Высокоэффективный электрокатализ гидрогеназами для конверсии органических отходов в электричество тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.15, кандидат химических наук Воронин, Олег Геннадьевич

• Воронин, Олег Геннадьевич
• кандидат химических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат химических наук Воронин, Олег Геннадьевич

1. ВВЕДЕНИЕ.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. Строение и свойства гидрогеназ.

2.1.1. Классификация гидрогеназ.

2.1.2. Строение никель-железных гидрогеназ.

2.1.4. Различные типы состояний активного центра.

2.1.5. Инактивация гидрогеназ.

2.1.6. Каталитический цикл.

2.1.7. Роль [NiFe]-гидрогеназ in vivo. Классификация.

2.2. Биоэлектрокатализ ферментами.

2.2.1. Медиаторный биоэлектрокатализ.

2.2.2. Прямой биоэлектрокатализ.

2.2.3. Методы повышения эффективности биоэлектрокатализа.

2.3. Биологические топливные элементы.

2.3.1. Микробные топливные элементы.

2.3.2. Ферментные топливные элементы.

2.4. Методы получения биоводорода.

3. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

3.1 Материалы.

3.2. Оборудование.

3.3. Методы.

3.3.1. Определение активности гидрогеназ.

3.3.2. Приготовление ферментных электродов.

3.3.3. Исследование электрохимической активности ферментных электродов.

3.3.4. Исследование операционной стабильности ферментных электродов.

3.3.5. Исследование влияния кислорода на электрохимическую активность гидрогеназных электродов.

3.3.7. Исследование зависимости характеристик ферментных электродов от парциального давления водорода.

3.3.8. Исследование процесса конверсии водорода, продуцируемого бактериями, в электричество.

4. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

4.1. Кинетические характеристики катализа гидрогеназами, предельные токи.

4.2. Повышение эффективности биоэлектрокатализа гидрогеназами из различных источников.

4.2.1. Ферментные электроды на основе поливиологена.

4.2.2. Электрополимеризованный нейтральный красный как промотор биоэлектрокатализа гидрогеназами.

4.2.3. Дизайн поверхности электрода с использованием метода пограничной полимеризации.

4.2.4. Композитные электроды.

4.3. Биоэлектрокатализ NAD-зависимой гидрогеназой.

4.4. Технологические характеристики.

4.4.1. Влияние рН рабочего раствора на характеристики электродов.

4.4.2. Влияние кислорода на характеристики ферментных электродов.

4.4.3. Термостабильность.

4.5. Применение ферментных электродов для создания водородного биосенсора.

4.6. Поглощение водорода, продуцируемого микроорганизмами.

4.6.1. Фототрофные микроорганизмы.

4.6.2. Гетеротрофные микроорганизмы.

5. ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Высокоэффективный электрокатализ гидрогеназами для конверсии органических отходов в электричество»

Поиск возобновляемых источников энергии и развитие методов переработки накопленных отходов — одни из ключевых задач, стоящих перед человечеством в начале XXI века.

Водород рассматривается многими исследователями как перспективный вид вторичного топлива. Однако на сегодняшний день, несмотря на огромные затраты, не существует ни одного коммерчески эффективного применения технологий водородной энергетики. До сих пор не решены проблемы, связанные с получением, транспортировкой и утилизацией водорода. Узкоспециализированные мелкосерийные агрегаты для таких отраслей, как военная и космическая промышленность, учитывать не корректно, т.к. к ним понятие «коммерческой эффективности» неприменимо.

Вместе с тем сегодня активно развиваются методы микробиологического получения водорода из органических соединений, в том числе отходов. Выделяемый микроорганизмами биоводород обладает низкой себестоимостью, однако значительно загрязнен побочными продуктами метаболизма. Использование его в традиционных платиновых топливных элементах или сжигание без дополнительной дорогостоящей очистки невозможно. Ранее в нашей лаборатории была показана принципиальная возможность поглощения водорода из среды действия микроорганизмов при помощи ферментных топливных элементов на основе гидрогеназ. В данной работе разработаны новые методы иммобилизации ферментов гидрогеназ на поверхности углеродных электродов для достижения высокоэффективного биоэлектрокатализа, а также предложена система, объединяющая ферментный топливный элемент и биореактор с водород продуцирующими микроорганизмами, позволяющая получать электрическую энергию из органических соединений через промежуточное образование водорода без дополнительных стадий.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Катализ», Воронин, Олег Геннадьевич

5. ВЫВОДЫ

1. Разработаны новые высокоактивные гидрогеназные электроды путем иммобилизации ферментов поверх электроактивных полимеров, содержащих аналоги их субстратов. Кроме повышения электрокаталитической активности, достигнуты расширение диапазона потенциалов ферментных электродов (с 200 до 550 мВ) и стабильность в широком диапазоне температур (до 90°С). На основании расчета соотношения каталитических констант и количества адсорбируемого фермента показано, что наблюдаемые значения плотностей тока окисления водорода являются предельно возможными для прямого биоэлектрокатализа гидрогеназами.

2. На основе ферментных электродов создан биосенсор на водород, функционирующий как в потенцио-, так и амперометрическом режимах в диапазоне концентраций от 0,5 до 100%. При концентрации водорода менее 10% наблюдаемые на ферментных электродах плотности тока практически не уступают аналогичным значениям для платиновых электродов низкотемпературных топливных элементов.

3. Впервые реализован биоэлектрокатализ NAD-зависимой гидрогеназой. Максимальная активность электродов наблюдалась при 75°С, pH 5. Плотность тока окисления водорода л при этих условиях составила 0,4 мА/см .

4. Показана возможность функционирования ферментных электродов в среде действия фото- и гетеротрофных микроорганизмов в течение не менее 600 часов для фото- и не менее 168 часов для гетеротрофов.

5. Разработан лабораторный прототип установки, включающий топливный элемент и биореактор с гетеротрофными микроорганизмами, продуцирующими водород при переработке бумажных отходов. Мощность установки составила 0,2 мВт/см2, время непрерывного функционирования — более 70 часов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Воронин, Олег Геннадьевич, 2010 год

1. E. Lyon, S. Shima, G. Buurman, S. Chowdhuri, A. Batschauer, K. Steinbach, R. Thauer. UV-A/blue-light inactivation of the 'metal-free' hydrogenase (Hmd) from methanogenic archaea. Eur JBiochem, 2004. 271: p. 195-204.

2. M. Korbas, S. Vogt, W. Meyer-Klaucke, E. Bill, EJ. Lyon, R.K. Thauer, S. Shima. The Iron-Sulfur Cluster-free Hydrogenase (Hmd) Is a Metalloenzyme with a Novel Iron Binding Motif. J. Biol. Chem., 2006. 281: p. 30804-30813.

3. P.M. Vignais ,B. Billoud. Occurrence, Classification, and Biological Function of Hydrogenases: An Overview. Chem. Rev., 2007.107: p. 4206-4272.

4. F.A. Armstrong. Hydrogenases: active site puzzles and progress. Current Opinion in Chemical Biology, 2004. 8: p. 133-140.

5. N. Wiberg, Inorganic Chemistry. 2001, London: Academic Press.

6. K.A. Vincent, A. Parkin, F.A. Armstrong. Investigating and Exploiting the Electrocatalytic Properties of Hydrogenases. Chem. Rev. , 2007. 107: p. 4366-4413.

7. M. Bruschi, G. Zampella, P. Fantucci, L. DeGioia. DFT investigations of models related to the active site of NiFe. and [Fe] hydrogenases. Coordination Chemistry Reviews, 2005. 249(15-16): p. 1620-1640.

8. S. Foerster, M. Stein, M. Brecht, H. Ogata, i.Y. Higuch, W. Lubitz. Single crystal EPR studies of the reduced active site of NiFe. hydrogenase from Desulfiovibrio vulgaris Miyazaki F. J Am Chem Soc, 2003. 125: p. 83-93.

9. A. Volbeda ,F.-C. J.C. The active site and catalytic mechanism of NiFe hydrogenases. Dalton Transactions, 2003: p. 4030-4038.

10. Y. Nicolet, C. Cavazza, J.C. Fontecilla-Camps. Fe-only hydrogenases: structure, function and evolution. Journal of Inorganic Biochemistry, 2002. 91: p. 1-8.

11. M.W.W. Adams. The Structure and Mechanism of Iron-Hydrogenases. Biochim. Biophys. Acta, 1990.1020(2): p. 115-145.

12. S.P.J. Albracht. Nickel hydrogenases: in search of the active site. Biochim. Biophys. Acta, 1994.1188: p. 167-204.

13. P.M. Vignais ,A. Colbeau. Molecular Biology of Microbial Hydrogenases. Curr. Issues Mol. Biol. , 2004. 6: p. 159-188.

14. E. Garcin, X. Vernede, E.C. Hatchikian, A. Volbeda, F. M., J.C. Fontecilla-Camps. The crystal structure of a reduced NiFeSe. hydrogenase provides an image of the activated catalytic center. Structure 1999. 7: p. 557-566.

15. A. Volbeda, Y. Montet, X. VenTede, E.C. Hatchikian, J.C. Fontecilla-Camps. Highresolution crystallographic analysis of Desulfovibrio fructosovorans NiFe. hydrogenase. Int. J. Hydrogen Energy, 2002. 27(11-12): p. 1449-1461.

16. A. Volbeda J.C. Fontecilla-Camps. Structure-function relationships of nickel-iron sites in hydrogenase and a comparison with the active sites of other nickel-iron enzymes. Coordination Chemistry Reviews, 2005. 249: p. 1609.

17. P.M. Vignais. H/D exchange reactions and mechanistic aspects of the hydrogenases. Coordination Chemistry Reviews, 2005.249: p. 1677.

18. T. Buhrke, O. Lenz, N. Krauss, B. Friedrich. Oxygen Tolerance of the H2-sensing NiFe. Hydrogenase from Ralstonia eutropha HI6 Is Based on Limited Access of Oxygen to the Active Site. J. Biol Chem. , 2005. 280: p. 23791-23796.

19. E. Garcin, X. Vernede, E.C. Hatchikian, A. Volbeda, M. Frey, J.C. Fonticilla-Camps. The crystal structure of a reduced NiFeSe. hydrogenase provides an image of the activated catalytic center. Structure, 1999. 7: p. 557-566.

20. C. Massanz ,B. Friedrich. Amino Acid Replacements at the H2-Activating Site of the NAD-Reducing Hydrogenase from Alcaligenes eutrophus. Biochemistry, 1999. 38: p. 14330-14337.

21. A. Volbeda, M.H. Charon, C. Piras, E.C. Hatchikian, M. Frey, J.C. Fontecilla-Camps. Crystal-Structure of the Nickel-Iron Hydrogenase From Desulfovibrio-Gigas. Nature, 1995. 373(6515): p. 580-587.

22. A.L. De Lacey, V.M. Fernandez, M. Rousset, R. Cammack. Activation and Inactivation of Hydrogenase Function and the Catalytic Cycle: Spectroelectrochemical Studies. Chem. Rev., 2007.107: p. 4304-4330.

23. C.B. Морозов, Водородный топливный электрод на основе ферментов. Дисс. канд. хим. наук. 2003, Москва: МГУ. 159.

24. A.L. De Lacey, E.C. Hatchikian, A. Volbeda, M. Frey, J.C. Fontecilla-Camps, V.M. Fernandez. J. Am. Chem. Soc., 1997.119: p. 7181.

25. А.А. Карякин ,С.Д. Варфоломеев. Каталитические свойства гидрогеназ. Yen. хим., 1986. 55(9): р. 1524-1549.

26. Y. Higuchi, Т. Yagi, N. Yasuoka. Structure, 1997. 5: p. 1671.

27. P.M. Matias, C.M. Soares, L.M. Saraiva, R. Coelho, J. Morais, J. Le Gall, M.A. Carrondo. J. Biol. Inorg. Chem., 2001. 6: p. 63.

28. E. Garcin, X. Vernede, E.C. Hatchikian, A. Volbeda, M. Frey, J.C. Fontecilla-Camps. Struct. Fold Des., 1999. 7: p. 557.

29. J.C. Fontecilla-Camps, A. Volbeda, C. Cavazza, Y. Nicolet. Structure/Function Relationships of NiFe.- and [FeFe]-Hydrogenases. Chem. Rev., 2007.107 p. 4273-4303.

30. J. Coremans, J.W. Vanderzwaan, S.P.J. Albracht. Distinct Redox Behavior of Prosthetic Groups in Ready and Unready Hydrogenase From Chromatium-Vinosum. Biochim. Biophys. Acta, 1992. 1119 (2): p. 157-168.

31. E.C. Hatchikian, N. Forget, V.M. Fernandez, R. Williams, R. Cammack. Eur. J. Biochem., 1992. 209: p. 357.

32. S.T. Stripp, G. Goldet, C. Brandmayr, O. Sanganas, K.A. Vincent, M. Haumann, F.A. Armstrong, T. Happe. How oxygen attacks FeFe. hydrogenases from photosynthetic organisms. PNAS, 2009.106: p. 17331-17336.

33. V.M. Fernandez, E.C. Hatchikian, R. Cammack. Biochim. Biophys. Acta, 1985. 832: p. 69.

34. R.M. Mege ,C. Bourdillon. Nickel controls the reversible anaerobic activation/inactivation of the Desulfovibrio gigas hydrogenase by the redox potential. J. Biol. Chem. , 1985. 260: p. 14701-14706.

35. A.L. De Lacey, A. Pardo, V.M. Fernandez, S. Dementin, G. Adryanczyk-Perrier, E.C. Hatchikian, M. Rousset. J. Biol. Inorg. Chem., 2004. 9: p. 636.

36. M.R. Hyman ,D. Arp. Kinetic analysis of the interaction of nitric oxide with the membrane-associated, nickel and iron-sulfur-containing hydrogenase from Azotobacter vinelandii. J. Biochim. Biophys. Acta 1991.1076: p. 165-172.

37. S.Q. Niu, L.M. Thomson, M.B. Hall. Theoretical Characterization of the Reaction Intermediates in a Model of the Nickel-Iron Hydrogenase of Desulfovibrio gigas. J. Am. Chem. Soc., 1999.121: p. 4000-4007.

38. S. Kurkin, S.J. George, R.N.F. Thorneley, S.P. Albracht. Hydrogen-Induced Activation of the NiFe.-Hydrogenase from Allochromatium vinosum as Studied by Stopped-Flow Infrared Spectroscopy. Biochemistry, 2004. 43: p. 6820-6831.

39. C. Leger, A.K. Jones, W. Roseboom, S.P.J. Albracht, F.A. Armstrong. Enzyme Electrokinetics: Hydrogen Evolution and Oxidation by Allochromatium vinosum NiFe.-Hydrogenase. Biochemistry, 2002. 41: p. 15736-15746.

40. A. Pardo, A.L. De Lacey, V.M. Fernandez, H.J. Fan, Y.B. Fan, M.B. Hall. Density functional study of the catalytic cycle of nickel-iron NiFe. hydrogenases and the involvement of high-spin nickel(II). J. Biol. Inorg. Chem. , 2006.11: p. 286-306.

41. M. Stein ,W. Lubitz. The electronic structure of the catalytic intermediate Ni-C in NiFe. and [NiFeSe] hydrogenases. Phys. Chem. Chem. Phys., 2001. 3: p. 5115.

42. P.E.M. Siegbahn. Proton and electron transfers in NiFe. hydrogenase Adv. Inorg. Chem., 2004. 56: p. 101-125.

43. S. Foerster, M. van Gastel, M. Brecht, W. Lubitz. An orientation-selected ENDOR and HYSCORE study of the Ni-C active state of Desulfovibrio vulgaris Miyazaki F hydrogenase. J. Biol. Inorg. Chem., 2005.10: p. 51-62.

44. L. De Gioia, P. Fantucci, B. Guigliarelli, P. Bertrand. Ab initio investigation of the structural and electronic differences between active-site models of NiFe. and [NiFeSe] hydrogenases. Int. J. Quantum Chem., 1999. 73: p. 187-195.

45. R.P. Happe, W. Roseboom, S.P.J. Albracht. Eur. J. Biochem., 1999. 259: p. 602-609.

46. C. Fichtner, M. van Gastel, W, Lubitz. Wavelength dependence of the photo-induced conversion of the Ni-C to the Ni-L redox state in the NiFe. hydrogenase of Desulfovibrio vulgaris Miyazaki F. Phys. Chem. Chem. Phys., 2003. 5: p. 5507-5513.

47. J. Steuber, W. Krebs, M. Bott, P. Dimroth. A Membrane-Bound NAD(P)+-Reducing Hydrogenase Provides Reduced Pyridine Nucleotides during Citrate Fermentation by Klebsiella pneumoniae. J. Bacteriol., 1999.181: p. 241-245.

48. A. Stojanowic, G.J. Mander, E.C. Duin, R. Hedderich. Physiological role of the F 420-non-reducing hydrogenase (Mvh) from Methanothermobacter marburgensis. Arch. Microbiol., 2003.180: p. 194-203.

49. L. Cournac, G. Guedeney, G. Peltier, P.M. Vignais. Sustained Photoevolution of Molecular Hydrogen in a Mutant of Synechocystis sp. Strain PCC 6803 Deficient in the Type INADPH-Dehydrogenase Complex. J. Bacteriol., 2004. 186: p. 1737-1746.

50. I.A.C. Pereira, C.V. Romao, A.V. Xavier, J. Le Gall, M. Teixeira. Electron transfer between hydrogenases and mono- and multiheme cytochromes in Desulfovibrio ssp. J. Biol. Inorg. Chem., 1998.3: p. 494-498.

51. P.M. Vignais, B. Billoud, J. Meyer. Classification and phylogeny of hydrogenases. FEMS Microbiol. Rev., 2001. 25(4): p. 455-501.

52. P. Tamagnini, R. Axelsson, P. Lindberg, F. Oxelfelt, R. Wunschiers, P. Lindbland. Hydrogenase and hydrogen metabolism of Cyanobacteria. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 2002. 66 (1): p. 1-20.

53. R.A. Bullen, T.C. Arnot, J.B. Lakemanc, F.C. Walsh. Biofiiel cells and their development Biosen. Bioel, 2006. 21: p. 2015-2045.

54. Y.F. Choo, J. Lee, I.S. Chang, B.H. Kim. Bacterial Communities in Microbial Fuel Cells Enriched with High Concentrations of Glucose and Glutamate. J. Microbiol. Biotechnol., 2006.16: p. 1481-1484.

55. D.R. Lovely. Microbial energizers: fuel cells that keep on going. Microbe, 2006. 1: p. 323-329.

56. И.В. Березин, B.A. Богдановская, С.Д. Варфоломеев, M.P. Тарасевич, А.И. Ярополов. Биоэлектрокатализ. Равновесный кислородный потенциал в присутствии лакказы. Докл. АН СССР, 1978. 240 (3): р. с. 615-617.

57. S. Barton, J. Gallaway, P. Atanassov. Enzymatic Biofuel Cells for Implantable and Microscale Devices. Chem. Rev., 2004.104: p. 4867-4886.

58. R.A. Marcus ,N. Sutin. Electron transfers in chemistry and biology. Biochim. Biophys. Acta, 1985. 811: p. 265-322.

59. Биосенсоры./ под ред. Э. Тернера, И. Краубе, Д. Уилсона. 1992: М.: Мир. 615с.

60. S. Tsujimura, M. Fujita, H. Tatsumi, К. Капо, T. Ikeda. Bioelectrocatalysis-based dihydrogen/dioxygen fuel cell operating at physiological pH. Phys.Chem., 2001. 3(7): p. 1331-1335.

61. A. Pizzariello, M. Stred'ansky, S. Miertus. A glucose/hydrogen peroxide biofuel cell that uses oxidase and peroxidase as catalysts by composite bulk-modified bioelectrodes based on a solid binding matrix. Bioelectrochemistry, 2002. 56(1-2): p. 99-105.

62. P.N. Bartlett ,K.F.E. Pratt. Theoretical treatment of diffusion and kinetics in amperometric immobilized enzyme electrodes Part I: Redox mediator entrapped within the film. J. Electroanal. Chem., 1995. 397(1-2): p. 61-78.

63. M. Bernhard, T. Buhrke, B. Bleijlevens, A.L.D. Lacey, V.M. Fernandez, S.P.J. Albracht, B. Friedrich. The H2 sensor of Ralstonia eutropha., 2001. 19: p. 15592-15597. J. Biolog. Chem., 2001.19: p. 15592-15597.

64. E. Katz, I. Willner, A.B. Kotlyar. A non-compartmentalized glucose 02 biofuel cell by bioengineered electrode surfaces. J. Electroanal. Chem., 1999. 479(1): p. 64-68.

65. E. Katz, A.N. Shipway, I. Willner, Handbook of Fuel Cells Fundamentals, Technology and Applications. Vol. 1. 2003, London: John Wiley and Sons, Ltd. 355.

66. A.A. Karyakin, E.E. Karyakina, W. Schuhmann, H.L. Schmidt. Electropolymerized Azines: Part II. In a Search of the Best Electrocatalyst of NADH Oxidation. Electroanalysis, 1999. 11(8): p. 553-557.

67. F. Mao, N. Mano, A. Heller. Long Tethers Binding Redox Centers to Polymer Backbones Enhance Electron Transport in Enzyme "Wiring" Hydrogels. J. Am. Chem. Soc., 2003. 125(16): p. 4951-4957.

68. T. Chen, S. Calabrese Barton, G. Binyamin, Z. Gao, Y. Zhang, H.-H. Kim, A. Heller. A Miniature Biofuel Cell. J. Am. Chem. Soc., 2001.123(35): p. 8630-8631.

69. T. Yagi, M. Goto, K. Nakano, K. Kimura, H. Inokuchi. New Assay Method For Hydrogenase Based On an Enzymic Electrode-Reaction Enzymic Electric Cell Method. J. Biochem., 1975. 78(3): p. 443-454.

70. T. Ikeda, K. Takagi, H. Tatsumi, K. Kano. Electrochemical control of hydrogenase action of Desulfovibrio vulgaris (Hildenborough). Chem. Lett., 1997. 3: p. 5-6.

71. G. Tayhas, G.T.R. Palmore, H.-H.Kim. Electro-enzymatic reduction of dioxygen to water in the cathode compartment of a biofuel cell. J. Electroanal.Chem., 1999. 464: p. 110117.

72. M.J. Cooney, V. Svoboda, C. Lau, G. Martina, S.D. Minteer. Enzyme catalysed biofuel cells. Energy Environ. Sci., 2008.1: p. 320-337.

73. F.A. Armstrong, H.A.O. Hill, N.J. Walton. Direct electrochemistry of redox proteins. Acc. Chem. Res., 1988. 21: p. 407.

74. L. Gorton, A. Lindgren, T. Larsson, F.D. Munteanu, T. Ruzgas, I. Gazaryan. Direct electron transfer between heme-containing enzymes and electrodes as basis for third generation biosensors. Anal. Chim. Acta, 1999. 400: p. 91-108.

75. D. Ivnitski ,P. Atanassov. Electrochemical Studies of Intramolecular Electron Transfer in Laccase from Trametes versicolor. Electroanalysis, 2007.19: p. 2307-2313.

76. S. Riva. Laccases: blue enzymes for green chemistry. TRENDS in Biotechnology, 2006. 24: p. 219-226.

77. S. Shleev, A.E. Kasmi, T. Ruzgas, L. Gorton. Direct heterogeneous electron transfer reactions of bilirubin oxidase at a spectrographic graphite electrode. Electrochem. Commun., 2004. 6: p. 934-939.

78. S. Shleev, J. Tkac, A. Christenson, T. Ruzgas, A.I. Yaropolov, J.W. Whittaker, L. Gorton. Direct electron transfer between copper-containing proteins and electrodes. Biosens. Bioelectron., 2005 20: p. 2517-2554.

79. E. Kjeanga, N. Djilali, D. Sintona. Microfluidic fuel cells: A review. J. Power Sour., 2009.186: p. 353-369.

80. K. Martinek, N.L. Klyachko, A.V. Levashov, I.V. Berezin. Dokl. Akad. Nauk. USSR, 1983.263: p. 491.• 93. K. Martinek, A.V. Pshezhetskii, S. Merker, G.S. Pepanyan, N.L. Klyachko, A.V. Levashov. Biokhimiya, 1988. 53: p. 1013.

81. C.M. Moore, N.L. Akers, A.D. Hill, Z.C. Johnson, S.D. Minteer. Improving the Environment for Immobilized Dehydrogenase Enzymes by Modifying Nafion with Tetraalkylammonium Bromides. Biomacromolecules, 2004. 5: p. 1241-1247.

82. J.E. Frew ,H.A.O. Hill. Direct and indirect electron transfer between electrodes and redox proteins. European J. Biochem., 1988.172: p. 261-269.

83. F.A. Armstrong ,G.S. Wilson. Recent developments in faradaic bioelectrochemistry. Electrochim. Acta, 2000. 45: p. 2623-2645.

84. L.H. Guo ,H.A.O. Hill. Direct electrochemistry of proteins and enzymes. Adv. Inorg. Chem., 1991.36: p. 341-375.

85. D. Tantillo, J. Chen, K. Houk. Theozymes and compuzymes: theoretical models for biological catalysis. Curr. Opin. Chem. Biol., 1998. 2(6): p. 743-750.

86. I. Willner, V. Heleg-Shabtai, R. Blonder, E. Katz, G. Tao, A.F. Buckmann, A. Heller. Electrical Wiring of Glucose Oxidase by Reconstitution of FAD-Modified Monolayers Assembled onto Au-Electrodes. J. Am. Chem. Soc., 1996.118: p. 10321-10322.

87. I. Willner. Biomaterials for Sensors, Fuel Cells, and Circuitry. Science, 2002. 298: p. 2407-2408.

88. K. Habermuller, M. Mosbach, W.F. Schuhmann. Electron-transfer mechanisms in amperometric biosensors. J. Anal. Chem., 2000.366: p. 560-568.

89. P. Bianco ,J. Haladjian. Electrocatalytic Hydrogen-Evolution At the Pyrolytic-Graphite Electrode in the Presence of Hydrogenase. J. Electrochem. Soc., 1992. 139(9): p. 24282432.

90. C. Leger, A.K. Jones, S.P.J. Albracht, F.A. Armstrong. Effect of a dispersion of interfacial electron transfer rates on steady state catalytic electron transport in NiFe.-hydrogenase and other enzymes. J. Phys. Chem., 2002.106(50): p. 13058-13063.

91. M. Gerard, A. Chaubey, B.D. Malhotra. Application of conducting polymers to biosensors. Biosens. Bioelectron., 2002.17: p. 345-359.

92. W. Schuhmann. Conducting polymer based amperometric enzyme electrodes. Microchim. Acta, 1995.121: p. 1-29.

93. A. Heller. Electrical wiring of redox enzymes. Acc. Chem. Res., 1990. 23: p. 128-134.

94. L. Coche-Guerente, S. Cosnier, P. Labbe. Sol-Gel Derived Composite Materials for the Construction of Oxidase/Peroxidase Mediatorless Biosensors. Chem. Mater., 1997. 9: p. 1348-1352.

95. C.G.J. Koopal, A.A.C.M. Bos, R.J.M. Nolte. Third-generation glucose biosensor incorporated in a conducting printing ink. Sens. Actuators B, 1994.18: p. 166.

96. G. Wang, N.M. Thai, S.-T. Yau. Electrochem. Commun., 2006. 8: p. 987.

97. Y. Lin, S. Taylor, H. Li, K.A.S. Fernando, W.W. L. Qu, L. Gu, B. Zhou, Y.-P. Sun. Advances toward bioapplications of carbon nanotubes. J. Mater. Chem., 2004. 14: p. 527-541.

98. A. Guiseppi-Elie, C. Lei, R.H. Baughman. Direct electron transfer of glucose oxidase on carbon nanotubes. Nanotechnology, 2002.13: p. 559.

99. D. Ivnitski, B. Branch, P. Atanassov, C. Apblett. Glucose oxidase anode for biofuel cell based on direct electron transfer. Electrochem. Commun., 2006. 8: p. 1204-1210.

100. J. Wang ,M. Musameh. Anal. Chim. Acta, 2005. 539: p. 209.119.120.121.122.123.124.125,126,127,128129130131132133134135136

101. Z. Du, H. Li, T. Gu. A state of the art review on microbial fuel cells: A promising technology for wastewater treatment and bioenergy. Biotechnology Advances, 2007. 25: p. 464-482.

102. F. Davis ,S.P.J. Higson. Biofuel cells—Recent advances and applications. 2007. 22: p. 1224-1235.

103. F. Scholz ,U. Schroder. Bacterial batteries. Nat. Biotechnol., 2003. 21(1151-1152).

104. D. Prasad, T.K. Sivaram, S. Berchmans, V. Yegnaraman. Microbial fuel cell constructed with a micro-organism isolated from sugar industry effluent. J. Power Sources, 2006. 160: p. 991-996.

105. D.C. Holzman. Microbe power. Environ. Health Persp., 2005.113(A): p. 754-757.

106. A.T. Yahiro, S.M. Lee, D.O. Kimble. Bioelectrochemistry: I. Enzyme utilizing bio-fuel cell studies. Biochim. Biophys. Acta, 1964. 88: p. 375-383.

107. G.T.R. Palmore, H. Bertschy, S.H. Bergens, G.M. Whitesides. J. Electroanal. Chem., 1998. 443: p. 155.

108. E. Katz ,1. Willner. J. Am. Chem. Soc., 2003.125: p. 6803.

109. N. Yuhashi, M. Tomiyama, J. Okuda, S. Igarashi, K. Ikebukuro, K. Sode. Biosens. Bioelectron., 2005. 20: p. 2145.

110. A.A. Tsygankov, Y. Hirata, M. Miyake, Y. Asada, J. Miyake. Photobioreactor with photosynthetic bacteria immobilized on porous glass for hydrogen photoproduction. J. Ferment. Bioeng., 1994. 77: p. 575-578.

111. D. Dasa ,T.N. Veziroglu. Advances in biological hydrogen production processes. Int. J. Hydrogen Energy, 2008. 33: p. 6046 6057.

112. K. Nath ,D. Das. Hydrogen production by Rhodobacter sphaeroides strain O.U. 001 using spent media of Enterobacter cloacae strain DM11. Appl. Microbiol. Biotechnol., 2005. 68: p. 533-541.

113. Y.-K. Oh, E.-H. Seol, E. Yeol Lee, S. Park. Fermentative hydrogen production by a new chemolithotrophic bacterium Rhodopseudomonas palustris P4. Int. J. Hydrogen Energy, 2002. 27: p. 1373-1379.

114. H.A. Зорин ,И.Н. Гоготов. Стабильность гидрогеназы из пурпурной серобактерии Thiocapsa roseopersicina. Биохимия, 1982. 47(5): р. 827-833.

115. O.A. Задворный, H.A. Зорин, И.Н. Гоготов, В.М. Горленко. Свойства стабильной гидрогеназы пупурной серной бактерии Lamprobacter modestohalophilus. Биохимия, 2004. 69(2): р. 204-210.

116. М.Б. Шерман, Е.В. Орлова, Е.А. Смирнова, H.A. Зорин, И.В. Тагунова, И.П. Куранова, И.Н. Гоготов. Структура микрокристаллов гидрогеназы из Thiocapsa roseopersicina Биофизика, 1987. 295(2): р. 509-512.

117. P.J. Silva, В. de Castro, W.R. Hagen. On the prosthetic groups of the NiFe sulfhydrogenase from Pyrococcus furiosus: topology, structure, and temperature-dependent redox chemistry. JBIC, 1999. 4: p. 284-291.

118. H.A. Зорин. Ингибирование гидрогеназы Thiocapsa roseopersicina различными соединениями. Биохимия, 1986. 51(5): p. 770-774.

119. R. Thornele. Convenient Electrochemical Preparation of Reduced Methyl Viologen and a Kinetic Study of Reaction With Oxygen Using an Anaerobic Stopped-Flow Apparatus. Biochim. Biophys. Acta, 1974. 333 (3): p. 487-496.

120. АЛ. Yaropolov, A.A. Karyakin, S.D. Varfolomeyev, I.V. Berezin. Mechanism of H2-electrooxidation with immobilized hydrogenase. Bioelectrochem. Bioenerg., 1984. 12 (34): p. 267-277.

121. А.А. Карякин ,А.И. Ярополов. Электрохимическая кинетика действия гидрогеназы из Thiocapsa roseopersicina Химическая физика, 1990. 9 (9): р. 1237-1243.

122. Б.Б. Дамаскин ,О.А. Петрий, Введение в электрохимическую кинетику. 1983, М.: Высш. школа. 400.

123. К. Феттер, Электрохимическая кинетика. 1967, М.: Химия. 856.

124. К. Noda, N.A. Zorin, С. Nakamura, I.N. Gogotov, Y. Asada, H. Akutsu, J. Miyake. Langmuir—Blodgett film of hydrogenase for electrochemical hydrogen productioa Thin Solid Films, 1998. 327-329: p. 639 642.

125. O.A. Задворный, H.A. Зорин, И.Н. Гоготов, B.M. Горленко. Свойства стабильной гидрогеназы пупурной серной бактерии Lamprobacter modestohalophilus. Биохимия, 2004. 69(2): р. 204-210.

126. A.G. MacDiarmid ,A.J. Epstein. Polyanilines: a novel class of conducting polymers. Faraday Discuss. Chem. Soc., 1989. 88: p. 317-332.

127. A.V. Orlov, S.G. Kiseleva, G.P. Karpacheva. Borderline Polymerization of Aniline: Interpretation in the Context of the Electrical Double Layer Model. Polymer Science, Ser. A, 2008. 50: p. 1021-1027.

128. S. Cosnier, C. Mousty, C. Gondran, A. Lepellec. Entrapment of enzyme within organic and inorganic materials for biosensor applications: Comparative study. Materials Science and Engineering C, 2006. 26: p. 442-447.

129. D. Shan, J. Zhang, H.-G. Xue, S.-N. Ding, S. Cosnier. Colloidal laponite nanoparticles: Extended application in direct electrochemistry of glucose oxidase and reagentless glucose biosensing. Biosens. Bioelectron., 2010. 25,: p. 1427-1433.

130. P. Labbe ,G. Reverdy. Adsorption characteristics of poly cyclic aromatic compounds on clay: pyrene as a photophysical probe on laponite. Langmuir, 1988. 4: p. 419-425.

131. B. Brahimi, P. Labbe, G. Reverdy. Study of the adsorption of cationic surfactants on aqueous laponite clay suspensions and laponite clay modified electrodes. Langmuir, 1992.8: p. 1908.

132. P. Labb, B. Brahimi, G. Reverdy, C. Mousty, R. Blankespoor, A. Gautier, C. Degrand. Possible analytical application of laponite clay modified electrodes. J. Electroanal. Chem., 1994.379: p. 103-110.

133. C. Mousty, S. Therias, C. Forano, J.-P. Besse. Anion-exchanging clay-modified electrodes: synthetic layered double hydroxides intercalated with electroactive organic anions. J. Electroanal. Chem., 1994.374: p. 63-69.

134. D. Shan, S. Cosnier, C. Mousty. Biosens. Bioelectron., 2004.20: p. 390-396.

135. H. Chen, C. Mousty, L. Chen, S. Cosnier. A new approach for nitrite determination based on a HRP/catalase biosensor. Materials Science and Engineering: C, 2008. 28: p. 726730.

136. C. Mousty, O. Kaftan, V. Prevot, C. Forano. Sensors and Actuators B: Chemical, 2008. 133: p. 442-448.

137. J. Cantet, A. Bergel, M. Comtat. Coupling of the electroenzymatic reduction of NAD+with a synthesis reactioa Enz. Microb. Technol., 1996.18: p. 72-79.

138. K. Delecouls, P. Saint-Aguet, C. Zaborosch, A. Bergel. Mechanism of the catalysis by Alcaligenes eutrophus HI6 hydrogenase of direct electrochemical reduction of NAD+. J. Electroanal Chem., 1999. 468: p. 139-149.

139. S. Da Silva, R. Basseguy, A. Bergel. Electron transfer between hydrogenase and 316L stainless steel: identification of a hydrogenase-catalyzed cathodic reaction in anaerobic mic. Journal of Electroanalytical Chemistry, 2004. 561: p. 93-102.

140. P. Gros, C. Zaborosch, H.G. Schlegel, A. Bergel. Direct electrochemistry of Rhodococcus opacus hydrogenase for the catalysis of NAD+ reduction J. Electroanal. Chem., 1996. 405: p. 189-195.

141. D.D. Schlereth, V.M. Fernandez, M. Sanchezcruz, V.O. Popov. Direct electron transfer between Alcaligenes eutrophus Z-l hydrogenase and glassy carbon electrodes. Bioelectrochem. Bioenerg., 1992. 28: p. 473-482.

142. H. Ogata, S. Hirota, A. Nakahara, H. Komori, N. Shibata, T. Kato, K. Kano, Y. Higuchi. Structure, 2005.13: p. 1635.

143. A. Volbeda, L. Martin, C. Cavazza, M. Matho, B.W. Faber, W. Roseboom, S.P. Albracht, E. Garcin, M. Rousset, J.C. Fontecilla-Camps. J. Biol. Inorg. Chem., 2005.10: p. 239.

144. A.Y. Okunev, V.V. Teplyakov, N.I. Laguntsov. New research and developments in gas/vapor separation by membrane contactor systems. Desalination, 2006. 200(1-3): p. 432.

145. U. Schroder, J. Niessen, F. Scholz. A generation of microbial fuel cells with current outputs boosted by more than one order of magnitude. Angew. Chem. Int. Ed., 2003. 42: p. 2880-2883.

146. B. Min ,B. Logan. Continuous Electricity Generation from Domestic Wastewater and Organic Substrates in a Flat Plate Microbial Fuel Cell. Environ. Sci. Technol., 2004. 38: p. 5809-5814.

147. H. Liu, R. Ramnarayanan, B. Logan. Production of Electricity during Wastewater Treatment Using a Single Chamber Microbial Fuel Cell. Environ. Sci. Technol., 2004. 38: p. 2281-2285.