Всасывание продуктов гидролиза белков и углеводов: механизмы и регуляция тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.13, доктор биологических наук Громова, Людмила Викторовна

• Громова, Людмила Викторовна
• доктор биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации доктор биологических наук Громова, Людмила Викторовна

Введение

Глава 1. Обзор литературы. Современные представления о гидролизе и всасывании углеводов и белков в желудочно-кишечном тракте млекопитающих

1.1. Гидролиз пищевых биополимеров

1.2. Всасывание моносахаридов

1.2.1. Транспортер SGLT

1.2.2. Транспортер GLUT

1.2.3. Транспортер GLUT2 в базолатеральной мембране энтероцитов

1.2.4. Парацеллюлярный перенос

1.2.5. Транспортер GLUT2 в апикальной мембране энтероцитов

1.2.6. Альтернативные гипотезы

1.3. Всасывание аминокислот

1.4. Всасывание пептидов

1.5. Влияние преэпителиального слоя тонкой кишки на гидролиз и всасывание пищевых веществ

1.6. Адаптивная регуляция всасывания нутриентов в тонкой кишке

1.6.1. Временная зависимость, модели и механизмы адаптаций

1.6.2. Быстрые адаптации

1.6.3. Медленные специфические адаптации

1.6.4. Медленные неспецифические адаптации

1.6.5. Сигналы для адаптации 71.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Всасывание продуктов гидролиза белков и углеводов: механизмы и регуляция»

АКТУАЛЬНОСТЬ ПРОБЛЕМЫ. Исследование всасывания, т.е. переноса низкомолекулярных веществ, содержащихся в пище или образующихся в результате полостного и мембранного гидролиза пищевых биополимеров, из желудочно-кишечного тракта во внутреннюю среду организма, является одним из актуальных направлений физиологии пищеварения и питания.

Современные представления о функционировании пищеварительного аппарата (в том числе — в отношении всасывания пищевых веществ) сформировались во многом под влиянием открытия A.M. Уголевым в конце 50-х годов мембранного пищеварения. Локализация мембранного гидролиза пищевых веществ и всасывания образующихся продуктов на одной и той же поверхности - апикальной мембране энтероцитов - является одним из факторов, обеспечивающих тесную интеграцию этих процессов и высокую эффективность работы пищеварительно-транспортного конвейера.

В значительном прогрессе, достигнутом в исследовании механизмов всасывания пищевых веществ и его адаптации, важную роль сыграли различные аналитические (редуцированные) модели: от эвертированных препаратов тонкой кишки (обзоры: Уголев, 1972; 1985; Kimmich, 1981; Karasov, Diamond, 1987; Foulkes, 1996; Barthe et al., 1999; Тимофеева и др., 2000; Метельский, 2007) до везикул изолированных мембран щеточной каймы энтероцитов и клонированных мембранных транспортеров (Уголев, 1985; Уголев, Иезуитова, 1991; Hopfer, 1987; Cheeseman, Tsang, 1996; Kushak, Winter, 2005; Drozdowki, Thomson, 2006a; Wright et al, 2007).

На основе опытов с эвертированными препаратами тонкой кишки была разработана основная модель переноса глюкозы через энтероцит, предполагающая вход глюкозы через апикальную мембрану в клетки с участием натрий-зависимого вторичного активного транспорта и выход глюкозы из них через базолатеральную мембрану с участием облегченной диффузии (Crane et al., 1961), которая в дальнейшем получила развитие в отношении всасывания аминокислот и дипептидов (обзоры: Hopfer, 1987; Тимофеева и др., 2000; Kushak, Winter, 2005). Позднее были получены новые данные в пользу указанной модели благодаря выделению и клонированию апикального натрий-зависимого транспортера глюкозы SGLT1 и базолатерального транспортера облегченной диффузии глюкозы GLUT2 (обзоры: Hopfer, 1986; Тимофеева и др., 2000; Ferraris, 2001; Kushak, Winter, 2005; Wright et al, 2007).

Вместе с тем в последние годы были предприняты попытки ревизии общепринятого представления о вторичном активном транспорте как основном механизме переноса глюкозы через апикальную мембрану энтероцитов в тонкой кишке млекопитающих. Выдвинуты две новые гипотезы: о преимущественно парацеллюлярном переносе глюкозы на потоке всасывающейся воды (Pappenheimer 1987, 2001) и об облегченной диффузии с участием транспортера GLUT2, который включается в апикальную мембрану энтероцитов при высоких углеводных нагрузках (Kellett, Helliwell, 2000; Kellett, 2001).

Обе гипотезы основаны главным образом на результатах опытов in vitro или острых опытов in vivo на анестезированных животных. Вместе с тем при использовании разработанной А.М.Уголевым и Б.З. Зариповым (1979) методики хронических опытов было показано, что в отсутствие наркоза и операционной травмы гидролитические и транспортные процессы в тонкой кишке протекают с более высокой скоростью, а степень их сопряжения значительно выше, чем в случае широко применявшихся методов in vivo и in vitro. Существенные различия между острыми и хроническими опытами in vivo обнаружены в отношении реакции гидролитических и транспортных систем тонкой кишки на некоторые экспериментальные воздействия (введение уабаина и/или удаление ионов натрия) (Уголев и др., 1984; 1986; 1987), а также в отношении проницаемости преэпителиального («неперемешиваемого») слоя тонкой кишки, значительно более высокой в хронических опытах (Груздков, Громова, 1995; Levitt et al., 1996). Все это диктовало необходимость проверки указанных новых гипотез в условиях хронического опыта как наиболее близких к физиологическим.

Остается дискуссионным вопрос о соотношении транспорта продуктов расщепления белков через апикальную мембрану энтероцита в виде аминокислот, образующихся при мембранном гидролизе пептидов, и в виде малых пептидов (ди- и трипептиды), подвергающихся затем внутриклеточному гидролизу (обзоры: Grimble, Silk, 1989; Уголев и др., 1990; Тимофеева, 1993; Тимофеева и др., 2000; Adibi, 2003; Thwaites, Anderson, 2007). Следует отметить, что кинетические параметры транспорта аминокислот и олигопептидов до настоящего времени практически не исследовались в опытах in vivo в отсутствие наркоза и операционной травмы. Вместе с тем указанные факторы могут существенно изменять относительный вклад «аминокислотной» и «пептидной» составляющих во всасывание продуктов гидролиза белков.

В последние десятилетия установлены основные факторы, влияющие на протекание гидролитических и транспортных процессов в тонкой кишке (пищевые субстраты, желчь, панкреатический секрет, гормоны), среди которых ведущая роль отводится субстратному регулированию (Karasov, Diamond, 1987; Уголев и др., 1991; Levin, 1994; Ferraris, Diamond, 1997; Ferraris, 2001; Drozdowski, Thomson, 2006b; Wright et al, 2007). Но до настоящего времени нет ясности в отношении роли желчи и панкреатического секрета в регуляции всасывания продуктов гидролиза белков и углеводов (обзоры: Karasov, Diamond, 1983; 1987; Уголев и др., 19916). В литературе имеются сведения, главным образом, о совместном действии желчи и панкреатического секрета. Представлялось важным выявить влияние каждого из них в отдельности на всасывательную способность тонкой кишки, в частности, в отношении всасывания продуктов гидролиза углеводов.

До сих пор при исследовании субстратной регуляции всасывания нутриентов в тонкой кишке практически не использовалась методика хронических экспериментов. Вместе с тем ее применение для этой цели имеет ряд важных преимуществ перед существующими методами, а именно: 1) проведение многократных опытов на одной и той же группе животных; 2) контроль уровня и специфичности локальной субстратной нагрузки на тонкую кишку и возможность выявления реакции на эту нагрузку со стороны соответствующих мембранных гидролитических и транспортных систем; 3) возможность исследования роли эндогенных (в основном, гормональных) факторов, сопутствующих изменению функционального состояния организма, на гидролитические и транспортные характеристики тонкой кишки.

Представлялось целесообразным использовать указанные преимущества хронических опытов для выявления особенностей регуляции всасывания нутриентов в изолированном участке тонкой кишки под влиянием регулярной субстратной нагрузки различной специфичности, а также системных факторов, сопутствующих полному голоданию, белковой депривации и наркозу.

Все вышеизложенное определило постановку цели и задач исследования.

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ. Исследование механизмов всасывания продуктов гидролиза белков и углеводов в тонкой кишке и его адаптивной регуляции при действии различных люминальных и эндогенных факторов.

Для этого поставлены следующие ЗАДАЧИ:

1. Выявить относительную роль различных механизмов транспорта (парацеллюлярный перенос, облегченная диффузия с участием ОЬиТ2, вторичный активный транспорт с участием 8СЬТ1) во всасывании глюкозы в тонкой кишке.

2. Разработать математический подход и использовать его для оценки по данным, полученным в хронических опытах, «истинных» (с учетом влияния преэпителиального слоя тонкой кишки) кинетических параметров мембранного гидролиза мальтозы и дипептидов, а также всасывания глюкозы, аминокислот и дипептидов.

3. Определить соотношение «аминокислотной» и «пептидной» составляющих во всасывании дипептидов.

4. Оценить влияние различных по специфичности субстратных нагрузок на структурные и функциональные характеристики тонкой кишки.

5. Оценить роль желчи и панкреатического секрета в регуляции всасывания свободной глюкозы и глюкозы, образующейся при гидролизе мальтозы и крахмала.

6. Изучить влияние наркоза на гидролитические и транспортные процессы в тонкой кишке.

7. Исследовать влияние полного голодания и белковой депривации на гидролитические и транспортные функции тонкой кишки.

НОВИЗНА ПОЛУЧЕННЫХ РЕЗУЛЬТАТОВ. Впервые показано, что высокие скорости гидролиза мальтозы и всасывания образующейся глюкозы в тонкой кишке крыс в диапазоне больших концентраций мальтозы имеют место в отсутствие всасывания воды (в случае гипоосмотических инфузатов) и даже на фоне секреции воды (в случае гиперосмотических инфузатов); эти результаты свидетельствуют о том, что парацеллюлярный перенос на потоке воды не играет существенной роли во всасывании глюкозы в тонкой кишке при высоких углеводных нагрузках.

Впервые показано, что флоретин (ингибитор GLUT2), введенный с мукозной стороны кишки, в условиях хронического опыта не только ингибирует всасывание глюкозы (или галактозы), но и способен неспецифически тормозить всасывание глицина. В опытах in vitro обнаружено, что он снижает выход глюкозы из энтероцитов в эвертированных мешках тонкой кишки и ингибирует активность пищеварительных ферментов в гомогенатах слизистой оболочки. Эти результаты позволяют заключить, что используемый рядом зарубежных исследователей подход, предусматривающий применение флоретина с мукозной стороны in vivo, дает завышенную оценку вклада облегченной диффузии и заниженную оценку вклада вторичного активного транспорта с участием транспортера SGLT1 во всасывание глюкозы.

С применением разработанного математического подхода впервые по данным о кинетике гидролиза мальтозы и всасывания образующейся глюкозы в тонкой кишке в хронических опытах получена оценка проницаемости преэпителиального слоя и, с ее учетом, определены значения «истинных» кинетических констант гидролиза мальтозы и активного транспорта глюкозы. Это позволило впервые установить, что значительно большие скорости всасывания глюкозы в хронических опытах, по сравнению с острыми опытами in vivo, обусловлены не только лучшей проницаемостью преэпителиального барьера тонкой кишки, но и более высоким значением константы максимальной скорости активного транспорта глюкозы.

Впервые с применением разработанного математического подхода определены в условиях хронического опыта значения «истинных» кинетических констант мембранного гидролиза и всасывания дипептидов (глицилглицин и глицил-Ь-лейцин) и составляющих их аминокислот (глицин и лейцин), что позволило количественно оценить относительную роль «аминокислотной» и «пептидной» составляющих во всасывании каждого из этих дипептидов в широком диапазоне их концентраций.

В опытах с перевязкой желчного протока у крыс и панкреатического протока у кроликов впервые показано повышение активного транспорта свободной глюкозы в дистальных отделах тонкой кишки у крыс и в ее проксимальных отделах у кроликов. После перевязки панкреатического протока у кроликов отсутствовали заметные изменения в активном транспорте глюкозы, образующейся при мембранном гидролизе крахмала.

Повышение активного транспорта глюкозы в указанных отделах тонкой кишки обеспечивает сохранение высокой эффективности работы пищеварительно-всасывательного конвейера в отношении углеводных полимеров при снижении темпов полостного пищеварения вследствие недостаточности панкреатических ферментов.

Впервые исследована динамика развития адаптивных изменений гидролиза и всасывания различных субстратов в изолированном участке тонкой кишки крыс в хронических опытах при белковой депривации животных в течение двух недель. Обнаружены разнонаправленные изменения всасывания глюкозы, глицина и глицилглицина на разных сроках безбелкового рациона. Несмотря на то, что в некоторые сроки эти показатели снижаются, их уровень остается довольно высоким, что играет жизненно важную роль при возобновлении кормления.

ТЕОРЕТИЧЕСКОЕ И ПРАКТИЧЕСКОЕ ЗНАЧЕНИЕ РАБОТЫ.

Результаты данной работы вносят существенный вклад в развитие современных представлений о механизмах транспорта глюкозы, аминокислот и дипептидов в тонкой кишке млекопитающих в физиологических условиях. Полученные результаты показывают, что парацеллюлярный перенос на потоке воды, рассматривавшийся некоторыми исследователями как основной механизм всасывания глюкозы в тонкой кишке при высоких углеводных нагрузках, в этих условиях не играет заметной роли. Наши данные свидетельствуют о том, что основным механизмом всасывания глюкозы является ее активный транспорт, опосредованный 8СЬТ1, тогда как роль облегченной диффузии с участием ОЬиТ2 становится существенной лишь при высоких углеводных нагрузках. Согласно результатам нашей работы, относительный вклад «пептидной» и «аминокислотной» составляющих во всасывание дипептидов в физиологических условиях определяется соотношением кинетических параметров мембранного гидролиза и мембранного транспорта конкретного дипептида.

Представленные результаты способствуют более глубокому пониманию путей и механизмов адаптивной регуляции всасывания нутриентов при действии различных люминальных и эндогенных факторов. Раскрыты особенности влияния наркоза и операционной травмы, присущих острым опытам in vivo, на всасывание нутриентов. Показано, что наркоз влияет на проницаемость преэпителиального слоя тонкой кишки и на величину максимальной скорости активного транспорта глюкозы. Данные о реакции гидролитических и транспортных систем тонкой кишки на полное голодание и безбелковое питание предполагают участие эндогенных факторов, сопутствующих этим состояниям, в регуляции процессов всасывания продуктов гидролиза белков и углеводов. Показано сохранение или повышение способности тонкой кишки к всасыванию основных пищевых веществ в условиях полного голодания или содержания крыс на высокоуглеводном безбелковом рационе, что, по-видимому, играет важную роль в обеспечении эффективного всасывания эндогенных субстратов, поступающих в тонкую кишку в составе пищеварительных соков и слущиваемого эпителия, а также всасывания основных компонентов пищи при возобновлении питания. Проанализированы особенности изменения активного транспорта глюкозы в тонкой кишке после перевязки желчного протока у крыс и панкреатического протока у кроликов. Полученные данные позволяют полагать, что повышение активного транспорта глюкозы в дистальных отделах тонкой кишки у крыс и в ее проксимальных отделах у кроликов направлено на сохранение эффективного всасывания глюкозы, образующейся при гидролизе углеводных полимеров, в условиях снижения темпов полостного пищеварения вследствие исключения желчи и панкреатического секрета.

Результаты экспериментального исследования различных механизмов всасывания глюкозы, а также механизмов гидролиза и всасывания дипептидов и аминокислот, могут иметь значение для совершенствования методов энтерального и парентерального питания, а также для оценки механизмов действия лекарственных веществ олигопептидной природы.

Результаты исследования субстратной регуляции всасывания в изолированном участке тонкой кишки крыс в условиях хронического опыта способствуют пониманию механизмов адаптивных перестроек тонкой кишки после хирургических вмешательств и могут быть полезны при разработке диетического питания в постоперационном периоде.

Данные о реакции всасывания свободной глюкозы и глюкозы, образующейся при гидролизе углеводов различной степени полимерности, на исключение желчи или панкреатического секрета расширяют представления о механизмах адаптивных перестроек тонкой кишки при недостаточности полостного пищеварения (в частности, при недостаточности панкреатической а-амилазы) и могут быть полезны для разработки лечебных диет при указанной патологии.

Исследование изменений функциональных характеристик изолированного участка тонкой кишки в хронических опытах, а также изменений функциональных характеристик препаратов тонкой кишки в опытах in vitro на фоне полного голодания или безбелкового питания, имеет практическое значение для разработки лечебных диет, обеспечивающих оптимальный рефидинг - переход от состояния голодания (лечебного или вынужденного) к нормальному питанию.

Математические подходы, позволяющие оценить проницаемость преэпителиального слоя тонкой кишки и, с ее учетом, «истинные» кинетические константы мембранного гидролиза и всасывания субстратов, могут найти применение при анализе результатов перфузионных исследований in vivo на животных и на человеке.

Данные, полученные в работе, могут быть использованы в курсах лекций по физиологии и биохимии.

ОСНОВНЫЕ ПОЛОЖЕНИЯ, ВЫНОСИМЫЕ НА ЗАЩИТУ

1. Парацеллюлярный перенос на потоке воды не играет существенной роли во всасывании глюкозы в тонкой кишке при высоких углеводных нагрузках.

2. Транспорт глюкозы, опосредованный котранспортером натрия и глюкозы 8СЬТ1, является основным механизмом всасывания этого моносахарида в тонкой кишке, тогда как облегченная диффузии с участием ОЬиТ2 играет заметную роль лишь при высоких углеводных нагрузках.

3. Высокие скорости всасывания глюкозы в тонкой кишке в физиологических условиях обеспечиваются главным образом благодаря большой мощности системы вторичного активного транспорта глюкозы и высокой проницаемости преэпителиального слоя тонкой кишки.

4. Сохранение высокой эффективности функционироваания пищеварительно-всасывательного конвейера тонкой кишки в отношении углеводов при недостаточности полостного пищеварения (в частности, при недостаточности панкреатической а-амилазы) обеспечивается за счет повышения способности кишечного эпителия к активному транспорту глюкозы.

5. Сохранение или повышение способности тонкой кишки к всасыванию основных пищевых веществ (глюкоза, аминокислоты, дипептиды) в условиях полного голодания или безбелкового питания может обеспечиваться действием эндогенных (гормональных) факторов и способствовать эффективному всасыванию этих субстратов, поступающих в тонкую кишку в составе пищеварительных соков и слущиваемого эпителия, а также всасыванию основных компонентов пищи при возобновлении питания.

АПРОБАЦИЯ ДИССЕРТАЦИОННОГО МАТЕРИАЛА. Материалы работы доложены на II международной конференции «Средства математического моделирования» (Санкт-Петербург, 1999); 1-У Всероссийских конференциях с международным участием «Механизмы функционирования висцеральных систем» (Санкт-Петербург, 1999, 2001, 2003, 2005, 2007 гг.); IV, VI, VIII Международных конгрессах «Парентеральное и энтеральное питание» (Москва, 2000, 2002, 2004 гг.); XIX Съезде физиологического общества им. И.П. Павлова (Екатеринбург, 2004); XXXV Международном конгрессе физиологических наук (San Diego, USA, 2005); I Съезде физиологов СНГ (Сочи, Дагомыс, 2005); Всероссийской конференции с международным участием «Актуальные проблемы пищеварения и питания» (Санкт-Петербург, 2006); Международном симпозиуме «XXI Meeting European Intestinal Transport Group. March 3-6, 2007. Oberwiesenthal, Germany).

ПУБЛИКАЦИИ

По теме диссертации опубликованы 52 работы, включая 27 статей в рецензируемых научных журналах, определенных ВАК РФ.

СТРУКТУРА ДИССЕРТАЦИИ

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания методов исследования, трех глав собственных экспериментальных исследований и их обсуждения, общего заключения, выводов и списка цитированной литературы. Диссертация изложена на 283 страницах, содержит 35 рисунков и 8 таблиц.

Заключение диссертации по теме «Физиология», Громова, Людмила Викторовна

ВЫВОДЫ

1. Высокие скорости гидролиза мальтозы и всасывания образующейся глюкозы в тонкой кишке крыс в диапазоне высоких концентраций субстрата (50 - 200 мМ) наблюдаются при секреции воды в кишке в случае гиперосмолярных инфузатов и в отсутствие ее всасывания в случае гипоосмолярных инфузатов, что свидетельствует о незначительной роли парацеллюлярного механизма транспорта глюкозы в тонкой кишке млекопитающих при высоких углеводных нагрузках.

2. Флоретин, введенный со стороны слизистой оболочки тонкой кишки в хронических опытах in vivo, тормозит всасывание не только глюкозы и галактозы, но и глицина, а в опытах in vitro не влияет на аккумуляцию глюкозы в ткани эвертированных мешков тонкой кишки, но снижает ее аккумуляцию в серозной жидкости. Подход, предусматривающий применение флоретина с мукозной стороны in vivo, завышает относительную роль ОЬиТ2-зависимого транспорта глюкозы через апикальную мембрану энтероцита. Основным механизмом всасывания глюкозы является ее транспорт, опосредованный SGLT1, тогда как облегченная диффузия с участием GLUT2 имеет существенное значение при высоких углеводных нагрузках.

3. Роль «пептидной» и «аминокислотной» составляющих во всасывании дипептидов определяется соотношением кинетических параметров мембранного гидролиза и мембранного транспорта конкретного дипептида. При относительно низких концентрациях (менее 40 мМ) глицилглицин и глицил-Ь-лейцин всасываются в тонкой кишке преимущественно в нерасщепленном виде. Однако при увеличении концентрации субстрата доля пептидного компонента снижается и может стать сопоставимой с долей всасывания свободных аминокислот, образующихся в результате мембранного гидролиза дипептидов.

4. В условиях хронического опыта (в отсутствие наркоза и операционной травмы) проницаемость преэпителиального слоя тонкой кишки, а также значение максимальной скорости активного транспорта глюкозы, многократно превышают значения этих параметров, определяемые в острых опытах in vivo на анестезированных животных.

5. После исключения из пищеварения желчи у крыс обнаружено расширение в дистальном направлении зоны интенсивного активного транспорта свободной глюкозы и глюкозы, образующейся при гидролизе мальтозы. После исключения из пищеварения панкреатических ферментов у кроликов повышается активный транспорт свободной глюкозы и глюкозы, образующейся при гидролизе мальтозы, в проксимальных отделах тонкой кишки и сохраняется на исходном уровне по всей длине тонкой кишки активный транспорт глюкозы, образующейся при гидролизе крахмала.

Повышение активного транспорта глюкозы в ответ на исключение желчи или панкреатического секрета, можно рассматривать как компенсаторную реакцию, обеспечивающую сохранение * высокой эффективности функционирования пищеварительно-всасывательного конвейера тонкой кишки в отношении углеводов при недостаточности полостного пищеварения (в частности, недостаточности панкреатической ос-амилазы).

6. Нагрузка изолированной петли тонкой кишки крыс растворами глютаминовой кислоты или глютамина более эффективна, по сравнению с нагрузкой глюкозой, в отношении замедления атрофии ее слизистой оболочки и сохранения на более высоком уровне гидролиза и всасывания дипептидов и аминокислот. Нагрузка раствором глюкозы в большей степени способствует поддержанию способности изолированной петли к всасыванию глюкозы. Эти результаты служат прямым подтверждением концепции локального субстратного регулирования всасывательной способности тонкой кишки.

7. Показано, что после полного голодания животных (3 и 5 дней) или после их содержания на высокоуглеводном безбелковом рационе (7 и 14 дней) на фоне снижения массы слизистой оболочки тонкой кишки крыс, сохраняется или даже повышается способность кишки к всасыванию глюкозы, галактозы и глицина, что способствует эффективному всасыванию эндогенных субстратов, поступающих в тонкую кишку в составе пищеварительных соков и слущиваемого эпителия, а также основных компонентов пищи при возобновлении питания.

8. На разных сроках содержания крыс на высокоуглеводном безбелковом рационе происходят разнонаправленные изменения скоростей всасывания глюкозы, глицина и глицилглицина в изолированной петле тонкой кишки в хроническом опыте. Эти данные свидетельствуют о чувствительности процессов всасывания, к действию эндогенных (гормональных) факторов, сопутствующих белковому голоданию.

5.3.5. Заключение

Содержание животных на безбелковом высококалорийном углеводном рационе в ряде отношений отличается от полного голодания. Для белковой депривации характерна меньшая потеря массы тела животных и большая

Рис. 5.8. Активности ферментов в гомогенатах слизистой оболочки изолированного (А) и функционирующего (Б) участков тонкой кишки крыс, содержавшихся на стандартном рационе (группа 2), или после содержания крыс в течение двух недель на высокоуглеводном безбелковом рационе (группа I).

По вертикали - ферментативные активности (мкмоль/мин на г ткани). Обозначения: 1 - стандартный рацион; 2 - высокоуглеводный безбелковый рацион. * Р<0.05, ** Р<0.01 (по сравнению с таковой у животных, содержавшихся на стандартном рационе). продолжительность их жизни. Так, по данным Moldawer et al. (1981), продолжительность жизни взрослых крыс при высококалорийной углеводной диете с пониженным содержанием белка увеличивалась до 28 суток против 9-10 суток при полном голодании, а масса тела животных в конце экспериментального периода снижалась на 23% против 40%, соответственно.

Этот факт объяснялся экономией эндогенного белка (главным образом, в сердечной и скелетных мышцах), который становится основным источником калорий, азота и незаменимых аминокислот при полном голодании (Moldawer et al., 1981; Goodman et al., 1984). В наших опытах при содержании крыс на высокоуглеводной безбелковой диете снижение массы тела животных также было относительно медленным. Оно составляло 5.5% в интервале 2-5 суток белкового голодания и возрастало до 13.3% на 14-е сутки, что было существенно меньше, чем у животных близкого возраста после полного голодания в течение 3-х и 5-и суток — соответственно около 20 и 27% (раздел 5.3.2). Это обстоятельство, а также более высокая (по сравнению с полным голоданием) продолжительность жизни животных, косвенно указывали на проявление в наших экспериментальных условиях эффекта экономии эндогенного белка организма.

Согласно данным Goodman et al. (1984), изменение массы тонкой кишки при голодании происходит в основном в течение первых 4-х суток и, по-видимому, не зависит от запаса в организме небелковых калорий. Эти данные были получены в опытах на растущих крысах, которые перед голоданием содержались на обычном рационе или на рационе с высоким содержанием жира. Однако данные, полученные нами на взрослых крысах с использованием высокоуглеводной безбелковой диеты (раздел 5.3.3), также согласуются с выводом Goodman et al., поскольку согласно этим данным наблюдалось снижение (на 30%) массы слизистой оболочки тонкой кишки на 7 сутки, но отсутствовали изменения этого показателя через 14 суток.

Интересно, что в настоящем исследовании масса слизистой оболочки изолированного участка кишки в конце периода белковой депривации оставалась на том же уровне, что и у контрольных животных, содержавшихся на стандартном рационе, но масса слизистой оболочки функционирующего (ниже анастомоза) участка кишки заметно снижалась. Близкая закономерность наблюдалась ранее в отношении массы слизистой и высоты ворсинок изолированного участка тонкой кишки при полном голодании (Волошенович и др., 1981). Этот феномен объяснялся существованием некоторого минимального уровня гипоплазии слизистой оболочки тонкой кишки. Вместе с тем показано, что при голодании происходит также снижение скорости синтеза белка в энтероцитах (McNurlan, Garlick, 1981). При условии сохранения или повышения скорости деградации белка это обстоятельство может быть причиной снижения удельной активности некоторых ферментов и мембранных транспортеров тонкой кишки.

Изменение всасывания глюкозы - главного углеводного компонента пищи — при безбелковом высокоуглеводном рационе отличается от изменения всасывания глюкозы при полном голодании. Так, при полном голодании всасывание глюкозы в расчете на единицу длины кцшки значительно снижается уже на вторые и третьи сутки (Волошенович и др., 1981; Karasov, Diamond, 1983), притом, что всасывательная способность энтероцитов может сохраняться (наши данные - раздел 5.3.2; Karasov, Diamond, 1983) или снижаться (Karasov, Diamond, 1983). Напротив, при белковом голодании (включая рационы с низким содержанием белка) на фоне высокоуглеводной диеты всасывание глюкозы в расчете на единицу длины кишки, а также всасывательная способность энтероцитов, сохраняются (Karasov et al., 1987) или возрастают (наши данные — раздел 5.3.3; Karasov, Diamond, 1983). Эти результаты, по-видимому, можно объяснить с позиции субстратного регулирования транспорта глюкозы в тонкой кишке. В настоящей работе в хронических опытах изолированный участок тонкой кишки, хотя и был лишен высокоуглеводной нагрузки, которую получал функционирующий участок, но все же ежедневно в течение 1 часа перфузировался раствором глюкозы с концентрацией 50 мМ (раздел

5.3.4). Поэтому можно было ожидать, что реакция в отношении всасывания глюкозы в изолированном участке кишки будет сходной с реакцией интактной тонкой кишки на фоне высокоуглеводной безбелковой диеты (наши данные - раздел 5.3.3). Действительно, в результате белковой депривации в изолированном участке тонкой кишки наблюдались разнонаправленные изменения скорости всасывания глюкозы относительно исходного уровня. Однако к концу экспериментального периода (на тринадцатые сутки) отмечалась тенденция к ее возвращению до исходного уровня. Отсутствие в хронических опытах в конце периода белковой депривации повышенного всасывания глюкозы в тонкой кишке, которое отмечалось нами в опытах in vitro (раздел 5.3.3), по-видимому, связано с более низким уровнем ежедневной глюкозной нагрузки на изолированный участок кишки по сравнению с длительным воздействием на тонкую кишку высокоуглеводной безбелковой диеты при нормальном пищеварении.

По сравнению с всасыванием свободной глюкозы существенно иным оказалось изменение в хронических опытах гидролиза мальтозы и всасывания образующейся глюкозы в изолированной кишечной петле. К концу вторых суток безбелковой диеты эти показатели не менялись, а на пятые сутки они значительно снижались и сохранялись на этом уровне до конца экспериментального периода. Факт снижения скорости гидролиза мальтозы в изолированном участке кишки после 5 суток безбелковой диеты согласуется с другими нашими данными, показывающими снижение активности мальтазы в гомогенатах слизистой оболочки из изолированного участка по окончании хронических опытов по белковой депривации. Неожиданным выглядит то обстоятельство, что динамика скорости всасывания образующейся глюкозы в изолированном участке кишки при белковом рационе по своему характеру соответствовала динамике скорости гидролиза мальтозы, а не динамике скорости всасывания свободной глюкозы. На первый взгляд, это не согласуется с представлением о том, что всасывание свободной глюкозы и глюкозы, образующейся при гидролизе мальтозы, обеспечивается общей транспортной системой (Громова, Груздков, 1999). Однако полученные данные находят удовлетворительное объяснение при учете особенностей геометрии кишечной поверхности. В те периоды, когда по каким-либо причинам снижена активность системы транспорта глюкозы в энтероцитах, ее эффективное гидролиз-зависимое всасывание обеспечивается благодаря тому, что глюкоза, образующаяся из мальтозы в апикальной части кишечных ворсинок проникает в более глубокие области межворсинчатого пространства и в значительной степени всасывается в энтероцитах латеральной поверхности ворсинок.

Изменение всасывания аминокислот в тонкой кишке при безбелковых диетах, а также при диетах с низким содержанием белка (3-5%), по своему характеру сходно с таковым при полном голодании (Kansal, Wahie, 1981; Karasov et al., 1987). Так, в большей части работ, охватывающих различные сроки белкового голодания животных, в опытах in vivo и in vitro показано сохранение или повышение всасывания аминокислот (в расчете на единицу длины кишки или на кв. см ее серозной поверхности) по отношению к всасыванию аминокислот у животных с нормальным питанием (Kansal, Wahie, 1981; Karasov et al., 1987). При этом всасывание аминокислот в расчете на г ткани кишки (которое в определенной степени характеризует всасывательную способность энтероцитов) возрастает (Kansal, Wahie, 1981; Karasov et al., 1987). Предполагается, что увеличение всасывательной способности энтероцитов при голодании способствует сохранению на достаточном уровне всасывания аминокислот в тонкой кишке в условиях значительного снижения ее массы. Вместе с тем при высокоуглеводном рационе с низким содержанием белкового компонента (4%) в виде незаменимых аминокислот наблюдалось сохранение этого эффекта только в отношении незаменимых аминокислот при снижении всасывания заменимых аминокислот (Karasov et al., 1987). Вполне вероятно, что длительное белковое голодание (более 14 суток) может приводить к неспецифическому снижению всасывания аминокислот в связи со значительной потерей веса животных и близостью их смерти (Karasov, Diamond, 1987).

Результаты настоящей работы в отношении всасывания глицина, полученные в опытах in vitro и в изолированной кишечной петле в хронических опытах, на фоне полного голодания и белковой депривации умеренной длительности согласуются с отмеченной выше основной закономерностью в отношении всасывания аминокислот при этих условиях. Так, всасывание глицина в эвертированных мешках тонкой кишки взрослых крыс увеличивалось через 3 и 5 суток полного голодания и через 14 суток после безбелкового высокоуглеводного рациона. Кроме того, несмотря на значительную вариабельность скорости всасывания глицина в изолированном участке тонкой кишки при белковой депривации, она не опускалась ниже исходной, а в некоторые периоды времени (на вторые, пятые и тринадцатые сутки) даже заметно превышала ее. В результате, средний уровень, относительно которого происходили изменения всасывания глицина при белковой деприваии был выше, чем при нормальном питании.

Хотя сведения о всасывании дипептидов при безбелковом рационе или при полном голодании немногочисленны, можно заметить сходство в изменении всасывания дипептидов и аминокислот. В частности, в наиболее ранних работах не обнаружено изменений во всасывании метионин-метионина в тонкой кишке крыс на фоне безбелковой диеты в течение 10 и 41 суток, а также глицил-Ь-лейцина в тонкой кишке человека при недостаточности белковых калорий в пище (Matthews, Payne, 1980). В недавней работе с использованием выделенных из тонкой кишки мРНК пептидного транспортера PepTl и самого транспортера PepTl показано повышение их плотности при полном голодании крыс в течение 4 суток, а также при полу голодании (50% пищи от контроля) в течение 10 суток (Ihara et al., 2000а). В отношении мембранных пептидаз отмечено повышение активности аминопептидазы М и дипептидилпептидазы в щеточной кайме крыс при полном голодании в течение пяти суток (Ihara et al., 2000b), но снижение аминопептидазы М и глицил-Ь-лейциндипептидазы при безбелковом высокоуглеводном рационе (Тимофеева и др., 1994).

Полученные нами данные в отношении гидролиза и всасывания глицилглицина в изолированном участке тонкой кишки при белковой депривации (раздел 5.3.4), а также всасывания глицина, образующегося при гидролизе глицилглицина, в эвертированных мешках тонкой кишки при полном голодании в течение 3 и 5 суток (раздел 5.3.2) в основном согласуются с описанными выше закономерностями всасывания дипептидов при аналогичных условиях. Активный транспорт глицина, образующегося при гидролизе глицилглицина, в эвертированных мешках тонкой кишки существенно возрастал через 3 и 5 суток полного голодания (раздел 5.3.2). Кроме того, в хронических опытах гидролиз и всасывание глицилглицина, хотя и испытывали разнонаправленные изменения на вторые и одиннадцатые сутки белкового голодания, на пятые, восьмые и тринадцатые сутки оба показателя возвращались к исходному уровню. Динамика гидролиза и всасывания глицилглицина в некоторых случаях была сходна с таковой для всасывания свободных глюкозы и глицина (в отношении повышения гидролиза и всасывания глицилглицина на вторые сутки и снижения этих показателей на одиннадцатые сутки). В других случаях она напоминала динамику гидролиза мальтозы и всасывания образующейся глюкозы (в отношении снижения гидролиза и всасывания глицилглицина на пятые сутки белковой депривации). Эти данные становятся понятными, если иметь в виду существование двух механизмов всасывания дипептидов в тонкой кишке: в виде аминокислот, образующихся при мембранном гидролизе дипептида, с использованием транспортеров аминокислот и в виде нерасщепленных дипептидов с использованием пептидных транспортеров (Мембранный гидролиз и транспорт., 1986; Адаптационно-компенсаторные процессы., 1991; Тимофеева и др., 2000; Громова, Груздков, 2003). Действительно, если активность мембранной глицилглициндипептидазы, как и мальтазы, снижалась на пятые сутки белковой депривации, то следовало ожидать снижения в данный период также гидролиза и всасывании глицилглицина. В пользу возможного падения активности этой дипептидазы в изолированном участке тонкой кишки при белковой депривации служит уменьшение в наших опытах активности аминопептидазы М в гомогенате слизистой оболочки изолированного участка кишки в результате потребления безбелкового рациона.

Заслуживает внимания различная по направленности реакция мембранных ферментов (мальтазы, щелочной фосфатазы и аминопептидазы М) в изолированном и функционирующем участках тонкой кишки на белковое голодание. Следует заметить, что обнаруженное нами снижение активности мальтазы, щелочной фосфатазы и аминопептидазы М в изолированном участке тонкой кишки хорошо согласуется с данными, полученными в отношении интактной тонкой кишки крыс после высокоуглеводного безбелкового рациона в течение 7 и 14 суток (Тимофеева и др., 1994) и, по-видимому, объясняется снижением концентрации этих ферментов в энтероцитах вследствие снижения скоростей их- синтеза. Отсутствие такого эффекта в отношении функционирующего участка кишки в наших опытах возможно связано с его гиперфункционированием.

Рассматривая наши данные по динамике гидролиза и всасывания нутриентов в изолированном участке тонкой кишки в совокупности, можно заметить довольно неоднозначные изменения всасывания глюкозы и глицина, а также гидролиза и всасывания глицилглицина на разных сроках высокоуглеводного безбелкового рациона. Это обстоятельство дополняет перечень тех факторов, которые могут являться причиной противоречий в результатах разных авторов. Обращает на себя внимание также то, что изменения во всасывании глюкозы и глицина имели место в одни и те же периоды времени. Это позволяет думать, что они обусловлены действием общих эндогенных факторов, в частности тех, которые определяют перестройки функциональных характеристик тонкой кишки при белковой депривации.

Вместе с тем при белковой депривации только на одном сроке (через 5 суток после перевода на безбелковую диету) наблюдалось снижение мембранного гидролиза мальтозы и всасывания образующейся глюкозы. Эти процессы, по-видимому, устойчивы к действию некоторых эндогенных факторов, сопутствующих белковому голоданию.

Важным результатом нашего исследования является выявление того факта, что в конце двухнедельной белковой депривации мембранный гидролиз с участием мальтазы, аминопептидазы М и щелочной фосфатазы, а также гидролиз-зависимое всасывание образующихся продуктов (например, глюкозы, образующейся из мальтозы), были сниженными при том, что всасывание свободных глюкозы, глицина и глицилглицина сохранялось или повышалось.

Сохранение или повышение способности тонкой кишки к всасыванию основных нутриентов в условиях полного голодания и белковой депривации, по-видимому, играет важную роль в обеспечении эффективного всасывания эндогенных субстратов, поступающих в тонкую кишку в составе пищеварительных соков и слущиваемого эпителия, а также всасывания основных компонентов пищи при возобновлении питания.

Глава 6. Общее заключение

Эффективная работа пищеварительного аппарата млекопитающих обеспечивается как высокой скоростью протекания процессов пищеварения и всасывания, так и его способностью адаптироваться к изменению количества и качественного состава потребляемой пищи, а также к изменению функционального состояния организма.

В последние десятилетия получен обширный экспериментальный материал в отношении механизмов и регуляции гидролитических и транспортных процессов в тонкой кишке млекопитающих. Однако многие аспекты этой проблемы, касающиеся, в частности, процессов всасывания, до сих пор слабо изучены, а некоторые устоявшиеся представления подвергаются существенному пересмотру.

Проведенная нами работа позволила прояснить ряд спорных вопросов в отношении роли различных механизмов всасывания продуктов гидролиза белков и углеводов в тонкой кишке и приблизиться к пониманию некоторых недостаточно изученных аспектов адаптации процессов гидролиза и всасывания нутриентов к действию люминальных и эндогенных факторов.

При исследовании многих из указанных вопросов наиболее адекватной и плодотворной оказалась методика перфузии пищевыми субстратами изолированного участка тонкой кишки в условиях хронического опыта (Уголев, Зарипов, 1979; Уголев и др., 1984, 19866). Она позволяет проводить эксперименты в отсутствие наркоза и операционной травмы, которые существенно ухудшают функциональные г характеристики тонкой кишки. В некоторых случаях особенно важна возможность проведения многократных опытов на одном и том же животном. Кроме того, при использовании методики хронического эксперимента создаются благоприятные условия для изучения как прямого действия субстратных нагрузок, так и опосредованного эндогенными факторами. Для анализа экспериментальных результатов ключевое значение имели также разработанные нами математические подходы, позволившие объективно оценить «истинные» (с учетом влияния преэпителиального слоя) кинетические параметры гидролиза и всасывания нутриентов в тонкой кишке в условиях хронического опыта.

6.1. Механизмы всасывания продуктов гидролиза белков и углеводов в тонкой кишке в физиологических условиях

Парацеллюлярный транспорт глюкозы. Как было отмечено в обзоре литературы (раздел 1.2.4), в конце 80-х годов была выдвинута гипотеза о том, что в физиологических условиях при высоких концентрациях глюкозы ее всасывание происходит главным образом путем парацеллюлярного переноса через плотные межклеточные контакты на потоке всасывающейся воды (Pappenheimer, Reiss, 1987; Pappenheimer, 2001). При этом транспорт, опосредованный SGLT1, играет лишь роль запускающего механизма. Считалось, что этот механизм особенно эффективен в отношении всасывания глюкозы, образующейся при мембранном гидролизе олигосахаридов (Pappenheimer, 1993).

В наших предшествующих исследованиях было показано, что при относительно низких концентрациях глюкозы (< 75 мМ) на долю парацеллюлярного компонента транспорта приходится не более 15% суммарного всасывания глюкозы в тонкой кишке (Громова, Груздков, 1993, 1999; Уголев и др., 1995).

Однако можно было ожидать, что роль парацеллюлярного механизма во всасывании нутриентов, в частности глюкозы, в наибольшей степени будет проявляться в диапазоне высоких и супервысоких концентраций субстрата, когда должно происходить насыщение соответствующих систем его активного транспорта. Для выяснения этого вопроса требовались данные о взаимоотношении скорости всасывания глюкозы и скорости (а также направления) трансэпителиального потока воды при высоких концентрациях углеводов. Такие данные в отношении всасывания глюкозы, образующейся при гидролизе мальтозы, и всасывания воды в тонкой кишке крыс в хронических опытах впервые получены были в настоящей работе.

В наших опытах обнаружено, что в диапазоне больших концентраций мальтозы (50-200 мМ) высокие скорости гидролиза мальтозы и всасывания образующейся глюкозы наблюдаются не только в отсутствие результирующего трансэпителиального потока воды (в случае практически изоосмолярных инфузатов), но даже на фоне секреции воды (в случае гиперосмолярных инфузатов).

Отсутствие результирующего всасывания воды в изолированной петле тонкой кишки при ее перфузии изоосмолярными растворами с высокой концентрацией мальтозы, по-видимому, связано с тем, что всасывание воды, сопряженное с всасыванием образующейся глюкозы, стабилизируется, когда система активного транспорта глюкозы приближается к насыщению. В то же время возрастает поток воды, идущий в противоположном направлении из-за повышения осмолярности в премембранной зоне за счет увеличения концентрации глюкозы, образующейся из мальтозы.

Таким образом, механизм парацеллюлярного переноса на потоке растворителя, будучи малоэффективным в диапазоне низких концентраций глюкозы, практически полностью теряет свою эффективность при ее высоких и супервысоких концентрациях. Эти результаты позволяют завершить дискуссию о преимущественной роли этого механизма во всасывании углеводов и, возможно, других пищевых веществ в тонкой кишке млекопитающих.

Облегченная диффузия глюкозы с участием транспортера

GLUT2. Как было упомянуто выше (раздел 1.2.5), в начале текущего десятилетия группа английских физиологов обнаружила, что транспортер глюкозы GLUT2, обеспечивающий выход глюкозы из энтероцитов через базолатеральную мембрану (Cheeseman, Harley, 1991; Cheeseman, 1992), при высокой концентрации глюкозы на всасывательной поверхности тонкой кишки способен быстро и в значительном количестве встраиваться в их апикальную мембрану энтероцитов и, наряду с транспортером SGLT1, участвовать в переносе глюкозы через эту мембрану. Предполагается, что в этих условиях, на фоне насыщения транспортера SGLT1, облегченная диффузия, опосредованная GLUT2, становится доминирующим механизмом транспорта глюкозы через апикальную мембрану энтероцита (Kellett, 2001; Kellett, Brot-Laroche, 2005).

Поскольку экспериментальную основу гипотезы составляли данные, полученные в острых опытах in vivo, то есть в условиях, далеких от физиологических вследствие влияния наркоза и операционной травмы на функциональные характеристики тонкой кишки, казалось целесообразным проанализировать эту гипотезу в условиях хронического эксперимента на неанестезированных животных.

Результаты, полученные нами в хронических опытах, в ряде аспектов хорошо согласуются с данными других исследователей, полученными на анестезированных животных (Kellett, 2001; Au et al., 2003; Shepherd et al., 2004). В частности, мы обнаружили торможение флоретином (ингибитор GLUT2) всасывания глюкозы и галактозы в изолированной петле тонкой кишки крыс. Кроме того, данные, полученные в совместной работе с Я.Ю. Комиссарчиком и сотрудниками (Институт цитологии РАН) с применением иммуноцитохимического анализа, свидетельствовали о наличии меток к транспортеру GLUT2 и протеинкиназе С в области микроворсинок (в случае электронной микроскопии) и об увеличении плотности метки к GLUT2 в апикальной части кишечных клеток (в случае конфокальной микроскопии) после нагрузки изолированного участка тонкой кишки раствором глюкозы (75 мМ).

Вместе с тем мы получили также данные, которые плохо согласуются с упомянутой гипотезой. Так, мы не наблюдали ингибирования всасывания галактозы (50 мМ) в изолированной петле тонкой кишки в присутствии в инфузате 2-дезокси-0-глюкозы (50 мМ) - специфического субстрата для GLUT2. Кроме того, вопреки нашим ожиданиям, всасывание 2-дезокси-Т)-глюкозы (5 мМ) лишь незначительно возрастало после нагрузки изолированной кишечной петли в течение 40 мин раствором глюкозы (75 мМ).

Наличие этих противоречий позволяло предположить, что торможение флоретином всасывания глюкозы in vivo может быть обусловлено, по крайней мере частично, тем, что этот ингибитор способен / проникать в межклеточное пространство и препятствовать выходу глюкозы из энтероцитов через базолатеральную мембрану, что, в конечном счете, тоже должно приводить к снижению всасывания глюкозы в изолированной кишечной петле.

Для проверки этого предположения в опытах in vitro мы исследовали влияние флоретина и флоридзина, примененных с мукозной стороны, на транспорт глюкозы в эвертированных мешках тонкой кишки крыс. Оказалось, что в этих условиях флоретин, в отличие от флоридзина, действительно может тормозить выход глюкозы из энтероцитов. Кроме того, обнаружено, что флоретин способен неспецифически снижать всасывание глицина в изолированной петле в хронических опытах и активность ряда пищеварительных ферментов в гомогенатах слизистой оболочки тонкой кишки.

Таким образом, в целом результаты наших исследований подтверждают факт участия транспортера GLUT2 в переносе глюкозы через апикальную мембрану энтероцитов in vivo при повышенных углеводных нагрузках. В то же время они свидетельствуют о том, что используемый рядом исследователей подход, основанный на ингибировании флоретином всасывания глюкозы в тонкой кишке in vivo, скорее всего дает завышенную оценку вклада облегченной диффузии с участием транспортера GLUT2 (и, соответственно, заниженную оценку вклада активного транспорта с участием SGLT1) в общее всасывание глюкозы. Поэтому представление о преобладающей роли облегченной диффузии с участием транспортера GLUT2 во всасывании глюкозы в тонкой кишке (Kellett, 2001; Kellett, Brot-Laroche, 2005), согласно нашим данным, далеко не бесспорно.

Пептидный транспорт. До начала нашей работы оставался дискуссионным и вопрос об относительной роли двух механизмов всасывания малых пептидов (три- и дипептиды) в тонкой кишке млекопитающих: 1) в виде аминокислот, образующихся при мембранном гидролизе пептидов, с участием аминокислотных транспортеров; 2) в интактном (нерасщепленном) виде с участием пептидных транспортеров (обзоры: Adibi, 1975, 1997, 2003; Matthews, Payne, 1980; Matthews, 1987; Grimble, Silk, 1989; Тимофеева и др., 2000; Shimakura et al., 2006; Sala-Rabanal et al.,2006; Thwaites, Anderson, 2007b). Поскольку малые пептиды в значительном количестве образуются в полости желудочно-кишечного тракта в процессе полостного и мембранного гидролиза белков, выяснение этого вопроса важно для понимания механизмов их ассимиляции в организме млекопитающих. Доминировала точка зрения о всасывании малых пептидов преимущественно в интактном виде с участием пептидного транспортера.

Однако существовавшие до сих пор оценки в отношении роли пептидной составляющей базировались в основном на данных острых опытов in vivo. В связи с этим представлялось целесообразным провести соответствующие исследования в условиях хронического опыта. Кроме того, мы разработали и применили математические подходы, позволившие получить оценку «истинных» кинетических констант всасывания аминокислот и гидролиза и всасывания дипептидов, в том числе для пептидной составляющей. В итоге был проанализирован вклад пептидной составляющей во всасывание дипептидов в широком диапазоне концентраций субстратов.

К сожалению, оказалось весьма затруднительно сопоставлять определенные нами значения «истинных» Kt для всасывания свободных аминокислот или дипептидов в интактном виде с данными других авторов, полученными в опытах in vivo (Matthews et al., 1968; обзор: Matthews, Payne, 1980), поскольку в них определялись «кажущиеся» значения константы Михаэлиса (Kt*), которые, как правило, существенно больше «истинных». Вместе с тем наши данные достаточно близки к некоторым данным, полученным в опытах in vitro, в которых погрешность, обусловленная влиянием преэпителиального слоя, значительно меньше (Matthews, Payne, 1980). Для глицилсаркозина после коррекции «кажущейся» Kt (7.6 мМ) значение «истинной» Kt составило 6 мМ. Рассчитанные в наших опытах значения Kt для мембранного транспорта глицилглицина и глицил-Ь-лейцина (соответственно 4.4 и 4.8 мМ) хорошо согласуются с этим значением.

Согласно нашим расчетам, доля «пептидного» компонента в суммарном всасывании глицилглицина оказалась относительно постоянной (77.0 - 80.0 %) во всем диапазоне исходных концентраций этого дипептида (2.5 - 40 мМ). При этом около 70% дипептида расщеплялось внутриклеточно, а 30% - в результате мембранного гидролиза. Однако в случае глицил-Ь-лейцина при увеличении исходной концентрации дипептида с 5 до 40 мМ доля «пептидного» компонента в результирующем всасывании глицина снижалась с 89.4 до 83.7 %, а лейцина - с 86.0 до 71.2 %. При этом доля внутриклеточного гидролиза глицил-Ь-лейцина снижалась с 83.1 до 62.9 %. Соответственно, до 37.1% возрастала доля мембранного гидролиза этого дипептида. Зависимость доли «пептидного» компонента от концентрации субстрата в случае глицил-Ь-лейцина вероятно обусловлена довольно высоким значением Кт для мембранного гидролиза этого дипептида (37.3 мМ) по сравнению со значением Kt его мембранного транспорта в интактном виде (4.8 мМ).

Таким образом, результаты хронических экспериментов показали, что в условиях, близких к физиологическим, при относительно невысоких концентрациях субстратов (менее 40 мМ) пептидный компонент преобладает во всасывании исследованных дипептидов в тонкой кишке, что согласуется с данными, полученными ранее в условиях анестезии (обзор: Matthews, Payne, 1980). Вместе с тем роль «пептидного» компонента зависит от величины и соотношения кинетических параметров мембранного гидролиза и мембранного транспорта конкретного дипептида в интактном виде. В диапазоне высоких концентраций субстрата «пептидный» транспорт может достигать насыщения и его доля существенно снижаться, становясь сопоставимой с всасыванием свободных аминокислот, образующихся в результате мембранного гидролиза дипептидов.

6.2. Участие люмииальных факторов в регуляции гидролитических и транспортных процессов в тонкой кишке

Субстратное регулирование всасывания нутриентов в изолированном участке тонкой кишки в хронических опытах. Как неоднократно отмечалось выше, прямое субстратное регулирование играет существенную роль в адаптивных перестройках систем, осуществляющих мембранный гидролиз и всасывание пищевых веществ в тонкой кишке. Однако, концепция субстратного регулирования базируется в основном на экспериментах, в которых об изменении концентрации субстратов можно судить весьма приблизительно. Методика хронических экспериментов обеспечивает возможность контроля концентрации субстрата в изолированной участке кишки.

В настоящей работе сопоставлялось влияние на функциональные характеристики изолированного участка тонкой кишки двух субстратных нагрузок (почти ежедневно в течение 1 ч): 1) раствором глюкозы, как в оригинальной методике, и 2) раствором глютаминовой кислоты или глютамина. Выбор в качестве регулярной субстратной нагрузки глютамина был обусловлен тем, что его присутствие в смесях для энтерального и парентерального питания положительно влияет на структурные и функциональные показатели слизистой оболочки тонкой кишки (Grimble, Silk, 1989; Salloum et al., 1991; Inoue et al., 1993; Rhoads et al., 1997; Souba, 1997; Reeds et al., 2000; Coeffier et al., 2003; Jiang et al.,2006). Ожидалось, что применение в качестве регулярной субстратной нагрузки для изолированного участка кишки глютаминовой кислоты, как первоисточника глютамина, тоже окажется более эффективным в отношении замедления его атрофии по сравнению с нагрузкой глюкозой.

Полученные нами данные показали, что ежедневная энтеральная нагрузка изолированной петли глютаминовой кислотой или глютамином, по сравнению с нагрузкой глюкозой, в большей степени способствует поддержанию в нем массы слизистой. Кроме того, в случае нагрузки глютаминовой кислотой по сравнению с нагрузкой глюкозой, наблюдались существенно большие скорости всасывания глицина, глицилглицина и глутаминовой кислоты в изолированной кишечной петле на фоне незначительного снижения всасывания глюкозы. Причем изменения во всасывании глицилглицина, глицина и глютаминовой кислоты происходили как за счет изменения массы слизистой в расчете на см2 площади всасывательной поверхности, так и за счет изменения способности энтероцитов к активному транспорту.

В наших опытах было обнаружено также неспецифическое действие нагрузки глютамином на активности ряда пищеварительных ферментов и концентрацию белка в изолированном участке кишки. После его нагрузки глютамином (по сравнению с нагрузкой глюкозой) отмечались снижение в этом участке кишки активности щелочной фосфатазы, аминопептидазы М и мальтазы, а также концентрации белка.

В целом, полученные в хронических опытах данные свидетельствуют об изменении транспортных характеристик изолированного участка тонкой кишки в соответствии с локальной субстратной нагрузкой и служат прямым доказательством концепции субстратного регулирования.

Участие желчи и панкреатического секрета в регуляции всасывания продуктов гидролиза углеводов в тонкой кишке.

Экспериментальные факты свидетельствуют об участии пищеварительных секретов в изменении гидролитических и транспортных активностей энтероцитов, а также численности клеточной популяции (Уголев, 1972, 1978; Karasov, Diamond, 1983, 1987; Адаптационно-компенсаторные процессы., 1991). Однако эти факты довольно противоречивы: Кроме того, ранее исследовалось, как правило, одновременное действие желчи и панкреатического секрета. В настоящей работе предпринята попытка выяснить, каким образом каждый из этих факторов влияет на всасывание углеводов в тонкой кишке. С этой целью изучался активный транспорт свободной глюкозы и глюкозы, входящей в состав углеводов различной степени полимерности (крахмал, мальтоза) в препаратах тонкой кишки in vitro через 7 и 14 дней после перевязки общего желчного протока у крыс или панкреатического протока у кроликов.

Полученные результаты показали, что при исключении желчи у крыс происходит расширение зоны интенсивного активного транспорта глюкозы в тонкой кишке в дистальном направлении, а при исключении панкреатической секреции у кроликов - повышение активного транспорта глюкозы в передних отделах тонкой кишки, где он обычно невелик. Обращало на себя внимание также то, что активный транспорт глюкозы, образующейся при гидролизе мальтозы, в этих отделах кишечника тоже возрастал, хотя и в меньшей степени, чем активный транспорт свободной глюкозы. Более того, после выключения панкреатической секреции у кроликов отмечалось сохранение на прежнем уровне (как в контроле, у интактных животных) активного транспорта глюкозы, образующейся при гидролизе крахмала. Важно отметить, что эти закономерности, по крайней мере на первом сроке (через 7 дней), проявлялись при отсутствии повышения активности собственно кишечных мембранных ферментов: мальтазы и у-амилазы.

После исключения желчи и, в особенности, панкреатического секрета (панкреатических ферментов) в результате снижения а-амилазной активности следует ожидать снижения темпов полостного и мембранного пищеварения сложных углеводов, что влечет за собой снижение локальных концентраций продуктов полостного и мембранного гидролиза в тонкой кишке, в том числе концентрации глюкозы. Поэтому увеличение активного транспорта глюкозы в резервной зоне у крыс после выключения секреции желчи и в передних отделах тонкой кишки у кроликов после выключения панкреатической секреции, по-видимому, следует рассматривать как компенсаторную реакцию, направленную на поддержание на достаточно высоком уровне активного транспорта этого важного в энергетическом отношении моносахарида при его низких концентрациях в тонкой кишке.

6.3. Участие эндогенных факторов в регуляции гидролитических и транспортных процессов в тонкой кишке

Действие наркоза на гидролиз и всасывание нутриентов.

Проведенное исследование позволило существенным образом продвинуться в понимании путей и механизмов действия таких факторов как наркоз и операционная травма (сопутствующих острым опытам т vivo) на интенсивность протекания гидролитических и транспортных процессов в тонкой кишке. Выяснение этого вопроса тесно связано с решением другой важной проблемы, касающейся выявления факторов, участвующих в быстрой регуляции гидролиза и всасывания пищевых веществ в тонкой кишке и определяющих их высокую эффективность при физиологических условиях.

Проведенный нами анализ действия наркоза базировался на результатах двух циклов экспериментов. В первом цикле опытов мы сопоставили «истинные» (с учетом влияния проницаемости преэпителиального слоя) кинетические параметры гидролиза мальтозы и всасывания глюкозы, определенные нами в тонкой кишке крыс в хронических опытах, с данными других авторов, полученными в острых опытах in vivo. При оценке «истинных» кинетических констант применялся разработанный нами математический подход, благодаря которому по результатам одной или двух (в случае глюкозы) серий хронических опытов удалось получить объективную количественную оценку как диффузионной проницаемости преэпителиального слоя, так и значений кинетических констант гидролиза мальтозы и всасывания глюкозы.

По порядку величины определенные нами значения эффективной толщины неперемешиваемого водного слоя (около 40 мкм) оказались близкими результатам, полученным нами с помощью несколько иного подхода в предшествующих исследованиях (около 40 мкм) (Груздков, Громова, 1995; Громова, Груздков, 1999), а также значениям, определенным другими авторами в опытах на неанестезированных животных (около 40 мкм) (Strocchi, Levitt, 1991) или в исследованиях на людях (10 — 35 мкм) (Levitt et al., 1992; Pappenheimer, 2001). Однако эти значения были существенно ниже величин, определенных в острых опытах in vivo (Winne, 1973, Thomson, Dietschy, 1980; Westegaard et al., 1986). Эти данные свидетельствуют о том, что более высокие скорости гидролиза и всасывания нутриентов в тонкой кишке в хронических опытах по сравнению с острыми опытами in vivo могут быть обусловлены значительно лучшей проницаемостью преэпителиального слоя тонкой кишки вследствие отсутствия наркоза и операционной травмы (Груздков, Громова, 1995; Levitt et al., 1996).

Большое значение имеет тот факт, что в случае активного транспорта глюкозы величина константы Михаэлиса (Kt) в хронических опытах (около 3.2 мМ), укладывается в диапазон значений, рассчитанных другими авторами по данным острых опытов in vivo с учетом влияния преэпителиального слоя (0.8 - 5.0 мМ) (Westergaard et al, 1986; Pappenheimer, 2001), тогда как значение максимальной скорости активного транспорта глюкозы, Jmax, в хронических опытах (0.73 мкмоль • мин"1 • см"1) примерно в 3 раза выше, чем в острых опытах in vivo, согласно сводке в

• 12 обзоре (Pappenheimer, 1990): 7.3±0.4 мкмоль • час" • см" , что в пересчете составляет примерно 0.24 мкмоль • мин'1 • см"1. • ,

Эти данные позволяют сделать вывод о том, что наркоз и операционная травма, присущие острым опытам in vivo, приводят не только к снижению проницаемости преэпителиального слоя и соответствующему снижению гидролиза мальтозы и всасывания глюкозы, но и оказывают прямое ингибирующее влияние на мощность системы активного транспорта глюкозы.

В следующем цикле хронических опытов при исследовании изменения всасывания глюкозы в тонкой кишке крыс в условиях наркоза (нембутал или пропофол) при более высокой исходной концентрации субстрата (75 мМ) были получены прямые доказательства в пользу этого вывода. В случае использования низкой исходной концентрации глюкозы (25 мМ), то есть в таком диапазоне, когда скорость ее всасывания примерно пропорциональна проницаемости преэпителиального слоя, наркоз меньше влиял на скорость всасывания глюкозы.

Важным итогом этого цикла работ явились данные о том, что наркоз незначительно влияет на мембранный гидролиз мальтозы, но существенно снижает всасывание многих активно транспортируемых пищевых веществ (глюкоза, глицин, глицилглицин), использующих специфические системы транспорта через апикальную мембрану энтероцитов. Эти данные позволили сделать вывод о том, что действие наркоза на мембранный гидролиз мальтозы, по-видимому, главным образом опосредуется его влиянием на проницаемость преэпителиального слоя тонкой кишки. В то же время действие наркоза на активный транспорт моносахаридов, аминокислот и дипептидов, по-видимому, неспецифично. Возможно, оно связано с влиянием наркоза на уровень энергетического обмена в кишечных клетках, который на его фоне снижается. Поскольку, по данным литературы, при наркозе происходит изменение общего кровотока в тонкой кишке, а также его перераспределение между слизистой оболочкой, подслизистой основой и мышечным слоем (Gumbleton et al., 1990; Colombato et al., 1991; Uhing, Kimura, 1995a), можно предположить, что эти изменения приводят к ухудшению обеспечения энтероцитов кислородом, необходимым для осуществления эффективного активного транспорта пищевых веществ. Нельзя исключить и другое объяснение, выдвинутое на основании теоретического анализа взаимосвязи между всасыванием глюкозы и кровотоком в капиллярах (Pappenheimer, Michael, 2003). Согласно результатам этого анализа, при наркозе ухудшается кровоток в капиллярах кишечных ворсинок и возрастает концентрация глюкозы в межклеточном пространстве, что затрудняет ее транспорт из энтероцитов через базолатеральную мембрану и, как следствие, снижает ее результирующий трансэпителиальный перенос.

Таким образом, полученные нами результаты в совокупности с данными литературы позволяет думать, что одним из важных факторов, обеспечивающих высокие скорости всасывания нутриентов в тонкой кишке в хронических опытах (то есть в отсутствие наркоза и операционной травмы), является, по-видимому, эффективное кровоснабжение слизистой оболочки тонкой кишки.

Влияние голодания на всасывание пищевых веществ в тонкой кишке. Изучение этой проблемы имеет большой теоретический интерес в связи с тем, что реакции систем всасывания на голодание отражают одновременное действие двух факторов: изменения со стороны люминальных субстратов и изменения со стороны системных (эндогенных) факторов, сопутствующих голоданию.

В последние десятилетия адаптация всасывания пищевых веществ к голоданию исследовалась довольно интенсивно, однако сведения, имеющиеся в литературе, весьма противоречивы. Возможно, это связано с тем, что в работах разных авторов использовались различные экспериментальные подходы, способы расчета и сроки голодания, а также животные разных возрастных групп и разные виды голодания (полное, частичное или преимущественно белковое) (обзор: Karasov, Diamond, 1983).

В настоящей работе сопоставлялись результаты, полученные при исследовании влияния голодания и безбелкового высокоуглеводного рациона на всасывание различных субстратов в препаратах тонкой кишки крыс в опытах in vitro, а также в хронических опытах in vivo, что позволило внести определенный вклад в решение этой проблемы.

При исследовании в опытах in vitro активного транспорта глюкозы или галактозы (использующей общую с глюкозой систему активного транспорта через апикальную мембрану энтероцитов) в тонкой кишке крыс отмечено повышение активного транспорта глюкозы (в расчете на длину препарата кишки) при белковом голодании (содержании животных в течение 7 и 14 суток на высокоуглеводном безбелковом рационе) и отсутствие изменений в активном транспорте галактозы при полном голодании в течение 3 и 5 суток; Эти данные позволили заключить, что в случае безбелкового высокоуглеводного рациона активный транспорт глюкозы регулируется в соответствии с уровнем углеводной нагрузки. Однако даже в отсутствие люминальной нагрузки (при полном голодании) активный транспорт глюкозы в энтероцитах сохраняется на довольно высоком уровне, что, по-видимому, обусловлено существованием эндогенного контроля. Вместе с тем в этих экспериментах было обнаружено, что активность транспортных систем энтероцитов в отношении аминокислот и дипептидов возрастает при обоих видах голодания. Это связано, вероятно, с тем, что в отсутствие экзогенного белка указанные субстраты, продолжающие поступать в полость тонкой кишки в составе пищеварительных соков и десквамируемого эпителия, более эффективно используются для питания организма.

Результаты, полученные нами при исследовании всасывания ряда пищевых субстратов в хронических опытах на крысах, содержавшихся на безбелковом высокоуглеводном рационе, в ряде случаев хорошо согласуются с данными, полученными нами в опытах in vitro. В частности, в конце 2-х недельного содержания крыс на безбелковом высокоуглеводном рационе мы наблюдали увеличение всасывания глицина и отсутствие существенных изменений во всасывании свободной глюкозы, что соответствует данным, полученным нами на аналогичном сроке при анализе активного транспорта указанных веществ в опытах in vitro.

Вместе с тем исследование временной динамики гидролиза и всасывания различных нутриентов показало сложную картину развития адаптационного процесса в отношении таких активно транспортируемых субстратов как глюкоза, глицин, глицилглицин. Оказалось, что всасывание каждого из них изменяется разнонаправлено на разных сроках голодания. Интересно, что гидролиз мальтозы и всасывание образующейся глюкозы изменялись только на пятые сутки белкового голодания. Эти результаты свидетельствуют об участии эндогенных факторов, сопутствующих голоданию, в регуляции процессов всасывания в данных условиях и относительной устойчивости к некоторым из этих факторов процессов мембранного гидролиза. Отсутствие сходных изменений во всасывании свободной глюкозы и глюкозы, образующейся при гидролизе мальтозы, по-видимому, связано с тем, что при всасывании «мальтозной» глюкозы лимитирующим звеном является мембранный гидролиз дисахарида.

Сложная зависимость всасывания глюкозы, глицина, гидролиза и всасывания глицилглицина в хронических опытах от сроков содержания животных на безбелковом высокоуглеводном рационе позволяет объяснить некоторые противоречия, существующие между результатами разных авторов.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Громова, Людмила Викторовна, 2008 год

1. Вазина A.A., Железная Л.А., Лазарев П.И. Результаты рентгенографии-ческого исследования слоя слизи тонкой кишки // Докл. АН СССР. 1984. Т. 274. № 2. С. 435-437.

2. Волошенович М.И., Мюле В., Зарипов Б.З., Маматахунов А.И., Уголев A.M. Структурные и функциональные перестройки тонкой кишки при голодании / Проблемы клинической и экспериментальной энтерологии. Л. 1981. С. 71-78.

3. Гальперин Ю.М., Лазарев П.И. Пищеварение и гомеостаз / М.: Наука, 1986. 304 с.

4. Грефнер Н.М., Громова Л.В., Комиссарчик Я.Ю. Структурные и иммунохимические изменения энтероцитов при всасывании глюкозы / III Всеросс. Конфер. «Механизмы функционирования висцеральных систем». С.-Пб. С.79-80. 2003.

5. Грефнер Н.М., Громова Л.В., Груздков A.A., Снигиревская Е.С., Комиссарчик Я.Ю. Структурный анализ роли облегченной диффузии в процессе всасывания глюкозы энтероцитами тонкой кишки крысы // Цитология. 2006. Т. 48. № 4. С. 355-363.

6. Громова Л.В. Всасывание углеводов в тонкой кишке крыс после перевязки желчного протока // Росс, физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 2001а. Т. 87. №2. С. 271-278.

7. Громова Л.В. Влияние голодания на всасывание пищевых веществ в тонкой кишке / «Организм и окружающая среда». М. Г -ГЦ РФ Ин-т медико-биологич. проблем РАН. 2003. С. 113-114.

8. Громова Л.В. Изменение функциональных характеристик тонкой кишки под действием наркоза. Научные труды I Съезда физиологов СНГ, Сочи, Дагомыс, 2005. Т. 1. С. 99.

9. Громова Л.В. Влияние флоретина и флоридзина на пищеварительно-всасывательные характеристики тонкой кишки // Журн. эволюц. биох. и физиологии. 2006а. Т. 42. № 4. С.365-370.

10. Громова Л.В. Влияние белкового голодания на гидролитические и транспортные характеристики тонкой кишки крыс в условиях хронического опыта// Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 20066. Т. 92. № 10. С. 12391249.

11. Gromova L.V. Functional analysis of the role of facilitative diffusion in glucose absorption from the small intestine in vivo. 21th Meeting of European Intestinal Transport Group, March 3-6, 2007, J. Physiol. Biochem. 2007. Vol. 63(1). P. 45.

12. Громова Jl.В., Груздков А. А. Относительная роль различных механизмов всасывания глюкозы в тонкой кишке при физиологических условиях // Физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 1993. Т. 79. № 6. С. 65-72.

13. Громова Л.В., Груздков А.А.) Gromova L.V., Gruzdkov А.А. Hydrolysis-dependent absorption of disaccharides in the rat small intestine (chronic experiments and mathematical modeling) // Gen. Physiol. Biophys. 1999. Vol. 18. No 2. P. 209-224.

14. Громова JI.B., Груздков A.A. Гидролиз мальтозы и всасывание глюкозы и воды при высоких концентрациях дисахарида в полости кишки // IV Международный конгресс «Парентеральное и энтеральное питание». Москва. 2000 г. С. 18.

15. Громова JI.B., Груздков A.A. Кинетический анализ всасывания глицина и глицилглицина в тонкой кишке крыс в условиях хронического опыта // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова 2003. Т. 89. № 2. С. 173-183.

16. Громова JI.B., Груздков A.A. Действие наркоза на гидролиз и всасывание пищевых веществ в тонкой кишке / «Механизмы функционирования висцеральных систем». Материалы IV Межд. конференции. С-Петербург, 2005а. С.75.

17. Громова JI.B., Груздков A.A. Действие флоретина на аккумуляцию глюкозы в препаратах тонкой кишки крыс in vitro. Тез. докл. V Сибир. физиол. Съезда, Томск. Бюлл. сибирской медицины, 20056. Т.4. Прилож. 1. С. 58-59.

18. Громова JI.B., Гусев С.А., Егорова В.В., Иезуитова H.H., Никитина A.A., Тимофеева Н.М., Цветкова В.А., Уголев A.M.

19. Ферментативнотранспортные системы эпителиальных клеток, стромы и мышечносерозного слоя тонкой кишки крыс // Докл. АН СССР, 1991а. Т. 317, №5, с. 1254-1257.

20. Громова JI.B., Такесуе Е., Уголев A.M. Влияние галактозы на всасывание в тонкой кишке свободной глюкозы и глюкозы, освобождающейся при гидролизе мальтозы и трегалозы // Докл. АН СССР. 1992. Т. 322, № 3. С. 607-609.

21. Громова JI.B., Гусев С.А., Иоффе МЛ., Уголев A.M. Некоторыеособенности всасывания в тонкой кишке двух гидролизатов казеина и эквивалентной смеси аминокислот//Физиол. ж. 1992. Т. 78. № 8. С. 56-64.

22. Громова JI.B., Кузнецов B.JL, Груздков A.A., Вершинина Е.А. Всасывание глюкозы и галактозы в тонкой кишке крыс in vivo // Физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 19966. Т. 82. № 3. С. 46-56.

23. Громова JI.B., Груздков Ал.А., Груздков A.A. Кинетические параметры гидролиза мальтозы и всасывания глюкозы в тонкой кишке крыс в хронических опытах // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 2002. Т. 88. №4. С. 510-518.

24. Громова JI.B., Грефнер Н.М., Груздков A.A., Комиссарчик Я.Ю. Оценка роли облегченной диффузии в транспорте глюкозы через апикальную мембрану энтероцита // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 2006. Т. 92. № 3. С. 362-373.

25. Груздков A.A. Биофизические аспекты транспорта пищевых веществ в автономном премембранном слое// Мембранный гидролиз и транспорт. Новые данные и гипотезы. JL: Наука. 1986. С. 167-183.

26. Груздков A.A. Современные представления о переносе веществ через эпителиальный слой тонкой кишки // Физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 1993. Т. 79. №6. С. 19-32.

27. Груздков A.A., Громова JI.B. Сопряжение гидролиза дисахаридов со всасыванием образующейся глюкозы в тонкой кишке in vivo // Докл. РАН, 1995а, Т. 342. № 6. С. 830-832.

28. Груздков A.A., Громова JI.B. Оценка проницаемостипреэпителиального слоя в тонкой кишке крыс in vivo II Физиол. журн. им. И.М.Сеченова. 19956. Т. 81. № 5. С. 58-69.

29. Груздков A.A., Громова JI.B. Субстратная адаптация транспорта глюкозы в изолированной петле тонкой кишки крыс в хронических опытах // Российский журнал гастроэнтерологии, гепатологии, колопроктологии. 1996. Т.6. № 4. Прилож. № 2. С. 15.

30. Груздков А.А., Громова JI.B. Механизмы всасывания глюкозы в тонкой кишке крыс in vivo при высокой концентрации углеводов // Российский физиол. журн. им. И.М.Сеченова. 2001. Т.87. №7. С.973-981.

31. Gruzdkov A.A., Gromova L.V. Mathematical model of glucose ingestion and absorption by rats under normal conditions. The Forth Intern.Conf. "Tools for mathematical modeling". St.Petersburg. June, 23-28.2003. Book of abstracts. P. 64. 2003.

32. Груздков A.A., Гусев В.М., Уголев A.M.) Gruzdkov А.А., Gusev V.M., Ugolev A.M. Mathematical modelling in studies of membrane digestion and transport // Membrane digestion. New facts and concepts. Moscow. Mir Publishers. 1989. P. 216-262.

33. Груздков А.А., Громова Л.В. Исследование потребления крысами концентрированных растворов глюкозы и моделирование ее распределения вдоль кишки // Росс, физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 2004, Т. 90. №10. С. 1270-1280.

34. Груздков A.A., Громова JI.B. Реакция ферментных и транспортных систем тонкой кишки крыс на белковое голодание. Тезисы докл. IX Межд. конгресса "Парентеральное и энтеральное питание". Москва, ноябрь, 2005. С. 21.

35. Груздков A.A., Громова JI.B., Грефнер Н.М., Комиссарчик Я.Ю. Регуляция всасывания глюкозы в тонкой кишке при повышенной углеводной нагрузке (новые данные и гипотезы). VII Межд. Конгр. «Парентеральное и энтеральное питание» М. С.24-25. 2003.

36. Груздков A.A., Громова JI.B., Грефнер Н.М., Комиссарчик Я.Ю. Критический анализ новых данных о механизмах всасывания глюкозы в тонкой кишке. Научные труды I Съезда физиологов СНГ, Сочи, Дагомыс, 2005. Т. 1.С. 96.

37. Груздков A.A., Громова Л.В., Грефнер Н.М., Комиссарчик Я.Ю. Анализ вклада облегченной диффузии в перенос глюкозы через апикальную мембрану энтероцита. VIII Международный конгресс "Парентеральное и энтеральное питание", Москва, 2004. Тезисы докл. С. 74.

38. Груздков A.A., Гусев В.М., Уголев A.M.) Gruzdkov A.A., Gusev V.M.,

39. Ugolev A.M. Mathematical modelling in studies of membrane digestion and transport. In: Membrane digestion. New facts and concepts. M. Mir Publishers. 216-262. 1989.

40. Гурман Э.Г., Сторчило O.B. Характеристики изолированного и интактного участков тонкой кишки крыс в хронических опытах // Физиол. ж. им. И.М. Сеченова. 1996. Т. 82. № 3. С. 103-110.

41. Гусев В.М. Численные методы решения пространственных задач транспорта субстрата через автономный премембранный слой / Мембранный гидролиз и транспорт. Новые данные и гипотезы. JI. Наука. 1986. С. 183-190.

42. Гусев В.М., Груздков A.A., Уголев A.M. Неперемешиваемые премембранные слои // Физиол. журн. (Киев). 1983. Т. 29. № 5. С. 515-525.

43. Егорова В.В., Никитина A.A., Хюггер Г.Ю. Сравнительная характеристика d- и р-форм некоторых собственно кишечных гидролаз у различных животных // Мембранный гидролиз и транспорт. Новые данные и гипотезы / Под ред. A.M. Уголева. JL: Наука. 1986. С. 85-98.

44. Иезуитова H.H., Тимофеева Н.М. Развитие концепций об ассимиляции пищи // Физиол. журн. им. И.М. Сеченова, 1996. Т. 82. № 3. С. 5-18.

45. Комиссарчик Я.Ю., Снигиревская Е.С.,.Кевер JI.B, Груздков A.A.,

46. Громова JI.В. Структурно-функциональный анализ механизмов всасывания глюкозы при высоких концентрациях мальтозы в тонкой кишке крыс in vivo //Цитология. 2003. Т. 45. № 5. С. 456-465.

47. Коротько Г.Ф. Секреция поджелудочной железы. Москва: «Триада-Х». 2002. 224 с.

48. Кулик В.П., Максименкова А.Н., Тимофеева Н.М., Иезуитова H.H. Влияние нейрорефлекторной изоляции на различные функции тонкой кишки // Мембранное пищеварение и всасывание. Тез. 3-го Всесоюзн. симпоз. Рига. Зинатне. 1986. С. 74-75.

49. Кушак Р.И. Пищеварительно-транспортная система энтероцитов. Рига: Зинатне. 1983. 304 с.

50. Лазарев П.И. Диффузио-электрофорез веществ в слое слизи / Пущино, 1984. 8 с. (Препринт)

51. Ларин Н.Ф., Саратиков A.C. Желчеобразовательная функция печени. / Физиология пищеварения (руководство по физиологии). Л.: Наука, 1974. С. 406-415.

52. Логинов Г. И., Кузьмина С. Ф. Изменение гидролитической и транспортной функций различных отделов тонкой кишки у крысы после перевязки общего желчного протока // Вопр. питания. 1973. №. 2. С. 47—50.

53. Мазо В.К., Морозов И А., Ширина Л.Н. Всасывание белковых макромолекул в желудочно-кишечном тракте взрослых млекопитающих // Успехи физиол. наук. 1989. Т. 20. № 3. С. 65-85.

54. Марков А.Г., Вешнякова А.Ю., Круг С., Милатц С. Экспрессия белков плотных контактов в эпителии тонкой кишки крыс // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 2007. Т. 93. № 9. С. 1043-1054.

55. Мембранный гидролиз и транспорт. Новые данные и гипотезы / Под ред. А.М. Уголева. Л.: Наука. 1986. 240 с.

56. Метельский С.Т. Транспортные процессы и мембранное пищеварение в слизистой оболочке тонкой кишки. Электрофизиологическая модель.

57. Издательство: Анахарсис. 2007а. 272 стр.

58. Метельский С.Т. Влияние концентрации нутриентов на толщину неперемешиваемых слоев, прилегающих к слизистой оболочке тонкой кишки. // Биофизика. 20076. Т. 52. № 4 С. 722-726.

59. Морозов И.А., Лысиков Ю.А., Питран Б.В., Хвыля С.И. Всасывание и секреция в тонкой кишке: субмикроскопические аспекты. М.: Медицина, 1988. 224 с.

60. Наточин Ю.В, Пруцкова Н.П., Шахматова Е.И., Груздков A.A., Громова Л.В. Всасывание интактных нанопептидов в изолированной петле тонкой кишки крыс: исследование in vivo // Докл. РАН. 2003. 388(4):558-561.

61. Никитина A.A., Зарипов Б.З., Варро В., Уголев A.M. Интестинальные гормоны и торможение ферментативной и транспортной функций мембраны энтероцитов // Докл. АН СССР. 1979. Т. 249. № 2. С. 500-503.

62. Никольский H.H. Всасывание Сахаров // Физиология всасывания / Под ред. A.M. Уголева. Л.: Наука. 1977. С. 122-151.

63. Ноздрачев А.Д. Физиология вегетативной нервной системы // Л.: 1983. 296 с.

64. Ноздрачев А.Д. Химическая структура периферического автономного (висцерального)рефлекса//Успехи физиол. наук. 1996. Т. 27. С. 28-60.

65. Овсянников В.И. Нейромедиаторы и гормоны в желудочно-кишечном тракте (интегративные аспекты). С.-Петербург. 2003. 136 с.

66. Озолс А.Я. Энтеральное усвоение углеводов. Рига: Зинатне. 1984. 215с.

67. Павлов И.Щ1897). Лекции о работе главных пищеварительных желез // Полн. собр. соч. Л.- М.: Изд-во АН СССР, 1951. Т. 2. Кн. 2. С. 2-215.

68. Смирнов К.В., Уголев A.M. Космическая гастроэнтерология. М.: Наука. 1981.277 с.

69. Снигиревская Е.С., Комиссарчик Я.Ю., Брудная М.С., Громова Л.В., Груздков A.A. Ультраструктурный анализ энтероцитов крысы в условиях всасывания глюкозы in vivo // Цитология. 1997. Т.39. № 11. С. 1055-1062.

70. Сторчило О.В., Гурман Э. Г., Уголев A.M. Гидролиз и всасывание углеводов в изолированном и функционирующем участках тонкой кишки крыс в хронических экспериментах // Докл. АН СССР, 1989. Т. 305. № 3. С. 758-763.

71. Таланина Л. X., Александрова Н. В., Завойских О. В. Влияние желчи на амилолитическую активность различных биологических сред // Бюлл. эксперим. биологии и медицины. 1984. Т. 98. № 11. С. 553-555.

72. Тимофеева Н.М. Адаптация кишечных пептидгидролаз к различным диетам // Физиол. ж. СССР им. И.М.Сеченова. 1983. Т. 69. № 10. С. 13451351.

73. Тимофеева Н.М. Роль пептидаз в ассимиляции белков // Физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 1993. Т. 79. № 6. С. 1-18.

74. Тимофеева Н.М., Груздков A.A., Зильбер Ю.Д. и др. Физиология и биохимия ферментных адаптаций. Тонкая кишка / Мембранный гидролиз и транспорт. Новые данные и гипотезы / Под ред. A.M. Уголева. Л.: Наука. 1986. С. 51-63.

75. Тимофеева Н.М., Иезуитова Н.Н., Громова JI.B. Современные представления о всасывании моносахаридов, аминокислот и пептидов в тонкой кишке млекопитающих // Успехи физиол. наук. 2000. Т. 31. № 4. С. 24-37.

76. Уголев A.M. О существовании пристеночного (контактного) пищеварения //Бюлл. эксп. биол. и мед., 1960а, Т. 19, № 1. С. 12-17.

77. Уголев A.M.) Ugolev A.M. Influence of the surface of the small intestine on enzymatic hydrolysis of starch by enzymes // Nature. 19606, Vol. 188, P. 588589.

78. Уголев A.M. Пищеварение и его приспособительная эволюция. М.: Высшая школа. 1961. 306 с.

79. Уголев A.M. Пристеночное (контактное) пищеварение. M.-JI.: Изд-во АН СССР. 1963. 170 с.

80. Уголев A.M. Физиология и патология пристеночного (контактного) пищеварения. JL: Наука. 1967. 230 с.

81. Уголев A.M. Мембранное пищеварение. Полисубстратные процессы, организация и регуляция. Л.: Наука. 1972. 358 с.

82. Уголев A.M. Энтериновая (кишечная гормональная) система. JL: Наука, 1978,314 с.

83. Уголев A.M. Эволюция пищеварения и принципы эволюции функций. Элементы современного функционализма. JL: Наука. 1985. 544 с.

84. Уголев A.M. Естественные технологии биологических систем. Л.: Наука, 1987.317 с.

85. Уголев A.M. Теория адекватного питания и трофология. Д.: Наука, 1991.272 с.

86. Уголев A.M., Зарипов Б.З. Методические приемы для изучения мембранного пищеварения и всасывания в тонкой кишке в условиях хронического эксперимента на крысах и некоторых других животных // Физиол. журн. СССР. 1979. Т. 65. № 12. С. 1849-1853.

87. Уголев A.M., Иезуитова H.H. Определение активности инвертазы и других дисахаридаз / Исследование пищеварительного аппарата у человека. (Обзор современных методов). Д.: Наука. 1969. С. 192-196.

88. Уголев A.M., Иезуитова H.H. Элементы современной энтерологии / В кн.: Адаптационно-компенсаторные процессы: На примере мембранного гидролиза и транспорта / Под ред. акад. A.M. Уголева. JI. Наука. 1991. С. 751.

89. Уголев A.M., Тимофеева Н.М. Определение пептидазной активности / Исследование пищеварительного аппарата у человека. Д.: Наука. 1969. С. 171-178.

90. Уголев A.M., Иезуитова H.H., Масевич Ц.Г., Надирова Т.Я., Тимофеева Н.М. Исследование пищеварительного аппарата у человека. (Обзор современных методов). Д.: Наука. 1969. 216 с.

91. Уголев A.M., Жигуре Д.Р., Нуркс Е.Е. Аккумулирующий препарат слизистой новый метод исследования начальных этапов переноса веществ через кишечную стенку // Физиол. журн. СССР. 1970. Т. 56, № 11. С. 16381641.

92. Уголев A.M., Зарипов Б.З., Иезуитова H.H., Никитина A.A., Волошенович М.И., Рыбин И.С., Гурман Э.Г., Маматахунов А.И.) Ugolev

93. Уголев A.M., Тимофеева H.M., Груздков A.A. Адаптация пищеварительной системы // Физиология адаптационных процессов. М.: Наука. 1986а. Гл. 7. С. 371-480. (Руководство по физиологии).

94. Уголев A.M., Груздков А.А., Гусев B.M. Математические модели / Адаптационно-компенсаторные процессы. На примере мембранного гидролиза и транспорта / Под ред. акад.A.M. Уголева. JL: Наука. 1991а. Гл.5. С. 214-247

95. Уголев A.M., Тимофеева Н.М., Груздков, А.А. Адаптационные процессы в желудочно-кишечном тракте./ В кн.: Адаптационно-компенсаторные процессы: На примере мембранного гидролиза и транспорта / Под ред. акад. А.М.Уголева. JL Наука. 19916. С. 52-117.

96. Уголев A.M., Гусев В.М., Груздков А.А. Транссорбция как важный механизм молекулярного транспорта в биологических системах / Физиол. ж. 19926. Т. 78. №8. С. 38-43.

97. Эккерт Л.Г., Громова JI.B. Влияние различных способов оксигенации слизистой тонкой кишки на кинетические характеристики транспорта глюкозы и глицина. Физиол. Журн. СССР им. И. М. Сеченова. Т. 67 (4). С.431-436. 1986.

98. Эккерт Л.Г., Уголев A.M. Роль апикального и базолатерального клеточного дыхания в транспорте Сахаров, аминокислот и дипептидов в тонкой кишке // Журн. общей биологии. 1985. Т. 46. № 4. С. 453-461.

99. Adibi S.A., Soleimanpour M.R. Functional characterization of dipeptide transport system in human jejunum // J. Clin. Invest. 1974. Vol. 53. No 5. P. 1368-1374.

100. Adibi S.A. The oligopeptide transporter (Pept 1) in human intestine: biology and function // Gastroenterol. 1997. Vol. 113. No 1. P. 332-340.

101. Adibi S.A. Regulation of expression of the intestinal oligopeptide transporter (Pept-1) in health and disease // Amer. J. Physiol. 2003. Vol. 285. P. G779-G788.

102. Allen A. Structure and function of gastrointestinal mucus /Physiology of the gastrointestinal tract / Ed. by Johnson L.R. New York: Raven Press. 1981. P. 617-641.

103. Alpers D.M. Digestion and absorption of carbohydrates and proteins // Physiology of the gastrointestinal tract / Ed. L.R. Johnson. N.-Y.: Raven Press. 1987. Vol. 2. P. 1469-1487.

104. Alpers D.H. Mechanism of rapid disaccharidase turnover in intestinal brush border // Clin. Res. 1972. Vol. 20. P. 447-448.

105. Alvarado F. Comparative aspects of the effect of phenols on sugar transport / Comparative Physiology / Eds. L. Bolis, K. Schmidt-Nielsen and S.H. Maddrell. North-Holland Publishing Company. 1973. P. 451-463.

106. Anderson B.W., Levine A.S., Levitt D.G., Kneip J.M., Levitt M.D. Physiological measurement of luminal stirring in perfused rat jejunum // Amer. J. Physiol. 1988. Vol. 254. No 6. Part 1. P. G843-G848.

107. Atisook K., Madara J.L. An oligopeptide permeates intestinal tight junctions at glucose-elicited dilatations // Gastroenterol. 1991. Vol. 100. No 3. P. 719-724.

108. Au A., Gupta A., Schembri P. Cheeseman C.I. Rapid insertion of GLUT2 into the rat jejunal brush-border membrane promoted by glucagons-like peptide 2 // Biochem. J. 2003. Vol. 367. No 1. P. 247-254.

109. Balas D., Senegas-Balas F., Bertrand C., Frexinos J., Ribet A. Effects of pancreatic duct ligation on the hamster intestinal mucosa. Histological findings // Digestion. 1980. Vol. 20. No 3. P. 157-167.

110. Barthe L, Woodley J, Houin G. Gastrointestinal absorption of drugs: methods and studies // Fundam. Clin. Pharmacol. 1999. Vol. 13. No 2. P. 154168.

111. Bindslev N., Hirayama B.A., Wright E.M. Na/D-glucose cotransport and SGLT1 expression in hen colon correlates with dietary Na+ // Comp. Biochem.

112. Physiol. A .1997. Vol. 118. No 2. P. 219-227.

113. Bloom S.R. Gut gormones in adaptation // Gut. 1987. Vol. 28. Suppl. 1. P. 31-35.

114. Bode C., Eisenhardi J.M., Haberich F.J. Bode J.C. Influence of feeding fructose on fructose and glucose absorption in rat jejunum and ileum // Res. Exp. Med. Berlin. 1981. Vol. 179. P. 163-168.

115. Böhmer R., Raffler H. Ligation of external fistulation of the common bile duct in the rat. I. Intestinal sucrose hydrolysis and absorption in vivo // Digestion. 1979. Vol.19. No 1. P. 23-31.

116. Boll M., Markovich D., Weber W.M. et al. Expression cloning of a cDNA from rabbit small intestine related to the proton-coupled transport of peptides, ß-lactam antibiotics and ACE-inhibitors // Pflügers Arch. 1994.Vol. 429. P. 146149.

117. Borgström B. The micellar hypothesis of fat absorption: must it be revisited? // Scand. J. Gastroenterol. 1985. Vol. 20. No 4. P. 389-94.

118. Bröer S. Adaptation of plasma membrane amino acid transport mechanisms to physiological demands // Pflugers Arch. 2002. Vol. 444. No 4. P. 457-66.

119. Bröer A., Klingel K., Kowalczuk S., Rasko J.E., Cavanaugh J., Bröer S. Molecular cloning of mouse amino acid transport system BO, a neutral amino acid transporter related to Hartnup disorder // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279. No 23. P. 24467-24476.

120. Bröer S. Amino acid transport across mammalian intestinal and renal epithelia//Physiol. Rev. 2008a. Vol. 88. No 1. P. 249-286.

121. Bröer S. Apical transporters for neutral amino acids: physiology and pathophysiology // Physiology (Bethesda). 2008b. Vol. 23. P. 95-103.

122. Burant C.F. Takeda J., Brot-Laroche E. Bell J.I. Davidson N.O. Fructose transporter in human spermatozoa and and small intestine is GLUT5 // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 14523-14526.

123. Burke V., Malajczuk A., Gracey M., Speed T.P., Thornett M.L Intestinaltransport of monosaccharide after biliary diversion in the rat // Aust. J. Exp. Biol. Med. Sri. 1978. Vol.56. No 3. P. 253-263.

124. Carmona A. A simple in vitro perfusion system to measure intestinal nutrient uptake // J. Nutr. Biochem. 1998. Vol. 9. No 1. P. 52-57.

125. Casirola D.M., Vinnakota R.R., Ferraris R.P. Intestinal amino acid transport in mice is modulated by diabetes and diet // J. Nutr. 1994. Vol. 124. No 6. P. 84252.

126. Caspary W.F. Intestinale Peptidhydrolasenaktivitat in menschlichem Dunndarmbiopsie-material eine einfache Bestimmungsmethode // Klin. Weschr. 1974. Bd. 52, S. 341-344.

127. Cheeseman Ch. I. Intestinal hexose absorption transcellular and or paracellular fluxes // J. Physiol. (Lond.). 2002. Vol. 544. No 2. P. 336.

128. Cheeseman C.J. Role of intestinal basolateral membrane in absorption of nutrients // Amer. J. Physiol. 1992. Vol. 263. P. R482-R488.

129. Cheeseman C.I., Harley B. Adaptation of glucose transport across rat enterocyte basolateral membrane in response to altered dietary carbohydrate intake. // J. Physiol. 1991 Vol. 437. P. 563-575.

130. Cheeseman C.I., Maenz D.D.Rapid regulation of D-glucose transport in basolateral membrane of rat jejunum // Am. J. Physiol. 1989. Vol. 256. No 5. Pt l.P. G878-G883.

131. Cheeseman C.I., Tsang R. The effect of GIP and glucagon-like peptides on intestinal basolateral membrane hexose transport // Amer. J. Physiol. 1996. Vol. 271. P. G477-G482.

132. Chen Y.F., Feng Z.-F., Wen S.-H., Lu G/-J. Effect of vasoactive intestinal peptide, somatostatin, neurotensin, cholecystokinin octapeptide, and secretin on intestinal absorption of amino acid in rat // Dig. Dis. Sci. 1987. Vol. 32. P. 11251129.

133. Coeffier M., Claeyssens S., Hecketsweiler B., Lavoinne A., Ducrotte P., Dechelotte P. Enteral glutamine stimulates protein synthesis and decreases ubiquitin mRNA level in human gut mucosa // Amer. J. Physiol. 2003. Vol. 285. No 2. P. G266-G273.

134. Cooke H.J., Reddix R.A. Neural regulation of intestinal electrolyte transport / Physiology of the gastrointestinal tract. Ed. by L.R. Johnson. Raven Press. New York. 1994. P. 2083-2132.

135. Corring T. The adaptation of digestive enzymes to the diet: its physiological significance // Reprod., nutr., develop.1980. Vol. 20. No 4B. P. 1217-1235.

136. Corpe C.P., Basaleh M.M., Affleck J., Gould G., Jess T.J., Kellett G.L. The regulation of GLUT5 and GLUT2 activity in the adaptation of intestinal brush-border fructose transport in diabetes // Pflugers Arch. 1996. Vol. 432. No 2. P. 192-201.

137. Crane R.K. Hypothesis for mechanism of intestinal active transport of sugars //Fed. Proc. 1962. Vol. 21. No 6. P. 891-895.

138. Crane R.K. Na+-dependent transport in the intestine and other animal tissues //Fed. Proc. 1965. Vol. 24. P. 1000-1006.

139. Crane R.K. Absorption of sugars // Handbook of physiology. Sect. 6. Vol. 3.

140. Washington. 1968. P. 1323-1351.

141. Crane R.K., Miller D., Bihler I. The restrictions on possible mechanisms of intestinal active transport of sugars / In: Membrane transport and metabolism. Ed. by A. Kleinzeller and A. Kotyk. Academic Press. London. 1961. P. 439-449.

142. Crespy V., Aprikian Ol., Morand Chr. Besson C, Manach C, Demigne C, Remesy C. Bioavailability ofphloretin and phloridzin in rats //J. Nutr. 2001. Vol. 132. P. 3227-3230.

143. Cripps A.W., Williams V.J. The effect of pregnancy and lactation on food intake, gastrointestinal anatomy and the absorptive capacity of the small intestine in the albino rat // Br. J. Nutr. 1975. Vol. 33. P. 17-32.

144. Csaky T. Z. Methods for investigation of intestinal permeability // Pharmacology of intestinal permeation / Ed. T. Z. Csaky. Berlin etc. 1984. P. 101-112.

145. Csaky T. Z., Fischer E. Intestinal sugar transport in experimental diabetes // Diabetes. 1981. Vol. 30. P. 568-574.

146. Cui X.L., Jiang L., Ferraris R.P. Regulation of rat intestinal GLUT2 mRNA abundance by luminal and systemic factors. // Biochim. et Biophys. Acta. 2003. Vol. 1612. P. 178-185.

147. Curran P.F. Ion transport in intestine and its coupling to other transport processes. // Fed. Proc. 1965. Vol. 24. P. 993-999.

148. Dahlqvist A. Method for assay of intestinal disaccharidases // Analytical Biochemistry. 1964. Vol. 7. P. 18-25.

149. Dahly E.M., Gillingham M.B., Guo Z., Murali S.G., Nelson D.W., Hoist J.J., Ney D.M. Role of luminal nutrients and endogenous GLP-2 in intestinal adaptation to mid-small bowel resection // Amer. J. Physiol. 2003 .Vol. 284. No 4. P. G670-82.

150. Daniel H., Boll M., Wenzel U. Physiological importance and characteristics of peptide transport in intestinal epithelial cells // VI Intern. Symp. on digestive Physiology in pigs. Bad Doberan: EAAP Publ. 1994. Vol. 1. P. 1-7.

151. Debnam E.S., Levin R.J. Influence of specific dietary sugars on the jejunal mechanisms for glucose, galactose, and alpha-methyl glucoside absorption: evidence for multiple sugar carriers // Gut. 1976. Vol. 17. No 2. P. 92-9.

152. Debnam E.S. Effect of sodium concentration and plasma sugar concentration on hexose absorption by the rat jejunum in vivo. Further evidence of two transport mechanisms // Pflugers Arch. 1982. Vol. 393. No 1. P. 104-108.

153. Devidson N.O. Hausman A.M., Ifkovots C.A. Buse J.B., Gould G.W. Burrant C.F., Bell G.I. Human intestinal glucose transporter expression and localization of GLUT5 // Am. J.Physiol. 1992. Vol. 262. P. C795-C800.

154. Diamond J. Evolutionary design of intestinal nutrient absorption: enough but not too much // News Physiol. Sci. 1991. Vol. 6. P. 92-96.

155. Diamond J.M., Karasov W.H. Effect of dietary carbohydrate on monosaccharide uptake by mouse small intestine in vitro // J. Physiol. (Lond.). 1984. Vol. 349. P. 419-440.

156. Diamond J., Hammond K, The matches, achieved by natural selection, between biological capacities and their natural loads // Experientia. 1992. Vol. 48. P. 551-557

157. Dowling R.H. Compensatory changes in intestinal absorption // Br. Med. Bull. 1967. Vol. 23. No 3. P. 275-278.

158. Drozdowski L.A., Thomson A.B. Intestinal sugar transport // World J. Gastroenterol. 2006a. Vol. 12. No 11. P. 1657-1670.

159. Drozdowski L.A., Thomson A.B. Intestinal mucosal adaptation // World J Gastroenterol. 2006b. Vol. 12. No 29. P. 4614-4627.

160. Dyer J., Hosie K.B., Shirazi-Beechey S.P. Nutrient regulation of human intestinal sugar transporter (SGLT1) expression // Gut. 1997. Vol. 41. No 1. P. 56-59.

161. Dyer J., Wood I. S., Palejwala A., Ellis A., Shirazi-Beechey S. P. Expression of monosaccharide transporters in intestine of diabetic humans // Amer. J. Physiol. 2002. Vol. 282. No 2. P. G241-G248.

162. Elias E, Dowling RH. Factors promoting intestinal hyperplasia in lactating rats // Clin. Sci. 1973. Vol. 44. No 4. P. 19P.

163. Elsas L.J., Longo N. Glucose transporters // Annu. Rev. Med. 1992. V. 43. , P. 377-393.

164. Erickson R.H., Gum J.R. Jr, Lindstrom M.M., McKeen D., Kim Y.S. Regional expression and dietary regulation of rat small intestinal peptide and amino acid transpoeter mRNAs // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1995. Vol. 216. P. 249-257.

165. Esposito G. Intestinal permeability of water-soluble nonelectrolytes: sugars, amino asids, peptides // Handbook of experimental Pharmacology. Berlin etc., 1984. Vol. 70/2. P. 567-413

166. Farr W., Rehfeld N., Reichelt D., Haschen R.J. Vergleichende Untersuchugen zur Bestimmung der Aminosaurearylamidase in Serum // Ztschr. med. Labortechnik. 1968. Bd. 9. H. 2. S. 78-86.

167. Fei Y.-J., Kanai Y., Nussberger S. Ganapathy V, Leibach FH, Romero MF, Singh SK, Boron WF, Hediger MA. Expression cloning of mammalian protoncoupled oligopeptide transporter//Nature. 1994. Vol. 386. P. 563-566.

168. Feldman E. B., Watt R., Feldman D.S. Conjugated dihydroxy bile salt inhibition of glucose influx in the rat jejunum in vitro // Amer. J. Dig. Dis. 1977.1. Vol. 22. No 5. P.415-418.

169. Ferraris R.P. Dietary and developmental regulation of intestinal sugar transport // Biochem. J. 2001. Vol. 360 (Part 2). P. 265-276.

170. Ferraris R.P., Diamond J. Specific regulation of intestinal nutrient transporters by their dietary substrates // Annu. Rev. Physiol. 1989. Vol. 51. P. 125-141.

171. Ferraris R.P., Diamond J. Crypt-villus site of glucose transporter induction by dietary carbohydrate in mouse intestine // Amer. J. Physiol. 1992 . Vol. 262. No 6. Pt l.P. G1069-G1073.

172. Ferraris R.P., Diamond J.M. Crypt/villus site of substrate-dependent regulation of mouse intestinal glucose transporters // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 1993.Vol.90. No 12. P. 5868-5872.

173. Ferraris R.P., Diamond J. Regulation of intestinal sugar transport // Physiol. Rev. 1997. Vol. 77. No 1. P. 257-302.

174. Ferraris R. P., Kwan W. W., Diamond J. M. Regulatory signals for intestinal amino acid transporters and peptidases // Amer. J. Physiol. 1988. Vol. 255 (Pt 1). P. G151—G157.

175. Ferraris R.P., Yasharpour S., Lloyd K.C.K., Mirzayan R., Diamond J.M. Luminal glucose concentrations in the gut under normal conditions // Amer. J. Physiol. 1990. Vol. 259.No 5. Part 1. P. G822-G837.

176. Ferraris R.P., Villenas S.A., Hirayama B.A., Diamond J. Effect of diet on glucose transporter site density along the intestinal crypt-villus axis // Amer. J. Physiol. 1992.Vol. 262. No 6. Pt 1. P. G1060-G1068.

177. Field R. The rapid determination of amino groups with TNBS // In: Methods in enzymology. New York London, Acad. Press, 1972, Vol. 25, Part 3, p. 464468.

178. Flemstrom G., Sjoblom M. Epithelial cells and their neighbors. II. New perspectives on efferent signaling between brain, neuroendocrine cells, and gut epithelial cells // Amer. J. Physiol. 2005. Vol. 289. P. G377-G380.

179. Foulkes EC. Slices and sacs: limitations on metabolic and functional studies in kidney cortex and intestine // Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1996. Vol. 211. No 2. P. 155-162.

180. Friedrich M., Proll J., Noack R. Absorption of triglycine, diglycine, glycine or equimolar mixtures of diglycine and glycine in the perfused small intestine of rats. // Acta. Biol. Med. Ger. 1979; Vol. 38. No 1. P. 69-82

181. Ganapathy V., Burckhardt G., Leibach F.H. Characteristics of glycylsarcosine transport in rabbit intestinal brush-border membrane vesicles // J. Biol. Chem. 1984. Vol. 259. No 14. P. 8954-8959.

182. Gangopadhyay A., Thamotharan M., Adibi S.A. Regulation of oligopeptide transporter (Pept-1) in experimental diabetes // Amer. J. Physiol. 2002. Vol. 283. P. G133-G138.

183. Gardner M.L.G. Gastrointestinal absorption of intact proteins // Annu. Rev. Nutr. 1988. Vol. 8. P. 329-350.

184. Gardner M.L.G., Atkins G.L. Kinetic analysis of transport processes in the intestine and other tissues // Clinical Science. 1982. Vol. 63. No 5. P. 405-414.

185. Garriga C., Moreto M., Planas J.M. Hexose transport in the apical and basolateral membranes of enterocytes in chickens adapted to high and low NaCl intakes // J. Physiol. 1999. Vol. 514. Pt l.P. 189-99.

186. Garriga C., Moreto M., Planas J.M. Effects of resalination on intestinal glucose transport in chickens adapted to low Na+ intakes // Exp. Physiol. 2000. Vol. 85. No 4. P. 371-378.

187. Gilbert E.R., Wong E.A., Webb K.E. Jr. Board-invited review. Peptide absorption and utilization: implications for animal nutrition and health // J. Anim. Sci. 2008. Vol. 86. No 9. P. 2135-2155.

188. Ginsburg J.M., Heggeness F.W. Adaptation in monosaccharide absorption in infant and adult rats // J. Nutrition. 1968. Vol. 96. P. 494-498.

189. Gisolfi C.V., Summers R.W., Schedl H.P., Bleiler T.L. Intestinal water absorption from select carbohydrate solutions in humans // J. Appl. Physiol. Vol. 73. P. 2142-2150. 1992.

190. Goodman M.N. Lowell G.B., Belur E., Ruderman N.B. Sites of protein conservation and loss during starvation: influence of adiposity. Am. J. Physiol. 1984. Vol. 246. No 9. P. E383-E390.

191. Gouyon F., Caillaud L., Carriere V., Klein C., Dalet V., Citadelle D., Kellett

192. G.L., Thorens B., Leturque A., Brot-Laroche E. Simple-sugar meals targett

193. GLUT2 at enterocyte apical membranes to improve sugar absorption: a study in GLUT2-null mice. // J. Physiol. 2003. Vol. 552 (Pt 3). P. 823-32.

194. Gregor M., Menge H., Stossel R., Riecken E.O. Effect of monoclonal antibodies to enteroglucagon on ileal adaptation after proximal small bowel resection // Gut. 1987. Vol. 28. Supp. 1. P. 9-14.

195. Grimble G.K., Silk D.B.A. Peptides in human nutrition (review) // Nutr. Res. Rev. 1989. Vol. 2. P. 87-108.

196. Grundy D. Speculations on the structure/function relationship for vagal and splanchnic afferent endings supplying the gastrointestinal tract // J. Auton. Nerv. Syst. 1988. Vol. 22. P. 175-180.

197. Gumbleton M., Nicholls P J., Taylor G. Differential influence of laboratory anaesthetic regimens upon renal and hepatosplanchnic haemodynamics in the rat // J Pharm Pharmacol. 1990. Vol. 42. No 10. P. 693-697.

198. Habibi H., Ince G.W., Matty A.J. Effects of 17-alfa-mathyltestosterone and 17-beta-oestradiol on intestinal transport and absorption of L-(14C )-leucine in vitro in rainbow trout (Salmo gairdneri) // J. Comp. Physiol. 1983. Vol. 151. P. 247-252.

199. Habold C., Foltzer-Jourdainne C., Le Maho Y, Lignot J.H., Oudart H. Intestinal gluconeogenesis and glucose transport according to body fuel availability in rats // J Physiol. 2005. Vol. 566. No 2. P. 575-86.

200. Hahn P., Koldovsky O. Utilization of nutrients during postnatal development . Pergamon Press. Oxford. 1966.

201. Hammond K.A., Diamond J. Maximal sustained energy budgets in human and animals //Nature. 1997. V. 386. April. P. 457-462.

202. Hardin J., Kroeker K., Chung B., Gall D.G. Effect of proinflammatory interleukins on jejunal nutrient transport // Gut. 2000. Vol. 47. No 2. P. 184-91

203. Harries J. T., Sladen G.E. The effects of different bile saits on the absorption of fluid, electrolytes, and monosaccharides in the small intestine of the rat in vivo. // Gut 1972. Vol. 13. No 6. P. 596-603.

204. Hayashi H., Suzuki T., Yamamoto T., Szuki Y. Cholinergetic inhibition of electrogenic sodium absorption in the guinea pig distal colon // Amer. J. Physiol. 2003. Vol. 284. P. G617-G628.

205. Hediger M.A., Rhoads D.B. Molecular physiology of sodium-glucose cotransporters // Physiol. Rev. 1994. Vol. 74. No 4. P. 993-1026.

206. Hediger M.A., Coady M.J. , Ikeda T.D., Wright E.M. Expression cloning and cDNA sequencing of the Na+/glucose cotransporter // Nature. 1987. Vol. 330. P. 379-381.

207. Helliwell P.A., Kellett G.L. The active and passive components of glucose absorption in rat jejunum under low and high perfusion stress // J. Physiol. 2002.

208. Vol. 544 (Pt 2). P. 579-589.

209. Hillgren K.M., Kato A., Borchardt R.T. In vitro systems for studying intestinal drug absorption // Medical Reseach Reviews. 1995. V. 15, No. 2. P. 83109.

210. Hirayama B.A., Lostao M.P., Panayotova-Heiermann M., Loo D.D.F., Turk E., Wright E.M. Kinetic and specificity differences between rat, human and rabbit Na/glucose cotransporters (SGLT1) // Am. J. Physiol. 1996. Vol. 272. P. G919-G926.

211. Hirst B.H. Dietary regulation of intestinal nutrient carriers // Proc. Nutr. Soc. 1993. Vol. 52. P. 315-324.

212. Hochachka P.W., Somero G. W. (Хочачка П. Сомеро Дж.) Биохимическая адаптация. Пер. с англ. Мир. 1984. 568 с.

213. Hölzer H.H., Turkelson С.М., Solomon Т.Е., Raybould Н.Е. Intestinal lipid inhibits gastric emptying via CCK and a vagal capsaicin-sensitive afferent pathway in rats // Amer. J. Physiol. 1994. Vol. 267. No 4. Pt 1. P. G625-G629.

214. James D.E. The mammalian facilitative glucose transporter family // News Physiol. Sci. 1995. Vol. 10. P. 67-71.

215. Johnson L.R. Regulation of gastrointestinal growth / Physiology of the gastrointestinal tract. Second edition / Ed. by L.R. Johnson. Raven Press. New York. 1987. Ch. 10. P. 301-333.

216. Kansal V.K., Wahie I. Intestinal transport of amino acids in protein-deficient rats and the effect of rehabilitation using a casein diet // J. Nutr. 1981. Vol. 111. P. 1513-1521.

217. Karasov W.H., Diamond J.M. Adaptive regulation of sugar and amino acid transport by vertebrate intestine // Amer. J. Physiol. 1983. Vol. 245. P. G443-G462.

218. Karasov W.H., Diamond J.M. Adaptation of intestinal nutrient transport.// Physiology of the gastrointestinal tract /Ed. by L.R. Johnson. New York: Raven Press. 1987. P. 1489-1497.

219. Karasov W.H., Pond R.S., Solberg D.H., Diamond J.M. Regulation of proline and glucose transport in mouse intestine by dietary substrate levels // Proc. Nat. Acad. Sci. 1983. Vol. 80. No 24, P. 7674-7677.

220. Karasov W.H., Solberg D.H., Diamond J.M. Dependence of intestinal amino acid uptake on dietary protein or amino acid levels // Amer. J. Physiol. 1987. Vol. 252. No 5 (Pt 1). P. G614-G625.

221. Kataoka K., DiMagno E.P. Effect of prolonged intraluminal alpha-amylase inhibition on eating, weight, and the small intestine of rats // Nutrition. 1999. Vol. 15. No 2. P. 123-129.

222. Kellett G.L., Jamal A., Robertson J.P., Wollen N. The acute regulation of glucose absorption, transport and metabolism in rat small intestine by insulin in vivo // Biochem. J. 1984. Vol. 219. No 3. P. 1027-35.

223. Kellett G.L. The facilitated component of intestinal glucose absorption // J. Physiol. 2001.Vol. 531(Pt 3). P. 585-595.

224. Kellett G.L., Brot-Laroche E. Apical GLUT2. A major pathway of intestinal sugar absorption // Diabetes. 2005. Vol. 50. P. 3056-3062.

225. Kellett G.L., Brot-Laroche E., Mace O.J., Leturque A. Sugar absorption in the intestine: the role of GLUT2 // Annu. Rev. Nutr. 2008. Vol. 28. P. 35-54.

226. Kellett G.L., Helliwell P.A. The passive component of intestinal glucose absorption is mediated by the glucose induced recruitment of GLUT2 to the brush border membrane // Biochem. J. 2000. Vol. 350. P. 155-162.

227. Kennedy D.J., Gatfield K.M., Winpenny J.P., Ganapathy V., Thwaites D.T. Substrate specificity and functional characterisation of the HVamino acid transporter rat PAT2 (Slc36a2) // Br. J. Pharmacol. 2005. Vol. 44. No 1. P. 28-41.

228. Kilberg M.S., Stevens B.R., Novak D A. Recent advances in mammalian amino acid transport//Annu. Rev. Nutr. 1993. Vol. 13. P. 137-165.

229. Kinzie J.L., Grimme N.L., Alpers D.H. Cyclic AMP-dependent amino acid uptake in intestine. The importance of beta-adrenegetic agonists // Biochem. Pharmacol. 1976. Vol. 25. P. 2727-2731.

230. Kimmich G.A. Intestinal absorption of sugar / Physiology of the gastrointestinal tract (Ed. L.RJohnson), New York: Raven Press. 1981. P. 10351061.

231. Kimmich G.A., Randies J. 2-Deoxyglucose transport by intestinal epithelial cells isolated from the chick // J. Membr. Biol. 1976. Vol. 27. P. 363-379.

232. Koepsel H., Madara J.L. Interaction of phlorizin with the Na+-D-glucose cotransporter from intestine and kidney // Top. Mol. Pharmacol. 1987. Vol. 4. P. 169-202.

233. Koepsel H.M., Spangenberg J. Function and presumed molecular structure of Na+-D-glucose cotransport systems // J. Membr. Biol. 1994. Vol. 138. No l.P. 1-11.

234. Kotler D.P., Levine C.M., Schiau Y.F. Effects of luminal nutrition and metabolic status on in vivo glucose absorption // Amer. J. Physiol. 1981. Vol. 240. G432-G436.

235. Kotler D.P., Levine G.M., Shciau Y.F. Effects of nutrients, endogenous secretions, and fasting on an in vitro glucose uptake // Amer. J. Physiol. 1980. Vol. 238. P. G219-G227.

236. Kunze W.A.A., Furness J.B. The enteric nervous system and regulation of inrestinal motility // Ann. Rev. Physiol. 1999. Vol. 61. P. 117-142.

237. Kushak R,I. WinterH.S. Regulation of intestinal peptidases by nutrients in human fetuses and children // Comp. Biochem. Physiol. 1999. Vol. 124A. P. 191198.

238. Madara J.L., Pappenheimer J.R. Structural basis for physiological regulation of paracellular pathways in intestinal epithelia. // J. Membr. Biol. 1987. Vol. 100. P. 149-164.

239. Madara J.L. Regulation of the movement of solutes across tight junctions // Ann. Rev. Physiol. 1998. Vol. 60. P. 143-159.

240. Maenz D.D., Cheeseman C.J. The Na+-independent D-glucose transporters in the enterocyte basolateral membrane: orientation and cytochalasin B binding characteristics // J. Membr. Biol. 1987. Vol. 97. P. 259-266.

241. Martin G.R., Wallace L.E., Hartmann B., Hoist J.J., Demchyshyn L., Toney

242. K., Sigalet D.L. Nutrient-stimulated GLP-2 release and crypt cell proliferation in experimental short bowel syndrome // Amer. J. Physiol. 2005. Vol. 288. No 3. P. G431-G438.

243. Matthews D.M. Craft L.L., Geddes D.M., Wise S.J., Hyde C.W. Absorption of glycine and glycine peptides from the small intestine of rat // Clin. Sci. 1968. Vol. 35, P. 415-424.

244. Matthews D.M. Mechanisms of peptide transport // Dipeptides as new substrates in nutrition therapy / Eds S.A. Adibi, W. Fekl, P. Furst, etc. London, 1987. P. 6-53.

245. Matthews DM. Protein absorption: development and present state of the subject. N-Y.: Wiley-Liss, 1991.

246. Matthews D.M., Payne J.W. Transmembrane transport of small peptides // Curr. Top. Membr. Transp. 1980. Vol. 14. P. 331-425.

247. McNurlan M.A., Garlick P.J. Protein synthesis in liver and small intestine in protein deprivation and diabetes // Amer. J. Physiol. 1981. Vol. 241 No 3. P. E238-E245.

248. Meddings J.B., Westergaard H. Intestinal glucose transport using perfused rat jejunum in vivo: model analysis and derivation of corrected kinetic constants // Clin. Sci. 1989. Vol. 76. No 4. P. 403-414.

249. Menge H., Murer H., Robinson J.W. Glucose transport by brush-border membrane vesicles after proximal resection or ileo-jejunal transposition in the rat // J. Physiol. 1978. Vol. 274. P. 9-16.

250. Menge H. Robinson J.W.I., Riecken E.O. Structural k and functional correlations in the hypoplastic and hyperplastic mucosa of the rat small intestine / Mechanisms of intestinal adaptation. Lancaster. UK. MTP. 1981. P. 383-389.

251. Menge H., Sepulveda F.V., Smith M.W. Cellular adaptation of amino acid transport following intestinal resection in the rat. // J. Physiol. (London). 1983. Vol. 334. P. 213-223.

252. Millar G.A., Hardin J.A., Johnson L.R., Gall D.G. The role of PI 3-kinase in

253. EGF-stimulated jejunal glucose transport // Can. J. Physiol. Pharmacol. 2002 Vol. 80. No l.P. 77-84.

254. Miyamoto K., Hase K., Takagi T., Fujii T., Taketani Y., Minami H., Oka T., Nakabou Y. Differential responses of intestinal glucose transporter mRNA transcripts to levels of dietary sugars // Biochem. J. 1993. Vol. 295. Pt 1. P. 211215.

255. Moldawer L.L., Bistrian B.R., Blackburn G.L. Factors determining the preservation of protein status during dietary protein deprivation. J. Nutr. 1981.Vol. 111. P. 1287-1296.

256. Moran A., Turner R.J., Handler J.S. Regulation of sodium-coupled glucose transport by glucose in a cultured epithelium // J. Biol. Chem. 1983. Vol. 258. No 24. P. 15087-15090.

257. Moran A., Turner R.J., Handler J.S. Hexose regulation of sodium-hexose transport in LLC-PK1 epithelia: the nature of the signal // J. Membr. Biol. 1984. Vol. 82. No l.P. 59-65.

258. Munck B.G. Intestinal absorption of amino acids / Physiology of the Gastrointestinal Tract / Ed. by Johnson L.R., New York: Raven Press. 1981. Vol. 2. P. 1097-1122.

259. Munck L.K., Munck B.G. Amino acid transport in the small intestine // Physiol. Res. 1995. Vol. 44. No 2. P. 335-346.

260. Naruhashi K., Sai Y., Tamai I., Suzuki N., Tsuji A. PepTl mRNA expression is induced by starvation and its level correlates with absorptive transport of cefadroxil longitudinally in the rat intestine // Pharm. Res. 2002. Vol. 19. No 10. P. 1417-1423.

261. Nassar C.F., Abdallah L.E., Badara K.A., Atweh S.F., Saade N.E. Effects of intravenous vasoactive intestinal peptide injection on jejunal alanine absorption and gastric acid secretion in rats // Regulatory peptides. 1995. Vol. 55. P. 261267.

262. Nimmerfall F., Rosenthaler J. Significance of the goblet-cell mucin layer, the outmost luminal barrier to passage through the gut wall // Biochem. a. Biophys. Res. Communs. 1980. Vol. 95. No 3. P. 960-966.

263. Nusrat A., Turner J.R., Madara J.L. IV. Regulation of tight junctions by extracellular stimuli: nutrients, cytokines, and immune cells. Amer. J. Physiol. 2000. Vol. 279. No 5. P. G851-G857.

264. O'Connor T.P., Lam M.M., Diamond J. Magnitude of functional adaptation after intestinal resection // Amer. J. Physiol. 1999. Vol. 276. No 5. Pt 2. P. R1265-R1275.

265. Q'Donnell M.D., McGeeney K. F., FitzGerald O. Effect of free and conjugated bile salts on alpha-amylase activity // Enzyme. 1975. Vol. 19. No 3. P. 129-139.

266. Ohlsson B., Jansen C., Rehfeld J.F., Sternby B., Ihse I., Axelson J. Biliodigestive shunt evokes hyperCCKemia and trophic effects in the rat pancreas, but not in the liver or gastrointestinal tract // Pancreas. 1997. Vol. 14. No 3. P. 255-261.

267. Opleta-Madsen K., Meddings J.B., Gall D.G. Epidermal growth factor and postnatal development of intestinal transport and membrane structure. // Pediatr. Res. 1991. Vol. 30. No 4. P. 342-350.

268. Palacin M., Estevez R., Bertran J., Zorzano A. Molecular biology of mammalian plasma membrane amino acid transporters // Physiol. Rev. 1998. Vol. 78. No 4. P. 969-1054.

269. Panayotova-Heiermann M., Wright E.M. Mapping the urea channel through the rabbit Na+-glucose cotransporter SGLT1 // J. Physiol. 2001. Vol. 535. P. 419423.

270. Parsons D.S. Unstirred layer / Intestinal ion transport. London: MTP Press. 1976. Ch. 21. P. 308-337.

271. Parsons D.S. Methods for investigation of intestinal absorption // Handbook of physiology / Ed. C.F. Code. New York. 1968. Sect.6. Vol. 3. P. 1177-1216.

272. Pappenheimer J.R. Physiological regulation of transepithelial impedance in the intestinal mucosa of rats and hamsters // J. Membr. Biol. 1987. Vol. 100. No 2. P. 137-148.

273. Pappenheimer J.R., Reiss K.Z. Contribution of solvent drag through intercellular functions to absorption of nutrients by the small intestine of the rat // J. Membr. Biol. 1987. Vol. 100. No 2. P. 123-136.

274. Pappenheimer J.R. Paracellular intestinal absorption of glucose, creatinine, and mannitol in normal animals: relation to body size // Amer. J. Physiol. 1990. Vol. 259. P. G290-G299.

275. Pappenheimer J.R. On the coupling of membrane digestion with intestinal absorption of sugars and amino acids // Amer. J. Physiol. 1993. Vol. 265. P. G409-G417.

276. Pappenheimer J.R. Scaling of dimensions of small intestines in non-ruminant eutherian mammals and its significance for absorptive mechanisms // Comp. Biochem. Physiol. 1998. A. Vol. 121. No 1. P. 45-58.

277. Pappenheimer J.R. Role of pre-epithelial "unstirred" layers in absorption of nutrients from the human jejunum // J. Membr. Biol. 2001. Vol. 179. No 2. P. 185-204.

278. Park J.H., Vanderhoof J.A. Growth hormone did not enhance mucosal hyperplasia after small-bowel resection // Scand. J. Gastroenterol. 1996. Vol. 31. No 4. P. 349-354.

279. Pascual M., Castilla-Cortazaret I., Urdaneta E., Quiroga J., Garcia M., Picardi A., Prieto J. Altered intestinal transport of amino acids in cirrhotic rats: the effect of insulin-like growth factor-I // Amer. J. Physiol. 2000. Vol. 279. P. G319-G324.

280. Pérez del Castillo M.M., Lostao M.P., Barber A., Ponz F. Some technical precisions to a method for in vivo intestinal absorption studies // Rev. Esp. Fisiol. 1997. Vol. 53. No 3. P. 281-287.

281. Randless J., Kimmich G.A. Effects of phloretin and theophylline on 3-0-methylglucose transport by intestinal epithelial cells // Amer. J. Physiol. 1978. Vol. 234. No 3. P. C64-C72.

282. Raybould H.E. The future of GI and Liver research: editorial perspectives: IV. Visceral afferents: an update // Amer. J. Physiol. 2003. Vol. 284. P. G880-G882.

283. Raybould H.E., Glatzle J., Robin C., Meyer J.H., Phan T., Wong H., Sternini C. Expression of 5-HT3 receptors by extrinsic duodenal afferents contribute to intestinal inhibition of gastric emptying // Amer. J. Physiol. 2003. Vol. 284. No 3. P. G367-G372.

284. Reding R., Hancotte-Lahaye C., Nzayinambaho K., Fiasse R., De Muylder C. Adaptation of the small intestine to extensive resection and its regulatory mechanisms: hormonal hypothesis // Acta Gastroenterol. Belg. 1986. Vol. 49. No 3. P. 329-340.

285. Roig T., Vinardell M.P. Intestinal perfusion in vivo for the study of absorptive processes // Comp. Biochem. Physiol. A. 1991. Vol. 98. No 1. P. 3-7.

286. Roy C.C, Dubois R.S., Philippon F. Inhibition by bile salts of the jejunal transport of 3-O-methyl glucose // Nature. 1970. Vol. 225. No 5237. P. 10551056.

287. Roy C.C., Dubois R.S. Monosaccharide induction of 3-O-methyl glucose transport through the rat jejunum // Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1972. Vol. 139. No 3. P. 883-886.

288. Roy C.C., Laurendeau G., Doyon G., Chartrand L., Rivest M.R. The effect of bile and of sodium taurocholate on the epithelial cell dynamics of the rat small intestine // Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1975. Vol. 149. No 4. P. 1000-1004.

289. Ryu K.H., Grim E. Countercurrent exchange of water in canine jejunum // Amer. J. Physiol. 1985. Vol. 249. No 3. Pt 1. P. G377-G381.

290. Rubio-Aliaga I., Daniel H. Mammalian peptide transporters as targets for drug delivery // Trends Pharmacol. Sci. 2002. Vol. 23. No 9. P. 434-440.

291. Sala-Rabanal M., Loo D.D.F., Hirayama B.A., Turk E, Wright E.M. Molecular interactions between dipeptides, drags and the human intestinal H+-oligopeptide cotransporter hPEPTl // J. Physiol. 2006. Vol. 574. P. 149-166.

292. Salloum R.M., Stevens B.R., Souba W.W. Adaptive regulation of brush-border amino acid transport in a chronic excluded jejunal limb // Amer. J, Physiol. 1991. Vol. 261. No 1. Pt 1. P. G22-G27.

293. Saunders D.R., Silleiy J.K. Absorption of carbohydrate-electrolyte solutions in rat duodenojejunum. Implications for the composition of oral electrolyte solutions in man//Dig. Dis. Sci. 1985. Vol. 30. No 2. P. 154-160.

294. Scharrer E. Developmental changes of sugar transport in the ovine small intestine // Pflügers Arch. 1976. Vol. 366. P. 147-151.

295. Scharrer E, Liebich HG, Raab W, Promberger N. Influence of age and rumen development on intestinal absorption of galactose and glucose in lambs. A functional and morphological study // Zentralbl. Veterinarmed A. 1979a. Vol. 26. No 2. P. 95-105.

296. Scharrer E. Peter W., Raab W., Promberger N. Reciprocal relationship between Rumen development and intestinal sugar transport capacity in sheep // Zentralbl. Veterinarmed A. 1979b. Vol. 26. No 7. P. 513-20.

297. Schedl H.P., Burston D., Taylor E., Matthews D.M. Kinetics of mucosal influx of glycylsarcosine, glycine and leucine into hamster jejunum and ileum in vitro // Clin. Sci. (Lond). 1979. Vol. 56. No 1. P. 25-31.

298. Schultz S.G., Curran P.F. Coupled transport of sodium and organic solutes

299. Physiol. Rev. 1970. Vol. 80. P. 637-718.

300. Scott T.A. and Melvin E.H. The determination of hexoses with anthrone // Anal. Biochem. 1953. Vol. 25. P. 1656-1658.

301. Seidel E.R., Haddox M.K., Johnson L.R. Ileal mucosal growth during intraluminal infusion of ethylamine or putrescine // Amer. J. Physiol. 1985. Vol. 249. P. 2543-2566.

302. Semenza G. Intestinal oligo- and disaccharidases / Carbohydrate metabolism and its disorders. Vol. 3. Ed. by J.P. Randle et al., London, Acad. Press. 1981. P. 245-479.

303. Sharp P.A., Debnam E.S., Srai S.K. Rapid enhancement of brush border glucose uptake after exposure of rat jejunal mucosa to glucose // Gut. 1996. Vol. 39. No 4. P. 545-550.

304. Shepherd E.J., Helliwell P.A., Mace O.J., Morgan E.L., Patel N., Kellett G.L. Stress and glucocorticoid inhibit apical GLUT2-trafficking and intestinal glucose absorption in the rat small intestine // J. Physiol.(Lond.). 2004. Vol 560. No l.P. 281-290.

305. Shimakura J., Terada T. Saito H., Katsura T., Inui K. Induction of intestinal peptide transporter 1 expression during fasting is mediated via peroxisome proliferation-activated receptor a II Amer. J. Physiol. 2006, Vol. 291. P. G851-G856.

306. Shiozaki H., Yoshioka M., Miura S., Imaeda H., Morita A., Asakura H., Tsuchiya M., Ishii H. Conjugated bile salts regulate turnover of rat intestinal brush border membrane hydrolases // Dig. Dis. Sci. 1995. Vol. 40. No 6. P. 11931198.

307. Shirada T., Miyamoto K.I., Tanaka H., Yamamoto H., Taketani Y., Morita T., Tsuji A., Takeda E. Cellular and molelular mechanisms of dietary regulation on rat intestinal HVpeptide transporter PepTl // Gastroenterology. 1999. Vol. 116. P. 354-362.

308. Shirazi-Beechey S.P., Gribble S.M. Wood I.S., Tarpey P.S., Beechey R.B.,

309. Dyer J., Scott D., Barker PJ. Dietary regulation of the intestinal sodium-dependent glucose transpoeter (SGLT1) // Biochem. Soc. Trans. 1994. Vol. 22. P. 655-658.

310. Shirazi-Beechey S.P. Intestinal sodium-dependent D-glucose co-transporter: dietary regulation // Proc. Nutr. Soc. 1996. Vol. 55. No IB. P. 167-178.

311. Shu R., David E.S., Ferraris R.P. Luminal fructose modulates fructose transport and GLUTS expression in small intestine of weaning rats // Amer. J. Physiol. 1998. Vol. 274. P. G232-G239.

312. Sladen G.E., Dawson A.M. Interrelationships between the absorption of glucose, sodium and water by normal human jejunum // J.Clin. Sci. Vol. 36. P. 119-132. 1969.

313. Smithson KW, Millar DB, Jacobs LR, Gray GM. Intestinal diffusion barrier: unstirred water layer or membrane surface mucous coat? // Science. 1981. Vol. 214. No 4526. P. 1241-1244.

314. Smyth D.H. Methods of studying intestinal absorption // Biomembranes. London. New York. Plenum Press. 1974. Vol. 4A. P. 241-283.

315. Solomon T.E. Regulation of exocrine pancreatic cell proliferation and enzyme synthesis / Physiology of the gastrointestinal tract / Ed. by L.R.Johnson. New York: Raven Press. 1981. Vol. 1. Ch.33. P. 873-892.

316. Solomon T.E. Control of exocrine pancreatic cell proliferation and enzyme synthesis // Physiology of the gastrointestinal tract / ed. L.R.Johnson. New York: Raven Press. 1987. Vol. 2. P. 1173-1207.

317. Stevens B.R. Amino acid transport in intestine // Mammalian amino acid transport: mechanisms and control / Eds D. Haussinger, M.S. Kilberg. N.-Y.:

318. Plenum Press. 1991. P. 117-142.

319. Stevens B.R., Fernandez A., Hirayama B., Wright E.M., Kempner E.S. Intestinal brush border membrane Na+/glucose cotransporter functions in situ as a homotetramer // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. Vol. 87. No 4. P. 14561460.

320. Strocchi A., Levitt M.D. A reappraisal of the magnitude and implications of the intestinal unstirred layer // Gastroenterol., 1991. Vol. 101. P. 843-847.

321. Tappenden K.A., Thomson A.B., Wild G.E., McBurney M.I. Short-chain fatty acids increase proglucagon and ornithine decarboxylase messenger RNAs after intestinal resection in rats // J. Parenter. Enteral. Nutr. 1996. Vol. 20. P. 357362.

322. Taylor B., Murphy G.M., Dowling R.H. Pituitary hormones and the small bowel: effect of hypophysectomy on intestinal adaptation to small bowel resection in the rat // Eur. J. Clin. Invest. 1979. Vol. 9. No 2. Pt 1. P. 115-127.

323. Thamotharan M., Bawani S.Z., Zhou X., Adibi S.A. Functional and molecular expression of intestinal oligopeptide transporter (Pept-1) after a brieffast // Metabolism. 1999. Vol. 48. No 6. P. 681-684.

324. Thomson A.B.R., Dietschy J.M. Derivation of the equations that describe the effects of unstirred water layers on the kinetic parameters of active transport processes in the intestine//Theor. Biol. 1977. Vol. 64. P. 277-292.

325. Thomson A.B.R., Dietschy J.M. The role of the unstirred water layer in intestinal permeation. / Pharmacology of intestinal permeation / Ed. T.Z.Csaky. Berlin etc.: Springer. 1984. Vol. 70/11. Ch. 21. P. 165-269 (Handbook of experimental pharmacology).

326. Thomson A.B., Dietschy J.M. Experimental demonstration of the effect of the unstirred water layer on the kinetic constants of the membrane transport of D-glucose in rabbit jejunum // J Membr Biol. 1980. Vol. 54. No 3. P. 221-229.

327. Thorens B., Sarkar H.K., Kaback H.R., Lodish H.F. Cloning and functional expression in bacteria of a novel glucose transporter present in liver, intestine, kidney, and beta-pancreatic islet cells // Cell. 1988 Oct 21 Vol. 55. No 2. P. 28190.

328. Thorens B., Cheng Z.Q., Brown D., Lodish H.F. Liver glucose transporter: a basolateral oropein in hepatocytes and intestine and kidney cells // Am. J. Physiol. 1990. Vol. 259. P. C279-C285.

329. Thwaites D.T., Anderson C.M. H^-coupled nutrient, micronutrient and drug transporters in the mammalian small intestine // Exp. Physiol. 2007a, Vol. 92. No 4. P. 603-619.

330. Thwaites D.T., Anderson C.M. Deciphering the mechanisms of intestinal imino (and amino) acid transport: the redemption of SLC36A1 // Biochim. et Biophys. Acta. 2007b. Vol. 68. No 2. P. 179-97.

331. Thwaites D.T., McEwan G.T., Cook M.J., Hirst B.H., Simmons N.L. H(+)-coupled (Na(+)-independent) proline transport in human intestinal (Caco-2) epithelial cell monolayers // FEBS Lett. 1993. Vol. 25. No 333 (1-2). P. 78-82.

332. Thwaites D.T., Simmons N.L. pH sensitivity of amino acid transport at the brush-border of human intestinal epithelial (Caco-2) cells in consistent with H* symport // J. Physiol. (L.) 1996. Vol. 465. P. 96.

333. Topcu T., Gulpinar M.A., Isman C.A., Yegen B.C.,Yegen C. Enterogastric brake in rats with segmental bowel resection: role capsaicin-sensitive nerves // Clin. Exp.Pharmacol. Physiol. 2002. Vol. 29. No 1-2. P. 68-72.

334. Tsang R. Ao Z., Cheeseman C. Influence of vascular and luminal hexoses on rat intestinal basolateral glucose transport // Can.J. Physiol. Pharmacol. 1994. Vol. 72. P. 317-326.

335. Turk E., Kerner C.J., Lostao M.P., Wright E.M. Membrane topology of the human NaVglucose cotransporter SGLT1// J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271. P. 1925-1934.

336. Turner J.R., Cohen D.E., Mrsny R.J., Madara J.L. Noninvasive in vivo analysis of human small intestinal paracellular absorption: regulation by Na+-glucose cotransport//Dig. Dis. Sci. 2000a. Vol. 45. No 11. P. 2122-2126.

337. Turner J.R., Black E.D., Ward J., Tse C.M., Uchwat F.A., Alii H.A., Donowitz M., Madara J.L., Angle J.M. Transepithelial resistance can be regulated by the intestinal brush-border Na(+)/H(+) exchanger NHE3 // Amer. J.

338. Physiol. 2000b. Vol. 279. No 6. P. C1918-C1924.

339. Uda K., Tsujikawa T., Ihara T., Fujiyama Y., Bamba T. Luminal polyamines upregulate transmural glucose transport in the rat small intestine // J. Gastroenterol. 2002. Vol. 37. P. 434-441.

340. Uhing M.R., Kimura R.E. The effect of surgical bowel manipulation and anesthesia on intestinal glucose absorption in rats // J. Clin. Invest. 1995a. Vol. 95. No 6. P. 2790-2798.

341. Uhing M.R., Kimura R.E. Active transport of 3-O-methyl-gIucose by the small intestine in chronically catheterized rats // J. Clin. Invest. 1995b. Vol. 95. No 6. P. 2799-805.

342. Uhing M.R., Beno D.W., Jiyamapa-Serna V.A., Chen Y., Galinsky R.E., Hall S.D., Kimura R.E. The effect of anesthesia and surgery on CYP3A activity in rats // Drug Metab. Dispos. 2004. Vol. 32. No 11. P. 325-330.

343. Ulshen M.H., Dowling R.H., Fuller C.R., Zimmermann E.M., Lund P.K. Enhanced growth of small bowel in transgenic mice overexpressing, bovine growth hormone // Gastroenterology. 1993. Vol. 104. No 4. P. 973-980.

344. Walker D., Thwaites D.T., Simmons N.L. Gilbert H.J., Hirst B.H. Substrate upregulation of the human small intestinal peptide transporter, hPepTl // J. Physiol. (L.). 1998. Vol. 507. P. 697-706.

345. Webb K.E. Intestinal absorption of protein hydrolysis product: a review // J. Anim. Sci. 1990. Vol. 68. P. 3011-3022.

346. Weisbrodt N.W. Motility of the small intestine / Gastrointestinal physiology. Ed. by L.R. Johnson. Mosby. St. Louis. 1997. P. 43-50.

347. Weser E., Vandeventer A., Tawil T. Non-hormonal regukalation of intestinal adaptation // Scand. J. Gastroenterol. 1982. Vol. 17. P. 105-113.

348. Weser E., Heller R., Tawil T. Stimulation of mucosal growth in the rat ileum by bile and pancreatic secretions after jejunal resection // Gastroenterology. 1977.Vol. 73. No 3. P. 524-529.

349. Westergaard H. Insulin modulates rat intestinal glucose transport: effect of hypoinsulinemia and hyperinsulinemia // Amer. J. Physiol. 1989. Vol. 256. No 5. Ptl.P. G911-G918.

350. Westergaard H., Holtermuller K.H., Dietschy J.M. Measurement of resistance of barriers to solute transport in vivo in rat jejunum // Amer. J. Physiol. 1986. Vol. 250. P. G727-G735.

351. Williamson R.C.N., Malt R.A. Humoral modulation of compensatory intestinal hyperplasia / Mechnisms of intestinal adaptation. Eds. J.W.L. Robinson, R.H. Dowling, E.O. Riecken. MTP, Lancaster. UK. 1981. P. 215-224.

352. Williamson R.C.N., Buchholtz T.W., Malt R.A. Humoral stimulation of cell proliferation in small bowel after transection and resection in rats // Gastroenterology. 1978. Vol. 75. No 2. P. 249-254.

353. WilsonT.H. Intestinal absorption// Saunders. Philadelphia-London. 1962.

354. Wilson T.H., Wiseman G. The use of sacs everted small intestine for the study of the transference of substances from the mucosal to the serosal surface // J.Physiol. 1954.Vol. 123. No 1,P. 116-125.

355. Winne, D. Unstirred layer, source of biased Michaelis constant in membrane transport // Biochim. Biophys. Acta. 1973. Vol. 298. P. 27-31.

356. Winne D. The influence of unstirred layers on intestinal absorption / Intestinal permeation, ed. by Kramer M., Lauterbach F. / Amsterdam: Excerpta Medica. 1977. P. 58-64.

357. Wiseman G. Sites of dipeptide hydrolysis in relation to sites of histidine andglucose active transport in hamster intestine // J. Physiol. (L.). 1983. Vol. 342. P. 421-435.

358. Wolvekamp MC, Heineman E, Taylor RG, Fuller PJ. Towards understanding the process of intestinal adaptation // Dig. Dis. 1996. Vol. 14. No l.P. 59-72.

359. Wood J.D. Physiology of the enteric nervous system / Physiology of the gastrointestinal tract. Ed. by L.R. Johnson. Raven Press. New York. 1994. P. 423-482.

360. Wood J.G., Hoang H.D., Bussjaeger L.J., Solomon T.E. Neurotensin stimulates growth of small intestine in rats // Amer. J. Physiol. 1988. Vol. 255. No 6. Ptl.P. G813-G817.

361. Wright E.M. Genetic disordes of membrane transport. 1. Glucose, galactose malabsorption // Amer. J. Physiol. 1998. Vol. 38. P. G879-G882.

362. Wright E.M., Hirayama B.A., Loo D.D.F., Turk E., Hager K. IntestinalrHsugar transport./ In: Physiology of Gastrointestinal Tract, 3 edition, Vol". II (ed. Johnson). New York: Raven Press. 1994. P. 1751-1772.

363. Wright E.M., Hirsch J.R., Loo D.D., Zampighi G.A. Regulation of Na+/glucose cotransporters // J. Exp. Biol. 1997 .Vol. 200 ( Pt 2). P. 287-293.

364. Wright E.M., Martin M.G., Turk E. Intestinal absorption in health and disease — sugars // Best Pract. Res. Clin. Gastroenterol. 2003. Vol. 17. P. 943956.

365. Wright E.M., Hirayama B.A., Loo D.F. Active sugar transport in health and disease. // J. Intern. Med. 2007 . Vol. 261 No 1. P. 32-43.

366. Wu L., Fritz J.D., Powers A.C. Differenr functional domains of GLUT2 glucose transporter are required for glucose affinity and substrate specificity // Endocrinology. 1998. Vol. 139. P. 4205-4212.