Деградация пиридина и его производных представителями родов Arthrobacter и Rhodococcus тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.03, доктор биологических наук Хасаева, Фатимат Машировна
Хасаева, Фатимат Машировна
доктор биологических наук
2011
- Специальность ВАК РФ03.02.03
- Количество страниц 456
Оглавление диссертации доктор биологических наук Хасаева, Фатимат Машировна
ВВЕДЕНИЕ.
1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.
1.1. Микробиологическая деградация гетероциклических соединений производных пиридина.
1.1.1. Деградация пиридина.
1.1.2. Деградация алкилпиридинов.
1.1.3. Деградация гидроксипиридинов.
1.1.4. Деструкция пиридинкарбоновых кислот.
1.1.4.1. Деградация пиколиновой (лиридин-2-карбоновой) кислоты.
1.1.4 2. Деградация никотиновой (пиридин-3-карбоновой) кислоты.
1.1.4.3. Деструкция изоникотиновой (пиридин-4-карбоновой) кислоты.
1.1.4.4. Деградация 2,6-дипиколиновой (пиридин-2,6-дикарбоновой) кислоты.
1.2. Анализ микроорганизмов методом МАЛДИ МС.
1.2.1. Метод МАЛДИ МС.
1.2.2. МАЛДИ МС анализ микроорганизмов.
1.2.2.1. Практическое применение микробного профилирования методом МАЛДИ.
1.2.2.2. Факторы, влияющие на качество и воспроизводимость спектров микроорганизмов, полученных методом МАЛДИ.
1.3. Современное состояние и иммобилизация клеток микроорганизмов для целей биотехнологических производств и биодеградации ксенобиотиков
1.3.1. Общие характеристики процессов иммобилизации.
1.3.2. Связывание клеток микроорганизмов на поверхности нерастворимого носителя.
1.3.3. Включение клеток микроорганизмов в структуру полимерного носителя.
1.3.4. Иммобилизация клеток микроорганизмов с использованием мембранной технологии.
1.3.5. Физиология иммобилизированных микроорганизмов.
2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.
2.1. Объекты исследования.
2.1.1. Соединения ряда пиридина - субстраты и продукты деградации.
2.1.2. Микроорганизмы - деструкторы незамещенного пиридина, метил- и диметилпиридинов.
2.2. Идентификация выделенных микроорганизмов-деструкторов.
2.2.1. Изучение культуральных и физиолого-биохимических особенностей
2.2.2. Хранение штаммов бактерий АНкгоЬа&ег эр. КМ-4, Ккойососсш лугаИЕ1а\1епз15 КМ-Р и Ккойососст егуМгороШ 2.40МР.
2.2.3. Сохранение утилизирующей пиридины активности штамма бактерий АгШгоЬас1ег Бр. КМ-4 после хранения.
2.2.4. Количественное определение потребления пиридина и его производных.
2.2.5. Определение скорости утилизации пиридина.
2.2.6. Анализ методом матрично-активированиой лазерной десорбции/ ионизации (МАЛДИ).
2.2.7. Получение бесклеточных экстрактов клеток бактерий Аг/кгоЬааег Бр. КМ-4.
2.2.8. Выделение и идентификация индивидуальных продуктов деградации пиридинов.
2.2.9. Выделение и идентификация продуктов деградации 2-метилпиридина
2.2.10. Получение суспензионных клеток АНкгоЬаШг Бр. КМ-Р.
2.2.11. Иммобилизация клетокАпЪгоЬа^ег Бр. КМ-Р в альгинате кальция.
2.2.12. Определение потребления пиридина суспензионными и иммобилизованными клетками АНкгоЬаЫег Бр. КМ-Р.
2.2.13. Сканирующая электронная микроскопия.
3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.
3.1. Выделение, идентификация и характеристики штаммов бактерий, утилизирующих пиридин и его производные.
3.1.1. Выделение и характеристика штамма, утилизирующего незамещенный пиридин.
3.1.2. Выделение и характеристика штамма утилизирующего 2,4-диметилпиридин.
3.1.3. Секвенирование последовательности гена 16S рРНК штаммов-деструкторов пиридина и 2,4-диметилпиридина.
3.1.4. Выделение и идентификация штамма, утилизирующего метилпиридины и диметилпиридин.
3.1.5. Характеристика деградативной активности штамма Arthrobacter sp. КМ-4, утилизирующего метил- и диметилпиридины.
3.2. Хранение штаммов бактерий, утилизирующих пиридин и его производные
3.2.1. Лиофшшзация клеток штамма Arthrobacter sp. КМ-4.
3.2.2. «Тест на ускоренное хранение» лиофшшзированных клеток бактерий Arthrobacter sp. КМ-4.
3.2.3. Криоконсервация клеток штамма Arthrobacter sp. КМ-4.
3.3 Утилизирующая активность штаммов-деструкторов ииридииов после длительного хранения.
3.3.1. Утилизация 2,6-диметилпиридина штаммом бактерий Arthrobacter sp. KM-2.6DMP.
3.3.2. Утилизация 2-метилпиридина штаммом бактерий Arthrobacter sp. КМ-2МР.
3.3.3. Утилизация 4-метилпиридина штаммом бактерий Arthrobacter sp. КМ-4МР.
3.3.4. Утилизация незамещенного пиридина штаммом бактерий Arthrobacter sp. КМ-Р.
3.3.5. Утилизация незамещенного пиридина штаммом бактерий Rhodococcus wratislaviensis КМ-Р.
3.3.6. Утилизация 2,4-диметилпиридина штаммом бактерий Rhodococcus erythropolis KM-2.4DMP.
3.3.7. Сравнительный анализ деструкции пиридина штаммами Arthrobacter sp. КМ-Р и Rhodococcus wratislaviensis КМ-Р.
3.4. Масс-спектрометрический анализ клеток бактерий.
3.4.1. Сравнительный анализ биодеградирующих штаммов Arthrobacter sp. КМ-Р и R. wratislaviensis КМ-Р методом МАЛДИ.
3.4.2. Влияние условий культивирования на МАЛДИ-профиль бактерий.
3.5. Изучение пиридин и 2,6-диметилпиридин окисляющих активностей бесклеточных экстрактов артробактеров.
3.6. Исследование путей деградации пиридина и его производных.
3.6.1. Анализ и идентификация продуктов деградации 2,6-димегилпиридина штаммом Arthrobacter sp. KM-2.6DMP.
3.6.2. Анализ и идентификация продуктов деградации 2-метилпиридина штаммом бактерий Arthrobacter sp. КМ-2МР.
3.6.3. Анализ и идентификация продуктов деградации 4-метилпиридина штаммом бактерий Arthrobacter sp. КМ-4МР.
3.6.5. Превращение 2-гидрокси- и 3-гидроксипиридинов штаммом Arthrobacter sp. КМ-Р.
3.6.6. Анализ и идентификация продуктов деградации пиридина штаммом Rhodococcus wratislaviensis КМ-Р.
3.6.7. Анализ и идентификация продуктов деградации 2,4-диметилпиридина штаммом Rhodococcus erythropolis 2.4DMP.
3.7. Деградация пиридина культурой, суспензионными и иммобилизованными клетками Arthrobacter sp. КМ-Р.
Рекомендованный список диссертаций по специальности «Микробиология», 03.02.03 шифр ВАК
Деструкция сульфоароматических соединений бактериями родов Pseudomonas и Comamonas1998 год, кандидат биологических наук Балашов, Сергей Викторович
Бактерии-деструкторы ароматических углеводородов и их хлорпроизводных: разнообразие, особенности метаболизма, функциональная геномика2010 год, доктор биологических наук Плотникова, Елена Генриховна
Изменение состава сообществ бактерий-деструкторов в условиях загрязнения устойчивыми органическими соединениями2013 год, кандидат биологических наук Панов, Андрей Владимирович
Трансформация хинолинкарбоновых кислот микроорганизмами2000 год, кандидат биологических наук Дудучава, Майя Роландовна
Генетические и ферментные системы деструкции ароматических соединений бактерий порядка Actinomycetales2009 год, кандидат биологических наук Шумкова, Екатерина Сергеевна
Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Деградация пиридина и его производных представителями родов Arthrobacter и Rhodococcus»
Актуальность проблемы.
В настоящее время практически все природные среды подвергаются антропогенным воздействиям. Интенсивное развитие химической промышленности привело к тому, что в биосферу постоянно и в возрастающих количествах поступают вещества-загрязнители [Кузнецов, Градова, 2006; 2010]. Одним из загрязнителей, требующего приоритетного внимания, являются органические гетероциклические соединения, масштабы производства которых, составляют несколько тысяч тонн в год. По данным, 1989 года мировое производство для пиридина ровнялось 26000 т/год, 2-метилпиридина 8000 т/год, 3-метилпиридина 9000 т/год, 4-метилпиридина 1500 т/год [Fetzner, 1998]. Пиридин и его производные являются важным классом гетероциклических соединений [Lettau, 1980]. Они образуются при коксохимической переработке угля, содержатся в сточных водах нефтеперерабатывающих и химических предприятий, заводов по производству синтетического каучука, пластмасс, красителей [Dobson et al., 1985; Pereira et al., 1988; Rogers et al., 1985]. В чистом виде пиридины широко используются в качестве растворителей и исходных реагентов при производстве химикатов для сельского хозяйства, фармацевтических препаратов и т. д. [Sims, O'Loughlm, 1989; Kaiser et al., 1996; Граник, 2009]. В организм эти ксенобиотики поступают при вдыхании паров и через кожу, а также процессе потребления загрязненных продуктов и воды. Даже невысокие концентрации пиридинов приводят к отравлению и нарушению функций центральной нервной системы [ATSDR, 1992, Куценко, 2004]. По своей канцерогенности пиридин отнесен к 3 группе [IARC, 2000].
Хорошая растворимость пиридина и его производных в воде обеспечивает легкость их транспорта и распространения в окружающей среде. Особую опасность для экосистем в целом, и для водных ресурсов в частности, представляют сточные воды коксохимических, нефтеперерабатывающих и химических производств [Грушко, 1982; Ефремов, 1998]. Вода это не только источник водоснабжения и транспортное средство, но и среда обитания животных и растений, круговорот которой в природе создает необходимые условия для функционирования биосферы [Хубларян, Моисеенко, 2009; Гос. доклад о состоянии окружающей среды РФ в 2006 г., 2007]. Возросшее в последние десятилетия загрязнение вод токсичными веществами обусловило существенное повышение уровня заболеваемости людей, включая онкологические, генетические и аллергические, а также дефекты умственного и физического развития детей [Ревич и др., 2003].
Желательно, чтобы отходы химических производств попадали в окружающую среду в форме и концентрациях, предварительно обезвреженных- для жизни [Одум, 1986]. Утилизация отходов путем сжигания процесс энергоемкий и служит активным источником загрязнения окружающей среды, так как зола и шлак, образующиеся при сжигании, содержат продукты неполного сгорания органических веществ.
Санитарным законодательством предъявляются высокие требования к содержанию пиридинов в объектах окружающей среды [Вредные вещества в промышленности, 1976]. Предельно-допустимая концентрация (ПДК) для пиридина в питьевой воде установлена на уровне 0,2 мг/л, пиколинов и лутидинов - 0,05 мг/л, паров в воздухе - 0,0015 мг/м [ГН 2.2.5.2308-07, 2007], а для воды водных объектов, имеющих рыбохозяйственное значение, составляет 0,01 и 0,001 мг/л, соответственно [Перечень рыбохозяйственных нормативов, 1999; Дополнение № 2, 2001]. Такие значения ПДК предполагают глубокую очистку сточных вод.
На данный момент предложены различные физико-химические способы очистки пиридинов: адсорбция [Akita, Takeuchi, 1993; Sabah, Celik, 2002], озонирование [Stern, et al., 1997], адсорбция с электросорбцией [Niu, Conway,
2002], но, ни один из современных методов химической очистки не являеся, ни экономичным, ни достаточно эффективным.
Микроорганизмы представляются перспективными объектами для решения проблем рационального природопользования, как для эффективной биотехнологической очистки отходов на стадии производства, так и при обезвреживании токсикантов, уже попавших в окружающую среду [Кузьмина, 2010],
Действительно, наиболее приемлемым, эффективным и безальтернативным до настоящего времени остается биологический, в частности, микробиологический метод [Алиева, 1987; Pandey et al., 2007].
Биологический метод очистки обладает рядом несомненных достоинств, к числу которых относится его экологичность: в процессе биологической очистки редко образуются чуждые природной среде соединения, и деструкция органических загрязнений происходит до ССЬ и Н20 [Лохов, 2002; Лохова, 2008].
Современный уровень развития промышленного производства и экологическое состояние окружающей среды обусловили повышение требований к качеству сточных вод, сбрасываемых в водные объекты, а традиционные технологии биологической очистки в аэротенках уже не позволяют достичь необходимой степени очистки. Одним из наиболее эффективных и очевидных способов увеличения окислительной мощности и улучшения ряда технологических показателей традиционных биологических очистных сооружений является применение иммобилизованной микробной < биомассы на нерастворимых в воде материалах [Демаков и др., 2009].
В связи с этим первостепенное значение приобретает разработка микробиологических способов очистки, предусматривающая поиск эффективных микроорганизмов-деструкторов и всестороннее их изучение. Также подбор оптимальных способов хранения, обеспечивающих как жизнеспособность клеток, так и ферментативную активность превращений ксенобиотиков для эффективного использования этих микроорганизмов в процессах очистки промышленных сточных вод и биоремедиации почв.
Состояние вопроса.
К началу настоящей работы было известно, что первичной реакцией микробного метаболизма бензольного кольца является его гидрокси-лирование с образованием диоксисоединений [Арчаков, 1983; Leslie, 1985; Кулинский, 1999; Соляникова, 2007]. Последующее раскрытие кольца может проходить по одному из путей его окислительного расщепления: орто-, мета- и через образование гентизиновой кислоты.
Реакции раскрытия пиридинового кольца, в отличие от бензольного, не имеют однозначной интерпретации. С одной стороны, это обусловлено тем, что пиридин является электронодефицитным соединением, поскольку замена в кольце бензола одного атома углерода более электроотрицательным атомом . азота приводит к резкому перераспределению электронной плотности в ядре так, что в положениях 2- и 4- электронная плотность понижена [Гранберг, 1973, Пожарский, 1986]. В результате, наряду с повышенной основностью пиридина (за счет свободной пары электронов азота), его электрофильность резко подавлена, а нуклеофильные реагенты атакуют а- и у - положения в ядре. Таким образом, нуклеофильная атака, например, введение ОН-группы, становится более легкой по сравнению с электрофильным замещением (Джилкрист, 1996). С другой стороны, до сих пор не удалось получить бактериальные бесклеточные экстракты, способные трансформировать молекулу пиридина: отсюда многие стадии его деградации остаются неизученными.
Немногочисленные данные о метаболизме пиридина и алкилпиридинов свидетельствуют о различающихся путях их разложения в зависимости от используемых микроорганизмов. Такие бактерии как Bacillus sp. шт. 4 [Watson, Cain, 1972]; Nocardia sp. [Watson, Cain, 1975]; Brevibacterium sp. [Shulcla, 1973]; Corynebacterium sp. [Shukla, Kaul, 1974]; Micrococcus luteus
Sims et al., 1985, 1986] могут использовать пиридин в качестве единственного источника углерода и азота при его концентрации 1,5-2,0 г/л и времени утилизации от 2 до 5 суток. Первыми идентифицированными интермедиатами оказались насыщенные алифатические кислоты, янтарный и глутаровый полуальдегиды, присутствие которых свидетельствует о восстановлении пиридинового кольца [Shukla, 1973; Watson, Cain, 1975]. Вполне вероятно, что интермедиатом при деградации пиридина является 1,4-дигидропиридин
Watson, Cain, 1972], однако прямых доказательств этого процесса нет, первичные продукты восстановительной реакции не выделены. Более поздние исследования дали другие результаты. Бактерия Nocardia sp. КМ-2
Коростелева, 1982] утилизировала пиридин в качестве единственного источника углерода и азота при максимально потребляемой концентрации 0,2% за 96 часов. В культуральной жидкости (КЖ) накапливался интермедиат, который был идентифицирован как 3-гидроксипиридин: это предполагает, что окисление кольца пиридина, предшествует его раскрытию. И в этом случае в качестве интермедиата был идентифицирован янтарный полуальдегид.
На данный момент в научной литературе представлены работы по изучению биодеградации небольшого ряда алкилпиридинов, касающихся метил- и этил- производных пиридина. [Bai, 2008; Stobdan, 2008; McCulloch, 2009.] В основном, описаны кинетические зависимости разрушения субстратов ограниченным числом различных видов микроорганизмов, и достаточно скудно представлены материалы по изучению путей метаболизма этих соединений. К настоящему времени нет обоснованных данных о путях деградации пиридина и его производных, а также диагностике штаммов, обладающих высокой деструктивной активностью по отношению к этим сильнейшим токсикантам. Так как до сих пор не удалось получить бесклеточные экстракты, трансформирующие пиридины, не были определены и охарактеризованы ферменты биодеградации пиридинового кольца.
Цель работы:
Исследовать микробную деградацию пиридиновых загрязнителей; включая выделение высокоактивных штаммов-деструкторов пиридина и его производных, изучение их физиологической активности, а также исследование путей разложения пиридинов для использования выявленных закономерностей и выделенных бактерий в биотехнологических процессах очистки промышленных сточных вод и биоремедиации почв.
Основные задачи исследований.
1. Поиск и выделение высокоактивных бактерий-деструкторов пиридиновых соединений, идентификация выделенных штаммов бактерий.
2. Изучение и подбор оптимальных условий для утилизации пиридина и пиридиновых производных выделенными штаммами.
3. Оценка выживаемости и сохранения утилизирующей активности бактерий-деструкторов по отношению к исследуемым субстратам при длительном хранении штаммов.
4. Выделение, характеристика и определение структуры индивидуальных продуктов интермедиатов биодеградации пиридинов ' методами хроматографии и хроматомасс-спектрометрии. Установление путей микробной деградации пиридина и его производных.
5. Масс-спектрометрический анализ белкового профиля бактерий Аг{кгоЬаМег Бр. КМ-Р и КНойососст \vrcitislaviensis КМ-Р, утилизирующие пиридин, методом матрично-активированной лазерной десорбции /ионизации (МАЛДИ).
8. Иммобилизация клеток бактерий АпкгоЬа^ег Бр. КМ-Р, утилизирующих пиридин, в альгинате кальция для применения в биотехнологических процессах деструкции ксенобиотиков этого класса.
Научная новизна работы.
Выделены бактерии-деструкторы пиридинов из почв, отобранных с территорий химико-фармацевтического предприятия «Акрихин» и
Авдеевского коксохимического завода, производящего чистые фракции легких пиридинов. Выделенные штаммы, обладающие высокой деградирующей активностью и широкой субстратной специфичностью, были идентифицированы на основании морфологических, культуральных, физиолого-биохимических свойств и результатам секвенирования 16Б рРНК как представители родов АнкгоЬа^ег и Шюс/ососсш,
Установлено, что деградация пиридина и его производных выделенными микроорганизмами происходит по окислительному пути через гидроксилирование гетероциклического кольца в С-2 и (или) С-3 положении. Обнаружение в качестве промежуточных продуктов метаболизма пиридина, 2-гидрокси-, 2,3-дигидрокси- и 2,6-дигидроксипроизводных пиридина предполагает происхождение атома кислорода в гидроксильных группах у С-2 и С-6 из воды. На основании анализа продуктов раскрытия дигидроксипроизводных установлено, что пиридиновое кольцо подвергается гидролитическому разрыву по С-Ы связи обоими штаммами бактерий: Аг1кгоЬас(ег эр. КМ-Р и Ккос1ососси$ лх^аИзЬюгепи'^ КМ-Р. Впервые при изучении метаболизма 2-метилпиридина (2-МП) показано, что раскрытие кольца гидрокси-2-МП между 2-м и 3-м атомами углерода с последующей . реакцией конденсации приводит к образованию Ы-ацетилпиррола. Раскрытие кольца между С-5 и С-6 атомами углерода, аналогично, приводит .к образованию 1М-формил-2-метилпиррола. Таким образом, раскрытие кольца наблюдается и в орто- и в мета-положении. Обнаружено, что метаболизм 4-метилпиридина (4-МП) сопровождается образованием розового и голубого пигментов, являющиеся продуктами конденсации 2,3-дигидрокси-4-МП и 2,3,6-тригидрокси-4-МП, соответственно, а метаболизм 2,4-диметилпиридина (4-ДМП) - окислением как кольца гетероцикла, так и метальных групп. Раскрытие кольца у 4-метилпиридина, 2,4-диметилпиридина и 2,6-диметил-пиридина наблюдается только в .мета-положении.
Практическое значение работы.
Из почв, длительное время подвергавшихся воздействию пиридина и его производных, выделены штаммы бактерий родов А^кгоЬас1ег и Я1юс1ососст, способные разлагать устойчивые азотсодержащие поллютанты - пиридин, 2-метил-, 4-метил-, 2,4-диметил- и 2,6-диметилпиридины. Создана коллекция штаммов бактерий, адаптированных к высоким концентрациям токсикантов и характеризующихся высокой скоростью их разложения. Штамм АнкгоЬасгег Бр. КМ-4 за 24 часа утилизировал 2,5 г/л пиридина и 2-МП; 1,5 г/л 4-МП и 3,0 г/л 2,6-ДМП и депонирован в ВКМ (Ас-1098Д). Штамм Якойососст \vratislaviensis КМ-Р утилизировал за 24 часа 2,5 г/л пиридина; Я. егу(НгороИ$ 2.4БМР - 2,0 г/л 2,4-ДМП за 36 часов. ,
Проведенные испытания по биодеградации пиридиновых оснований, содержащихся в сточных водах коксохимического производства, с помощью бактерий АпкгоЬаМег эр. КМ-4 показали их высокую деструктивную активность: снижение концентрации пиридинов с 75-90 мг/л ,до 8-15 мг/л в течение 6 часов.
Штаммы АгГкгоЬас1ег эр. КМ-4, Я. лугаИ$1а\чеп818 КМ-Р и Я. егуЖгороШ 2.4ЭМР рекомендованы для очистки промышленных сточных вод коксохимической и химико-фармацевтической отраслей промышленности.
Материалы диссертационной работы используются в лекционной работе профессорско-преподавательским составом ВУЗов КБР.
Апробацш! результатов и публикации.
Результаты работы представлены и обсуждались на 4-м Европейском конгрессе по биотехнологии (Амстердам, Голландия, 1987); на конференции «Охрана окружающей среды» (Братислава, Чехословакия, 1988); на 8-м Международном симпозиуме по биотехнологии (Париж, Франция, 1988); на 3-м симпозиуме актиномицетологов (Будапешт, Венгрия, 1988); на 5-м Международном конгрессе по коллекциям культур (Вашингтон, США, 1988); на 2-м Международном симпозиуме по микробиологии (Киото, Япония,
1989); на 3-м Съезде ВМСО и всероссийской конференции с международным участием «Масс-спектрометрия и ее прикладные проблемы» (Москва, 2007); на Международной научной конференции «Микроорганизмы и биосфера» (Москва, 2007); на Международной научно-практической конференции «БИОТЕХНОЛОГИЯ» (Москва, 2008); на 56-ом съезде по масс-спектрометрии (Денвер, США, 2008); на 3-м Европейском конгрессе по микробиологии (Гётеборг, Швеция, 2009); на 18-ой Международной конференции по масс-спектрометрии (Бремен, Германия, 2009), на 3-ей Международной конференции "Химия гетероциклических соединений" (Москва, 2010), на 4-ом научном симпозиуме "Автотрофные микроорганизмы" (Москва, 2010).
Положения, выносимые на защиту.
• Представители немицелиальных актинобактерий нз родов АгЖгоЬаМег и ЯкосИососсив обладают высокой утилизирующей способностью в отношении широкого спектра токсичных пиридиновых соединений.
• Широкая субстратная толерантность, свойственная исходному выделенному из природных образцов штамму, может быть восстановлена после его хранения в виде спектра диссоциантов, высокоактивных в отношении отдельных субстратов.
• Первой стадией разложения пиридина и его производных актинобактериями родов АгЛгоЬаЫег и Ккойососсив могут быть не только восстановление, но и окисление гетероциклического кольца, аналогично начальному этапу окисления ароматического кольца при биодеградации % замещенных фенолов.
• Разрыв окисленного кольца пиридина может идти по нескольким путям: орто-, мета- или между С-1Ч, аналогично многочисленным путям разрушения ароматического кольца у замещенных фенолов. Дальнейшие превращения окисленных пиридинов могут осуществляться по нескольким независимым путям.
1. Обзор литературы.
Похожие диссертационные работы по специальности «Микробиология», 03.02.03 шифр ВАК
Галотолерантные бактерии-деструкторы полициклических ароматических углеводородов2001 год, кандидат биологических наук Алтынцева, Ольга Викторовна
Исследование аэробных бактерий, разлагающих полихлорированные бифенилы и хлорбензойные кислоты2003 год, кандидат биологических наук Рыбкина, Дарья Олеговна
Повышение экологической безопасности акриловых производств путем очистки сточных вод биологическим способом2006 год, кандидат технических наук Леонтьева, Светлана Валерьевна
Биологические и технологические аспекты микробной очистки сточных вод и природных объектов от поверхностно-активных веществ и нефтепродуктов2000 год, доктор биологических наук Турковская, Ольга Викторовна
Анаэробная биодеградация алкилбензолсульфонатов2000 год, кандидат биологических наук Щербакова, Виктория Артуровна
Заключение диссертации по теме «Микробиология», Хасаева, Фатимат Машировна
ВЫВОДЫ
1. Выделены и идентифицированы высокоэффективные штаммы бактерий-деструкторов пиридинов, утилизирующие за короткий срок (24-36 ч) высокие концентрации (1,5-3,0 г/л) пиридина и его метил- и диметилпроизводные в качестве единственных источников углерода, азота и энергии и обладающие более высокой деградирующей активностью, чем их мировые аналоги. Штаммы рекомендованы для очистки от пиридиновых токсикантов промышленных сточных вод" и биоремедиации почв (Патент №4222352/31-13, 1993 г).
2. Катаболизм пиридиновых соединений немицелиальными актинобактериями идет через окисление гетероцикла с образованием гидроксипроизводных, с превращением их в ди- и тригидроксипроизводные и последующим раскрытием кольца. Утилизация субстратов актинобактериями сопровождается синтезом пигментов, интенсивность которого коррелирует с количеством вносимого субстрата.
3. При катаболизме пиридина штаммами АнкгоЪасгег эр. КМ-4 и Ююйососсих \vratislaviensis КМ-Р, впервые выделены и идентифицированы продукты первой стадии деструкции пиридина - 2-гидроксипиридин и 2,3-дигидроксипиридин, в которых атом кислорода гидроксильных групп в С-2 и С-3 положениях происходит из воды. Раскрытие пиридинового кольца в молекулах дигидроксипиридинов происходит путем гидролиза по С-1Ч связи с образованием кетокислот специфического строения.
4. При катаболизме 2-метилпиридина штаммом АнкгоЬаШг эр. КМ-2МР после гидроксилирования в орто- или в мета-положениях, реализуются несколько путей дальнейших превращений: а) раскрытие кольца с образованием пятичленных циклов Ы-ацетилпиррола или 1ч1-формил-2-метилпиррола; б) образование дигидрокси-2-метилпиридина и разрыв с образованием 4-оксопентановой кислоты; в) окисление дигидрокси-2-метилпиридина до тригидрокси-2-метилпиридина, который конденсируется с образованием пигмента азахиноновой природы.
5. Катаболизм 4-метилпиридина штаммом АпкгоЬаМег зр. КМ-4МР и 2,6-диметилпиридина штаммом АгМгоЬас1ег эр. КМ-2.60МР после гидроксилирования кольца имеют следующие особенности: раскрытие цикла у 4-метил- и 2,6-диметилпиридинов проходит только в мета-положеиии. Катаболизм 2,4-диметилпиридина штаммом Ююскососст егуШгороШ 2.4БМР сопровождается как гидроксилироваиием кольца, так и окислением метальных групп 2,4-диметилпиридина.
6. Доказано использование бактериями интермедиатов метаболизма пиридина (2-гидрокси- и 3- гидроксипиридинов) в качестве источников питания и энергии. Утилизация интермедиатов требовала присутствия в среде пиридина (0,3 г/л), что указывает на функционирование пиридина как отличного индуктора синтеза ферментов биодеградации пиридина.
7. Оптимизированы условия длительного хранения штамма АнкгоЬаЫег эр. КМ-4 с использованием защитных сред, протектизирующих клетки при замораживании и дегидратации. Показано, что в реактивированных образцах количество жизнеспособных клеток и их утилизирующая активность сохраняются на высоком уровне.
8. Проведенный сравнительный анализ методом МАЛДИ белкового профиля клеток артробактеров и родококков, выращенных на различных по составу средах, выявил наличие в белковых спектрах специфических пиков, характеризующих клетки на уровне рода. При сравнении белковых спектров штаммов А}1кгоЪас(ег Бр. КМ-4 и КкосЬсоссш \vratisla\nensis КМ-Р, развивающихся на среде с пиридином, показало наличие общих сигналов, отсутствующих в спектрах клеток, выращенных на богатых средах без пиридина. Предполагается, что выявленные белки могут быть ассоциированы с системой деградации пиридинов.
9. Иммобилизованные в альгнате кальция или суспензионные клетки АнНгоЬас!ег зр. КМ-4 способны эффективно окислять пиридин, что позволяет рекомендовать для разработки биотехнологий очистки от пиридиновых токсикантов сточных вод и биоремедиации почв.
Заключение
Биохимический метод очистки промышленных сточных вод в аэротенках не всегда оказывается эффективным при обезвреживании промышленных стоков, содержащих высокие концентрации токсичных чужеродных органических соединений [Алиева, 1987; Kim et al., 2006; Pandey et al., 2007; Jiwu, 2009].
Поиск активных культур с повышенной деструктивной активностью, их всестороннее изучение и создание эффективных форм их применения, позволило бы обогащать ими активный ил, используемый как инокулят, и предохранять формируемые ассоциации от воздействия высокотоксичных компонентов.
В настоящее время во многих научных центрах ведется поиск микроорганизмов-деструкторов, способных разлагать токсичные соединения с целью довести до технологического решения их разложение.
Отметим, что очистка промышленных стоков от таких токсичных соединений как пиридин и его алкилзамещенные производные не решена и заслуживает пристального внимания.
Следует подчеркнуть, что работы по деградации пиридинов велись широким фронтом при апробации в качестве предполагаемых деструкторов коллекционных бактерий, грибов и дрожжей, а также целенаправленным выделением микроорганизмов, обладающих способностью к деструкции этих соединений. При этом было отмечено, что хотя некоторые микроорганизмы способны проводить первые стадии окисления пиридинов, но далее процесс не идет по причине образования более токсичных соединений, чем исходный субстрат. Так, трансформация 2,6-диметилпиридина одним из грибов приводила к накоплению в культуральной жидкости высокотоксичного 2,6-диметилпирпдин-Н-оксида, который дальнейшему метаболизму не подвергался [Kost et al., 1977]. Также, до начала наших работ не удавалось выделить микроорганизм, способный расти и деградировать 2,4-диметил-пиридин.
Настоящее исследование содержит сумму доказательств высокой биологической активности представителей немицелиальных актинобактерий, широко представленных в различных природных субстратах. Штаммы, выделенные из почв, длительно подвергавшихся воздействию пиридинов, были идентифицированы как представители родов АпНгоЬасгег и ШойососсиБ, Они обладали способностью к утилизации не только незамещенного пиридина и метилпиридинов, но и диметилпиридинов (в частности 2,6-диметил- и 2,4-диметилпиридины), которые намного труднее окисляются биохимическим путем (их ПДК в 4 раза ниже, чем у пиридина).
Бактерии АгШгоЬаМег и КЬойососсиз обладали как широкой субстратной специфичностью в отношении соединений пиридинового ряда, так и способностью утилизировать их со скоростью, существенно превышающих активность штаммов, известных их литературных источников (таблица 19).
Другой результат работы связан с выяснением метаболических путей биодеградации пиридинов. Отметим, что широко применяемая методология подобных исследований, основанная на изучении ферментов биодеградации определенных токсикантов, и показавшая блестящие результаты для разложения замещенных фенолов [8о1уашкоуа, Оо1оу1еуа, 2004; Тгаукт е1 а1., 2006], оказалась непригодной для изучения разложения пиридинов. Объективной практикой была показана невозможность получения активных бесклеточных экстрактов и стабильно функционирующих выделенных и очищенных ферментов биодеградации.
Нами был использован подход, основанный на выделении и идентификации современными методами химического и физико-химического анализов интермедиатов метаболизма пиридинов как единственных источников питания и энергии в динамике развития культур бактерий-деструкторов. Интермедиатный характер выделенных веществ подтверждает тот факт, что в процессе роста культур на соответствующих субстратах наблюдалось постепенное появление этих соединений и полное их исчезновение к концу культивирования. Строение интермедиатов позволило понять процесс протекания и начальных этапов деградации этих соединений, и установить характер раскрытия пиридинового кольца.
Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Хасаева, Фатимат Машировна, 2011 год
1. Абелян В.А. Иммобилизация клеток включением в аубазидан // Прикл. биохим. микробиол. 2000. Т.36. С.85-88.
2. Алиева P.M. Микробиологические аспекты очистки сточных вод. Дис. докт. биол. н. // МГУ им. М.В. Ломоносова. 1987.
3. Аркадьева З.А. Факторы, влияющие на жизнеспособность и свойства микроорганизмов при различных методах хранения. Научн. докл. высшей школы. Биол. науки. 1983. №4. С. 93-105.
4. Арчаков А.И., Карузина И.И. Окисление чужеродных соединений. //Вестник АМН СССР. 1988. №1. С. 14-23.
5. Бекер М.Е., Дамберг Б.Е., Рапопорт А.И. Анабиоз микроорганизмов. Рига. Знание. 1981.
6. Белоус A.M., Цветков Ц.Д. Научные основы технологии сублимационного консервирования. 1985. 208с
7. Белоус A.M., Шраго М.И., Пушкарь Н.С. Криоконсерванты. Киев. Наукова думка. 1979.
8. Бидей С.П., Броделиус П., Кабрал И.М. и др. Иммобилизованные клетки и ферменты. Методы. /Под ред. Дж. Вудворда. М.: Мир., 1988. 215с.
9. Бирюков В.В. Основы промышленной биотехнологии. М.:Колос. 2004. 296с.
10. Брюханов А.Л., Нетрусов Л.И. Длительное хранение строго анаэробных микроорганизмов в глицерине. // Прикл. биохимия и микробиология. 2006. Т. 42. №2. С.200-203.
11. Булыгина Е.С., Кузнецов Б.Б., Марусина А.И., Турова Т.П., Кравченко И.К., Быкова А., Колганова Т.В., Гальченко В.Ф. Изучениенуклеотидных последовательностей генов niffl некоторых метанотрофных бактерий. //Микробиология. 2002. Т.71. №4. С.500-509.
12. Варфоломеев С.Д., Калюжный С.В. Биотехнология. Кинетические основы биологических процессов. М.: Высшая школа. 1990. 296с.
13. Волков В.Я. К вопросу о физиологических и физико-химических механизмах устойчивости микроорганизмов к замораживанию и высушиванию. Микробиология. 1994. Т.63. С.5-16.
14. Скрябин Г.К., Кощеенко К.А. Иммобилизованные клетки микроорганизмов///Биотехнология. М.: Наука, 1984.
15. Вредные вещества в промышленности. Справочник для химиков, инженеров и врачей. Изд. 7-ое. В 3-х томах. Т. 1 .Органические вещества. Под редакцией Н.В.Лазарева, Э.Н.Левиной. Л.: Химия, 1976.
16. Вульфсон Н.С. Препаративная органическая химия. М. ГХИ, 1959. 459с.
17. Герна Н. Хранение микроорганизмов. // Методы общей бактериологии. М.Мир. 1983. Т.1. С.512-533.
18. ГН 2.2.5.2308-07 Ориентировочные безопасные уровни воздействия (ОБУВ) вредных веществ в воздухе рабочей зоны, утв. 19.12.2007г. №89.
19. Государственный доклад о состоянии окружающей среды РФ в 2006 г. М.: Министерство природных ресурсов, 2007.
20. Грандберг И. И. Органическая химия. М.: Мир. 1973. 310с.
21. Граник В.К. Токсикология лекарств. М. Вузовская книга. 2009.438с.
22. Грушко Я.М. Вредные вещества в промышленных сточных водах. Л: Химия. 1982.216с.
23. Грушко Я.М. Вредные органические соединения в промышленных выбросах в атмосферу. Справочник, Л.: Химия, 1986
24. Давиденко Т.Н. Угольные материалы носители для иммобилизации ферментов и клеток микроорганизмов. Одесса: Изд-во ФХИ НАН Украины, 1995. 36с.
25. Давиденко Т.Н., Бондаренко Г.И. Восстановление нитрозамещенных соединений нативными и иммобилизованными клетками Escherichia coli. //Прикл. биохим. микробиол. 2000. Т.36. С.74-79.
26. Демаков В.А., Максимова Ю.Г., Максимов А.Ю. Иммобилизация микроорганизмов: биотехнологические аспекты. // Биотехнология. 2008. №2. с.30-45.
27. Джилкрист Дж., Миллс К. Химия гетероциклических соединений. М.: Мир. 2004. 727с.
28. Дополнение № 2 к Перечню предельно-допустимых концентраций (ПДК) и (ОБУВ) вредных веществ для воды водных объектов, имеющих рыбохозяйственное значение от 23.04.01 N 02-46/561, 2001.
29. Доронина Н.В., Назаров Н.М., Ежов В.А., Троценко Ю.А. Биодеградация метилацетата и этилацетата иммобилизованными клетками Pseudomonas esterophilus. II Прикладная биохимия и микробиология. 2006. V.42. Р. 5254.
30. Ефременко E.H., Татаринова Н.Ю. Влияние длительного хранения клеток микроорганизмов, иммобилизованных в криогель поливинилового спирта, на их выживаемость и биосинтез целевых метаболитов. //Микробиология. 2007. Т.76. №3. С.383-389.
31. Ефремов A.A. Эколого-химическая безопасность питьевой воды промышленных городов России: состояние и перспективы. // Химия растительного сырья. 1998. №3. С. 75-81.
32. Зарипова С.К. Метаболизм арилкарбоновых кислот у Rhodococcus rubropertinctus'. Дисс. канд. биол. наук. Казанский университет, 1989. 120с.
33. Золотов Ю.А. Основы аналитической химии. М.: Высшая школа, 2002. 412с.
34. Китова А.Е., Кувичкина Т.Н., АринбасароваА.Ю., Решетипов А.Н. Деградация 2,4-дииитрофенола свободными и иммобилизованными клетками Rhodococcus erythropolis HL РМ-1. // Прикл. биохим. микробиол. 2004. Т.40. №3. С.307-311.
35. Коломыцева М.П., Соляникова И.П., Головлев Е.Л., Головлева Л.А. Гетерогенность Rhodococcus opacus 1СР как ответ на стрессовое воздействие хлорфенолов. // Прикл. биохим. микробиол. 2005. Т.41. №5. С.541-546.
36. Коростелева Л.А., Кост А.Н., Воробьева Л.И., Модянова Л.В., Терентьев П.Б., Куликов Н.С. Микробиологическая деградация пиридина и 3-метилпиридина. //Микробиология, 19816. Т.17. С.380-388.
37. Коростелева Л.И. Микробиологическая трансформация и деградация пиридиновых оснований. Дис. канд. биол. наук. МГУ им. М.В. Ломоносова. 1981а. С. 129-136.
38. Кост А.Н., Терентьев П.Б., Куплетская М.Б., Модянова Л.В., Демина A.C., Ховрычев М.П., Шушеначева Е.В., Микробиологическая трансформация 2-метил-5-этилпиридина. Доклады АН СССР. 1974. Т.214. №4. 937с.
39. Лохова С.С. Новая медико-биологическая модель функционирования замкнутого цикла оксида азота. // Современные проблемы науки и образования. 2008. № 4 С. 22-29.
40. Макаренко A.A., Аринбасарова А.Ю., Кувичкина Т.Н., Балашов C.B., Решетилов А.Н. Деградация n-толуолсульфоната иммобилизованными клетками Comamonas testosteroni BS1310 (pBSlOlO). // Прикл. биохим. микробиол. 2005. Т.41. №5. С.521-524.
41. Марек П., Кирстен Д., Кафлэн М.П. Иммобилизация клеток и ферментов включением их в гель. // В кн. Иммобилизованные клетки и ферменты. Методы. Под ред. Дж. Вудворда. М. Мир. 1988. С.53-64.
42. Милько Е.С., Котова И.Б., Нетрусов А.И. Процесс диссоциации у бактерий. Учебное пособие. М.:МАКС Пресс, 2007. 68с.
43. Нестеренко O.A., Квасников Е.И., Ногина Т.М. Накардиоподобные и кориноподобные бактерии. Киев: Наукова думка. 1985. 334с.
44. Нетрусов А.И., Котова И.Б. Микробиология. М:: Академия, 2007. 352с.
45. Одум Ю. Экология, Т.1. М.: Мир, 1986, 328с.
46. Олонцев В.Ф., Безруков P.A. Российские активные угли. М.:Изд-во ГУ ВШЭ, 1999. 90с.
47. Перечень рыбохозяйственных нормативов: предельно допустимых концентраций (ПДК) и ОБУВ вредных веществ для воды водных объектов, имеющих рыбохозяйственное значение, М.:ВНИРО, 1999.
48. Пожарский А.Ф. Теоретические основы химии гетероциклов. М.: Химия, 1986.
49. Практикум по микробиологии: (под ред. Нетрусова А.И.) Академия. 608с
50. Пучков Е.О., Говорунов И.Г. Проблемы криоконсервации бактериальных структур. Серия «Консервация генетических ресурсов», Пущино. ОНТИ НЦБИ АН СССР, 1983
51. Кузнецов А.Е., Градова Н.Б. Научные основы экобиотехнологии. М.: Мир. 2006. С. 183-416.
52. Кузнецов А.Е., Градова Н.Б. Прикладная экобиотехнология. М.: Бином, Лаборатория заний. 1 том. 2010, 629с.
53. Кузнецов В.Д., Филиппова С.Н., Муравьева С.А., Фишман В.М. Прогнозирование выживаемости лиофилизированных спор Actinomyces parvullum, основанной на методе «ускоренного хранения» //Микробиология. Т. 46. Вып.2. С. 318-323.
54. Кузнецова Э.Э., Горохова В.Г., Горохов А.Г., Сергеева А.С., Курильская Т.Е., Пивоваров Ю.Н., Рунович А.А. Микросомальное окисление в физиологических и патологических процессах. // Бюллетень ВСНЦ СО РАМН. 2007. №4 Вып.56 С. 170-180.
55. Кузьмина Н.А. Основы биотехнологии: учебное пособие для студентов биологических факультетов http: // www.biotechnolog.ru/. 2010.
56. Кулинский В.И. Обезвреживание ксенобиотиков. Соросовский образовательный журнал. 1999. № 1. С. 8-12.
57. Куплетская М.Б. Результаты 25 летнего хранения лиофилизированных культур микроорганизмов. //Микробиология. 1987. Т.56. С.488-491.
58. Курдиш И.К., Титова Л.В. Применение и получение высокодисперсных материалов в технологии культивирования гранулированных препаратов Agrobacterium radiobacter I. // Прикл. биохим. микробиол. 2001. Т.37. М 3. С.369-373.
59. Куценко С.А. Основы токсикологии. С.-П.: Фолиант. 2004. 720с.
60. Лебедев А.Т. Масс-спектрометрия в органической химии. М.:Бином. Лаборатория знаний. 2003. 493с.
61. Лохов А.Р. «Использование комплексных соединений цинка с пиридином и никотиновой кислотой и витамина С для устоксикации нитратов в организме цыплят-бройлеров». Дисс. канд. биол. наук. Владикавказ. 2002
62. Пушкарь Н.С., Белоус A.M., Цветков Ц.Д. Теория и практика криогенного и сублимационного криоконсервирования. Киев: Наукова думка. 1984.264с.
63. Ревич Б.А., Фвалиани СЛ., Тихонова Г.И. Окружающая среда и здоровье населения: региональная экологическая политика. М.: ЦЭПР, 2003.
64. Руководство к практическим занятиям по микробиологии. // Под ред. Н.С. Егорова 2-е изд. М.Изд-во МГУ. 1983. 215с.
65. Саприн А.Н. // Успехи биол. химии. 1991. Т.32. С.146-175.
66. Сапунова Л.И., Лобанок А.Г., Парахня Е.В., Казакевич И.О. Свойства Arihrobacter sp. препарата иммобилизованных клеток продуцента ксилозо(глюкозо)изомеразы. //Микробиология. 2003. Т. 72. С.395-399.
67. Сидякина Т.М. Консервация микроорганизмов в коллекциях культур. //Сб. научн. трудов "Консервация генетических ресурсов. Методы. Проблемы. Перспективы". АН СССР, Пущинский научн. центр. Институт биологической физики. Пущино, 1991, с.81-159
68. Сидякина Т.М. Консервация микроорганизмов. Пущино, 1985. 62с.
69. Синицын А.Л., Райнина Е.И., Лозинский В.И., Спасов С.Д. Иммобилизованные клетки микроорганизмов. М.:Изд-во МГУ. 1994. 288с.
70. Слабова О.И., Никитин Д.И. Иммобилизация олиготрофных бактерий на пористых носителях методом сорбции. // Микробиология. 2005. Y.74. Р.430-432.
71. Солянникова И.П. Организация биодеградативных путей у родококков. Дисс. докт. биол. наук. Пущино, 2007.
72. Суворова М.В., Соляникова И.П., Головлева Л.А. Особенности орто-расщепления пирокатехина при разложении пара-толуата бактерией Rhodococcus opacus lcp. //Биохимия. 2006. Т.71. Вып. 12. С. 1616-1624.
73. Федоров А.Ю., Волченко Е.В., Сингирцев И.Н. Хранение штаммов промышленных микроорганизмов, включенных в полимерные матрицы. //Прикл. биохим. микробиол. 2000. Т. 36. С.59-67
74. Филиппова С.Н., Сургучева H.A., Кузнецов В.Д., Эль-Регистан Г.И., Гальченко В.Ф. Оптимизация защитных сред для хранения актиномицетов в жидком азоте. // Микробиология. 2007. Т.76. №4. С.573-576.
75. Халгаш Я. Биокатализаторы в органическом синтезе. М.:Мир. 1991. 204с.
76. Хоменков В.Г., Шевелев А.Б., Жуков В.Г. и др. Молекулярно-генетическая характеристика метаболических путей утилизации ароматических углеводородов консорциумами микроорганизмов. //Прикл. биохим. и микробиол. 2005. Т.41.ЖЗ.С. 298-302.
77. Хубларян М.Г., Моисеенко Т.И. Качество воды. // ВЕСТНИК РАН, 2009, Т.79. № 5. С.403-410.
78. Чумаков Ю.И. N окиси алкилпиридинов. // Методы получения химических реактивов и препаратов. М. ИРЕА. 1963. №7. С.58-61.
79. Чумаков Ю.И. Пиридиновые основания. Киев: Техника, 1965. 113с.
80. Чумаков Ю.И., Столяров З.Е. 2-метил-6-гидроксиметилпиридин, 2-гидроксиметилпиридин и 2,6-бис (гидроксиметил) пиридин. М. ИРЕА. 1963. №7. стр. 71-79.
81. Чумаков Ю.И., Столяров З.Е. 2-оксипиридин. М. ИРЕА. 1963. №7. стр. 65-69.
82. Шевченко А.Г., Старовойтов И.И., Зякун А.Ш. и др. Гидроксилирование хинолина бактериями Pseudomonas aeruginosa. II Докл. АН СССР. 1990. Т.310. №6. С.1493-1495.
83. Шлегель Г. Общая микробиология. М.: Мир, 1987, 567с.
84. Abd El-Hady A., Abd El-Rehim H.A. Production of Prednisolone by Pseudomonas oleovorans Cells Incorporated Info PVP/PEO Radiation Crosslinlced Hydrogels. // J. Biomed. Biotechnol. 2004. V.4. P.219-226.
85. Adam W., Lukacs Z., Kahle C., Saha-Moller C.R., Schreier P. Biocatalytic asymmetric hydroxylation of hydrocarbons by free and immobilized Bacillus megaterium cells. // J. Mol. Catalysis B: Enzymatic. 2001. V. 11. P.377-385.
86. Agency for Toxic Substances and Disease Registry (ATSDR). Atlanta, GA:U.S. Department of Health and Human Services, Public Health Service. Toxicological profile for pyridine. 1992.
87. Akita S., Takeuchi H. Sorption equilibria of pyridine derivatives in aqueous solution on porous resins and ion exchange resins. // J. Chem. Eng. Jpn. 1993. V.26. №3. P. 237-241.
88. Alberts B., Bray D., Lewis J., Raff M., Roberts K., Watson J.D. Molecular Biology of the Cell. // New York. Garland Publishing Inc. 1994.
89. Anchordoguy T., Carpenter J.F., Loomis S.H. Crowe, J.H. Mechanisms of interaction of amino acids with phospholipid bilayers during freezing. // BB A. 1988. V.946.P.299
90. Anhalt J.P., Fenselau C. Identification of bacteria using mass spectrometry. //Anal. Chem. 1975. V. 47. P. 219-225.
91. Arima K., Kobayashi Y. Bacterial oxidation of dipicolinic acid. I. Isolation of microorganisms, their culture conditions, and end products. // J. Bacterid. 1962. V.84.P. 759-764.
92. Arnold R.J., Karty J.A., Ellington A.D., Reilly J.P. Monitoring the growth of a bacteria culture by MALDI-MS of whole cells. // Anal. Chem. 1999. V.71. P.1990-1996.
93. Ashwood-Smith M. J. Preservation of microorganisms by freezing, freeze-drying and desiccation. In: Low temperature preservation in medicine and biologe. Ed. by M. J. Ashwood-Smith and J.Farrat. Pitman Press, London. 1980. P.219-252.
94. Axcell B.C., Gearty P.J. Purification and some properties of a soluble benzene-oxidiziong system from a strain Pseudomonas. II Biochtm. J. 1975. V.146 P.173-183.
95. Banno J., Salcane T. Prediction of prospective viability of L-dried culture of bacteria after long-term preservation. // Res. Commun. Inst. Ferment. Osaka. 1981. №.10. P.33-38.
96. Behrman E. J., Stanier R. Y. The bacterial oxidation of nicotinic acid. // J. Biol. Chem. 1957. V.228. P. 923-945.
97. Behrman E.I., Pitt B.M. The Elbe peroxydisulfate oxidation in the pyridine series. A new synthesis of 2,3-dihydroxypyridine. // J.Am.Chem. Soc. 1958. V.80. P.3717-3718.
98. Behrman E.J.,Stanier R.Y. The bacterial oxidation of nicotinic acid. // J. Biol. Chem. 1957. V. 228. P. 923-945.
99. Beshay U., Abd-El-Haleem D., Moawad H., Zaki, S. Phenol biodégradation by free and immobilized Acinetobacter. II Biotechnol Lett 2002. V.24. P.1295-1297.
100. Bias J.C.T., Rezende R.P., Linardi V.R. Bioconversion of nitriles by Candida guilliermondii CCT 7207 cells immobilized in barium alginate. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2001. V.56. P.757-761.
101. Bradford M. A. Repid and sensitive method for the quantification miorogram quantifies of protein utilising the prinoiple of protein dye-binding. // Anal. Biochem. 1976. V.72. № 1-2. P. 248-254.
102. Brady D., Logan S.R., McHale A.P. The effect of soluble alginate and calcium on 13-galactosidase activity produced by the thermotolerant, ethanol-producing yeast strain Kluyveromyces marxianus imb3. // Bioprocess Engineering. 1998. V.18. P.101-104.
103. Buitink J., van den Dries I.J., Hoekstra F.A., Alberda M., Hemminga M.A. High critical temperature above Tg may contribute to the stability of biological systems. //Biophys. J. 2000. V.79 P.l 119-1128.
104. Cabral J.M.S., Kennedy J.F. Immobilization of microbial cells on transition metal-activated supports: Methods in enzy-mology. V. 135. // Eds. S.P. Colo wick, N.O. Kaplan. Orlando: Academic Press, 1987. P. 357-372.
105. Cain R. B., Houghton C., Wright K. A. Microbial metabolism of the pyridine ring. Metabolism of 2- and 3-hydroxypyridines by the maleamate pathway in Achromobacter sp. //Biochem. J. 1974. V. 140. P. 293-300.
106. Campball K.N., Ackerman L.F., Campball B.V. Studies of pyrones. II. Synthesis of 4-pyperidinols. //J. Org. Chem. 1950. V.15. P.337-342.
107. Chang C.C., Tseng S.K. A new method for carbon addition in an anoxic denitrification bioreactor. //Biotechnol. Tech. 1998. V.12. P.865-868.
108. Chang Y.-C, Chou C.-C. Growth and production of cholesterol oxidase by alginate-immobilized cells of Rhodococcus equi No. 23. // Biotechnol. Appl. Biochem. 2002. V.35. P.69-74.
109. Chibata I., Tosa T., Sato T. Immobilized aspartase-containing microbial cells: preparation and enzymatic properties. // Appl Microbiol. 1974. V.27. P.878-885.
110. Colby J., Snell D., Black G.W. Immobilization of Rhodococcus AJ270 and Useof Entrapped Biocatalyst for the Productionof Acrylic Acid. //Monatshefte fur Chemie. 2000. V.131. P.655-666.
111. Collins M.D. Isoprenoid quinone analisis in bacterial classification and identification. // Chemical methods in bacterial sistematic (eds. M.Loodfellod and M/E/Minnildn). Academic Press. 1985. P.267-288.
112. Coradin T., Nassif N., Livage J. Silica-alginate composites for microencapsulation. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2003. V.61. P.429-434.
113. Corcoran B.M., Ross R.P., Fitzgerald G.F., Stanton C. Comparative survival of probiotic lactobacilli spray-dried in the presence of prebiotic substances. //Journal of Applied Microbiology 2004. V.96. P.1024-1039.
114. Crowe J.H., Crowe L.M., Oliver A.E., Tsvetkova N.M., Wolkers W.F., Tablin F. The trehalose myth revisited: introduction to a symposium on stabilization of cells in the dry state. // Cryobiology. 2001. V.43. P.89-105.
115. Crowe, J.H., Carpenter, J.F., Crowe, L.M., The role of nitrification in anhydrobiosis. // Annual Review of Physiology 1998.V.60. №1. P.73-103.
116. Cuiping Zhang, Mingchen Li, Guangli Liu, Haiping Luo, Renduo Zhang. Pyridine degradation in the microbial fuel cells. // J. Hazard. Mat. 2009. V.172. P.465-471.
117. Dalluge J.J. Mass spectrometry for direct determiniation of proteins in cells: Applications in biotechnology and microbiology. // Fresenius J. Anal. Chem. 2000. V.366. P.701-711.
118. Davies D.G., McFeters G.A. Growth and comparative physiology of Klebsiella oxytoca attached to granular activated carbon particles and in liquid media. //Microbial Ecology. 1988. V. 15. P. 165-175.
119. Demirev P., Fenselau C. Mass spectrometry for rapid characterization of microorganisms. // Annu. Rev. Anal. Chem. 2008a V.l. P.71-93.
120. Demirev P., Ho Y., Ryzhov V., Fenselau C. Microorganism identification by mass spectrometry and protein database searches. // Anal. Chem. 1999. V.71. P.2732-2738.
121. Demirev P.A., Fenselau C. Mass spectrometry in biodefense. // J. Mass Spectrom. 2008b V.43. P. 1441-1457.
122. Dias J.C.T., Rezende R.P., Linardi V.R. Biodégradation of acetonitrile by cells of Candida guilliermondii UFMG-Y65 immobilized in alginate, k-carrageenan and citric pectin. // Braz. J. Microb. 2000. V.31. P.61-66.
123. Dobreva E., Tonlcova A., Ivanova V., Stefanova M., Kabaivanova L., Spasova D. Immobilization of Bacillus licheniformis cells, producers of thermostable a-amylase, on polymer membranes. // J. Industrial Microbiol. Biotechnol. 1998. V.20. P.166-170.
124. Dobson K.R., Stephenson M., Greenfield P.F., Bell P.R.F. Identification and treatability of organics in oil shale retort water. // Wat. Res. 1985. V.19. C. 849-856.
125. Domingo J.S., Radway J.C., Wilde E. W., Hermann P., Hazen T.C. Immobilization of Burkholderia cepacia in polyurethanebased foams: embedding efficiency and effect on bacterial activity. // J. Industrial Microbiol. Biotechnol. 1997. V.18. P.389-395.
126. Duong T., Barrangou R., Russell W.M., Klaenhammer T.R. Characterization of the tre locus and analysis of trehalose cryoprotection in Lactobacillus acidophilus NCFM. // Appl Environ Microbiol. 2006. V.72. №2. P. 1218-25.
127. Edwards U., Rogall T., Bloeker H., Ende M.D., Boeettge E.C. Isolation and direct complété nucleotide determination of entire genes , characterization ofgene coding for 16S ribosomal RNA. //Nucl. Acids Res. 1989. V.17. P.7843-7853
128. Elsgaard L. Ethylene Removal by a Biofilter with Immobilized Bacteria. //Appl. Environ. Microbiol. 1998. V.64. P.4168-4173.
129. Ensign J. C., Rittenberg S. C. The formation of a blue pigment in the bacterial oxidation of isonicotinic acid. // Arch. Microbiol. 1965. V.51. P. 384-392.
130. Evason D.J., Claydon M.A., Gordon D.B. Exploring the limits of bacterial identification by intact cell-mass spectrometry. // J. Am. Soc. Mass Spectrom. 2001. V.12.P.49-54.
131. Feng Y., Kaiser J-P., Minold R.D., Bollag J-M. Microbial transformation of ethylpyridines. // Biodégradation. 1994. V.5. P. 121-128.
132. Feng Y., Racke K.D., Bollag J.-M. Use of immobilized bacteria to treat industrial wastewater containing a chlorinated pyridinol. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1997. V.47. P.73-77.
133. Fenselau C., Demirev P.A. Characterization of intact microorganisms by MALDI mass spectrometry. //Mass Spectr. Rev. 2001. V.20. P. 157-171.
134. Fetzner S. Bacterial degradation of pyridine, indole, quinoline and their derivatives under different redox conditions. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1998. V 49. P. 237-250.
135. Fukushima Y., Okamura K., Imai K., Motai H. A new immobilization technique of whole cells and enzymes with colloidal silica and alginate. //Biotechnol. Bioeng. 1988. V.32. P.584-594.
136. Gardin PI., Pauss A. K-carrageenan/gelatin gel beads for the co-immobilization of aerobic and anaerobic microbial communities degrading 2,4,6-trichlorophenol under air-limited conditions. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2001. V.56. P.517-523.
137. Gauthier J. J., Rittenberg S. C. The metabolism of nicotinic acid. II. 2,5-Dihydroxypyridine oxidation, product formation, and oxygen 18 incorporation. //J. Biol. Chem. 19716. V.246. P. 3743-3748.
138. Gauthier S.S., Rittenberg S.C. The metabolism of nicotinic acid. Purification and properties of 2,5-dihydroxyperidine oxygenase from Pseudomonas putida N9. //J. Biol. Chem. 1971a. V. 246. N 11. P. 3737-3742.
139. Gauthier S.S., Rittenberg S.C. The metabolism of nicotinic acid. 2,5-dihydroxyperidine oxidation. Formation of products and incorporation of oxygen -18. // J. Biol. Chem. 19716. V. 246. N 11. P. 3743-3748.
140. Gauthier, J. J., Rittenberg S. C. The metabolism of nicotinic acid. 1. Purification and properties of 2,5-dihydroxypyridine oxygenase from Pseudomonas putida N-9. // J. Biol. Chem. 1971a. V.246. P. 3737-3742.
141. Gehrke C.W., Laking D.B. Gas-liquing chromatography of the purine and pyrimidine bases. // J. Chromatography. 1971. V.64. № 1. P. 135-142.
142. Geldreich E.E. Pathogenic agents in freshwater resources. // Hydrol. Process. 1996. V.10.P.315-333.
143. Gibson D.T., Mahadevan V., Davey J.F. Bacterial mttabolism of para- and metaxylene. Oxidation of the aromatic ring. // J. Bacteriol. 1974. №3.P.930-936.
144. Giebel R.A., Fredenberg W., Sandrin T.R. Characterization of environmental isolates of Enterococcus spp. by matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry.// Water Res. 2008. V.42. P.931-940.
145. Gomez Zavaglia A., Tymczyszyn E., De Antoni G., Anibal Disalvo E. Action of trehalose on the preservation of Lactobacillus delbrueckii ssp. bulgaricus by heat and osmotic dehydration. // J. of Applied Microbiology 2003. V.95 P.1315-1320.
146. Gostin L.O., Lazzarini Z., Neslund V.S., Osterholm M.T. Water quality laws and waterborne diseases: Cryptosporidium and other emerging pathogens. //Am. J. Public Health 2000. V.90. P.847-853.
147. Gough S., McHale A.P. Continuous ethanol production from molasses at 45°C using alginate-immobilized Kluyveromyces marxianus IMB3 in a continuous-flow bioreactor. // Bioprocess Engineering. 1998. V.19. P.33-36.
148. Graham D., Pereira R.3 Barfield D., Cowan D. Nitrile biotransformations using free and immobilized cells of a thermophilic Bacillus spp. // Enzyme Microbiol. Technol. 2000. V.26. P.368-373.
149. Griffin C.N., Cook E.C., Mehaffey M.A. Predicting the stability of freeze-dried tests. // Cryobiology. 1981. V. 18. №4. P.420-425.
150. Gupta R. C., Shukla O. P. 2-Hydroxy-isonicotinic acid—an intermediate in metabolism of isonicotinic acid hydrazide and isonicotinic acid by Sarcina. //Indian J. Biochem. Biophys. 1978. V.15. P. 492-493.
151. Gupta R. C., Shukla O. P. Metabolism of nicotinic acid by Sarcina sp. //Indian J. Biochem. Biophys. 1978. V.15. P. 462-464.
152. Gupta R. C., Shukla O. P. Microbial metabolism of 2-hydroxypyridine. //Indian J. Biochem. Biophys. 1975. V.12. P. 296-298.
153. Gupte A., D'Souza S.H. Stabilization of alginate beads using radiation polymerized Polyacrylamide. // J. Biochem. Biophys. Methods. 1999. V.40. P.39-44.
154. Hallas L.E., Adams W.J., Heitkamp M.A. Glyphosate degradation by immobilized bacteria:field studies with industrial wastewater effluent. // Appl. Environ. Microbiol. 1992. V.58. P.1215-1219.
155. Harary I. Bacterial fermentation of nicotinic acid. I. End products. // J. Biol. Chem. 1957. V.227. P. 815-831.
156. Harayama S., Timmis K.N. Metal ions in biological sistem. // Eds. H.Sigel, A.Sigel. NY. Marsel Dekker. 1992. V.28. P.99-156
157. Heclcly R.J. Preservation of microorganisms. // Adv. Appl. Microbiol. V.24. Academ. Press. NY. 1978. P.l-53.
158. Heitkamp M.A., Stewart W.P. A novel porous nylon biocarrier for immobilized bacteria. // Appl. Environ. Microbiol. 1996. V.62. P.4659-4662.
159. Hirschberg R., Ensign J. C. Oxidation of nicotinic acid by a Bacillus species: purification and properties of nicotinic acid and 6-hydroxynicotinic acid hydroxylases. //J. Bacteriol. 1971a. V.108. P. 751-756.
160. Hirschberg R., Ensign J. C. Oxidation of nicotinic acid by a Bacillus species: source of oxygen atoms for the hydroxylation of nicotinic acid and 6-hydroxynicotinic acid. // J. Bacteriol. 19716. V.108. P. 757-759.
161. Hirschberg R., Ensign J. C. Oxidation of nicotinic acid by a Bacillus species: regulation of nicotinic acid and 6-hydroxynicotinic acid hydroxylases. // J. Bacteriol. 1972. V.l 12. P. 392-397.
162. Hirshberg R., Ensing L.C. Oxidation of nicotinic acid by a Bacillus species: source of oxygen atoms for the hydroxylation of nicotinic acid and 6-hydroxynicotinic acid. // J. Bacteriol. 1971. V.108. P.757-759.
163. Holcenberg J. S., Stadtman E. R. Nicotinic acid metabolism. III. Purification and properties of a nicotinic acid hydroxylase. // J. Biol. Chem. 1969. V.244. P. 1194-1203.
164. Hou C.T., Patel P., Lillard M.O. Extradiol cltavage of 3-methylcatechol by catechol 1,2-dioxygenase from various microorganisms. // Appl. Environ. Microbiol. 1977. V.33.P.725-727.
165. Houghton C., Cain R.B. Microbial metabolism pyridine ring. Formation of pyridine diols (dihydroxyperidine) as intermediates in the degradation of pyridine compounds by microorganisms. // J. Biochem. 1972. V. 190. P. 879893.
166. Houghton C., Cain R.B. Microbial metabolism pyridine ring. Formation of pyridine diols (dihydroxyperidine) as intermediates in the degradation ofpyridine compounds by microorganisms. // J. Biochem. 1972. V. 190. P. 879893.
167. Houghton C., Watson G.K., Cain R.B. The metabolism of 4-hydroxypyridine by Agrobacterium sp.: a new ring cleavage of the pyridine nucleus. //Biochem. J. 1969. V.l 14. P.75.
168. Houghton C., Wright K.A., Cain R.B. Pyridine diols as intermediates in the bacterial metabolism of the pyridine ring. // J. Biochem. 1968. V. 106. № 4. P. 51.
169. Hsieh S., Tseng C., Lee Y., ICuo A., Sun C., Lin Y., Chen J. Highly efficient classification and identification of human pathogenic bacteria by MALDI-TOF MS. // Mol. Cell Proteomics 2008. V.7. P.448-456.
170. Hubalek, Z., Protectants used in the cryopreservation of microorganisms. //Cryobiology. 2003. V.46. P.205-229.
171. Hughes D. E. 6-Hydroxynicotinic acid as an intermediate in the oxidation of nicotinic acid by Pseudomonas fluorescens. II Biochim. Biophys. Acta. 1952. Y.9. P. 226-227.
172. PIunt A. L., Hughes D. E.s Lowenstein J. M. The hydroxylation of nicotinic acid by Pseudomonas fluorescens. //Biochem. J. 1958. V.69. P. 170-173.
173. Huynh S., Shell E.E. Enzymes of vitamin B6 degradation. // J. Biol. Chem. 1985. V. 260. N 6. P. 1555-1559.
174. Imhoff-Stuckle D., Pfennig N. Isolation and characterization of a nicotinic acid-degrading sulfate-reducing bacterium, Desulfococcus niacini sp. nov. //Arch. Microbiol. 1983. V.136. P. 194-198.
175. International Agency for Research on Cancer (I ARC). Pyridine. //Summaries&Evaluations. 2000. V.77.
176. Israeli E., Shaffer B.T., Lighthart B., Protection of freeze-dried Escherichia coli by trehalose upon exposure to environmental conditions. // Cryobiology 1993. V.30P.519-523.
177. Jackson K.A., Edwards-Jones V., Sutton C.W., Fox A.J. Optimisation of intact cell MALDI method for fingerprinting of methicillin-resistant Staphylococcus aureus. // J. Microbiol. Methods 2005. V.62. P.273-284.
178. Jakoby W. B. Succinic semyldehyde. // Meth. Enzym. 1962. V.5. P.774.
179. Jiang H.-L., Tay J.-H., Tay S. T.-L. Aggregation of immobilized activated sludge cells into aerobically grown microbial granules for the aerobic biodégradation of phenol. // Lett. Appl. Microbiol. 2002. V.35. P.439-445.
180. Jiang J., Parker C.E., Fuller J.R., Kawula T.H., Borchers C.H. An immunoaffinity tandem mass spectrometry (iMALDI) assay for detection of Francisella tularensis. // Anal. Chim. Acta 2007. V.605. P.70-79.
181. Jianlong W., Ping L, Yi Q. Biodégradation of phthalic acid esters by immobilized microbial cells. // Environ. International. 1997. V.23. P.775-782.
182. Jirku, V., Turkova, J. Cell immobilization by covalent linkage: Methods in enzymology. V. 135. // Eds S.P. Colo wick, N.O. Kaplan. Orlando: Academic Press, 1987. P. 341-357.
183. Jiwu Li, Weijiang Caib, Jingjing Cai. The characteristics and mechanisms of pyridine biodégradation by Streptomyces sp. // J. Hazard. Mater. 2009. V.165 P.950-954.
184. Jones M. V., Hughes D. E. The oxidation of nicotinic acid by Pseudomonas ovalis Chester. //Biochem. J. 1972. V.129. P. 755-761.
185. Kaiser J. P., Bollag J.M. The transformation of 3- and 4-picoline under sulfate-reducting conditions. // Appl. and Environ. Microbiol. 1993. V. 59. P. 701-705.
186. Kaiser J.P, Bollag J.M. Metabolism of pyridine and 3-hydroxypyridine under aerobic, denitrifying and sulfate-reducing condition. // Experientia. 1991. Y.47. P.292-296.
187. Kaiser J.P., Feng Y., Bollag J.M. Metabolism of pyridine, qunoline, acridine and derivatives under aerobic and anaerobic conditions. // Microbiological Reviews. 1996.V. 60.P. 483-498.
188. Karas M., Bachmann D., Hillenkamp F. Influence of the wavelength in high-irradiance ultraviolet laser desorption mass spectrometry of organic molecules. // Anal. Chem. 1985. V.57. P. 2935-2939.
189. Karas M., Bachmann D., Hillenkamp F. Laser desorption ionization of proteins with molecular masses exceeding 10,000 daltons. // Anal. Chem. 1988. V.60. P. 2299-2301.
190. Khanna M., Shulda O. P. Microbial metabolism of 3-hydroxypyridine. //Indian J. Biochem. Biophys. 1977. V.14. P. 301-302.
191. Kim M.IC., Singleton I., Yin C.-R., Quan Z.-X., Lee M., Lee S.-T. Influence of phenol on the biodégradation of pyridine by freely suspended and immobilized Pseudomonadas putida MK1. // Lett. Appl. Microbiol. 2006. V.42. P.495-500.
192. Kirsop B. Freeze-drying and kryopreservation of yeast cultures. Commonwealth Mecological Institute Publication. Kew. Surrey. UK. 1983.
193. Kobayashi Y., Arima K. Bacterial oxidation of dipicolinic acid. II. Identification of a-ketoglutaric acid and 3-hydroxydipicolinic acid and some properties of cell-free extracts. // J. Bacteriol. 1962. V.84. P. 765-771.
194. Kolenbrander P. E., LotongN., Ensign J. C. Growth and pigment production by Arthrobacter pyridinolis sp. // Arch. Microbiol. 1976. V.l 10. P. 239-245.
195. Kolenbrander P. E., Weinberger M. 2-Hydroxypyridine metabolism and pigment formation in three Arthrobacter sp. // J. Bacteriol. 1977. V.132. P. 51-59.
196. Kost A. N., Vorob'eva L. I., Terent'ev P. B., Modyanova L. V., Shibilkina O. K., Korosteleva L. A. Microbiological transformation of 2,6-dimethylpyridine. //Appl. Biochem. Microbiol. 1977. V.13. P. 541-546.
197. Kovalenko G.A., Kuznetsova E.V., Mogilnylch Yu.I., Andreeva I.S., Kuvshinov D.G., N.A. Rudina. Catalytic filamentous carbons for immobilization of biologically active substances and non-growing bacterial cells. // Carbon. 2001. V.39. P. 1033-1043.
198. Krishnainurthy T., Ross P. L., Rajamani U. Detection of pathogenic and nonpathogenic bacteria by matrix-assisted laser desorption/ionization time-offlight mass spectrometry. // Rapid Commun. Mass Spectrom. 1996. V.10. P.883-888.
199. Kulinsky V., Kolesnichenlco L.S. Extrinsic regulation of metabolic and energetic mitochondrial functions. // Focus on Signal Transduction Research. Ed. G. McApple. — NY: Nova Science Publishers, Inc., 2007.
200. Kung H.-F., Tsai L. Nicotinic acid metabolism. VII. Mechanisms of action of clostridial a-methyleneglutarate mutase (B12-dependent) and methylitaconate isomerase. // J. Biol. Chem. 1971. V.246. P. 6436-6443.
201. Lasch P., Nattermann H., Erhard M., Stàmmler M., Grunow R., Bannert N., Appel B., Naumann D. MALDI-TOF mass spectrometry compatible inactivation method for highly pathogenic microbial cells and spores. // Anal. Chem. 2008. V.80. P.2026-2034.
202. Lee G.M., Rhee S.K., Lee S.-T. Degradation of 3-methylpyridine and 3-ethylpyridine by Godonia nitida LE31. Appl. and Environ. Microbiol. 2001. V. 67. P. 4342-4345.
203. Lee J., Yoon J.-IT., Yang S.-Y, Lee S.-T. Aerobic biodégradation of 4-methylpyridine and 4-ethylpyridine by newly isolated Pseudonocardia sp. strain M43. // FEMS Microbiol. Lett. 2005. V.254. P. 95-100.
204. Leslie S.B., Israeli E., Lighthart B., Crowe J.H., Crowe L.M. Trehalose and sucrose protect both membranes and proteins in intact bacteria during drying. // App. Environmental Microbiology 1995. V.61. P. 3592-3597
205. Leslie S.B., Israeli E., Lighthart B., Crowe J.H., Crowe L.M. Trehalose and sucrose protect both membranes and proteins in intact bacteria during drying. // Applied and Environmental Microbiology 1995. V.61. P.3592-3597.
206. Lettau H. Chemie der Heterocyclen. // Leipzig,Germany. 1980. 360 p
207. Linders J.M., Wolkers W.F., Hoekstra F.A., van Riet K. Effect of added carbohydrates on membrane phase behavior and survival of dried Lactobacillusplantarum. // Cryobiology 1997. V.35. P.31-40.
208. Liu H., Du Z., Wang J., Yang R. Universal sample preparation method for characterization of bacteria by matrix-assisated laser desorption ionization -time of flight mass-spectrometry. // Appl. Envir. Microbiol. 2007. V.73. P. 1899-1907.
209. Lozinsky V.I., Plieva F.M. Poly(vinyl alcohol) cryogels employed as matrices for cell immobilization. 3. Overview of recent research and developments. //Enzyme and Microb. Technol. 1998. V.23. P.227-242.
210. Malik K.A. Liquid-drying of microorganism using a simple apparatus. UNESCO/WFCC Technical Information Sheet. №8. 1990.P.1.
211. Manohar S., Kim C.K., Karegoudar T.B. Enhanced degradation of naphthalene by immobilization of Pseudomonas sp. Strain NGK1 in polyurethane foam. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2001. V.55. P.311-316.
212. Marmur J.A. Procedure for the isolation of deoxyribonucleic acid from microorganisms. //J.Mol.Biol. 1961. V.3. P.208.
213. Marmur J.A., Dory P. Determination of the base composition of deoxyribonucleic acid its thermal denaturation temperature. // J.Mol.Biol. 1962. V. 5. №1. P. 109-118.
214. Martín M., Mengs G.,. Plaza E, Garbi C., Sánchez M„ Gibello A., Gutierrez F., Ferrer E. Propachlor removal by Pseudomonas strain GCH1 in an immobilized-cell system. // Appl. Environ. Microbiol. 2000. V.66. P.1190-1194.
215. Mathur A.K., Majumder C.D., Chatterjee S., Partha Roy. Biodégradation of pyridine by the new bacterial isoletes S. putrefaciens and B. sphaericus. // J. Hazardous Materials. 2008/ V.157. Issues 2-3. P.335-343.
216. Meays C.L., Broersma K., Nordin R., Mazumder A. Source tracking fecal bacteria in water: A critical review of current methods. // J. Environ. Manage. 2004. V.73.P.71-79.
217. Meays C.L., Broersma K., Nordin R., Mazumder A. Source tracking fecal bacteria in water: A critical review of current methods. // J. Environ. Manage. 2004. V.73. P.71-79.
218. Moore F.W. The utilization of pyridine by microorganisms. // Journal of general microbiology. 1949. V.3. P. 143-147.
219. Morgan C.A., Herman N., White P.A., Vesey G. Preservation of microorganisms by drying. // J. of Microbiol. Methods. 2006. V.66. P.183-193.
220. Morgan C.A., Vesey G. Freeze-Diying of Microorganisms. Encyclopedia of Microbiology (Third Edition) 2009. P 162-173.
221. Mudliar S.N., Padoley K.V., Sureshkumar P.B.M, Lokhande S.K., Pandey R.A., Vaidya A.N. Pyridine biodégradation in noval rope bioreactor. //Bioresourse Technology. 2008. V.99. P.1044-1051.
222. Mukerjee-Dhar G., Shimura M., Kimbara K. Degradation of polychlorinated biphenyl by cells of Rhodococcus opacus strain TSP203 immobilized in alginate and in solution. // Enzyme Microb. Technol. 1998. V.23. P.34-41.
223. Oh Y.S., Maeng J., Kim S.J. Use of microorganism-immobilized polyurethane foams to absorb and degrade oil on water surface. // Appl Microbiol Biotechnol. 2000. V.54. P.418-423.
224. Ohsugi M., Inoue Y., Takami K., Namikawa M. Microbial degradation of a-picolinic acid, 2-pyridinecarboxylic acid. //Agric. Biol. Chem. 1981. V.45. P. 1879-1880.
225. Oliveira A.C., Rosa M.F., Cabrai J.M.S., Aires-Barros M.R. Immobilization of Saccharomyces cerevisiae cells and rhizomucor miehei lipase for the production and extractive biocatalysis of ethanol. // Bioprocess Engineering. 1997. V.16. P.349-353.
226. Orpin C.G., Knight M., Evans W.C. The bacterial oxidation of picolineamide, a photolytic product of diquat. // J. Biochem. 1972. V. 127. P.819-831.
227. P.H.A. Sneath. Bergey's Manual of Systematic Bacteriology. Vol. 2. Baltimore: Williams & Wilkins. 1986.
228. Palade G.E. F stady of fixation for electron microspory. // J. Exp.Med. 1952. V.52. P.285-298.
229. Palmfeldt J., Radstrom P., Hahn-Hagerdal B., Optimization of initial cell concentration enhances freeze-drying tolerance of Psendomonas chlororaphis. // Cryobiology. 2003. V.47. P.21-29.
230. Pandey R.A., Padoley K.V., Mukherji S.S., Mudliar S.N., Vaidya A.N., Rajvaidya A.S., Subbarao T.V. Biotreatment of waste gascontaining pyridine in a biofilter. // Bioresour. Technol. 2007. V.98. P. 2258-2267
231. Park J.K., Chang H.N. Microencapsulation of microbial cells. // Biotechnol. Advances. 2000. V.18. P.303-319.
232. Pattanapipitpaisal P., Brown N.L., Macaskie L.E. Chromate reduction by Micro bacterium liquefaciens immobilised in polyvinyl alcohol. // Biotechnol. Lett. 2001. V.23.P.61-65.
233. Perei K., Râkhely G., Kiss I., Polyâk B., Kovâcs K.L. Biodégradation of sulfanilic acid by Psendomonas paucimobilis. II Appl. Microbiol. Biotechnol. 2001. V.55.P.101-107.
234. Pereira W.E., Rostand C.E., Leiker T.J., Updergraff D.M., Beennett J.L. Microbial hydroxylation of quinoline in contaminated groundwater: evidence for incorporation of the oxygen atom of water. //J. Appl. Eviron. Microbiol. 1988. V.54. P.827-829.
235. Plazek. Uber die Nitriezung von einigen Methylhomologen des Pyridines.Ber. 1939. V.72. P.577.
236. Plieva F.M., Galaev I.Y., Noppe W., Mattiasson B. Cryogel application in microbiology. //Trends in Microbiology. 2008. V.16. №11. P. 543-551.
237. Pourciel M.L., Launay J., Sant W., Conédéra V., Martinez A., Temple-Boyer P. Development of photo-polymerisable polyvinyl alcohol for biotechnological applications. // Sensors and Actuators B: Chemical. 2003. V.94. P.330-336.
238. Pribil P., Fenselau C. Characterization of Enterobacteria using MALDI-TOF mass spectrometry. // Anal. Chem. 2005. V.77. P.6092-6095.
239. Rabinovici S.J.M., Bernknopf R.L., Wein A.M., Coursey D.L., Whitman R.L. Economic and health risk trade-offs of swim closures at a Lake Michigan beach.// Environ. Sci. Technol. 2004. V.38. P.2737-2745.
240. Rhee S.K., Lee G.M., Park Y.H. Anaerobic and aerobic degradation of pyridine by a newly isolated denitrifying bacterium. // Appl. and Environ. Microbiol. 1997. V. 63. N 7. P. 2578-2585.
241. Rogers J. E., Riley R. G, Li S. W. Microbial transformation of alkylpyridines in groundwater. // Water, Air and Soil Pollution. 1985. V.24. № 4. P. 443-454.
242. Rogers J.E., Riley R.G, Li S.W., O'Malley M.L., Thomas B.L. Microbial transformation of alkylpyridines in groundwater. // Water, Air and Soil Pollution. 1985. V.24. № 4. P. 443-454.
243. Ronen Z., Bollag J.-M. Biodégradation of pyridine and derivatives by soil and subsurface microorganisms. // Inter. J.of Environm, Analyt. Chemistry. 1995. V.59. P. 133-143.
244. Ronen, Z., Bollag J.-M. Pyridine metabolism by a denitrifying bacterium. //Can. J. Microbiol. 1991. V.37. P.725-729.
245. Ryu IT.-W., Wee Y.-J. Characterization of bioconversion of fumarate to succinate by alginate immobilized Enterococcus faecalis RKY1. // Appl. Biochem. Biotechnol. 2001. V.91-93. P.525-535.
246. Sabah E., Celik M.S. Interaction of pyridine derivatives with sepiolite. // J. Colloid Interface Sci. 2002. V. 251. №1. P. 33-38.
247. Sabatini D.D., Bensch K., Barnett R.J. Cytochemistry and electron microscopy the preservation of cellular ultrastructure and enzymatic activity by aldehyde fixation. //J. Cell Biol. 1963. V.17. P. 19-58.
248. Sauer S., Freiwald A., Maier T., Kube M., Reinhardt R., Kostzewa M., Geider K. Classification and identification of bacteria by mass spectrometry and computational analysis. // PLoS ONE. 2008. V.3. e2843. doi:10.1371/journal. pone.0002843.
249. Schmauder H.-P., Schlosser D., Gunther T., Hattenbach A., Sauerstein J., Jungnickel F., Augsten H. Application of immobilized cells for biotransformations of steroids. // J. Basic Microbiol. 1991. V.31. P.453-477.
250. Schmidt J.E, Ahring B.K. Immobilization patterns and dynamics of acetate-utilizing methanogens immobilized in sterile granular sludge in upflow anaerobic sludge blanket reactors. // Appl. Environ. Microbiol. 1999. V.65. P.1050-1054.
251. Schofield K. Hetero-aromatic nitrogen compounds. Plenum, New York. 1967. P. 144.
252. Seyfried B., S chink B. Fermentative degradation of dipicolinic acid (peridine-2,6-dicarboxylic acid) by a defined of strictly anaerobic bacteria. // J. Biodégradation. 1990. N l.P. 1-7.
253. Seyfried B., Schink B. Fermentative degradation of dipicolinic acid (peridine-2,6-dicarboxylic acid) by a defined of strictly anaerobic bacteria. // J. Biodégradation. 1990. N1. P. 1-7.
254. Shan H., Obbard J.P. Ammonia removal from prawn aquaculture water using immobilized nitrifying bacteria. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2001. V.57. P.791-798.
255. Sharma S., Sachdeva P., Virdi J.S. Emerging water-borne pathogens. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2003. V.61. P.424^128.
256. Shriver-Lake L.C., Gammeter W.B., Bang S.S., Pazirandeh M. Covalent binding of genetically engineered microorganisms to porous glass beads. //Analytica Chimica Acta. 2002. V.470. P.71-78.
257. Shukla O. P. Isolation, characterization and metabolic activities of a Bacillus sp. metabolizing a-picolinate. // Indian J. Exp. Biol. 1975. VI3. P. 80-82.
258. Shukla O. P. Microbial decomposition of a-picoline. // Indian J. Biochem. Biophys. 19746. V.ll.P. 192-200.
259. Shukla O. P., Kaul S. M. Microbial transformation of 2-picoline by Bacillus sp. II Indian J. Biochem. Biophys. 1973. V.10. P. 176-178.
260. Shukla O. P., Kaul S. M., Khanna M. Microbial transformation of pyridine derivatives: a-picolinate metabolism by a gram-negative coccus. // Indian J. Biochem. Biophys. 1977. V.14. P. 292-295.
261. Shukla O.P. Microbial decomposition of 2-ethylperidine, 2,4-lutidine and 2,4,6-collidine. // Indian J. Exp. Biol. 1975. V.13. P.564-575.
262. Shukla O.P. Microbial decomposition of pyridine. // Indian J. Exp. Biol. 1973. V.l 1. P.463-464.
263. Shukla O.P. Microbial tnransformation of pyridine compounds. // Proc. Indian Acad. Sci. (Chem. Sci.). 1984. V. 93. №. 7. P. 1143-1153.
264. Shukla O.P. Microbial transformation of a-picoline, 2-ethylpyridine and a-picolinate. // Biochem. J. 1972. V.128. P.64.
265. Shukla O.P., Kaul S.M. Constitutive pyridine degrading system in Corynebacterium sp. // Ind. J. Biochem. Biophys. 1974a. V. 11. N. 3. P. 201207.
266. Shukla O.P., Kaul S.M. Microbial transformation of pyridine-N-oxide and pyridine by Nocardia sp. II Can. J. Microbiol. 1986. V.32. P.330.
267. Shukla O.P., Kaul S.M. Succinate semialdehyd an intermediate in the degrative of pyridine by Brevibacterium sp. // Indian J. Biochem. Biophys. 1975. V.12. P.321-330.
268. Sidyakina T. M., Golimbet V. E. Viability and genetic stability of the bacterium Escherichia coli HB101 with the recombinant plasmid during preservation by various methods. // Cryobiology. 1991. V.28. P.251-254
269. Sims G.K. Metabolism of pyridine by Arthrobacter crystallopoietes. II Agron. Abstr.1987. P. 192.
270. Sims G.K., O'Loughlin E.J. Degradations in the environment. // Crit. Rev. Environ. Control. 1989. V.19 P.309-340.
271. Sims G.K., Sommers L.E. Degradation of pyridine derivatives in soil. // J. of Environ. Quality. 1985. V.14. N4. P. 580-584.
272. Sims G.K., Sommers L.E., Conopka A. Degradation of pyridine by Micrococcus luteus, isolated from soil. // Appl. and Environ. Microbiol. 1986. V. 51. N5. P. 963-968.
273. Sims K.G., O'Loughlin E.J. Riboflavin production during growth of Mirococcus luteus on Pyridine. // Appl. Envir. Microbiol. 1992. V.58. №10. P.3423-3425.
274. Singh R. P. Studies on the utilization of dipicolinic acid as carbon and nitrogen source by a laboratory isolated strain of Bacillus brevis. // Indian J. Exp. Biol. 1982. V.20. P. 223-226.
275. Singh R. P., Shukla O. P. Succinic semialdehyde: an intermediate in the degradation of isonicotinic acid by a Bacillus sp. // Indian J. Biochem. Biophys. 1977. V.18. P. 8-8-89.
276. Smole S.C., King L.A., Leopold P.E., Arbeit R.D. Sample preparation of gram-positive bacteria for identification by matrix assisted laser desorption/ionization time-of-flight. // J. Microbiol. Methods. 2002. V.48. P. 107-115.
277. Stadtman E. R., Stadtman T. C., Pastan I., Smith L. D. Clostridium barkeri sp. nov. // J. Bacteriol. 1972. V.110. P. 758-760.
278. Stern M., Elmar H., Kut O.M., Hungerbuhler K. Removal of substituted pyridines by combined ozonation/fluidized bed biofilm treatment. // Water Sci. Technol. 1997. V.35. №4. P.329-335.
279. Streeter J.G. Effect of trehalose on survival of Bradyrhizobium japonicum during desiccation. // Journal of Applied Microbiology 2003. V.95. P.484-491.
280. Sulca M., Peslovaa K., Zabkaa M., Hajduch M., Havliceka V. Biomarkers of Aspergillus spores: Strain typing andprotein identification. // Int. J. Mass Spectrom. 2009. V.280. P.162-168.
281. Sun W.Q., Davidson P. Protein inactivation in amorphous sucrose and trehalose matrices: effects of phase separation and crystallization. //Biochimica en Biophysica Acta. 1998. V.1425. P.235-244.
282. Syu, M.-J, Wang, Y.-W. Immobilization materials mixed with activated sludge as column biofilters for the treatment of gaseous stream containing benzene and toluene. // Bioprocess Engineering. 1999. V.21. P.239-244.
283. Szczesna, M., Galas E., Bielecki S. PVA-biocatalyst with entrapped viable Bacillus subtilis cells. // J. Mol. Catalysis B: Enzymatic. 2001. V.ll. P.671-676.
284. Szczesna-Antczak M., Antczak T., Bielecki S. Stability of extracellular proteinase productivity by Bacillus subtilis cells immobilized in PVA-cryogel. // Enzyme andMicrob. Technol. 2004. V.34. P.168-176
285. T. M. Sidyakina, N. D. Lozitskaya, T. G. Dobrovolskaya and L. V. Kalakoutskii. Cryopreservation of various types of soil bacteria and mixtures thereof. Cryobiology. 1992. V.29. P. 274-280.
286. Tate R. L., Ensign J. C. A new species of Arthrobacter which degrades picolinic acid. // Can. J. Microbiol. 19746. V.20. P. 691-694.
287. Tate R. L., Ensign J. C. Picolinic acid hydroxylase of Arthrobacter picolinophilus. II Can. J. Microbiol. 1974a. V.20. P. 695-702.
288. Taylor B. F., King C. A. Phthalic acid and pyridine dicarboxylic acids as catabolic analogs. //FEMS Microbiol. Lett. 1987. V.44. P. 401-405.
289. Travkin V.M., Solyanikova I.P., Golovleva L.A. Hydroxyquinol Pathway for Microbial Degradation of Halogenated Aromatic Compounds. // J. Environm. Sci. Health. 2006. V.41. P.1361-1382
290. Tsai L., Pastan L, Stadtman E. R. Nicotinic acid metabolism. II. The isolation and characterization of intermediates in the fermentation of nicotinic acid. // J. Biol. Chem. 1966. V.241. P. 1807-1813.
291. Tsai L., Stadtman E. R. Anaerobic degradation of nicotinic acid. // Methods Enzymol. 1971. V.18. P. 233-249.
292. Van de Peer Y., De Wachter R. TREECON for Windows: a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for the Microsoft Windows environment. // Comput. Applic. Biosci. 1994. V. 10. P.569-570.
293. Vargha M., Takats Z., Konopka A., Nakatsu C.H. Optimization of MALDI-TOF MS for strain level differentiation of Arthrobacter isolates. // J. of Microbiol. Methods. 2006. V.66. P. 399-409.
294. Verbelen P.J., De Schutter D.P., Delvaux F.R., Verstrepen IC.J., Delvaux F.R. Immobilized yeast cell systems for continuous fermentation applications. //Biotechnol. Lett. 2006. V.28. P. 1515-1525.
295. Watson G. K., Houghton C., Cain R. B. Microbial metabolism of the pyridine ring. The hydroxylation of 4-hydroxypyridine to pyridine-3,4-diol (3,4-di hydroxy pyridine) by 4-hydroxypyridine-3-hydroxylase. // Biochem. J. 1974a. V.140. P. 265-276.
296. Watson G. K., Houghton C., Cain R.B. Microbial metabolism of the pyridine ring. The metabolism of pyridine-3,4-diol (3,4-dihydroxypyridine) by Agrobacterium sp. // Biochem. J. 19746. V.140. P. 277-292.
297. Watson G.K., Cain R.B. Metabolic pathway of pyridine biodégradation by soil bacteria. // J. Biochem. 1975. V. 146. N 1. P. 157-172.
298. Watson G.K., Gain R.B. Metabolism ring by soil bacteria. // J. Biochem. 1972. V. 127. N 2. P.44
299. Widenue H., Danielsen S. Evaluation of the use of Sr2+ in alginate immobilization of cells. //Naturwissenschaften. 2001. V.88. P.224-228.
300. Williams H., Kaufmann P., Mosher H. S. The rearrangement of acylfurans to 3-hydroxypyridines. // J. Org. Chem. 1955. V.20. P. 1139-1145.
301. Williams L.T., Andrzejewslci D., Lay J.O., Musser M.S. Experimental factors affecting the quality and reproducibility of MALDI TOF mass spectraobtained form whole bacteria cells. // J. Am. Soc. Mass Spectrom. 2003. V.14. P. 342-351.
302. Yadanova T.N., Skokova I.F., Aleshina E.Yu., Gal'braikh L.S. Polyvinyl alcohol film materials containing biopolymers: preparation and properties. //Fibre Chemistry. 2000. V.32. P.347-352.
303. Yaohui Bai, Qinghua Sun, Cui Zhao, Donghui Wen, Xiaoyan Tang. Simultaneous biodégradation of pyridine and quinoline by two mixed bacterial strains. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2009. V.82. P.963-973.
304. Yaohui Bai, Qinghua Sun, Cui Zhao. Donghui Wen, Xiaoyan Tang. Microbial degradation and metabolic pathway of pyridine by a Paracoccus sp. strain BW001. //Biodégradation. 2008. V.19. P.915-926.
305. Yuan Y., Wang S., Song Z., Gao R. Immobilization of an L-aminoacylase-producing strain of Aspergillus oryzae into gelatin pellets and its application in the resolution of D,L-methionine. // Biotechnol. Appl. Biochem. 2002. V.35. P.107-113.
306. Yudanova T.N., Skokova I.F., Aleshina E.Yu., Gal'braikh L.S. Polyfunctional biologically active polyvinyl alcohol film materials. // Fibre Chemistry. 2001. V.33. P.20-24.
307. Zefirov N.S., Agapova S.R., Terentiev P.B., Bulakhova I.M., Vasyukova N.I., Modyanova L.V. Degradation of pyridine by Arthrobacter crystal!opoietes and Rhodococcus opacus strains. // FEMS Microbiol. Let. 1994. V.118. P.71-74.
308. МОСКОВСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТимени М.В. ЛОМОНОСОВА1. БИОЛОГИЧЕСКИЙ ФАКУЛЬТЕТ1. На правах рукописи1. ХАСАЕВА Фатимат Машировна05201±50586
309. ДЕГРАДАЦИЯ ПИРИДИНА И ЕГО ПРОИЗВОДНЫХ ПРЕДСТАВИТЕЛЯМИ РОДОВ АЮНКОВАСТЕЯ И КНОТУОСОССШ
310. Специальности 03.02.03 микробиология 03.01.06 - биотехнология (в том числе бионанотехнологии)
311. Диссертация на соискание ученой степени доктора биологических наук
312. Научные консультанты: д.б.н., профессор Нетрусов А. И.д.х.н., профессор Лебедев А. Т.1. Москва 2011
Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания. В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.