Электрогенные реакции переноса зарядов в ядерных комплексах фотосистемы 2 с разрушенными и реконструированными кислород-выделяющими комплексами тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, кандидат наук Петрова, Ирина Олеговна

• Петрова, Ирина Олеговна
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Петрова, Ирина Олеговна

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

1. ВВЕДЕНИЕ

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1. Фотосинтез

2.2. Структура комплекса фотосистемы 2

2.3. Функционирование комплекса ФС 2

2.4. Фотоактивация ФС 2

2.5. Заключение

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

3.1. Препаративные методы

Выделение мембранных фрагментов, обогащенных ФС2

Выделение ядерного комплекса ФС2 с активным КВК

Выделение комплекса ФС2, лишенного марганцевого кластера (апо-КВК-ФС 2)

Приготовление протеолипосом, содержащих ядерные комплексы ФС2

Фотоактивация КВК

3.2. Аналитические методы

Флуоресценция

Полярографический метод измерения кислорода

Прямой электрометрический метод регистрации ДЧ>

Редокс-титрование первичного хинонного акцептора QA

4. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

4.1. Характерные особенности ядерных комплексов ФС 2

4.2. Ядерные комплексы ФС 2 с поврежденным и реконструированным КВК в растворе и влипосомах

4.3. Электрогенные реакции, обусловленные S-переходами КВК, в протеолипосомах, содержащих фотоактивированные

препараты апо-КВК-ФС 2

4.4. Электрогенные реакции, обусловленные переносом зарядов на хинон-акцепторном участке, в протеолипосомах,

содержащих фотоактивированные препараты апо-КВК-ФС 2

5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

6. ВЫВОДЫ

7. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ФС 1 фотосистема

ФС 2 фотосистема

РЦ реакционный центр

Dl, D2 белки ФС 2, формирующие РЦ и содержащие редокс-компоненты

переноса зарядов

Cyt Ь559 цитохром Ь559, интегральный компонент РЦ

КВК кислород-выделяющий комплекс

PsbO марганец-стабилизирующий периферический белок с

молекулярной массой около 33 кДа

РСА рентгеноструктурный анализ

НАДФ никотинамидадениндинуклеотидфосфат

DCMU 3-(3,4,-дихлорфенил)-1,1 -диметилмочевина

ТМФД К,К,М'>Г-тетраметил-и-фенилендиамин

ДХФИФ 2,6-дихлорфенолиндофенол

ДХБХ 2,6-дихлор-я-бензохинон

ДАД 2,3,5,6-тетраметил-и-фенилендиамин

ФМС феназинметосульфат

ДФК 1,5-дифенилкарбазид

Р680 первичный донор электрона РЦ ФС

Pheo феофитин

Chi хлорофилл

Yz редокс-активный тирозин-161 DI-субъединицы

Qa, Qb первичный и вторичный хинонные акцепторы, соответственно

PQ, PQH2 пластохинон и пластогидрохинон, соответственно

Мп марганец

MGDG моногалактозилдиациглицерин

DGDG дигалактозилдиациглицерин

SQDG сульфохиновозилдиацилглицерин

PG фосфатидилглицерин

MES 2-(К-морфолино)этансульфоновая кислота

HEPES К-(2-гидроксиэтил)пиперазин-М'-(2-этан-сульфоновая кислота)

TRIS трис(гидроксиметил)аминометан

Ет среднеточечный окислительно-восстановительный потенциал (мВ)

tf/2

полувремя реакции

время, за которое амплитуда ответа изменяется в е раз

ЛТ

трансмембранная разность электрических потенциалов

FTIR

ИК-Фурье-спектроскопия

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Электрогенные реакции переноса зарядов в ядерных комплексах фотосистемы 2 с разрушенными и реконструированными кислород-выделяющими комплексами»

1. ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы

Жизнь на Земле в современном виде невозможна без оксигенного фотосинтеза, в ходе которого в атмосферу выделяется кислород и происходит запасание солнечной энергии в виде энергии химических связей. Световые стадии фотосинтеза у цианобактерий, водорослей и высших растений осуществляются в тилакоидных мембранах, являющихся местом локализации трёх окислительно-восстановительных ферментов (фотосистема 2, цитохромный Ь6£-комплекс, фотосистема 1) и АТФ-синтазы. Основная функция пигмент-белкового комплекса фотосистемы 2 (ФС 2) - запасать энергию света в виде разделенных зарядов в реакционных центрах (РЦ), с последующим осуществлением двух важнейших химических реакций: окисление воды с выделением молекулярного кислорода, как побочного продукта (2 НгО —> 4 е~ + 4 H4" + О2), и восстановление пластохинона до пластогидрохинона (2 PQ + 4е~+4Н+—»2 PQH2). Эти реакции разделены в пространстве и происходят на различных сторонах ФС 2.

Кислород-выделяющий комплекс (КВК) ФС 2, который расположен на донорной стороне фермента, является самым лабильным участком в электрон-транспортной цепи и легко подвергается окислительному повреждению [Diner & Babcock, 1996]. В состав КВК входит неорганическое каталитическое ядро (Мп4Са05-кластер), близлежащие аминокислотные лиганды и четыре молекулы воды.

В различных стрессовых условиях наблюдается экстракция ионов марганца из сайта связывания КВК с последующим ингибированием окисления воды и выделения молекулярного кислорода. Функция КВК in vivo может восстанавливаться в результате ре-синтеза субъединицы D1 каждые 30 мин -1ч [Nixon et al., 2010; Komenda et al., 2012; Vinyard et al., 2013], с последующим включением в нее соответствующих кофакторов. Для реконструкции in vitro

функционально активного каталитического сайта окисления воды в комплексах ФС 2, лишенных марганцевого кластера (апо-КВК-ФС 2), необходимо, чтобы среда инкубации содержала ионы Мп2+, Са2+, СГ и экзогенный акцептор электронов ([Dasgupta е1 а!., 2008] и ссылки там же). Процесс светозависимого окислительного встраивания ионов Мп2+ в апо-КВК-ФС 2 называется фотоактивацией, а препараты с активным КВК - фотоактивированными.

Известно, что мембранное окружение важно для сборки, стабильности и функционирования мембранных белков. Липид-белковые взаимодействия играют ключевую роль в структурно-функциональных взаимоотношениях в многосубъединичном комплексе ФС 2 рУИгшаша & Wada, 2012]. Тилакоидная мембрана отличается уникальным липидным составом по сравнению с другими биологическими мембранами [Мига1а е1 а1., 1997]. В частности, эта мембрана содержит большое количество (-90 %) анионного

сульфохиновозилдиацилглицерина (ВС^Бв) и незаряженных гликолипидов, таких как моногалактозилдиацилглицерин (МвБв) и дигалактозилдиацилглицерин (БОБв), в то время как доля фосфатидилглицерина составляет -10%.

К наиболее актуальным проблемам в изучении функционирования ФС 2 относится выяснение молекулярного механизма сопряженного переноса электронов и протонов при каталитическом окислении воды и функционирования хинон-акцепторного участка в фотоактивированных препаратах апо-КВК-ФС 2. Регистрация генерации трансмембранной разности электрических потенциалов (Д^Р) с помощью прямого электрометрического метода при единичном обороте ФС 2 позволяет исследовать молекулярные механизмы отдельных реакций переноса зарядов, тогда как измерение в стационарных условиях дает только суммарное представление о светозависимых процессах в ФС 2. Прямая электрометрия исключительно чувствительна и позволяет регистрировать внутрибелковый перенос заряда на расстояние <1 А в направлении, перпендикулярном плоскости мембраны, а также выявлять кинетики и относительные вклады в суммарную величину А1? (диэлектрически взвешенные расстояния между кофакторами) отдельных электрогенных (векторных) реакций.

Цели и задачи работы.

Целью работы являлось детальное изучение электрогенных реакций переноса зарядов в фотоактивированных препаратах апо-КВК-ФС 2. В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать реакции переноса электронов в ядерных комплексах ФС 2 с разрушенными (апо-КВК-ФС 2) и реконструированными кислород-выделяющими комплексами в растворе и в протеолипосомах.

2. Исследовать электрогенные реакции, обусловленные 8-переходами КВК, в протеолипосомах, содержащих фотоактивированные препараты апо-КВК-ФС 2.

3. Исследовать электрогенные реакции, обусловленные переносом зарядов на хинон-акцепторном участке, в протеолипосомах, содержащих фотоактивированные препараты апо-КВК-ФС 2.

Научная новизна работы

Исследование кинетики индукции флуоресценции хлорофилла а показало, что время жизни фазы I—Р, соответствующей переносу электрона на терминальный хинонный акцептор, в фотоактивированных препаратах апо-КВК-ФС 2 в растворе составляет около 320 мс, а в протеолипосомах - 20 мс или 9 мс в зависимости от природы липидов. Эти данные свидетельствуют о том, что липидное окружение стимулирует стационарную скорость переноса электронов от марганцевого кластера к терминальному акцептору пластохинону, что коррелирует с данными по измерению скорости выделения кислорода.

Впервые на протеолипосомах, содержащих фотоактивированные препараты апо-КВК-ФС 2, с помощью прямого электрометрического метода показано, что в адаптированных к темноте образцах в ответ на первую, вторую и третью лазерные вспышки света в кинетике электрического ответа помимо быстрой генерации мембранного потенциала, обусловленной переносом электрона от редокс-активного тирозина к первичному хинонному акцептору С2а, появляются

дополнительные электрогенные фазы с характерными временами ~40 мкс, -220 мкс и -5 мс. Эти фазы были приписаны переходам Sj—>S2 (переносу электрона от Мп к нейтральному радикалу тирозина Yz) и S2—>S3 и S4—>S0 (переносу протонов в противоположную сторону от Мп4Са-кластера или от его ближайшего окружения в водную фазу), соответственно. Отсутствие дополнительной генерации Д*Р при переходе So—>Si указывает на то, что перенос протона при этом переходе является электрически нейтральным. Электрически нейтральным также является перенос протона при переходе S3—>S4.

В фотоактивированных препаратах апо-КВК-ФС 2 при реконструкции функции QB путем добавления децилпластохинона в среду измерения в ответ на вторую вспышку света было продемонстрировано наличие дополнительных электрогенных фаз, обусловленных протонированием дважды восстановленной формы QB и переходом S2—>S3 КВК. Эти результаты свидетельствуют о сопряженной активации донорного и акцепторного участков комплексов апо-КВК-ФС 2.

Практическая значимость

Полученные результаты расширяют и углубляют представления о механизмах реконструкции кислород-выделяющего комплекса апо-КВК-ФС 2 in vitro и могут быть использованы для создания искусственных систем, способных эффективно преобразовывать солнечную энергию, в том числе осуществлять фотолиз воды с образованием водорода и кислорода. Материалы диссертации могут быть использованы в лекциях и семинарских занятиях по биохимии, биофизике и физиологии растений.

Апробация работы и публикации

Результаты работы были представлены на семинаре отдела биоэнергетики НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского МГУ. Основные

положения работы изложены на VI съезде Российского Фотобиологического Общества (п. Шепси, 2011), 22nd IUBMB & 37th FEBS Congress (Севилья, 2012), Международной Пущинской школе-конференции молодых ученых "Биология -наука XXI века" (Пущино, 2012, 2013), International Meeting "Photosynthesis research for sustainability" (Баку, 2011, 2013) и Молодежной конференции «Биофизика биоэнергетических процессов» (Звенигород, 2013). Результаты работы были отмечены премией им. А.Д. Каулена за лучшую работу молодых ученых НИИ ФХБ имени А.Н. Белозерского (2011).

По теме диссертации опубликовано 10 печатных работ, в том числе 4 статьи в научных журналах, рекомендованных ВАК РФ, и 6 тезисов докладов в материалах конференций. Основная экспериментальная работа (выделение ядерных комплексов фотосистемы 2 и комплексов фотосистемы 2, лишенных марганца, приготовление протеолипосом, измерение кинетики индукции флуоресценции, измерение кинетики генерации трансмембранной разности потенциалов с помощью прямого электрометрического метода) выполнена автором самостоятельно. Постановка задач и выбор стратегии их решения проводились вместе с М.Д. Мамедовым. Обработка результатов исследований проводилась вместе с В.Н. Курашовым. Обсуждение результатов проводилось вместе с А.Ю. Семеновым. Техническое обеспечение измерительной установки осуществлялось А.А. Заспа.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 2.1. ФОТОСИНТЕЗ

Фотосинтетические организмы - это чудо природы, потому что они способны использовать свет, диоксид углерода и воду для того, чтобы снабжать Землю богатыми энергией углеводами и другими органическими веществами и выделять кислород, которым мы дышим. Фотосинтез — сложный многоступенчатый процесс. Энергия поглощенных фотонов преобразуется в химическую энергию в двух последовательных цепочках реакций: при световых реакциях происходит выделение кислорода как побочного продукта и запасание энергии в виде НАДФ-Н и АТФ, в то время как в цикле Кальвина-Бенсона последние в отсуствие света используются для восстановления С02 до углеводов.

Все фотосинтетические организмы делятся на оксигенные и аноксигенные. Оксигенные фототрофы используют воду в качестве источника электронов и выделяют кислород как побочный продукт. Аноксигенные фототрофы получают электроны из других неорганических или органических молекул и поэтому не выделяют кислород. Из пяти точно определенных фототрофных бактериальных филумов (Бкгшс^ез, СЫогоАех1, СЫогоЫ, Рго1еоЬас1епа и СуапоЬас1епа) только цианобактерии (СуапоЬас1епа) способны осуществлять оксигенный фотосинтез. Кроме того, все эукариотические фототрофы, а именно высшие растения и водоросли, выделяют кислород при фотосинтезе. Оставшиеся четыре филума включают анаэробные организмы, такие как пурпурные несерные бактерии, пурпурные серные бактерии, зеленые серные бактерии, гелиобактерии, которые способны жить только при низких концентрациях кислорода.

У цианобактерий первичные процессы фотосинтеза происходят в организованной системе цитоплазматических мембран [В1апкешЫр, 2002]. Они называются тилакоиды, от греческого 0иА.акост, что значит «мешок».

Тилакоидные мембраны обладают складчатой структурой, что позволяет клетке упаковать поверхность большой площади в маленький объем. Внутреннее пространство тилакоидной мембраны называется люмен, а матрикс, окружающий тилакоиды, называется строма. Мембраны тилакоидов содержат четыре белковых комплекса, участвующих в световых реакциях фотосинтеза: фотосистему 2 (ФС 2), цитохромный комплекс b6f, фотосистему 1 (ФС 1) и АТФ-синтазу. Темновые реакции фотосинтеза протекают в строме с участием растворимых ферментов.

Эукариотические организмы, такие как высшие растения и водоросли, осуществляют фотосинтез в мембранных органеллах, называемых хлоропласты. Хлоропласты окружены оболочкой, состоящей из наружней и внутренней мембран. Он содержит сложно организованную внутреннюю систему, в которую входят мембранные «мешки» - тилакоиды. Тилакоиды хлоропластов, погруженные в строму, образуют хорошо различимые стопки, называемые граны и соединенные между собой межгранными мембранными каналами - ламеллами стромы (Рис. 1.1.). Тилакоидная мембрана высших растений обладает крайне сложной архитектурой. В ней выделяют четыре домена - сердцевина гран (grana core), края гран (margins of the grana), концевые мембраны (end membrane) и ламелла стромы (stroma lamellae). Соотношение этих доменов зависит от организма, условий окружающей среды и, особенно, уровня освещенности [Mamedov & Styring, 2003]. Большая часть ФС 2 (-71 %) обнаружена в сердцевине гран, а наиболее активная часть ФС 2 находится в этом же домене [Danielsson et al., 2006].

Stroma Lamellae

End membrane

Рис. 1.1. Схематическое изображение четырех доменов тилакоидной мембраны шпината. Точное происхождение фракции У100 неизвестно. Воспроизведено из работы [Матес1оу & Бгуп^, 2003].

Процессы фотосинтеза различаются по скорости на 12 порядков

[ЕМапкетЫр, 2002]. Первичные процессы фотосинтеза можно разделить на два

различных процесса: перенос энергии и перенос электрона. Энергия фотонов

поглощается светособирающим пигмент-белковым комплексом и возбуждение

быстро передается на фотохимический реакционный центр (РЦ). Далее эта

энергия используется для разделения зарядов на мембране. Первичные процессы

фотосинтеза, включая поглощение света, перенос возбуждения и начальные

реакции переноса электронов, занимают от фемтосекунд (фс, Ю"15 с) до

12

пикосекунд (пс, 10" с). Таким образом, электрон переносится от первичного донора электрона через промежуточные кофакторы на конечный акцептор в РЦ. Будучи восстановленным, этот акцептор либо пассивно диффундирует из РЦ и включается в электрон-транспортную цепь, либо отдает электрон растворимым переносчикам. Эти процессы занимают от наносекунд (не, 10~9 с) до микросекунд (мке, 10"6 с). Наконец, восстановление терминальных белков-акцепторов занимает

л

от миллисекунд (мс, 10" с) до секунд и заканчивается образованием стабильных продуктов.

Оксигенные фототрофы используют два фотосинтетических реакционных центра (ФС 2 и ФС 1), осуществляющих трансмембранный перенос зарядов.

2.2. СТРУКТУРА КОМПЛЕКСА ФОТОСИСТЕМЫ 2

Пигмент-белковый комплекс ФС 2 распределен по доменам тилакоидной мембраны неравномерно. Существуют также функциональные и структурные различия между комплексами ФС 2 в различных частях тилакоидной мембраны. Наибольшая и наиболее активная часть комплексов ФС 2 находится в закрытой сердцевине гран, в то время как только малая часть сравнительно неактивных комплексов находится в областях мембраны, соприкасающихся со стромой (Рис. 1.1.).

ФС 2 представляет собой вода-пластохинон оксидоредуктазу, катализирующую светозависимую окисление двух молекул воды до молекулярного кислорода и редокс-эквивалентов (4-х протонов и 4-х электронов) и восстановление пластохинона до пластогидрохинона. Ядерные комплексы ФС 2 рассматриваются как минимальная структурная единица, способная к окислению молекул воды. Структура ядерных комплексов ФС 2, выделенных из двух родственных термофильных цианобактерий, Thermosynechococcus elongatus и Thermosynechococcus vulcanus, была определена с помощью рентгеноструктурного анализа с разрешением от 3,8 до 1,9 Ä [Ferreira et al, 2004; Loll et al., 2005; Umena et al., 2011]. Однако только последняя структура с разрешением 1,9 Ä [Umena et al., 2011] предоставила точные данные о КВК, включая положение окружающих аминокислотных остатков. Ядерные комплексы ФС 2 цианобактерий состоит из 20 белковых субъединиц, 17 из которых являются трансмембранными и три периферическими (Таблица 1.1), и около 70 кофакторов. Молекулярная масса мономера комплекса ФС 2 составляет около 350 кДа.

В структуре ядерных комплексов ФС 2 (в расчете на мономер) из термофильных цианобактерий было обнаружено шесть молекул моногалактозилдиацилглицерина (MGDG), пять молекул

дигалактозилдиацилглицерина (DGDG), четыре молекулы

сульфохиновозилдиацилглицерина (SQDG) и пять молекул фосфатидилглицерина

(PG). Все молекулы SQDG и PG были обнаружены на стромальной стороне мембраны, а все молекулы MGDG (за исключением одной) и DGDG - на люменальной [Ibid.].

Таблица 1.1. Белковый состав ФС 2.

Название гена Название белка Молекулярная масса, кДа Геном

psbA 38 Хлоропласт

psbB СР47 56 Хлоропласт

psbC СР43 50 Хлоропласт

psbD т 39 Хлоропласт

psbE а-СуХ Ь559 9 Хлоропласт

psbF Р-Суг Ь559 4 Хлоропласт

psbH Н 8 Хлоропласт

psbl I 4 Хлоропласт

psbJ Л 4 Хлоропласт

psbK к 4 Хлоропласт

psbL ь 4 Хлоропласт

psbM м 4 Хлоропласт

psbN N 5 Хлоропласт

psbO Периферический белок О с массой 33 кДа 27 Хлоропласт

psbP Периферический белок Р с массой 23 кДа 20 Ядро

psbQ Периферический белок С? с массой 16 кДа 17 Ядро

psbR Я 10 Ядро

sbS 8 29 Ядро

psbT Тс 4 Хлоропласт

psbT 5 Ядро

psbU и 10 Цианобактериальные белки

pPsbV V 15

psbW XV 6 Ядро

psbX X 4 Ядро

psbY У 4 Хлоропласт

psbZ ъ 7 Хлоропласт

Следует отметить, что в ранней работе [Guskov et al., 2009], где разрешение составляло 2,9 Ä, число выявленных липидов на мономер ФС 2 оказалось на 11 молекул меньше. Интересно отметить, что мономер комплекса ФС 1 из цианобактерий является местом локализации только четырех липидных молекул [Jordan et al., 2001]. Поэтому липидные молекулы, связанные с ФС 2, могут играть особую роль в сборке и функциональном регулировании комплекса ФС 2 [Mizusawa & Wada, 2012].

Кроме белков и липидов, в состав ядерного комплекса ФС 2 входят 35 молекул хлорофилла, 2 молекулы феофитина, 11 молекул ß-каротина, два пластохинона, два гемовых иона железа, один негемовый ион железа, четыре атома марганца, три-четыре атома кальция (один из них входит в состав кластера Мп4Са), три хлорид-иона (два из них находятся поблизости от марганцевого кластера) (здесь и далее, хотя мы употребляем термин "марганцевый кластер", следует отметить, что состав кластера - Мп4Са), один бикарбонат-ион, 20 молекулы липидов и более 15 молекул детергента. Внутри каждого мономера ФС 2 было обнаружено более 1300 молекул воды [Umena et al., 2011] (Рис. 1.2). Молекулы воды организованы в два слоя, расположенных на поверхностях стромальной и люменальной сторон белка, соответственно, причем на стромальной стороне молекул воды меньше. Однако несколько молекул воды также расположены в интегральной мембранной области комплекса, семь из них выступают в качестве лигандов для атомов Mg хлорофиллов и не лигандированы аминокислотами [Ferreira et al., 2004].

с. * ✓

(ГЧл .-Я *>»!»" ' <« - » « > »

. « б ^ & * ««г/*.».** «

, • * " ' " • * *« - '

Рис. 1.2. Общая структура димера ФС 2 Т. уи1сстш с разрешением 1,9 А. Воспроизведено из работы [итепа е1 а1., 2011]. Вид в плоскости мембраны.

a. Общая структура. Белковые субъединицы окрашены индивидуально в правом мономерс и в серый цвет в левом мономере. Оранжевыми сферами показаны молекулы воды.

b. Расположение молекул воды в димере ФС 2. Белковые субъединицы окрашены в серый цвет, а все остальные кофакторы отсутствуют.

Димер D1/D2, который вместе с белком Cyt Ь559 и субъединицей psbl является РЦ комплекса ФС 2, содержит 6 молекул хлорофилла а и 2 феофитина. 2 хлорофилла, не имеющие соответствия в РЦ пурпурных бактерий, расположены в стороне и не участвуют в первичных фотохимических реакциях. Оставшиеся 6 пигментов (4 хлорофилла и 2 феофитина) напоминают 4 бактериохлорофилла и 2 бактериофеофитина в бактериальном РЦ.

Относительно интегральных антенных белков СР43 и СР47, следует отметить, что в димере ФС 2 субъединица СР43 находится на стороне D1, в то время как субъединица СР47 находится на стороне D2. СР43 и СР47 являются местом локализации 14 и 16 молекул хлорофиллов а, соответственно, а также 3-4 молекул каротиноидов в каждой [Umena et al., 2011]. Примечательно, что большинство хлорофиллов, связанных с СР43 и СР47 субъединицами имеют аналоги, ассоциированные с N-концевыми доменами белков PsaA и PsaB ФС I [Murray et al., 2006].

Структура марганцевого кластера

Как уже было отмечено в состав кислород-выделяющего комплекса ФС 2 входит 4 ионов марганца и ион кальция. Пять атомов кислорода образуют оксомостики между пятью атомами металлов. Отсюда обозначение M^CaOs (Рис.1.3.). Три атома марганца, один атом кальция и четыре атома кислорода образуют кубаноподобную структуру, и каждый атом находится в одной из вершин.

Длины связей между атомами кислорода и кальция составляют 2,5-2,8 А, а между атомами кислорода и марганца - 1,8-2,1 А. Однако длина связи между одним из атомов кислорода (05) и атомом кальция равна 2,7 А, а длины связей между 05 и атомами марганца равны 2,4-2,6 А. Поэтому структура кубана Мп3Са04 не является идеальной.

Четвертый атом марганца (Мп4) расположен вне кубана и связан с двумя марганцами (Мп1 и МпЗ) через 05 и еще один атом кислорода (04) ди-ц-оксомостиками. Таким образом, каждые два соседние атома марганца связаны оксомостиками: Мп1 и Мп2 связаны через 01 и 03, Мп2 и МпЗ связаны через 02 и ОЗ, МпЗ и Мп4 связаны через 04 и 05. Ион кальция связан со всеми четырьмя атомами марганца оксомостиками: с Мп1 ди-ц-оксомостиком с участием 01 и 05, с Мп2 через 01 и 02, с МпЗ через 02 и 05, с Мп4 через 05. В целом структура марганцевого кластера напоминает искаженный стул, где асимметричный кубан представляет собой сиденье и ножки, а Мп4 и 04 - спинку [11тепа е1 а1., 2011] (Рис. 1.З.).

Следует отметить, что атомы кислорода в составе марганцевого кластера были впервые идентифицированы в работе ТГтепа а1. [1Ыс1.].

Рис. 1.3. Структура кластера МщСаО?. Воспроизведено из работы [Umena et al., 2011]. Атомы марганца показаны пурпурным, кальция - желтым, кислорода - красным, белок D1 -зеленым, СР43 - розовым.

Расстояния между атомом кальция и четырьмя атомами марганца составляют 3,5 A (Ca-Mnl), 3,3 А (Са-Мп2), 3,4 А (Са-МпЗ) и 3,8 А (Са-Мп4).

Обнаружено, что, помимо пяти атомов кислорода, четыре молекулы воды (W1-W4) ассоциированы с марганцевым кластером, причем W1 и W2 лигандируют Мп4 на расстояниях 2,1 и 2,2 А, соответственно, a W3 и W4 лигандируют кальций на расстоянии 2,4 А.

Идентифицированы все аминокислотные остатки, лигандирующие марганцевый кластер. Dl-Glul89 служит монодентатным лигандом для Mnl. Оставшиеся пять остатков, содержащих карбоксильную группу, являются бидентатными лигандами: D1-Asp 170 лигандирует Мп4 и Са, Dl-Glu333 лигандирует МпЗ и Mn4, Dl-Asp342 лигандирует Mnl и Mn2, Dl-Ala344 - Мп2 и

Ca, a CP43-Glu354 - Мп2 и МпЗ. Кроме того, Dl-His332 также является лигандом Mnl. Вместе с оксомостиками и молекулами воды, аминокислотные лиганды составляют координационное окружение кластера МщСа: каждый атом марганца имеет шесть лигандов, а атом кальция - семь лигандов [Kawakami et al., 2011].

По данным сайт-направленного мутагенеза, главным компонентом высокоаффинного сайта связывания марганца является остаток D1-Asp 170 [Boerner et al., 1992]. По-видимому, он участвует в связывании и окислении свободного иона марганца при фотоактивации [Nixon et al., 1992]. Некоторые аминокислотные замены (Dl-Asp(170)Glu) в этом месте, несомненно, снижают стабильность интермедиатов фотоактивации [Hwang et al., 2007]. Вероятно, причиной является нарушение связывания кальция.

Dl-Asp61, Dl-His337 и CP43-Arg357 находятся во второй координационной сфере марганцевого кластера и могут играть важные роли в поддержании структуры марганцевого кластера. Один из г|-атомов азота CP43-Arg357 связан водородной связью с 02 и 04 марганцевого кластера, а другой связан водородной связью с карбоксильными атомами кислорода D1-Asp 170 и Dl-Ala344. Имидазольный 8-атом азота Dl-His337 связан водородной связью с ОЗ. Таким образом, CP43-Arg357 и Dl-His337 могут участвовать в поддержании структуры кубана, а также компенсировать отрицательные заряды оксомостиков и аминокислотных остатков, содержащих карбоксильные группы. Карбоксильный атом кислорода Dl-Asp61 связан водородной связью с W1, а также с 04 через другую молекулу воды, поэтому этот остаток также может участвовать в стабилизации марганцевого кластера. Кроме того, Dl-Asp61 расположен на выходе из гипотетического протонного канала, включающего хлорид-ион, что позволяет предположить его участие в отщеплении протона от марганцевого кластера.

Наиболее важной структурной особенностью марганцевого кластера является его форма в виде «искаженного стула». Искажение вызвано наличием атома кальция и 05. Более длинные расстояния между 05 и атомами металлов подразумевают, что соответствующие связи слабы и 05 может иметь более

слабый отрицательный заряд, чем -2. Возможно, 05 в состоянии существует в виде гидроксид-иона и является субстратом образования молекулы кислорода. Другим субстратом может быть \¥2 или \УЗ, потому что обе эти молекулы находятся на расстоянии водородной связи от 05.

Так как переход между и 81 является самым быстрым в цикле Кока (см. [Баи & Наишапп, 2007]), протон, отщепляемый при этом переходе, может быть акцептирован Б1-Туг161 (Уг), который перед этим депротонируется путем сопряженного переноса электрона и протона. По сравнению с 05, \¥3 ближе к тирозину У2 и может быть более предпочтительным кандидатом на отщепление протона. Поэтому не исключено, что существует в виде гидроксид-иона в состоянии Б), и связь О-О образуется между \¥2 и

Обнаружено два сайта связывания хлорид-ионов поблизости от марганцевого кластера. Каждый хлорид-ион окружен четырьмя группами, по две из которых - молекулы воды. В случае иона СП оставшиеся две группы - это аминогруппа Б2-Ьу8317 и остовный атом азота 01-01иЗЗЗ, а в случае иона С12 -остовные атомы азота Б1-А5п338 и СР43-С1и354. Так как боковые цепи С1иЗЗЗ и СР43-С1и354 непосредственно лигандируют марганцевый кластер, хлорид-ионы могут быть необходимы для поддержания координационного окружения марганцевого кластера.

Помимо этого, хлорид-ионы лежат в начале цепочек водородных связей, ведущих от марганцевого кластера в люменальную фазу. Цепочка с участием СИ находится на поверхности между субъединицами Б1, 02 и РбЬО, а цепочка с участием С12 находится на поверхности между субъединицами Б1, СР43 и РбЬИ. Эти цепочки водородных связей включают молекулы воды, заряженные и гидрофильные аминокислоты, и они могут выступать в качестве путей выброса протонов или поглощения молекул воды.

Система водородных связей вокруг Yy_

Yz расположен между марганцевым кластером и первичным донором электрона РЦ ФС 2. Существует обширная система водородных связей между Yz и марганцевым кластером и от Yz до люменальной поверхности [Umena et al., 2011] (Рис. 1.4.). Yz связан водородными связями с двумя молекулами воды, лигандирующими атом кальция (W4 и W3). С W4 он связан напрямую, а с W3 -через еще одну молекулу воды. Через эту последнюю молекулу воды также проходит цепочка водородных связей, связывающая две молекулы воды, лигандирующие Мп4, и Yz. Еще одна прочная водородная связь длиной 2,5 А была обнаружена между Yz и в-азотом D1-His 190 в противоположном направлении от марганцевого кластера. D1-His 190, в свою очередь, связан с D1-Asn 298, а через него - с несколькими молекулами воды и аминокислотными остатками, включая СР43-А1а411, Dl-Asn322 и PsbV-Tyrl37, образующими путь выхода в люменальную фазу. Эта система водородных связей расположена на поверхности соприкосновения субъединиц Dl, СР43 и PsbV и может выступать в качестве пути выделения протона, отщепляемого от Yz. Данный факт свидетельствует в пользу того, что существует путь для выброса протонов, высвобождающихся от Yz, с участием Dl-His 190.

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Петрова, Ирина Олеговна

5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Целью диссертационной работы явилось изучение генерации АЧУ, обусловленной переносом зарядов в фотоактивированных ядерных комплексах апо-КВК-ФС 2. Использованный прямой электрометрический метод позволяет проводить измерения кинетики генерации АЧ* в режиме однократного срабатывания фермента, что существенно облегчает интерпретацию наблюдаемых явлений.

Работа была проведена на изолированных ядерных комплексах ФС 2 из шпината, являющихся минимальными функциональными единицами, способными катализировать окисление воды и восстановление пластохинона. Локализация кислород-выделяющего комплекса вблизи наружной поверхности протеолипосомальной мембраны позволяет изучать механизм реконструкции КВК в препаратах апо-КВК-ФС 2 в присутствии неорганических ионов (Мп и Са2+).

В первом разделе экспериментальной части работы проведено сопоставление результатов, полученных с помощью измерения кинетики индукции флуоресценции хлорофилла в комплексах ФС 2 с поврежденными и реконструированными КВК в растворе и липосомах из различных типов липидов. Полученные данные позволяют заключить, что липидное окружение увеличивает стационарную скорость переноса электронов от марганцевого кластера к терминальному хинонному акцептору в комплексах ФС 2, что, вероятно, связано с оптимальной конформацией белка.

Во втором разделе экспериментальной части с помощью прямого электрометрического метода на протеолипосомах впервые был исследован механизм генерации обусловленной переносом зарядов при 8-переходах

кислород-выделяющего комплекса в ответ на единичные вспышки света в фотоактивированных комплексах апо-КВК-ФС 2. Показано, что переходы Я]—>82,

82—>83 и 84—>80 и 80—^ сопряжены с образованием Л1?, в то время как переход

83—>84 является электрически нейтральной реакцией.

В третьем разделе экспериментальной части прямой электрометрический метод впервые был успешно использован для изучения функционального сопряжения донорной (электрогенез при переходе КВК 82—>83) и акцепторной (электрогенное протонирование дважды восстановленного СЬ) сторон фотоактивированного комплекса апо-КВК-ФС 2.

6. выводы

1. С помощью исследования кинетики индукции флуоресценции хлорофилла в ядерных комплексах ФС 2 с разрушенными (апо-КВК-ФС 2) и реконструированными (фотоактивированными) кислород-выделяющими комплексами в растворе и в протеолипосомах, показано, что липидное окружение увеличивает стационарную скорость переноса электронов от марганцевого кластера к терминальному хинонному акцептору, что коррелирует с данными по измерению скорости выделения кислорода. Этот эффект проявляется в большей степени в случае липосом, полученных из тилакоидных липидов. Выдвинуто предположение, что влияние липидов связано с поддержанием оптимальной конформации ФС 2 для эффективного функционирования.

2. Впервые с помощью прямого электрометрического метода на протеолипосомах, содержащих фотоактивированные препараты апо-КВК-ФС 2, показано, что в адаптированных к темноте образцах в ответ на 1-ую, 2-ую и 3-ю вспышки лазера в кинетике фотоэлектрического ответа помимо быстрой генерации мембранного потенциала, обусловленной переносом электрона от редокс-активного тирозина У7 к первичному хинонному акцептору Од, появляются дополнительные электрогенные фазы в микро-/миллисекундном временном диапазоне. Эти дополнительные фазы приписаны переходам $1—»Бг (перенос электрона от Мп на У2*), 82—>83 и 84—>80 (перенос протонов в противоположном направлении - от марганцевого кластера или его ближайшего окружения в водную фазу) кислород-выделяющего комплекса.

3. Отсутствие дополнительной генерации мембранного потенциала в субмиллисекундном временном диапазоне в ответ на 3-ую (переход 83—>84) и 4-ую (переход 80—>8)) лазерные вспышки свидетельствует об электрически

нейтральном переносе протонов. Заключено, что перенос только двух из четырех протонов, освобождаемых в результате каталитического окисления двух молекул воды, сопряжен с генерацией мембранного потенциала.

4. Впервые в фотоактивированных препаратах апо-КВК-ФС 2 при реконструкции функции вторичного хинонного акцептора путем добавления децилпластохинона в среду инкубации в кинетике электрического ответа обнаружены дополнительные электрогенные фазы, обусловленные переходом $2—кислород-выделяющего комплекса и протонированием дважды восстановленной формы СЬ- Эти данные свидетельствуют о функциональном сопряжении донорного и акцепторного участков ФС 2 и, несомненно, расширяют современные представления о механизме фотоактивации комплекса окисления воды в целом.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Петрова, Ирина Олеговна, 2014 год

7. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Adelroth, P. Studies of Ca2+ binding in spinach photosystem II using 45Ca2+ / P. Adelroth, K. Lindberg, L.E. Andreasson // Biochemistry. - 1995. - Vol.34, №28. -P. 9021-9027.

2. Ananyev, G.M. High-resolution kinetic studies of the reassembly of the tetra-manganese cluster of photosynthetic water oxidation: proton equilibrium, cations, and electrostatics. / G.M. Ananyev, G.C. Dismukes // Biochemistry. - 1996. - Vol.35, №46.-P. 14608-14617.

3. Ananyev, G.M. Photosynthesis: From Light to Biosphere (Mathis, P., Ed.) / G.M. Ananyev, G.C. Dismukes. - Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, The Netherlands, 1995. - Vol.2, P.431-434.

4. Remarkable affinity and selectivity for Cs+ and uranyl (U022+) binding to the manganese site of the apo-water oxidation complex of photosystem II. / G. M. Ananyev, A. Murphy, Y. Abe, G.C. Dismukes // Biochemistry. - 1999. -Vol.38. -P.7200-7209.

5. Mutagenesis of CP43-arginine-357 to serine reveals new evidence for (bi)carbonate functioning in the water oxidizing complex of Photosystem II. / G. Ananyev, T. Nguyen, C. Putnam-Evans, G.C. Dismukes // Photochem Photobiol Sci. -2005. - Vol.4, №12. - P.991-998.

6. Arnon, D.I. Copper enzymes in isolated chloroplasts - Polyphenoloxidase in Beta vulgaris. / D.I. Arnon // Plant Physiol. - 1949. - Vol.24. - P. 1-15.

7. Aro, E.M. Photoinhibition and D1 Protein Degradation in Peas Acclimated to Different Growth Irradiances / E.M. Aro, S. McCaffery, J.M. Anderson // Plant Physiol. - 1993. - Vol.103, №3. - P.835-843.

8. Babcock, G.T. Two electron donation sites for exogenous reductants in chloroplast photosystem II. / G.T. Babcock, K. Sauer // Biochim Biophys Acta. - 1975. - P.396, №1 - P.48-62.

9. Barber J. Crystal structure of the oxygen-evolving complex of photosystem II / J. Barber// Inorg Chem. - 2008. - Vol.47, №6. - P.1700-1710.

10. Blankenship, R. E. Molecular Mechanisms of Photosynthesis / R. E. Blankenship. - Blackwell Science Ltd., London, 2002.

11. Blubaugh, DJ. Kinetics of photoinhibition in hydroxylamine-extracted photosystem II membranes: relevance to photoactivation and sites of electron donation. / D.J. Blubaugh, G.M. Cheniae // Biochemistry. - 1990. - Vol.29, №21.- P.5109-5118.

12. Evidence from directed mutagenesis that aspartate 170 of the D1 polypeptide influences the assembly and/or stability of the manganese cluster in the photosynthetic water-splitting complex. / R.J. Boerner, A.P. Nguyen, B.A. Barry, R.J. Debus // Biochemistry. - 1992. - Vol.31, №29, - P.6660-6672.

13. Bouges-Bocquet, B. Electron transfer between the two photosystems in spinach chloroplasts. / B. Bouges-Bocquet // Biochim Biophys Acta. - 1973. - Vol.314, №2, - P.250-256.

14. Bowes, J.M. Binary oscillations in the rate of reoxidation of the primary acceptor of photosystem II. / J.M. Bowes, A.R. Crofts // Biochim Biophys Acta. - 1980. - Vol.590, № 3, - P.373-384.

15. Bowes, J.M. Effect of 2,5-dibromo-3-methyl-6-isopropyl-p-benzoquinone on the secondary electron acceptor B of photosystem II. / J.M. Bowes, A.R. Crofts // Arch Biochem Biophys. - 1981. - Vol.209, №2. - P.682-686.

16. The unusually strong hydrogen bond between the carbonyl of Q(A) and His M219 in the Rhodobacter sphaeroides reaction center is not essential for efficient electron transfer from Q(a)( ) to Q(B). / J. Breton, J. Lavergne, M.C. Wakeham et al. // Biochemistry. - 2007. - Vol.46, №22. - P.6468-6476.

17. Brettel, K. Nanosecond Reduction Kinetics of Photooxidized Chlorophyll-an (P-680) in Single Flashes as a Probe for the Electron Pathway, H+-Release and Charge Accumulation in the 02-Evolving Complex. / K. Brettel, E. Schlodder, H. T. Witt // Biochim Biophys Acta. - 1984. - Vol.766. - P.403-415.

18. Cammarata, K.V. Studies on 17, 24 kD Depleted Photosystem II Membranes: I. Evidences for High and Low Affinity Calcium Sites in 17, 24 kD

Depleted PSII Membranes from Wheat versus Spinach. / K.V. Cammarata, G.M. Cheniae // Plant Physiol. - 1987. - Vol.84, №3. - P.587-595.

19. Chen, C. Calcium modulates the photoassembly of photosystem II (Mn)4 clusters by preventing ligation of nonfunctional high valency states of manganese / C. Chen, J. Kazimir, G. M. Cheniae // Biochemistry. - 1995. - Vol.34. - P.13511-13526.

20. Cheniae, G. M. Photoactivation of the manganese catalyst of 02 evolution. I. Biochemical and kinetic aspects / G.M. Cheniae, I.F. Martin // Biochim. Biophys. Acta. - 1971. - Vol.253. - P.167-181.

21. Chroni, S. Accessibility of tyrosine Y(.)<Z) to exogenous reductants and Mn(2+) in various Photosystem II preparations. / S. Chroni, D.F. Ghanotakis // Biochim Biophys Acta. - 2001. - Vol.1504, №2-3. - P.432-437.

22. Cohen, R.O. Participation of the C-terminal region of the D1-polypeptide in the first steps in the assembly of the Mn4Ca cluster of photosystem II. / R.O. Cohen, P.J. Nixon, B.A. Diner // J Biol Chem. - 2007. - Vol.282, №10. - P.7209-7218.

23. Conjeaud, H. The effects of pH on the reductions kinetics of P-680 in Tris-treated chloroplasts / H. Conjeaud, P. Mathis // Biochim Biophys Acta.- 1980. -Vol.590, №3, - P.353-359.

24. The semiquinone-iron complex of photosystem II: structural insights from ESR and theoretical simulation; evidence that the native ligand to the non-heme iron is carbonate. / N. Cox, L. Jin, A. Jaszewski et al. // Biophys J. - 2009. - Vol.97, №7. -P.2024-2033.

25. Dimeric and monomeric organization of photosystem II. Distribution of five distinct complexes in the different domains of the thylakoid membrane. / R. Danielsson, M. Suorsa, V. Paakkarinen et al. // J Biol Chem. - 2006. - Vol.281, №20. -P.14241-14249.

26. Dasgupta, J. Photoassembly of the Water-Oxidizing Complex in Photosystem II / J. Dasgupta, G.M. Ananyev, G.C.Dismukes // Coord Chem Rev. -2008. - Vol. 252, №3-4. - P.347-360.

27. Dau, H. On the structure of the manganese complex of photosystem II: extended-range EXAFS data and specific atomic-resolution models for four S-states. /

H. Dau, A. Grundmeier, P. Loja, M. Haumann // Philos Trans R Soc Lond B Biol Sei. -2008. - Vol. 363, №1494. - P.1237-1244.

28. Dau, H. Eight steps preceding 0-0 bond formation in oxygenic photosynthesis—a basic reaction cycle of the Photosystem II manganese complex. / H. Dau, M. Haumann // Biochim Biophys Acta. - 2007. - Vol.1767, №6. - P.472-483.

29. Dau, H. The tetra-manganese complex of photosystem II during its redox cycle: X-ray absorption results and mechanistic implications / H. Dau, L. Iuzzolino, J. Dittmer // Biochim. Biophys. Acta. - 2001. - Vol.1503. - P.24-39.

30. De Las Rivas, J. Analysis of the Structure of the PsbO Protein and its Implications. / J. De Las Rivas, J. Barber // Photosynth Res. - 2004. - Vol.81, №3. -P.329-343.

31. Identifying the lowest electronic states of the chlorophylls in the CP47 core antenna protein of photosystem II. / F.L. De Weerd, M.A. Palacios, E.G. Andrizhiyevskaya et al. // Biochemistry. - 2002. - Vol. 41, № 51. - P.15224-15233.

32. Diner, B.A. Structure dynamics and energy conversion efficiency in Photosystem II. In: Ort D.R. & Yocum C.F. (eds.) Oxygenic Photosynthesis: The Light Reactions / B.A. Diner, G.T. Babcock. - Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, 1996. -P.213-247.

33. Subpicosecond equilibration of excitation energy in isolated photosystem II reaction centers./ J.R. Durrant, G. Hastings, D.M. Joseph et al. // Proc Natl Acad Sei U S A. - 1992. - Vol.89, №23. - P. 11632-11636.

34. Architecture of the photosynthetic oxygen-evolving center. / K.N. Ferreira, T.M. Iverson, K. Maghlaoui et al. // Science. - 2004. - Vol.303. - P.l 831-1838.

35. Fowler, C.F. Proton evolution from photosystem II. Stoichiometry and mechanistic considerations. /C.F. Fowler // Biochim Biophys Acta. - 1977. - Vol.462, №2.-P.414-221.

36. Phosphatidylglycerol requirement for the function of electron acceptor plastoquinone Q(B) in the photosystem II reaction center. / Z. Gombos, Z. Värkonyi, M. Hagio et al. // Biochemistry. - 2002. - Vol.41, № 11. - P.3796-3802.

37. Effect of redox mediators on the flash-induced membrane potential generation in Mn-depleted photosystem II core particles. / O.A. Gopta, A.A. Tyunyatkina, V.N. Kurashov et al. // Eur Biophys J. -2008. - Vol.37, №6. - P. 10451050.

38. Gounaris, K. The effect of thylakoid lipids on an oxygen-evolving photosystem II preparation / K. Gounaris, D. Whitford, J. Barber // FEBS Lett. - 1983. -Vol.163.-P.230-234.

39. Initial electron donor and acceptor in isolated Photosystem II reaction centers identified with femtosecond mid-IR spectroscopy. / M.L. Groot, N.P. Pawlowicz, L.J. van Wilderen et al. // Proc Natl Acad Sei USA.- 2005. - Vol.102, №37 - P.13087-13092.

40. Charge separation in the reaction center of photosystem II studied as a function of temperature. / M.L. Groot, F. van Mourik, C. Eijckelhoff et al. // Proc Natl Acad Sei USA.- 1997. - Vol. 94, № 9. - P.4389-4394.

41. Cyanobacterial photosystem II at 2.9-A resolution and the role of quinones, lipids, channels and chloride. / A. Guskov, J. Kern, A. Gabdulkhakov et al. // Nat Struct Mol Biol. -2009. - Vol.16, № 3. - P.334-342.

42. Ishikita, H. Function of redox-active tyrosine in photosystem II. / H. Ishikita, E.W. Knapp // Biophys J. - 2006. - Vol.90, №11. - P.3886-3896.

43. Energetics of a possible proton exit pathway for water oxidation in photosystem II. / H. Ishikita, W. Saenger, B. Loll et al. // Biochemistry. - 2006. -Vol.45, №7. - P.2063-2071.

44. Jahns, P. Proton release during the four steps of photosynthetic water oxidation: induction of 1:1:1:1 pattern due to lack of chlorophyll a/b binding proteins. / P. Jahns, W. Junge // Biochemistry. - 1992. - Vol.31, № 32. - P.7398-7403.

45. Joliot, P. A new model for the photochemical centers of the system II. / P. Joliot, G. Barbieri, R. Chabaud. // Photochem. Photobiol. - 1969. - Vol.1. - P.309-329.

46. Three-dimensional structure of cyanobacterial photosystem I at 2.5 Ä resolution / P. Jordan, P. Fromme, H.T. Witt et al. // Nature. - 2001. - Vol.411, №6840. - P.909-917.

47. Electrostatics and proton transfer in photosynthetic water oxidation. / W. Junge, M. Haumann, R. Ahlbrink et al. // Philos Trans R Soc Lond B Biol Sei. - 2002. -Vol.357, №1426. - P.1407-1420.

48. Photosynthetic 02 formation tracked by time-resolved X-ray experiments / M. Haumann, P. Liebisch, C. Müller et al. // Science. - 2005. - Vol.310. - P.1019-1021.

49. Haumann, M. Photosynthetic oxygen evolution: net charge transients as inferred from electrochromic bandshifts are independent of proton release into the medium / M. Haumann, O. Boegershausen, W. Junge // FEBS Lett. - 1994. - Vol.355. -P.101-105.

50. Haumann, M. Electrogenicity of electron and proton transfer at the oxidizing side of photosystem II / M. Haumann, A. Mulkidjanian, W. Junge // Biochemistry. - 1997. - Vol.36, № 31. - P.9304-9315.

51. A time-resolved iron-specific X-ray absorption experiment yields no evidence for an Fe2+ —> Fe3+ transition during QA" --> QB electron transfer in the photosynthetic reaction center. / S. Hermes, O. Bremm, F. Garczarek et al. // Biochemistry. - 2006. - Vol.45, № 2. - P.353-359.

52. Hienerwadel, R. Bicarbonate binding to the non-heme iron of photosystem II investigated by Fourier transform infrared difference spectroscopy and 13C-labeled bicarbonate / Hienerwadel, R., Berthomieu, C. // Biochemistry. - 1995. - Vol.34, №50. -P.16288-16297.

53. Hillier, W. Substrate water interactions within the photosystem II oxygen evolving complex / W. Hillier, T. Wydrzynski // Phys. Chem. Chem. Phys. - 2004. -Vol.6, - P.4882-^889.

54. Hoganson, C.W. A metalloradical mechanism for the generation of oxygen from water in photosynthesis / C.W. Hoganson, G.T. Babcock // Science. - 1997. -Vol.277, №5334, - P.1953-1956.

55. Photoassembly of the manganese cluster in mutants perturbed in the high affinity Mn-binding site of the H20-oxidation complex of photosystem II / H.J. Hwang, A. McLain, R.J. Debus, R.L. Burnap // Biochemistry. - 2007. -Vol.46, №47. - P. 1364813657.

56. Johnson, G.N. A change in the midpoint potential of the quinone QA in photosystem II associated with photoactivation of oxygen evolution / G.N. Johnson, A.W. Rutherford, A. Krieger // Biochim. Biophys. Acta. - 1995. - Vol.1229. - P.202-207.

57. PLUK-An Environment for Software Development. / Ya.L. Kalaidzidis, A.V. Gavrilov, P.V. Zaitsev et al. // Programming and Computer Software. - 1997. -Vol.23. -P.206-212.

58. Redox and spectral properties of cytochrome b559 in different preparations of photosystem II / O. Kaminskaya, J. Kurreck, K.D. Irrgang et al. // Biochemistry. -

1999. - Vol. 38, № 49. - P.16223-16235.

59. Kaminskaya, O. Effect of dehydration on light-induced reactions in photosystem II: photoreactions of cytochrome b559 / O. Kaminskaya, G. Renger, V.A. Shuvalov // Biochemistry. - 2003. - Vol.42, №27. - P.8119-8132.

60. Kaminskaya, O. Evidence for a novel quinone-binding site in the photosystem II (PS II) complex that regulates the redox potential of cytochrome b559 / O. Kaminskaya, V.A. Shuvalov, G. Renger // Biochemistry. - 2007. - Vol.46, №4. -P.1091-1105.

61. Structure of the catalytic, inorganic core of oxygen-evolving photosystem II at 1.9 A resolution / K. Kawakami, Y. Umena, N. Kamiya, J.R. Shen // J Photochem Photobiol B. - 2011. - Vol.104, №1-2. - P.9-18

62. Ke, B. Photosynthesis: Photobiochemistry and Photobiophysics / B. Ke. -Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, 2001.

63. Kern, J. Photosystem II: structure and mechanism of the water:plastoquinone oxidoreductase / J. Kern, G. Renger // Photosynth Res. - 2007. -Vol.94, №2-3.-P. 183-202.

64. Knoepfle, N. Site-directed mutagenesis of basic arginine residues 305 and 342 in the CP 43 protein of photosystem II affects oxygen-evolving activity in Synechocystis 6803 / N. Knoepfle, T.M. Bricker, C. Putnam-Evans // Biochemistry. -

1999. - Vol.38, №5. - P.1582-1588.

65. Kok, B. Cooperation of charges in photosynthetic 02 evolution. A linear four step mechanism / B. Kok, B. Forbuch, M. McGloin // Photochem. Photobiol. -1970.-Vol.ll.-P.457-475.

66. What are the oxidation states of manganese required to catalyze photosynthetic water oxidation? / D.R. Kolling, N. Cox, G.M. Ananyev et al. // Biophys J. - 2012. - Vol.103, №2. - P.313-322.

67. Komenda, J. Assembling and maintaining the Photosystem II complex in chloroplasts and cyanobacteria / J. Komenda, R. Sobotka, P.J. Nixon // Curr Opin Plant Biol. - 2012. - Vol.15, №3. - P.245-251.

68. Krieger, A. On the determination of redox midpoint potential of the primary quinine electron acceptor, QA, in Photosystem II./ A. Krieger, A.W. Rutherford, G.N. Johnson // Biochim Biophys Acta. - 1995. - Vol.1229. - P.193-201.

69. Krieger-Liszkay, A. Influence of herbicide binding on the redox potential of the quinone acceptor in photosystem-II. Relevance to photodamage and phytotoxicity / A. Krieger-Liszkay, A.W. Rutherford // Biochemistry. - 1998. - Vol.37. - P. 1733917344.

70. Investigation of the low-affinity oxidation site for exogenous electron donors in the Mn-depleted photosystem II complexes / V.N. Kurashov, E.R. Lovyagina, D.Y. Shkolnikov et al. // Biochim Biophys Acta. - 2009. - Vol.1787, №12. -P.1492-1498.

71. Kurreck, J. Investigation of the plastoquinone pool size and fluorescence quenching in thylakoid membranes and photosystem II (PS II) membrane fragments / J. Kurreck, R. Schodel, G. Renger // Photosynth. Res. - 2000. - Vol.63. - P. 171-182.

72. Reconstitution of the endogenous plastoquinone pool in photosystem II (PS II) membrane fragments, inside-out-vesicles, and PS II core complexes from spinach. / J. Kurreck, A.G. Seeliger, F. Reifarth et al. // Biochemistry. - 1995. - Vol.34, №48. -P.15721-15731.

73. Larkum, A.W.D. The reconstitution of a photosystem II protein complex, P-700-chlorophyll a-protein complex and light-harvesting chlorophyll a/b-protein /

A.W.D. Larkum, J.M. Anderson // Biochim Biophys Acta. - 1982. - Vol.679. - P.410-421.

74. Towards complete cofactor arrangement in the 3.0 Â resolution structure of photosystem II. / B. Loll, J. Kern, W. Saenger et al. // Nature. - 2005. - Vol.418. -P.1040-1044.

75. Lubbers, K. Chloride-depletion of photosynthetic water oxidase. No proton release during the second oxidation step, S2*==>S3*, and a transmembrane radical pair recombination from the third on. / K. Lubbers, W. Drevenstedt, W. Junge // FEB S Lett. - 1993. - Vol.336, №2. - P.304-308.

76. The role of cytochrome b559 and tyrosineD in protection against photoinhibition during in vivo photoactivation of photosystem II / A. Magnuson, M. Rova, F. Mamedov et al. // Biochim Biophys Acta. - 1999. - Vol.1411, №1. - P.180-191.

77. Mamedov, F. Involvement of histidine 190 on the D1 protein in electron/proton transfer reactions on the donor side of photosystem II / F. Mamedov, R.T. Sayre, S. Styring // Biochemistry. - 1998. - Vol.37, №40. - P. 1424514256.

78. Mamedov, F. Logistics in the life cycle of Photosystem II—lateral movement in the thylakoid membrane and activation of electron transfer / F. Mamedov, S. Styring // Physiologia Plantarum. - 2003. - Vol.119. - P.328-336.

79. Voltage changes involving photosystem II quinone-iron complex turnover / M.D. Mamedov, A.A. Tyunyatkina, S.A. Siletsky, A.Y. Semenov // Eur Biophys J. -2006. - Vol.35, №8. - P.647-654.

80. Dynamic metabolism of photosystem II reaction center proteins and pigments / A. Mattoo, M.-T. Giardi, A. Raskind, M. Edelman // Physiol Plant. - 1999. -Vol.107. -P.454-461.

81. McEvoy, J.P. Water-splitting chemistry of photosystem II / J.P. McEvoy, G.W. Brudvig // Chem Rev. - 2006. - Vol.106, №11.- P.4455-4483.

82. Messinger, J. Analyses of pH-induced modifications of the period four oscillation of flash-induced oxygen evolution reveal distinct structural changes of the

photosystem II donor side at characteristic pH values / J. Messinger, G. Renger // Biochemistry. - 1994. - Vol.33, №36. - P.10896-10905.

83. Messinger, J. Structure-function relations in photosystem II. Effects of temperature and chaotropic agents on the period four oscillation of flash-induced oxygen evolution / J. Messinger, W.P. Schroder, G. Renger // Biochemistry. - 1993. -Vol.32, №30. - P.7658-7668.

84. Miller, A. F. Manganese and Calcium Requirements for Reconstitution of Oxygen-Evolution Activity in Manganese-Depleted Photosystem-II Membranes. / A.F. Miller, G.W. Brudvig // Biochemistry. - 1989. - Vol.28. - P.8181-8190.

85. Miyao-Tokutomi, M., in Current Research in Photosynthesis (Baltscheffsky, H., Ed.) / M. Miyao-Tokutomi, T.-A. Ono, Y. Inoue. - Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, The Netherlands, 1990. - Vol. 1. - P.909-912.

86. Mizusawa, N. The role of lipids in photosystem II / Mizusawa, N., Wada, H // Biochim Biophys Acta. - 2012. - Vol.1817, №1. - P.194-208.

87. Light-induced quinone reduction in photosystem II / F. Mtih, C. Glôckner, J. Hellmich, A. Zouni // Biochim Biophys Acta. -2012. - Vol.1817, №1. -P.44-65.

88. Murata, N. in: P.A. Siegenthaler, N. Murata (Eds.), Lipids in Photosynthesis: Structure, Function and Genetics / N. Murata, P.A. Siegenthaler. -Kluwer, Dordrecht, 1997. - P. 1-20.

89. Murray, J.W. CP43-like chlorophyll binding proteins: structural and evolutionary implications / J.W. Murray, J. Duncan, J. Barber // Trends Plant Sci. -2006.-Vol.11.-P.152-158.

90. Nedbal, L. Redox state of a one-electron component controls the rate of photoinhibition of photosystem II / L. Nedbal, G. Samson, J. Whitmarsh // Proc Natl Acad Sci USA.- 1992. - Vol.89, №17. - P.7929-7933.

91. Nénonéné, E.K. Interaction of photosystem II proteins with non-aggregated membranes constituted of phosphatidylglycerol and the electrically neutral phosphatidylcholine enhances the oxygen-evolving activity / E.K. Nénonéné, M. Fragata // Chem. Phys. Lipids. - 1998. - Vol. 91. - P.97-107.

92. Nickelsen, J. Photosystem II assembly: from cyanobacteria to plants / J. Nickelsen, B. Rengstl // Annu Rev Plant Biol. - 2013. - Vol.64. - P.609-635.

93. Recent advances in understanding the assembly and repair of photosystem II / Nixon PJ, Michoux F, Yu J et al. // Annals of Botany. - 2010. - Vol.106. - P. 1-16.

94. Nixon, P.J. Role of the carboxy terminus of polypeptide D1 in the assembly of a functional water-oxidizing manganese cluster in photosystem II of the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803: assembly requires a free carboxyl group at C-terminal position 344 / P.J. Nixon, J.T. Trost, B.A. Diner // Biochemistry. - 1992. -Vol.31, №44. - P.10859-10871.

95. Noguchi, T. FTIR detection of water reactions in the oxygen-evolving centre of photosystem II / T. Noguchi // Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. - 2008. -Vol.363, №1494. - P.l 189-1195.

96. Novoderezhkin, V.I. Mixing of exciton and charge-transfer states in Photosystem II reaction centers: modeling of Stark spectra with modified Redfield theory / V.I. Novoderezhkin, J.P. Dekker, R. van Grondelle // Biophys J. - 2007. -Vol.93, № 4.-P.1293-1311.

97. Ono, T. A. Reductant-sensitive intermediates involved in multi-quantum process of photoactivation of latent oxygen-evolving system / T. A. Ono, Y. Inoue // Plant Cell Physiol. - 1987. - Vol.28. - P.1293-1300.

98. Charge separation and energy transfer in the photosystem II core complex studied by femtosecond midinfrared spectroscopy / N.P. Pawlowicz , M.L. Groot, I.H. van Stokkum et al. // Biophys J. - 2007. - Vol.93, №8. - P.2732-2742.

99. Petrouleas, V. Identification of Q400, a high-potential electron acceptor of photosystem II, with the iron of the quinone-iron acceptor complex / V. Petrouleas, B.A. Diner // Biochim. Biophys. Acta. - 1986. - Vol.849. - P.264-275.

100. Pospisil, P. Chlorophyll fluorescence transients of photosystem II membrane particles as a tool for studying photosynthetic oxygen evolution / P. Pospisil, H. Dau // Photosynth. Res. - 2000. - Vol.65. - P.41-52.

101. Rappaport, F. Charge recombination and proton transfer in manganese-depleted photosystem II / F. Rappaport, J. Lavergne // Biochemistry. - 1997. - Vol.36, №49.-P. 15294-15302.

102. Rappaport, F. Proton release during successive oxidation steps of the photosynthetic water oxidation process: stoichiometries and pH dependence / F. Rappaport, J. Lavergne // Biochemistry. - 1991. - Vol.30, №41. - P.10004-10012.

103. Raszewski, G. Theory of optical spectra of photosystem II reaction centers: location of the triplet state and the identity of the primary electron donor. / G. Raszewski, W. Saenger, T. Renger // Biophys J. - 2005. - Vol.8, №2. - P.986-998

104. Remy, A. Coupling of light-induced electron transfer to proton uptake in photosynthesis. / A. Remy,K. Gerwert // Nat Struct Biol. - 2003. - Vol.10, №8. -P.637-644.

105. Renger, G. Coupling of electron and proton transfer in oxidative water cleavage in photosynthesis / G. Renger // Biochim Biophys Acta. -2004. - Vol.1655, №1-3.-P. 195-204.

106. Renger, G. Oxidative photosynthetic water splitting: energetics, kinetics and mechanism / G. Renger // Photosynth Res. - 2007. - Vol.92, №3. - P.407-425.

107. Rich, P. R. Partition coefficients of quinones and hydroquinones and their relation to biochemical reactivity / P.R. Rich, R. Harper // FEBS Letters. - 1990. -Vol.269, №1.-P.139-144.

108. Rigaud, J.-L. Reconstitution of membrane proteins into liposomes / J.-L. Rigaud, D. Levy // Methods Enzymol. - 2003. - Vol.372. - P.65-86.

109. Robinson, H.H. Kinetics of the oxidation-reduction reactions of the Photosystem II quinone acceptor complex and the pathway for deactivation / H.H. Robinson, A.R. Crofts // FEBS Lett. - 1983. - Vol.153. - P.221-226.

110. Coupled activation of the donor and the acceptor side of photosystem II during photoactivation of the oxygen evolving cluster / M. Rova, F. Mamedov, A. Magnuson et al. //Biochemistry. - 1998. - Vol.37, №31. - P. 11039-11045.

111. Lipids in oxygen-evolving photosystem II complexes of cyanobacteria and higher plants /1. Sakurai, J.R. Shen, J. Leng et al. // J Biochem. - 2006. - Vol.140, №2. - P.201-209.

112. Saphon, S. The HVe ration in chloroplasts in 2. Possible errors in its determination. / S. Saphon, A.R. Crofts // Z Naturforsch C. - 1977. - Vol.32, №9-10. -P.810-816.

113. Saygin, O. Evidence for the Electrochromic Identification of the Change of Charges in the four Oxidation Steps of the Photoinduced Water Cleavage in Photosynthesis. / O. Saygin, H. T. Witt // FEBS Lett. - 1985. - Vol.187. - P.224-226.

114. Saygin, O. On the Change of the Charges in the four Photo-induced Oxidation Steps of the Water-Splitting Enzyme System S - Optical Characterization at 02-Evolving Complexes Isolated from Synechococcus. ( O. Saygin, H. T. Witt // FEBS Lett. - 1984. - Vol.176. - P. 83-87.

115. Schlodder, E. Stoichiometry of proton release from the catalytic center in photosynthetic water oxidation. Reexamination by a glass electrode study at pH 5.5-7.2. / E. Schlodder, H.T. Witt // J Biol Chem. - 1999. - Vol.274, №43. - P.30387-30392.

116. Schreiber, U. The polyphasic rise of chlorophyll fluorescence upon onset of strong continuous illumination: II Partial control by Photosystem II donor side and possible ways of interpretation. / U. Schreiber, C. Neubauer // Z Naturforsch. - 1987. -Vol.42c. - P.1255-1264.

117. Semenov, A. Electrogenic reactions and dielectric properties of photosystem II / A. Semenov, D. Cherepanov, M. Mamedov // Photosynth Res. - 2008. -Vol.98, №1-3.-P.121-130.

118. Semenov, A.Yu. in Photosystem I. The Light-Driven, Platocyanin:Ferredoxin Oxidoreductase (Golbeck, J.H., ed.) / A.Yu. Semenov, M.D. Mamedov, S.K. Chamorovsky. - Springer, Dordrecht, 2006. - P.319-424.

119. Semin, B.K. Blocking of electron donation by Mn(II) to Y(z*) following incubation of Mn-depleted photosystem II membranes with Fe(II) in the light. / B.K. Semin, M.L. Ghirardi,M. Seibert // Biochemistry. -2002. - Vol.41, №18. - P.5854-5864.

120. Semin, B.K. Iron bound to the high-affinity Mn-binding site of the oxygen-evolving complex shifts the pK of a component controlling electron transport via Y(Z) / B.K. Semin , M. Seibert // Biochemistry. - 2004. - Vol.43, №21. - P.6772-6782.

121. P680 (P(D1)P(D2)) and Chl(Dl) as alternative electron donors in photosystem II core complexes and isolated reaction centers. / I.V. Shelaev, F.E. Gostev, M.I. Vishnev et al. // J Photochem Photobiol B. - 2011. - P.104, №1-2. - P.44-50.

122. Photosystem II and the unique role of bicarbonate: a historical perspective / D. Shevela, J.J. Eaton-Rye, J.R. Shen, Govindjee // Biochim Biophys Acta. -2012. -Vol.1817, №8.-P.1134-1151.

123. Species-dependence of the redox potential of the primary quinone electron acceptor QA in photosystem II verified by spectroelectrochemistry / T. Shibamoto, Y. Kato, R. Nagao et al. //FEBS Lett. -2010. - Vol.584, №8. - P.1526-1530.

124. Shinkarev, V.P. Photosystem II: Oxygen evolution and chlorophyll a fluorescence induced by multiple flashes (Papageorgiou, G.C., Govindjee, eds.) / V.P. Shinkarev/ - Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, 2004. - P.197-229.

125. Shinkarev, V.P. Oxygen evolution in photosynthesis: from unicycle to bicycle / V.P. Shinkarev, C.A. Wraight // Proc Natl Acad Sci USA.- 1993. - Vol.90, №5. - P.1834-1838.

126. Proteins, glycerolipids and carotenoids in the functional photosystem II architecture / O. Sozer, M. Kis, Z. Gombos, B. Ughy // Front. Biosci. - 2011. - Vol.16. -P.619-643.

127. Computational studies of the 0(2)-evolving complex of photosystem II and biomimetic oxomanganese complexes. / E.M. Sproviero, J.A. Gascon, J.P. McEvoy et al. // Coord Chem Rev. - 2008. - Vol.252, №3-4. - P.395-415.

128. Quantum mechanics/molecular mechanics structural models of the oxygen-evolving complex of photosystem II. / E.M. Sproviero, J.A. Gascon, J.P. McEvoy et al. // Curr Opin Struct Biol. - 2007. - Vol.17, №2. - P. 173-180.

129. Strasser, B.J. Donor side capacity of Photosystem II probed by chlorophyll a fluorescence transients / B.J. Strasser // Photosynth. Res. -1997. - Vol.52. - P.147-155.

130. Suzuki, H. Monitoring proton release during photosynthetic water oxidation in photosystem II by means of isotope-edited infrared spectroscopy / H. Suzuki, M. Sugiura, T. Noguchi // J Am Chem Soc. -2009. - Vol.131, №22. - P.7849-7857.

131. Tamura, N. in Light-Energy Transduction in Photosynthesis: Higher Plants and Bacterial Models (Stevens, S. E., & Bryant, D. A., Eds.) / N. Tamura, G. M. Cheniae. - The American Society of Plant Physiologists, Rockville, MD, 1998. - P.227-242.

132. Tamura, N. Photoactivation of the water-oxidizing complex in photosystem II membranes depleted of Mn and extrinsic proteins. 1. Biochemical and kinetic characterization / N. Tamura, G.M. Cheniae // Biochim. Biophys. Acta. - 1987. - Vol. 890.-P. 179-194.

133. Tommos, C. Proton and hydrogen currents in photosynthetic water oxidation / C. Tommos, G.T. Babcock // Biochim Biophys Acta. - 2000. - Vol.1458, №1. - P.199-219.

134. Experimental evidence for ascorbate-dependent electron transport in leaves with inactive oxygen-evolving complexes / S.Z. Toth, J.T. Puthur, V. Nagy, G. Garab // Plant Physiol. - 2009. - Vol.149, №3. - P.1568-1578.

135. Photosynthetic electron transport activity in heat-treated barley leaves: the role of internal alternative electron donors to photosystem II / S.Z. Toth, G. Schansker, G. Garab, R.J. Strasser // Biochim Biophys Acta. - 2007. - Vol.1767, №4. -P.295-305.

136. Trissl, H.-W. Primary charge separation in photosystem II involves two electrogenic steps / H.-W. Trissl, W. Leibl // FEBS Lett. - 1989. - Vol.244. - P.85-88.

137. Crystal structure of oxygen-evolving photosystem II at a resolution of 1.9 A. / Y. Umena, K. Kawakami, J.R. Shen,N. Kamiya // Nature. -2011. - Vol.473, №7345. - P.55-60.

9 "Н

138. Structure-based kinetic modeling of exeited-state transfer and trapping in histidine-tagged photosystem II core complexes from synechocystis / S. Vassiliev, C.I. Lee, G.W. Brudvig, D. Bruce // Biochemistry. - 2002. - Vol.41, №40. - P.12236-12243.

139. Velthuys, B.R. Charge accumulation at the reducing side of system 2 of photosynthesis / B.R. Velthuys, J. Amesz // Biochim Biophys Acta. - 1974. - Vol.333, №1. - P.85-94.

140. Vermeglio, A. Secondary electron transfer in reaction centers of Rhodopseudomonas sphaeroides. Out-of-phase periodicity of two for the formation of ubisemiquinone and fully reduced ubiquinone / Vermeglio A. // Biochim Biophys Acta. - 1977. - Vol.459, № 3. - P.516-524.

141. Thermodynamically accurate modeling of the catalytic cycle of photosynthetic oxygen evolution: a mathematical solution to asymmetric Markov chains / D.J. Vinyard, C.E. Zachary, G. Ananyev, G.C. Dismukes // Biochim Biophys Acta. -2013. - Vol.1827, №7. - P.861-868.

142. Direct observation of vibrational coherence in bacterial reaction centers using femtosecond absorption spectroscopy / M.H. Vos , J.C. Lambry, S.J. Robles et al. // Proc Natl Acad Sci U S A. - 1991. - Vol.88, №20. - P.8885-8889.

143. Wacker, U. In: Current Research in Photosynthesis. (Ed M. Baltscheffsky) / U. Wacker, E. Haag, G. Renger. - Kluwer, Dordrecht, 1990. - Vol.1. - P.869-872.

144. Wraight, C.A. Proton and electron transfer in the acceptor quinone complex of photosynthetic reaction centers from Rhodobacter sphaeroides / C.A. Wraight // Front Biosci. - 2004. - Vol. 9. - P.309-337.

145. Wydrzynski, T.J. Photosystem II: The light-driven water:plastoquinone oxidoreductase / T.J. Wydrzynski, K. Satoh. - Springer, New York, 2005.

146. Фотоэлектрические ответы кислород-выделяющих комплексов фотосистемы II. / М.Д. Мамедов, О.Е. Бешта, К.Н. Туровская и др. // Биохимия. -1999. -т.64, вып.5. - С.606-611.

147. Перенос электронов между экзогенным донором и реакционным центром фотосистемы -2 / М.Д. Мамедов, В.Н. Курашов, И.О. Петрова и др. // Биохимия. - 2010. - т.75, вып.5. - С.675-681.