Влияние экзогенных и эндогенных факторов на липидный состав бактерий псевдотуберкулеза тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Бахолдина, Светлана Ивановна

• Бахолдина, Светлана Ивановна
• кандидат биологических наук
• 2001

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Бахолдина, Светлана Ивановна

ВВЕДЕНИЕ 5 ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

Глава 1. Липиды и их роль в адаптации грамотрицателъных бактерий к факторам окружающей среды

1.1. Строение клеточной оболочки грамотрицателъных бактерий

1.2. Общая характеристика и топология полярных липидов грамотрицателъных бактерий

1.3. Плазмиды бактерий и их участие в регуляции синтеза липидов

1.4. Роль липидое в адаптации бактерий к факторам окружающей среды

1.4.1. Влияние температуры

1.4.2. Влияние способа культивирования

1.4.3. Влияние фазы роста

1.4.4. Влияние скорости роста бактерий

1.4.5. Влияние источника углерода

1.5. Роль липидов в патогенности бактерий 28 ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Глава 2. Материалы и методы исследования

Глава Э. Липиды Yersinia pseudotuberculosis

3.1. Общая характеристика липидного состава бактерий псевдотуберкулеза

3.2. Новые подходы к анализу липидов бактерий псевдотуберкулеза

Глава 4. Влияние способа культивирования и фазы роста на состав липидов

Y. pseudotuberculosis

Глава 5. Значение температуры культивирования и плазмид в регуляции лшщдного состава Y. pseudotuberculosis

Глава 6. Влияние глюкозы на состав липидов Y. pseudotuberculosis

Глава 7. Влияние условий культивирования на вирулентные свойства бактерий псевдотуберкулеза

7.1. Патогенный потенциал

7.2. Острая токсичность ЛПС различного состава

СПИСОК ПРИНЯТЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ГЖХ - газожидкостная хроматография

ГЖХ-МС - хромато-масс-спектрометрия

ДПС - деградированный полисахарид диМеФЭ - диметиловый эфир фосфатидилэтаноламина

ДФГ - дифосфатидилглицерин

ЖК - жирные кислоты

КОЕ - колониеобразующие единицы

КЭО - 2-кето-З-дезоксиоктулозоновая кислота

ЛПС - липополисахарид

ЛПБК - липополисахарид-белковый комплекс

ЛФЭ - лизофосфатидилэтаноламин

ЛА - липид А

ЛФ - логарифмическая фаза роста

МеФЭ - монометиловый эфир фосфатидилэтаноламина

НЛ - нейтральные липиды

НМ - наружная мембрана

ПА - питательный агар

ПБ - питательный бульон

ПСФ - поздняя стационарная фаза

РСФ - ранняя стационарная фаза

СА - степень ацилирования

СП - степень полимеризации

СФ - стационарная фаза

ТСХ - тонкослойная хроматография

ФГ - фосфатидилглицерин

ФЛ - фосфолипиды

ФЛР - фаза линейного роста

ФС - фосфатидилсерин

ФХ - фосфатидилхолин

ФЭ - фосфатидилэтаноламин

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние экзогенных и эндогенных факторов на липидный состав бактерий псевдотуберкулеза»

Изучение экологии патогенных бактерий, позволяющее получать фактические материалы о возможности обитания некоторых из них в окружающей среде, накоплении их в ее объектах, из которых и происходит заражение людей, сегодня рассматривается как необходимое звено для понимания механизмов запуска и развития инфекционных заболеваний. Для патогена организм хозяина - это среда обитания, к условиям которой он должен адаптироваться, и чем сильнее выражена эта способность, тем больше вероятность развития инфекции. Отражением адаптационных процессов, в частности, является вариабельность химического состава бактериальной клетки. Отдельные структуры клетки в разной степени подвержены влиянию факторов внешней среды. Максимальную экологическую лабильность обнаруживает клеточная оболочка бактерий. Ее химический состав и строение претерпевают заметные изменения в ответ на изменение внешних условий. Значимость отдельных экологических факторов в выборе бактерией путей биохимической адаптации тоже различна. Лабораторные эксперименты, моделирующие различные условия роста, позволяют изучать адаптивную реакцию микроорганизма на отдельные факторы среды и получать информацию о структурных вариантах, наиболее соответствующих конкретным условиям обитания.

Изучение молекулярных основ адаптации у Yersinia pseudotuberculosis (сем. Enterobacteriaceae) представляет особый интерес. В последние годы заболевание, вызываемое этими бактериями (псевдотуберкулез), приобретает все большее значение в патологии человека и регистрируется повсеместно. В отличие от большинства других кишечных патогенов, типичных мезофилов, псевдотуберкулезный микроб относится к группе факультативных психрофилов и внутриклеточных паразитов, обладающих двойственной (паразитической и сапрофитной) природой и способных к эффективному размножению как в организме теплокровных при 37 °С, так и в объектах окружающей среды при низкой температуре.

Высокая приспособляемость факультативных паразитов, необходимая для выживания в столь различных внешних условиях (окружающая среда*->макроорганизм), достигается, по-видимому, за счет наличия у них комплексных адаптивных реакций, отличных от таковых у облигатных патогенных бактерий. Большую роль в экологической пластичности бактерий могут играть липиды - основные компоненты мембран, обеспечивающие структурно-функциональное соответствие клетки изменяющимся условиям среды обитания. Однако исследования влияния различных факторов среды на липидный состав представителей данной группы бактерий и псевдотуберкулезного микроба, в частности, широко не проводились.

Устойчивость бактерий псевдотуберкулеза во внешней среде и способность расти при низких температурах, в том числе на пищевых продуктах, хранящихся в холодильниках, являются наиболее важными в эпидемиологическом отношении свойствами псевдотуберкулезного микроба. Рост Y. pseudotuberculosis на холоду приводит к возрастанию вирулентности популяции, о чем свидетельствуют тяжелые экспериментальные инфекции, вызываемые "Холодовыми" вариантами бактерий, и их более высокие адгезивная и инвазивная активности (в сравнении с клетками, выращенными при 37 °С) [1]. Химическая природа факторов вирулентности бактерий псевдотуберкулеза, ассоциированных с их психрофильными свойствами, не изучалась. В их число могут входить ЛПС, (3-антигены и эндотоксины грамотрицательных бактерий, и ФЛ, наряду с ЛПС формирующие барьер проницаемости бактериальных клеток по отношению к различным химическим веществам, в том числе к антибиотикам.

Генетической основой адаптации у бактерий часто служат плазмиды. Штаммы псевдотуберкулезного микроба содержат плазмиды различной молекулярной массы и функциональной специфичности. Наиболее значимой для выживания в организме хозяина является общая для бактерий рода Yersinia плазмида pYV с молекулярной массой 45-48 мДа, которая кодирует большую часть из известных факторов вирулентности, функционирует только при 37 °С [2, 3] и встречается в штаммах в случае спорадических заболеваний [4]. Эпидемический характер заболеваемости псевдотуберкулезом связывают с одновременным присутствием в клетках Y. pseudotuberculosis плазмиды вирулентности и плазмиды pVM82 с молекулярной массой 82 мДа [4], наделяющей штаммы-носители этой плазмиды уникальными свойствами [5-7]. Однако роль этих плазмид в липидном биосинтезе Y. pseudotuberculosis не изучалась.

Исходя из этого, мы поставили перед собой задачу изучить влияние условий культивирования и плазмидного профиля на химический состав липидных компонентов (фосфолипиды и липополисахариды) и токсичность липополисахаридов бактерий псевдотуберкулеза.

ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Бахолдина, Светлана Ивановна

ВЫВОДЫ

1. Проведено систематическое изучение состава липидов Yersinia pseudotuberculosis в зависимости от условий культивирования.

2. Показано, что липиды Y. pseudotuberculosis представляют собой динамичную систему, способную изменяться в широких пределах под действием температуры, способа культивирования, фазы роста, источника углерода и присутствия плазмид в клетке.

3. Показано, что бактерии псевдотуберкулеза, выращенные при низкой температуре, в отличие от бактерий, выращенных при 37 °С, имеют более высокое общее содержание ФЛ и ЛПС, более высокий индекс ненасыщенности ЖК и более высокое отношение ФЭ/ФГ+ДФГ, в них выше доля молекул ЛПС с высокой степенью ацилирования остатков ЗОН 14:0 кислоты и длинной углеводной цепью, обладающих высокой острой токсичностью.

4. Установлено, что терморегуляция состава липидов у бактерий псевдотуберкулеза контролируется хромосомными генами и подавляется в присутствии плазмиды pVM82. Плазмида вирулентности не влияет на состав липидных компонентов.

5. Показано, что присутствие глюкозы в питательной среде оказывает существенное влияние на состав ФЛ Y. pseudotuberculosis, характер которого зависит от температуры: на холоду содержание ФЛ и отношение ФЭ/ФГ+ДФГ увеличиваются, а при 37 °С - уменьшаются.

6. Найдено, что колониальные культуры Y. pseudotuberculosis, в отличие от суспензионных, содержат больше общих липидов и ФЛ, имеют более высокий индекс ненасыщенности ЖК, а ЛПС, выделенные из них, характеризуются более высокими значениями СП О-специфического полисахарида и обладают более высокой острой токсичностью.

7. Общее содержание свободных липидов и ЛПС, а также индивидуальный состав ФЛ Y. pseudotuberculosis зависят от возраста культуры. Колониальные культуры, в отличие от суспензионных, характеризуются повышенным содержанием ЛФЭ в логарифмической фазе роста. При обоих способах культивирования ЛПС с максимальной длиной цепи синтезируется в стационарной фазе роста.

8. Показано, что основными факторами, усиливающими патогенный потенциал бактерий псевдотуберкулеза, являются низкая температура и рост в виде колоний.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В жизненном цикле факультативных паразитов, типичным представителем которых является Y. pseudotuberculosis, обязательна реализация двух фаз: фазы пребывания в организме хозяина (паразитической) и фазы существования во внешней среде (сапрофитной). Следовательно, экология паразита - это не только его взаимодействие с хозяином, но и выживание во внешней среде. В условиях окружающей среды, где возможны перепады температуры, напряжения кислорода, нехватка нутриентов, на микробы действуют одни сигналы, а в условиях организма хозяина - другие. В результате происходит перестройка метаболизма бактерий, адекватная условиям их временного пребывания. Мы исследовали влияние различных абиотических факторов и плазмидного состава на липидные компоненты бактерий псевдотуберкулеза.

Полученные нами данные позволяют говорить, что способность бактерий псевдотуберкулеза приспосабливаться к различным условиям окружающей среды проявляется в высокой структурной пластичности клеточной оболочки, которая, в частности, выражается в вариабельности ее липидного состава. Как следствие, липидные компоненты Y. pseudotuberculosis претерпевали заметные модификации в ответ на изменение таких факторов роста как температура, способ культивирования и источник углерода.

Температура является основным фактором среды, определяющим характер метаболизма бактерий. Несмотря на сильный отрицательный эффект низких температур на биохимические процессы, "холодовые" варианты бактерий псевдотуберкулеза, в отличие от "тепловых", дольше сохраняли жизнеспособность и давали более высокие выходы биомассы как на жидких, так и на плотных питательных средах. Однако скорость роста бактерий на холоду зависела от способа культивирования: колониальные культуры росли в 3 раза медленнее, чем суспензионные. Следовательно, низкая температура и жидкие питательные среды являются наиболее благоприятными условиями для репродукции бактерий псевдотуберкулеза, что, видимо, способствует выживанию внеорганизменных популяций этого микроорганизма.

Важную роль в приспособлении бактерий к смене температуры окружающей среды играют жирные кислоты. У всех изучаемых штаммов Y. pseudotuberculosis наблюдалась широко распространенная у грамотрицательных бактерий адаптивная реакция на снижение температуры роста: повышение уровня ненасыщенных ЖК и снижение циклопропановых и насыщенных, что связано с необходимостью поддерживать степень жидкостности клеточных мембран на уровне, способном обеспечить функционирование бактериальной клетки на холоду. Степень ненасыщенности ЖК у бактерий псевдотуберкулеза, культивируемых при 37 °С, зависела от их плазмидного профиля. Наибольший индекс ненасыщенности среди "тепловых" вариантов был зафиксирован у плазмидосодержащего штамма (82+). Учитывая, что увеличение жидкостности и проницаемости бактериальных мембран для гидрофобных агентов у иерсиний коррелирует с их инвазивностью [234], можно предположить, что плазмида рУМ82, регулирующая индекс ненасыщенности ЖК, играет важную роль в способности бактерий проникать в организм хозяина и, следовательно, в их вирулентности.

В ЛПС Y. pseudotuberculosis при обеих температурах роста ненасыщенные жирные кислоты не обнаружены. Это отличает его от ЛПС других грамотрицательных бактерий семейства Enterobacteriaceae, в которых на холоду синтезируется гексадеценовая кислота вместо гексадекановой {Proteus mirabilis [85]) или додекановой (Y. enterocolitica [234], Е. coli [235], S. minnesota [93]), присутствующих в ЛПС этих бактерий, когда они растут при 37 °С. Действие температурного фактора на жирные кислоты ЛПС псевдотуберкулезного микроба проявлялось в изменении СА остатков 3-гидрокситетрадекановой кислоты, которая достигала максимума у "холодовых" вариантов. Это дает основание полагать, что в ЛПС псевдотуберкулезного микроба функции мононенасыщенных ЖК, препятствующих плотной упаковке углеводородных цепей и способствующих уменьшению температуры фазовых переходов, выполняют 3-ацилоксиалкановые кислоты. В процессе образования 3-ацилоксикислот у "тепловых" вариантов иерсиний псевдотуберкулеза, видимо, участвует плазмида pVM82, поскольку в клетках бесплазмидного производного, выращенного при 37 °С, молекулы ЛПС с высокой С А не обнаружены.

Температура культивирования оказывала также существенное влияние на состав свободных липидов и ЛПС Y. pseudotuberculosis. Понижение температуры культивирования псевдотуберкулезного микроба приводило к повышению уровня ФЛ и снижению количества НЛ, а также к усилению как общего синтеза ЛПС, так и, особенно, ЛПС с длинными 0-цепями и высокой СА, обладающих высокой острой токсичностью. Наиболее заметные модификации липидного состава под влиянием температуры наблюдались у бесплазмидного (82) штамма. Учитывая, что в отсутствие плазмид внутриклеточные процессы контролируются хромосомой, можно полагать, что гены, ответственные за терморегуляцию синтеза ЛПС и ФЛ в бактериях псевдотуберкулеза, находятся на хромосомной ДНК. В то же время различия в составе ЛПС и ФЛ, выделенных из "тепловых" вариантов бактерий бесплазмидного штамма и штамма, содержащего плазмиду рУМ82, предполагают участие плазмиды pVM82 в терморегуляции синтеза этих компонентов. Результатом взаимодействия хромосомных и плазмидных факторов является частичная отмена действия температуры на синтез ЛПС и ФЛ в клетках плазмидосодержащего штамма (82-).

Плазмида pVM82 состоит из двух фрагментов, один из которых размером 57 мДа гомологичен плазмиде р57 [5]. Наблюдаемые различия в составе свободных липидов "тепловых" вариантов штаммов (57+) и (82"), с одной стороны, и производного, содержащего плазмиду pVM82, с другой, позволяет сделать заключение, что за отмену терморегуляции синтеза свободных липидов отвечает 25 мДа фрагмент плазмидной ДНК. Влияние температуры на синтез ЛПС в клетках псевдотуберкулезного микроба снижалось в ряду (82)>(82+)>(57+). Это дает основание считать, что гены, отменяющие терморегуляцию синтеза ЛПС в клетках плазмидосодержащих штаммов, находятся на 57 мДа фрагменте плазмиды pVM82.

Значительные изменения липидного состава бактерий псевдотуберкулеза наблюдались при добавлении в питательную среду глюкозы (табл. 13, 14, стр. 72, 73). Действие глюкозы проявлялось избирательно, затрагивая только свободные липиды клеток, и зависело от температуры: на холоду ее присутствие стимулировало синтез ФЛ, при 37 °С наблюдалось ингибирование этого процесса. Уменьшение общего количества липидов происходило в основном за счет ингибирования синтеза ФЭ и сопровождалось резким уменьшением отношения ФЭ/ФГ+ДФГ. У "холодовых" вариантов бактерий, растущих на безглюкозной среде, и у бактерий, растущих при 37 °С на глюкозусодержащем ПБ, в логарифмической фазе роста синтезировались значительные количества ЛФЭ (табл. 14, стр. 73). Следует отметить, что содержание ЛФЭ у Y. pseudotuberculosis зависело также от способа культивирования. Максимальный уровень лизоформы ФЭ был зарегистрирован у колониальных культур (табл. 6, стр. 56). Присутствие ЛФЭ в бактериальных клетках косвенно свидетельствует о высокой активности эндогенных фосфолипаз, что может способствовать возрастанию вирулентности этих клеток [227, 236].

Способ культивирования наибольшее влияние оказывал на ЛПС составляющую Y. pseudotuberculosis. Когда клетки росли в виде колоний, в них происходил более интенсивный синтез молекул ЛПС, которые имели в среднем более высокие значения СП О-полисахаридов, в сравнений с ЛПС суспензионных культур. В то же время, клетки, растущие на ПА, содержали несколько больше общих липидов, в них синтезировалось больше фосфолипидов, в фазе линейного роста в них была выше доля лизофосфатидов, они имели более высокий индекс ненасыщенности, чем клетки, выращенные на жидкой питательной среде в идентичных условиях. При обоих способах культивирования содержание свободных липидов и ЛПС зависело от фазы роста бактерий, но динамика изменения их содержания по мере старения клеток в колониальных и суспензионных культурах была различна. Степень ацилирования ЛПС оставалась величиной постоянной, в то время как длина цепи О-специфического полисахарида варьировала с изменением возраста клеток и у обеих культур достигала максимального значения в стационарной фазе роста.

Данные, полученные нами при анализе ЛПС различных вариантов Y. pseudotuberculosis, демонстрируют, что ЛПС этих бактерий представляют собой гетерогенную популяцию молекул, состав которой в значительной степени определяется условиями культивирования. ЛПС различаются не только по длине цепи О-специфического полисахарида, как это свойственно ЛПС многих других бактерий, но и по степени ацилирования остатков ЗОН 14:0 кислоты, результатом чего является присутствие в клетках Y. pseudotuberculosis значительно более гетерогенной по своим физико-химическим характеристикам популяции молекул ЛПС, чем у других бактерий. В свою очередь гидрофильно-гидрофобный баланс молекул ЛПС оказывает существенное влияние на их распределение между фенольной и водной фазами при экстракции клеток различными системами растворителей. Из суспензионных культур, ЛПС которых имеют низкую СП, извлекались примерно равные количества ЛПС-PW и ЛПС-РСР (табл. 1, стр. 43), в то время как у колониальных культур, ЛПС которых имеют значительно более длинные О-полисахаридные цепи, преобладающим был ЛПС- PW (табл. 7, стр. 60).

Следует отметить, что несмотря на использование двух методов экстракции, добиться полного извлечения ЛПС не удается. Одной из причин низкого выхода ЛПС может быть высокое содержание молекул с короткими 0-цепями в клетках Y pseudotuberculosis. Действительно, имеются данные, что способность ЛПС более или менее полно экстрагироваться уменьшается с переходом от бактерий S-формы к бактериям R-формы [3]. Это хорошо согласуется с тем, что из суспензионных культур, ЛПС которых имеют низкую СП, извлекается в 1,5 раза меньше ЛПС, чем из клеток, растущих в виде колоний.

Способность "холодовых" вариантов Y. pseudotuberculosis синтезировать ЛПС, различающиеся по длине цепи и степени гидрофобности, имеет большое биологическое значение, обеспечивая более плотную упаковку ЛПС на клеточной поверхности. С другой стороны, присутствие в клетках псевдотуберкулезного микроба, выращенного на холоду, ЛПС с длинными О-полисахаридными цепями и высокой СА хорошо согласуется с более высокой токсичностью их ЛПС в сравнении с ЛПС бактерий, выращенных при 37° С (табл. 15, стр. 78), а также с данными о том, что возбудителем псевдотуберкулезной инфекции являются только "холодовые" варианты этих бактерий [1]. По-видимому кроме низкой температуры, к факторам, усиливающим токсичность ЛПС У. pseudotuberculosis, относится и способ культивирования. Колониальные культуры этих бактерий содержали ЛПС максимальной длины Оцепи, обладающие самой высокой острой токсичностью из всех изученных нами препаратов ЛПС, имели высокий индекс ненасыщенности ЖК, а также проявляли высокую фосфолипазную активность. Эти данные позволяют говорить, что рост Y. pseudotuberculosis в виде колоний на холоду может способствовать усилению их вирулентности и объясняет, по крайней мере частично, почему наиболее распространенным источником псевдотуберкулезной инфекции у человека являются твердые пищевые продукты и овощи, хранящиеся в холодильниках.

Таким образом, липидный состав Y. pseudotuberculosis изменяется в широком диапазоне под влиянием различных экзогенных и эндогенных факторов. Мы полагаем, это обусловлено принадлежностью бактерий псевдотуберкулеза к факультативным паразитам, способным расти и размножаться как при 37 °С, в организме теплокровных животных, так и в объектах окружающей среды при ее относительно низкой температуре [1]. По-видимому комбинированное воздействие разнообразных условий окружающей среды на природные популяции бактерий псевдотуберкулеза способствовало выработке у них комплексных адаптивных реакций, в том числе за счет изменения липидного состава, обусловливающих возможность выживания при разном сочетании экологических факторов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Бахолдина, Светлана Ивановна, 2001 год

1. Сомов Г.П. Психрофильность патогенных микроорганизмов и ее эпидемиологическое и патогенетическое значение// Вестн. АМН СССР. 1985. № 1. С. 58-65.

2. Portnoy D.A., Wolf-Watz Н., Bolin I., Beeder A.B., Faikow S. Characterization of common virulence plasmids in Yersinia species and their role in the expression of outer membrane proteins // Infect. Immun. 1984. Y. 43. № 1. P. 108-104.

3. Goverde R.L.J., Kusters J.G., Huis in't Veld J.H.J. // Growth rate and physiology of Yersinia enterocolitica; influence of temperature and presence of the virulence plasmid. J. Appl. Bacteriol. 1994. V. 77. № 1. P. 96-104.

4. Шубин Ф.Н., Сибирцев Ю.Т., Рассказов B.A. Плазмиды Yersinia pseudotuberculosis и их значение в реализации эпидемического процесса при псевдотуберкулезе//Журн. микробиол. 1985. № 12. С. 53-56.

5. Гинцбург А.Л., Шубин Ф.Н., Шовадаева Г.А., Куличенко А.Н., Янишевский Н.В., Смирнов Г.Б. Новый признак патогенности, кодируемый плазмидой pVM82 Yersinia pseudotuberculosis // Генетика. 1988. Т. 24. № 9. С. 15621571.

6. Север И.С., Ильина Т.С., Мотин В.Л., Смирнов Г.Б. Фенотипические особенности штамма Yersinia pseudotuberculosis с плазмидой pVM82, обнаруживаемой в очагах вспышек псевдотуберкулеза // Мол. генетика. 1991. № 12. С. 10-14.

7. Raetz C.R.H., Dowhan W. Biosynthesis and function of phospholipids in Escherichia colill J. Biol. Chem. 1990. V. 265. № 3. P. 1235-1238.

8. Huijbregts R.P.H., de Kroon A.I.P.M., de Kruijff B. Topology and transport of membrane lipids in bacteria // Biochim. Biophys. Acta. 2000. V. 1469. № 1. P. 43-61.

9. Lugtenberg В., van Alphen L. Molecular architecture and functioning of the outer membrane of Escherichia coli and other gram-negative bacteria // Biochim. Biophys. Acta. 1983. V. 737. № 1. P. 51-115.

10. Howell S., Crine Ph. Type VI membrane proteins? // TIBS. 1996. V. 21. № 1. p. 171-172.

11. Книрель Ю.А., Кочетков H.K. Строение липополисахаридов грамотрицательных бактерий. I. Общая характеристика липополисахаридов и структура липида А // Биохимия. 1993. Т. 58. №. 2. С. 166-181.

12. Raetz C.R.H. Ensymology, genetics, and regulation of membrane phospholipid syntesis in Escherichia coli II Microbiol. Rev. 1978. V. 42. № 3. P. 614-659.

13. Dowhan W. Genetic analysis of lipid-protein interactions in Escherichia coli membranes // Biochim. Biophys. Acta. 1998. V. 1376. № 3. P. 455-466.

14. Rietveld A.G., Killian J.A., Dowhan W., de Kruijff B. Polymorphic regulation of membrane phospholipid composition in Escherichia coli // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. № 17. P. 12427-12433.

15. Cronan J.E., Jr., Rock C.O. Biosynthesis of membrane lipids // Escherichia coli and Salmonella typhimurium (Eds. Neidhardt F.C., Ingraham J.L., Low K.B., Magasanik В., Schaechter M., Umbarger H.E.). Washington. DC: ASM. 1987. P. 474-497.

16. Cronan J.E., Jr., Vagelos P.R. Metabolism and function of the membrane phospholipids of Escherichia coli II Biochim. Biophys. Acta. 1972. V. 265. № 1. P. 25-60.

17. Correa O.S., Rivas Е.А., Barneix A.J. Cellular envelopes and tolerance to acid pH in .Mesorhizobium loli II Current Microbiol. 1999. V. 38. № 2. P. 329-334.

18. Tornabene T.G. Lipid composition of selected strains of Yersinia pestis and Yersinia pseudotuberculosis II Biochim. Biophys. Acta. 1973. V. 306. № 2. P. 173-185.

19. Рубан Е.Л. Микробные липиды и липазы. М.: Наука. 1977. С. 216.

20. Rodionov D.G., Ishiguro Е.Е. Dependence of peptidoglycan metabolism on phospholipid syntesis during growth of Escherichia coli II Microbiology-UK. 1996. V. 142. № 10. P. 2871-2877.

21. Ohta Т., Okuda S., Takahashi H. Relationship between phospholipid compositions and transport activities of amino acids in Escherichia coli membrane vesicles //Biochim. Biophys. Acta. 1977. V. 466. № 1. P. 44-56.

22. Mikhaleva N.I., Santini C.L., Giordano G., Nesmeyanova M.A. Requirement for phospholipids of the translocation of the trimethylamine N-oxide reductase througth the Tat pathway in Escherichia coli IIFEBS Lett. 1999. V. 463. № 3. P. 331-335.

23. Rietveld A.D., Koorengevel M.C., de Kruijff B. Non-bilayer lipids are required for efficient protein transport across the plasma membrane of Escherichia coli // EMBO J. 1995. V. 14. № 22. P 5506-5513.

24. Богданов M.B., Тараховский Ю.С., Манувахова М.Ш., Гонгадзе Г.М., Несмеянова M.A. Особенности химического состава и структуры оболочки Escherichia coli, секретирующих щелочную фосфатазу в среду // Биол. мембраны. 1989. Т. 6. № 3. С. 301-308.

25. Головастов В.В., Михалева Н.И., Кадырова Л.Ю., Несмеянова М.А. Основной фосфолипид Escherichia coli фосфатидилэтаноламин - необходим для продукции и секреции щелочной фосфатазы // Биохимия. 2000. Т. 65. № 9. С. 12951304.

26. Pugsley А.Р., Schwartz М. Colicin Е2 release: lysis, leakage or secretion? Possible role of a phospholipase // EMBO J. 1984. V. 3. № 10. P. 2393-2397.

27. Pugsley A.P., Cole S.T. An unmodified form of the CoIE2 lysis protein, an envelope lipoprotein, retains reduced ability to promote colicin E2 release and lysis of producing cells // J. Gen. Microbiol. 1987. V. 133. № 9. P. 2411-2420.

28. Васюренко З.П., Фролов А.Ф., Смирнов B.B., Рубан Н.М. Жирнокислотные профили бактерий, патогенных для человека (под ред. Захарова И.Я.). Киев: Наукова Думка. 1992. С. 95-114.

29. Dutt A., Dowhan W. Intracellular-distribution of enzymes of phospholipid-metabolism in several gram-negative bacteria//J. Bacteriol. 1977. V. 132. № 1. P. 159-165.

30. Лодиш X., Ротмен Дж. Сборка клеточных мембран (под ред. Георгиева Г.П.). Молекулы и клетки. М.: Мир. 1982. Вып. 7. С. 149-175.

31. Edgar J.R., Bell R.M. Biosynthesis in Escherichia coli of ,s'/2-glycerol-3-phosphate, a pcecursor of phospholipid //J. Biol. Chem. 1978. V. 258. № 18. P. 6354-6363.

32. Керридж Д., Типтон К. Биохимическая логика. 1974. М.: Мир. С. 266.

33. Skurnik М., Zhang L. Molecular genetics and biochemistry of Yersinia lipopolysaccharide // APMIS. 1996. V. 104. № 3. P. 849-872.

34. Книрель Ю.А., Кочетков Н.К. Строение липополисахаридов грамотрицательных бактерий. И. Структура кора // Биохимия. 1993. Т. 58. № 2. С. 182-201.

35. Wilkinson S.G. Bacterial lipopolysacharides themes and variations // Prog. Lipid Res. 1996. V. 35. № 3. P. 283-343.

36. Gmeiner J., Schlecht S. Molecular organization of the outer membrane of Salmonella typhimurium II Eur. J. Biochem. 1979. Y. 93. № 2. P. 609-620.

37. Rana F.R., Sultany C.M., Blazyk J. Determination of the lipid-composition of Salmonella typhimurium outer membranes by P-31 NMR // J. Microbiol. Methods. 1991. V. 14. №1. P. 41-51.

38. Moran A.P. Structure-bioactivity relationships of bacterial endotoxis // J. ToxicoL-Toxin Rew. 1995. V.14. № 1. P. 47-83.

39. Reeves P. Role of 0-antigen variation in the immune-response // Trends Microbiol. 1995. V. 3. № 10. P. 381-386.

40. Raetz C.R.H., Ulevitch R.J., Wright S.D., Sibley C.H., Ding A.H., Nathan C.F. Gram-negative endotoxin an extraordinary lipid with profound effects on eukaryotic signal transduction // FASEB J. 1991. V. 5. № 12. P. 2652-2660.

41. Whitfield C. Biosynthesis of lipopolysaccharide O-antigens // Trends Microbiol. 1995. Y. 3. № 5. P. 178-185.

42. Mayer H., Bhat U.R., Masoud H., Radziejewska J., Widemann C., Krauss J.H. Bacterial lipopolysaccharides // Appl. Chem. 1989. V. 61. № 7. P. 1271-1282.

43. Raetz C.R.H. Structure and biosynthesis of lipid A in Escherichia coli // Escherichia coli and Salmonella typhimurium (Eds. Neidhardt F.C., Ingraham J.L., Low K.B., Magasanik В., Schaechter M„ Umbarger H.E.). Washington. DC: ASM. 1987. P. 498-503.

44. Valvano M.A. Pathogenicity and molecular genetic of C>-specific side-chain lipopolysaccharides of Escherichia coli // Can. J. Microbiol. 1992. V. 38. № 7. P. 711-719.

45. Chakrabarti D., Chatterjee A.N. Studies on heterogeneous lipopolysaccharide fractions of Vibrio cholerae 569B // J. Gen. Microbiol. 1984. V. 130. № 8. P. 2023-2026.

46. Leive L. Domains involving nonrandom distribution of lipopolysaccharide in the outer membrane of Escherichia coli // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. Cell Biology. 1977. V. 74. № 11. P. 5065-5068.

47. Пехов А.П. Плазмиды бактерий. 1986. M: Медицина. 224 с.

48. Klemperer R.M.M., Ismail N.T.A.J., Brown M.R.W. Effect of R-plasmid RPion thenutritional requirements of Escherichia coli in batch culture. I I J. Gen. Microbiol. 1979. V. 155. Part 2. P. 325.

49. Варфоломеев С.Д., Гуревич К.Г. Биокинетика: Практический курс. 1999. М.: Фаир-Пресс. С. 635.

50. Вельков В.В. Нестабильность рекомбинантных молекул // Генетика. 1983. Т. 19. № 10. С. 1573-1581.

51. Домарадский И.В. Роль плазмид в эволюции и систематике // Журн. эволюц. биохим. и физиол. 1983. Т. 19. № 1. С. 3-10.

52. Cheetham B.F., Katz М.Е. A role for bacteriophages in the evolution and transfer of bacterial virulence determinants // Molecular Microbiol. 1995. V. 18. № 2. P. 201-208.

53. Ильина T.C. Структурная организация и механизмы перемещений генных кассет, кодирующих резистентность к антибиотикам и факторы вирулентности бактерий // Мол. генетика. 2001. № 1. С. 3-12.

54. Shapiro J.A. Thinking about bacterial populations as multicellular organisms. // Annu. Rev. Microbiol. 1998. V. 52. № 1. P. 81-104.

55. Kopecko D.J., Washington O., Formal S.B. Genetic and physical evidence for plasmid control of Shigella sonnei form I surface antigen. I I Infect. Immun. 1980. V. 29. № 1. P. 207-214.

56. Seltmann G., Rnirel Yu.A, Shashkov A.S., Tschape H. Characterization of a lipopolysaccharade encoded by a recombinant Shigella sonnei plasmid in Escherichia coli K-12 // Zbl. Bakt. 1992. V. 277. № 4. P. 419-428.

57. Derylo M., Glowacka M., Lorkewicz Z., Russa R. Plasmid-determined alterations of Salmonella typhimurium lipopolysaccharides // Molec. Gen. Genet. 1975. V. 140. № 1. P. 175-181.

58. Riley L.W., Junio L.N., Libaek L.B., Schoolnik G.K. Plasmid-encoded expression of lipopolysaccharide (^-antigenic polysaccharide in enteropathogenic Escherichia coli И Infect. Immun. 1987. V. 55. №Я p. 2052-2056.

59. Keenleyside W.J., Perry M., Maclean L., Poppe C., Whitfield C. A plasmid-encoded rfb (0/54) gene-cluster is required for biosynthesis of the 0/54 antigen in Salmonella enterica serovar borreze // Mol. Microbiol. 1994. V. 11. № 3. P. 437-448.

60. Datta S., Choudhuri D.K. Characterisation of a large plasmid encoding for lipopolysaccharide synthesis, drug-resistance and virulence characters in Shigella dysenteriae type I. // Biochem. Arch. 1993. V. 9. № 4. P. 287-296.

61. Gohmann S., Manning P.A., Alpert C.A., Walker M.J., Timmis K.N. Lipopolysaccharide O-antigen biosynthesis in Shigella dysenteriae serotype 1: analysis of the plasmid-carried rfp determinant // Microb. Pathog. 1994. V. 16. № 1. P. 53-64.

62. Urbanic Т., Russa R. Lipid-A component of Salmonella typhimurium carrying the derepressed Col lb plasmids. // Acta Biochim. Pol. 1990.V. 37. №4. P. 417-431.

63. Virtala M.K., Nordstrom K.M., Karp M.T., Laakso S.V. Alterations in growth temperature-range and fatty-acid composition of Thermus as a result of plasmid elimination//Arch. Microbiol. 1993. V. 160. № 1. P. 12-17.

64. Okuyama H. Phospholipid metabolism in Escherichia coli after a shift in temperature// Biochim. Biophys. Acta. 1969. V. 176. № 1. P. 125-134.

65. Rohde J.R., Fox J.M., Minnich S.A. Thermoregulation in Yersinia enterocolitica is coincident with changes in DNA cupercoiling // Mol. Microbiol. 1994. V. 12. №2. P. 187-199.

66. Шлегель Г. Общая микробиология (ред. Кондратьева Е.Н.). М.: Мир. 1987.

67. Oliver J.D., Colwell R.R. Extractable lipids of gram-negative marine bacteria : phospholipid composition // J. Bacteriol. 1973. V. 114. №3. P. 897-908.

68. Morita R.Y. Psychrophilic bacteria // Bacteriol. Rev. 1975. V. 39. № 1. P. 144167.

69. Gounot A.-M. Psychrophilic and psychrotrophic microorganisms // Experientia. 1986. V. 42. № 11-12. P. 1 192-1197.

70. Morita Y., Nakamura Т., Hasan Q., Murakami Y., Yokoyama K., Tamiya E. Cold-active enzymes from cold-adapted bacteria // JAOCS. 1997. V. 74. № 4. P. 441-444.

71. Gerday C. Cold-adapted enzymes: from fundamentals to biotechnology // Trends Biotechnol. 2000. V. 18. № 3. P. 103-107.

72. De Siervo A.J. Alterations in the phospholipid composition of Escherichia coli В during growth at different temperatures//J. Bacteriol. 1969. V. 100. № 3. P. 1342-1349.

73. Bhakoo M., Herbert R.A. Fatty acid and phospholipid composition of five psychrotrophic Pseudomonas spp. grown at different temperatures // Arch. Microbiol. 1980. V. 126. № 1. P. 51-55.

74. Bhakoo M., Herbert R.A. The effects of temperature on the fatty acid and phospholipid composition of four obligately psychrophilic Vibrio spp. // Arch. Microbiol. 1979. V. 121. № 1. P. 121-127.

75. Suutari M., Laakso S. Microbial fatty-acids and thermal adaptation // Crit. Rev. Microbiol. 1994. V. 20. № 4. P. 285-328.

76. Marr A.G., Ingraham J.L. Effect of temperature on the composition of fatty acids in Escherichia coli //J. Bacteriol. 1962. V. 84. № 6. P. 1260-1267.

77. Knivett V.A., Cullen J. Some factors affecting cyclopropane acid formation in Escherichia colill Biochem. J. 1965. V. 96. № 3. P. 771-776.

78. Merino S., Camprubi S., Tomas J.M. Effect of growth temperature on outermembrane components and virulence of Aeromonas hydrophila strains of serotype 0/34 // Infect. Immun. 1992. V. 60. № 10. P. 4343-4349.

79. Rottem S., Markowitz O., Rasin S. Thermal regulation of the fatty acid composition of lypopolysaccharides and phospholipids of Proteus mirabilis // Eur. J.Biochem. 1978. V. 85. № 2. P. 445-450.

80. Abbas C.F., Card G.L. The relationships between growth temperature, fatty acid composition and the physical state and fluidity of membrane lipids in Yersinia enterocolitica II Biochim. Biophys. Acta. 1980. V. 602. № 3. P. 469-476.

81. Hamamoto T., Takata N., Kudo T., Horikoshi K. Effect of temperature and growth-phase of fatty-acid composition of the psychrophilic Vibrio sp. strain N0-5710 // FEMS Microbiol. Lett. 1994. V. 119. № 1-2. P. 77-81.

82. Ha est C.W.M., de Gier J., van Deenen L.L.M. Changes in the chemical and the barrier properties of the membrane lipids of the Escherichia coli by variation of the temperature of growth // Chem. Phys. Lipids. 1969. V. 3. № 3. P. 413-417.

83. McConnell M., Wright A. Variation in the structure and bacteriophage-inactivating capacity of Salmonella anatum lipopolysaccharide as a function of growth temperature//J. Bacteriol. 1979. V. 137. № 2. P. 746-751.

84. Schlecht S., Mayer H. The influence of low temperature on the amount of free R lipopolysaccharide, on the expression of R-core determinants and on 0-chain lengths in Salmonella S forms // Zbl. Bakt. 1994. V. 280. № 4. P. 448-457.

85. Lakshmi B.S.K., Bhat U.R., Wartenberg K., Schleght S., Mayer H. Temperature-dependent incorporation of 4-amino-L-arabinose in lipid A of distinct gramnegative bacteria // FEMS Microbiol. Lett. 1989. V. 60. №> 4. P. 317-322.

86. Wollenweber H.-W., Schlecht S., Luderitz O., Rietschel E.Th. Fatty acid in lipopolysaccharides of Salmonella species grown at low temperature: identification and position. //Eur. J. Biochem. 1983. V. 130. № 1. P. 167-171.

87. Rhodes T.F., Fung H.C. Effect of growth temperature upon antigenic mosaic of Escherichia colill Bact. Proc. 1970. V. 70. № 1. P. 111.

88. Kropinski A.M.B., Lewis V., Berry D. Effect of growth temperature on the lipids, outer membrane proteins and lipopolysaccharides of Pseudomonas aeruginosa РАО // J. Bacterid. 1987. V. 169. № 5. P. 1960-1966.

89. Kawaoka Y., Otsuki К., Tsubokura М. Growth temperature-dependent variation in the bacteriophage-inactivating capacity and antigenicity of Yersinia enterocolitica lipopolysaccharide//J. Gen. Microbiol. 1983. V. 129. № 9. P. 2739-2747.

90. Poole K., Brawn V. Influence of growth temperature and lipopolysaccharide on hemolytic activity of Serratia marcescens II J. Bacteriol. 1988. V. 170. № 11. P. 51465152.

91. Tso M.D., Dooley J.S.G. Temperature-dependent protein and lipopolysaccharide expression in clinical Aeromonas isolates I I J. Med. Microbiol. 1995. V. 42. № 1. P. 32-38.

92. Merino S., Alvarez D., Hernandezalles S., Tomas J.M. Effect of growth temperature on complement-mediated killing of mesophilic Aeromonas spp serotype 0/34 // FEMS Microbiol. Lett. 1994. V. 118. № 1-2. P. 163-166.

93. Pierson D.E. Mutations affecting lipopolysaccharide enhance ¿«'/-mediated entry of Yersinia enterocolitica into mammalian cells // J. Bacteriol. 1994. V. 176. № 13. P. 4043-4051.

94. Cadieux J.E., Kuzio J., Milazzo F.H., Kropinski A.M. Spontaneous release of lipopolysaccharide by Pseudomonas aeruginosa // J. Bacteriol. 1983. V. 155. № 2. P. 817825.

95. Batchelor R.A., Haraguchi G.E., Hull R.A., Hull S.I. Regulation by a novel protein of the bimodal distribution of lipopolysaccharide in the outer-membrane of Escherichia coli Hi. Bacteriol. 1991. Y. 173. № 18. P. 5699-5704.

96. Costerton J.W., Lewandowski Z., Caldweil D.E., Korber D.R., Lappin-Scot H.M. Microbial biofilms. // Annu. Rev. Microbiol. 1995. V. 49. № 3. P. 711-745.

97. Паников H.C. Кинетика роста микроорганизмов (под ред. Звягинцева Д.Г.). М.: Наука. 1991. С. 211-221.

98. Роуз Э. Химическая микробиология (под ред. Егорова Н.С.). М.: Мир. 1971. С. 263.

99. Пузырь А.П., Могильная О.А., Тирранен J1.C. Деление клеток в объеме колоний Flavobacterium sp. 22 // Микробиология. 2000. Т. 69. № 2. С. 248-256.

100. Олескин А.В., Ботвинко И.В., Цавкелова Е.А. Колониальная организация и межклеточная коммуникация у микроорганизмов // Микробиология. 2000. Т. 69. № 3. С. 309-327.

101. Montille T.J. Principles which influence microbial growth, survival, and death in foods // Food Microbiology. Fundamentals and Frontiers. (Eds. Doyle M.P., Beuchat L.R., Montille T.J.). Washington. DC: ASM Press. 1997. P. 13-29.

102. Potera, C. Forging a link between biofilms and disease. // Science. 1999. V 283. (19 march). P. 1837-1839.

103. Chicurel M. Slimebusters // Nature. 2000. V. 408. P. 284-286.

104. Chart H., Frost J.A., Rowe B. Expression of a new porin OmpE by strains of Salmonella enteritidis // FEMS Microbiol. Lett. 1993. V. 109. № 2-3. P. 185-187.

105. Васюренко З.П., Знаменский В.А. Состав жирных кислот рода Yersinia И Микробиол. журн. 1980. Т. 42. № 4. С. 462-469.

106. Walsh E.J., Moran А.Р. Influence of medium composition on the growth and antigen expression of Helicobacter pylori II J. Appl. Microbiol. 1997. V. 83. № 1. P. 67-75.

107. Giwercman В., Fomsgaard A., Mansa В., Hoiby N. Polyacrylamide gel electrophoresis analysis of lipopolysaccharide from Pseudomonas aeruginosa growing planktonically and as biofilm I IFEMS Microbiol. Immunol. 1992. V. 89. № 1. P. 225-230.

108. Бейли Дж., Оллис Д. Основы биохимической инженерии 1989. М.: Мир. С.519.

109. Баснакьян И.А., Алексахина H.H., Львов В.Л., Суханов Ю.С., Алексеев В.А. Сравнение выхода VI- и О-антигенов в процессе адаптации штаммов Salmonella typhi к культивированию в условиях голодания // Журн. микробиол. 2000. № 2. С. 2225.

110. Hamamoto Т., Takata N., Kudo Т., Horikoshi К. Effect of temperature and growth-phase of fatty-acid composition of the psychrophilic Vibrio sp. strain N0-5710 I I FEMS Microbiol. Lett. 1994. V. 119. № 1-2. P. 77-81.

111. Cronan J.E., Jr. Phospholipid alterations during growth of Escherichia coli II J. Bacteriol. 1968. V. 95. № 6. P. 2054-2061.

112. Rose A.H. Influence of the environment on microbial lipid composition //

113. Microbiol Lipids. (Eds. Ratledge C., Wilkinson S.G.). London: Academic Press. 1989. V. 2. P. 255-278.

114. Sakharovskii V.V., Shishkina L.N., Menshov V.A., Nikitin D.I. Dynamics of the lipid composition of certain gram-negative bacteria during growth // Appl. Biochem. Microbiol. 1997. V. 33. № 4. P. 370-373.

115. Hoch F.L. Cardiolipins and biomembrane function // Biochim. Biophys. Acta. 1992. V. 1113. № 1. P. 71-133.

116. Day D.F., Marceau-Day M.L. Lipopolysaccharade variability in Pseudomonas aeruginosa II Current Microbiol. 1982. V. 7. № 1. P. 93-98.

117. Gilbert P., Brown R.W. Influence of growth rate and nutrient limitation on the gross cellular composition of Pseudomonas aeruginosa and its resistance to 3- and 4-chlorophenol //J. Bacteriol. 1978. V. 133. № 3. P. 1066-1072.

118. McDonald I.J., Adams G.A. Influence of cultural conditions on the lipopolysaccharide composition of Neisseria sicca II J. Gen. Microbiol. 1971. V. 65. № 1. P. 201-207.

119. Langford P.R., Moxon E.R. Growth of Haemophilus influenzae type-B in continuous culture effect of dilution rate on outer-membrane and lipopolysaccharide expression // FEMS Microbiol. Lett. 1992. V. 93. № 1. P. 43-47.

120. Langford P.R., Moxon E.R The dilution rate affects the outer-membrane protein and lipopolysaccharide composition of Haemophilus influenzae type-B grown under iron limitation//!. Bacteriol. 1993. V. 175. № 8. P. 2462-2464.

121. Dodds K.L., Perry M.M., McDonald I.J. Alteration in the lipopolysaccharide produced by chemostat-grown rate Escherichia coli 0157:H7 as a function of growth rate and growth-limiting nutrient // Can. J. Microbiol. 1987. V. 33. № 2. P. 452-458.

122. Генкель П.А. Микробиология с основами вирусологии. 1974. М.: Просвещение. С. 63.

123. McGroarty E.J., Rivera М. Growth-dependent alterations in production of serotype-specific and common antigen lipopolysaccharides in Pseudomonas aeruginosa PAOl // Infect. Immun. 1990. V. 58. № 4. P. 1030-1037.

124. Schlecht S., Galanos C. Influence of the glucose concentration on the yield of biomass and lipopolysaccharide in Salmonella cultures // Zbl. Bakt. 1994.V. 281. № 1. P. 30-37.

125. Беляков В.Д., Яфаев Р.Х. Эпидемиология. М.: Медицина. 1989.

126. Войно-Ясенецкий М.В. Биология и патология инфекционных процессов. Л.: Медицина. 1981.

127. Baumler A.J., Tsolis R.M., Ficht Т.A., Adams L.G. Evolution of host adaptation in Salmonella enterica // Infect. Immun. 1998. V. 66. № 10. P. 4579-4587.

128. Ряпис Л.А., Липницкий A.B. Микробиологические и популяционно-генетические аспекты патогенности бактерий // Журн. микробиол. 1998. № 6. С. 109113.

129. Dunphy G.B. Interection of mutants of Xenorhabdus nematophilus (Enterobacteriaceae) with antibacterial systems of Galleria mellonella larvae {Insecta, Pyralidae) // Can. J. Microbiol. 1994. V. 40. № 3. P. 161-168.

130. Домарадский И.В. Вирулентность бактерий как функция адаптации // Журн. микробиол. 1997. № 4. С. 16-20.

131. Ермолаева С.А., Белый Ю.Ф., Тартаковский И.С. Изменение уровня экспрессии факторов вирулентности Listeria monocytogenes под влиянием внешних условий // Мол. генетика. 2000. № 1. С. 17-19.

132. Konkel М.Е., Tilly К. Temperature-regulated expression of bacterial virulence genes // Microb. Infect. 2000. V. 2. № 2. P. 157-166.

133. Revell P.A., Miller V.L. A chromosomally encoded regulator is required for expression of the Yersinia enterocolitica inv gene and for virulence // Molec. Microbiol. 2000. V. 35. № 3. P. 677-685.

134. Loos M., Wassenaar T.M. Virulence factors of enteritic Salmonellae // Immun. Infekt. 1994. V. 22. № 1. P. 14-19.

135. Бондаренко B.M. Общий анализ представлений о патогенных и условно патогенных бактериях // Журн. микробиол. 1997. № 4. С. 20-26.

136. Finlay В.В., Falkow S. Common themes in microbial pathogenicity revisited // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1997. V. 61. № 2. P. 136-169.

137. Marcus S.L., Brumell J.H., Pfeifer C.G., Finlay B.B. Salmonella pathogenicity islands: big virulence in small packages // Microb. Infect. 2000. V. 2. № 2. P. 145-156.

138. Schubert S., Rakin A., Karch H., Carniel E., Heesemann J. Prevalence of the "high-pathogenicity island" of Yersinia species among Escherichia coli strains that are pathogenic to humans // Infect. Immun. 1998. V. 66. № 2. P. 480-485.

139. Li H., Bhaduri S., Magee W.E. Maximizing plasmid stability and production of released proteins in Yersinia enterocolitica //Appl. Environ. Microbiol. 1998. V. 64. № 5. P. 1812-1815.

140. Grant Т., Bennett-Wood V., Robins-Browne R.M. Identification of virulence-associated characteristics in clinical isolates of Yersinia enterocolitica lacking classical virulence markers // Infect. Immun. 1998. V. 66. № 3. P. 1113-1120.

141. Kolling G.L., Matthews K.R. Export of virulence genes and shiga toxin by membrane vesicles of Escherichia coli 0157:H7 // Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. №5. P. 1843-1848.

142. Lindberg A.A., Karnell A., Weintraub A. The lipopolysaccharide of Shigella bacteria as a virulence factor // Rev. Infect. Dis. 1991. V. 13. № 4. P. 279-284.

143. Езепчук Ю.В. Биомолекулярные основы патогенности бактерий // М.: Наука. 1977. С. 181-200.

144. Бондаренко В.М., Шахмарданов М.З. Современные представления о молекулярно-биологических основах патогенеза шигеллезов // Журн. микробиол. 1998. №6. С. 88-92.

145. Кузнецова Т. А., Беседнова H.H. Патогенетическое значение липополисахарида Yersinia pseudotuberculosis // Журн. микробиол. 1997. № 5. С. 37-41.

146. Schromm A.B., Brandenburg К., Loppnow Н., Moran А.Р., Koch M.H.J., Rietschel E.Th., Seydel U. Biological activities of lipopolysaccharides are determined by the shape of their lipid A portion // Eur. J. Biochem. 2000. V. 267. № 7. P. 2008-2013.

147. Al-Hendy A., Toivanen P., Skurnik M. Lipopolysaccharide-^ side-chain of Yersinia enterocolitica 0-3 is an essential virulence factor in an orally infected murine model// Infect. Immun. 1992. V. 60. № 3. P. 870-875.

148. Cryz S.J., Pitt .T.L., Furer E., Germanier R. Role of lipopolysaccharide in virulence of Pseudomonas aeruginosa // Infect. Immun. 1984. V. 44. № 2. P. 508-513.

149. Rycroft A.N., Hammond S.M. Role of the О side-chain substituent of lipopolysaccharide in the determination of virulence in Escherichia coli И Rev. Infec. Dis. 1984. V. 6. №4. P. 576.

150. Ohto A., Isii Y., Tateda K., Matumoto Т., Miyazaki S., Yokota S., Yamaguchi K. Role of LPS length in clearance rate of bacteria from the bloodstream in mice // Microbiology. 1995. V. 141. P. 2749-2756.

151. Skurnik V., Venho R., Bengoechea J-A., Moriyon I. The lipopolysaccharide outer core of Yersinia enterocolitica serotype 0:3 is required for virulence and plays a role in outer membrane integrity // Molec. Microbiol. 1999. V. 31. № 5. P. 1443-1462.

152. DeFlaun M.F., Oppenheimer S.R., Streger S., Condee C.W., Fletcher M. Alterations in adhesion, transport, and membrane characteristics in an adhesion-deficient Pseudomonad II Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. №> 2. P. 759-765.

153. Qadri F., Haq S., Hossain S.A., Ciznar I., Tzipori S. The association of hemagglutination and adhesion with lipopolysaccharide of Shigella dysenteriae serotype-1 // J. Med. Microbiol. 1991. V.34. № 5. P. 259-264.

154. Francki K.T., Chang B.J. Variable expression of O-antigen and the role of lipopolysaccharide as an adgesin in Aeromonas sobria II FEMS Microbiol. Lett. 1994. V. 122. № 1-2. P. 97- 101.

155. Костюкова H.H. Начальный этап инфекционного процесса и пути ее предотвращения // Журн. микробиол. 1989. № 9. С. 103-110.

156. Meno Y., Fujimoto S., Horikawa K., Yoshida S. Release of membrane vesicles containing endotoxic lipopolysaccharide in Escherichia coli 0157:H7 clinical isolates 11 Microbiol. Immunol. 2000. V. 44. № 4. P. 271-274.

157. Keenan J., Day Т., Neal S., Cook В., Perez G., Allardyce R., Bagshaw P. A role for the bacterial outer membrane in the pathogenesis of Helicobacter pylori infection // FEMS Microbiol. 2000. Y. 182. № 2. P. 259-264.

158. Gu X.X., Tsai C.M., Apicella M.A., Lim D.J. Quantitation and biological properties of released and cell-bound lipopolysaccharides from nontypable Haemophilus influenzae II Infect. Immun. 1995. V. 63. № 10. P. 4115-4120.

159. Борисова E.B., Борисов В.А. Липополисахариды Shigella sonnei II Прикл. биохимия и микробиология. 2000. Т. 36. № 5. С. 597-602.

160. Tamaki S., Matsuhashi М. Increase in sensitivity to antibiotics and lysozyme on deletion of lipopolysaccharides in Escherichia coli strains // J. Bacteriol. 1973. V. 114. № 1. P. 453-454.

161. Hammond S.M. Inhibitors of lipopolysaccharide biosynthesis impair the virulence potential of Echerichia coli I I FEMS Microbiol. Lett. 1992. V.100. № 1-3. P. 293297.

162. Walsh A.G., Matewish M.J., Burrows L.L., Monteiro M.A., Perry M.B., Lam J.S. Lipopolysaccharide core phosphates are required for viability and intrinsic drug resistance in Pseudomonas aeruginosa I I Molec. Microbiol. 2000. V. 35. № 4. P. 718-727.

163. Vuorio R., Vaara M. The lipid-A biosynthesis mutation Lpxa2 of Echerichia coli results in drastic antibiotic supersusceptibility I I Antimicrob. Agents Chemother. 1992. У. 36. № 4. P. 826-829.

164. Raetz C.R.H., Foulds J. Envelope composition and antibiotic hypersensitivity of Escherichia coli mutants defective in phosphatidylserine synthetase // J. Biol. Chem. 1977. V. 252. № 16. P. 5911-5915.

165. Розенблат Г.Ф. Изучение взаимосвязи фосфолипидного и энергетического обмена в клетках бактерий Escherichia coli и Micrococcus lysodeikticus II Дис. . канд. биол. наук.: Ин-т биохимии им. А.Н. Баха РАН. 1989. 159 с.

166. Шубин Ф.Н., Китаев В.М. Молекулярная эпидемиология псевдотуберкулеза // Юбил. сборник НИИ ЭМ СО АМН. 1991. С. 41-47.

167. Kado C.Y., Liu S.T. Rapid procedure for detection and isolation of large and small plasmids // J. Bacteriol. 1981. V. 145. № 3. P. 1365-1373.

168. Лабинская A.C. Микробиология с техникой микробиологических исследований. М.: Медицина. 1978. 394 с.

169. Rothfield L., Perlman M. J. The role of cell envelope phospholipid in the enzymatic synthesis of bacterial lipopolysaccharide//J. Biol. Chem. 1966. V. 241. № 6. P. 1386-1392.

170. Вестфаль О., Янн К. Методы химии углеводов. М.: Мир. 1967. С. 325-333.

171. Galanos С., Luderitz О., Westphal О. A new method for the extraction of R lipopolysaccharides // Eur. J. Biochem. 1969. V. 9. № 1. P. 245-249.

172. Qureshi N., Takayama K. Purification and structural determination of nontoxic lipid A obtained from the lipopolysaccharide of Salmonella typhimurium II J. Biol. Chem. 1982. V. 257. № 19. P. 11808-11815.

173. Brade H., Galanos C. Isolation, purification, and chemical analysis of the lipopolysacchariride and lipid A of Acinetobacter calcoaceticus NC TC 10305 I I Eur. J. Biochem. 1982. V. 122. № 1. P. 233-237.

174. Boivin A., Messrobeanu J., Messrobeanu L. Technique pour la preparation des polysaccharides microbiens specifiques//Compt. Rend. Soc. Biol. 1933. V. 113. № 21/24. P. 490-492.

175. Westphal O., Luderitz O. Chemische erforschung von lipopolysacchariden gram-negativer bacterien // Angew. Chem. 1954. В. V. 66. № 2. P. 407-417.

176. Peterson A.A., McGroarty E.J. High-molecular weight components in lipopolysaccharides of Salmonella typhimurium, Salmonella minnesota and Escherichia coli //J. Bacterid. 1985. V. 162. № 2. P. 738-745.

177. Burtseva T.I., Glebko L.I., Ovodov Yu.S. A method for separative quantitative determination of 2-keto-3-deoxy-oktonate and 3,6-dideoxyhexose in mixture //Anal. Biochem. 1975. V. 64. № 1. P. 1-4.

178. Wollenweber H.W., Rietschel E.Th. Analysis of lipopolysaccharide (lipid A) fatty acids // J. Microbiol. Methods. 1990. Y. 11. № 2. P. 195-211.

179. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T 4 // Nature. 1970. V. 227. № 5259. P. 680-685.

180. Hitchcock P.J., Brawn T.M. Morphological heterogeneity among Salmonella lipopolysaccharide chemotypes in silver-stained polyacrylamide gels // J. Bacteriol. 1983. V. 154. № 1. P. 269-277.

181. Tsai C-M., Frasch C.E. A sensitive silver stain for detecting lipopolysaccharides in polyacrylamide gels // Anal. Biochem. 1982. V. 119. № 1. P. 115119.

182. Dubois M., Gilles K.A., Hamilton J.K., Rebers P.A., Smith F. Colorimetric method for determination of sugars //Anal. Chem. 1956. V.28. № 2. P. 350-356.

183. Lowry O.H., Rosebrough N.I., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with Folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. V. 193. № 1. P. 265-275.

184. Спирин A.C. Спектрофотометрическое определение суммарного количества нуклеиновых кислот // Биохимия. 1958. Т. 28. № 5. С. 656-662.

185. Sawardeker J.S., Sloneker J.H., Jeanes A. Quantitative determination of monosaccharides as their alditol acetates by gas liquid chromatography // Anal. Chem. 1965. V. 37. № 11. P. 1602-1604.

186. Tomshich S.V., Gorshkova R.P, El'kin Yu.N.,Ovodov Yu.S. Lypopolysaccharide from Yersinia pseudotuberculosis, type IB. A structural study of O-specific chains // Eur. J. Biochem. 1976. V. 65. № 1. P. 193-199.

187. Томшич C.B., Горшкова Р.П., Оводов Ю.С. Структурное исследованиекоралипополисахаридов Yersinia pseudotuberculosis // Химия природ, соедин. 1985. № 6. Р. 751-755.

188. Krasikova I.N., Gorbach V.l., Solov'eva T.F., Ovodov Yu.S. Studies on lipid A from Yersinia pseudotuberculosis lipopolysaccharide // Eur. J. Biochem. 1978. V. 89. № 1. P. 287-289.

189. Gmeiner J., Martin H.H. Biochemical studies on lipopolysaccharides of Salmonella R mutants. 6. Investigation on the structure of the lipid A component // Eur. J. Biochem. 1976. V. 67. № 3. P. 487-494.

190. Vaskovsky V.E., Terekhova T.A. HPTLC of phospholipid mixtures containing phosphatidylglycerol // J. High. Resol. Chrom. 1979. V. 2. № 11. P. 671-672.

191. Vaskovsky V.E., Khotimchenko S.V. HPTLC of polar lipids of algae and other plants // J. High. Resol. Chrom. 1982. V. 5. № 11. P. 635-636.

192. Vaskovsky V.E., Kostetsky E.Y., Vasendin I.M. A universal reagent for phospholipid analysis //J. Chromatog. 1975. V. 114. № 1. P. 129-141.

193. Odham G., Stenhagen E. Biochemical application of mass spectrometry (Ed. Waller G.R.) New York: Wiley. 1972. P. 211-228.

194. Galanos C., Freudenberg M.A., Reuter W. Galactosamine-induced sensitization to the lethal of endotoxin // Proc. Natl. Acad. Sei. U.S.A. 1979. V. 76. № 11. P. 5939-5943.

195. Nowotny A. Basic exercises in immunochemistry. A laboratory manual. Berlin; Heidelberg; New York: Springer-Verlag. 1979. P. 303-305.

196. Фролова Г.М., Соловьева Т.Ф., Оводов Ю.С. Динамика гуморального иммунного ответа на липополисахаридно-белковый комплекс Yersinia pseudotuberculosis II Журн. микробиол. 1980. № 8. С. 118-119.

197. Leclercq A., Wauters G., Decallonne J., El Lioui M., Vivegnis J. Usefulness of cellular fatty acid patterns for identification and pathogenicity of Yersinia species // Med. Microbiol. Lett. 1996. V. 5. № 1. P. 182-194.

198. Ridley B.L., Jeyaretnam B.S., Carlson R.W. The type and yield of lipopolysaccharide from symbiotically deficient Rhizobium lipopolysaccharide mutants vary depending on extraction method I I Glycobiology. 2000. V. 10. № 10. P. 1013-1023.

199. Helander I.M., Hurnme R., Haikara A., Moran A.P. Separation and characterization of two chemically distinct lipopolysaccharides in two Pectinatus species // J. Bacteriol. 1992. V. 174. № 10. P. 3348-3354.

200. Skultely L., Toman R. Comparison of various methods of lipopolysaccharide isolation from Coxiella burnetii strain Priscilla in the virulent phase I // Acta Virologica. 1994. V. 38. № l.P. 209-213.

201. Rooney S.A., Goldfine H., Sweeley C.C. The identification of trans-2-tetradecenoic acid in hydrolysates of lipid A from Escherichia coli // Biochim. Biophys. Acta .1972. V. 270. № 1. P. 289-295.

202. Krasikova I.N., Luk'yanov P.A., Gorbach V.I., Solov'eva T.F., Ovodov Yu.S. D-3-Dodecanoyloxytetradecanoic acid as a constituent of lipid A from the lipopolysaccharide of Yersinia pseudotuberculosis I/ Experientia. 1984. V. 40. № 7. P. 709710.

203. Yenezia N.D., Minka S., Bruneteau M., Mayer H., Michel G. Lipopolysaccharides from Yersinia pestis. Studies on lipid A of lipopolysaccharides I and II // Eur. J. Biochem. 1985. V. 151. № 2. P. 399-404.

204. Ермак И.М., Мороз С.И., Соловьева Т.Ф., Оводов Ю.С. Сравнительная характеристика эндотоксинов, выделенных последовательной экстракцией из Yersinia pseudotuberculosis. // Биол. мембраны. 1991. Т. 8. № 2. С. 128-133.

205. Wober W., Alaupovic P. Studies on the protein moiety of endotoxin from gram-nedative bacteria // Eur. J. Biochem. 1971. V. 19. № 3. P. 340-356.

206. Wang Y., Cole R.B. Acid and base hydrolysis of lipid A from Enterobacter agglomerans as monitored by electrospray ionization mass spectrometry: pertinence to detoxification mechanisms//J. Mass Spectrom. 1996. V. 31. № 1. P. 138-149.

207. Hisatsune K., Iguchi Т., Kondo S. A rapid method for sugar analysis of lipopolysaccharides of gram-negative bacteria II System. Appl. Microbiol. 1990. У. 13. №2. P. 320-326.

208. Исаков B.B., Горшкова Р.П., Томшич C.B. ,3С-ЯМР-анализ полисахарида (9-специфических боковых цепей липополисахарида из Yersinia pseudotuberculosis П Биоорган, химия. 1981. V. 7. № 4. Р. 559-562.

209. Krasikova I.N., Khotimchenko S.V., Solov eva T.F., Ovodov Yu. S. Mutual influence of plasmid profile and growth temperature on the lipid composition of Yersinia pseudotuberculosis bacteria // Biochim. Biophys. Acta. 1995. V. 1257. № 1. P. 118-124.

210. Сомов Г.П. Дальневосточная скарлатиноподобная лихорадка. М.: Медицина. 1979. С. 1-20.

211. Марков К.И. Экспериментальная микробиология (под ред. Бырдарова С.В.) София: Медицина и физкультура. 1965. С. 289.

212. Oliver J.D., Stringer W.F. Lipid composition of a psychrophilic marine Vibrio sp. during starvation-induced morphogenesis // Appl. Environ. Microbiol. 1984. V. 47. №3. P. 461-466.

213. Nishijima M., Raetz C.R.H. Membrane lipid biogenesis in Escherichia coli : identification of genetic loci for PG-synthetase and construction of mutants lacking PG // J. Biol. Chem. 1979. V. 16. № 16. P. 7837-7844.

214. Schmiel D.H., Young G.M., Miller V.L. The Yersinia enterocolitica phospholipase gene yplA is part of the flagellar regulon // J. Bacterid. 2000. V. 182. № 8. P. 2314-2320.

215. Hilge В., Reim H.J. Vergleich des Stoffwechsels freier und immobilisierter zellen von Saccharomyces cerevisial II Forum. Microbiol. 1989. V. 12. № 1. P. 58.

216. Scandeila C.Y., Kornberg, A. A membraine-bound phospholipase Ai purifiedfrom

217. Escherichia coli II Biochemistry. 1971. V. 10. № 24. P. 4447-4456.

218. Варвашевич Т.Н. Изучение изменчивости псевдотуберкулезного микроба. Дис. .канд. биол. наук. Владивосток. НИИЭМ СО РАН. 1978. С. 90.

219. Leclercq A., Guiyoule A., El Lioui М., Carniel Е., Decallonne J. High homogeneity of the Yersinia pestis fatty acid composition // J. Clin. Microbiol. 2000. V. 38. №4. P. 1545-1551.104

220. Seydel U., Oikawa M., Fukase K., Kusumoto S., Brandenburg K. Intrinsic conformation of lipid A is responsible for agonistic and antagonistic activity // Eur. J. Biochem. 2000. V. 267. № 10. P. 3032-3039.

221. Aussel L., Therisod H., Karibian D., Perry M.B., Bruneteau M., Caroff M. Novel variation of lipid A structures in strains of different Yersinia species // FEBS Lett. 2000. V. 465. № 1. P. 87-92.

222. Van Alphen L., Lugtenberg B., Rietschel E.Th., Mombers C. Architecture of the outer membrane of Escherichia coli K-12// Eur. J. Biochem. 1979. V. 101. № 2. P. 571579.

223. Shijder H.J., Dijkstra B.W. Bacterial phospholipase A: structure and function of an integral membrane phospholipase // Biochim. Biophys. Acta. 2000. V. 1488. № 1. P. 91-101.