Анализ нуклеотидных последовательностей геномов ВИЧ-1, выделенных в России тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат биологических наук Барышев, Павел Борисович

• Барышев, Павел Борисович
• кандидат биологических наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Барышев, Павел Борисович

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Структура генома ВИЧ

1.1.1. Некодирующая область ВИЧ

1.1.2. Структурные гены ВИЧ

1.1.3. Неструктурные гены ВИЧ

1.2. Вариабельность генома ВИЧ

1.2.1. Мутационная изменчивость.

1.2.2. Рекомбинационная изменчивость.

1.3. Классификация ВИЧ

1.4. Значение генетического разнообразия ВИЧ

1.5. Способы исследования полноразмерных геномов ВИЧ

1.5.1. Секвенирование полноразмерных геномов ВИЧ

1.5.2. Методы филогенетического анализа.

1.5.3. Методы рекомбинационного анализа.

1.6. Характеристика эпидемии ВИЧ-инфекции в России.

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Практическая часть.

2.1.1. Образцы крови.

2.1.2. Выделение РНК ВИЧ

2.1.3. Получение кДНК.

2.1.4. Амплификация фрагментов геномов ВИЧ

2.1.4.1. Подбор праймеров.

2.1.4.2. Схемы амплификации.

2.1.4.3. Условия ПЦР.

2.1.5. Методы электрофореза ДНК.

2.1.5.1. Аналитический электрофорез ДНК в агарозном геле

2.1.5.2. Препаративный электрофорез ДНК в легкоплавкой агарозе.

2.1.6. Очистка продуктов ПЦР.

2.1.7. Секвенирование геномов ВИЧ

2.2. Теоретический анализ.

2.2.1. Сбор данных для проведения компьютерного анализа.

2.2.2. Построение множественного выравнивания.

2.2.3. Первичный анализ нуклеотидных последовательностей.

2.2.4. Филогенетический анализ нуклеотидных последовательностей.

2.2.5. Рекомбинационный анализ нуклеотидных последовательностей.

2.2.6. Анализ адаптивной молекулярной эволюции.

2.2.7. Статистическая обработка полученных результатов.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ.

3.1. Получение нуклеотидных последовательностей полноразмерных геномов ВИЧ

3.2. Анализ нуклеотидных последовательностей геномов ВИЧ

3.2.1. Анализ нуклеотидного состава геномов ВИЧ

3.2.2. Вариабельность различных участков геномов ВИЧ

3.2.3. Филогенетический анализ полноразмерных геномов ВИЧ

3.2.3.1. Определение параметров филогенетического анализа

3.2.3.2. Анализ филогенетических деревьев.

3.2.3.3. Определение эволюционных дистанций.

3.2.4. Рекомбинационный анализ полноразмерных геномов ВИЧ

3.2.4.1. Определение точек рекомбинации программой jpHMM

3.2.4.2. Сравнение результатов работы программ Recco и jpHMM.

3.2.4.3. Исследование гипотезы о дополнительной рекомбинации между субтипом А и CRF02 AG ВИЧ

3.3. Анализ гена pol

4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

ВЫВОДЫ.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ И ОБОЗНАЧЕНИЙ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Анализ нуклеотидных последовательностей геномов ВИЧ-1, выделенных в России»

Россия и окружающие ее страны бывшего Советского Союза занимают одну из лидирующих позиций в мире по скорости распространения эпидемии. По данным Объединенной программы ООН по СПИДу на декабрь 2011 года доля ВИЧ-инфицированных в регионе Восточной Европы и Центральной Азии, к которому относят и Россию, составляет около 4%, причем доля ВИЧ-инфицированных, приходящихся на нашу страну, превышает 52% (Joint United Nations Programme on HIV/AIDS, 2012). Несмотря на это генетические исследования современных циркулирующих в стране вариантов ВИЧ-1 осуществляются недостаточно. Например, в международной базе данных (Los Alamos HIV Sequence database) на сентябрь 2012 года было представлено 622 последовательности полных геномов ВИЧ-1, выделенных от жителей Северной и 242 последовательности от лиц, проживающих в Южной и Центральной Америках, 438 последовательностей геномов ВИЧ-1 происходят из Центральной и Западной Европы. Российских расшифрованных полных геномов ВИЧ-1 было доступно лишь 11. Из них всего 7 геномов (3 генома субтипа А и 4 - субтипа В) принадлежат к эпидемически значимым для страны генетическим вариантам ВИЧ-1, которые были выделены от лиц, инфицированных в начале 2000-х.

По мере развития пандемии ВИЧ-инфекции наблюдаются не только количественные, но и качественные изменения, т. е. происходит усложнение вирусной популяции из-за возникновения новых вариантов вируса, зачастую обладающих неизвестными и малоизученными свойствами. Примером этого может служить эпидемическая ситуация в Новосибирской области (НСО). До недавнего времени основными генетическими вариантами, определяющими эпидемию ВИЧ-инфекции в НСО, были субтипы А и В ВИЧ-1 (Bobkov A. et al., 1998; Vinogradova A. et al., 2010; Fernandez-Garcia A. et al., 2012). При этом на субтип А приходилось большинство случаев инфицирования людей (более 95%), распространенность субтипа В колебалась в пределах 4-6%, как и в других регионах России. Однако с 2006 г. на территории НСО начинают регистрироваться лица, инфицированные рекомбинантной формой 02АС ВИЧ-1, а в 2010-2012 годах данный генетический вариант выявлялся более чем в 50% новых случаев ВИЧ-инфекции.

Известно, что существует территориальная специфика распространения генетических вариантов ВИЧ-1. Поэтому для разработки эффективных мер борьбы с распространением ВИЧ первым шагом должна быть молекулярно-генетическая характеризация основных циркулирующих в стране вирусных вариантов, обуславливающих эпидемию ВИЧ-инфекции. Чтобы ответить на вопрос, насколько велики отличия современных вариантов циркулирующих ВИЧ от исследованных ранее вирусов, какими могут быть последствия в отношении развития эпидемии ВИЧ-инфекции, создания новых противовирусных лекарственных препаратов, вакцин, диагностических тест систем, необходимо пополнять существующую базу новыми данными о структуре геномов циркулирующих в России вариантов ВИЧ-1.

Цель и задачи исследования

Целью данного исследования является расшифровка и молекулярно-генетический анализ нуклеотидных последовательностей полноразмерных геномов современных российских вариантов ВИЧ-1

Задачи исследования:

Подобрать праймеры и схемы амплификации фрагментов ВИЧ-1 для различных генетических вариантов вируса, оптимальные для расшифровки нуклеотидных последовательностей полноразмерных вирусных геномов.

Расшифровать нуклеотидные последовательности полноразмерных геномов для основных генетических вариантов ВИЧ-1, характерных для территории России.

Провести филогенетический анализ полученных нуклеотидных последовательностей ВИЧ-1.

Для рекомбинантных форм ВИЧ-1 определить точки рекомбинации и структуру вирусных геномов.

Провести анализ мутаций аминокислотных последовательностей вирусных белков, кодируемых геном pol, с целью предсказания возможных биологических особенностей вариантов ВИЧ-1.

Научная новизна работы

Расшифрованы и проанализированы полноразмерные геномы трёх новых вариантов ВИЧ-1 субтипа А, трёх вариантов субтипа В, а также трех геномов циркулирующей рекомбинантной формы (CRF - circulating recombinant form) CRF02AG ВИЧ-1, распространяющихся на территориях России и стран Средней Азии и проведено их сравнение с другими представителями данных субтипов, полученных ранее. Впервые в мире описан полный геном нового генетического варианта - CRF02AG/A ВИЧ-1, вызвавшего вспышку распространения эпидемии ВИЧ-инфекции в Новосибирской области в 2008-2012 гг. На основании филогенетического и рекомбинационного анализа показано, что CRF02AG/A ВИЧ-1 является новой рекомбинантной формой, появившейся в результате рекомбинации между российским субтипом А и классической CRF02AG ВИЧ-1. Получены и проанализированы 8 полноразмерных геномных последовательностей CRF02AG/A ВИЧ-1, выделенных от пациентов, проживающих в различных регионах России. Показано, что новый генетический вариант CRF02AG/A имеет стабильную структуру генома и, таким образом, является новой циркулирующей рекомбинантной формой CRF02AG/A ВИЧ-1.

Практическая значимость работы

В рамках работы расшифрованы нуклеотидные последовательности 17 полноразмерных геномов четырех различных генетических вариантов ВИЧ-1, имеющих широкое распространение на территории России. Эти нуклеотидные последовательности являются важным дополнением к существующей базе данных последовательностей полных геномов ВИЧ-1 и могут служить основой для разработки подходов к созданию вакцин и новых диагностических тест систем, специфичных для российских вариантов ВИЧ-1.

Положения, выносимые на защиту

1. Среди полученных 17 нуклеотидных последовательностей полноразмерных геномов ВИЧ-1 из разных городов России, Узбекистана, Таджикистана 3 принадлежат субтипу А, 3 - субтипу В и 11 вариантов к рекомбинантной форме CRF02AG.

2. Среди полученных 11 нуклеотидных последовательностей CRF02AG ВИЧ-1 8 принадлежат к новой, распространяющейся на территории России рекомбинантной форме, получившейся в результате рекомбинации между CRF02 AG и субтипом А ВИЧ-1.

3. Новая CRF02AG/A ВИЧ-1 характеризуется высокой степенью генетической гомогенности. Меньшая генетическая дистанция между геномами CRF02AG/A и субтипом А по сравнению с CRF02AG говорит о наличии дополнительных вставок, гомологичных субтипу А, в нуклеотидных последовательностях генома CRF02AG/A.

4. Сравнение коэффициента адаптивности, рассчитанного для CRP02AG/A с другими группами нуклеотидных последовательностей генетических вариантов ВИЧ-1, говорит о большей скорости эволюции новой CRF ВИЧ.

5. CRF02AG/A ВИЧ-1 содержит в аминокислотной последовательности гена pol субтип-специфические мутации, характерные для каждого из исходных субтипов вируса. Кроме того наблюдаются мутации, свойственные только CRF02 AG/A, не встречающиеся у CRF02AG и субтипа А ВИЧ-1.

Апробация и публикации

Материалы диссертации были представлены на конференциях: 9th International AIDS Conference, 2012; X съезда Всероссийского научно-практического общества эпидемиологов, микробиологов и паразитологов, 2012. По результатам работы опубликовано 6 статей: 6 индексированы в Scopus, из них 4 опубликованы в журналах из списка ВАК.

Объем и структура диссертации

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов работы, обсуждения полученных результатов, выводов и списка литературы. Работа изложена на 134 страницах текста, содержит 25 рисунков и 16 таблиц. Список литературы состоит из 216 ссылок.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Барышев, Павел Борисович

ВЫВОДЫ

1. Определены и проанализированы нуклеотидные последовательности 17 полных геномов ВИЧ-1, представляющих, согласно имеющимся эпидемическим данным по России и ранее проведенному филогенетическому анализу, наиболее распространенные генетические варианты ВИЧ, циркулирующие в России: 3 генома ВИЧ-1 субтипа А, 3 - субтипа В и 11 вариантов рекомбинантной формы CRF02AG. Расшифрованные нуклеотидные последовательности геномов ВИЧ-1 содержат гены, имеющие открытые рамки считывания без сдвигов и стоп кодонов в середине генов.

2. Впервые проведен молекулярно-генетический анализ нуклеотидной последовательности полного генома новой рекомбинантной формы CRF02AG/A ВИЧ-1. Показано, что данный вариант ВИЧ-1 образовался в результате повторной рекомбинации между CRF02AG и российским штаммом ВИЧ-1 субтипа А. Анализ 8 полноразмерных геномов CRF02AG/A ВИЧ-1, выделенных в разных регионах России, позволяет отнести этот генетический вариант к новой циркулирующей рекомбинантной форме - CRF02AG/A ВИЧ-1.

3. На основании анализа генетических дистанций внутри групп исследованных генетических вариантов ВИЧ-1 показано, что штаммы новой CRF02 AG/A ВИЧ-1 характеризуются высоким процентом гомогенности вирусной популяции, что говорит о недавнем времени ее возникновения. Оценка генетической дистанции между группами исследованных геномов ВИЧ-1 показала, что дистанция между CRF02AG и CRF02AG/A является минимальной (0,0699); величина дистанции между CRF02AG/A и субтипом А (0,1449) меньше в сравнении с дистанцией между группами CRF02AG и субтипом А ВИЧ-1 (0,1848), что подтверждает гипотезу происхождения новой рекомбинантной формы CRP02AG/A ВИЧ-1.

4. Анализ несинонимичных/синонимичных замен не показал наличия адаптивной эволюции для целого гена pol исследуемых вариантов ВИЧ-1. Выявлено увеличение коэффициента адаптивности для всех четырех групп геномов ВИЧ-1 в ряду субтип В - субтип А - CRF02AG - CRF02AG/A ВИЧ-1 в пределах от 0,147 до 0,350, что может говорить о повышении адаптивных свойств нового генетического варианта CRF02AG/A по сравнению с циркулирующими российскими вариантами ВИЧ-1.

5. Анализ позиций аминокислотного выравнивания программой SDPPred выявил наличие мутаций, определяющих функциональные особенности различных генетических вариантов в белках ВИЧ-1, кодируемых геном pol. Для CRF02AG/A ВИЧ-1 субтип-специфичными являются позиции 20, 64 и 67 в области гена pol, кодирующей протеазу, позиция 211 в области обратной транскриптазы и позиции 24 и 113 в области интегразы.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ И ОБОЗНАЧЕНИЙ

APOBEC3G ароlipoprotein В mRNA-editing enzyme-catalytic polypeptide-like-3G фермент, редактирующий мРНК аполипопротеина В)

CRF circulating recombinant form (циркулирующая рекомбинантная форма)

FSU former Soviet Union (страны бывшего СССР)

HIV human immunodeficiency virus (вирус иммунодефицита человека)

LTR long terminal repeat (длинный концевой повтор)

NRE negative regulatoiy element (элемент негативной регуляции)

PBS phosphate-buffered saline (натрий-фосфатный буфер)

SIV simian immunodeficiency virus (вирус иммунодефицита обезьян)

TAR trans-activating response element

UNAIDS Joint United Nations Programme on HIV/AIDS (объединенная программа Организации Объединенных Наций по ВИЧ/СПИД)

UNG урацил-ДНК-гликозидаза

ВИЧ вирус иммунодефицита человека

ДНК дезоксирибонуклеиновая кислота дНТФ дезоксинуклеозид трифосфат

МКПК мононуклеарные клетки периферической крови

МСМ мужчины, имеющие секс с мужчинами нт нуклеотиды п.н. пара нуклеотидов

ПИН потребители инъекционных наркотиков

ПЦР полимеразная цепная реакция

РНК рибонуклеиновая кислота

СПИД синдром приобретенного иммунодефицита тРНК транспортная РНК

УФ ультрафиолет

ЭДТА этилендиаминотетраацетат

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Барышев, Павел Борисович, 2013 год

1. Murphy F.A., Fauquet C.M., Bishop D.H.L., Ghabrial S.A., Jarvis A.W., Martelli G.P., Mayo M.A., Summers M.D. 1995. Virus taxonomy: Sixth Report of the International Committee on the Taxonomy of Viruses. Springer-Verlag, Wien.

2. Coffin J.M. 1996. Retroviridae: the viruses and their replication. In B. N.Fields, D. M. Knipe, P. M. Howley, et al. (ed.), Fundamental virology, 3rd ed. Raven Press, New York, N.Y.

3. Luciw P. A., Leung N.J. 1992. Mechanisms of retrovirus replication In The retroviridae (ed. J.A. Levy), pp. 159-298. Plenum Press, New York.

4. Gaynor R. Cellular transcription factors involved in the regulation of HIV-1 gene expression // AIDS. 1992. Vol. 6(4). P. 347-363.

5. Jones K.A., Peterlin B.M. Control of RNA initiation and elongation at the HIV-1 promoter // Ann. Rev. Biochem. 1994. 63. P. 717-743.

6. Pereira L.A., Bentley K., Peeters A., Churchill M.J., Deacon N.J. A compilation of cellular transcription factor interactions with the HIV-1 LTR promoter // Nucleic Acids Res. 2000. 28. P. 663-668.

7. Jones K.A., Kadonaga J.Т., Luciw P.A., Tjian R. Activation of the AIDS retrovirus promoter by the cellular transcription factor, Spl // Science. 1986. 232. P. 755-759.

8. Nabel G., Baltimore D. An inducible transcription factor activates expression of human immunodeficiency virus in T cells // Nature. 1987. 326. P. 711-713.

9. Rosen C.A., Sodroski J.G., Haseltine W.A. The location of cis-acting regulatory sequences in the human T cell lymphotropic virus type III (HTLV-III/LAV) long terminal repeat // Cell. 1985. 41. P. 813-823.

10. HIV Sequence Compendium 2012. Carla Kuiken, Brian Foley, Thomas Leitner, Cristian Apetrei, Beatrice Hahn, Ilene Mizrachi, James Mullins, Andrew

11. Rambaut, Steven Wolinsky, and Bette Korber editors. 2012. Publisher: Los Alamos National Laboratory, Theoretical Biology and Biophysics, Los Alamos, New Mexico. LA-UR-12-24653.

12. Bryant M., Ratner L. Myristoylation-dependent replication and assembly of human immunodeficiency virus 1 // Proc. Nat. Acad. Sc. 1990. 87. P. 523-527.

13. Gottlinger H.G. HIV-1 Gag: a Molecular Machine Driving Viral Particle Assembly and Release / H,G, Gottlinger // HIV Sequence Compendium 2001, Theoretical Biology and Biophysics Group, Los Alamos National Laboratory, Los Alamos, NM. 2001. P. 2-28.

14. Buckland A.G., Wilton D.C. Anionic phospholipids, interfacial binding and the regulation of cell functions // Biochim Biophys Acta. 2000. 1483. P. 199-216.

15. Miller M.D., Farnet C.M., Bushman F.D. Human immunodeficiency virus type 1 preintegration complexes: studies of organization and composition // J. Virol.1997. 71. P. 5382-5390.

16. Franke E.K., Yuan H.E., Luban J. Specific incorporation of cyclophilin A into HIV-1 virions // Nature. 1994. 372. P. 359-362.

17. Berkowitz R., Fisher J., Goff S.P. RNA packaging. // Current topics in microbiology and immunology: RNA packaging / Krausslich, H.G. (ed.). Springer Verlag, Berlin, Germany. 1996. Vol. 214. P. 177-218.

18. Rein A., Henderson L.E., Levin J.G. Nucleic-acid-chaperone activity of retroviral nucleocapsid proteins: significance for viral replication // Trends Biochem. Sei.1998. 23. P. 297-301.

19. Kondo E., Gottlinger H.G. A conserved LXXLF sequence is the major determinant in p6 gag required for the incorporation of human immunodeficiency virus type 1 Vpr //J. Virol. 1996. 70. P. 159-164.

20. Demirov D.G., Orenstein J.M., Freed E.O. The late domain of human immunodeficiency virus type 1 p6 promotes virus release in a cell type-dependent manner//J. Virol. 2002. 76. P. 105-117.

21. Cassan M., Delaunay N., Vaquero C. Translational frameshifting at the gag-pol junction of human immunodeficiency virus type 1 is not increased in infected T-lymphoid cells // J. Virol. 1994. 68. P. 1501-1508.

22. Hill M., Tachedjian G., Mak J. The packaging and maturation of the HIV-1 Pol proteins // Current HIV Research. 2005. 3. P. 73-85.

23. Panel on Antiretroviral Guidelines for Adults and Adolescents. Guidelines for the use of antiretroviral agents in HIV-1-infected adults and adolescents. US Department of Health and Human Services. 2012. P. 1-239.

24. Sarafianos S.G., Marchand B., Das K., Himmel D.M., Parniak M.A., Hughes S.H., Arnold E. Structure and function of HIV-1 reverse transcriptase: molecular mechanisms of polymerization and inhibition // J. Mol. Biol. 2009. 385(3). 693713.

25. Thompson M.A., Aberg J.A., Cahn P., Antiretroviral treatment of adult HIV infection: 2010 recommendations of the International AIDS Society-USA panel. JAMA. 2010. 304 (3). 321-333

26. Gallay P., Hope T, Chin D., Trono D. HIV-1 infection of nondividing cells through the recognition of integrase by the importin/karyopherin pathway // Proc. Natl. Acad. Sei. 1997. 94. P. 9825-9830.

27. Freed E.O., Martin M.A. The role of human immunodeficiency virus type 1 envelope glycoproteins in virus infection // J. Biol. Chem. 1995. 270. P. 23883-6.

28. Earl P.L., Doms R.W., Moss B. Oligomeric structure of the human immunodeficiency virus type 1 envelope glycoprotein // Proc. Natl. Acad. Sei. 1990. 87. P. 648-652.

29. McCune J.M., Rabin L.B., Feinberg M.B., Lieberman M., Kosek J.C., Reyes G.R., Weissman I.L. Endoproteolytic cleavage of gpl60 is required for the activation of human immunodeficiency virus // Cell. 1988. 53. P. 55-67.

30. Olshevsky U., Heiseth E., Furman C., Li J., Haseltine W., Sodroski J. Identification of individual human immunodeficiency virus type 1 gpl20 amino acids important for CD4 receptor binding // J. Virol. 1990. 64. P. 5701-5707.

31. Cann A.J., Churcher M.J., Boyd M., O'Brien W., Zhao J.Q., Zack J., Chen I.S. The region of the envelope gene of human immunodeficiency virus type 1 responsible for determination of cell tropism // J. Virol. 1992. 66. P. 305-309.

32. Berger E.A., Doms R.W., Fenyö E.M., Korber B.T., Littman D.R., Moore J.P., Sattentau Q.J., Schuitemaker H., Sodroski J., Weiss R.A. A new classification for HIV-1 //Nature. 1998. 391(6664): 240.

33. Rizzuto C.D., Wyatt R., Hernández-Ramos N., Sun Y., Kwong P.D., Hendrickson W.A., Sodroski J. A conserved HIV gpl20 glycoprotein structure involved in chemokine receptor binding // Science. 1998. 280. P. 1949-1953.

34. Freed E.O., Delwart E.L., Buchschacher G.L., Panganiban A.T. A mutation in the human immunodeficiency virus type 1 transmembrane glycoprotein gp41 dominantly interferes with fusion and infectivity // Proc. Natl. Acad. Sci. 1992. 89. P. 70-74.

35. Chan D.C., Fass D., Berger J.M., Kim P.S. Core structure of gp41 from the HIV envelope glycoprotein// Cell. 1997. 89. P. 263-273.

36. Guo X., Kameoka M., Wei X. Suppression of an intrinsic strand transfer activity of HTV-1 Tat protein by its second- exon sequences // Virology. 2003. 307. P. 154-163.

37. Karn J. Tat, a novel regulator of HIV transcription and latency // HIV Sequence Compendium 2000. Theoretical Biology and Biophysics Group, Los Alamos National Laboratory, Los Alamos, NM. 2000. P. 2-18.

38. Kim T.A., Avraham H.K., Koh Y.H. et al. HIV-1 Tat-mediated apoptosis in human brain microvascular endothelial cells // J. Immunol. 2003. 170. P. 26292637.

39. Jain C., Belasco J.G. Structural model for the cooperative assembly of HIV-1 Rev multimers on the RRE as deduced from analysis of assembly-defective mutants // Mol. Cell. 2001. 7. P.603-614.

40. Neville M., Stutz F., Lee L. et al. The importin-beta family member Crmlp bridges the interaction between Rev and the nuclear pore complex during nuclear export // Curr. Biol. 1997. 7. P. 767-775.

41. Niederman T.M., Hastings W.R., Ratner L. Myristoylation-enhanced binding of the HTV-1 Nef protein to T cell skeletal matrix // Virology. 1993. 197. P. 420425.

42. Hua J., Cullen B.R., Human immunodeficiency virus types 1 and 2 and simian immunodeficiency virus Nef use distinct but overlapping target sites for downregulation of cell surface CD4 // J. Virol. 1997. W. U. P.6742-6748.

43. Miller M.D., Warmerdam M.T., Gaston I. et al. The human immunodeficiency virus-1 nef gene product: a positive factor for viral infection and replication in primary lymphocytes and macrophages // J. Exp. Med. 1994. 179. P. 101-113.

44. Lenassi M., Cagney G., Liao M., Vaupotic T., Bartholomeeusen K., Cheng Y., Krogan N.J., Plemenitas A., Peterlin B.M. HIV Nef is secreted in exosomes and triggers apoptosis in bystander CD4+ T cells // Traffic. 2010. 11(1). 110-122.

45. Gratton S., Cheynier R., Dumaurier M.J. et al. Highly restricted spread of HIV-1 and multiply infected cells within splenic germinal centers // Proc. Natl. Acad. Sci. 2000. 97. P. 14566-14571.

46. Strebel K., Daugherty D., Clouse K. et al. The HIV 'A' (sor) gene product is essential for virus infectivity // Nature. 1987. 328. P. 728-730.

47. Huvent I., Hong S.S., Fournier C. et al. Interaction and co-encapsidation of human immunodeficiency virus type 1 Gag and Vif recombinant proteins // J. Gen. Virol. 1998. 79. P. 1069-1081.

48. Khan M.A., Aberham C., Kao S. et al. Human immunodeficiency virus type 1 Vif protein is packaged into the nucleoprotein complex through an interaction with viral genomic RNA // J. Virol. 2001. 75. P. 7252-7265.

49. Kotler M., Simm M., Zhao Y.S. et al. Human immunodeficiency virus type 1 (HIV-1) protein Vif inhibits the activity of HIV-1 protease in bacteria and in vitro //J. Virol. 1997. 71. P. 5774-5781.

50. Zhang J., Tang L.Y., Li T. et al. Most retroviral recombinations occur during minus-strand DNA synthesis // J. Virol. 2000. 74. P. 2313-2322.

51. Yu X., Yu Y., Liu B. et al. Induction of APOBEC3G ubiquitination and degradation by an HIV-1 Vif-Cul5-SCF complex // Science. 2003. 302. P. 10561060.

52. Sato A., Yoshimoto J., Isaka Y. et al. Evidence for direct association of Vpr and matrix protein pl7 within the HTV-1 virion // Virology. 1996. 220. P. 208-212.

53. Chen R., Wang H., Mansky L.M. Roles of uracil-DNA glycosylase and dUTPase in virus replication // J. Gen. Virol. 2002. 83. P. 2339-2345.

54. Heinzinger N.K., Bukinsky M.I., Haggerty S.A. et al. The Vpr protein of human immunodeficiency virus type 1 influences nuclear localization of viral nucleic acids in nondividing host cells//Proc. Natl. Acad. Sei. 1994. 91. P. 7311-7315.

55. He J., Choe S., Walker R. et al. Human immunodeficiency virus type 1 viral protein R (Vpr) arrests cells in the G2 phase of the cell cycle by inhibiting p34cdc2 activity // J. Virol. 1995. 69. P. 6705-6711.

56. Fujita K., Omura S., Silver J. Rapid degradation of CD4 in cells expressing human immunodeficiency virus type 1 Env and Vpu is blocked by proteasome inhibitors // J. Gen. Virol. 1997. 78. P. 619-625.

57. Lamb R.A., Pinto L.H. Do Vpu and Vpr of human immunodeficiency virus type 1 and NB of influenza B virus have ion channel activities in the viral life cycles? // Virology. 1997. 229. P. 1-11.

58. Peletskaya E.N., Kogon A.A., Tuske S., Arnold E., Hughes S.H. Nonnucleoside inhibitor binding affects the interactions of the fingers subdomain of human immunodeficiency virus type 1 reverse transcriptase with DNA // J. Virol. 2004. 78. P. 3387-3397.

59. Butler I.F., Pandrea I., Marx P.A., Apetrei C. HIV genetic diversity: biological and public health consequences // Curr. HIV Res. 2007. 5. P. 23-45.

60. Shankarappa R., Margolick J.B., Gange S.J., Rodrigo A.G., Upchurch D., Farzadegan H. Consistent viral evolutionary changes associated with the progression of human immunodeficiency virus type 1 infection // J. Virol. 1999. 73. P. 10489-10502.

61. Li W.H., Tanimura M., Sharp P.M. Rates and dates of divergence between AIDS virus nucleotide sequences //Mol. Biol. Evol. 1988. 5. P. 313-330.

62. Hahn B.H., Shaw G.M., Taylor M.E. et al. Genetic variation in HTLV-III/LAV over time in patients with AIDS or at risk for AIDS // Science. 1986. 232. P. 1548-1553.

63. Coffin J.M. HIV population dynamics in vivo: implications for genetic variation, pathogenesis, and therapy // Science. 1995. 267. P. 483-489.

64. Campbell T.B., Schneider K., Wrin T., Petropoulos C.J., Connick E. Relationship between in vitro human immunodeficiency virus type 1 replication rate and virus load in plasma // J. Virol. 2003. 77. P. 12105-12112.

65. Kantor R., Shafer R.W., Follansbee S., Taylor J., Shilane D., HurleyL. Evolution of resistance to drugs in HIV-1 -infected patients failing antiretroviral therapy // AIDS. 2004. 18. P. 1503-1511.

66. Nowak M.A., Anderson R.M., McLean A.R., Wolfs T.F., Goudsmit J., May R.M. Antigenic diversity thresholds and the development of AIDS // Science. 1991. 254. P. 963-969.

67. Fitzgibbon J.E., Mazar S., Dubin D.T. A new type of G->A hypermutation affecting human immunodeficiency virus // AIDS Res. Hum. Retroviruse. 1993. 9. P. 833-838.

68. Kim T., Mudry R.A., Rexrode C.A., Pathak V.K. Retroviral mutation rates and A-to-G hypermutations during different stages of retroviral replication // J. Virol. 1996. 70. P. 7594-7602.

69. Martinez M.A., Sala M., Vartanian J.P., Wain-Hobson S. Reverse transcriptase and substrate dependence of the RNA hypermutagenesis reaction // Nucleic Acids Res. 1995. 14. P. 2573-2578.

70. Mansky L.M., Temin H. M. Lower in vivo mutation rate of human immunodeficiency virus type 1 than that predicted from the fidelity of purified reverse transcriptase // J. Virol. 1995. 69. P. 5087-5094.

71. Ricchetti M., Buc H. Reverse transcriptases and genomic variability: the accuracy of DNA replication is enzyme specific and sequence dependent // EMBO J. 1990. 9. P. 1583-1593.

72. Gao F., Chen Y., Levy D.N. et al. Unselected mutations in the human immunodeficiency virus type 1 genome are mostly nonsynonymous and often deleterious // J. Virol. 2004. 78. P. 2426-2433.

73. Jern P., Russell R.A., Pathak V.K., Coffm J.M. Likely role of APOBEC3G-mediated G-to-A mutations in HIV-1 evolution and drug resistance // PLoS Pathog. 2009. 5(4):el000367.

74. Mehle A., Strack B., Ancuta P. et al. Vif overcomes the innate antiviral activity of AP0BEC3G by promoting its degradation in the ubiquitin-proteasome pathway // J. Biol. Chem. 2004. 279. P. 7792-1798.

75. Malim M.H., Emerman M. HIV-1 sequence variation: drift, shift, and attenuation //Cell. 2001. 104. P. 46SM72.

76. Gilboa E., Mitra S.W., Goff S., Baltimore D. A detailed model of reverse transcription and tests of crucial aspects // Cell. 1979. 18. P. 93-100.

77. Telesnitsky A., Goff S.P. Strong-stop strand transfer during reverse transcription // Reverse transcriptase / Skalka A.M. and Goff S.P. ed.. Cold Spring Harbor Laboratory, 1993. P. 49-83.

78. An W., Telesnitsky A. HIV-1 genetic recombination: experimental approaches and observations // AIDS Rev. 2002. 4. P. 195-212.

79. Hu W.S., Temin H.M. Genetic consequences of packaging two RNA genomes in one retroviral particle: pseudodiploidy and high rate of genetic recombination // Proc. Natl. Acad. Sci. 1990. 87. P. 1556-1560.

80. Jetzt A.E., Yu H., Klarmann G.J. et al. High rate of recombination throughout the human immunodeficiency virus type 1 genome // J. Virol. 2000. 74. P. 1234— 1240.

81. Zhuang J., Jetzt A.E., Sun G. et al. Human immunodeficiency virus type 1 recombination: rate, fidelity, and putative hot spots // J. Virol. 2002. 76. P. 11273-11282.

82. Negroni M., Buc H. Mechanisms of retroviral recombination // Annu. Rev. Genet. 2001. 35. P. 275-302.

83. Katz R.A., Skalka A.M. Generation of diversity in retroviruses // Annu. Rev. Genet. 1990. 24. P. 409-445.

84. Buiser R.G., DeStefano J.J., Mallaber L.M., Fay P.J., Bambara R.A. Requirements for the catalysis of strand transfer synthesis by retroviral DNA polymerases//J. Biol. Chem. 1991. 266. P. 13103-13109.

85. Anderson J.A., Teufel R.J., Yin P.D. et al. Correlated template-switching events during minus-strand DNA synthesis: a mechanism for high negative interference during retroviral // J. Virol. 1998. 72. P. 186-194.

86. Hwang S.S., Boyle T.J., Lyerly H.K. et al. Identification of the envelope V3 loop as the primary determinant of cell tropism in HIV-1 // Science. 1991. 253. P. 7174.

87. Peliska J.A., Benkovic S.J. Mechanism of DNA strand transfer reactions catalyzed by HIV-1 reverse transcriptase // Science. 1992. 258. P. 1112-1118.

88. Roda R.H., Balakrishnan M., Kim J.K., Roques B.P., Fay P.J., Bambara R.A. Strand transfer occurs in retroviruses by a pause-initiated two-step mechanism // J. Biol. Chem. 2002. 277. P. 46900-46911.

89. Levy D.N., Aldrovandi G.M., Kutsch O., Shaw G.M. Dynamics of HIV-1 recombination in its natural target cells // Proc. Natl. Acad. Sci. 2004. 101. P. 4204-4209.

90. Dykes C., Balakrishnan M., Planelles V., Zhu Y., Bambara R.A., Demeter L.M. 2004. Identification of a preferred region for recombination and mutation in HIV-1 gag // Virology. 2004. 326. P. 262-279.

91. Fan J., Negroni M., Robertson D.L. The distribution of HIV-1 recombination breakpoints // Infect. Genet. Evol. 2007. 7. P. 717-723.

92. Quinones-Mateu M. E., Gao Y., Ball S.C., Marozsan A.J., Abraha A., Arts E.J. In vitro intersubtype recombinants of human immunodeficiency virus type 1: comparison to recent and circulating in vivo recombinant forms // J. Virol. 2002. 76. P. 9600-9613.

93. Archer J., Pinney J.W., Fan J., Simon-Loriere E., Arts E.J., Negroni M., Robertson D.L. Identifying the important HIV-1 recombination breakpoints // PLoS Comput. Biol. 2008. 4:el000178.

94. Julias J.G., Hash D., Pathak V.K. E-vectors: development of novel self-inactivating and self-activating retroviral vectors for safer gene therapy // J. Virol. 1995. 69. P. 6839-6846.

95. An W., Telesnitsky A. Effects of varying sequence similarity on the frequency of repeat deletion during reverse transcription of a human immunodeficiency virus type 1 vector // J. Virol. 2002. 76. P. 7897-7902.

96. Zhang J., Temin H.M. Rate and mechanism of nonhomologous recombination during a single cycle of retroviral replication // Science. 1993. 259. P. 234-238.

97. Lobato R.L., Kim E.Y., Kagan R.M., Merigan T.C. Genotypic and phenotypic analysis of a novel 15-base insertion occurring between codons 69 and 70 of HIV type 1 reverse transcriptase // AIDS Res. Hum. Retrovir. 2002. 18. P. 733-736.

98. Myers G., Josephs S.F., Rabson A.B., Smith T.F., Wong-Staal F. Human retroviruses and AIDS: a compilation and analysis of nucleic acid and amino acid sequences // Los Alamos National Laboratory, Los Alamos, New Mexico, 1988.

99. Myers G., Maclnnes K., Korber B. The emergence of simian/human immunodeficiency viruses // AIDS Res. Hum. Retrovir. 1992. 8. P. 373-386.

100. Kostrikis L.G., Bagdades E., Cao Y., Zhang L., Dimitriou D., Ho D.D. Genetic analysis of human immunodeficiency virus type 1 strains from patients in Cyprus: identification of a new subtype designated subtype I // J. Virol. 1995. 69. P. 6122-6130.

101. Gurtler L.G., Hauser P.H., Eberle J., von Brunn A., Knapp S., Zekeng L., Tsague J.M., Kaptue L. A new subtype of human immunodeficiency virus type 1 (MVP-5180) from Cameroon//J. Virol. 1994. 68. P. 1581-1585.

102. Plantier J.C., Leoz M., Dickerson J.E., De Oliveira F., Cordonnier F., Lemee V., Damond F., Robertson D.L., Simon F. A new human immunodeficiency virus derived from gorillas // Nat. Med. 2009. 15(8). P. 871-872.

103. Robertson D.L., Gao F. Recombination of HIV Genomes // Human Immunodeficiency Viruses / SaksenaN. ed., Medical Systems SpA, Rome, 1998.

104. Carr J.K., Salminen M.O., Albert J., Sanders-Buell E., Gotte D., Birx D.L., McCutchan F.E. Full genome sequences of human immunodeficiency virus type 1 subtypes G and A/G intersubtype recombinants // Virology. 1998. 247. P. 2231.

105. Nasioulas G., Paraskevis D., Magiorkinis E., Theodoridou M., Hatzakis A. Molecular analysis of the full-length genome of HIV type 1 subtype I: evidence of A/G/I recombination // AIDS Res. Hum. Retrovir. 1999. 15. P. 745-758.

106. Robertson D.L., Anderson, J.A. Bradac et al. HIV-1 nomenclature proposal // Science. 2000. 288. P. 55-56.

107. Triques K., Bourgeois A., Saragosti S., Vidal N., Mpoudi-Ngole E., Nzilambi N., Apetrei C., Ekwalanga M., Delaporte E., Peeters M. High diversity of HIV-1 subtype F strains in Central Africa // Virology. 1999. 259. P. 99-109.

108. Gao F., Vidal N., Li Y. et al. Evidence of two distinct subsubtypes within the HTV-1 subtype A radiation // AmS Res. Hum. Retroviruses. 2001. 17. P. 675-88.

109. HIV-1 Circulating Recombinant Forms. HIV Sequence Database / Theoretical Biology and Biophysics Group, Los Alamos National Laboratory, Los Alamos, NM. http://www.hiv.lanl.gov/content/hiv-db/CRFs/CRFs.html

110. Gao F., Bailes E., Robertson D.L. et al. Origin of HIV-1 in the chimpanzee Pan troglodytes troglodytes // Nature. 1999. 397. P. 436-441.

111. Letvin N.L. Progress in the development of an HIV-1 vaccine // Science. 1998. 280. P. 1875-1880.

112. Koch W.H., Sullivan P.S., Roberts C. et al. Evaluation of United Stateslicensed human immunodeficiency virus immunoassays for detection of group M viral variants// J. Clin. Microbiol. 2001. 39. P. 1017-1020.

113. Parekh B., Phillips S., Granade T.C. et al. Impact of HIV type 1 subtype variation on viral RNA quantitation // AIDS Res. Hum. Retrovir. 1999. 15. P. 133-142.

114. Peeters M., Aghokeng A.F., Delaporte E. Genetic diversity among human immunodeficiency virus-1 non-B subtypes in viral load and drug resistance assays//Clin. Microbiol. Infect. 2010. 16(10). P. 1525-1531.

115. Saiki R.K., Scharf S., Faloona F. et al. Enzymatic amplification of beta-globin genomic sequences and restriction site analysis for diagnosis of sickle cell anemia // Science. 1985. 230. P. 1350-1354.

116. Albert J., Fenyo E.M. Simple, sensitive, and specific detection of human immunodeficiency virus type 1 in clinical specimens by polymerase chain reaction with nested primers // J. Clin. Microbiol. 1990. 28. P. 1560-1564.

117. McCutchan F.E., Ungar B.L., Hegerich P. et al. Genetic analysis of HIV-1 isolates from Zambia and an expanded phylogenetic tree for HIV-1 // J. Acquir. Immune. Defic. Syndr. 1992. 5. P. 441-449.

118. Sanger F., Nicklen S., Goulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1977. 74. P. 5463-5467.

119. Simmonds P., Balfe P., Ludlam C.A. et al. Analysis of sequence diversity in hypervariable regions of the external glycoprotein of human immunodeficiency virus type 1 //J. Virol. 1990. 64. P. 5840-5850.

120. Saitou N., Nei M. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees // Mol. Biol. Evol. 1987. 4. P. 406-425.

121. Studier J.A., Keppler K.J. A note jn the neighbor-joining algorithm of Saitou and Nei//Mol. Biol. Evol. 1988. 5. P. 729-731.

122. Gascuel O. A note on Sattath and Tversky's, Saitou and Nei's and Studier and Keppler's algorithms for inferring phylogenies from evolutionary distances // Mol. Biol. Evol. 1994. 11. P. 961-963.

123. Eck R.V., Dayhoff M.O. Atlas of Protein Sequence and Structure // Washington, USA: National Biomedical Research Foundation, 1966.

124. Fitch W.M. On the problem of discovering the most parsimonious tree // Am. Nat. 1977. 111. P. 223-257.

125. Felsenstein J. Maximum-likelihood estimation of evolutionary trees from continuous characters // Am. J. Hum. Genet. 1973. 25. P. 471-492.

126. Felsenstein J. Evolutionary trees from DNA sequences: a maximum likelihood approach//J. Mol. Evol. 1981. 17. P. 368-376.

127. Felsenstein J. Phylogenies from molecular sequences: inference and reliability // Annu. Rev. Genet. 1988. 22. P. 521-565.

128. Kishino H., Hasegawa M. Evaluation of the maximum likelihood estimate of the evolutionary tree topologies from DNA sequence data, and the branching order in Hominoidea // J. Mol. Evol. 1989. 29. P. 170-179.

129. Shimodaira H., Hasegawa M. Multiple comparisons of loglikelihoods with applications to phylogenetic inference // Mol. Biol. Evol. 1999. 16. P. 1114-1116.

130. Goldman N., Anderson J.P., Rodrigo A.G. Likelihood-based tests of topologies in phylogenetics // Syst. Biol. 2000. 49. P. 652-670.

131. Strimmer K., Rambaut A. Inferring confidence sets of possibly misspecified gene trees // Proc. R. Soc. Lond. B. 2002. 269. P. 137-142.

132. Rzhetsky A., Nei M. A simple method for estimating and testing minimumevolution trees // Mol. Biol. Evol. 1992. 9. P. 945-967.

133. Zharkikh A., Li W.H. Estimation of confidence in phylogeny: the complete-and-partial bootstrap technique // Mol. Phylogenet. Evol. 1995. 4. P. 44-63.

134. Koonin EV. Horizontal gene transfer: the path to maturity // Mol. Microbiol. 2003. 50(3). P. 725-727.

135. Deininger P.L., Moran J.V., Batzer M.A., Kazazian H.H. Jr. Mobile elements and mammalian genome evolution // Current Opinion in Genetics & Development. 2003. 13. P. 651-658

136. Posada D., Crandall K.A. Evaluation of methods for detecting recombination from DNA sequences: Computer simulations // PNAS. 2001. 98(24). P. 1375713762.

137. Weiller G.F. 1998. Phylogenetic profiles: a graphical method for detecting genetic recombinations in homologous sequences // Mol. Biol. Evol. 15. P. 326335.

138. Martin D.P., Lemey P., Lott M., Moulton V., Posada D., Lefeuvre P. RDP3: a flexible and fast computer program for analyzing recombination // Bioinformatics. 2010. 26. P. 2462-2463.

139. Grassly N.C. Holmes E.C. A likelihood method for the detection of selection and recombination using nucleotide sequences // Mol. Biol, and Evol. 1997. 14. P. 239-247.

140. Hein J. A heuristic method to reconstruct the history of sequences subject to recombination // J. of Mol. Evol. 1993. 36. P. 396-406.

141. Jakobsen I.В., Easteal S. A program for calculating and displaying compatibility matrices as an aid in determining reticulate evolution in molecular sequences // Comp. Appl. in the biosci. 1996. 12. P. 291-295.

142. Sawyer S. Statistical Tests for Detecting Gene Conversion // Mol. Biol, and Evol. 1989. 6. P. 526-538.

143. Smith J.M. Analyzing the mosaic structure of genes // J. Mol. Evol. 1992. 34. P. 126-129.

144. Бобков А.Ф., Казеннова E.B., Селимова JIM. и др. Субтипы ВИЧ-1 в России в 1987-1998 гг. // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунологии. 1999. N1. С. 43-45.

145. Козлов А.П., Емельянов A.B., Веревочкин С.В., Карамов Э.В. Закономерности ранней фазы эпидемии ВИЧ/СПИД // Русский журнал ВИЧ/СПИД и родственные проблемы. 1997. T.I. N.1. С. 5-28.

146. Lukashov V.V., Karamov E.V., Eremin V.F., Titov L.P., Goudsmit J. Extreme founder effect in an HIV type 1 subtype A epidemic among drug users in Svetlogorsk, Belarus // AIDS Res. Hum. Retrovir. 1998. 14. P. 1299-1303.

147. Novitsky V.A., Montano M.A., Essex M. Molecular epidemiology of an HIV-1 subtype A subcluster among injection drug users in the Southern Ukraine // AIDS Res. Hum. Retrovir. 1998. 14(12). P. 1079-1085.

148. Onafuwa-Nuga A., Telesnitsky A. The Remarkable Frequency of Human Immunodeficiency Virus Type 1 Genetic Recombination // Microb. and Mol. Biol. 2009. 73(3). P. 451-480.

149. Schmidt H.A., Strimmer K., Vingron M., von Haeseler A. TREE-PUZZLE: maximum likelihood phylogenetic analysis using quartets and parallel computing //Bioinformatics. 2002. 18. P. 502-504.

150. Nadai Y., Eyzaguirre L.M., Constantine N.T., Sill A.M., Cleghorn F. et al. Protocol for Nearly Full-Length Sequencing of HIV-1 RNA from Plasma // PLoS ONE. 2008. 3(l):el420.

151. Edgar R.C. MUSCLE: multiple sequence alignment with high accuracy and high throughput // Nucleic Acids Res. 2004. 32. P. 1792-1797.

152. Notredame C., Higgins D.G., Heringa J. T-Coffee: A novel method for fast and accurate multiple sequence alignment // J. Mol. Biol. 2000. 302(1). P. 205-217.

153. Hall T. BioEdit: a user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT // Nucl. Acids Symp. 1999. 41. P. 95-98.

154. Tamura K., Peterson D., Peterson N., Stecher G., Nei M., and Kumar S. MEGA5: Molecular Evolutionary Genetics Analysis using Maximum Likelihood, Evolutionary Distance, and Maximum Parsimony Methods // Mol. Biol, and Evol. 2011. 28. P. 2731-2739.

155. Jukes Т.Н., Cantor C.R. Evolution of protein molecules // Mammalian Protein Metabolism. 1969. P. 21-132.

156. Kimura. M. A simple method for estimating evolutionary rate of base substitutions through comparative studies of nucleotide sequences // J. Mol. Evol. 1980. 16. P. 111-120.

157. Hasegawa M., Kishino H., Yano T.-A. Dating of the human-ape splitting by a molecular clock of mitochondrial DNA // J. Mol. Evol. 1985. 21. P. 160-174.

158. Tamura K., Nei M. Estimation of the number of nucleotide substitutions in the control region of mitochondrial DNA in humans and chimpanzees // Mol. Biol. Evol. 1993. 10(3). P. 512-526

159. Rodriguez F., Oliver J.L., Marin A., Medina J.R. The general stochastic model of nucleotide substitution // J. Theor. Biol. 1990. 142(4). P. 485-501.

160. Akaike H. A new look at the statistical model identification // IEEE Trans. Autom. Control. 1974. 19. P. 716-723.

161. Guindon S., Dufayard J.F., Lefort V., Anisimova M., Hordijk W., Gascuel O. New Algorithms and Methods to Estimate Maximum-Likelihood Phylogenies: Assessing the Performance of PhyML 3.0 // Systematic Biology. 2010. 59(3). P. 307-321.

162. Posada D., Crandall K.A. ModelTest: Testing the model of DNA substitution // Bioinformatics. 1998. 14(9). P. 817-818.

163. Schultz A.-K., Zhang M., Bulla I., Leitner T., Korber B., Morgenstern B., Stanke M. jpHMM: Improving the reliability of recombination prediction in HIV-1 // Nucleic Acids Research. 2009. 37(suppl 2). P. W647-W651.

164. Schultz A.-K., Zhang M., Leitner T., Kuiken C., Korber B., Morgenstern B., Stanke M. A jumping profile Hidden Markov Model and applications to recombination sites in HIV and HCV genomes // BMC Bioinformatics. 2006. 7(1). P. 265.

165. Maydt J., Lengauer T. Recco: recombination analysis using cost optimization // Bionformatics. 2006. 22(9). P. 1064-1071.

166. Lole K.S., Bollinger R.C., Paranjape R.S., Gadkari D., Kulkarni S.S., Novak N.G., Ingersoll R., Sheppard H.W., Ray S.C. Full-Length Human Immunodeficiency Virus Type 1 Genomes from Subtype C-Infected

167. Seroconverters in India, with Evidence of Intersubtype Recombination // J. Virol. 1999. 73(1). P. 152-160.

168. Zhang Z., Li J., Zhao X.Q., Wang J., Wong G.K., Yu J. KaKs Calculator: Calculating Ka and Ks through model selection and model averaging // Genomics Proteomics Bioinformatics. 2006. 4. P. 259-263.

169. Pond S.L., Frost S.D., Muse S.V. HyPhy: hypothesis testing using phylogenies // Bioinformatics. 2004. 21(5). P. 676-679.

170. Kosakovsky Pond S.L., Frost S.D. Not so different after all: a comparison of methods for detecting amino-acid sites under selection // Mol. Biol. Evol. 2005. 22(5). P. 1208-1222.

171. Pond S.L., Muse S.V. Site-to-site variation of synonymous substitution rates // Mol. Biol. Evol. 2005. 22(12). P. 2375-2385.

172. Murrell B., Wertheim J.O., Moola S., Weighill T., Scheffler K., Kosakovsky Pond S.L. Detecting individual sites subject to episodic diversifying selection // PLoS Genet. 2012. 8(7). E1002764.

173. Kalinina O.V., Mironov A.A., Gelfand M.S., Rakhmaninova A.B. Automated selection of positions determining functional specificity of proteins by comparative analysis of orthologous groups in protein families // Protein Sci. 2004. 13(2). P. 443-456.

174. Fernández-García A., Revilla A., Vázquez-de Parga E., Vinogradova A., Rakhmanova A., Karamov E., Carrera C., Delgado E., Pérez-Alvarez L., Nájera

175. R., Osmanov S., Thomson M.M. The analysis of near full-length genome sequences of HIV-1 subtype A viruses from Russia supports the monophyly of major intrasubtype clusters // AIDS Res. Hum. Retroviruses. 2012. 28(10). P. 1340-1343.

176. Carr J., Nadai Y., Eyzaguirre L. et al Outbreak of a West African recombinant of HIV-1 in Tashkent, Uzbekistan // J. Acquir. Immune. Defic. Syndr. 2005. 39(5). P. 570-575.

177. Zhang M, Foley B, Schultz AK, Macke JP, Bulla I, Stanke M, Morgenstern B, Korber B, Leitner T. The role of recombination in the emergence of a complex and dynamic HIV epidemic // Retro virology. 2010. 7. P. 25.

178. Galkin, A.N., Gagarina, E.Y., Lukyanova, N.S., Danilova, T.V. Full-Length Genomic Sequencing and Analysis of Four HIV Type 1 Subtype B Isolates Circulating in the Territory of Russia // AIDS Res. Hum. Retroviruses. 2006. 22(11). P. 1192-1197.

179. Joint United Nations Programme on HIV/AIDS. UNAIDS report on the global AIDS epidemic 2012 / UNAIDS. 2012.

180. Kurbanov F, Kondo M, Tanaka Y, et al. Human immunodeficiency virus in Uzbekistan: epidemiological and genetic analyses // AIDS Res Hum Retroviruses. 2003. 19. P. 731-738.

181. Korber B. Gaschen B. Yusim K. Thakallapally R. Kesmir C. Detours V. Evolutionary and immunological implications of contemporary HIV-1 variation // Br Med Bull. 2001. 58. P. 19-42.

182. Descamps D. HIV-1 group O sensitivity to antiretroviral drugs // AIDS. 1995. V. 9. P. 977-978.

183. Dittmar M.T. Langerhans cell tropism of human inmiunodeficiency virus type 1 subtype A through F isolates derived from different transmission groups // J. Virol. 1997. V.71. P. 8008-13.

184. Renjifo B. Differences in perinatal transmission among human immunodeficiency virus type 1 genotypes // J. Hum. Virol. 2001. V. 4. P. 16-25.

185. Kanki PJ. Human immunodeficiency virus type 1 subtypes differ in disease progression // J. Infect. Dis. 1999. V. 179. P. 68-73.

186. Ziheng Yang, Rasmus Nielsen, Nick Goldman Anne-Mette Krabbe Pedersen. Codon-Substitution Models for Heterogeneous Selection Pressure at Amino Acid Sites// Genetics. 2000. V. 155(1). P. 431-449.