Биодеградация компонентов нефтяного загрязнения с участием микроводорослей и цианобактерий тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.07, кандидат биологических наук Сафонова, Елена Федоровна

• Сафонова, Елена Федоровна
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Сафонова, Елена Федоровна

Введение

Глава I. Обзор литературы

1.1. Альгофлора загрязненных экосистем

1.2. Воздействие токсических веществ и нефти на водоросли

1.3. Разрушение водорослями токсических веществ

1.4. Воздействие фенола на водоросли

1.5. Биодеградация фенола

1.5.1. Биодеградация фенола бактериями

1.5.2. Биодеградация фенола микроводорослями

1.6. Биодеградация фенантрена

1.6.1. Биодеградация фенантрена бактериями

1.6.2. Биодеградация фенантрена грибами

1.6.3. Биодеградация фенантрена водорослями

1.7. Фитобиоремедиация

Глава Q. Материал и методы исследования 41 П. 1. Среды и условия культивирования водорослей и бактерий 41 II.2. Штаммы водорослей и бактерий, растения 42 П.З. Методы очистки и клонирования 43 II.4. Регистрация роста культур водорослей и бактерий 44 II. 5. Тестирование устойчивости водорослей и ассоциаций к токсическим веществам

II. 5.1. Устойчивость к тяжелым металлам

II. 5.2. Устойчивость к ароматическим углеводородам

П.5.3. Устойчивость к поверхностно-активным веществам

II.5.4. Устойчивость водорослей и искусственных ассоциаций к мазуту

II.6. Тестирование разрушения фенола

П.6.1. Разрушения фенола бактериями

П.6.2. Разрушения фенола искусственными ассоциациями

II. 6.3. Разрушения фенола штаммами водорослей 47 II.6.3 .1. Скрининг водорослей на способность разрушать фенол (5 мг/л) в среде 47 Kuhl

П.6.3.2. Разрушение фенола (10 мг/л) водорослей в среде ВВМ или Kuhl

П. 7. Тестирование разрушения фенантрена

П.7.1. Скрининг на разрушение фенантрена природными ассоциациями, бактериями и водорослями

П.7.2. Разрушение фенантрена искусственными ассоциациями

II.7.3. Биотрансформация фенантрена штаммом водоросли Scenedesmus 48 obliquus ES

II. 8. Регистрация изменения пигментации

11.9. Метод реплик

11.10. Аналитические методы 51 II. 10.1. Колориметрический анализ 51 П. 10.2. Новый метод определения снижения концентраций фенантрена 52 П. 10.3. HPLC анализ 53 П. 10.4. Метод газовой хроматографии / масс-спектрометрии (ГХ/МС) 53 II. 11. Моделирование искусственных ассоциаций и их апробация в пилотном эксперименте

П. 11.1. Пробы воды

II. 11.2. Определение бактериальной микрофлоры из озера

II. 11.3. Селекция штаммов водорослей и бактерий

II. 11.4. Иммобилизация на носителях 5 5 П.11.5. Пилотная установка

Глава Ш. Результаты исследований и обсуждение

III. 1. Происхождение культур водорослей и цианобактерий, первый этап отбора

III. 2. Скрининг штаммов водорослей по признаку «выцветание хлорофилла» при воздействии токсикантов

III. 3. Создание коллекции ES

Ш.4. Разнообразие проявления устойчивости штаммов водорослей к загрязнению ароматическими веществами

III. 4.1. Устойчивость к ароматическим веществам штаммов рода Chlorella

Ш.4.2. Устойчивость к ароматическим веществам водорослей рода 65 Scenedesmus

Ш.4.3. Устойчивость к ароматическим веществам штаммов рода Stichococcus

111.4.4. Устойчивость к ароматическим веществам штаммов рода 69 Klebsormidium

111.4.5. Устойчивость к ароматическим веществам штаммов рода 70 Chlamydomonas

П1.4.6. Устойчивость к ароматическим веществам штаммов рода Kirchneriella

III.4.7. Устойчивость к ароматическим веществам штаммов СЫогососсит vacuolatum и Tetracystis fissurata

III. 5. Разрушение фенола

III.5.1. Изучение разрушения фенола искусственными альго-бактериальными 74 ассоциациями

П1.5.2. Биодеградация фенола штаммами водорослей

III. 5.2.1. Скрининг водорослей на способность к разрушению фенола

IH.5.2.2. Способность штамма Chlorella vulgaris CALU-157 к разрушению 77 фенола

111.5.2.3. Способность штамма Scenedesmus obliquus ES-55 к разрушению фенола

111.5.2.4. Способность штамма Chlorococcum vacuolatum ES-15 к разрушению 80 фенола

111.5.2.5. Способность штамма СЫогососсит vacuolatum ES-18 к разрушению 82 фенола

1П.5.2.6. Способность штамма Kirchneriella obessa ES-60 к разрушению фенола

111.5.2.7. Способность тгъмълг. Klebsormidium flaccidum ES-29 к разрушению 84 фенола

111.5.2.8. Способность штамма Tetracystis fissurata ES-84 к разрушению фенола 84 III.6. Разрушение фенанггрена 86 III.6.1. Скрининг природных ассоциаций, бактерий и водорослей на способность к разрушению фенантрена

Ш.6.2. Разрушение фенантрена искусственными ассоциациями

Ш.6.3. Динамика снижения концентрации фенантрена штаммами зеленых 88 водорослей

Ш.6.4. Биодеградация фенантрена штаммом водоросли Scenedesmus obliquus 90 ES

1П.6.4.1. Разрушение фенантрена в среде ВВМ

Ш.6.4.2. Разрушение фенантрена в среде Kuhl

Ш.6.4.3. Идентификация метаболитов

Ш.7. Изучение устойчивости клеток водорослей к загрязнению среды 96 мазутом

Ш.8. Биоремедиация воды озера-коллекгора селектированным альгобактериальным консорциумом

HI. 8.1. Анализ бактериального ценоза озера

III. 8.2. Резистентность водорослей к сточной воде, селекция штаммов 101 водорослей

III.8.3. Селекция бактериальных штаммов

Ш.8.4. Ремедиация сточной воды озера в пилотной установке иммобилизованными водорослями и алканотрофными бактериями

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Биодеградация компонентов нефтяного загрязнения с участием микроводорослей и цианобактерий»

Антропогенное загрязнение окружающей среды нефтепродуктами, и, в частности, ароматическими углеводородами является важной экологической проблемой. Некоторые ароматические загрязнители обладают токсическими, мутагенными или канцерогенными свойствами. Поэтому способы удаления этих веществ из окружающей среды являются предметом изучения многих отраслей науки, и в первую очередь микробиологии.

Классические методы очистки вод и почв, такие как экстракция, растворителями, адсорбция и химическое окисление являются очень дорогими и при этом могут образоваться опасные продукты (Altow et al., 1984). Биологические методы очистки (биоремедиация) в этом отношении более предпочтительны (Lop and Tar, 2000; Alexander, 1994)

При биоремедиации техногенных экосистем используют, как правило, биопрепараты на основе бактерий, мицелиальных грибов и дрожжей, а также высшие растения. Водоросли и цианобактерии в очистке вод от ксенобиотиков, таких как нефть и ароматические углеводороды до настоящего времени не нашли применения. Такая недооценка их использования связана с тем, что разрушение ароматических соединений этими организмами практически не изучено и лишь ограничено отдельными исследованиями (Narro et al., 1992; Semple et al., 1994).

Известно, что системы, включающие несколько организмов, являются более предпочтительными в биоремедиационных процессах (Alexander, 1994). Изучению нефтеразрушающих микробных консорциумов бактерий и цианобактерии (Abed et al., 2002; Cohen, 2002; Al-Awadhi et al., 2003) в последнее время начали уделять большее внимание, в то время как консорциумы бактерий и водорослей остаются до сих пор почти не исследованными.

Биоремедиация загрязненных нефтью экосистем ассоциациями микроорганизмов - нефтедеструкторов и устойчивых к загрязнению водорослей и цианобактерии позволит интенсифицировать процесс очистки. Кроме того, если эти организмы будут сами способны к разрушению ксенобиотиков, то внесут дополнительный вклад в биоремедиацию техногенных экосистем.

Целью настоящей работы было изучение разрушения компонентов нефтяного загрязнения с участием водорослей и цианобактерий из созданной нами коллекции.

Для выполнения этой цели были поставлены следующие задачи:

1) создание коллекции водорослей из обитателей нефтеразрушающих ценозов;

2) испытание устойчивости штаммов водорослей к ароматическим и поверхностно-активным веществам;

3) испытание устойчивости штаммов водорослей к нефти (мазуту) в аксеничных культурах и в смесях с бактериями;

4) изучение биодеградации фенола и фенантрена альго-бактериальными ассоциациями;

5) изучение биодеградации фенола и фенантрена штаммами водорослей и цианобактерий;

6) практическое применение селективно-отобранных альго-бактериальных консорциумов для очищения воды из озера-коллектора сточных вод.

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Сафонова, Елена Федоровна

ВЫВОДЫ

1. Создана коллекция водорослей и цианобактерий (ES), штаммы которой являются резистентными к ароматическим веществам (компонентам нефти), а также к ряду ПАВ. Некоторые штаммы коллекции ES способны к разрушению фенола и фенантрена при инкубации на свету. Данные свойства штаммов водорослей и цианобактерий дают основания рекомендовать их в качестве компонентов искусственных ценозов (биофильтры) для ремедиации загрязненных нефтью экосистем.

2. Установлено, что аксеничные культуры водорослей Chlorella vulgaris (CALU-157), Chlorococcum vacuolatum (ES-15, ES-18), Klebsormidium flaccidum (ES-29), Stichococcus sp. (ES-86), Tetracystis fissurata (ES-22, ES-67, ES-77, ES-84) и цианобактерия Nostoc sp. (ES-79-2) способны к разрушению фенола (5-10 мг/л) на свету. Наиболее эффективным в разрушении фенола (10 мг/л) является штамм Chlorococcum vacuolatum ES-15 (97% за 29 дней).

3. Установлено, что аксеничные штаммы Scenedesmus sp. ES-44 и Scenedesmus obliquus ES-55 способны к разрушению фенантрена (20 мг/л) на свету (на 60 и 65% за 40 дней). Одним из продуктов деградации фенантрена штаммом Scenedesmus obliquus ES-55 является дигидрокси-дигидрофенантрен.

4. Искусственные альго-бактериальные ассоциации более эффективны в разрушении фенола, фенантрена и мазута, чем монокультуры бактерий-деструкторов и водорослей. Наиболее эффективно разрушающей фенол (400 мг/л) и фенантрен (20 мг/л) ассоциацией являлась Pseudomonas putida Е-2 и Chlorella sp. ES-30.

5. Практическое применение селективно-отобранных альго-бактериальных консорциумов с доминирующими водорослями рода Stichococcus (служат как матрикс в ассоциациях) для очищения воды коллектора сточных вод с нефтепродуктами показало эффективность нового подхода для ремедиационных процессов в высоко-загрязненной окружающей среде. Фенолы были удалены на 85%, анионные ПАВ на 73%, нефть на 96%, металлы от 62% до 90%.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В период с 1993 по 1999 годы были обследованы ценозы почв и водоемов, загрязненных разливами нефти, фенолов и ионами тяжелых металлов. Из этих экотопов были изолированы культуры эукариотических водорослей и цианобактерий. На основании характеристик, важных для использования водорослей в составе биофильтров, была создана коллекция водорослей ES (Ecological strains). Такими характеристиками являлись: температурный оптимум (15° С), иммобилизация на капроновых волокнах, устойчивость к АВ (фенолу, фенантрену, а-метилнафталину, 1,6 диметилнафталину) и ПАВ.

Разнообразие проявления устойчивости штаммов водорослей к загрязнению АВ изучалось для штаммов из нашей коллекции ES, а также из коллекций CALU, SAG, ASIB и коллекции Института Ботаники Лейпцигского Университета. Среди 15 рассмотренных штаммов рода Stichococcus 14 были устойчивы к а-метилнафталину. Но в большинстве случаев устойчивость к АВ варьировала среди представителей одного и того же рода, что указывает на штаммоспецифичность признака устойчивости к АВ.

Таким образом, были получены чистые культуры штаммы водорослей, устойчивых к компонентам нефтяного загрязнения. Но разрушение АВ в природе происходит за счет работы всего ценоза. Поэтому представляется важным моделирование и изучение искусственных ассоциаций, составленных из водорослей, устойчивых к токсикантам, и бактерий, разрушающих эти вещества. При тестировании фенолразрушающих штаммов бактерий в ассоциациях со штаммом водоросли Chlorella sp. ES-30 было показано, что разрушение фенола в ассоциациях происходит быстрее.

Колориметрическим анализом с использованием реагента Фолин-Чокальтеу было установлено, что аксеничные штаммы водорослей из нашей коллекции способны к разрушению фенола (5 мг/л). В течение 29 дней фенол разрушали следующие культуры, растущие на свету: Chlorella vulgaris CALU-157 (на 93%), Stichococcus sp. ES-86 (на 21%), Chlorococcum vacuolatum ES-18 (на 100%), четыре культуры Tetracystis fissurata, шт. ES-22 (на 100%), шт. ES-67 (на 56%), шт. ES-77 (на 72%), шт. ES-84 (на 97%), Nostoc sp. ES-79-2 (на 28%).

Способность водорослей к разрушению более высоких концентраций фенола (10 мг/л) исследовалась для 7 штаммов. Штамм Chlorococcum vacuolatum ES-18 разрушал фенол на 67% за 45 дней, Chlorococcum vacuolatum ES-15 на 97% за 29 дней, Chlorella vulgaris CALU-157 на 64% за 43 дня, Klebsormidium flaccidum ES-29 на 95% за 50 дней, Tetracystis fissurata ES-84 на 42% за 45 дней.

Неидентифицированный метаболит со временем удержания 3,29 был выявлен на хроматограммах при HPLC анализе метаболитов в среде культуры Chlorella vulgaris CALU-157, выращенной в присутствии фенола на свету.

Опыты показали, что все исследованные штаммы рода Tetracystis разрушали фенол. Но из протестированных 6 штаммов рода Chlorella и 5 штаммов Stichococcus только по одному представителю (Chlorella vulgaris CALU-157 и Stichococcus sp. ES-86) были способны к разрушению фенола. Поэтому, способность водорослей к разрушению фенола, скорее всего, является индивидуальной характеристикой штаммов. Таким образом, впервые установлено, что аксеничные штаммы водорослей Chlorococcum vacuolatum, Klebsormidium flaccidum, Tetracystis fissurata, Stichococcus sp. способны к разрушению фенола.

Разработанным нами флуоресцентным методом определения фенантрена бьши протестированы ассоциации бактерий и водорослей. В большинстве случаев вариант искусственной ассоциации близок к ожидаемому при аддитивном взаимодействии. Наиболее сильный совместный эффект наблюдался в ассоциациях с Rhodococcus sp. Ac-1267 и с Ps. putida Е2.

Из 13 исследованных штаммов водорослей разрушение фенантрена (20 мг/л) клетками двух штаммов Scenedesmus на 40-й день (Scenedesmus sp. ES-44 - 60%, S. obliquus ES-55 -65%) было наиболее эффективно, в то время как третий из исследуемых штаммов этого рода Scenedesmus sp. ES-111 не обладал способностью к разрушению. Так же как и в случае с разрушением фенола, это указывает на то, что способность к разрушению фенантрена является индивидуальным признаком каждой культуры, то есть штаммоспецифично.

Более подробно изучалась биодеградация фенантрена штаммом водоросли Scenedesmus obliquus ES-55. Культура S. obliquus ES-55 не росла в темноте, как в присутствии фенантрена (14 мг/л), так и в его отсутствии. На свету фенантрен угнетал деление клеток и образование 4-х клеточных, ценобиев. HPLC анализом определено, что культура S. obliquus ES-55 разрушает фенантрен только на свету. Новый пик (метаболит 1) со временем удержания 4,5-4,6 был выявлен только на хроматограммах для ES-55 растущей на свету в присутствии фенантрена. Метаболит обнаруживается в культуре с 7-го дня инкубации, и его концентрация возрастает до 28 дня.

ГХ/МС выявлено 5 продуктов деградации фенантрена штаммом S. obliquus ES-55. Один метаболит был идентифицирован как дигидрокси-дигидрофенантрен. Для выяснения стереохимической структуры дигидрокси-дигидрофенантрена и идентификации других метаболитов необходимо провести дополнительные анализы. Разрушение фенантрена и продукты деградации аксеничными эукариотическими водорослями в этой работе описаны впервые.

21 штамм водорослей и 16 штаммов цианобактерий, как в чистой культуре, так и в смеси с алканотрофными бактериями, были подвергнуты воздействие 1% мазута. Представители родов Stichococcus, Anabaena, Nostoc, Microcystis, Phormidium показали устойчивость к мазуту. В смеси с бактериями устойчивость штаммов водорослей и цианобактерий к мазуту усиливается. Присутствие алканотрофных бактерий восстанавливает размножение чувствительных к мазуту штаммов и стимулирует клеточный рост чувствительных и толерантных штаммов водорослей.

Природные ассоциации водорослей и штаммы водорослей с добавлением алканотрофных бактерий были более эффективны в разрушении мазута по сравнению с самими алканотрофными бактериями. Разрушение мазута штаммом Rhodococcus sp. Ас-1267 составило 35,5%, при смешивании его с ассоциацией AS-45 (доминирующий род Scenedesmus) - 56,23%, в смеси с ассоциацией AS-47 (доминирующие формы Scenedesmus и Phormidium) - 60,8%.

Феномен стимуляции роста водорослей в присутствии алканотрофных бактерий и усиления деструкционной способности алканотрофных бактерий в присутствии водорослей открывает новые перспективы в использовании искусственных ассоциаций водорослей и алканотрофных бактерий в биоочистке загрязненных экосистем.

Апробация ремедиации ассоциациями водорослей и бактерий сточной воды коллектора нефтепродуктов в г. Самаре была проведена совместно с ЗАО «Экопром». Впервые применены в биоремедиационной работе по очистке высоко-токсичных индустриальных стоков штаммы водорослей рода Stichococcus, формирующие микробный консорциум на поверхности капроновых волокон. Клетки Stichococcus посредством выделяемой ими слизи прикреплялись к капроновым волокнам, формируя «конверты», к которым в свою очередь прикреплялись клетки других водорослей и бактерий. Таким образом, формировались ассоциации, способные к деградации загрязнений. Также биопленки микробных консорциумов с доминирующей цианобактерией Phormidium были сформированы на капроновых сетках.

Проведенные пилотные испытания показали высокую эффективность нового подхода в ремедиации нефтезагрязненных систем. Фенолы были удалены на 85%, анионные ПАВ на 73%, нефть на 96%, металлы от 62% до 90%. Снижение ХПК составляло 51% (от 1200±66,5 мг/л до 590±48,9), снижение BOD25 было 97% (от 664±33,3 мг/л до 18,1±6,6).

Таким образом, впервые создана коллекция водорослей и цианобактерий, штаммы которой являются не только резистентными к ароматическим веществам, но и способными к их разрушению. Штаммы водорослей из созданной коллекции могут быть использованы в консорциумах с бактериями-деструкторами для очистки вод и почв, загрязненных ароматическими веществами и нефтью.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Сафонова, Елена Федоровна, 2004 год

1. Аксенова Е.И., Труфанова З.А. О влиянии хлорофоса и нефтепродуктов на протококковые и сине-зеленые водоросли // Гидробиологический журнал. 1971. Вып. 7. N6. С. 86-90.

2. Багнюк В. М., Олейник Т.Л., Ксендзюк И.П., Миронюк В.И. Анализ фенолутилизирующей функций у аксенической и альгобактериальной культур хлореллы // Гидробиологический журнал. 1987. Вып. 23. N1. С. 56-60.

3. Воропаева О.Г., Рублева И.М., Тюленева С.В. Изучение влияния фенола и метанола на развитие зеленых водорослей // Деп. В ВИНИТИ 12.02.86, Ярославль. 1986. N1009-86. С. 3-27.

4. Громов Б.В. Бактерии рода Caulobacter, сопутствующие водорослям // Микробиология. 1964. Сер. 33. Вып. 2. С. 298-305.

5. Громов Б.В. Микрофлора массовых культур протококковых водорослей в открытых установках // Вопросы микробиологии: Тр.Петергофского биол. Ин-та ЛГУ. 1965. С. 149-154.

6. Гусева К. А. . Влияние нефтепродуктов на развитие планктонных водорослей в пресноводных водоемах. // В кн. Антропогенные факторы в жизни водоемов, АН СССР, ин-тбиол. внутр.вод, труды. "Наука", Л. 1975. Вып.ЗО.С. 127-130.

7. Догадина Т.В., Чухлебова Н.А. Водоросли биологической пленки биофильтров и их роль в процессах самоочищения // Гидробиологический журнал. 1971. Вып. 7. N6. С. 56-60.

8. Дубовик И.Е. Влияние нефтепродуктов на почвенные водоросли // «Актуальные проблемы современной альгологии». Тезисы докладов I Всесоюзной конференции. Киев, 1987. С. 163.

9. Козицкая В.Н. Влияние фенольных соединений на жизнедеятельность Microcystis aeruginosa // Гидробиологический журнал. Киев: Наукова думка, 1987. Т. 23, N1. С. 51-56.

10. Костяев В.Я. Биологические факторы разрушения фенола // В сб.: Антропогенные факторы в жизни водоемов. Тр. Ин-та биологии внутр. вод. 1975. Вып.30. N. 33. С. 85-88.

11. Кравченко М.Е., Гапочко Л.Д Влияние нефти и нефтепродуктов на некоторые сине-зеленые водоросли//Изв. АН ТССР. Сер. Биол. Наук. 1977. N2. С. 52-56.

12. Ленова Л.И., Борисова ЕВ. Бактерии, сопутствующие некоторым галофильным одноклеточным водорослям // Микробиологический журнал. 1983. Вып. 4. №45. С. 39-44.

13. Ленова Л.И., Ратушная М.Я., Белецкая Н.М. О возможности утилизации фенола бактериально чистым штаммом Chlorella vulgaris Beijer // Укр.бот. журн.1976. №2 С. 137-139

14. Лукина Г А. Действие фенола на фотосинтез и дыхание хлореллы // Тр. ин-та биологии внутренних вод. 1970. Вып 19. № 22. С. 87-89.

15. Лукина. Г.А. Действие фенола на различные штаммы хлореллы // Тр. ин-та биологии внутренних вод, инф. Бюллютень №15, изд. «Наука». 1972. Лен. отд., С. 10-13.

16. Лурье Ю.Ю., Рыбникова А.И. Химический анализ производственных сточных вод//М. "Химия". 1974.

17. Миронов О.Г., Ланская Л.А. Развитие некоторых диатомовых водорослей в морской воде, загрязненной нефтепродуктами. Биология и распределение планктона южных морей // М. Наука. 1967. С. 31-34.

18. Миронов О.Г. Взаимодействие морских организмов с нефтяными углеводородами//Л.Гидрометеоиздат. 1985. С. 128

19. Назарова Г.Д., Мыльникова Э.В. Оценка токсичности метилмеркаптановых соединений для водорослей. Круговорот вещества и энергии в водоемах // Тезисы Докладов 5 Всесоюз. Лимнолог. Совещ., Листвиничное на Байкале. 1981. Иркутск. С. 101-102.

20. Неганова Л.Б., Шилова И.И., Штина Э.А. Альгофлора техногенных песков нефтегазодобывающих районов Среднего Приобья и влияние на нее нефтяного загрязнения // Экология. 1978. №3. С. 29-35.

21. Сафонова Е.Ф. Изменчивость резистентности к токсикантам среди штаммов Chlorella spp., выделенных из загрязненных вод // Сборник Научной конференции студентов и молодых ученых биологического факультета БГУ. Тезисы докладов. Уфа. 1997. С. 65-66.

22. Ступина В.В., Багнюк В.М. Водоросли и очистка сточных вод. Об утилизации некоторых компонентов промышленных стоков протококковыми водорослями совместно с бактериями// Тез. докл.Усъезда Всесоюз. Бот. Об-ва. Киев, 1976 С.321-322

23. Ткаченко Н.В., Айвазова Л.Е. Влияние растворенных нефтепродуктов на морские и пресноводные одноклеточные водоросли // Труды ВНИИ морского рыбного хозяйства и океанографии. 1974. Вып. 100. С.68-73.

24. Шлегель Г. Общая микробиология // пер. с нем. Мир 1987. 567 с.

25. Шлыгин И.А. Нефтяные углеводороды в морских донных отложениях: химические и биологические процессы // Гидрометеорология. 1986. Вып.4. С. 1-45.

26. Abd-El-Haleem Moawad H., Zaki E.A., Zaki S. Molecular characterization of phenol-degrading bacteria isolated from Egyptian Ecosystems. Microb Ecol. 2002. V. 43. P. 217-224.

27. Adams D., Ribbons D.W.The metabolism of aromatic ring fission products by Bacillusstearothermophilus strain 1С //Journal Gen. Microbiology.l988.V.134. P.3179-3185.

28. Al-Awadhi H., Al-Hasan RH, Sorkhoh N.A, Salamah S., Radwan S.S. Establishing oil-degrading biofilms on gravel particles and glass plates // Internal. Biodeterior. Biodegrad. 2003. V. 51. P. 181-185.

29. Alexander M. Biodegradation and Bioremediation // San Diego, С A: Academic Press. 1994.

30. Al-Hasan RH., Sorkhoh N.A., Al Bader D., Radwan S.S. Utilization of hydrocarbons by cyanobacteria from microbial mats on oily coasts of the Gulf // Appl. Microbiol Biotechnol. 1994. V. 41. P. 615-619.

31. Al-Hasan R.H., Al Bader D., Sorkhoh N.A., Radwan S.S. Evidence for n-alkane consumption and oxidation by filamentous cyanobacteria from oil-contaminated coasts of the Arabian Gulf//Marine Biology. 1998. V. 138. P. 521-527.

32. Altow S, Bonadonna-Aaparo L, Klibanov A.M. Dephenolization of industrial waste waters catalyzed by polyphenol oxydase. Biotechnol Bioeng. 1984. V.26. P. 599-603.

33. Anderson J.J., Dagley S. Catabolism of aromatic acids in Trichosporon cutaneum // Journal Bacteriology. 1980. V.141. P. 534-543.

34. Azov Y., Shelef G., Narkis N. Effect of hard detergents on algae in a high-rateoxidation pound // Appl. and Environ. Microbiology. 1982. V. 43. N2. P. 491-492.

35. Bakst J.S. Impact of Present and Future Regulations on Bioremediation // Journal Ind. Microbiology. 1991.V. 8 N 1. P. 13-22.

36. Balani S.K., Bladeren P.J.V., Shirai N., Jerina DM. Resolution and absolute configuration of K-region trans-dihydrodiols from polycyclic hydrocarbons // Journal Org.Chemestry. 1986. V. 51. P. 1773-1778.

37. Balfany J., Rehm H. Biodegradation of 4-chlorophrnol bz adsorptive immobiliyed Alcaligenes sp. A 7-2 in soil // Appl Microbiol Biotechnol. 199l.V. 35. P. 662-668.

38. Barbas J.T., Sigman M.E., Dabestani R. Photochemical oxidation of phenanthrene sorbed on silica gel // Environmental Science and Technology, 1996. V. 30. P. 1776-1780

39. Bayly R.C., Wigmore G.J. Metabolism of phenol and cresols by mutants of Pseudomonas putida И Journal Bacteriology. 1973. V. 113. P. 1112-1120.

40. Bezalel L., Hadar Y., Fu P.P., Freeman J.P., Cemiglia C.E. Metabolism of phenanthrene by white rot fungus Pleurotus ostreatus II Appl.Envir. Microbiol. 1966. V.62. N7. P. 2547-2553.

41. Bischoff H.& Bold H.C. Phycological Studies. IV.Some soil algae from Enchanted Rock and related algal species // University of Texas Publication. 1963. No. 6318. P 95

42. Borde X., Guieysse В., Delgado O., Munoz R., Hatti-Kaul R., Nugier-Chauvin C., Patin H., Mattiasson B. Synergistic relationships in algal-bacterial microcosms for the treatment of aromatic pollutants, Biores. Technol. 2003. V.86. P. 293-300.

43. Bucker M., Glatt H.R., Piatt K.L., Avnir D., Ittah Y., Blum J., and Oesch F. Mutagenicity of phenanthrene and phenanthrene K-region derivatives. Mutat. Res. 1979. V. 66. P. 337-348.

44. Cerniglia C., Baalen C.and Gibson D. Oxidation of biphenyl by the cyanobacterium, Oscillatoria sp., strain JCM // Arch. Microbiology. 1980a. V.125. P. 203-207.

45. Cerniglia C.E., Baalen C.V., Gibson D.T. Metabolism of naphthalene by the cyanobacterium Oscillatoria sp., strain JCM I I Journal Gen. Microbiology. 1980b. V.116. P. 485-494.

46. Cerniglia C.E., Gibson D.T., Baalen C.V. Oxidation of naphthalene by the cyanobacteria and microalgae. // Journal Gen. Microbiology. 1980c. V. 116.P. 495-500.

47. Cerniglia C.E. Aromatic hydrocarbons: metabolism by bacteria, fungi and algae, in: E.Hodgson, J.R.Bend and R.M. Philpot (Eds.) // Reviews in Biochemical Toxicology. Elsevier/North-Holland, NY, 1981. V.3. P. 321-361.

48. Cerniglia C.E., Gibson D.T., Baalen C.V. Naphthalene metabolism by diatoms isolated from the Kachemak Bay region of Alaska // Journal Gen. Microbiol. 1982. V.128. P. 987-990.

49. Cerniglia C.E. and Yang S.K. Stereoselective metabolism of anthracene and phenanthrene by fungus Cunninghamella elegans // Appl.Environ.Microbiol. 1984. V. 47. P. 119-124.

50. Cerniglia C.E., Campbell W.L., Freeman J.P., and Evans F.E. Identification of a novel metabolite in phenanthrene metabolism by fungus Cunninghamella elegans II Appl.Environ.Microbiol. 1989. V. 55. P. 2275-2279.

51. Cerniglia C.E. Biodegradation of polycyclic aromatic hydrocarbons. Biodegradation. 1992. V. 3. P. 351-368.

52. Cerniglia C.E., Sutherland J.B., Crow S.A. Fungal metabolism of aromatic hydrocarbons // In G. Winkelmann (ed), Microbial degradation of natural products. VCH Press, Weinheim.1992. P. 193-217.

53. Chan Kwong-yu and Chiu S.Y. The effects of diesel oil and oil dispersants on growth, photosynthesis, and respiration of Chlorella salina II Arch. Environ Contain. Toxicol. 1985. V.14.N3.P. 325-331

54. Chaturapit S. and Holder C M. Studies on the hepatic microsomal metabolism of 14C-phenanthrene//Biochem. Pharmacol. 1978. V. 27. P. 1865-1871.

55. Cohen Y. Bioremediation of oil by marine microbial mats, Int Microbiol. 2002. V. 5. P. 189-193.

56. Coulibaly L., Gourene G., Agathos N.S. Utilization of fungi for biotreatment of raw wastewaters // Afr. Jounal Biotechnology. 2003. V. 2. N. 12. P. 620-630.

57. Craigie J.S., McLachlan J., Towers G.H.N. A note on the fission of an aromatic ring by algae // Can.Journal Bot. 1965. V. 43. P. 1589-1590.

58. Dagley S. and Gibson D.T. The bacterial degradation of catechol // Biochem. Journal. 1965. V.95. P. 466-474.

59. Dagley S. Microbial catabolism, the carbon cycle and environmental pollution // Naturwissenschaften. 1978. V. 65. N. 2. P. 85-95.

60. Dagley S. Biochemistry of aromatic hydrocarbon degradation in Pseudomonas // The Bacteria. The Biology of Pseudomonas. J.RSokatch (ed.), London. Academic Press. 1986. V. 10. P. 527-556.

61. Dean-Ross D, Rahimi M. Toxicyty of phenolic compounds to sediment bacteria // Bull Envirom Toxicol. 1995. V. 55. P. 245-250.

62. Dean-Ross D. Bacterial abundance and activity in hazardous waster-contaminated soil // Bull Environ Contain Toxicol. 1989. V.43. P. 511-517.

63. Ellis B.E. Degradation of phenolic compounds by fresh-waters algae // Plant Sci. Lett. 1977. V. 8. P. 213-216.

64. Evans W.C., Fernley H.N., Griffiths E. Oxidative metabolism of phenanthrene and anthracene by soil Pseudomonads; the ring fission mechanism. // Biochem Journal. 1965. V.95. P. 819-821.

65. Ghisalba O. Chemical wastes and their biodegradation an overiew // Experientia. 1983. V. 39. P. 1247-1257.

66. Gibson D.T. Microbial degradation of hydrocarbons // Toxicol. Environ. Chem. 1982. V. 5. P. 237-250.

67. Gibson D.T., Subramanian V. Microbial degradation of aromatic hydrocarbons // Gibson D.T. (ed ). Microbial degradation of organic compounds. Marcel Dekker, Inc., New York. 1984. P. 181-252

68. Guieesse В., Viklund G., Toes A., Mattiasson B. Comdined UV-biological degradation of PAHs // Chemosphere, 2004. V. 55. P. 1493-1499

69. Gurujeyalakshmi G. and Oriel P. A termophilic process for catechol production from phenol // Biotechnology Letters. 1989. V. 11. N. 10. P. 689-694.

70. Hammel K.E., Gay W.Z., Green В., Moen M.A. Oxidative Degradation of Phenanthrene by the Ligninolytic Fungus Phanerochaete chrysosporium // Appl. Env. Microb. 1992. V.58. N.6. P. 1832-1838.

71. Hiscox J D and Israelstam G F. A method for the extraction of chlorophyll from leaf tissue without maceration // Can. Journal Bot. 1979. V. 57. P. 1332-1334.

72. Hopper D.J. and Taylor D.G. Pathway for the degradation of m-cresol and p-cresol by Pseudomonas putida II Journal of Bacteriology. 1975. V.122. P. 1-6.

73. Houghton J.E., Shanley M.S. Catabolic potential of Pseudomonads: a regulatory perspective // Rasul Chaudhry G. (ed). Biological degradation and bioremediation of toxic chemicals. Chapman and Hall. London. 1994. P. 11-32.

74. Jacobson S.N and Alexander M. Enhancement of the microbial dehalogenation of a model chlorinated compound // Appl. Environ. Microbiol. 1981. V.42. P. 1062-1066.

75. Jamison V.W., Raymond, RL., Hudson J.O. Biodegradation of high-octane gasoline in ground water//Dev. Ind. Microbiol. 1975. V.16. P. 305-312.

76. Jerina D M., Selander H., Yagi H., Wells M.C , Davey J.F., Mahadevan V., and Gibson D.T. Dihydrodiols from anthracene and phenanthrene // Journal. Am.Chem.Soc. 1976. V. 98. P. 5988-5996.

77. Jones K.H., Trudgill P.W., Hopper D.J. Metabolism of p-cresol by the fungus Aspergillus Jumigatus II Appl. Environ. Microbiol. 1993. V. 59. P. 1125-1130.

78. Joseph V., Joseph A., Acclimation of algal species following exposure to phenol // Bull. Environ. Contam. Toxicol. 1999. V. 62. P. 87-92.

79. Kemp MB., G. D. Hegeman G.D. Genetic Control of the ^-Ketoadipate Pathway in Pseudomonas aeruginosa II Journal Bacteriology. 1968. V. 96. N. 5. P. 1488-1499.

80. Kiyohara H., Nagao K., and Nomi R. Degradation of phenanthrene through o-phthalate by Aeromonas sp // Agric. Biol. Chem. 1976. V. 40. P. 1075-1082.

81. Kiyohara H., Nagao K. The catabolism of phenanthrene and naphthalene by bacteria //Journal. Gen. Microbiology. 1978. V.105. P. 69-75.

82. Klekner V. and Kosaric N. Degradation of phenols by algae // Environmental Technology. 1992. V. 13. P. 493-501.

83. Kobayashi H. and Rittman B.E. Microbial removal of hazardous organic compounds //Environ. Sci. Technol. 1982. V.16. P. 170-183.

84. Kuhl A. Zur Physiologie der Speicherung kondensierter anorganischer Phosphate in Chlorella II Beitrage zur Physiologie und Morphologie der Algen. Deutsche Botanische Gesellschaft. Fischer (ed ), Stuttgart. 1962. P. 157-166.

85. Lenke H, Pieper D.H, Bruhn C, Knackmuss H.J. Degradation of 2,4-dinitrophrnol by two Rhodococcus erythropolis strains, HL 24-1 and 24-2 // Appl. Environ. Microbiol. 1992. V.58. P. 2928-2932.

86. Liebe В., Fock H.P. Growth and adaptation of the green alga Chlamydomonas reinhardtii on diesel exhaust particle extracts // J.Gen. Microbiol. 1992. V.138. P. 973-978.

87. Lindquist В., Warshawsky D. Stereospecificity in algal oxidation of the carcinogen benzoa.pyrene // Experientia. 1985a. V.41. P. 767-769.

88. Lindquist В., Warshawsky D. Identification of the ll,12-dihydro-ll,12-dihydroxybenzoa.pyrene as a major metabolite produced by the green algae Selenastrum capricornutum //Biochem. Biophys. Res. Commun. 1985b. V.130. P. 71-75.

89. Lop КС., Tar C.P. Effect of additional carbon souces on biodegradation of phenol // Bull Environ Contam Toxicol. 2000. V. 64. P. 756-763.

90. Machate T, Noll H, Behrens H., A. Kettrup A. Degradation of phenanthrene and hydraulic characteristics in a constructed wetland // Wat. Res. 1997. V. 31. N. 3. P. 554-560.

91. Martin-Sikkema F.D, de Bont J.M Degradation of nitroaromatic compaunds by microorganisms // Appl. Microbiol Biotechnol. 1994. V. 42. P. 499-507.

92. Mastrangela G., Fadda E., Marzia V. Polycyclic aromatic hydrocarbons and cancer in man. // Environ. Health Perspect. 1997. V. 104. P. 1166-1170.

93. Meagher R.B. and Ornston L.N. Relationships among enzymes of the (3-ketoadipate pathway. I. Properties of cis,cis-muconate-lactonizing enzyme and muconolactone isomerase from Pseudomonas putida II Biochemistry. 1973. V.12. N.18. P. 3523-3530.

94. Megharaj M, Pearson H.W., Venkaterswarlu K. Toxicity of phenol and three nitrophenols towards growth and metabolic activities of Nostoc linckia, isolated from soil // Arch. Environ Contam Toxicol. 1991. V.21. P.578-584.

95. Middelhoven W.J. Catabolism of benzene compounds by ascomycetous and basidiomycetous yeasts and yeast-like fungi // Antonie van Leeuwenhoek (ed.). 1993. V. 63. P. 125-144.

96. Miura R.S., Honmaru S., Nakazaki M. The absolute configuration of the metabolites of naphthalene and phenanthrene in mammalian systems // Tetrahedron. Lett. 1968. V. 50. P. 5271-5274.

97. Moody J.D., Freeman J.P., Doerge D.R., Cerniglia C.E. Degradation of phenanthrene and anthracene by cell suspensions of Micobacterium sp. Strain PYR-1 // Appl. Environm. Microbiol. 2001. V. 67. N.4. P. 1476-1483.

98. Mouchet P. Review of the reactions of algae to inorganic and organic micropollutants // Ecological consequences and possibilities for industrial-scale application. Soc. Degremont, Rueil Malmaison, Fr. Water Research. 1986. V.20. N.4. P. 399-412.

99. Narro ML., Cerniglia C.E., Van Baalen C., Gibson D.T. Metabolism of phenanthrene by the marine cyanobacterium Agmenellum quadruplicatum PR-6 // Appl. Environ. Microbiol. 1992a. V.58. N.4. P. 1351-1359.

100. Narro M.L., Cerniglia C.E., Van Baalen C., Gibson D.T. Evidence for an NIF shift in oxidation of naphthalene by the marine cyanobacterium Agmenellum quadruplicatum PR-6 //Appl. Environ. Microbiol. 1992b. V. 58. N.4. P. 1360-1363.

101. O'Niell W.L, Nzengung V.A, Noakes J.E, Bender J., Phillips P C. Biosorption and biodegradation of tetrachloroethylene and trichloroethylene using mixed-species microbial mats // J Hazard. Subst. Res. 2000. V. 2. P. 1-16.

102. Ornston L.N. and Stanier R.Y. The conversion of catechol and pyrocatechuate to P-ketoadipate by Pseudomonasputida II Journal Biol.Chem. 1966. V. 241. N. 16. P. 3776-3786.

103. Oswald W.J. Micro-algae and waste-water treatment, in Micro-algal biotechnology II M.A. Borowitzka, C.J. Borowitzka (eds.). Cambridge University Press, New York 1988. P. 305-328.

104. Perez S., Dachs J., Barcelo D. Sea-breeze modulated volatilization of polycyclic aromatic hydrocarbons from the Masnou harbor (NW Mediterranean Sea) // Environmental Science and Technology, 2003. V. 37. P. 3794-3802

105. Powlowski J.B., Ingebrand J., Dagley S. Enzymology of the beta-ketoadipate pathway in Trichosporon cutaneum II Journal, of Bacteriology. 1985. V. 163. N.3. P 11361141.

106. Piatt J.J., Backhus D.A., Capel P.D., Eisenreich SJ. Temperature-dependent sorption of naphthalene, phenanthrene, and pyrene to low organic carbon aquifer sediments // Environmental Science and Technology. 1996, V. 30. P. 751-760

107. Pieper D.H, Engesser K.H, Knackmuss H.J. Regulation of catabolic pathways of phenoxyacetic acids and phenol in Alcaligenes//Arch Microbiol. 1989. V 151. N.4. P.365-371.

108. Pinto G., Pollio A., Previtera L, Temussi F. Biodegradation of phenols by microalgae // Biotechnology Letters. 2002. V. 24. N.24. P. 2047-2051.

109. Philips P., Bender J., Word J., Niyogi D., Denovan B. Mineralization of naphthalene, phenanthrene, chrysene, and hexadecane with a constructed silage microbial mat //Appl.Biotechnol.Site Rem. 1993. V.2. P. 305-309.

110. Potapova, M.G., Kvitko K.V., Dmitrieva. I. A. Algal components of the oil-pollutedwater ecosystems // "Proceedings of the Workshop Microbiology of Polluted Aquatic Ecosystems". P.M. Becker (ed). Leipzig, 1998. P. 182-187.

111. Prasad S, Ellis B.E. In vivo characterization of catechol ring cleavage in cell culture of Glycine max //Phytochemistry. 1978. V. 17. P. 187-190.

112. Raghukumar C., Vipparty V., David J.J. Degradation of crude oil by marine cyanobacteria. // Appl. Microbiology and Biotechnology. 2001. V.57. N.3. P. 433-436.

113. Rittmann B.E. In Situ Bioremediation. When Does It Work? // Washington DC, National Academy Press. 1993.

114. Sack U., Heinze T.M., Deck J., Cerniglia C.E., Cazau M.C., Fritsche W. Novel Metabolites in Phenanthrene and Pyrene Transformation by Aspergillus rriger // Appl.Env.Microbiol. 1997. V.63. N.7. P. 2906-2909.

115. Safonova E.Th., Kvitko K.V., Potapova M.G. The collection of algae from polluted waters and soils // "Proceedings of the Workshop Microbiology of Polluted Aquatic Ecosystems". P.M. Becker (ed.). Leipzig, 1998. P. 188-196.

116. Safonova E.Th., Kvitko K.V., Iankevitch M.I., Surgko L.F., Afti I.A. Formation of microbial associations which perform phytoremediation of water // Abstracts ISEB. 2001. P. 116.

117. Safonova E.Th., Dmitrieva I.A. and Kvitko K.V. The interaction of algae with alcanotrophic bacteria in black oil decomposition // Resources, Conservation and Recycling. 1999. V. 27. P. 193-201.

118. Sala-Trepat J.M. and Evans W.C. The meta cleavage of catechol by Azotobacter species // European Journal of Biochemistry. 1971. V. 20. P. 400-413.

119. Salonen M, Middeldorp P, Briglia M, Valo R, Haggblom M, Mc Bain A. Cleanup of old industrial sites // Biology and Biodegradation. Porrtfolio Publishing Company, The Woodlands. D. Kamelz, A Chakrabartz, and G.S.Omenn (eds.). 1989. P. 347-365.

120. Samanta S.K., Chakraborti A.K., Jain R.K. Degradation of phenanthrene by different bacteria: evidence for novel transformation sequences involving the formation of 1-naphthol //Appl. Microbiol. Biotechnol. 1999. V.53. P. 98-107.

121. Savino J.F., and Tanabe L.L. Sublethal effects of phenanthrene, nicotine, and pinane on Daphnia pulex // Bull. Environ. Contam. Toxicol. 1989. V. 42. P. 778-784.

122. Semple K.T. and Cain R.B. Biodegradation of phenolics by Ochromonas danica И Appl.Environ.Microbiol.1996. V.62. P. 1265-1273.

123. Semple K.T. Biodegradation of phenols by a eucariotic alga I I Res. Microbiol. 1997.1. V. 148. P. 365-367.

124. Semple K.T., Cain R.B., Schmidt S. Biodegradation of aromatic compounds by microalgae//FEMS Microbiol. Letters. 1999. V.170. P. 291-300.

125. Schoeny R., Cody Т., Warshawsky D., Radike M. Metabolism of mutagenic polycyclic aromatic hydrocarbons by photosynthetic algal species // Mutat. Res. 1988. V.197. P. 289-302.

126. Schldsser U.G. SAG Sammlung von Algenkulturen at the University of Gdttingen -catalogue of strains//Bot. Acta. 1994. V. 107. P. 113-186.

127. Shashirekha S., Uma L., Subramanian G. Phenol degradation by the marine cyanobacterium Phormidium valderianum BDU 30501 // Journal of Industrial Microbiology and Biotechnology. 1997. V.19. N.2. P. 130-133.

128. Shingler V., Franklin C., Tsuda M., Holroyd D. and Bagdasarian M. Molecular analysis of a plasmid-encoded phenol hydroxylase from Pseudomonas CF600 // Journal of General Microbiology. 1989. V.135. P. 1083-1092.

129. Singleton, V. L.; Orthofer, R.; Lamuela-Raventos, R. M. Analysis of total phenols and other oxidation substartes and antioxidants by means of Folin-Ciocalteu reagent Methods Enzymol. 1999. V. 299. P. 152-178.

130. Smets B.F. and Rittmann B.E. Sorption equilibria for trichlorethene on algae // Water Research. 1989. V. 24. P. 355-360.

131. Solbakken J.E., and Palmork K.H. Metabolism of phenanthrene in various marine animals // Сотр. Biochem. Physiol. 1981. 70C. P. 21-26.

132. Sorkhoh N., Al-Hasan R., Radwan S. Self-cleaning of the Gulf. Nature. 1992.• V.359. P. 109.

133. Sorkhoh N.A., Al-Hasan R.H., Khanafer M., Radwan S.S. Establishment of oil-degrading bacteria associated with cyanobacteria in oil-polluted soil // J. Appl. Bacterid 1995. V. 78. P. 194-199.

134. Soto C., Hellebust J.A., Hutchinson T.C and Sawa T. Effect of naphthalene and aqueous crude oil extracts on green flagellate Chlamydomonas angulosa II I. Growth. Can.J.Bot. 1975a.V. 5. N2. P. 109-117.

135. Soto C., Hellebust J. A. and Hutchinson T.C. Effect of naphthalene and aqueous crude oil extracts on the green flagellate Chlamydomonas angulosa //II. Photosynthesis and the uptake and release of naphthalene. CanJ.Bot. 1975b. V. 53. N.2. P. 118-126.

136. Stephen J.R., Macnaughton S.J. Developments in terrestrial bacterial remediation of metals // Curr. Opin. Biotechnol. 1999. V.10. N. 3. P. 230-233.

137. Subramanian G., Uma L. Role of cyanobacteria in pollution abatent // Recentadvances in ecobiological research. Sinha M.P. (ed). New Delhi. 1997. V.l. P. 435-443.

138. Sutherland J.B., Freeman J.P., Selby A.L., Fu P.P., Miller D.W., Cerniglia C.E. Stereoselective formation of a K-region dihydrodiol from phenanthrene by Streptomyces flavovirens//Arch. Microbiol. 1990. V.I54. P. 260-266.

139. Sutherland J. В., Selby A.L., Freeman J. P., Evans F. E., Cerniglia C.E. Metabolism of phenanthrene by Phanerochaete chrysosponum II Appl. Environ. Microbiol. 1991. V.57. P. 3310-3316.

140. Sutherland J. В., Fu P.P.,Yang S.K., Tungeln L.S. V., Casillas R.P., Crow S.A., Cerniglia C.E. Enantiomeric composition of the trans-dihydrodiols produced from phenanthrene by fungi // Appl. Environ. Microbiol. 1993. V.59. P. 2145-2149.

141. Tadros M.G., Philips J., Patel H., Pandiripally V. Differential response of green algal species to solvents // Bull Environ Contam Toxicol. 1994. V.52. P. 333-337.

142. Tausson W.O. Die Oxidation des Phenanthrens durch Bacterien // Planta. 1928. V. 5. P. 239-273.

143. Tikoo V., Scragg A.H. and Shales S.W. Degradation of pentachlorphenol by microalgae // J. Chem. Technol. Biotechnol. 1997. V. 68 P. 425-431.

144. Tolgyessy P. The ecotoxicology of water pollutants // Chemistry and biology of water, air and soil, environmental aspects. Studies in environmental science. Tolgyessy J. (ed.). Elsevier Science, Amsterdam. 1993. V. 53. P.742-756.

145. Vose J.R., Cheng J.Y., Antia N.J., Towers G.H.N. The catabolic fission of the aromatic ring of phenilalanine by marine planktonic algae // Can.J.Bot.l971.V.49. P.259-261.

146. Wang Q., Cui Y., Dong Y. Phytoremediation of polluted waters. Potential and prospects of wetland plants // Acta Biotechnol. 2002. V.l. N.2. P. 199-208.

147. Wang T.C, Weissman J.C., Ramesh G., Varadarajan R., Benemann J.R. Heavy metal binding and removal by Phormidium II Bull. Environ. Contain. Toxicol. 1998. V.60. p. 739-744.

148. Wardas W., Wardas M., Hamankiewicz D. The effect of 3,4 benzopyrene on the growth of Chlorella, strain 366 // Occanologia (PRL). 1983. V.17. P. 51-57.

149. Walker J.D., Colwell R.R, Petrakis L. Degradation of petroleum by an alga, Prototeca zopfii И Appl. Microbiol. 1975. V.30. P. 79-81.

150. Warshawsky D., Radike M., Jayasimhulu K. and Cody T. Metabolism of benzoa.pyrene by dioxygenase enzyme system of the freshwater green alga Selenastrumcapricorrmtum II Biochem. Biophys. Res. Commun. 1988. V.l52. P. 540-544.

151. Warshawsky D., Kennan Т.Н., Reilman R, Cody Т.Е. and Radike M.J. Conjugation of benzoa.pyrene metabolites by freshwater green alga Selenastrum capricornutum // Chem.-Biol. Interact. 1990. V.74. P 93-105.

152. Wheelis M L. and Ornston L.N. //J.Bacteriol. 1972. V.109, 790c.

153. Williams P. A., Murray K: Metabolism of benzoate and the methylbenzoates by Pseudomonas putida (Arvilla) mt-2: evidence for the existence of a TOL plasmid // Journal Bacteriol. 1974. V. 120. P. 416-^23.

154. Winters K., ODonnell R, Batterton J. C., Van Baalen C. Water soluble components of four fuel oils: chemical characterization and effects on growth of microalgae // Marine Biology. 1976. V.36. N. 3. P. 269-276.

155. Wurster M., Mundt S., Hammer E., Schauer F., Lindequist U. Extracellular degradation of phenol by the cyanobacterium Synechococcus PCC 7002 // Journal of Applied Phycology. 2003. V. 15. P. 171-176.

156. Zachleder V., Abarzua S., Wittenburg E. Effect of 3,4-benzopyrene on the chlorococcal alga Scenedesmus quadricauda // Planta. 1983. V. 157. N.5. P. 432-440.

157. Происхождение культур водорослей и цианобактерий из коллекции ES.

158. N штамм Место сбора и характер проб Время сбора проб Отсев клона таксономическая принадлежность

159. ES-1 Ил, Красный Бор IX-93 Х-93 Chlorella sp.

160. ES-3 Ил, Красный Бор IX-93 Х-93 Chlorella sp.

161. ES-4 Ил, Красный Бор IX-93 Х-93 Chlorella sp.

162. ES-6 Ил, Красный Бор IX-93 Х-93 Chlorella sp.

163. ES-13 Ил, Красный Бор IX-93 Х-93 Chlorella sp.

164. ES-Зш Ил, Красный Бор IX-93 Х-93 Chlorella sp.

165. ES-150 Почва, Череповец Х-94 ХИ-94 Chlorococcum vacuolatum

166. ES-16 Почва, Череповец Х-94 ХИ-94 Chlamydomonas sp.

167. ES-182) Почва, Череповец Х-94 VIII-95 Chlorococcum vacuolatum

168. ES-19 Почва, Череповец Х-94 XII-94 Stichococcus minor

169. ES-222) Почва, Череповец Х-94 VIII-95 Tetracystis fissurata

170. ES-47 Почва, Череповец Х-94 VIII-95 Chlamydomonas sp.

171. ES-673) Почва, Череповец Х-94 VIII-95 Tetracystis fissurata

172. ES-773) Почва, Череповец Х-94 VIII-95 Tetracystis fissurata

173. ES-843) Почва,Череповец Х-94 VIII-95 Tetracystis fissurata

174. ES-55 Почва, Ростов IX-94 VIII-95 Scenedesmus obliquus

175. ES-59 Почва, Ростов IX-94 VIII-95 Scenedesmus quadricauda

176. ES-60 Почва, Ростов IX-94 VIII-95 Kirchneriella obesa

177. ES-79 Почва, Ростов IX-94 VIII-95 Scenedesmus quadricauda

178. ES-79-2 Почва, Ростов IX-94 VIII-95 Nostoc sp.

179. ES-803) Почва, Ростов IX-94 VIII-95 Tetracystis fissurata

180. ES-27 Вода, 5ТЭЦ, СПб VII-95 VIII-95 Chlorella sp.

181. ES-28 Вода, 5ТЭЦ, СПб VII-95 VIII-95 Chlorella sp.

182. ES-30 Вода, 5ТЭЦ, СПб VII-95 VIII-95 Chlorella sp.

183. ES-29 Вода, 5ТЭЦ, СПб VII-95 VIII-95 Klebsormidium flaccidum

184. ES-31 Вода, Печора VII-95 Х-95 Chlorella sp.

185. ES-33 Вода, Печора VII-95 Х-95 Chlorella sp.

186. ES-34 Вода, Печора VII-95 Х-95 Chlorella sp.

187. ES-3 7 Вода, Печора VII-95 Х-95 Chlorella sp.

188. ES-41 Вода, Уфа IX-95 V-96 Chlorella sp.

189. ES-42 Вода, Уфа IX-95 V-96 Chlorella sp.