185, 5665-72.

89. Lutz R., Bujard H. 1997. Independent and tight regulation of transcriptional units in Escherichia coli via the LacR/O, the TetR/O and AraC/Ii-l2 regulatory elements. // Nucleic Acids Research. 25, 1203-1210.

90. Makovets S., Titheradge A.J., Murray N.E. 1998. ClpX and ClpP are essential for the efficient acquisition of genes specifying type IA and IB restriction systems. // Mol. Microbiol. 28, 25-35

91. Mandel M., Higa A, 1970. Calcium dependent bacteriophage DNA infection. // J.Mol.Biol. 53, 154-162.

92. Manefield M., Rasmussen T.B., Henzter M., Andersen J.B., Steinberg P., Kjelleberg S., Givskov M. 2002. Halogenated furanones inhibit quorum sensing through accelerated LuxR turnover // Microbiology. 148, 1119-27.

93. Maniatis T., Fritsch F., Sambrook J. 1989. Molecular cloning: A laboratory Manual // Cold Spring Harbor. N.Y.: Cold Spring Harbor Lab. Press.

94. Manukhov I.V., Eroshnikov G.E., Vyssokikh M.Y., Zavilgelsky G.B. 1999. Folding and refolding of thermolabile and thermostable bacterial luciferases: the role of DnaKJ heatOshock proteins. HFEBS Lett. 448, 265-268.

95. Marketon M.M., Gronquist M.R., Eberhard A., Gonzales J.E. 2002. Characterization of the Sinorhizobium meliloti sinR/sinl locus and the production of novel N-acyl homoserine lactone II J. Bacteriol. 184, 5686-5695.

96. Martinez-Hackert E, Hendrickson WA. Promiscuous substrate recognition in folding and assembly activities of the trigger factor chaperone. Cell. 2009 Sep 4;138(5):923-34.

97. Mayer M.P., Bukau B. 1998. Hsp70 chaperone systems: diversity of cellular functions and mechanism of action. 11 Biol. Chem. 379, 261-268.

98. McKnight S.L., Iglewski B.H., Pesci E.C. 2000. The Pseudomonas quinolone signal regulates rhl quorum sensing' in Pseudomonas aeruginosa II J. Bacteriol. 182, 2702-2708.

99. Meighen E.A: 1991. Molecular biology of bacterial bioluminescence // Microbiol. Rev. 55, 123-142.

100. Meighen EA. 1994. Genetics of bacterial bioluminescence. // Annu Rev Genet. 28:117-39. Review.

101. Miller S.T., Xavier K.B., Campagna S.R., Taga M.E., Semmelhack M.F., Bassler B.L., Hughson F.M. 2004. Salmonella typhimurium recognizes a chemically distinct form of the bacterial quorum-sensing signal AI-2. // Mol. Cell. 15, 677-687.

102. Minogue T.D., Wehland-von Trebra M., Bernhard F., von Bodman S.B. 2002. The autoregulatory role of EsaR, a quorum-sensing regulator in Pantoeastewartii ssp. stewartii: evidence for a repressor function // Mol Microbiol. 44, 1625-1635.

103. Mogk A., Deuerling E., Vorderwwulbecke S., Vierling E., Bukau B. 2003. Small heat shock proteins, ClpB and the DnaK system form a functional trade in reversing protein aggregation. IIMolecular Microbiol. 50, 585-595.

104. Mogk A., Schlieker C., Friedrich K. L., Schonfeld H-J., Vierling E., Bukau B. 2003. Refolding of substrates bound to small Hsps relies on a disaggregation reaction mediated most efficiently by ClpB/DnaK. IIJ.Biol.Chem. 278, 3103331042.

105. Mogk A., Tomoyasa T., Goloubinoff P., Rudiger S., Roder D., Langen H., Bukau B. 1999. Identification of thermolabile Escherichia coli proteins: prevention and reversion of aggregation by DnaK and ClpB. HEMBO J. 18, 6934-6949.

106. Nealson KH, Hastings JW. Bacterial bioluminescence: its control and ecological significance. //Microbiol Rev. 1979 Dec;43(4):496-518

107. Nealson K.H., Hastings J.W. 2006. Quorum sensing on a global scale: massive numbers of bioluminescent bacteria make milky seas // Appl Environ Microbiol. 72(4), 2295-2297.

108. Nealson K.H., Piatt T., Hastings J.W. 1970. Cellular control of the synthesis and activity of the bacterial luminescent system II J. Bacteriol. 104, 313-322.

109. Nelson E.J., Tunsjo H.S., Fidopiastis P.M., Sorum H., Ruby E.G. 2007. A novel lux operon in the cryptically bioluminescent fish pathogen Vibrio salmonicida is associated with virulence // Appl. Environ. Microbiol. 73, 18251833.

110. Ninoshiba T., Nishioka H. Rec-lex test for detecting SOS-inducing activity of environmental genotoxic substances // Mutation Research. 1991. V. 254. P. 71-77.

111. Nicolaus B., Kambourova M., Oner E.T. 2010. Exopolysaccharides from extremophiles: from fundamentals to biotechnology // Environ Technol. 31(10), 1145-1158.

112. Ortega J., Lee H.S., Maurizi M.R., Steven A.C. 2004. ClpA and ClpX ATPases bind simultaneously to opposite ends of ClpP peptidase to form active hybrid complexes. 11 J. Struct. Biol. 146, 217-226.

113. Parry B.R. and Shain D. 2011. Manipulations of AMP metabolic genes increase growth rate and cold tolerance in Escherichia coli: implications for psychrophilic evolution // Mol. Biol. Evol. 28, 2139-2145.

114. Parsek M.R., Greenberg E.P. 2000. Acyl-homoserine lactone quorum sensing in gram negative bacteria: a signaling mechanism involved in associations with higher organisms // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 97, 8789-8791.

115. Patterson S.D., Aebersold R 1995. Mass-spectrometric approaches for the identification of gel-separated proteins. II Electrophoresis. 16, 1791—1814.

116. Pearson J.P., Gray K.M., Passador L., Tucker K.D., Eberhard A., Iglewski B.H., Greenberg E.P. 1994. Structure of the autoinducer required for expression of Pseudomonas aeruginosa virulence genes // Proc. Natl. Ac. Sci USA. 91, 197-200.

117. Pearson J.P., Passador L., Iglewski B.H., Greenberg E.P. 1995. A second N-acylhomoserine lactone signal produced by Pseudomonas aeruginosa II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 92; 1490-1494.

118. Pesci E.C., Iglewski B.H. 1997. The chain of command in Pseudomonas quorum sensing // Trends Microbiol. 5, 132-135.

119. Pesci E.C., Milbank J.B., Pearson J.P., McKnight S., Kende A.S., Greenberg E.P., Iglewski B.H. 1999. Quinolone signaling in the cell-to-cell communication system of Pseudomonas aeruginosa II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 96, 11229-11234.

120. Phadtare S. 2004. Recent developments in bacterial cold-shock response // Curr. Issues Mol. Biol. 6, 125-136.

121. Phadtare S., Inouye M. 2004. Genome-wide transcriptional analysis of the cold shock response in wild-type and cold-sensitive, quadruple-csp-deletion strains of Escherichia coli IIJBacteriol. 186(20), 7007-7014.

122. Piette F., Struvay C., Feller G. The protein folding challenge in psychrophiles: facts and,current issues. // Environ. Microbiol. 2011. V. 13, P. 1924-1933.

123. Prakash S., Matouschek A. 2004. Protein unfolding in the cell. I ¡Trends in Biochem. Sci. 29, 593-600.

124. Qin N., Callahan S.M., Dunlap P.V., Stevens A.M. 2007. Analysis of LuxR regulon gene expression during "Quorum Sensing in Vibrio fischeri II J. Bacteriol. 189,4127-2134

125. Raviol H, Sadish H, Rodriguez F, Mayer MP, Bukau B. 2006. Chaperone network in the yeast cytosol:. HspllO is revealed as an Hsp70 nucleotide exchange factor. IIEMBOJ. 25, 2510-2518.

126. Relina L.I., Gulevsky A.K. 2003. A possible role of molecular chaperones in cold adaptation // Cryo Letters. 24(4), 203-212.

127. Robin S., Togashi D.M., Ryder A.G., Wall J.G. 2009. Trigger factor from the psychrophilic bacterium Psychrobacter frigidicola is a monomeric chaperone // J. Bacteriol. 191, 1162-1168. .!

128. Ruby E.C., McFall-Ngai M.J. 1992. A squid that glows in the night: development of an animal-bacterial mutualism //J. Bacteriol. 174, 4865-4870.

129. Saitou N. & Nei M. 1987. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees // Mol Biol Evol 4, 406-425.

130. Sambrook J., Fritsch F., and Maniatis T. Molecular cloning: a laboratory manual. 2nd ed // Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor.

131. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. 1977. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 74, 5463-5468.

132. Schaffitzel E, Rüdiger S, Bukau B, Deuerling E. Functional dissection of trigger factor and DnaK: interactions with nascent polypeptides and thermally denatured proteins. Biol Chem. 2001 Aug;382(8): 1235-43

133. Schuster M., Lostroh C.P., Ogi T., Greenberg E.P. 2003. Identification, timing, and signal specificity of Pseudomonas aeruginosa quorum-controlled genes: a transcriptome analysis II J. Bacteriol. 185, 2066-2079.

134. Shah I.M, Wolf R.E. 2006. Inhibition of Lon-dependent degradation of the Escerichia coli transcription activator SoxS by interaction with 'soxbox' DNA or RNA polymirase. II Molecular. Microbiology. 60, 199-208.

135. Siddiqui K.S., Cavicchioli R. 2006. Cold-adapted enzymes // Annu. Rev. Biochem. 75, 403-433.

136. Singh S.K., Grimaud R., Hoskins J.R., Wickner S., Maurizi M.R. 2000. Unfolding and internalization of proteins by the ATP-dependent proteases ClpXP and ClpAP. // PNAS USA. 97, 8898-8903.

137. Sitnikov D.M., Schineller J.B., Baldwin T.O. 1996. Control of cell division in Escherichia coli: regulation of transcription of ftsQA involves both rpoS and SdiA-mediated autoinduction // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 93, 336-341.

138. Smith R.S., Iglewski B.H. 2003. P. aeruginosa quorum-sensing systems and virulence // Curr Opin Microbiol. 6, 56-60.

139. Smith R.S., Guyomarc'h S., Mandel T., Reinhardt D., Kuhlemeier C., Prusinkiewicz P. 2006. A plausible model of phyllotaxis. // Proc Natl Acad Sci USA. 103, 1301-6.

140. Starkova NN, Koroleva EP, Rumsh LD, Ginodman LM, Rotanova TV. 1998. Mutations in the proteolytic domain of Escherichia coli protease Lon impair the ATPase activity of the enzyme. // FEBS Lett. 422(2):218-20.

141. Stewart G.S. 1997. Challenging food microbiology from a molecular perspective II Microbiology. 143, 2099-2108.

142. Storz G., Imlay J.A. 1999. Oxidative stress II Curr. Opin. Microbiol. V. 2. P. 188-194.

143. Szittner R, Meighen E. 1990. Nucleotide sequence, expression, and properties of luciferase coded by lux genes from a terrestrial bacterium. // J Biol Chem. Sep 25;265(27):16581-7.

144. Tamura K., Dudley J., Nei M. & Kumar S. 2007. MEGA4: Molecular Evolutionary Genetics Analysis (MEGA) software version 4.0. // Mol Biol Evol 24, 1596-1599.

145. Tatsuta T., Joo D.M., Calendar R., Akiyama Y., Ogura T. 2000. Evidence for an active role of the DnaK chaperone system in the degradation of a .11 FEBS Lett. 478, 271-275.

146. Tchurikov N.A., Chistyakova L.G., Manukhov I.V., Zavilgelsky G.B., Chernov B.K., Golova Yu.B. 2000. Gene-specific silencing by expression of parallel complementary RNA in Escherichia coli II J. Biol. Chem. V.275. '34. P.26523-26529. 5

147. Tomoyasu T., Mogk A., Langen H., Goloubinoff P., Bukau B. 2001. Genetic dissection of the roles of chaperones and proteases in protein folding and degradation in Escherichia coli cytosol. II Molecular. Microbiol. 40, 397-413.

148. Tosco A., Birolo L., Madonna S., Lolli G., Sannia G., Marino G. 2003. GroEL from the psychrophilic bacterium Pseudoalteromonas haloplanktis TAC 125: molecular characterization and gene cloning // Extremophiles. 7(1), 17-28.

149. Tu S.-C., Mager H.L. 1995. Biochemistry of bacterial bioluminescence // Photochem. Photobiol. 62, 615-624.

150. Uh J.H., Jung Y.H., Lee Y.K., Lee H.K., Im H. 2010. Rescue of a cold-sensitive mutant at low temperatures by cold shock proteins from Polaribacter irgensii KOPRI 22228 II J. Microbiol. 48(6), 798-802.

151. Ulitzur S., Dunlop P. 1995. Regulatory circuitry controlling luminescence autoinduction in Vibrio fischeri II Photochem. Photobiol. 62, 625-632.

152. Ulitzur S., Matin A., Fraley C., Meighen E.A. 1997. H-NS protein represses transcription of the lux systems of Vibrio fischeri and other luminous bacteria cloned into Escherichia coli. // Curr. Microbiol. 35, 336-342.

153. Ulitzur S. 1999 //Microbial Ecology and Infectious Disease / Ed. Rosenberg E. Washington: American Society for Microbiology, P. 123-132.

154. Ulitzur S. 1998. H-NS controls the transcription of three promoters of Vibrio fischeri lux cloned in Escherichia coli II J. Biolumin. Chemilumin. 13, 185-188.

155. Ullers RS, Houben EN, Brunner J, Oudega B, Harms N, Luirink J. Sequence-specific interactions of nascent Escherichia coli polypeptides with trigger factor and signal recognition particle. J Biol Chem. 2006 May 19;281(20): 139994005.

156. Ullers RS, Luirink J, Harms N, Schwager F, Georgopoulos C, Genevaux P. SecB is a bona fide generalized chaperone in Escherichia coli. Proc Natl Acad Sci USA. 2004 May 18;101(20):7583-8

157. Urbanczyk H., Ast J.C., Kaeding A.J., Oliver J.D. and Dunlap P.V. 2008. Phylogenetic Analysis of the Incidence of lux Gene Horizontal Transfer in Vibrionaceae // Journal of Bacteriology, 3494-3504.

158. Van Dyk T. K., Majarian W.R., Konstantinov K.B., Young R.M., Dhurjati P.D., LaRossa E.A. Rapid and sensitive pollutant detection by induction of heat-shock gene bioluminescence gene fusion // Appl. Environ. Microbiol. -1994.-V. 60.-P. 1414-1420.

159. Van Dyk T. and Rosson R.A. R.A. LaRossa. 1998. Photorhabdus luminescens luxCDABE promoter probe vectors // Methods in Molecular Biology, 102, 85-95.

160. Vannini A., Volpari C., Gargioli C., Muraglia E., Cortese R., De Francesco R., Neddermann P., Marco S.D. 2002. The crystal structure of the quorum sensing protein TraR bound to its autoinducer and target DNA. // EMBO J. 2; 21,4393-401.

161. Vollmer A.C., Belkin S., Smulski D.R., Van Dyk T.K., LaRossa R.A. Detection of DNA damage by use of Escherichia coli carrying recA'::lux, uvrA'::lux, or alkA'::lux reporter plasmids // Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63. P. 2566-2571. •

162. Wagner V.E., Bushnell D., Passador L., Brooks A.I., Iglewski B.H. 2003. Microarray analysis of Pseudomonas aeruginosa quorum-sensing regulons: effects of growth phase and environment // JBacteriol. 185, 2080-2095.

163. Weber-Ban E.-U., Reid B.G., Miranker A.D., Horwich A.L. 1999. Global unfolding of substrate protein by the HsplOO chaperone ClpA. //Nature. 401, 90-93.

164. Weichart D., Querfurth N., Dreger M., Hengge-Aronis R. 2003. Global role for ClpP-containing proteases in stationary-phase adaptation of Escherichia coli. II J. Bacteriol. 185, 115-125.

165. Weissman J.S., Hohl C., Kovalenko O., Kashi Y., Chen S., Braig K., Saibil H.R., Fenton W.A., Horwich A.L. 1995. Mechanism of GroEL action: productive release of polypeptide from a sequestered position under GroES. 11 Cell 83, 577-587.

166. Whitehead N.A., Barnard A.M., Slater H., Simpson N.J., Salmond G.P.et al., 2001. Quorrum-sensing in Gram-negative bacteria // FEMS Microbiol. Rev. 25, 365-404.

167. Whiteley M., Lee K.M., Greenberg E.P. 1999. Identification of genes controlled by quorum sensing in Pseudomonas aeruginosa II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 96, 13904-13909.

168. Wickner S., Gottesman S., Skowyra D., Hoskins J., McKenney K., Maurizi M.R. 1994. A molecular chaperone, ClpA, functions like DnaK and DnaJ. 11 Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 91, 12218-12222.

169. Xia B., Ke H., Inouye M. 2001. Acquirement of cold sensitivity by quadruple deletion of the cspA family and its suppression by PNPase SI domain in Escherichia coli II Mol Microbiol 40, 179-188.

170. Xi L, Cho KW, Tu SC. 1991. Cloning and nucleotide sequences of lux genes and characterization of luciferase of Xenorhabdus luminescens from a human wound. // J Bacteriol. Feb; 173(4): 1399-405.

171. Yang Q., Han Y., Zhang X.H. 2011. Detection of quorum sensing signal molecules in the family Vibrionaceae II JAppl Microbiol. 110(6), 1438-1448.

172. Yoshimune K., Galkin A., Kulakova L., Yoshimura T., Esaki N. 2005. Cold-active DnaK of an Antarctic psychrotroph Shewanella sp. Ac 10 supporting the growth of dnaK-null mutant of Escherichia coli at cold temperatures // Extremophiles. 9(2), 145-150.

173. Zarubina A.P., Yudina T.P., Danilov V.S., Spiridonov S.F. 1996. // Russ. J. Nematodol. V. 4. P. 103.

174. Zheng M., Wang X., Templeton L. J., Smulski D.R., LaRossaR.A., Storz G. DNA microarray -mediated transcriptional profiling of Escherichia coli response to hydrogen peroxide// J. Bacteriol. 2001. V. 183. P. 4562-4570.

175. Zhu J., Beaber J.W., Moré M.I., Fuqua C., Eberhard A., Winans S.C. 1998. Analogs of the autoinducer 3-oxooctanoyl-homoserine lactone strongly inhibit activity of the TraR protein of Agrobacterium tumefaciens II J Bacteriol. 180, 5398-5405.

176. Zhu J., Winans S.C. 1999. Autoinducer binding by the quorum-sensing regulator TraR increases affinity for target promoters in vitro and decreases TraR turnover rates in whole cells. // Proc Natl Acad Sci USA. 96, 4832-7.

177. Zhu J., Winans S. C. 2001. The quorum-sensing transcriptional regulator TraR requires its cognate signaling ligand for protein folding, protease resistance, and dimerixation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98, 1507-1512.

178. Zhu X, Zhao X, Burkholder WF, Gragerov A, Ogata CM, Gottesman ME, Hendrickson WA. Structural analysis of substrate binding by the molecular chaperone DnaK. // Science. 1996 Jun 14;272(5268):1606-14.

179. Манухов И.В., Дужий Д.Е., Завильгельский Г.Б. 1996. Клонирование генов lux А и lux В Vibrio harveyi и экспрессия биолюминесценции в клетках Escherichia coli и Bacillus subtilis. II Биотехнология (Biotekhnologia). N 1. С. 1-6.

180. Манухов И.В., Завильгельский Г.Б., Данилов B.C., Ерошников Т.Е., Зарубина А.П. 1999. Клонирование /шАВ генов термостабильной люциферазы Photorhabdus luminescens ZM1 в Escherichia coli К12. // Биотехнология. № 1. С. 40-43.

181. Методы общей бактериологии: Пер. с англ./Под ред. Ф. Герхардта и др. — М.: Мир, 1983. — 536 с.

182. Миллер Дж. 1979. Эксперименты в молекулярной генетике. Мир.

183. Завильгельский Г.Б., Манухов И.В. 1994. Ьоп-протеаза участвует в регуляции транскрипции /ш:-оперона Vibrio fischeri II Генетика 30, 337341.

184. Завильгельский Г.Б., Манухов И.В. 1997. Роль Ьа-протеазы в негативном контроле экспрессии luxCDABE генов Vibrio fischeri в клетках Escherichia coli II Молекуляр. биологи. 31, 945-949.

185. Примакова Г.А., Воробьева Т.И., Медведева С.Е., Фиш А.М. 1981. Особенности морфологии и ультраструктуры психрофильных светящихся бактерий // Микробиология 50, 487-493.

186. Расторгуев С.М., Летучая Т.А. Холодий Г.Я., Миндлин С.З., Никифоров В.Г. Завильгельский Г.Б. Антирестрикционная активность металлорегуляторных белков ArsR и MerR. Молекулярная биология. 1999. 33(2):203-6

187. Хмель И.А., Метлицкая А.З. 2006. Quorum sensing регуляция экспрессии генов перспективная модель для создания лекарств против патогенных бактерий // Молекуляр. биология. 40, 195 - 211.

188. Чернова Т.А., Завильгельский Г.Б., 1991. Клонирование генов lux-регулона Vibrio fischeri в клетках Escherichia coli. II Биотехнология. №3 стр 17-19.

189. В заключении хотелось бы выразить большую сердечную благодарность своему Учителю Геннадию Борисовичу Завильгельскому, без которого эта работа была бы невозможной.