Электрогенные реакции на донорной и акцепторной сторонах фотосистемы 1 тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат биологических наук Мамедова, Айгюн Алит кызы

• Мамедова, Айгюн Алит кызы
• кандидат биологических наук
• 2002

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Мамедова, Айгюн Алит кызы

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1Л. Структурные аспекты ФС

1.1.1. Состав и архитектура комплекса ФС

1.1.2 Электрон-транспортная цепь

1.1.3 Сходство ФС1 с другими типами фотосинтетических реакционных центров

1.1.4 Рентгено-структурный анализ кристаллов ФС

1.1.5 Биохимические и спектроскопические данные

1.1.6 Пластоцианин

1.1.7 Ферредоксин и флаводокоин 24 1.2. Функциональные аспекты ФС

1.2.1 Электрон-транспортная цепь

1.2.2 Кинетика переноса электронов от ПЦ на фотоокисленный Р700+ в ФС

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Препаративные методы

2.1.1. Используемые реактивы

2.1.2. Среда для выращивания цианобактерий

2.1.3. Выделение тримерной формы комплекса ФС 1 из цианобактерий

2.1.4. Выделение комплекса ФС 1 из шпината

2.1.5. Выделение ферредоксина и флаводоксина

2.1.6. Выделение пластоцианина

2.1.7. Получение протеолипосом, содержащих комплексы ФС 1 42 2.2. Аналитические методы

2.2.1. Прямой электрометрический метод регистрации ДТ

2.2.2. Обработка данных

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Перенос электрона между терминальными железо-серными кластерами Бх, ^а и Бв в комплексе ФС

3.2. Перенос электронов между терминальными железо-серными кластерами и Бв и периферическими акцепторами электронов

3.3. Электрогенное восстановление первичного донора электронов реакционного центра ФС1 Р700 пластоцианином

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Электрогенные реакции на донорной и акцепторной сторонах фотосистемы 1»

Актуальность проблемы. Изучение фотосинтеза, который представляет собой комплекс последовательно протекающих процессов, обеспечивающих трансформацию солнечной энергии в химическую, является одной из актуальных и наиболее важных проблем современной биологии. В фотосинтетических системах, как растительного, так и бактериального происхождения структурно-функциональным звеном фотосинтетического аппарата является фотосистема, которая включает в себя светособирающую антенну, фотохимический реакционный центр (РЦ) и связанные с ним кофакторы - переносчики окислительно-восстановительных эквивалентов.

Трансформация энергии света в энергию трансмембранной разности электрохимических потенциалов ионов водорода (А|ь1Н+) в фотосинтетических мембранах осуществляется РЦ. Для ряда энергопреобразующих мембранных пигмент-белковых комплексов установлены их трехмерные структуры с атомным разрешением, а также выявлены ключевые особенности механизмов их функционирования. Несмотря на различия в составе и молекулярном строении фотосинтетического аппарата существуют общие закономерности процессов трансформации энергии в РЦ всех фотосинтезирующих организмов.

Существенным этапом в понимании механизма трансформации энергии может служить реконструкция электрогенной функции изолированных пигмент-белковых комплексов, встроенных в липосомы - искусственные замкнутые фосфолипидные везикулы. Такая реконструкция и исследование фотоэлектрической активности с использованием бактериальных РЦ, комплексов фотосистемы 2 (ФС 2) и фотосистемы 1 (ФС 1) из цианобактерий была успешно осуществлена в лаборатории электрогенных процессов отдела биоэнергетики НИИ Физико-химической биологии им. А.Н. Белозерского МГУ.

В настоящей работе для исследования молекулярного механизма образования трансмембранной разности электрических потенциалов (ЛЧ') был выбран комплекс ФС 1, главная функция которого состоит в фотоиндуцированном трансмембранном разделении зарядов, сопряженном с транспортом электронов от периферических белков - доноров, таких как пластоцианин (ПЦ) или цитохром сб к водорастворимым природным акцепторам ферредоксину или флаводоксину с участием Р700 (димер хлорофилла а), Ао (хлорофилл а), А\ (филлохинон или витамин К]), железо-серных кластеров и РА/ТВ (55; 84).

Комплексы ФС 1 из цианобактерий и высших растений эволюционно близки к фотосинтетическим РЦ зеленых серных бактерий и гелиобактерий и имеют с ними значительное структурное и функциональное сходство, но более удобны с точки зрения эксперимента (41). Результаты, полученные при исследовании комплексов ФС 1 могут быть использованы при изучении механизма первичных реакций фотосинтеза зеленых серных бактерий и гелиобактерий (82).

Несмотря на имеющиеся успехи, в настоящее время остается не до конца решенным вопрос как о расположении терминальных железо-серных кластеров, так и о природе реакций между Бд/Рв и акцепторами электронов ферредоксином или флаводоксином в комплексах ФС 1. Кроме того, одной из наиболее актуальных задач в изучении функционирования ФС 1 является исследование реакции переноса электронов между пластоцианином и димером хлорофилла Р700 в РЦ ФС 1. Регистрация генерации мембранного потенциала с помощью прямого электрометрического метода предоставляет возможность ответить на эти вопросы.

Целью настоящей работы явилось изучение электрогенных реакций на донорной и акцепторной сторонах пигмент-белкового комплекса ФС 1 с помощью прямого электрометрического метода. Для этого были поставлены следующие задачи:

Исследовать электрогенные реакции, обусловленные переносом электронов между железо-серными кластерами в комплексах ФС 1, содержащих весь набор кофакторов переноса электронов (контрольные) и в комплексах ФС 1, не содержащих кластера Рв (обработанные Н^СЬ).

Изучить реакции переноса электронов между терминальными кластерами Ра/Рв и растворимыми природными акцепторами -ферредоксином, флаводоксином и искусственным акцептором электронов - метилвиологеном (МВ) в контрольных комплексах ФС 1 и в комплексах ФС 1, не содержащих кластера Рв.

Исследовать реакции переноса электронов между восстановленным белком-донором ПЦ и фотоокисленным димером хлорофилла Р700 в комплексах ФС 1.

Научная новизна работы. На основании сопоставления результатов, полученных с помощью прямого электрометрического метода на протеолипосомах со встроенными комплексами ФС 1, содержащими весь набор кофакторов переноса электронов и с комплексами ФС 1, не содержащими кластера Рв, оценены относительные величины электрогенных стадий, обусловленных переносом электронов между железо-серными кластерами Бх и Бд , а также между Б а и Бв.

Исследованы реакции переноса электронов между терминальными железо-серными кластерами РА/РВ и периферическими акцепторами электронов в комплексах ФС 1. Показано, что Рв является непосредственным донором электронов для белков акцепторов, и перенос электронов между Бв и растворимыми акцепторами является электрически нейтральным.

Исследование реакции переноса электронов между восстановленным ПЦ и фотоокисленным первичным донором электронов Р700 в комплексах ФС 1, встроенных в липосомальную мембрану показало, что дополнительная фаза генерации фотопотенциала, наблюдаемая в присутствии ПЦ, отражает электрогенную реакцию между Р700+ и растворимым ПЦ.

Практическое значение работы. Результаты исследования имеют большое фундаментальное значение. Они существенно углубляют современные знания о механизмах взаимодействия доноров и акцепторов электронов с комплексом ФС 1. Исследование молекулярных механизмов образования мембранного потенциала в фотосинтетических пигмент-белковых комплексах ФС 1, может найти применение в биотехнологии (например, для обеспечения светозависимого синтеза АТФ в системе бесклеточного синтеза белка; в качестве молекулярных элементов памяти в компьютерах будущих поколений, а также в качестве прототипов эффективных преобразователей солнечной энергии в электрическую).

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Мамедова, Айгюн Алит кызы

ВЫВОДЫ

1. Исследование с помощью прямого электрометрического метода быстрой кинетики генерации трансмембранной разности электрических потенциалов на протеолипосомах с комплексами ФС 1 из цианобактерий, содержащими весь набор кофакторов переноса электронов и с комплексами ФС1, не содержащими кластера Рв показало, что перенос электронов на акцепторной стороне между железо-серными кластерами Рх и Рд, а также РА и Рв является электрогенным. Электрогенная природа реакции переноса электронов между железо-серными кластерами Рд и Рв доказывает, что Рв, а не РА является дистальным кластером по отношению к Бх.

2. Установлено, что Рв является непосредственным донором электронов для периферических белков-акцепторов. Отсутствие дополнительного электрогенеза в кинетике фотоэлектрического ответа в условиях, эффективного переноса электронов между Рв и растворимыми акцепторами электронов ферредоксином, флаводоксином и метилвиологеном, свидетельствует о том, что реакция между ними является электрически нейтральной.

3. Продемонстрировано, что окисление пластоцианина комплексами ФС 1 сопровождается появлением вслед за быстрым разделением зарядов между Р700 и РА/Рв дополнительной фазы генерации мембранного потенциала (Д\|/), составляющей около 20 % от всей амплитуды фотоэлектрического ответа и обусловленной векторным переносом электрона от ПЦ на фотоокисленный димер хлорофилла Р700. Анализ кинетики фотоответа показал, что

90 дополнительная фаза нарастания А\|/ характеризуется двумя экспоненциальными фазами с xi = 30 мкс и %2 = 3 мс. Константа скорости основной медленной фазы, которая становится независимой от концентрации при увеличении концентрации пластоцианина выше 150 мкМ, указавает на наличие переходного комплекса между комплексом ФС 1 и пластоцианином. Появление быстрой фазы нарастания Д\|/, константа скорости которой не зависит от концентрации пластоцианина, свидетельствует о наличии скорость-лимитирующих конформационных изменений в комплексе ПЦ-ФС 1, предшествующих внутрикомплексному переносу электрона.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Целью диссертационной работы явилось изучение электрогенных реакций на донорном и акцепторном участках пигмент-белкового комплекса ФС 1 с помощью прямого электрометрического метода.

Недавно с помощью рентгеноструктурного анализа кристаллов была выявлена полная трехмерная структура комплекса ФС 1 из термофильной цианобактерии 8упесНососсиз elongatus с разрешением 2.5 А (75). В то же время оставались невыясненными многие функциональные вопросы, в частности, связанные с определением природы электрогенных реакций и характером изменения диэлектрических свойств в комплексах ФС 1.

В работе Триссла и соавт (141) на хлоропластах с помощью метода светового градиента было показано, что реакции переноса электронов между Р700 и Ао и между Ао и А1 являются электрогенными, происходят за время < 22 и 50 пс, соответственно. В более поздней работе тем же методом было показано, что перенос электрона между А1 и Рд/Рв также является электрогенным и происходит за время порядка 200 не (79). Кроме того в данном эксперименте было обнаружено, что перенос электрона между Аг и Рх а также между Рх и Рд/Рв вносит примерно одинаковый вклад в генерацию мембранного потенциала.

Несмотря на то, что в последнее время во многом стала ясной последовательность переноса электронов в РЦ ФС 1, локализация железо-серных кластеров РА и Рв оставалась невыясненной. На основании данных, полученных в первом разделе экспериментальной части работы сделано заключение о том, что перенос электрона на акцепторной стороне между железо-серными кластерами Бх и Бд, а также между Б а и Б в является электрогенным. Электрогенная природа реакции переноса электрона между кластерами и Бв позволяет предположить, что кластер локализован между кластерами Бх и Бв.

До настоящего времени вопрос относительно электрогенной природы реакции переноса электронов от терминального кластера ФС 1 к растворимым акцепторам электронов, таким как ферредоксин и флаводоксин, оставался открытым. Данные, полученные во втором разделе экспериментальной части работы, позволили ответить на этот вопрос. Отсутствие дополнительного электрогенеза в кинетике генерации АТ в условиях эффективного транспорта электрона от терминального редокс-центра Рв к растворимым акцепторам электронов в комплексах ФС 1 из цианобактерий и высших растений ясно свидетельствует о том, что эта реакция неэлектрогенна. Тот факт, что Бд не в состоянии донировать электрон на флаводоксин в отсутствие кластера Бв, является указанием на то, что Бв является непосредственным донором на флаводоксин и БА расположен ближе к железо-серному кластеру Ех.

Взаимодействие между ПЦ и ФС 1 в основном было исследовано^ С помощью импульсной спектрометрии. В третьем разделе экспериментальной части работы исследовалась реакция переноса электрона между ПЦ и фотоокисленным димером хлорофилла Р700 с помощью прямого электорометрического метода.

Пластоцианин является одним из альтернативных доноров электрона в цианобактериях и единственным природным донором в хлоропластах высших растений.

Ранее на протеолипосомах, содержащих ФС 1 из цианобактерий было показано, что восстановление фотоокисленного Р700 ФС 1 природным цитохромом сб или искусственными донорами электронов, такими как ТМФД, ФМС и ДХФИФ является электрогеным (84;43). Максимальная амплитуда этой электрогенной фазы составляла около 20 % от быстрого разделения зарядов между Р700 и терминальными железо-серными кластерами Ра/Тв

Согласно данным, полученным в этой диссертации, окисление пластоцианина реакционными центрами ФС 1 в протеолипосомах сопровождается появлением вслед за быстрым разделением зарядов между Р700 и Ра/Рв дополнительной фазы генерации Д^Р, составляющей около 20% от общего электрогенеза.

Таким образом можно сделать заключение что, восстановление фотоокисленного Р700 природными донорами электронов пластоцианином и цитохромом Сб, а также искусственными донорами вносит одинаковый вклад в генерацию мембранного потенциала и происходит путем векторного переноса электрона внутри гетеродимера комплекса ФС 1 от поверхности белка к Mg-порфириновому кольцу Р700.

Сравнение относительных амплитуд отдельных электрогенных фаз с проекциями расстояний между кофакторами переноса электронов на перпендикуляр к плоскости мембраны (полученными с помощью рентгено-структурного анализа кристаллов ФС 1), позволило определить характер изменения эффективной диэлектрической постоянной г в комплексе ФС 1. Увеличение значений средних диэлектрических констант на донорном и акцепторном участках комплекса ФС 1 находится в соответствии с

88 трехфазной моделью, предложенной Кришталиком для мембранных белков (22).

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Мамедова, Айгюн Алит кызы, 2002 год

1. Климов В.В., Аллахвердиев С.И., Деметер Ш., Красновский А.А. Фотовосстановление феофитина в фотосистеме 2 хлоропластов в зависимости от окислительно-восстановительного потенциала среды. Докл. Акад. Наук СССР, 1979, т.249, с. 227-230.

2. Мамедов М.Д., Гаджиева P.M., Драчев JÏ.A., Заспа А,А., Семенов А.Ю. Генерация разности электрических потенциалов в препаратах ФС1 из цианобактерии. Биохимия, 1995, т.60, N5, с.565-568.

3. Allen J.P., Feher G., Yeates Т.О., Komiya H. and Rees D.C. Structure of the reaction center from Rhodobacter sphaeroides R-26: Protein-cofactor (quinones and Fe2+) interactions. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1988, v.85, p.8487-8491.

4. Andreasson L.E. and Vanngard T. Electron transport in photosystem I and II. Annual Review Plant Physiology and Plant Molecular Biology, 1988, v.39, p.379-411.

5. Badsberg U., Jorgensen A.M., Gesmar H., Led J.J., Hammerstad J.M., Jespersen L. and Ulstrup J. Solution structure of reduced plastocyanin from the blue-green algae Anabaena variabilis. Biochemistry, 1996, v.35, p.7021-7031.

6. Bangham A.D., Home R.W. Negative staining of phospholipids and their structured modification by surface agents as observed in the electron microscope. J. Mol. Biol., 1964, v.8, p.660-668.

7. Biggins J., Rodday S.M. and Do L. in: Photosyntheis: from light to biosphere (Mathis M., ed.), 1995, v.2, p.l 11-114, Kluwer Academic Publishers, Dordrecht.

8. Blankenship R.E., Madigan M.T. and Bauer C.E. Anoxygenic photosynthetic bacteria, 1995, Kluwer Academic Publishers, Dordrecht.

9. Boekema E.J., Boonstra A.F., Dekker J.P. and Rogner M. Electron microscopic structural analysis of Photosystem I, Photosystem II, and the cytochrome b6/f complex from green plants and cyanobacteria. J. Bioenerg. Biomem., 1994, v.26, p.17-29.

10. Bottin H. and Mathis P. Interaction of plastocyanin with the photosystem I reaction center: a kinetic study by flash absorption spectroscopy. Biochemistry, 1985, v.24, p. 6453-6460.

11. Bottin H., Setif P. and Mathis P. Study of the PS I acceptor side by double and triple flash experiments. Biochim. Biophys. Acta, 1987, v. 894, p.39-48.

12. Bottin H. and Mathis P. Turn-over of electron donors in Photosystem I: doubleflash experiments with pea chloroplasts and Photosystem I particles. Biochim. Biophys. Acta, 1987, v.892, p. 91-98.

13. Bottin H. and Lagoutte B. Ferredoxin and flavodoxin from the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Biochim. Biophys. Acta, 1992, v. 1101, p.48-56.

14. Buttner M., Xie D.L., Nelson H., Pinther W., Hauska G. and Nelson N. Photosynthetic reaction center genes in green sulfur bacteria and in photosystem I. Proc. Natl. Acad. ScL USA, 1992, v.89, p.8135-8139.

15. Brettel K. Electron transfer from Af to an iron-sulfur center with t./2=200 ns at room temperature in photosystem I. Characterization by flash absorption spectroscopy. FEBS Letters, 1988, v. 239, p.93-98.

16. Brettel K. Electron transfer and arrangement of the redox cofactors in photosystem I. Biochim. Biophys. Acta, 1997, v.1318, p.322-373.

17. Chitnis P.R., Reilly P.A. and Nelson N. Insertional inactivation of the gene encoding subunit II of photosystem I from the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. J. Biol. Chem., 1989, v. 31, p.18381-18385.

18. Chitnis P.R. Photosystem I. Plant Physiol., 1996, v.l 11, p.661-669.

19. Chamorovsky S.K. and Cammack R. Effect of temperature on the photoreduction of centres A and B in photosystem I and the kinetics of recombination. Biochim. Biophysica Acta, 1982, v. 679, p. 146-155.

20. Chamorovsky S.K. and Cammack R. Direct determination of the midpoint potential of the acceptor X in chloroplast photosystem I by electrochemical reduction and ESR spectroscopy. Photobiochem. Photobiophys., 1982, v.4, p.195-200.

21. Cherepanov D.A. and Khrishtalik L.I. Bioelectr. Bioenerg., 1990, v.24, p.113-127.

22. Deisenhofer J., Epp O., Miki K. and Michel H. Structure of the protein subunits in the photosynthetic reaction center of Rhodopseudomonas viridis at 3A resolution. Nature, 1985, v.318, p.618-624.

23. Delosme R. Photosyth. Res., 1991, v.29, p.45-54.

24. Dracheva S.M., Drachev L.A., Konstantinov A.A., Semenov A.Yu., Skulachev V.P., Arutjunjan A.M., Shuvalov V.A. and Zabereznaya S.M. Eur. J. Biochem., 1988, v.174, p. 253-264.

25. Evans M.C.W., Reeves S.G. and Commack, R. Determination of the oxidation-reduction potential of the bound iron-sulphur proteins of the primary electron acceptor complex of photosystem I in spinach chloroplasts. FEBS Letters, 1974, v.49, p.111-114.

26. Evans M.C.W., Sihra S.K., Bolton J.R. and Cammack R. Primary electron acceptor complex in photosystem I in spinach chloroplasts. Nature 1975, v.256, p.668-670.

27. Evans, M.C.W. and Heathcote P. Effects of glycerol on the redox properties of the electron acceptor complex in spinach photosystem I particles. Biochim. Biophys. Acta, 1980, v.590, p.89-96.

28. Fitzgerald M.P., Husain A. and Rogers L.I. A constitutive flavodoxin from a eucaryotic alga. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1978, v.81, p.630-635.

29. Franke J.F., Ciesla L. and Warden J.T. Kinetics of PsaC reduction in photosystem I. In Photosynthesis: From light to Biosphere (Mathis M., ed ), 1995, v.2,p.75-78. Mathis, editor. Kluwer Academic Publishers.

30. Fischer N., Setif P. and Rochaix J.D. Site-directed mutagenesis of the PsaC subunit of photosystem I FB is the cluster interacting with soluble ferredoxin. J. Biol. Chem., 1999, v.274, p.23333-23340.

31. Fromme P., Schubert W.D. and Krauss N. Structure of photosystem I: suggestions on the docking sites for plastocyanin, ferredoxin and the coordination of P700. Biochim. Biophys. Acta, 1994, v.1187, p.99-105.

32. Fromme P., Witt H.T., Schubert W.-D., Klukas 0., Saenger W and Krauss N. Structure of Photosystem I at 4.5 A resolution: a short review including evolutionary aspects. Biochim. Biophys. Acta, 1996, v. 1275, p.76-83.

33. Fromme P. and Witt H.T. Improved isolation and crystallization of Photosystem I for structural analysis. Biochim. Biophys. Acta, 1998, v.1365, p.175-184.

34. Fujii T., Yokoyama E., Inoue K. and Sakurai H. The sites of electron donation of Photosystem I to methyl viologen. Biochim. Biophys. Acta, 1990, v. 1015, p.41-48.

35. Fukuyama K., Matsubara H. and Rogers L.J. J. Mol. Biol., 1980, v.225, p.775-789.

36. Golbeck J.H. and Cornelius J.M. Photosystem I charge separation in the absence of centers A and B. Optical characterization of center A2 and evidence for its association with a 64-kDa protein. Biochim. Biophys. Acta, 1986, v.849,p. 16-24.

37. Golbeck J.H. Structure, function and organization of the Photosystem I reaction center complex. Biochim. Biophys. Acta, 1987, v.895, p. 167-204.

38. Golbeck J.H. and Bryant D.A. Photosystem I. in: Light-driven reactions in bioenergetics. Current topics in bioenergetics series, 1991, v.16, p.83-177, Academic Press, New York, USA.

39. Golbeck J.H. Photosystem I. In The Molecular Biology of Cyanobacteria (Bryant D.A., ed.), 1994, p.319-360, Kluwer Academic Publishers, Dordrecht.

40. Gourovskaya K.N., Mamedov M.D., Vassiliev I.R., Golbeck J.H. and Semenov A. Yu. Electrogenic reduction of the primary electron donor P700+ in photosystem I by redox dyes. FEBS Letters, 1997, v.414, p. 193-196.

41. Guess J.M., Bartunik H.D. and Freeman H.C. Accuracy and precision in protein structure analysis: Restrained least-squares refinement of the structure of poplar plastocyanin at 1.33 A resolution. Acta Crys., 1992, B48, p.790-811.

42. Guss J.M., Harrowell P.R., Murata M., Norris V.A. and Freeman H.C. Crystal structure analysis of reduced (Cu1) poplar plastocyanin at six pH values. J. Mol. Biol., 1986, v.192, p.361-387.

43. Gross, E. L. Photosynth. Res., 1993, 37,103-116

44. Haehnel W., Doring G., Witt H.T. On the reaction between chlorophyll a and its primary electron donors in photosynthesis. J. Naturforsch, 1971, v. 11, p. 11711174.

45. Haehnel W., Proper A. and Krause H. Evidence for complexed plastocyanin as the immediate electron donor of P700. Biochim. Biophys. Acta, 1980, v. 593,p.384-399.

46. Haehnel M. Annual Rev. Plant Physiol., 1984, v.35, p.659-693.

47. Haehnel, W. Encyclopedia of Plant Physiology, 1986, v. 19, p.547-559, Springer, Berlin.

48. Hatanaka H., Sonoike K., Hirano M. and Katoh S. Small subunits of Photosystem I reaction center complexes from Synechococcus elongatus. I. Is the psaF gene product required for oxidation of cytochrome c-553? Biochim. Biophys. Acta, 1993, v.l, p.45-51.

49. Hervas M., De la Rosa M.A. and Tollin G. A comparative laser flash absorption spectroscopy study of algal plastocyanin and cytochrome c-552 photooxidation by spinach P700. Eur. J. Biochem., 1992, v.203, p.l 15-123.

50. Hervas M., De La Rosa M. and Tollin G. A comparative laser-flash absorption spectroscopy study of algal plastocyanin and cytochrome c552 photooxidation by photosystem I particles from spinach. Eur. J. Biochem., 1992, v.203, p.l 15-120.

51. Hervas M., Ortega J., Navarro J., De la Rosa M. and Bottin H. Laser flash kinetic analysis of Synechocystis PCC 6803 cytochrome C6 and plastocyanin oxidation by Photosystem I. Biochim. Biophys. Acta, 1994, v.l 184, p.235-241.

52. He W.Z. and Malkin R. Reconstitution of iron-sulfur center B of photosystem I damaged by mercuric chloride. Photosynth. Res., 1994, v.41, p.381-388.

53. He S., Modi S., Bendall D.A. and Gray J.C. The surface-exposed residue Tyr83 of pea plastocyanin is involved in both binding and electron transfer reactions with cytochrome f. EMBO J., 1991, v.10, p.4011-4016.

54. Ho K.K. and Krogmann D.W. Electron donors to P700 in cyanobacteria and algae: an instance of unusual genetic variability. Biochim. Biophys. Acta, 1984, v.766, p.310-316.

55. Holzwarth A.R. Fluorescence spectroscopy of the longwave chlorophylls in trimeric and monomeric photosystem I core complexes from the cyanobacterium Spirulinaplatensis. Biochemistry, 1997, v. 45, p.13830-13837.

56. Hope A.B. Electron transfers amongst cytochrome/, plastocyanin and photosystem I: kinetics and mechanisms. Biochim. Biophys. Acta, 2000, v. 1456, p.5-26.

57. Hiyama T. and Ke B. A further study of P430: a possible primary electron acceptor of photosystem I. Arch. Biochem. Biophys., 1971, v. 147, p. 99-108.

58. Hippler M., Reichert J., Sutter M., Zak E., Altschmied L., Schroer U, Herrmann R. and Haehnel W. The plastocyanin binding domain of photosystem I. EMBO J., 1996, v.15, p.6374-6384

59. Hippler M., Drepper F., Farah J. and Rochaix J. Fast electron transfer from cytochrome c6 and plastocyanin to photosystem I of Chlamydomonas reinhardtii. requires PsaF. Biochemistry, 1997, v.36, p.6343-6349.

60. Hunter G. N., Hutson K.G. and Rogers L.I. Effect of iron deficiency on levels of two ferredoxins and flavodoxin in a cyanobacteria. Fems Microbiol. Lett., 1977, v.l, p.193-196.

61. Ikegami I. and Katoh S. Enrichment of photosystem I reaction center chlorophyll from spinach chloroplasts. Biochim. Biophys. Acta, 1975, v.376, p.588-592.

62. Ikegami I. and Itoh S. Absorbtion spectroscopy of P700 enriched particles isolated from spinach. Is P700 a dimer or a monomer? Biochim. Biophys. Acta, 1988, v.934, p.39-46.

63. Inoue T., Sugawara H., Hamanaka S., Tsukui H., Suzuki e., Kohzuma T. and Kai Y. Crystal structure determinations of oxidized and reduced plastocyanin from the cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7942. Biochemistry, 1999, v.38, p.6063-6069.

64. Joliot P. and Joliot A. In vivo analysis of the electron transfer within Photosystem I: Are the two phylloquinones involved? Biochemistry, 1999, v.38, p.11130-11136.

65. Jung Y.S., Yu L. and Golbeck J.H. Reconstitution of iron-sulfur center FA results in complete restoration of NADP+ photoreduction in Hg-treated Photosystem I complexes from Synechococcus sp. PCC 6301. Photosynth. Res., 1995, v.46, p.249-255.

66. Kakudo M., Wada K., Hase T. and Matsubara H. X-ray analysis of a 2Fe-2S. ferredoxin from SpirulinaPlatensis. J. Biochem., 1981, v.90, p.1763-1773.

67. Karapetyan N.V., Dorra D., Schweitzer G., Bezsmertnaya I.N., Nitschke W. and Rutherford A.W. Photo synthetic reaction centres: variations on a common structural theme? Trends Biochem. Sci., 1991, v.16, p.241-245.

68. Karapetyan N.V., Holzwarth A.R. and Rogner M. The photosystem I trimer of cynobacteria: molecular organization, excitation dynamics and physiological significance. FEBS Letters, 1999, v.460, p.395-400.

69. Ke B., Hansen R.E. and Beinert H. Oxidation-reduction potentials of bound iron-sulfur proteins of Photosystem I. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1973, v.70, p.2941-2945.

70. Ke B., Dolan E., Sugahara K., Hawkridge F.M., Demeter S. and Shaw E.R. in: Special Issue on Photosynthetic Organelles. Plant Cell. Physiol. 1977, v.3, p.187-199.

71. Jordan P., Fromme P., Witt H.-T., Klukas O., Saenger W. and Krauss N. Three-dimensional structure of cyanobacterial photosystem I at 2.5 A resolution. Nature, 2001, v.411, p.909-916.

72. Knaff D.B. and Hirasawa M. Ferredoxin-dependent chloroplast enzymes. Biochim. Biophys. Acta, 1991, v. 1056, p.93-125.

73. Lagoutte B., Mathis P. The Photosystem I reaction center: structure and photochemistry. Photochem. Photobiol., 1989, v.49, p. 833-844.

74. Leibl W., Toupance B. and Breton I. Photoelectric characterization of forward f electron transfer to iron-sulfur centers in photosystem I. Biochemistry, 1995, v.34, p.10237-10244.

75. Lelong C., Boekema E.I., Kruip I., Bottin H., Rogner M. and Setif P. Characterization of a redox active cross-linked complex between cyanobacterial photosystem I and soluble ferredoxin. EMBO J., 1996, v.15, p.2160-2168.

76. Li N, Zhao I.D., Warren P.V., Warden I.T., Bryant D.A. and Golbeck J.H. PsaD is required for the stable binding of PsaC to the photosystem I core protein of Synechococcus sp. PCC 6301. Biochemistry, 1991, v.30, p.7863-7872.

77. V 85. Mamedov M.D., Gourovskaya K.N., Vassiliev I.R., Golbeck J.H. and Semenov A.Yu. Electrogenicity accompanies photoreduction of the iron-sulfur clusters FA and FB in photosystem I. FEBS Letters, 1998, v.431, p.219-223.

78. Mathis P. and Setif P. Kinetic studies on the function of A. in the photosystem I reaction center. FEBS Letters, 1988, v.237, p.65-68.

79. Mayhew S.G. and Tollin G. General properties of flavodoxin. in: Chemistry and Biochemistry of Flavoenzymes (Muller F.,ed.), 1992, v.III, p.389-426, CRC Press, Boca Raton, FL.

80. Modi S., Nordling M., Lundberg L.G., Hansson O. and Bendall D.S. Reactivity of cytochromes c and f with mutant forms of spinach plastocyanin. Biochim. Biophys. Acta, 1992, v.1102, p.85-90.

81. Morand L.Z. and Krogmann D.W. Large-scale preparation of pure plastocyanin from spinach. Biochim. Biophys. Acta, 1993, v. 1141, p.105-106.

82. Moser C.C., Keske I.M., Warncke K., Farid R.S. and Dutton P.L. Nature of biological electron transfer. Nature, 1992, v.355, p.796-802.

83. Muhlenhoff U., Kruip J., Bryant D.A., Rogner M., Setif P. and Boekema E. Characterization of a redox-active-linked complex between cyanobacterial photosystem I and its physiological acceptor flavodoxin. The EMBO J., 1996, v.15, p.488-497.

84. Navarro, J.M., Hervas, M. and De la Rosa, M.A. Co-evolution of cytochrome c6 and plastocyanin, mobile proteins transferring electrons from cytochrome b6 to photosystem I. J. Biol. Inorg. Chem. v.2, p. 11-22.

85. Naver H., Scott M.P., Golbeck J.H., Moler B.L and Scheller H.V. Reconstitution of barley photosystem I with modified PSI-C allows identification of domains interacting with PSI-D and PSI-A/B. J. Biol. Chem., 1996, v.271, p.8996-9001.

86. Naver H., Scott M.P., Andersen B., Olsen C.E. Scheller H.V. The eight-amino acid internal loop of PSI-C mediates association of low molecular mass iron-sulfur proteins with the P700-FX core in Pphotosystem I. J. Biol. Chem., v.273, p.18778-18783.

87. Nordling M., Sigfridsson K., Yong S., Lundberg L.G. and Hansson O. Flash-photolysis studies of the electron transfer from genetically modified spinach plastocyanin to photosystem I. FEBS Letters, 1991, v. 2, p.327-330.

88. Okamura M.Y., Feher G. Proton transfer in reaction centers from photosynthetic bacteria. Annu. Rev. Biochem. 1992, v.61, p.861-896.

89. Parrett K.G., Mehari T., Warren P.G. and Golbeck J.H. Purification and properties of the intact P-700 and Fx-containing Photosystem I core protein. Biochim. Biophys. Acta, 1989, v.973, p.324-332.

90. Peleato M.L., Ayora S., Inda L.A. and Gomez-Moreno C. Isolation and characterization of two different flavodoxins from the eukaryote Chlorella fusca. Biochem. J., 1994, v.3, p.807-811.

91. Price N.T., Smith A.I. and Rogers L.I. Isolation of flavodoxin isoforms from a macroalgae Porphyra umbilicalis and a conformational change on dissociation of flavin. Phytochemistry, 1991, v 30, p.2835-2839.

92. Redinbo, M.R., Yeates, T.O. and Merchant, S. Plastocyanin: structural and functional analysis. J. Bioenerg. Biomembr., 1994, v.26, p.49-66.

93. Rigaud J-L., Pitard B. and Levy D. Reconstitution of membrane proteins into liposomes: application to energy-transducing proteins. Biochim. Biophys. Acta, 1995, v.1231, p.223-246.

94. Rodday S.M., Jun S.S. and Biggins. Photosynth. Res., 1993, v.36, p.1-9.

95. Romero, A., De la Cerda, B., Varela, P.F., Navarro, J.A., Hervas, M., and De la Rosa, M.A. The 2.15 A crystal structure of a triple mutant plastocyanin from the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. J. Mol. Biol., 1998, v.275,p.327-336.

96. Rogers L.J. Ferredoxins, flavodoxins and related proteins: structure, function and evolution, in: The Cyanobacteria (Fay P. and Van Baalen C., eds.), 1987, p.35-67, Elsevier Publishers, The Netherlands.

97. Rousseau F., Setif P. and Lagoutte B. Evidence for the involvement of PSI-E subunit in the reduction of ferredoxin by photosystem I. EMBO J., 1993, v. 12, p.1755-1765.

98. Rhiel E., Stirewalt Y.L., Gasparich G.E. and Bryant D A. The PsaC genes of Synechococcus sp. PCC 7002 and Cyanophora paradoxa: cloning and sequence analysis. Gene, 1992, v.l, p.123-128.

99. Sandmann G., Reck H., Kessler E. and Boger P. Distribution of plastocyanin and soluble plastidic cytochrome c in various classes of algae. Arch. Microbiol. 1983, v. 134, p.23-27.

100. Sakurai H., Inoue K., Fujii T. and Mathis P. Effects of selective destruction of iron-sulfur center B on electron transfer and charge recombination in Photosystem I. Photosynth. Res., 1991, v.27, p.65-71.

101. Shinkarev V.P., Vassiliev I.R. and Golbeck J.H. A kinetic assessment of the sequence of electron transfer from Fx to FA and further to Fb in Photosystem I: The value of the equilibrium constant between Fx and FA. Biophysical J., 2000, v.78, p.363-372.

102. Shubert W.D., Klukas O., Saenger W., Witt H.T., Fromme P., and Krauss N. A common ancestor for oxygenic and anoxygenie photosynthetic systems: a comparison based on the structural model of photosystem I. J. Mol. Biol, 1998, v.280, p.297-314.

103. Shubert W.D., Klukas O., Krauss N., Saenger W., Fromme P. and Witt H.T. Photosystem I of Synechococcus elongatus at 4 A resolution: comprehensive structure analysis. J. Mol. Biol., 1997, v.272, p.741-769.

104. Shuvalov V.A., Nuijs A.M., Gorkom H.J., Smit H.W. and Duysens L.N.M. Picosecond absorbance changes upon selective excitation of the primary electron donor P-700 in Photosystem I. Biochim. Biophys. Acta, 1986, v.850, p.319-323.

105. Setif P. and Brettel K. Forward electron transfer from phylloquinone Ai to iron-sulfur centers in spinach photosystem I. Biochemistry, 1993, v.32,p.7846-7854.

106. Setif P and Bottin H. Laser flash absorption spectroscopy study of ferredoxin reduction by photosystem I in Synechocystis sp. PCC 6803: evidence for submicrosecond and microsecond kinetics. Biochemistry, 1994, v.33, p. 84958504.

107. Sigfridsson K., Hansson O. and Brzezinski P. Electrogenic light reactions in ^ photosystem I: Resolution of electron-transfer rates between the iron-sulfur centers. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995, v.92, p. 3458-3462.

108. Schubert W.D., Klukas O., Krauss N., Saenger W., Fromme P. and Witt H.T. In Photosynthesis: from light to biosphere (Mathis M., ed.), 1995, v.2, p.3-10, Kluwer Academic Publishers, Dordrecht.

109. Shubin V.V., Tsuprun V.L., Bezmertnaya I.N. and Karapetyan N.V. FEBS Letters, 1993, v.334, p.79-82.

110. Soriano G.M., Cramer W.A. and Krishtalik L.I. Electrostatic effects on electron-transfer kinetics in the cytochrome /-plastocyanin complex. Biophysical J., 1997, v.73, p.3265-3276.

111. Stowell M.H.B., McPhillips T.M., Rees D.C., Soltis S.M., Abresch E. and

112. Feher G. Light-induced structural changes in photosynthetic reaction center: Implications for mechanism of electron-proton transfer. Science, 1997, v.276, p.812-816.

113. Steffen M.A., Lao K. and Boxer S.G. Dielectric asymmetry in the photosynthetic reaction centre. Science, 1994, v.264, p.810-816.

114. Sykes A.G. Plastocyanin and blue copper proteins. Struct. Bonding, 1991, v.75, p.175-224.

115. Tandeau de Marsac N. and Houmard I. Adaptation of cyanobacteria to environmental stimuli: new steps towards molecular mechanism. FEMS Microbiol. Rev., 1993,v.l04, p.119-190.

116. Tsutsui T., Tsukihara T., Fukuyama K., Katsube Y., Hase T., Matsubara H., Nischikawa Y. and Tanaka N. Main chain fold of a 2Fe-2S. ferredoxin I from Aphanothece sacrum at 2.5 A resolution. J. Biochem., 1983, v.94, p.299-302.

117. Van der Est A., Bock C., Golbeck J., Brettel K., Setif P. and Stehlik D. Electron transfer from the aceptor Ai to the iron-sulfur centers in Photosystem I studied by transient EPR spectroscopy. Biochemistry, 1994, v.33, p. 11789-11797

118. Vassiliev IR., Jung Y.-S., Yang F. and Golbeck J.H. PsaC subunit of photosystem I is oriented with iron-sulfur cluster F(B) as the immediate electron donor to ferredoxin and flavodoxin. Biophys. J., 1998, v.74, p.2029-2035.

119. Vassiliev I.R., Jung Y-S., Mamedov M.D., Semenov A.Yu. and Golbeck J.H. Near-IR absorbance changes and electrogenic reactions in the microsecond-to-second time domain in photosystem I. Biophys. J., 1997, v.12, p.301-315.

120. Vermaas W.F.J. Evolution in heliobacteria: Implications for photosynthetic reaction center complexes. Photosyn. Res., 1994, v.41, p.285-294.

121. Vos M.H. and van Gorkom H.J. Thermodynamics of electron transport in photosystem I studied by electric field-stimulated charge recombination. Biochim. Biophys. Acta, 1988, v.934, p.293-302.

122. Warden J.T. In Current research in Photosynthesis (Baltscheffsky M., ed.), 1990, v.2, p.635-638, Kluwer Academic Publishers, Dordrecht.

123. Wasielewski R., Fenton I.M. and Govindjee. Photosynth. Res., 1987, v.12, i/-p.181-190.

124. Wolk C P. In The Biochemistry of Plants. A comprehensive treatise. 1980, v. 1, The plant cell (Tolbert N.E., ed.), p.659-686, Academic, New York.

125. Wynn R.M., Omaha I. and Malkin R. Structural and functional properties of the cyanobacterial photosystem I complex. Biochemistry, 1989, v.28,p.5554-5560.

126. Zanetti G. and Merati G. Interaction between photosystem I and ferredoxin. Identification by chemical cross-linking of the polypeptide which binds ferredoxin. Eur. J. Biochem., 1987, v.169, p.143-146.

127. Birgit Hecks, Karsten Wulf, Jacques Breton, Winfried Leibl and Hans-Wilhelm106

128. Trissl. Primary Charge separation in Photosystem I: a two-step electrogenic charge separation connected with P700+Ao" and P700+Af formation. Biochemistry, 1994, v.33, №29, p. 8619-8625.