Комплексы молекулярного шаперона GroEL с денатурированными белками тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Марченков, Виктор Викторович

• Марченков, Виктор Викторович
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Марченков, Виктор Викторович

Введение.

Обзор литературы.

Глава 1. Проблема самоорганизации белков.

1.1. Равновесные промежуточные состояния белков.

1.1.1. Равновесное промежуточное состояние белков типа "расплавленная глобула".

1.1.2. Равновесное промежуточное состояние "предшественник расплавленной глобулы".

1.1.3. Нативноподобные промежуточные состояния.

1.2. Кинетические промежуточные состояния белков.

1.2.1. Ранние кинетические промежуточные состояния.

1.2.2. Кинетическое промежуточное состояние "расплавленная глобула".

1.2.3. Формирование нативного состояния белка, нативноподобные кинетические промежуточные состояния белков.

Глава 2. Концепция ассистируемой сборки белков. Молекулярные шапероны.

2.1. Шаперонные системы прокариотических и эукариотических клеток.

2.1.1. Семейство малых белков теплового шока (sHSP).

2.1.2. Семейство шаперонов Hsp40.

2.1.3. Семейство шаперонов Hsp60 (шаперонины).

2.1.4. Семейство шаперонов Hsp70.

2.1.5. Семейства шаперонов Hsp90 и HsplOO.

2.1.6. Прочие шапероны.

2.2. Молекулярный шаперон GroEL.

2.2.1. Структура GroEL.

2.2.2. Взаимодействие GroEL с ненативными белками.

2.2.3. Лиганды GroEL.

2.2.4. Модели функционирования GroEL как молекулярного шаперона.

Экспериментальная часть.

Глава 3. Материалы и методы.

3.1. Подготовка препаратов и биохимические методы.

3.1.1. Реактивы.

3.1.2. Выделение и очистка GroEL и GroES.

3.1.3. Белковые препараты.

3.1.4. Получение флуоресцентно-меченых производных белков.

3.1.5. Гель-электрофорез.

3.1.6. Ограниченный трипсинолиз.

3.1.7. Определение эстеразной активности карбоангидразы В.

3.2. Физико-химические методы исследования.

3.2.1. Спектральные измерения.

3.2.2. Определение стехиометрии и констант диссоциации комплексов GroEL с белковыми мишенями.

3.2.3. Дифференциальная сканирующая микрокалориметрия.

3.2.4. Кинетические измерения.

Глава 4. Результаты и обсуждение.

4.1. Взаимодействие GroEL с кинетическими промежуточными состояниями сворачивающихся белков.

4.1.1. Влияние GroEL на кинетику ренатурации белков.

4.1.2. Влияние АТФ и АДФ на кинетику ренатурации белков в присутствии GroEL.

4.1.3. Моделирование сворачивания белка в присутствии GroEL.

4.2. Комплексы GroEL с равновесными промежуточными состояниями белков.

4.2.1. Денатурация белков в нативных для GroEL условиях.

4.2.2. Влияние внешних условий на формирование комплекса GroEL с равновесными промежуточными состояниями белков.

4.2.3. Определение стехиометрических параметров комплексов GroEL с денатурированными белками.

4.2.4. Определение взаимной локализации связанных белковых мишеней на поверхности GroEL.

4.2.5. Влияние лигандов GroEL на взаимодействие шаперонина с равновесными денатурированными состояниями белков.

4.2.6. Влияние белковых субстратов на стабильность и конформацию GroEL

Глава 5. Анализ полученных результатов. Модель сворачивания белка вне комплекса с GroEL.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Комплексы молекулярного шаперона GroEL с денатурированными белками»

Экспериментальные исследования процессов денатурации и ренатурации белков in vitro привели к важному заключению, что вся необходимая и достаточная информация о пространственной структуре белка заключена в его аминокислотной последовательности (см. обзор (Seckler and Jaenicke, 1992)). Однако, исследования процессов жизнедеятельности клетки и сворачивания белков in vivo выявили ряд клеточных компонентов, которые вовлечены либо в катализ процесса сворачивания белков, либо в кинетический контроль распределения вновь синтезированных белков между различными конкурирующими путями сворачивания, ассоциации и агрегации (Gething and Sambrook, 1992; Seckler and Jaenicke, 1992).

К концу 80-х годов сложилось представление, согласно которому определенные белковые факторы могут играть весьма важную роль в процессах формирования и поддержания нативной конформации белка в клетке. На основе имевшихся данных Эллисом (Ellis, 1987) была сформулирована идея ассистируемой самоорганизации белков в противоположность спонтанной. Эта концепция предполагает, что, хотя сворачивание белков является спонтанным процессом, существуют критические стадии, на которых участие специальных клеточных факторов может оказаться необходимым. Роль таких факторов, названных молекулярными шаперонами, состоит в обеспечении оптимальных условий для протекания процесса сворачивания белков путем устранения «помех» или «неадекватных контактов».

Шапероны входят в состав большого семейства белков теплового шока (heat shock proteins (hsp)), синтез которых в клетке значительно увеличивается в ответ на тепловой шок или другие виды клеточных стрессов (Lindquist and Craig, 1988). Вместе с тем, и при нормальных условиях большинство белков этого семейства синтезируются довольно интенсивно. Широкий диапазон функций этих белков включает стабилизацию промежуточных конформаций в процессе созревания белков in vivo, ассистирование сборки олигомерных комплексов, участие в трансмембранном транспорте белков и деградации короткоживущих белков цитозоля (Gething and Sambrook, 1992), а также предотвращение летальной неспецифической ассоциации белков в стрессовых для клетки условиях (Lindquist and Craig, 1988).

Одним из наиболее полно исследованных молекулярных шаперонов является 14-ти субъединичный белок теплового шока клеток Е. coli GroEL, представитель семейства шаперонинов, обнаруженных в эубактериях, митохондриях и хлоропластах (Hemmingsen et al., 1988; Hendrix, 1979; Kusukawa et al., 1989). GroEL взаимодействует с ненативными конформационными состояниями различных белков, предотвращая их неправильное сворачивание и агрегацию, и обладает слабой АТФ-азной активностью (Ellis, 1987; Gething and Sambrook, 1992; Martin et al., 1991; Viitanen et al., 1992). Свою функцию GroEL выполняет с использованием лигандов: ионов К и

Mg", АТФ, АДФ, и гомогептамерного белка GroES (Ellis, 1987; Gething and Sambrook, 1992; Martin et al., 1991; Xu et al., 1997).

Настоящая работа посвящена исследованию закономерностей взаимодействия шаперонина GroEL (hsp60) с денатурированными белками и влияния на это взаимодействие его лигандов in vitro. В работе исследовано взаимодействие GroEL с широким спектром полипептидных цепей, не имеющих жесткой пространственной структуры. В качестве белковых мишеней GroEL были использованы как кинетические промежуточные состояния, накапливающиеся в процессе ренатурации ряда белков, так и термодинамически стабильные промежуточные состояния, полученные денатурацией белков в нативных для GroEL условиях.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Марченков, Виктор Викторович

выводы

1. Предложена универсальная модель функционирования GroEL в качестве молекулярного шаперона, которая не имеет ограничений на количество и размер связываемых белковых субстратов и предполагает их сворачивание в свободном состоянии вне комплекса с GroEL.

2. Определены внешние условия, необходимые для прочного связывания GroEL с денатурированными белками: значения рН от 7 до 9, наличие физиологической ионной силы раствора (не менее 100 мМ NaCl) либо небольших концентраций двухвалентных катионов (1мМ-5мМ).

3. Связывание белковых мишеней стабилизирует структуру GroEL по отношению к действию повышенной температуры и протеаз.

4. Шаперонин GroEL связывает белки, находящиеся в ранних кинетических промежуточных состояниях, и блокирует их сворачивание. Сворачивание белковых мишеней происходит в свободном состоянии, после их диссоциации из комплекса с шаперонином.

5. GroEL связывает как минимум две молекулы белковой мишени. Лиганды GroEL ослабляют сродство к денатурированным белкам с эффективностью, увеличивающейся в ряду АДФ < АТФ < АДФ-GroES < АТФ-GroES.

Хочу выразить глубочайшую признательность своему научному руководителю, Геннадию Васильевичу Семисотнову, за переданные мне знания и опыт, терпение и помощь в подготовке диссертационной работы.

Искренне благодарю Ивана Андреевича Кашпарова и Наталью Яковлевну Кашпарову, своих первых наставников в Институте белка.

Особую благодарность за помощь и совместную работу хочу высказать сотрудникам Института белка: Нине Владимировне Котовой, Светлане Юрьевне Марченковой, Оксане Валериановне Галзитской, Алексею Константиновичу Сурину, Богдану Степановичу Мельнику, Наталии Юрьевне Марченко, Татьяне Николаевне Мельник, Александру Александровичу Тимченко.

Отдельную благодарность хочу выразить заведующему лабораторией Физики белка ИБ РАН Алексею Витальевичу Финкельштейну за обсуждение полученных результатов и ценные рекомендации по их представлению.

Благодарю всех сотрудников Института белка РАН, и особенно коллег из лаборатории Физики белка, за внимание, помощь и поддержку.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Полученные в работе результаты и анализ литературных данных по структурным и биохимическим аспектам функционирования шаперонина GroEL позволяет поставить под сомнение универсальность модели сворачивания белков во внутренней полости шаперонинов. Хотя такая изоляция сворачивающейся белковой молекулы и представляется привлекательной для предотвращения нежелательных контактов белков, находящихся в сильно «гидрофобных» промежуточных состояниях, друг с другом, эта модель не может объяснить слишком много экспериментальных фактов. Предложенная нами модель, предполагающая наличие в различной степени вероятных актов связывания белковых мишеней с шаперонином и диссоциации с его поверхности, а также спонтанное сворачивание белка в свободном состоянии, сводит функцию шаперонинов к «удержанию» около себя сильно «гидрофобных» промежуточных состояний белков и, тем самым, к понижению концентрации этих состояний в растворе, что должно существенно понижать вероятность их неспецифической ассоциации. Лиганды шаперонинов понижают их сродство к ненативным полипептидным цепям, предотвращая формирование «долгоживущих» комплексов, которые не выгодны для быстрого восстановления клеточных процессов после стресса. Можно предположить, что кольцевая организация олигомерной структуры шаперонинов предназначена не столько для образования обширной внутренней полости, сколько для формирования множественных «гидрофобных» центров связывания, чтобы удержать на себе большие молекулы денатурированных белков. Кроме того, шаперонины должны «защищать» себя самих от неспецифической ассоциации по этим «гидрофобным» центрам. Возможно, именно поэтому они эволюционировали как олигомерные сильно заряженные при нейтральных рН комплексы, обладающие хорошей растворимостью даже при больших концентрациях. Дальнейшее изучение свойств как мономерных, так и олигомерных шаперонов из различных организмов позволит более определённо выяснить механизм их участия в процессах созревания и транспорта белковых молекул в клетке.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Марченков, Виктор Викторович, 2007 год

1. Кантор Ч и ШиммелП. Биофизическая химия. Т. 3. 1985. Москва. «Мир»

2. Котова Н В и Семисотнов Г. В. Сворачивание глобулярных белков in vitro. Успехи биологической химии. 1998. Т. 38, С. 199-223.

3. Лакович Дж. Основы флуоресцентной спектроскопии. 1986. Москва. «Мир».

4. Марченков В. В., Марченко Н. Ю., Марченкова С. Ю., Семисотнов Г. В. Молекулярные шаперонины прокариотических и эукариотических клеток. Успехи биологической химии. 2006. Т. 46, С. 279-302.

5. Птицын О.Б. Стадийный механизм самоорганизации белковых молекул. Докл АН СССР. 1973. Т. 210. С. 1213-1215.

6. Сурин А. К., Котова Н. В., Марченкова С. Ю., Марченков В. В., Семисотнов Г. В. Мономерная форма молекулярного шаперона GroEL: структура, стабильность и олигомеризация. Биоорганическая химия. 1999, Т. 25, N5, С. 358-365.

7. Ahner, A., Whyte, F. M., & Brodsky, J. L. Distinct but overlapping functions of Hsp70, Hsp90, and an Hsp70 nucleotide exchange factor during protein biogenesis in yeast. Arch.Biochem.Biophys. 2005. v. 435(1), p. 32-41.

8. Anfinsen, С. B. Principles that govern the folding of protein chains. Science. 1973. v. 181(96), p. 223-230.

9. Aoki, K., Taguchi, H., Shindo, Y., Yoshida, M., Ogasahara, K., Yutani, K., & Tanaka, N. Calorimetric observation of a GroEL-protein binding reaction with little contribution of hydrophobic interaction. J.Biol.Chem. 1997. v. 272(51), p. 32158-32162.

10. Armstrong, J. M., Myers, D. V., Verpoorte, J. A., & Edsall, J. T. Purification and properties of human erythrocyte carbonic anhydrases. J.Biol.Chem. 1966. v. 241(21), p. 5137-5149.

11. Azem, A., Diamant, S., & Goloubinoff, P. Effect of divalent cations on the molecular structure of the GroEL oligomer. Biochemistry. 1994. v. 33(21), p. 6671-6675.

12. Banecki, B. & Zylicz, M. Real time kinetics of the DnaK/DnaJ/GrpE molecular chaperone machine action. J.Biol.Chem. 1996. v. 271(11), p. 6137-6143.

13. Barrick, D. & Baldwin, R. L. Three-state analysis of sperm whale apomyoglobin folding. Biochemistry. 1993. v. 32(14), p. 3790-3796.

14. Beatrix, B, Sakai, H, & Wiedmann, M. The alpha and beta subunit of the nascent polypeptide-associated complex have distinct functions. J.Biol.Chem. 2000. v. 275(48), p. 37838-37845.

15. Bhattacharyya, A. M. & Horowitz, P. M. The aggregation state of rhodanese during folding influences the ability of GroEL to assist reactivation. J.Biol.Chem. 2001. v. 276(31), p. 28739-28743.

16. Blaha, G, Wilson, D. N, Stoller, G, Fischer, G, Willumeit, R., & Nierhaus, К. H. Localization of the trigger factor binding site on the ribosomal 50S subunit. J.MoLBiol. 2003. v. 326(3), p. 887-897.

17. Bochkareva, E. S, Lissin, N. M, Flynn, G. C, Rothman, J. E, & Girshovich, A. S. Positive cooperativity in the functioning of molecular chaperone GroEL. J.Biol.Chem. 1992. v. 267(10), p. 6796-6800.

18. Bochkareva, E. S, Lissin, N. M, & Girshovich, A. S. Transient association of newly synthesized unfolded proteins with the heat-shock GroEL protein. Nature. 1988. v. 336(6196), p. 254-257.

19. Boisvert, D. C, Wang, J, Otwinowski, Z, Horwich, A. L., & Sigler, P. B. The 2.4 A crystal structure of the bacterial chaperonin GroEL complexed with ATP gamma S. Nat.Struct.Biol. 1996. v. 3(2), p. 170-177.

20. Bova, M. P., Ding, L. L., Horwitz, J., & Fung, В. K. Subunit exchange of alphaA-crystallin. J.Biol.Chem. 1997. v. 272(47), p. 29511-29517.

21. Braig, K., Adams, P. D., & Brunger, A. T. Conformational variability in the refined structure of the chaperonin GroEL at 2.8 A resolution. Nat.Struct.Biol. 1995. v. 2(12), p. 1083-1094.

22. Braig, К., Otwinowski, Z., Hegde, R., Boisvert, D. C., Joachimiak, A., Horwich, A. L., & Sigler, P. B. The crystal structure of the bacterial chaperonin GroEL at 2.8 A. Nature. 1994. v. 371(6498), p. 578-586.

23. Braig, K., Simon, M., Furuya, F., Hainfeld, J. F., & Horwich, A. L. A polypeptide bound by the chaperonin groEL is localized within a central cavity. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 1993. v. 90(9), p. 3978-3982.

24. Brinker, A., Pfeifer, G., Kerner, M. J., Naylor, D. J., Hartl, F. U., & Hayer-Hartl, M. Dual function of protein confinement in chaperonin-assisted protein folding. Cell. 2001. v. 107(2), p. 223-233.

25. Buchner, J., Ehrnsperger, M., Gaestel, M., & Walke, S. Purification and characterization of small heat shock proteins. Methods Enzymol. 1998. v. 290 339-349.

26. Bukau, B. & Horwich, A. L. The Hsp70 and Hsp60 chaperone machines. Cell. 1998. v. 92(3), p. 351-366.

27. Burston, S. G., Ranson, N. A., & Clarke, A. R. The origins and consequences of asymmetry in the chaperonin reaction cycle. J.Mol.Biol. 1995. v. 249(1), p. 138-152.

28. Cai, H., Wang, С. C., & Tsou, C. L. Chaperone-like activity of protein disulfide isomerase in the refolding of a protein with no disulfide bonds. J.Biol.Chem. 1994. v. 269(40), p. 24550-24552.

29. Callender, R. H., Dyer, R. В., Gilmanshin, R., & Woodruff, W. H. Fast events in protein folding: the time evolution of primary processes. Annu.Rev.Phys. Chem. 1998. v. 49 173-202.

30. Cashikar, A. G., Duennwald, M. L., & Lindquist, S. L. A chaperone pathway in protein disaggregation: Hsp26 alters the nature of protein aggregates to facilitate reactivation by Hspl04. J.Biol.Chem. 2005.

31. Chandrasekhar, G. N., Tilly, K., Woolford, C., Hendrix, R., & Georgopoulos, C. Purification and properties of the groES morphogenetic protein of Escherichia coli. J.Biol.Chem. 1986. v. 261(26), p. 12414-12419.

32. Chaudhuri, Т. K., Farr, G. W., Fenton, W. A., Rospert, S., & Horwich, A. L. GroEL/GroES-mediated folding of a protein too large to be encapsulated. Cell. 2001. v. 107(2), p. 235-246.

33. Cheetham, M. E. & Caplan, A. J. Structure, function and evolution of DnaJ: conservation and adaptation of chaperone function. Cell Stress. Chaperones. 1998. v. 3(1), p. 28-36.

34. Chen, H., Zhou, X., & Ou-Yang, Z. C. Secondary-structure-favored hydrophobic-polar lattice model of protein folding. Phys.Rev.E.Stat.Nonlin.Soft.Matter Phys. 2001. v. 64(4 Pt 1), p. 041905.

35. Chen, L. & Sigler, P. B. The crystal structure of a GroEL/peptide complex: plasticity as a basis for substrate diversity. Cell. 1999. v. 99(7), p. 757-768.

36. Cintron, N. S. & Toft, D. Defining the requirements for Hsp40 and Hsp70 in the Hsp90 chaperone pathway. J.Biol.Chem. 2006. v. 281(36), p. 26235-26244.

37. Collier, D. N. SecB: a molecular chaperone of Escherichia coli protein secretion pathway. Adv.Protein Chem. 1993. v. 44 151-193.

38. Coyle, J. E., Texter, F. L., Ashcroft, A. E., Masselos, D., Robinson, С. V., & Radford, S. E. GroEL accelerates the refolding of hen lysozyme without changing its folding mechanism. Nat.Struct.Biol. 1999. v. 6(7), p. 683-690.

39. Cyr, D. M. Cooperation of the molecular chaperone Ydj 1 with specific Hsp70 homologs to suppress protein aggregation. FEBS Lett. 1995. v. 359(2-3), p. 129-132.

40. Cyr, D. M. & Douglas, M. G. Differential regulation of Hsp70 subfamilies by the eukaryotic DnaJ homologue YDJ1. J.Biol.Chem. 1994. v. 269(13), p. 97989804.

41. Dekker, P. J. & Pfanner, N. Role of mitochondrial GrpE and phosphate in the ATPase cycle of matrix Hsp70. J.Mol.Biol. 1997. v. 270(3), p. 321-327.

42. Dolgikh, D. A., Gilmanshin, R. I., Brazhnikov, E. V., Bychkova, V. E., Semisotnov, G. V., Venyaminov, S. Y., & Ptitsyn, О. B. Alpha-Lactalbumin: compact state with fluctuating tertiary structure? FEBS Lett. 1981. v. 136(2), p. 311-315.

43. Ehrnsperger, M., Gaestel, M., & Buchner, J. Analysis of chaperone properties of small Hsp's. Methods Mol.Biol. 2000. v. 99 421-429.

44. Ehrnsperger, M., Graber, S., Gaestel, M., & Buchner, J. Binding of non-native protein to Hsp25 during heat shock creates a reservoir of folding intermediates for reactivation. EMBOJ. 1997. v. 16(2), p. 221-229.

45. Ehrnsperger, M., Lilie, H., Gaestel, M., & Buchner, J. The dynamics of Hsp25 quaternary structure. Structure and function of different oligomeric species. J.Biol.Chem. 1999. v. 274(21), p. 14867-14874.

46. Ellis, J. Proteins as molecular chaperones. Nature. 1987. v. 328(6129), p. 378379.

47. Ewalt, К. L., Hendrick, J. P., Houry, W. A., & Hartl, F. U. In vivo observation of polypeptide flux through the bacterial chaperonin system. Cell. 1997. v. 90(3), p. 491-500.

48. Farr, G. W„ Fenton, W. A., Chaudhuri, Т. K., Clare, D. K., Saibil, H. R., & Horwich, A. L. Folding with and without encapsulation by cis- and trans-only GroEL-GroES complexes. EMBOJ. 2003. v. 22(13), p. 3220-3230.

49. Fayet, O., Ziegelhoffer, Т., & Georgopoulos, C. The groES and groEL heat shock gene products of Escherichia coli are essential for bacterial growth at all temperatures. J.Bacteriol 1989. v. 171(3), p. 1379-1385.

50. Fenton, W. A. & Horwich, A. L. GroEL-mediated protein folding. Protein Sci. 1997. v. 6(4), p. 743-760.

51. Fenton, W. A., Kashi, Y., Furtak, K., & Horwich, A. L. Residues in chaperonin GroEL required for polypeptide binding and release. Nature. 1994. v. 371(6498), p. 614-619.

52. Ferbitz, L., Maier, Т., Patzelt, H., Bukau, В., Deuerling, E., & Ban, N. Trigger factor in complex with the ribosome forms a molecular cradle for nascent proteins. Nature. 2004. v. 431(7008), p. 590-596.

53. Freedman, R. В., Hillson, D. A., & Creighton, Т. E. Disulphide-bound formation in protein folding catalysed by highly-purified protein disulphide-isomerase. Biochem.Soc. Trans. 1981. v. 9(1), p. 78-80.

54. Freeman, В. C. & Morimoto, R. I. The human cytosolic molecular chaperones hsp90, hsp70 (hsc70) and hdj-1 have distinct roles in recognition of a non-native protein and protein refolding. EMBO J. 1996. v. 15(12), p. 2969-2979.

55. Gebauer, M., Melki, R., & Gehring, U. The chaperone cofactor Hop/p60 interacts with the cytosolic chaperonin-containing TCP-1 and affects its nucleotide exchange and protein folding activities. J.Biol.Chem. 1998. v. 273(45), p. 29475-29480.

56. Genevaux, P., Keppel, F., Schwager, F., Langendijk-Genevaux, P. S., Hartl, F. U., & Georgopoulos, C. In vivo analysis of the overlapping functions of DnaK and trigger factor. EMBO Rep. 2004. v. 5(2), p. 195-200.

57. Georgopoulos, C. P., Hendrix, R. W., Casjens, S. R., & Kaiser, A. D. Host participation in bacteriophage lambda head assembly. J.Mol.Biol. 1973. v. 76(1), p. 45-60.

58. Gething, M. J. & Sambrook, J. Protein folding in the cell. Nature. 1992. v. 355(6355), p. 33-45.

59. Gilmanshin, R. I. & Ptitsyn, О. B. An early intermediate of refolding alpha-lactalbumin forms within 20 ms. FEBS Lett. 1987. v. 223(2), p. 327-329.

60. Goldberg, M. E., Semisotnov, G. V., Friguet, В., Kuwajima, K., Ptitsyn, О. В., & Sugai, S. An early immunoreactive folding intermediate of the tryptophan synthease beta 2 subunit is a 'molten globule'. FEBS Lett. 1990. v. 263(1), p. 51-56.

61. Goloubinoff, P., Christeller, J. Т., Gatenby, A. A., & Lorimer, G. H. Reconstitution of active dimeric ribulose bisphosphate carboxylase from an unfoleded state depends on two chaperonin proteins and Mg-ATP. Nature. 1989. v. 342(6252), p. 884-889.

62. Gomez-Puertas, P., Martin-Benito, J., Carrascosa, J. L., Willison, K. R., & Valpuesta, J. M. The substrate recognition mechanisms in chaperonins. J.Mol.Recognit. 2004. v. 17(2), p. 85-94.

63. Goto, Y., Calciano, L. J., & Fink, A. L. Acid-induced folding of proteins. Proc.Natl.Acad.Sci. U.S.A. 1990a. v. 87(2), p. 573-577.

64. Goto, Y., Takahashi, N., & Fink, A. L. Mechanism of acid-induced folding of proteins. Biochemistry. 1990b. v. 29(14), p. 3480-3488.

65. Grallert, H., Rutkat, K., & Buchner, J. Limits of protein folding inside GroE complexes. J.Biol.Chem. 2000. v. 275(27), p. 20424-20430.

66. Grantham, J., Llorca, O., Valpuesta, J. M., & Willison, K. R. Partial occlusion of both cavities of the eukaryotic chaperonin with antibody has no effect upon the rates of beta-actin or alpha-tubulin folding. J.Biol.Chem. 2000. v. 275(7), p. 4587-4591.

67. Grbovic, О. M., Basso, A. D., Sawai, A., Ye, Q., Friedlander, P., Solit, D., & Rosen, N. V600E B-Raf requires the Hsp90 chaperone for stability and is degraded in response to Hsp90 inhibitors. Proc.Natl.Acad.Sci. U.S.A. 2006. v. 103(1), p. 57-62.

68. Gross, M., Robinson, С. V., Mayhew, M., Hartl, F. U., & Radford, S. E. Significant hydrogen exchange protection in GroEL-bound DHFR is maintained during iterative rounds of substrate cycling. Protein Sci. 1996. v. 5(12), p. 2506-2513.

69. Gu, L., Abulimiti, A., Li, W., & Chang, Z. Monodisperse Hsp 16.3 nonamer exhibits dynamic dissociation and reassociation, with the nonamer dissociation prerequisite for chaperone-like activity. J.Mol.Biol. 2002. v. 319(2), p. 517526.

70. Hansen, J. E. & Gafni, A. Fluorescence detection of conformational changes in GroEL induced by thermal switching and nucleotide binding. J.Biol.Chem. 1994. v. 269(9), p. 6286-6289.

71. Hartl, F. U. Protein folding. Secrets of a double-doughnut. Nature. 1994. v. 371(6498), p. 557-559.

72. Hartl, F. U. & Martin, J. Molecular chaperones in cellular protein folding. Curr.Opin.Struct.Biol. 1995. v. 5(1), p. 92-102.

73. Hayer-Hartl, M. K., Ewbank, J. J., Creighton, Т. E., & Hartl, F. U. Conformational specificity of the chaperonin GroEL for the compact folding intermediates ofalpha-lactalbumin. EMBOJ. 1994. v. 13(13), p. 3192-3202.

74. Hemmingsen, S. M., Woolford, C., van, d., V, Tilly, K., Dennis, D. Т., Georgopoulos, C. P., Hendrix, R. W., & Ellis, R. J. Homologous plant and bacterial proteins chaperone oligomeric protein assembly. Nature. 1988. v. 333(6171), p. 330-334.

75. Hendrix, R. W. Purification and properties of groE, a host protein involved in bacteriophage assembly. J.Mol.Biol. 1979. v. 129(3), p. 375-392.

76. Herendeen, S. L., VanBogelen, R. A., & Neidhardt, F. C. Levels of major proteins of Escherichia coli during growth at different temperatures. J.Bacteriol. 1979. v. 139(1), p. 185-194.

77. Horwich, A. L., Low, К. В., Fenton, W. A., Hirshfield, I. N., & Furtak, K. Folding in vivo of bacterial cytoplasmic proteins: role of GroEL. Cell. 1993. v. 74(5), p. 909-917.

78. Houry, W. A., Frishman, D., Eckerskorn, C., Lottspeich, F., & Hartl, F. U. Identification of in vivo substrates of the chaperonin GroEL. Nature. 1999. v. 402(6758), p. 147-154.

79. Houry, W. A., Sauder, J. M., Roder, H., & Scheraga, H. A. Definition of amide protection factors for early kinetic intermediates in protein folding. Proc.Natl.Acad.Sci. U.S.A. 1998. v. 95(8), p. 4299-4302.

80. Hunt, J. F., Weaver, A. J., Landry, S. J., Gierasch, L., & Deisenhofer, J. The crystal structure of the GroES co-chaperonin at 2.8 A resolution. Nature. 1996. v. 379(6560), p. 37-45.

81. Ishii, N., Taguchi, H., Sasabe, H., & Yoshida, M. Folding intermediate binds to the bottom of bullet-shaped holo-chaperonin and is readily accessible to antibody. J.Mol.Biol. 1994. v. 236(3), p. 691-696.

82. Ivankov, D. N. & Finkelstein, A. V. Prediction of protein folding rates from the amino acid sequence-predicted secondary structure. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 2004. v. 101(24), p. 8942-8944.

83. Jacob, M., Holtermann, G., Perl, D., Reinstein, J., Schindler, Т., Geeves, M. A., & Schmid, F. X. Microsecond folding of the cold shock protein measured by a pressure-jump technique. Biochemistry. 1999. v. 38(10), p. 2882-2891.

84. Jakob, U., Gaestel, M., Engel, K., & Buchner, J. Small heat shock proteins are molecular chaperones. J.Biol.Chem. 1993. v. 268(3), p. 1517-1520.

85. Jeng, M. F., Englander, S. W., Elove, G. A., Wand, A. J., & Roder, H. Structural description of acid-denatured cytochrome с by hydrogen exchange and 2D NMR. Biochemistry. 1990. v. 29(46), p. 10433-10437.

86. Jennings, P. A. & Wright, P. E. Formation of a molten globule intermediate early in the kinetic folding pathway of apomyoglobin. Science. 1993. v. 262(5135), p. 892-896.

87. Katsumata, К., Okazaki, A., & Kuwajima, K. Effect of GroEL on the refolding kinetics of alpha-lactalbumin. J.Mol.Biol. 1996a. v. 258(5), p. 827-838.

88. Katsumata, K., Okazaki, A., Tsurupa, G. P., & Kuwajima, K. Dominant forces in the recognition of a transient folding intermediate of alpha-lactalbumin by GroEL. J.Mol.Biol 1996b. v. 264(4), p. 643-649.

89. Keiler, К. C., Waller, P. R., & Sauer, R. T. Role of a peptide tagging system in degradation of proteins synthesized from damaged messenger RNA. Science. 1996. v. 271(5251), p. 990-993.

90. Keskin, O., Bahar, I., Flatow, D., Covell, D. G., & Jernigan, R. L. Molecular mechanisms of chaperonin GroEL-GroES function. Biochemistry. 2002. v. 41(2), p. 491-501.

91. Kubota, H., Hynes, G., & Willison, K. The chaperonin containing t-complex polypeptide 1 (TCP-1). Multisubunit machinery assisting in protein folding and assembly in the eukaryotic cytosol. Eur.J.Biochem. 1995. v. 230(1), p. 3-16.

92. Kusukawa, N., Yura, Т., Ueguchi, C., Akiyama, Y., & Ito, K. Effects of mutations in heat-shock genes groES and groEL on protein export in Escherichia coli. EMBO J. 1989. v. 8(11), p. 3517-3521.

93. Kuwajima, K. The molten globule state of alpha-lactalbumin. FASEB J. 1996. v. 10(1), p. 102-109.

94. Kuwajima, K., Semisotnov, G. V., Finkelstein, A. V., Sugai, S., & Ptitsyn, O. B. Secondary structure of globular proteins at the early and the final stages in protein folding. FEBSLett. 1993. v. 334(3), p. 265-268.

95. Kuwajima, К., Yamaya, H., Miwa, S., Sugai, S., & Nagamura, T. Rapid formation of secondary structure framework in protein folding studied by stopped-flow circular dichroism. FEBS Lett. 1987. v. 221(1), p. 115-118.

96. Kuwajima, K., Yamaya, H., & Sugai, S. The burst-phase intermediate in the refolding of beta-lactoglobulin studied by stopped-flow circular dichroism and absorption spectroscopy. J.Mol.Biol. 1996. v. 264(4), p. 806-822.

97. Laemmli, U. K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 1970. v. 227(5259), p. 680-685.

98. Landry, S. J. & Gierasch, L. M. The chaperonin GroEL binds a polypeptide in an alpha-helical conformation. Biochemistry. 1991. v. 30(30), p. 7359-7362.

99. Landry, S. J., Jordan, R., McMacken, R., & Gierasch, L. M. Different conformations for the same polypeptide bound to chaperones DnaK and GroEL. Nature. 1992. v. 355(6359), p. 455-457.

100. Laskey, R. A., Honda, В. M., Mills, A. D., & Finch, J. T. Nucleosomes are assembled by an acidic protein which binds histones and transfers them to DNA. Nature. 1978. v. 275(5679), p. 416-420.

101. Lau, С. K. & Churchich, J. E. Binding of polylysine to GroEL. Inhibition of the refolding of mMDH. Biochim.Biophys.Acta. 1999. v. 1431(2), p. 282-289.

102. Laufen, Т., Mayer, M. P., Beisel, C., Klostermeier, D., Mogk, A., Reinstein, J., & Bukau, B. Mechanism of regulation of hsp70 chaperones by DnaJ cochaperones. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 1999. v. 96(10), p. 5452-5457.

103. Lin, Z., Schwartz, F. P., & Eisenstein, E. The hydrophobic nature of GroEL-substrate binding. J.Biol.Chem. 1995. v. 270(3), p. 1011-1014.

104. Lindquist, S. & Craig, E. A. The heat-shock proteins. Annu.Rev. Genet. 1988. v. 22 631-677.

105. Lissin, N. M., Venyaminov, S. Y., & Girshovich, A. S. (Mg-ATP)-dependent self-assembly of molecular chaperone GroEL. Nature. 1990. v. 348(6299), p. 339-342.

106. Liu, C. & Welsh, M. J. Identification of a site of Hsp27 binding with Hsp27 and alpha B-crystallin as indicated by the yeast two-hybrid system. Biochem.Biophys.Res. Commun. 1999. v. 255(2), p. 256-261.

107. Lu, Z. & Cyr, D. M. Protein folding activity of Hsp70 is modified differentially by the hsp40 co-chaperones Sisl and Ydjl .J.Biol.Chem. 1998. v. 273(43), p. 27824-27830.

108. Luke, M. M., Sutton, A., & Arndt, К. T. Characterization of SIS1, a Saccharomyces cerevisiae homologue of bacterial dnaJ proteins. J.Cell Biol. 1991. v. 114(4), p. 623-638.

109. Makio, Т., Arai, M., & Kuwajima, K. Chaperonin-affected refolding of alpha-lactalbumin: effects of nucleotides and the co-chaperonin GroES. J.Mol.Biol 1999. v. 293(1), p. 125-137.

110. Martin, J., Langer, Т., Boteva, R., Schramel, A., Horwich, A. L., & Hard, F. U. Chaperonin-mediated protein folding at the surface of groEL through a 'molten globule'-like intermediate. Nature. 1991. v. 352(6330), p. 36-42.

111. Martin, J., Mayhew, M., Langer, Т., & Hartl, F. U. The reaction cycle of GroEL and GroES in chaperonin-assisted protein folding. Nature. 1993. v. 366(6452), p. 228-233.

112. Mayhew, M., da Silva, A. C., Martin, J., Erdjument-Bromage, H., Tempst, P., & Hartl, F. U. Protein folding in the central cavity of the GroEL-GroES chaperonin complex. Nature. 1996. v. 379(6564), p. 420-426.

113. McCarty, J. S., Buchberger, A., Reinstein, J., & Bukau, B. The role of ATP in the functional cycle of the DnaK chaperone system. J.Mol.Biol. 1995. v. 249(1), p. 126-137.

114. McClellan, A. J., Scott, M. D., & Frydman, J. Folding and quality control of the VHL tumor suppressor proceed through distinct chaperone pathways. Cell.2005. v. 121(5), p. 739-748.

115. Mendoza, J. A. & Campo, G. D. Ligand-induced conformational changes of GroEL are dependent on the bound substrate polypeptide. J.Biol.Chem. 1996. v. 271(27), p. 16344-16349.

116. Murphy, K. P., Bhakuni, V., Xie, D., & Freire, E. Molecular basis of co-operativity in protein folding. III. Structural identification of cooperative folding units and folding intermediates. J.Mol.Biol. 1992. v. 227(1), p. 293306.

117. Neuweiler, H., Doose, S., & Sauer, M. A microscopic view of miniprotein folding: enhanced folding efficiency through formation of an intermediate. Proc.Natl.Acad.Sci. U.S.A. 2005. v. 102(46), p. 16650-16655.

118. Nishimura, C., Dyson, H. J., & Wright, P. E. Identification of native and non-native structure in kinetic folding intermediates of apomyoglobin. J.Mol.Biol.2006. v. 355(1), p. 139-156.

119. Nishimura, С., Wright, P. E., & Dyson, H. J. Role of the В helix in early folding events in apomyoglobin: evidence from site-directed mutagenesis for native-like long range interactions. J.Mol.Biol. 2003. v. 334(2), p. 293-307.

120. Ohgushi, M. & Wada, A. 'Molten-globule state': a compact form of globular proteins with mobile side-chains. FEBSLett. 1983. v. 164(1), p. 21-24.

121. Pack, C. G., Nishimura, G., Tamura, M., Aoki, K., Taguchi, H., Yoshida, M., & Kinjo, M. Analysis of interaction between chaperonin GroEL and its substrate using fluorescence correlation spectroscopy. Cytometry. 1999. v. 36(3), p. 247-253.

122. Parsell, D. A., Kowal, A. S., Singer, M. A., & Lindquist, S. Protein disaggregation mediated by heat-shock protein Hsp 104. Nature. 1994. v. 372(6505), p. 475-478.

123. Pearl, L. H. & Prodromou, C. Structure, function, and mechanism of the Hsp90 molecular chaperone. Adv.Protein Chem. 2001. v. 59 157-186.

124. Perrett, S., Zahn, R., Stenberg, G., & Fersht, A. R. Importance of electrostatic interactions in the rapid binding of polypeptides to GroEL. J.Mol.Biol. 1997. v. 269(5), p. 892-901.

125. Plaxco, K. W., Simons, К. Т., & Baker, D. Contact order, transition state placement and the refolding rates of single domain proteins. J.Mol.Biol. 1998. v. 277(4), p. 985-994.

126. Potekhin, S. & Pfeil, W. Microcalorimetric studies of conformational transitions of ferricytochrome с in acidic solution. Biophys.Chem. 1989. v. 34(1), p. 55-62.ч

127. Pratt, W. В. & Toft, D. О. Steroid receptor interactions with heat shock protein and immunophilin chaperones. Endocr.Rev. 1997. v. 18(3), p. 306-360.

128. Ptitsyn, О. В., Denesyuk, A. I., Finkelstein, A. V., & Lim, V. I. Prediction of the secondary structure of the L7, LI2 proteins of the E. coli ribosome. FEBS Lett. 1973. v. 34(1), p. 55-57.

129. Ptitsyn, О. В., Pain, R. H., Semisotnov, G. V., Zerovnik, E., & Razgulyaev, О. I. Evidence for a molten globule state as a general intermediate in protein folding. FEBS Lett. 1990. v. 262(1), p. 20-24.

130. Raman, B. & Rao, С. M. Chaperone-like activity and temperature-induced 4 structural changes of alpha-crystallin. J.Biol.Chem. 1997. v. 272(38), p. 2355923564.

131. Randall, L. L., Topping, Т. В., & Hardy, S. J. No specific recognition of leader peptide by SecB, a chaperone involved in protein export. Science. 1990. v. 248(4957), p. 860-863.

132. Ranson, N. A., Dunster, N. J., Burston, S. G., & Clarke, A. R. Chaperonins can catalyse the reversal of early aggregation steps when a protein misfolds. J.Mol.Biol. 1995. v. 250(5), p. 581-586.

133. Richarme, G. & Kohiyama, M. Autostimulation of the DnaK (HSP 70) ATPase of Escherichia coli. FEBS Lett. 1993. v. 322(3), p. 277-279.

134. Richarme, G. & Kohiyama, M. Amino acid specificity of the Escherichia coli « chaperone GroEL (heat shock protein 60). J.Biol.Chem. 1994. v. 269(10), p.7095-7098.

135. Robinson, С. V., Gross, M., Eyles, S. J., Ewbank, J. J., Mayhew, M., Hartl, F. U., Dobson, С. M., & Radford, S. E. Conformation of GroEL-bound alpha-lactalbumin probed by mass spectrometry. Nature. 1994. v. 372(6507), p. 646651.

136. Roder, H., Elove, G. A., & Englander, S. W. Structural characterization of folding intermediates in cytochrome с by H-exchange labelling and proton NMR. Nature. 1988. v. 335(6192), p. 700-704.

137. Roseman, A. M., Chen, S., White, H., Braig, K., & Saibil, H. R. The chaperonin ATPase cycle: mechanism of allosteric switching and movements of substrate-binding domains in GroEL. Cell. 1996. v. 87(2), p. 241-251.

138. Roseman, A. M., Ranson, N. A., Gowen, В., Fuller, S. D., & Saibil, H. R. Structures of unliganded and ATP-bound states of the Escherichia coli chaperonin GroEL by cryoelectron microscopy. J.Struct.Biol. 2001. v. 135(2), p. 115-125.

139. Rothman, J. E. Polypeptide chain binding proteins: catalysts of protein folding and related processes in cells. Cell. 1989. v. 59(4), p. 591-601.

140. Rowley, N., Prip-Buus, C., Westermann, В., Brown, C., Schwarz, E., Barrell, В., & Neupert, W. Mdjlp, a novel chaperone of the DnaJ family, is involved in mitochondrial biogenesis and protein folding. Cell. 1994. v. 77(2), p. 249-259.

141. Rudiger, S., Germeroth, L., Schneider-Mergener, J., & Bukau, B. Substrate specificity of the DnaK chaperone determined by screening cellulose-bound peptide libraries. EMBO J. 1997. v. 16(7), p. 1501-1507.

142. Schmid, D., Baici, A., Gehring, H., & Christen, P. Kinetics of molecular chaperone action. Science. 1994. v. 263(5149), p. 971-973.

143. Schmidt, M., Rutkat, K., Rachel, R., Pfeifer, G., Jaenicke, R., Viitanen, P., Lorimer, G., & Buchner, J. Symmetric complexes of GroE chaperonins as part of the functional cycle. Science. 1994. v. 265(5172), p. 656-659.

144. Scholz, С., Mucke, M., Rape, M., Pecht, A., Pahl, A., Bang, H., & Schmid, F. X. Recognition of protein substrates by the prolyl isomerase trigger factor is independent of proline residues. J.Mol.Biol. 1998. v. 277(3), p. 723-732.

145. Seckler, R. & Jaenicke, R. Protein folding and protein refolding. FASEB J. 1992. v. 6(8), p. 2545-2552.

146. Semisotnov, G. V., Kutyshenko, V. P., & Ptitsyn, О. B. Intramolecular mobility of a protein in a "molten globule" state. A study of carbonic anhydrase by 1H-NMR., Mol.Biol.(Mosk). 1989. v. 23(3), p. 808-815.

147. Semisotnov, G. V., Rodionova, N. A., Kutyshenko, V. P., Ebert, В., Blanck, <V J-> & Ptitsyn, О. B. Sequential mechanism of refolding of carbonic anhydrase

148. B. FEBS Lett. 1987. v. 224(1), p. 9-13.

149. Semisotnov, G. V., Uversky, V. N., Sokolovsky, I. V., Gutin, A. M., Razgulyaev, О. I., & Rodionova, N. A. Two slow stages in refolding of bovine carbonic anhydrase В are due to proline isomerization. J.Mol.Biol. 1990. v. 213(3), p. 561-568.

150. Shastry, M. C., Luck, S. D., & Roder, H. A continuous-flow capillary mixing ■f method to monitor reactions on the microsecond time scale. Biophys.J. 1998. v.74(5), p. 2714-2721.

151. Shi, Y. Y., Hong, X. G., & Wang, С. C. The C-terminal (331-376) sequence of Escherichia coli DnaJ is essential for dimerization and chaperone activity: a small angle X-ray scattering study in solution. J.Biol.Chem. 2005. v. 280(24), p. 22761-22768.

152. Siegers, K., Waldmann, Т., Leroux, M. R., Grein, K., Shevchenko, A., Schiebel, E., & Hartl, F. U. Compartmentation of protein folding in vivo:sequestration of non-native polypeptide by the chaperonin-GimC system. EMBOJ. 1999. v. 18(1), p. 75-84.

153. Sosnick, T. R., Shtilerman, M. D., Mayne, L., & Englander, S. W. Ultrafast signals in protein folding and the polypeptide contracted state. Proc.Natl.Acad.Sci. U.S.A. 1997. v. 94(16), p. 8545-8550.

154. Spreter, Т., Pech, M., & Beatrix, B. The crystal structure of archaeal nascent polypeptide-associated complex (NAC) reveals a unique fold and the presence of a ubiquitin-associated domain. J.Biol.Chem. 2005. v. 280(16), p. 1584915854.

155. Staniforth, R. A., Burston, S. G., Atkinson, Т., & Clarke, A. R. Affinity of chaperonin-60 for a protein substrate and its modulation by nucleotides and chaperonin-10. Biochem.J. 1994. v. 300 (Pt 3) 651-658.

156. Sternberg, N. Properties of a mutant of Escherichia coli defective in bacteriophage lambda head formation (groE). I. Initial characterization. J.Mol.Biol. 1973a. v. 76(1), p. 1-23.

157. Sternberg, N. Properties of a mutant of Escherichia coli defective in bacteriophage lambda head formation (groE). II. The propagation of phage lambda. J.Mol.Biol. 1973b. v. 76(1), p. 25-44.

158. Sun, Y. & Macrae, Т. H. The small heat shock proteins and their role in human disease. FEBSJ. 2005. v. 272(11), p. 2613-2627.

159. Surin, A. K., Kotova, N. V., Kashparov, I. A., Marchenkov, V. V., Marchenkova, S. Y., & Semisotnov, G. V. Ligands regulate GroEL thermostability. FEBS Lett. 1997a. v. 405(3), p. 260-262.

160. Surin, А. К., Kotova, N. V., Marchenkova, S. I., Sokolovskii, I. V., Rodionova, N. A., Iaklichkin, S. I., & Semisotnov, G. V. Denatured transitions of the molecular chaperone GroEL from Escherichia coli. Bioorg.Khim. 1997b. v. 23(4), p. 251-256.

161. Szabo, A., Korszun, R., Hartl, F. U., & Flanagan, J. A zinc finger-like domain of the molecular chaperone DnaJ is involved in binding to denatured protein substrates. EMBOJ. 1996. v. 15(2), p. 408-417.

162. Szabo, A., Langer, Т., Schroder, H., Flanagan, J., Bukau, В., & Hartl, F. U. The ATP hydrolysis-dependent reaction cycle of the Escherichia coli Hsp704 system DnaK, DnaJ, and GrpE. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 1994. v. 91(22), p.10345-10349.

163. Tanford, C. Protein denaturation. Adv.Protein Chem. 1968. v. 23 121-282.

164. Tang, W. & Wang, С. C. Zinc fingers and thiol-disulfide oxidoreductase activities of chaperone DnaJ. Biochemistry. 2001. v. 40(49), p. 14985-14994.

165. Todd, M. J., Viitanen, P. V., & Lorimer, G. H. Hydrolysis of adenosine 5-triphosphate by Escherichia coli GroEL: effects of GroES and potassium ion. Biochemistry. 1993. v. 32(33), p. 8560-8567.

166. Todd, M. J., Viitanen, P. V., & Lorimer, G. H. Dynamics of the chaperonin ATPase cycle: implications for facilitated protein folding. Science. 1994. v. 265(5172), p. 659-666.

167. Trent, J. D., Nimmesgern, E., Wall, J. S., Hartl, F. U., & Horwich, A. L. A molecular chaperone from a thermophilic archaebacterium is related to the eukaryotic protein t-complex polypeptide-1. Nature. 1991. v. 354(6353), p. 490-493.

168. Tsurupa, G. P., Ikura, Т., Makio, Т., & Kuwajima, K. Refolding kinetics of staphylococcal nuclease and its mutants in the presence of the chaperonin GroEL. J.Mol.Biol. 1998. v. 277(3), p. 733-745.

169. Uversky, V. N. Use of fast protein size-exclusion liquid chromatography to study the unfolding of proteins which denature through the molten globule. Biochemistry. 1993. v. 32(48), p. 13288-13298.

170. Uversky, V. N. & Ptitsyn, О. B. "Partly folded" state, a new equilibrium state of protein molecules: four-state guanidinium chloride-induced unfolding of beta-lactamase at low temperature. Biochemistry. 1994. v. 33(10), p. 27822791.

171. Uversky, V. N. & Ptitsyn, О. B. Further evidence on the equilibrium "pre-molten globule state": four-state guanidinium chloride-induced unfolding of carbonic anhydrase В at low temperature. J.Mol.Biol. 1996. v. 255(1), p. 215228.

172. Uversky, V. N., Semisotnov, G. V., Pain, R. H., & Ptitsyn, О. B. 'AU-or-none' mechanism of the molten globule unfolding. FEBS Lett. 1992. v. 314(1), p. 8992.

173. Vainberg, I. E., Lewis, S. A., Rommelaere, H., Ampe, C., Vandekerckhove, J., Klein, H. L., & Cowan, N. J. Prefoldin, a chaperone that delivers unfolded proteins to cytosolic chaperonin. Cell. 1998. v. 93(5), p. 863-873.

174. Vas, M., Sinev, M. A., Kotova, N. V., & Semisotnov, G. V. Reactivation of 3-phosphoglycerate kinase from its unfolded proteolytic fragments. Eur.J.Biochem. 1990. v. 189(3), p. 575-579.

175. Vickery, L. E., Silberg, J. J., & Та, D. T. Hsc66 and Hsc20, a new heat shock cognate molecular chaperone system from Escherichia coli. Protein Sci. 1997. v. 6(5), p. 1047-1056.

176. Viitanen, P. V., Gatenby, A. A., & Lorimer, G. H. Purified chaperonin 60 (groEL) interacts with the nonnative states of a multitude of Escherichia coli proteins. Protein Sci. 1992. v. 1(3), p. 363-369.

177. Walter, S., Lorimer, G. H., & Schmid, F. X. A thermodynamic coupling mechanism for GroEL-mediated unfolding. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 1996. v. 93(18), p. 9425-9430.

178. Weber-Ban, E. U., Reid, B. G., Miranker, A. D., & Horwich, A. L. Global unfolding of a substrate protein by the HsplOO chaperone ClpA. Nature. 1999. v. 401(6748), p. 90-93.

179. Weissman, J. S., Rye, H. S., Fenton, W. A., Beechem, J. M., & Horwich, A. L. Characterization of the active intermediate of a GroEL-GroES-mediated protein folding reaction. Cell. 1996. v. 84(3), p. 481-490.

180. Wickner, S., Gottesman, S., Skowyra, D., Hoskins, J., McKenney, K., & Maurizi, M. R. A molecular chaperone, ClpA, functions like DnaK and DnaJ. Proc.Natl.Acad.Sci. U.S.A. 1994. v. 91(25), p. 12218-12222.

181. Xu, Z., Horwich, A. L., & Sigler, P. B. The crystal structure of the asymmetric GroEL-GroES-(ADP)7 chaperonin complex. Nature. 1997. v. 388(6644), p. 741-750.

182. A 207. Yifrach, O. & Horovitz, A. Allosteric control by ATP of non-folded protein binding to GroEL. J.Mol.Biol. 1996. v. 255(3), p. 356-361.

183. Yifrach, O. & Horovitz, A. Coupling between protein folding and allostery in the GroE chaperonin system. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 2000. v. 97(4), p. 1521-1524.

184. Young, J. C. & Hard, F. U. Polypeptide release by Hsp90 involves ATP hydrolysis and is enhanced by the co-chaperone p23. EMBO J. 2000. v. 19(21), p. 5930-5940.

185. Zimmerman, S. В. & Trach, S. O. Estimation of macromolecule concentrations and excluded volume effects for the cytoplasm of Escherichia coli. J.Mol.Biol. 1991. v. 222(3), p. 599-620.