Молекулярно-генетические механизмы образования и функциональная значимость липополисахарида Yersinia pestis тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.03, доктор медицинских наук Дентовская, Светлана Владимировна

• Дентовская, Светлана Владимировна
• доктор медицинских наук
• 2012

Оглавление диссертации доктор медицинских наук Дентовская, Светлана Владимировна

Перечень сокращений, условных обозначений, символов, единиц и терминов

ВВЕДЕНИЕ.

Глава 1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1 Общие сведения о возбудителе чумы.

1.2 Липополисахариды - основной компонент внешней мембраны грамотрицательных бактерий.

1.2.1 Химическая структура и биологическая роль ЛПС представителей семейства Enterobacteriaceae.

1.2.2 Генетический контроль биосинтеза ЛПС у представителей семейства Enterobacteriaceae.

1.2.3 ЛПС патогенных для человека представителей рода Yersinia

1.3 Основные направления конструирования чумных вакцин нового поколения.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярно-генетические механизмы образования и функциональная значимость липополисахарида Yersinia pestis»

Актуальность проблемы.

В настоящее время полидетерминированность вирулентности патогенных микроорганизмов и, в частности, возбудителя чумы - У. ре$И$ - является общепризнанной. При этом каждая из биомолекул (факторов патогенности) может обладать несколькими активностями, направленными на преодоление различных звеньев системы защиты макроорганизма. Реализация патогенных свойств У. резИБ в организме восприимчивого хозяина требует присутствия у возбудителя чумы целого набора факторов патогенности различной функциональной направленности и систем регуляции, обеспечивающих их координированную экспрессию. Абсолютизирование роли любого отдельно взятого из указанных факторов некорректно [3, 4, 30, 60, 99, 106, 107; 386]. Однако детальный анализ каждого из этих факторов лежит в основе системного подхода при изучении патогенности К резШ и разработке эффективных методов профилактики и лечения чумы.

Один из "классических" факторов патогенности грамотрицательных бактерий - липополисахарид (ЛПС) или эндотоксин - обладает целым рядом свойств, традиционно связываемых со способностью бактерий к эффективному размножению в организме хозяина [9, 95, 162, 163, 410, 424]. Липополисахарид расположен на поверхности грамотрицательных бактерий и участвует в специфическом взаимодействии с различными биологическими системами, в том числе с иммунной системой животных и человека. Вариабельность структур ЛПС у бактерий даже одного вида является защитным механизмом, сформировавшимся в ходе эволюции и являющимся фактором патогенности болезнетворных микробов. Интерес к ЛПС связан как с их использованием в качестве мишеней для диагностических и лекарственных препаратов, так и с фундаментальными задачами классической и молекулярной микробиологии и иммунологии, например, классификацией бактерий, выявлением молекулярных механизмов патогенеза инфекционных заболеваний, формированием врожденного и приобретенного иммунитета.

ЛПС К pestis обладает всеми классическими свойствами эндотоксинов, включая: токсичность для мышей, морских свинок, кроликов и обезьян; анти-генность для кроликов; способность вызывать у кроликов двухфазный пиро-генный ответ, а также местный или генерализованный феномен Швартцмана; способность вызывать у мышей толерантность к летальному действию эндотоксина [52]. Существует мнение, что "сам патогенез чумы в любой ее форме представляет собой собственно стадии развития" инфекционно-токсического шока [16]. Установлено, что ЛПС обеспечивает устойчивость Y. pestis к бактерицидному действию антимикробных катионных пептидов [82] и нормальной человеческой сыворотки [392], определяет функциональную активность другого фактора патогенности - активатора плазминогена [284, 396]. Особенностью ЛПС Y. pestis является вариабельность его структуры, которая является защитным механизмом, препятствующим распознаванию патогена иммунной системой [12; 331].

Основные сведения об ЛПС Y pestis были получены в последние годы. В работе E.V. Vinogradov et al. [500], представленной коллективом авторов, включающим сотрудников нашей лаборатории, впервые установлена полная структура углеводной части ЛПС, которая ограничена у Y. pestis олигосахари-дом кора. К. Kawahara et al. [255] обнаружили зависимость строения липидной части ЛПС (липида A) Y. pestis и его биологических свойств от температуры культивирования бактерий. P.G. Hitchen et al. [219] продемонстрировали роль двухкомпонентной системы передачи сигналов PhoPQ в контроле за биосинтезом кора ЛПС Y. pestis. Позднее R. Rebeil et al. [415] показали, что включение в липид А катионного моносахарида 4-амино-4-дезоксиарабинозы, обеспечивающего устойчивость Y. pestis к ПМВ, также находится под контролем системы PhoPQ.

В серии экспериментов, проведенных до начала настоящего исследования на ограниченном наборе штаммов, нами была выявлена взаимосвязь структуры ЛПС с чувствительностью к бактерицидному действию ПМВ и сыворотки различных подвидов Y pestis, различающихся по эпидемиологическому значению и выращенных при температурах тела млекопитающего (37 °С), блохи (25 °С) или животных в период зимней спячки (6 °С). В частности, высказано предположение о том, что для устойчивости Y. pestis к ПМВ важны не только высокое содержание 4-амино-4-дезоксиарабинозы в липиде А, но и определенная комбинация моносахаридов в коре, формирующаяся при 25 °С, а устойчивость к нормальной сыворотке человека связана с высоким содержанием в коре N-ацетилглюкозамина [62, 264, 267]. В то же время установление точной роли отдельных компонентов и участков структуры ЛПС в обеспечении устойчивости Y. pestis к антимикробным катионным пептидам и сыворотке и их вклада в вирулентность штаммов требовали дальнейшего изучения. Оставались невыяв-ленными и ^охарактеризованными гены, участвующие в биосинтезе кора ЛПС Y. pestis, - потенциальные молекулярные мишени для поиска ингибиторов вирулентности возбудителя чумы.

Y. pseudotuberculosis — эволюционный предшественник Y. pestis. Дивергенция этих бактерий произошла относительно недавно (1500-20000 лет назад) [48]. По строению генома и антигенным свойствам Y. pseudotuberculosis и Y. pestis имеют значительное сходство, однако если псевдотуберкулез - это преимущественно кишечная инфекция с относительно легким течением, то чума является острой генерализованной инфекцией с высокой летальностью [99].

Возбудитель чумы утратил способность к синтезу О-специфических по-лисахаридных цепей ЛПС (О-полисахарида, О-антигена), образуя так называемый липоолигосахарид (ЛОС) или R-форму ЛПС. По данным М. Skurnik et al. [449] наиболее вероятным предшественником Y. pestis является Y. pseudotuberculosis серовара О:lb: нуклеотидная последовательность кластера генов его О-антигена на 98,9 % гомологична аналогичному, но криптическому кластеру генов чумного микроба. Из 17 генов кластера, выявленных у Y. pseudotuberculosis, пять инактивированы в геноме чумного микроба за счет инсерций или делеций.

К моменту начала наших исследований были надежно установлены структуры О-полисахаридов лишь некоторых сероваров Y. pseudotuberculosis, в их составе идентифицированы такие характерные для этого вида бактерий компоненты как 3,6-дидезоксигексозы с различной конфигурацией и б-дезокси-D-лганно-гептоза, выявлены гены и установлены пути биосинтеза этих моносахаридов (для б-дезокси-О-лшнно-гептозы только на основании биоинформатиче-ского анализа соответствующих генов без биохимического подтверждения [375]). Однако строению кора и липида A Y. pseudotuberculosis уделялось мало внимания и не проводилось систематического и детального изучения их структурных и функциональных особенностей [100; 222]. Липид А этого микроорганизма анализировали с помощью плазменной и лазерной масс-спектрометрии [472], однако полученные результаты не были подкреплены данными химического анализа и представлялись ненадежными. Строение кора ЛИС Y. pseudotuberculosis современными методами до начала наших исследований не изучалось.

Проведение в рамках настоящей диссертационной работы систематического исследования молекулярно-генетических механизмов образования ЛПС Y pestis с привлечением комплекса методов бактериологии, генной инженерии, биохимии, биофизики и иммунологии, а также сравнительной оценки структуры ЛПС возбудителя чумы и его менее вирулентного прародителя, Y. pseudotuberculosis, необходимо для получения новых сведений о биосинтезе ЛПС, роли отдельных структурных компонентов ЛПС в патогенезе и иммуногенезе чумы. Оно позволит выявить новые молекулярные мишени для создания высокоспецифичных и эффективных препаратов для терапии чумы, а также разработать методологию получения экспериментальных вакцинных штаммов нового поколения, способных продуцировать ЛПС с пониженной токсичностью, что приведет к значительному снижению реактогенности живых чумных вакцин.

Цель исследования - получение новых сведений о структурной организации и генетическом контроле биосинтеза ЛПС Y. pestis, функциональной значимости его структурных компонентов в патогенезе и иммуногенезе чумы; конструирование экспериментальных вакцинных штаммов со сниженной реак-тогенностью.

Задачи исследования:

1. Установить структуры ЛПС дикого типа представителей различных внутривидовых групп Y. pestis и прародителя возбудителя чумы -Y pseudotuberculosis.

2. Изучить цитокин-индуцируюшую активность и летальную токсичность ЛПС штаммов Y. pestis - представителей различных внутривидовых групп, а также их устойчивость к бактерицидным катионным пептидам и литическому действию системы комплемента.

3. Провести in silico анализ опубликованных полногеномных последовательностей Y. pestis и выявить гены, предположительно отвечающие за биосинтез ЛПС.

4. Создать коллекцию изогенных штаммов Y. pestis, образующих различные структурные варианты ЛПС, и на их основе получить эффективную систему для комплексной сравнительной оценки биологических свойств возбудителя чумы, опосредованных ЛПС.

5. Выявить роль конкретных компонентов ЛПС и температурозависимых вариаций в структуре ЛПС в патогенезе чумы.

6. Определить потенциальные молекулярные мишени для разработки высокоспецифичных и эффективных препаратов для терапии чумы.

7. Обнаружить клеточный рецептор для бактериофага срА1122.

8. Разработать методологию конструирования экспериментальных вакцинных штаммов со сниженной реактогенностью с учетом полученных данных о молекулярно-генетических механизмах образования ЛПС Y. pestis.

Научная новизна.

В ходе исследований уточнена структура ЛПС Y. pestis subsp. pestis и установлено, что глицин присоединяется в одно из свободных положений остатка LD-HepI. Выявлено, что при повышенной температуре (37 °С) происходит замена одного из остатков Ara4N на фосфатную группу с образованием пирофосфатной группы, то есть повышение температуры культивирования Y. pestis сопровождается не только уменьшением положительного заряда на поверхности клетки за счет снижения содержания катионного моносахарида Ara4N в липиде А, но и увеличением отрицательного заряда путем дополнительного фосфорилирования. Полученные данные расширяют представления о структурном разнообразии и характере температурозависимых вариаций ЛПС Y pestis.

Впервые определена структура ЛПС представителей Y. pestis subsp. microtus bv. caucasica, altaica, hissarica и ulegeica и показано, что ЛПС Y. pestis subsp. microtus bv. caucasica, altaica и hissarica отличается от ЛПС Y. pestis subsp. pestis и ЛПС subsp. microtus bv. ulegeica отсутствием DD-Hep в любой из гликоформ олигосахарида.

Впервые установлена полная структура олигосахарида кора ЛПС представителей четырех сероваров Y. pseudotuberculosis (О: la, О:lb, 0:2b, 0:2с, 0:3, 0:4b) и обнаружены температурозависимые вариации строения кора и липида А. Сопоставление с ранее полученными данными для ЛПС Y. pestis не выявило существенных различий в строении и вариациях кора, тогда как высокотемпературные варианты липополисахарида Y. pseudotuberculosis отличались включением в состав липида А пальмитоильной группы, отсутствующей у возбудителя чумы.

Определены новые структуры и уточнены ранее предложенные структуры О-полисахаридов Y. pseudotuberculosis, в результате чего впервые получены данные о строении всех сероваров, входящих в серогруппы от 0:1 до 0:4. Уточнения коснулись положений замещения моносахаридов, находящихся в узле разветвления О-полисахаридов. Для серовара 0:3 установлена структура биологического повторяющегося звена, полимеризацией которого осуществляется синтез высокомолекулярного О-полисахарида. Сопоставление структур О-полисахаридов серог-рупп 0:1-0:4 подтвердило роль конфигурации 3,6-дидезоксигексозы в сероспеци-фичности бактерий и выявило сходства и различия в строении основной цепи О-полисахаридов различных сероваров Y. pseudotuberculosis.

Показано, что культивирование при температуре 6 °С, характерной для грызунов в период зимней спячки, приводит к повышению чувствительности возбудителя чумы к бактерицидному действию катионных пептидов и сыворотки. Изменение чувствительности к факторам врожденного иммунитета сопровождается изменением структуры ЛПС.

С помощью сайт-направленного мутагенеза сконструированы наборы изо-генных мутантов на модели аттенуированного штамма Y. pestis по 14 одиночным генам биосинтеза ЛПС: waaE (YP00054), waaA (YP00055), waaC (YP00056), waaF (YP00057), wabC (YP00186), wabD (YP00187), waaQ (YP00416), waaL (YP00417), MdE (YP00654), IpxM (YP02063), arnT (YP02421), IpxP (YP03632), wecA (YP03866), yhjW (YP04013), а также по четырем парам генов: YP00186/YP00417 (wabC/waaL), YP00187/YP00417 (wabD/waaL), YP00186/YP00187 (wabC/wabD) и YP00416/YP00417 waaQ/waaL)-, на модели вирулентного штамма Y. pestis по 6 генам биосинтеза ЛПС: waaE (YP00054), wabD (YP00187), waaQ (YP00416), waaL (YP00417), hldE (YP00654), IpxM (YP02063). С использованием масс-спектрометрии высокого разрешения с ионизацией электрораспылением установлено строение ЛПС генерированных мутантных штаммов Y. pestis с единичными мутациями по генам гликозилтрансфераз и ацилтрансфераз и четырех двойных мутантов по генам гликозилтрансфераз в каждом штамме. Полученные данные позволили выяснить последовательность переноса моносахаридов при сборке олигосахарида кора ЛПС.

Впервые выявлены взаимосвязи между отдельными структурными элементами ЛПС и биологическими свойствами Y pestis, раскрывающие новые молекулярные механизмы патогенеза чумы. Показано, что структура ЛПС определяет устойчивость к действию полимиксина В и системы комплемента, а поэтапное укорочение кора ЛПС ведет к снижению и затем исчезновению фибринолитической и плазмокоагулазной активностей Pia, тогда как уменьшение степени ацилирования липида А не влияет на их проявление. Установлено, что мутанты Y pestis с двумя и менее остатками Сахаров в коре ЛПС не только чувствительны к КАМП и мем-брано-атакующему комплексу системы комплемента, но и авирулентны для лабораторных животных. Эти данные позволяют предложить гены waaC, hldE и waaA и/или кодируемые ими белки в качестве потенциальных молекулярных мишеней для ингибиторов вирулентности Y. pestis.

Установлено, что рецептор для фага срА1122 включает остатки НерИ и Hepl, а также остаток Glc, связанной с Hepl, присоединенные к липиду А Y. pestis через Kdo/Ko.

Показано, что ЫрхМ вариант высоковирулентного штамма, способного вызвать клинически выраженное заболевание при инокуляции малого числа бактериальных клеток, может индуцировать эндотоксический шок, несмотря на образование менее токсичных форм ЛПС, в то время как менее вирулентные бактерии для проявления этой активности нуждаются в синтезе высокотоксичных форм ЛПС. IpxM мутация приводила к снижению остаточной вирулентности аттенуиро-ванных штаммов Y. pestis, но не снижала вирулентность штамма Г. pestis 231 дикого типа. IpxM мутанты вакцинного штамма EV обладали пониженной реакто-генностью, сочетавшейся с повышенной протективностью.

Теоретическая значимость.

Определена функциональная значимость генов, ответственных за биосинтез ЛПС чумного микроба, и выявлены молекулярные патогенетические механизмы действия ЛПС Y. pestis. Научно обоснована и разработана концепция поэтапной сборки ЛПС чумного микроба из остатков Сахаров и жирных кислот.

Полученные новые данные о структуре ЛПС Y. pestis, генетической детерминированности его биосинтеза и влиянии изменений его структуры на биологические свойства бактерий позволили предложить потенциальные молекулярные мишени для поиска ингибиторов вирулентности возбудителя чумы, открывающие новые перспективы в разработке методов противодействия этому особо опасному патогену.

Выявлена степень филогенетической близости ферментов биосинтеза ЛПС Y. pestis гомологичным ферментам близкородственных (Yersinia spp.) и отдал еннородственных бактерий {Serratia proteamaculans, Klebsiella pneumoniae, Erwinia carotovora, Burkholderia spp., Photorhabdus luminescens, Legionella pneumophila, Shigella dysenteriae, Escherichia coli и Salmonella enterica), что расширяет представления о роли горизонтального переноса генов в ходе эволюционирования микроорганизмов.

Практическая значимость.

Сконструировано два набора изогенных мутантов чумного микроба, отличающихся по степени редуцированности ЛПС, которые позволяют получать достоверные данные о роли отдельных структурных компонентов ЛПС Y. pestis в проявлении патогенных и иммуногенных свойств возбудителя чумы. В Государственной коллекции патогенных микроорганизмов и клеточных культур «ГКПМ-Оболенск» (п. Оболенск Московской обл.) депонировано 24 штамма Y. pestis.

Разработана методология направленного конструирования лишенных маркеров антибиотикоустойчивости неревертирующих ЫрхМ мутантов Y pestis, сочетающая прямой сайт-направленный мутагенез, клонирование мутантной аллели bdpxMv.cat в суицидном векторе pCVD442, гомологичную рекомбинацию in vivo и удаление кассеты устойчивости к антибиотику. В Государственной коллекции патогенных микроорганизмов и клеточных культур «ГКПМ-Оболенск» (п. Оболенск Московской обл.) депонированы: штамм Е. coli DH5-Xpir/pCVD442-AlpxM: :cat, продуцирующий суицидный вектор pCVD442-АlpxM::cat, и донорный штамм Е. coli S\7-Xpir/pCVD442-AlpxM::cat, предназначенный для конъюгативной передачи суицидного вектора при создании кандидатов в вакцинные штаммы со сниженной степенью ацилирования липида А на основе любых аттенуированных штаммов Y pestis.

Внедрение результатов исследования.

В базе данных Bacterial Carbohydrate Structure DataBase (Bacterial CSDB) version 3 DELTA (http://csdb.glycoscience.ru/bacterial/index.html) депонировано 50 структур молекул ЛПС Y. pestis и Y. pseudotuberculosis. Номера доступа к структурам (Structure IDs): 101, 673, 675, 3722, 3723, 3724, 3725, 3726, 3727, 3728, 3729, 3730, 3731, 3914, 4230, 6782, 6783, 6784, 7353, 7354, 7355, 7356, 7357, 7358, 7359, 7360, 7361, 7362, 7439, 7567, 7568, 7569, 7668, 7669, 7670, 7671, 7672, 7691, 8397, 8401, 8402, 8403, 8647, 8648, 8649, 8650, 8651, 8652, 8653, 8654.

В базе данных GenBank (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/) депонировано девять нуклеотидных последовательностей различных аллелей гена wabC из штаммов подвида microtus Y. pestis (регистрационные номера: JX262141, JX262142, JX262143, JX262144, JX262145, JX262146, JX262147, JX262148, JX262149) и одна - гена ail из штамма 1146 Y. pestis microtus bv. caucasica (регистрационный номер GenBank FJ447341).

Разработанные методические приемы, сконструированные плазмиды, штаммы и выделенные из них препараты ЛПС в настоящее время применяются в микробиологических, генетических, молекулярно-биологических, иммунологических и других исследованиях ряда лабораторий ФБУН ГНЦ прикладной микробиологии и биотехнологии (Оболенск, Московская обл.), ФКУЗ РосНИПЧИ "Микроб", Ростовского НИПЧИ и ФИБХ РАН.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. Разработанный комплекс методических приемов и сконструированная коллекция изогенных штаммов У реяНБ, отличающихся по степени редуцированности ЛПС, являются основой для проведения микробиологического, биохимического, биофизического и генетического изучения роли ЛПС в патогенезе и иммуногенезе чумы.

2. ЛПС - основной полифункциональный фактор патогенности У резШ, структура которого определяет способность к уклонению от распознавания иммунной системой организма хозяина, устойчивость к сыворотке крови и антимикробным катионным пептидам, ферментативную активность фактора распространения - активатора плазминогена, а также (после неконтролируемого размножения У резШ в организме хозяина) развитие эндотоксического шока и гибель, необходимую для дальнейшей передачи У резШ блохами.

3. Наличие полной структуры кора ЛПС (восемь остатков Сахаров) необходимо для максимальной ферментативной активности активатора плазминогена. При количестве остатков в составе олигосахарида кора менее пяти фибриноли-тическая и плазмокоагулазная активности не выявляются.

4. Полный рецептор фага фА1122 включает остатки НерП и Нер1, а также остаток С1с, связанной с Нер1, присоединенные к липиду А У реБйБ через Кёо/Ко.

5. Отсутствие в клетках 1рхМ мутанта вакцинного штамма У резйБ ЕУ линии НИИЭГ гексаацилированных молекул ЛПС вызывает сочетанное снижение остаточной вирулентности и повышение протективной активности. По сравнению с исходным штаммом, величина ЬО50 мутанта ЕУА 1рхМ при подкожном заражении мышей возросла в 4,6 раз, а протективная активность выросла на 2 порядка.

6. Разработанный комплекс методических приемов, препаратов ДНК и бактериальных штаммов обеспечивает контролируемое конструирование лишенных маркеров лекарственной устойчивости 1рхМ мутантов У реяНз - кандидатов в вакцинные штаммы со сниженной реактогенностью.

Связь темы исследования с планом научной работы учреждения.

Работа выполнена в лаборатории микробиологии чумы отдела особо опасных инфекций ФБУН ГНЦПМБ по планам НИР в рамках следующих бюджетных тем: "Изучение молекулярных механизмов патогенеза и иммуногенеза чумы, псевдотуберкулеза, сибирской язвы и туляремии" научный руководитель темы - А.П. Анисимов, № гос. регистрации 0120.0. 409077"; "Структурная организация и биологические свойства липополисахарида Yersinia pestis" отраслевой научно-исследовательской программы «Научные аспекты обеспечения санитарно-эпидемиологического благополучия в Российской Федерации» (договор с Федеральной службой по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека № 74-Д от 31 декабря 2005 г.), научные руководители темы: С.В. Дентовская и А.П. Анисимов. Данная работа получила финансовую поддержку Российского фонда фундаментальных исследований (проект № 06-04-49280-а "Структурно-функциональный и генетический анализ липополисахарида возбудителя чумы, Yersinia pestis, с помощью сайт-направленного мутагенеза", научный руководитель темы - А.П. Анисимов; проект № 08-04-00403-а "Структурно-функциональный и генетический анализ липополисахарида патогенных бактерий Yersinia pseudotuberculosis с помощью сайт-направленного мутагенеза", научный руководитель темы - С.В. Дентовская) и Международного научно-технического центра (проект МНТЦ № 1197 "Изучение роли структурной организации липополисахаридов Yersinia pestis в создании иммунных препаратов", научный руководитель темы - А.П. Анисимов).

Личный вклад соискателя.

Экспериментальные результаты, представленные в диссертации, получены лично автором в сотрудничестве с к.б.н. Р.З Шайхутдиновой, к.м.н. Г.М. Титаревой, к.б.н. М.Е. Платоновым и к.б.н. С.А. Агеевым (ФБУН ГНЦПМБ). Эксперименты по получению ЫрхМ мутанта на модели вирулентного штамма Y. pestis 231 и его оценке выполнены совместно с Панькиной Л.Н. (РосНИПЧИ "Микроб", Саратов). На защиту вынесены только те положения и результаты экспериментов, основная идея которых принадлежит автору данной диссертации и в получении которых роль автора была определяющей.

Масс-спектрометрию препаратов ЛПС проводила А.Н. Кондакова и ЯМР-спектроскопию выполнял A.C. Шашков (ИОХ им. Н.Д. Зелинского РАН, г. Москва). Эксперименты по поиску клеточного рецептора для бактериофа фА1122 проводились совместно с сотрудниками лаборатории М. Skurnik (University of Helsinki, Finland). Всем им автор выражает глубокую благодарность.

Апробация работы.

План и аннотация диссертации обсуждены и одобрены на Ученом Совете ФГУН ГНЦПМБ 14 апреля 2006 г. протокол № 2. Диссертация обсуждена и одобрена на межлабораторной научной конференции ФБУН ГНЦ ПМБ 13 июля 2012 г. протокол № 25.

Материалы диссертации доложены и представлены на: 8th International Symposium on Yersinia (September 4-8, 2002, Turku, Finland); 2-ом Московском международном Конгрессе "Биотехнология: состояние и перспективы развития" (10-14 ноября 2003 г., Москва); 104th ASM General Meeting (May 23-27, 2004, New Orleans, Louisiana, USA); Международной конференции "Предотвращение распространения биологического оружия: The cooperative biological research: Annual review" (12-15 июля 2004 г., Санкт-Петербург); Международной конференции "Развитие международного сотрудничества в области изучения инфекционных заболеваний" (8-10 сентября 2004 г., "Сосновка", Новосибирская область, Россия); INTAS strategic workshop, Bacterial glycoconjugates in prevention and diagnostics of emerging pathogens: 3rd German-Polish-Russian meeting on bacterial carbohydrates (October 6-9, 2004, Wroclaw, Poland); 105th ASM General Meeting (June 5-9, 2005, Atlanta, GA, USA); VI-й Межгосударственной научно-практической конференции государств-участников СНГ "Санитарная охрана территорий государств-участников содружества независимых государств: проблемы биологической безопасности и противодействия биотерроризму в современных условиях" (13-14 сентября 2005, Волгоград); Международной конференции "Предотвращение распространения биологического оружия: The cooperative biological research: Annual review" (10-13 октября 2005 г., Санкт-Петербург); 106th ASM General Meeting (May 21-25, 2006, Orlando, FL, USA), 2006 NIAD Research Conference (June 24-30, 2006, Opatija, Croatia); VII-й Межгосударственной научно-практической конференции государств-участников СНГ «Чрезвычайные ситуации международного значения в общественном здравоохранении в решениях Санкт-Петербургского саммита государств «группы восьми» и санитарная охрана территорий государств-участников содружества независимых государств:» (3th

5 октября 2006 г., Оболенск, Московская обл.); 9 International Symposium on Yersinia (October 10-14, 2006, Lexington, Kentucky, USA); VIII-ой Межгосударственной научно-практической конференции государств-участников СНГ «Международные медико-санитарные правила и реализация глобальной стратегии борьбы с инфекционными болезнями в государствах-участниках СНГ» (25-26 сентября 2007 г., Саратов); Пятой научно-практической конференции "Инфекционные болезни и антимикробные средства" (4-5 октября 2007 г., Москва); Annual Conference of the Society for Glycobiology. (15-19 November 2007, Boston, USA); 50th ABSA Annual Biological Safety Conference (October 7-10, 2007, Nashville, Tennessee, USA); Vaccine Congress, (9-11 December 2007, Amsterdam, The Netherlands); IV-ой Международной конференции «Идеи Пастера в борьбе с инфекциями», посвященной 85-летию Санкт-Петербургского НИИЭМ имени Пастера и 120-летию Парижского института Пастера (2-4 июня 2008 г., Санкт-Петербург); Международной научной конференции «Современное состояние и перспективы развития микробиологии и биотехнологии» (2-6 июня 2008 г., Минск); XXIV International Carbohydrate Symposium, July (26-August 1, 2008, Oslo, Norway); IX-ой Межгосударственной научно-практической конференции государств-участников СНГ «Современные технологии в реализации глобальной стратегии борьбы с инфекционными болезнями на территории государств-участников Содружества Независимых Государств» (30 сентября - 2 октября, 2008 г., Волгоград); 1st annual Biosafety Association for Central Asia and Caucasus conference "Biosafety and Bacterial-Viral Zoonotic Diseases" (May 18-20, 2009, Almaty, Kazakhstan); 46th Oholo Conference: "The Challenge of Highly Pathogenic Microorganisms - Mechanism of Virulence and Novel Medical Countermeasures" (October 25-29, 2009, Eilat, Israel);: II-ой научно-практической школе-конференции молодых ученых и специалистов научно-исследовательских организаций Роспот-ребнадзора «Современные технологии обеспечения биологической безопасности» (25-27 мая 2010 г., Оболенск, Московская обл.); 10th International Symposium on Yersinia (October 23-27, 2010, Recife, Brazil); III-ей Всероссийской научно-практической конференции с международным участием «Инфекции, обусловленные иерсиниями» (12-14 октября 2011 г., Санкт-Петербург); IV-ом ежегодном всероссийском конгрессе по инфекционным болезням (26-28 марта 2012 г., Москва).

Материалы диссертации широко обсуждаются в научной периодике - на 02.07.2012 г. по данным Web of Science®, Scopus и РИНЦ зафиксировано 224 цитирования публикаций С.В. Дентовской по теме диссертации.

Публикации.

По материалам диссертации опубликовано 65 научных работ, в том числе, 18 - в рецензируемых изданиях (6 - в отечественных, 12 - рецензируемых в международных библиографических базах Web of Science/Web of Knowledge, Scopus и/или PubMed); 2 главы - в коллективной международной монографии; 7 -в других научных изданиях; 3 - в сборниках научных трудов; 35 - в материалах конференций. Список публикаций приведен в автореферате.

Структура и объем диссертации.

Работа состоит из введения; обзора литературы; 7 глав собственных исследований, включающих описание и обсуждение полученных результатов экспериментальной части; заключения; выводов; списка литературы, состоящего из 537 цитируемых работ (46 работ отечественных и 491 работа зарубежных авторов). Текст включает 21 таблицу и иллюстрирован 31 рисунком. Общий объем диссертации составляет 311 страниц.

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Дентовская, Светлана Владимировна

248 ВЫВОДЫ

1. Установлены особенности строения ЛПС Y. pestis subsp. pestis: глицин присоединяется в одно из свободных положений остатка LD-HepI в коре ЛПС; при повышенной температуре (37 °С) происходит замена одного из остатков Ara4N в липиде А на фосфатную группу с образованием пирофосфатной группы; фосфо-рилирование кора фосфоэтаноламином обнаружено в культурах Y. pestis, выращенных при температуре 25 °С; входящий в ЛПС остаток N-ацетилглюкозамина является не составной частью кора, а единственным сохранившимся компонентом утраченного О-антигена, выполнявшего в нем роль первого акцепторного моносахарида О-единицы.

2. Определена структура ЛПС представителей биоваров caucasica, altaica, hissarica и ulegeica Y. pestis subsp. microtus, филогенетически наиболее близких к прародителю чумного микроба - Y. pseudotuberculosis, общей чертой которых, кроме bv. ulegeica, является отсутствие одного из терминальных моносахаридов кора - DD-Hep, не являющееся причиной их избирательной вирулентности.

3. Установлено ранее неизвестное строение О-полисахаридов серова-ров 0:2Ь и 0:4b Y. pseudotuberculosis', уточнены структуры О-полисахаридов се-роваров 0:1а, О:lb, 0:2с и 0:4а и подтверждена структура О-полисахарида се-ровара 0:3; впервые определено строение кора ЛПС сероваров 0:1-0:4.

4. Найдено, что остаток GalNAc является первым моносахаридом биологического повторяющегося звена, присоединение которого к липидному носителю инициирует биосинтез О-антигена Y. pseudotuberculosis серовара 0:3. Определена последовательность переноса на GalNAc других компонентов О-единицы - фукозы, маннозы и паратозы - и впервые обнаружена транслокация через мембрану недостроенных О-единиц с последующим переносом на олиго-сахарид кора.

5. Сконструирован набор нокаутных мутантов Y. pestis с дефектами в одном или двух генах, участвующих в биосинтезе ЛПС. Установлены структуры мутантных ЛПС и на их основании определены функции генов всех глико-зилтрансфераз и двух ацилтрансфераз, а также порядок присоединения отдельных компонентов кора в ходе биосинтеза ЛПС.

6. Получены данные, свидетельствующие о том, что ЛПС является одним из основных факторов патогенности Y. pestis: укорочение кора в ЛПС-мутантах значительно уменьшает устойчивость бактерий к КАМП и НЧС, снижает ферментативную активность активатора плазминогена, что сопровождается снижением вирулентности ЛПС-мутантов для мышей и морских свинок.

7. Определено, что укорочение кора ЛПС чумного микроба до двух моносахаридов полностью подавляет вирулентность для морских свинок и мышей при подкожном заражении - гены waaC, hldE и waaA или кодируемые ими белки, ответственные за синтез внутренней области кора ЛПС, являются перспективными мишенями для поиска ингибиторов вирулентности Y. pestis.

8. Установлено, что полный рецептор бактериофага фА1122 находится во внутренней области кора ЛПС и включает остатки HepII и HepI, а также связанный с HepI остаток Glc, присоединенные к липиду А через остаток Kdo/Ko.

9. Показано, что препараты ЛПС, выделенные из IpxM мутантов Y. pestis с нарушенным синтезом ацилтрансферазы, отвечающей за включение в липид А лауриновой кислоты, в 5-10 раз менее токсичны, чем их исходные варианты, что приводит к 2,5-16-кратному снижению остаточной вирулентности аттенуированных штаммов Y. pestis, но не влияет на вирулентность штамма Y. pestis 231 дикого типа. Мутанты по гену IpxM вакцинного штамма ЕУ обладают пониженной реактогенностью и повышенной протективностью.

10. Предложено при конструировании живых чумных вакцин для аттенуа-ции вирулентных штаммов Y. pestis использовать мутагенез генов waaC, hldE и waaA, а для снижения реактогенности вводить в штаммы мутацию по гену IpxM.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Исследования, посвященные изучению факторов и механизмов патоген-ности болезнетворных бактерий, представляют интерес для ученых во всем мире. На фоне быстрого развития методологии молекулярной биологии - доступности полных нуклеотидных последовательностей геномов отдельных микроорганизмов, разработки новых методов клеточной биологии и клеточной иммунологии, более широкого использования кристаллографии и других способов изучения структурно-функциональной организации отдельных биомолекул - появляется возможность по-новому оценить, казалось бы, уже хорошо изученные бактериальные факторы патогенности. Анализ нуклеотидных и аминокислотных последовательностей отдельных факторов патогенности различных видов бактерий в ряде случаев позволяет выявить их филогенетическое родство, вскрывает существующие в природе взаимосвязи, дает обобщенную картину путей эволюции микроорганизмов. Понимание молекулярной и клеточной основы взаимодействий патоген-хозяин необходимо для разработки современных диагностических, профилактических и лечебных препаратов.

ЛПС болезнетворных грамотрицательных бактерий играет важную роль в патогенезе вызываемых ими инфекционных заболеваний [335]. Структура компонентов ЛПС: О-полисахарида, олигосахарида кора и липида А влияет на вирулентность микроорганизма [507]. Кроме того, она определяет распознавание грамотрицательных бактерий системой врожденного иммунитета [72], широко используется в качестве основы для серологической классификации бактерий [138] и может быть мишенью для протективного приобретенного иммунитета [443].

Представленные в настоящем исследовании данные имеют общебиологическое значение и направлены на получение новых сведений о структурной организации и генетическом контроле образования ЛПС Y. pestis, функциональной значимости его структурных компонентов в патогенезе и иммуногенезе чумы; они также открывают путь к созданию экспериментальных вакцинных штаммов со сниженной реактогенностью. Наибольшее внимание в работе уделено роли ЛПС, а также его отдельных структурных компонентов во взаимодействии чумного микроба с окружающей средой (организмами лабораторных животных, отдельными компонентами системы врожденного иммунитета, бактериофагами).

На первом этапе мы попытались выявить характерные особенности и тем-пературозависимые вариации в структуре ЛПС представителей различных внутривидовых групп Y. pestis и прародителя возбудителя чумы - Y. pseudotuberculosis. В ходе выполнения этой части исследования уточнена структура ЛПС «дикого типа» Y. pestis subsp. pestis. Так, найдено, что глицин присоединяется в одно из свободных положений остатка LD-HepI. Показано, что фосфоэта-ноламин может включаться в состав кора ЛПС не только при культивировании бактерий при пониженной температуре (6 °С), но и при обычной температуре (25 °С). Обнаружено, что при повышенной температуре (37 °С) происходит замена одного из остатков Ara4N на фосфатную группу с образованием пирофос-фатной группы. Таким образом, Y. pestis реагирует на повышение температуры культивирования не только уменьшением положительного заряда на поверхности клетки за счет снижения содержания катионного моносахарида Ara4N в ли-пиде А, но и увеличением отрицательного заряда путем дополнительного фос-форилирования.

Выявлено, что у штаммов Y. pestis subsp. pestis 10-35 % коровых олигоса-харидов лишены терминального остатка GlcNAc, и для всех изученных штаммов subsp. microtus, кроме bv. caucasica 1146, данный показатель также составляет 6-32 %. Мы предположили, что входящий в ЛПС возбудителя чумы остаток N-ацетилглюкозамина является не составной частью кора, а единственным сохранившимся компонентом утраченного возбудителем чумы О-антигена, выподнявшем в нем роль первого и, следовательно, акцепторного моносахарида О-единицы. Это предположение подтверждается низкой идентичностью (лишь 90,4 %) wzx генов для транспортера О-единиц (флиппазы), представленных в Wzy-зависимом пути сборки О-антигена Y. pestis и Y. pseudotuberculosis 0:1b, при том,, что идентичность всех других генов кластеров О-антигена составляет почти 100%. Тот факт, что лигаза WaaL, а не обычная гликозилтрансфераза, необходима для присоединения GlcNAc к ЛПС, также подтверждает, что данный моносахарид не является компонентом собственно кора, а заменяет О-антиген, биосинтез которого нарушен у Y. pestis [449]. Далее, нам удалось установить структуру и порядок сборки, так называемого, биологического повторяющегося звена (О-единицы) О-полисахарида возбудителя псевдотуберкулеза - олигосахарида, предварительно собранного на липидном носителе по Wzy-зависимому пути биосинтеза [410], который затем переносятся через цитоплаз-матическую мембрану и присоединяется к кору-липиду А с образованием SR-формы ЛПС. На примере штамма Y. pseudotuberculosis В-5962, принадлежащего к серовару 0:3, показано, что остаток GalNAc является первым моносахаридом биологической О-единицы, чей перенос на липидный носитель инициирует биосинтез О-антигена. Выявление GalNAc или GlcNAc во всех исследованных нами сероварах Y. pseudotuberculosis, включая штаммы, относящиеся к наиболее вероятному прародителю серовару О:lb (табл.9), еще раз свидетельствует в пользу того, что GlcNAc является первым моносахаридом биологической О-единицы и у штаммов Y pseudotuberculosis серовара О: lb и соответственно единственным моносахаридом О-антигена у Y pestis. По-видимому, у Y. pestis произошло изменение субстратной специфичности флиппазы, приспособившей ее к транслокации через мембраны лишь единичного остатка GlcNAc, а не единицы О-антигена, как у Y. pseudotuberculosis.

С помощью масс-спектрометрии высокого разрешения с ионизацией электрораспылением, примененной к интактному высокоочищенному ЛПС, мы изучили строение липополисахаридов Y. pestis subsp. microtus bv. caucasica, bv. altaica и bv. hissarica (по два штамма каждого биовара), а также одного штамма bv. ulegeica. Показано, что основным отличием ЛПС Y. pestis subsp. microtus bv. caucasica, altaica и hissarica с одной стороны от ЛПС У. pestis subsp. pestis и subsp. microtus bv. ulegeica с другой стороны является отсутствие терминального моносахарида DD-Hep в любой из гликоформ корового олигосахарида. Молекулярная основа данного феномена, установленная нами путем секвенирования, заключается в наличии мутаций со сдвигом рамки считывания в гене wabC, кодирующем DD-Нер-трансферазу. Эта мутация приводит к синтезу белка размерами не 326 аминокислот, как у штаммов основного подвида, а 192 аминокислоты в случае биоваров caucasica и hissarica или 34 аминокислоты у изолятов био-варов altaica и talassica.

Найдено, что как и в ЛПС одного из изученных нами штаммов Y. pestis subsp. pestis, в ЛПС-25 и ЛПС-37 subsp. microtus bv. caucasica (три штамма) и bv. altaica (два штамма), но не bv. hissarica, присутствует в нестехиометрическом количестве глицин, присоединенный к Hepl.

В ходе настоящего исследования фосфорилирование фосфоэтаноламином впервые обнаружено в ЛПС, выделенных из 25-градусных культур Y. pestis subsp. microtus bv. altaica, bv. hissarica и bv. ulegeica. Установлено, что в ЛПС-25, как и в ЛПС-6, фосфоэтаноламин является компонентом только Ко-содержагцих гликоформ кора, наиболее вероятно расположенным в таком же положении 8 латерального остатка Ко.

Обнаружено, что, как и у штаммов Y pestis subsp. pestis, содержание галактозы в ЛПС из штаммов subsp. microtus bv. caucasica и bv. altaica снижается с повышением температуры культивирования, и изменения в относительном содержании Kdo и Ко носят такой же отчетливо выраженный температурозависи-мый характер.

Ранее было показано, что Y. pseudotuberculosis, в отличие от Y. pestis, продуцирует S- и SR-формы ЛПС, содержащие длинную О-полисахаридную цепь или одну О-единицу, связанные с кором соответственно. В ходе нашей работы впервые установлены (0:2b, 0:4Ь), уточнены (0:1а, О:lb, 0:2с, 0:4а) или подтверждены (0:3) структуры О-антигенов Y. pseudotuberculosis. Отметим, что в О-полисахаридах всех изученных сероваров Y. pseudotuberculosis в боковой цепи находятся необычные моносахариды - 3,6-дидезоксигексозы, и именно их конфигурация определяет серологическую специфичность штамма и, соответственно, его принадлежность к тому или иному серовару. Так, паратофураноза характерна для серогруппы 0:1, абеквоза - для серогруппы 0:2, паратопираноза -для серогруппы 0:3 и тивелоза - для серогруппы 0:4. Иммунодоминирующий характер 3,6-дидезоксигексоз объясняется их положением в боковой цепи О-полисахаридов, что делает их наиболее доступными для взаимодействия с иммунной системой организма-хозяина. Наряду с 3,6-дидезоксигексозами в состав О-полисахаридов сероваров 0:1а и 0:4Ь входит еще один редко встречающийся моносахарид - б-декозси-Б-лшяногептоза. Сероспецифичность сероваров внутри серогрупп определяется различиями в строении основной цепи О-полисахаридов, включая число моносахаридных остатков в повторяющемся звене, которое в основной цепи варьируется от двух в сероварах 0:1а и 0:4Ь до трех в сероварах 0:2Ь и 0:3 и четырех в сероварах О:lb, 0:2с и 0:4а.

Впервые продемонстрировано, что кор R-форм ЛПС исследованных нами штаммов Y. pseudotuberculosis сероваров 0:1-0:4 не имеет существенных отличий от изученного нами ранее кора ЛПС Y. pestis subsp. pestis, включая подобный характер температурозависимых структурных вариаций. Кроме того, тем-пературозависимые изменения в степени ацилирования липида А также подобны у возбудителей чумы и псевдотуберкулеза, за исключением того, что Y. pestis потеряла способность включать в липид А группу 16:0 при высокой температуре культивирования вследствие мутации в гене pagP. Результаты, полученные в настоящем разделе работы, легли в основу исследований по оценке вклада отдельных структурных компонентов ЛПС в биологические свойства Y. pestis, определяющие патогенез чумы.

Следующий этап нашей работы был посвящен изучению цитокин-индуцирующей активности и летальной токсичности ЛПС из штаммов Y. pestis «дикого типа» - представителей различных внутривидовых групп, а также определению устойчивости возбудителя чумы к бактерицидным катионным пептидам и литическим пептидам системы комплемента. Выявлены определенные корреляции между биологической активностью и химической структурой ЛПС. Так, получили подтверждение полученные ранее данные [255, 415] о том, что повышение эндотоксической активности коррелирует с более высокой степенью ацилирования низкотемпературных ЛПС, в частности, с присутствием в них гексаацилированных форм липида А, которые отсутствуют в высокотемпературных препаратах. Показано отсутствие строгой корреляции между индукцией ФНО-а в клетках мышиной макрофагоподобной клеточной линией J774A. 1 в ответ на стимуляцию ЛПС in vitro и летальной токсичностью ЛПС in vivo, что характерно и для препаратов ЛПС, выделенных из других грамотрица-тельных бактерий [58, 304]. Полученные нами данные позволили предположить, что различие в строении кора ЛПС представителей основного и неосновного подвидов, а именно, отсутствие в последних терминального остатка DD-Hep, является причиной различной конформации липида А, которая в конечном счете и определяет эндотоксическую активность ЛПС.

При оценке взаимосвязи между биологическими свойствами штаммов Y. pestis и структурой ЛПС нами показана прямая корреляция устойчивости к полимиксину В с содержанием в коровой части ЛПС катионного компонента -глицина. Это дополняет известную для представителей Enterobacteriaceae прямую корреляции данного свойства с содержанием другого катионного компонента - Ara4N, присоединенного к фосфатным группам липида А, и обратную взаимосвязь с уровнем адсорбции ПМВ на ЛПС [197, 415, 477, 535]. Биологическая роль глицина в ЛПС до настоящего времени не установлена, однако можно предположить, что наряду с Ага4Ы глицин вносит определенный вклад в снижение проницаемости наружной мембраны бактерий для катионных антимикробных пептидов путем уменьшения ее суммарного отрицательного заряда [330].

Анализ полученных нами данных позволил предположить, что чувствительность У реьйБ к НЧС связана с сочетанной утратой способности включения в кор терминального остатка ОБ-Нер и снижением включения в эту же часть молекулы ЛПС еще одного терминального остатка - в1сКАс.

Что касается незначительного числа обнаруженных нами штаммов биовара саисаэюа, чувствительных к действию ПМВ при 25 °С, то это расхождение с данными И.Л. Мартиневского и И.С. Аракеляна (цитируется по А.Р. Агшипоу е1 а!., [63]) может быть связано с тем, что, в отличие от цитируемой работы, мы не имели возможности работать со свежими изолятами. Все наши исследования проведены на лабораторных штаммах, подвергавшихся неоднократным пересевам, в ходе которых могла произойти селекция ПМВ-устойчивых клонов. Аналогичная ситуация имеет место и с чувствительностью исследованных нами лабораторных штаммов биовара саисазюа к НЧС.

Таким образом, настоящий раздел нашего исследования выявил взаимосвязи температурозависимых изменений в структуре ЛПС представителей различных внутривидовых групп У. резйБ с токсичностью препаратов ЛПС, а также частичную корреляцию между температурозависимыми и внутривидовыми особенностями строения ЛПС и способностью У. реБйз выживать и размножаться в присутствии ПМВ и комплемента НЧС.

Так как только нокаутный мутагенез генов, включенных в биосинтез ЛПС, с последующей комплементацией могут пролить свет на вклад отдельных частей молекулы в устойчивость к действию факторов врожденного иммунитета и патогенез чумы, мы провели функциональный анализ генов, ответственных за синтез отдельных участков кора и липида A Y. pestis. На первом этапе были проанализированы опубликованные полногеномные нуклеотидные последовательности Y. pestis с целью обнаружения генов, гомологичных уже охарактеризованным генам других грамотрицательных бактерий с подобными структурами/структурными компонентами ЛПС. Таким образом, мы выбрали 14 генов-мишеней для проведения сайт-направленного мутагенеза. Затем мы сконструировали 14 одинарных и 4 двойных мутанта по генам биосинтеза ЛПС на основе авирулентного штамма КМ260(11) для подтверждения их функции и оценки влияния отдельных структурных компонентов ЛПС на ряд факторов патогенно-сти чумного микроба, в том числе и взаимодействие со специфичным для Y. pestis бактериофагом фА1122. Вирулентный штамм «дикого типа» 231 использовали для получения шести одинарных мутантов, необходимых для изучения взаимосвязи структуры ЛПС с вирулентностью Y. pestis в отношении лабораторных животных.

Таким образом, одним из основных итогов методической части работы является создание комплекса приемов, позволяющих проводить направленное конструирование штаммов Y. pestis и Y. pseudotuberculosis с редуцированной в различной степени молекулой ЛПС. Разработанный нами подход позволяет получать достоверные данные о роли отдельных структурных компонентов ЛПС в проявлении патогенности и иммуногенности возбудителя чумы.

Определение и сравнительный анализ структур ЛПС из мутантных штаммов позволил установить функциональную значимость всех подвергнутых мутагенезу генов, в том числе выявить два уникальных гена, обнаруженных к настоящему моменту только у чумного микроба, - wabC и wabD, кодирующих гликозилтрансферазы для температурозависимого присоединения терминальных моносахаридов DD-Hep и Gal соответственно. Показано, что функционально охарактеризованные гены биосинтеза ЛПС локализованы в виде трех кластеров и отдельно расположенных генов на хромосоме Y. pestis. Определены бактериальные виды - наиболее вероятные доноры генов биосинтеза ЛПС (или реципиенты схожих генов от одного и того же донора), переданных в результате неоднократного горизонтального переноса.

Изучение химической структуры ЛПС сконструированного набора нока-утных мутантов Y. pestis по генам биосинтеза ЛПС позволило нам установить порядок присоединения отдельных компонентов кора в ходе биосинтеза ЛПС. Известно, что первым на цитоплазматической поверхности внутренней мембраны собирается липидА [410]. При этом, как и у остальных энтеробактерий, процесс сборки липида A Y. pestis, завершаемый в случае возбудителя чумы путем присоединения вторичных ацильных заместителей - остатков пальмито-олеиновой и лауриновой кислот, заканчивается только после предварительного присоединения Kdo к остатку GlcNII липида А, осуществляемого Kdo-трансферазой WaaA. Подтверждением этого служит установленная структура ЛПС AwaaA мутанта, лишенного Kdo и состоящего только из липида А с четырьмя (основной вариант) или тремя (минорный вариант) группами ЗН014:0. Затем гептозилтрансфераза I, кодируемая геном waaC, переносит остаток LD-HepI на собранный ^о2-липид А, после чего гептозилтрансфераза II, кодируемая геном waaF, присоединяет остаток LD-HepII к остатку LD-HepI. Обнаруженное нами отсутствие Glc в waaF мутанте подтверждает, что ее присоединение к кору, опосредуемое глюкозилтрансферазой WaaE, происходит только после предварительного присоединения остатка LD-HepII к LD-HepI. Отсутствие в ЛПС waaE мутанта одновременно Glc и LD-HepIII показывает, что включение LD-HepIII в кор, являющееся функцией WaaQ, требует предварительного присоединения остатка Glc к LD-HepI. Последующее добавление терминальных остатков DD-Hep (HepIV) или Gal к LD-HepIII осуществляют ферменты гептозилтрансфераза IV (WabC) и галактозилтрансфераза (WabD) соответственно. Процесс сборки кора завершается после его транслокации на периплазматиче-скую поверхность внутренней мембраны добавлением остатка GlcNAc, опосредуемого лигазой WaaL.

Установление функций генов, участвующих в биосинтезе ЛПС Y. pestis, позволило нам перейти к выявлению роли конкретных компонентов ЛПС в па-тогенности возбудителя чумы, включая устойчивость бактерии к различным антимикробным факторам, и определению биологической роли температуро-зависимых вариаций в структуре ЛПС. Для этого мы изучили биологические свойства сконструированных неполярных мутантов, связанные с вирулентностью Y. pestis. Известно, что для проявления патогенности Y. pestis в организме восприимчивого хозяина требуется наличие у заражающего штамма целого комплекса факторов патогенности различной функциональной направленности и систем регуляции, обеспечивающих их координированную экспрессию [3, 4, 30, 60, 99, 106, 107, 386]. В настоящем разделе диссертационной работы мы оценивали влияние степени редуцированности ЛПС на такой интегративный показатель, как вирулентность возбудителя чумы, так и на некоторые из его составных компонентов - ЛПС-зависимых факторов патогенности: устойчивость к КАМП, устойчивость к НЧС, фибринолитическую и плазмокоагулазную активности активатора плазминогена. Мы идентифицировали структурные части ЛПС возбудителя чумы, которые прямо или опосредованно обеспечивают устойчивость Y pestis к КАМП и комплементу сыворотки крови in vitro. На основании изучения экспериментальных данных достоверно показано, что укорочение кора ЛПС возбудителя чумы значительно снижает устойчивость бактерии к нормальной человеческой сыворотке и полимиксину В; уменьшает ферментативную активность активатора плазминогена; сопровождается снижением вирулентности мутантов для мышей и морских свинок.

В ходе наших экспериментов показано отсутствие строгой корреляции между вирулентностью и устойчивостью к факторам врожденного иммунитета. Так, чувствительный к КАМП и сыворотке крови waaQ мутант сохранял вирулентность на уровне исходного штамма 231 и только дальнейшее укорочение кора приводило к аттенуации. Эти данные еще раз подчеркивают то, что моделирование вне организма такого сложного явления как инфекционное заболевание с оценкой взаимодействия Y. pestis только с одним из звеньев врожденного иммунитета, хотя и позволяет изучать тонкие механизмы пато- и иммуногенеза, является крайней степенью упрощения изучаемого процесса. Вследствие этого сравнение результатов, полученных в опытах in vivo и в экспериментах in vitro, требует серьезной критичной оценки. Суммируя представленные в данной главе результаты следует отметить целесообразность продолжения исследований по оценке возможности использования генов waaC, hldE и waaA или кодируемых ими белков в качестве молекулярных мишеней для терапии чумы. Аттенуация мутанта hldE для мышей и морских свинок при подкожном введении, сочетавшаяся с персистенцией возбудителя у 60-90 % зараженных животных как минимум в течение срока наблюдения (22 дня), свидетельствует о перспективности проведения дальнейших работ по конструированию на основе этого мутанта кандидата в вакцинные штаммы.

Возрождение интереса к лизирующим чумной микроб бактериофагам [178; 179; 438; 533] связано с выделением в природном очаге инфекции на Мадагаскаре штамма Y. pestis, устойчивого ко всем рекомендованным для лечения чумы антибиотикам, и необходимостью поиска альтернативных способов терапии чумы. Одним из таких методов может стать фаготерапия при условии одновременного использования набора из 2-4 фагов с разными рецепторами, что будет залогом от селекции фагоустойчивых бактерий, вероятной в случае использования для лечения только одного фага [60]. На примере бактериофага фА1122 мы показали принципиальную возможность и эффективность использования сконструированного нами набора мутантов, отличающихся по степени редуцированности ЛПС, для обнаружения рецептора бактериофага. Впервые путем изучения адсорбции и инфекционности бактериофага фА1122 в отношени созданных нами генетически измененных штаммов возбудителя чумы, экспресси-рующих модифицированные структуры ЛПС, установлено, что полный фаговый рецептор находится во внутренней области кора и включает остатки HepII и Не-pl, а также связанный с HepI остаток Glc, присоединенные к липиду А через остаток Kdo. Позднее, наши данные были подтверждены A.A. Филипповым с со-авт. [161] на менее представительном комплекте мутантов по генам биосинтеза корового олигосахарида. Соответственно, наш набор изогенных мутантов Y. pestis может быть использован для верификации данных наших коллег, первыми определивших рецепторы для семи других фагов, лизирующих клетки чумного микроба [161].

Известно, что модификация пути биосинтеза липида А предоставляет возможность создания новых структурных вариантов ЛПС, наиболее подходящих для включения в состав убитых вакцин, либо для конструирования живых аттенуированных вакцинных штаммов со сниженной реактогенностью. Мы изучили влияние вариаций в строении липида А на эндотоксическую активность ЛПС и вирулентность Y. pestis для последующей разработки методологии генно-инженерной модификации липида А, направленной на снижение его эн-дотоксической активности, с целью получения штамма Y. pestis, лишенного маркеров лекарственной устойчивости, как основы для новой живой чумной вакцины со сниженной реактогенностью. Учитывая, что степень ацилирования липида А зависит от активности поздних ацилтрансфераз, мы подвергли сайт-направленному мутагенезу ген, кодирующий лаурилтрансферазу LpxM (MsbB), в трех аттенуированных штаммах Y pestis КМ218, KIMD1, КМ260(11), одном вакцинном - ЕУ линии НИИЭГ и одном вирулентном штамме 231. Показано, что МрхМу.прШ вариант высоковирулентного штамма, способного вызвать клинически выраженное заболевание при инокуляции малого числа бактериальных клеток, может индуцировать эндотоксический шок, несмотря на образование менее токсичных форм ЛПС. В то же время менее вирулентные бактерии для проявления этой активности нуждаются в синтезе высокотоксичных форм ЛПС. Так, 1рхМ мутация не снижала вирулентность штамма У реБШ 231 дикого типа У. реяйз, но приводила к 2,5-16-кратному снижению остаточной вирулентности аттенуированных штаммов возбудителя чумы. Согласующееся с этим десятикратное уменьшение токсичности для актиномицин Д-сенсибилизированных мышей препарата ЛПС, выделенного из 1рхМ::прШ мутанта КМ218, позволило нам предположить, что снижение вирулентности А 1рхМ мутантов аттенуированных штаммов опосредуется снижением токсичности их ЛПС. Установлено достоверное повышение протективной эффективности А1рхМ:\прШ мутанта вакцинного штамма ЕУ линии НИИЭГ по сравнению с исходным при заражении большими дозами вирулентного штамма У реъйз 231.

Наличие в геноме штамма гена, определяющего устойчивость к антибиотику, не позволяет рассматривать его в качестве кандидата в вакцинный штамм [168, 230]. Поэтому в рамках настоящего исследования мы разработали методологию получения мутантов чумного микроба по гену 1рхМ, лишенных маркеров лекарственной устойчивости. Предложенный нами комплекс методических приемов, препаратов ДНК и бактериальных штаммов обеспечивает контролируемое конструирование таких мутантов У реБШ - кандидатов в вакцинные штаммы со сниженной реактогенностью, а также может быть легко адаптирован для других грамотрицательных бактерий.

Сконструированный нами штамм У резИя ЕУА 1рхМ с делегированным геном 1рхМ, лишенный маркера антибиотикоустойчивости, синтезировал ЛПС со сниженной способностью стимулировать продукцию TNF-a. При этом степень снижения провоспалительной активности ЛПС, синтезируемого мутантным штаммом Y. pestis EVAIpxM, была значительно выше в тестах на клетках-мишенях человека по сравнению с мышиной моделью. In vivo на модели мышей линии BALB/c, сенсибилизированных актиномицином Д, установлено, что уровни сывороточного TNF-a после введения ЛПС исходного вакцинного штамма Y. pestis EV НИИЭГ достоверно превышали аналогичный показатель для препарата ЛПС EVA IpxM (р < 0,05). Кроме того, подкожное введение препарата ЛПС Y. pestis EVA IpxM мышам линии BALB/c продемонстрировало пятикратное снижение его токсических свойств по сравнению с препаратом, выделенным из исходного штамма EV линии НИИЭГ. И, наконец, проведенная нами оценка безвредности штамма EWAlpxM для белых мышей линии BALB/c и беспородных мышей по сравнению с исходным штаммом EV НИИЭГ также выявила снижение его токсических свойств. Подкожное введение от 102 до 107 КОЕ мутантного штамма EVA IpxM мышам не вызывало гибели животных, тогда как инокуляция эталонного штамма EV НИИЭГ в дозах 105 и 107 КОЕ на мышь приводило к гибели 10-40 % животных.

Таким образом, аттенуация вирулентных штаммов Y. pestis путем мутагенеза генов waaC, hldE и waaA с последующим введением мутации по гену IpxM для снижения их реактогенности представляется одним из перспективных направлений конструирования живых вакцин для профилактики чумы.

В заключение следует отметить, что при обсуждении результатов исследований, представленных в различных разделах данной диссертационной работы, мы пытались кратко остановиться на том, какое значение может иметь разбираемый в соответствующей главе феномен для патогенеза чумы, и как теоретические знания о конкретных феноменах могут быть использованы в совершенствовании диагностики и профилактики чумы.

Список литературы диссертационного исследования доктор медицинских наук Дентовская, Светлана Владимировна, 2012 год

1. Алексеев А.Н., Бибикова В.А., Хрусцелевская Н.М., Кантарбаева З.К. О характере действия и природе бактерицидного фактора кишечника блох // Паразитология. 1972. - № 6. - С. 338-345.

2. Анисимов А.П. Молекулярно-генетические механизмы образования и функциональная значимость капсулы Yersinia pestis: Дисс. . докт. мед. наук. -Саратов, Оболенск, 1999. 326 с.

3. Анисимов А.П. Факторы Yersinia pestis, обеспечивающие циркуляцию и сохранение возбудителя чумы в экосистемах природных сообществ. Сообщение 1 // Молекул, генетика. 2002. - № 3. - С. 3-23.

4. Анисимов А.П. Факторы Yersinia pestis, обеспечивающие циркуляцию и сохранение возбудителя чумы в экосистемах природных сообществ. Сообщение 2 // Молекул, генетика. 2002. - № 4. - С. 3-11.

5. Анисимов А.П. Факторы, обеспечивающие блокообразующую активность Yersinia pestis II Молекул, генетика. 1999. - № 4. - С. 11-15.

6. Анисимова Т.И., Свинцова Е.М. «Феномен переживания» при чуме у морских свинок и испытание безвредности новых вакцинных штаммов чумного микроба // Проблемы особо опасных инфекций. 1976. - № 47. - С. 32-35.

7. Апарин Г.П., Голубинский Е.П. Микробиология чумы. Руководство. Иркутск: Иркутский государственный университет, 1989. - 92 с.

8. Ашмарин И.П., Воробьев А.А. Статистические методы в микробиологических исследованиях. Л.: Государственное издательство медицинской литературы, 1962. - С. 85-104.

9. Бухарин О.В. Биомедицинские аспекты персистенции бактерий // Журн. микробиол. 1994. - Приложение. - С. 4-13.

10. Васильева Г.И., Дорошенко Е.П., Киселева А.К. Вирулентность штаммов Yersinia pestis, прошедших культивирование в перитонеальных макрофагах морских свинок // Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. -1988. -№9. -С. 63-66.

11. Гремякова Т.А. Структурно-функциональная вариабельность антигенов Yersinia pestis и методология конструирования противочумных иммуно-профилактических препаратов: Дисс. . док. мед. наук. Оболенск, 2004. -320 с.

12. Дентовская C.B., Шайхутдинова Р.З., Книрель Ю.А. Иванов С.А., Анисимов А.П. Конструирование вакцинных штаммов грамотрицательных бактерий со сниженной реактогенностью // Мол. генетика. 2006. - № 2. - С. 3-8.

13. Домарадский И.В. Чума. М.: Медицина, 1998. - 176 с.

14. Домарадский И.В. Чума: современное состояние, гипотезы, проблемы. -Саратов: Саратовский медицинский институт, 1993. 130 с.

15. Дюбо Р.Ж. Бактериальная клетка в связи с проблемами вирулентности, иммунитета и химиотерапии / Пер. с англ. М.Г. Бражниковой. М.: Государственное издательство иностранной литературы, 1948. - 459 с.

16. Еремин С.А. Электростимулируемая трансформация чумного и сибиреязвенного микроба: Автореф. дисс. . к.м.н. Саратов, 1991. -22 с.

17. Калабухов Н.И. Периодические (сезонные и годичные) изменения в организме грызунов. Ленинград: Изд-во «Наука», 1969. - 249 с.

18. Классовский Л.Н., Степанов В.М., Мартиневский И.Л., Шмутер М.Ф., Пак Г.Ю. Наставление по изучению свежевыделенных штаммов возбудителя чумы. Алма-Ата, 1972. - 36 с.

19. Книрель Ю.А., Кочетков Н.К. Строение липополисахаридов грамотрица-тельных бактерий. I. Общая характеристика липополисахаридов и структура липида А // Биохимия. 1993. - Т. 58. - С. 166-201.

20. Книрель Ю.А., Кочетков Н.К. Структура ЛПС грамотрицательных бактерий III. Структура О-антигенов: обзор // Биохимия. 1994. - Т. 59. - С. 1784-1851.

21. Козлов М.П. Чума (природная очаговость, эпизоотология, эпидемиологические проявления). М.: Медицина, 1979. - 192 с.

22. Кокушкин A.M. Социальные и биологические аспекты эпидемиологии чумы: Дисс. . докт. мед. наук. Саратов, 1995. - 392 с.

23. Кокушкин A.M. Трансформирующая активность плазмид чумного микроба: Дисс. канд. мед. наук. Саратов, 1983. - 183 с.

24. Лившиц Ю.И. Требования к качеству лабораторных грызунов и условия их содержания // Руководство по вакцинному и сывороточному делу. М.: Медицина, 1978. - С. 24-36.

25. Мишанькин Б.Н. Интегративный характер вирулентности Yersinia pestis II Журн. микробиол. 1987. - № 2. - С. 102-108.

26. МУ 3.3.1.1113-02. Основные критерии отбора вакцинных штаммов чумного микроба (методические указания) / Утверждены Главным государственным санитарным врачом РФ Г.Г. Онищенко 26 февраля 2002 г. Саратов, 2002. - 69 с.

27. Наумов A.B., Ледванов М.Ю., Дроздов И.Г. Иммунология чумы. Саратов, 1992.- 172 с.

28. Оводов Ю.С., Горшкова Р.П. Липополисахариды псевдотуберкулезного микроба // Химия природных соединений. 1988. - № 2. - С. 163-171

29. Онищенко Г.Г., Кутырев В.В., редакторы. Природные очаги чумы Кавказа, Прикаспия, Средней Азии и Сибири. Москва: ОАО "Издательство "Медицина", 2004.- 192 с.

30. Остерман Л.А. Методы исследования белков и нуклеиновых кислот. М.: Наука, 1981.-288 с.

31. Платонов М.Е., Евсеева В.В., Ефременко Д.В., Кузнецова И.В., Чиркова Е.В., Дентовская C.B., Куличенко А.Н., Анисимов А.П. DFR-типирование штаммов Yersinia pestis из природных очагов СНГ // Проблемы особо опасных инфекций. 2011. -№ 108. - С. 42-45.

32. Руднев Г.П. Клиника чумы. Ростов на Дону: Ростовское областное книгоиздательство, 1938. - 268 с.

33. Руководство по профилактике чумы / Под ред. А.В. Наумова и JI.B. Самойловой Саратов, 1992. - 280 с.

34. Руководство по профилактике чумы / Под ред. Н.И. Николаева. Саратов, 1972.-200 с.

35. Салтыкова Р.А., Файбич М.М. Опыт 30-летнего изучения стабильности свойств чумного вакцинного штамма EV в СССР // Журн. микробиол. -1975.-№6.-С. 3-8.

36. Самойлова C.B. Влияние условий культивирования на популяционный состав штаммов чумного микроба, обладающих различным плазмидным профилем: Дисс. . канд. мед. наук. Саратов, 1991. - 157 с.

37. Слудский А.А. Природные очаги чумы полевочьего типа (структура и функционирование): Автореф. дисс. . д.б.н. Саратов, 1998. -43 с.

38. Топорков В.П., Подсвиров А.В., Яшкулов К.Б. Эколого-эпидемиологический мониторинг за предикторами экстремальных эпидемических ситуаций в природно-очаговом по чуме регионе Северозападного Прикаспия. Элиста, 1999. - 126 с.

39. Abd H., Johansson T., Golovliov I., Sandstrôm G., Forsman M. Survival and growth of Francisella tularensis in Acanthamoeba castellanii II Appl. Environ. Microbiol. 2003. - Vol. 69. - P. 600-606.

40. Achtman M., Zurth K., Morelli G., Torrea G., Guiyoule A., Carniel E. Yersinia pestis, the cause of plague, is a recently emerged clone of Yersinia pseudotuberculosis II Proc. Natl. Acad. Sei. USA 1999. - Vol. 96. - P. 14043-14048.

41. Acker G., Wartenberg K. Ultrastructure of lipopolysaccharides of Yersinia ente-rocolitica, Salmonella typhimurium and Escherichia coli II Zentral. Bakteriol. Hyg. I. Abt. 1976. - Vol. A235. - P. 439-452.

42. Adams M.H. Bacteriophages. New York, NY: Interscience Publishers, Inc., 1959.-521 p.

43. Albizo J.M., Surgalla M.J. Isolation and biological characterization of Pasteu-rella pestis endotoxin // Infect. Immun. 1970. - Vol. 2. - P. 229-236.

44. Alexander C., Rietschel E.T. Bacterial lipopolysaccharides and innate immunity // J. Endotoxin Res. 2001. - Vol. 7. - P. 167-202.

45. Al-Hendy A., Toivanen P., Skurnik, M. Expression cloning of the Yersinia enter ocolitica 0:3 rfb gene cluster in Escherichia coli Kl 2 11 Microbial Pathogenesis. 1991.-Vol. 10.-P. 47-59.

46. Al-Hendy A., Toivanen P., Skurnik, M. Lipopolysaccharide O side chain of Yersinia enterocolitica 0:3 is an essential virulence factor in an orally infected murine model // Infect. Immun. 1992. - Vol. 60. - P. 870-875.

47. Alvarez M.L., Cardineau G.A. Prevention of bubonic and pneumonic plague using plant-derived vaccines // Biotechnol. Adv. 2010. - Vol. 28. - P. 184-196.

48. Amor K., Heinrichs D.E., Frirdich E., Ziebell K., Johnson R.P., Whitfield C. Distribution of core oligosaccharide types in lipopolysaccharides from Escherichia coli II Infect. Immun. 2000. - Vol. 68. - P. 1116-1124.

49. Amura C.R., Silverstein R., Morrison D.C. Mechanisms involved in the pathogenesis of sepsis are not necessarily reflected by in vitro cell activation studies // Infect. Immun. 1998. - Vol. 66. - P. 5372-5378.

50. Ancuta P., Pedron T., Girard R., Sandstrom G., Chaby R. Inability of the Francisella tularensis lipopolysaccharide to mimic or to antagonize the induction of cell activation by endotoxins // Infect. Immun. 1996. - Vol. 64. - P. 20412046.

51. Anisimov A.P., Amoako K.K. Treatment of plague: promising alternatives to antibiotics // J. Med. Microbiol. 2006. - Vol. 55. - P. 1461-1475.

52. Anisimov A.P., Dentovskaya S.V., Panfertsev E.A., Svetoch T.E., Segelke B.W., Zemla A., Telepnev M.V., Motin V.L. Amino acid and structural variability of Yersinia pestis LcrV protein // Infect. Genet. Evol. 2010. - Vol. 10. -P. 137-145.

53. Anisimov A.P., Lindler L.E., Pier G.B. Intraspecific diversity of Yersinia pestis H Clin. Microbiol. Rev. 2004. - Vol. 17. - P. 434^64.

54. Anisimov A.P., Panfertsev E.A., Svetoch T.E., Dentovskaya S.V. Variability of the protein sequences of LcrV between epidemic and atypical rhamnose-positive strains of Yersinia pestis II Adv. Exp. Med. Biol. 2007; 603: 23-27.

55. Appelmelk B.J., An Y.-Q., Hekker T.A.M., Thijs L.G., MacLaren D.M., de Graaf J. Frequencies of lipopolysaccharide core types in Escherichia coli strains from bacteraemic patients // Microbiology. 1994. - Vol. 140. - P. 1119-1124.

56. Aspinall G.O., Monteiro M.A. Lipopolysaccharides of Helicobacter pylori strains P466 and MO 19: Structures of the O antigen and core oligosaccharide regions // Biochemistry. 1996. - Vol. 35. - P. 2498-2504.

57. Aussel L., Therisod H., Karibian D., Perry M.B., Bruneteau M., Caroff M. Novel variation of lipid A structures in strains of different Yersinia species // FEBS Lett. 2000. - Vol. 465. - P. 87.

58. Austin E.A., Graves J.F., Hite L.A., Parker C.T., Schnaitman C.A. Genetic analysis of lipopolysaccharide core biosynthesis by Escherichia coli K-12: insertion mutagenesis of the rfa locus // J. Bacteriol. 1990. - Vol. 172. - P. 5312-5325.

59. Bardoel B.W., Strijp J.A. Molecular battle between host and bacterium: recognition in innate immunity // J. Mol. Recognit. 2011. - Vol. 24. - P. 1077-1086.

60. Barnes M.G., Weiss A.A. BrkA Protein of Bordetella pertussis inhibits the classical pathway of complement after CI deposition // Infect. Immun. 2001. -Vol. 69.-P. 3067-3072.

61. Bartra S.S., Styer K.L., O'Bryant D.M., Nilles M.L., Hinnebusch B.J., Aballay A., Piano G.V. Resistance of Yersinia pestis to complement-dependent killing is mediated by the Ail outer membrane protein // Infect. Immun 2008. - Vol. 76. -P. 612-622.

62. Batley M., McNicholas P.A., Redmond J.W. Analytical studies of lipopolysaccharide and its derivatives from Salmonella minnesota R595. III. Reappraisal of established methods // Biochim. Biophys. Acta. 1985. - Vol. 821. - P. 205-216.

63. Batley M., Packer N.H., Redmond J.W. Analytical studies of lipopolysaccharide and its derivatives from Salmonella minnesota R595. II. Proton and carbon magnetic resonance spectra // Biochim. Biophys. Acta. 1985. - Vol. 821. - P. 195-204.

64. Baxa U., Steinbacher S., Miller S., Weintraub A., Huber R., Seckler R. Interactions of phage P22 tails with their cellular receptor, Salmonella O-antigen polysaccharide // Biophysical Journal. 1996. - Vol. 71. - P. 2040-2048.

65. Belunis C.J., Mdluli K.E., Raetz C.R., Nano F.E. A novel 3-deoxy-D-manno-octulosonic acid transferase from Chlamydia trachomatis required for expression of the genus-specific epitope // J. Biol. Chem. 1992. - Vol. 267. - P. 18702-18707.

66. Bengoechea J.A., Diaz R., Moriyon I. Outer membrane differences between pathogenic and environmental Yersinia enterocolitica biogroups probed with hydrophobic permeants and polycationic peptides // Infect. Immun. 1996. -Vol. 64. - P. 4891-4899.

67. Bengoechea J.A., Lindner B., Seydel U., Diaz R., Moriyon I. Yersinia pseudotuberculosis and Yersinia pestis are more resistant to bactericidal cationic peptides than Yersinia enterocolitica II Microbiology. 1998. - Vol. 144. - P. 1509-1515.

68. Bennett H.P.J., Clarke D.J. The pbgPE operon in Photorhabdus luminescens is required for pathogenicity and symbiosis // J. Bacterid. 2005. - Vol. 187. - P. 77-84.

69. Biedzka-Sarek M., Venho R., Skurnik M. Role of YadA, Ail, and lipopolysaccharide in serum resistance of Yersinia enterocolitica serotype 0:3 // Infect. Immun. 2005. - Vol. 73. - P. 2232-2244.

70. Birnboim H.C., Doly I. A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA // Nucl. Acids Res. 1979. - Vol.7. - P. 1515-1523.

71. Bishop R.E. The lipid A palmitoyltransferase PagP molecular mechanisms and role in bacterial pathogenesis // Mol. Microbiol. 2005. - Vol. 57. - P. 900-912.

72. Bishop R.E., Gibbons H.S., Guina T., Trent M.S., Miller S.I., Raetz C. R. Transfer of palmitate from phospholipids to lipid A in outer membranes of Gramnegative bacteria // EMBO J. 2000. - Vol. 19. - P. 5071-5080.

73. Blisnick T, Ave P, Huerre M, Carniel E, Demeure CE. Oral vaccination against bubonic plague using a live avirulent Yersinia pseudotuberculosis strain // Infect. Immun. 2008. - Vol. 76. - P. 3808-3816.

74. Bölin, I., L. Norlander, and H. Wolf-Watz. Temperature-inducible outer membrane protein of Yersinia pseudotuberculosis and Yersinia enterocolitica is associated with the virulence plasmid // Infect. Immun. 1982. - Vol. 37. - P. 506-512.

75. Bosio C.M., Goodyear A.W., Dow S.W. Early interaction of Yersinia pestis with APCs in the lung // J. Immunol. 2005. - Vol. 175. - P. 6750-6756.

76. Brade H., Moll H., Rietschel E.T. Structural investigations on the inner core region of lipopolysaccharides from Salmonella minnesota rough mutants // Bio-med. Environ. Mass Spectrom. 1985. - Vol. 12. - P. 602-609.

77. Brandenburg K., Wiese A. Endotoxins: relationships between structure, function, and activity // Curr. Top. Med. Chem. 2004. - Vol. 4. - P. 1127-1146.

78. Brozek K.A., Raetz C.R.H. Biosynthesis of lipid A in Escherichia coli. Acyl carrier protein-dependent incorporation of laurate and myristate// J. Biol. Chem. 1990.-Vol. 265.-P. 15410-15417.

79. Brubaker R. R. Factors promoting acute and chronic diseases caused by Yersinia II Clin. Microbiol. Rev. 1991. - Vol. 4. - P. 309-324.

80. Bruneteau M, Minka S. Lipopolysaccharides of bacterial pathogens from the genus Yersinia: a mini-review // Biochimie. 2003. - Vol. 85. - P. 145-152.

81. Brygoo E.R., Rajenison S. Technical improvement of the experimental diagnosis of plague. Use of mice sensitized by cyclophosphamide // Bull. Soc. Pathol. Exot. Filiales. 1973. - Vol. 66. - P. 255-257.

82. Bubeck SS, Dube PH. Yersinia pestis C092 AyopH is a potent live, attenuated plague vaccine // Clin. Vaccine Immunol. 2007. - Vol. 14. - P. 1235-1238.

83. Burland V., Shao Y., Perna N.T., Plunkett G., Sofia HJ., Blattner F.R. The complete DNA sequence and analysis of the large virulence plasmid of Escherichia coli 0157:H7 // Nucleic Acids Res. 1998. - Vol. 26. - P. 4196-4204.

84. Burns S.M., Hill S.I. Comparison of loss of serum resistance by defined lipopolysaccharides mutants and an acapsular mutants of uropathogenic Escherichia coli 075 :K5 11 Infect. Immun. 1998. - Vol. 66. - P. 4244-4253.

85. Burrows T.W. Virulence of Pasteurella pestis II Nature. 1957. - Vol. 179. -P. 1246-1247.

86. Burrows T.W. Virulence of Pasteurella pestis and immunogenicity to plaque // Ergeb. Mikrobiol. Immun. Exp. Ther. 1963. - Vol. 37. - P. 59-113.

87. Butler T. Plague and other Yersinia infections. New York: Plenum Press, 1983.-220 p.

88. Carlsson A., Nystrom T., de Cock H., Bennich H. Attacin an insect immune protein - binds LPS and triggers the specific inhibition of bacterial outer-membrane protein synthesis // Microbiology. - 1998. - Vol. 144. - P. 2179-2188.

89. Carty S.M., Sreekumar K.R., Raetz C.R.H. Effect of cold shock on lipid A biosynthesis in Escherichia coli. Induction At 12 °C of an acyltransferase specific for palmi-toleoyl-acyl carrier protein // J. Biol. Chem. 1999. - Vol. 274. - P. 9677-9685.

90. Cavanaugh D.C., Randall R. The role of multiplication of Pasteurella pestis in mononuclear phagocytes in the pathogenesis of fleaborne plague // J. Immunol. 1959.-Vol. 83.-P. 348-371.

91. Chart H., Cheasty T., Rowe B. Differentiation of Yersinia pestis and Y. pseudotuberculosis by SDS-PAGE analysis of lipopolysaccaride // Lett. Appl. Microbiol. 1995. - Vol. 20. - P. 369-370.

92. Cherepanov P.P., Wackernagel W. Disruption in Escherichia coir. TcR and KmR cassettes with the option of Flp-catalyzed excision of the antibiotic-resistance determinant // Gene. 1995 - Vol. 158. - P. 9-14.

93. Cho U.S., Bader M.W, Amaya M.F., Daley M.E., Klevit R.E., Miller SI, Xu W. Metal bridges between the PhoQ sensor domain and the membrane regulate transmembrane signaling // J. Mol. Biol. 2006. - Vol. 356. - P. 1193-1206.

94. Chu M.C. Laboratory manual of plague diagnostic tests. World Health Organization, Geneva, 2000 - 129 p.

95. Chung H.S., Raetz C.R. Dioxygenases in Burkholderia ambifaria and Yersinia pestis that hydroxylate the outer Kdo unit of lipopolysaccharide // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -2011.-Vol. 108.-P. 510-515.

96. Clementz T., Raetz C.R.H. A gene coding for 3-deoxy-D-manno-octulosonic-acid transferase in Escherichia coli. Identification, mapping, cloning, and sequencing // J. Biol. Chem. 1991. - Vol. 266. - P. 9687-9696.

97. Cohen S.N., Chang A.C.Y. Recircularization and autonomous replication of a sheared R-factor DNA segment in Escherichia coli transformants // Proc. Natl. Acad. Sci. 1973. - Vol. 70. - P. 1293-1295.

98. Conchas R.F., Carniel E. A highly efficient electroporation system for transformation of Yersinia II Gene. 1990. - Vol. 87. - P. 133-137.

99. Conter A., Sturny R., Gutierrez C., Cam K. The RcsCB His-Asp phosphorelay system is essential to overcome chlorpromazineinduced stress in Escherichia coli II J. Bacteriol. 2002. - Vol. 184. - P. 2850-2853.

100. Cornelis G.R. Yersinia type III secretion: send in the effectors // J. Cell. Biol. -2002. Vol. 158. - P. 401-408.

101. Currie C.G., Poxton I.R. The lipopolysaccharide core type of Escherichia coli 0157:H7 and other non-0157 verotoxinproducing E. coli II FEMS Immunol. Med. Microbiol. 1999. - Vol. 24. - P. 57-62.

102. Darby C., Ananth S.L., Tan L., Hinnebusch B.J. Identification of gmhA, a Yersinia pestis gene required for flea blockage, by using a Caenorhabditis elegans biofilm system //Infect. Immun. 2005. - Vol. 73. - P. 7236-7242.

103. DebRoy C., Roberts E., Fratamico P.M. Detection of O antigens in Escherichia coli II Anim. Health Res. Rev. 2011. - Vol. 12. - P. 169-185.

104. Delude R.L., Savedra R., Zhao Jr.H., Thieringer R., Yamamoto S., Fenton M.J., Golenbock D.T. Cdl4 enhances cellular responses to endotoxin without imparting ligand-specific recognition // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. -Vol. 92.-P. 9288-9292.

105. Demerec M., Adelberg E.A., Clark A.J., Hartman P.E. A proposal for a uniform nomenclature in bacterial genetics // J. Gen. Microbiol. 1968. - Vol. 50. - P. 1-14.

106. Dennis D.T., Gage K.L., Gratz N. Plague Manual: Epidemiology, Distribution, Surveillance. Geneva: World Health Organization, 1999. - 171 p.

107. Devignat R. Variétés de l'espèce Pasteurellapestis: nouvelle hyphothèse II Bull. W. H. O. 1951. - Vol. 4. - P. 247-263.

108. Dimopoulos G. Insect immunity and its implication in mosquitomalaria interactions // Cell. Microbiol. 2003. - Vol. 5. - P. 3-14.

109. Ding L., Seto B.L., Ahmed S.A., Coleman W.G., Jr. Purification and properties of the Escherichia coli K-12 NAD-dependent nucleotide diphosphosugar epimerase, ADP-L-g(vcero-D-ma««oheptose-6-epimerase // J. Biol. Chem. -1994. Vol. 269. - P. 24384-24390.

110. Donnenberg M.S., Kaper J.B. Constraction of eae deletion mutant of entero-hemorrhagic Escherichia coli by using of positive-selection suicide vector // Infect. Immun. 1991. - Vol. 59. - P. 4310-4317.

111. Ebeling W., Hennrich N., Klockow M., Metz H., Orth H.D., Lang H. Proteinase K from Tritirachium album Limber I I Eur. J. Biochem. 1974. - Vol. 47. - P. 91-97.

112. Egan A.M., Gordon D.L. Burkholderia pseudomallei activates complement and is ingested but not killed by polymorphonuclear leukocytes // Infect. Immun. 1996. - Vol. 64. - 4952-4959.

113. Ehrenkranz N.F., Meyer K.F. Studies on immunization against plague. VIII: study of three immunizing preparations in protecting primates against pneumonic plague II J. Infect. Dis. 1955. - Vol. 96. - P. 138-144.

114. Elliott J.M., Ramanculov E., Chain P.S., Chu M.C., Molineux I.J. The genome sequence of Yersinia pestis bacteriophage coAl 122 reveals an intimate history with the coliphage T3 and T7 genomes I I J. Bacterid. 2003. - Vol. 185. - P. 5248-5262.

115. Ernst R.K., Yi E.C., Guo L., Lim K.B., Burns J.L., Hackett M., Miller S.I. Specific lipopolysaccharide found in cystic fibrosis airway Pseudomonas aeruginosa II Science. 1999. - Vol. 286. - P. 1561-1565.

116. Fearon D.T. Regulation by membrane sialic acid of /?lH-dependet decay-dissociation of amplification of C3 convertase of the alternative complement pathway // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1978. - Vol. 75. - P. 1971-1975.

117. Felek S., Krukonis E.S. The Yersiniapestis Ail protein mediates binding and Yop delivery to host cells required for plague virulence // Infect. Immun. -2009. Vol. 77. - P. 825-836.

118. Feng L., Tao J., Guo H., Xu J., Li Y., Rezwan F., Reeves P., Wang L. Structure of the Shigella dysenteriae 7 O antigen gene cluster and identification of its antigen specific genes // Microb. Pathog. 2004. - Vol. 36. - P. 109-115.

119. Feodorova V.A., Devdariani Z.L., Nazarova L.S. Adjuvant effect of antiidiotype antibodies to Yersinia pestis lipopolysaccharide // J. Med. Microbiol. -1999.-Vol. 48.-P. 751-756.

120. Feodorova V.A., Corbel M.J. Prospects for new plague vaccines // Expert Rev. Vaccines. 2009. - Vol. 8. - P. 1721-1738.

121. Ferguson A.D., Hofmann E., Coulton J.W., Diederichs K., Welte W. Sidero-phore-mediated iron transport: crystal structure of FhuA with bound lipopolysaccharide // Science. 1998. - Vol. 282. - P. 2215-2220.

122. Ferguson A.D., Welte W., Hofinann E., Lindner B., Hoist O., Coulton J.W., Diederichs K. A conserved structural motif for lipopolysaccharide recognition by pro-caryotic and eucaryotic proteins // Struct. Fold. Des. 2000. - Vol. 8. - P. 585-592.

123. Ferguson G.P., Datta A., Carlson R.W., Walker G.C. Importance of unusually modified lipid A in Sinorhizobium stress resistance and legume symbiosis // Mol. Microbiol. 2005. - Vol. 56. - P. 68-80.

124. Finlay B.B., Falkow S. Common themes in microbial pathogenicity // Microbiol. Rev. 1989 - Vol. 53. - P. 210-230.

125. Finlay B.B., Falkow S. Common themes in microbial pathogenicity revisited // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1997 - Vol. 61. - P. 136-169.

126. Fjell C.D., Hiss J.A., Hancock R.E., Schneider G. Designing antimicrobial peptides: form follows function // Nat. Rev. Drug. Discov. 2011. - Vol. 11. - P. 37-51.

127. Frank S., Specter S., Nowotny A., Friedman H. Immunocyte stimulation in vitro by nontoxic bacterial lipopolysaccharide derivatives // J. Immunol. 1977. -Vol. 119.-P. 855-860.

128. Frey J. Biological safety concepts of genetically modified live bacterial vaccines // Vaccine. 2007. - Vol. 25. - P. 5598-5605.

129. Frirdich E., Whitfield C. Lipopolysaccharide inner core oligosaccharide structure and outer membrane stability in human pathogens belonging to the Entero-bacteriaceae // J. Endotoxin. Res. 2005. - Vol. 11. - P. 133-144.

130. Gage K.L., Kosoy M.Y. Natural history of plague: perspectives from more than a century of research // Annu. Rev. Entomol. 2005. - Vol. 50. - P. 505-528.

131. Galanos C., Freudenberg M.A. Mechanisms of endotoxin shock and endotoxin hypersensitivity // Immunobiology. 1993. - Vol. 187. - P. 346-356.

132. Galanos C., Luderitz O., Westphal O. A new method for the extraction of R li-popolysaccharides // European J. Biochem. 1969. - Vol. 9. - P. 245-249.

133. Galanos C., Luderitz O., Rietschel E.T., Westphal O., Brade H., Brade L. Synthetic and natural Escherichia coli free lipid A express identical endotoxic activities // Eur. J. Biochem. 1985. - Vol. 148. - P. 1-5.

134. Galloway S.M., Raetz C.R.H. A mutant of Escherichia coli defective in the first step of endotoxin biosynthesis // J. Biol. Chem. 1990. - Vol. 265. - P. 6394-6402.

135. Galvan E.M., Lasaro M.A.S., Schifferli D.M. Capsular antigen fraction 1 and Pla modulate the susceptibility of Yersinia pestis to pulmonary antimicrobial peptides such as cathelicidin 11 Infect. Immun. 2008. - Vol. 76. - P. 1456-1464.

136. Gamian A., Mieszala M., Katzenellenbogen E., Czarny A., Zal T., Romanows-ka E. The occurrence of glycine in bacterial lipopolysaccharides // FEMS Immunol. Med. Microbiol. 1996. - Vol. 13, - P. 261-268.

137. Garbom S., Forsberg A., Wolf-Watz H., Kihlberg B.M. Identification of novel virulence-associated genes via genome analysis of hypothetical genes // Infect. Immun. 2004. - Vol. 72. - P 1333-1340.

138. Garcia E., Chain P., Elliott J.M., Bobrov A.G., Motin V.L., Kirillina O., Lao V., Calendar R, Filippov A.A. Molecular characterization of L-413C, a P2-related plague diagnostic bacteriophage // Virology. 2008. - Vol. 37. - P. 85-96.

139. Garcia E., Elliott J.M., Ramanculov E., Chain P.S., Chu M.C., Molineux I.J. The genome sequence of Yersinia pestis bacteriophage cpA1122 reveals an intimate history with the coliphage T3 and T7 genomes // J. Bacteriol. 2003. -Vol. 185.-P. 5248-5262.

140. Geerlof A., Lewendon A., Shaw W.V. Purification and characterization of phosphopantetheine adenylyltransferase from Escherichia coli II J. Biol. Chem. 1999. - Vol. 274. - P. 27105-27 111.

141. Giardina P.C., Apicella M.A., Gibson B., Preston A. Antigenic mimicry in Neisseria species // Endotoxins in Health and Disease / Brade H., Opal S.M., Vogel S.N., Morrison D.C. (ed.). Marcel Dekker: New York, 1999. - P. 55-65.

142. Gibb A.P., Barclay G.R., Poxton I.R., Di Padova F. Frequencies of lipopoly-saccharide core types among clinical isolates of Escherichia coli defined with monoclonal antibodies // J. Infect. Dis. 1992. - Vol. 166. - P. 1051-1057.

143. Girard G. Immunity in plague infection. Results of 30 years of work with the Pasteurella pestis EV strain (Girard and Robic) // Biol. Med., Paris. 1963. -Vol. 52.-P. 631-731.

144. Girard R., Pedron T., Uematsu S., Balloy V., Chignard M., Akira S. Lipopoly-saccharides from Legionella and Rhizobium stimulate mouse bone marrow granulocytes via toll-like receptor 2 // J. Cell Sci. 2003. - Vol. 116. - P. 293-302.

145. Glauser M.P., Zanetti G., Baumgartner J.D., Cohen J. Septic shock: pathogenesis//Lancet. 1991.-Vol. 338.-P. 732-736.

146. Golenbock D.T., Hampton R.Y., Qureshi N. Takayama K., Raetz C.R.H. Lipid A-like molecules that antagonize the effects of human monocytes // J. Biol. Chem.- 1991.-Vol. 266.-P. 19490-19498.

147. Gorshkova R.P., Komandrova N.A., Kalinovsky A.I., Ovodov Y.S. Structural studies on the O-specific polysaccharide side-chains of Yersinia pseudotuberculosis, type III, lipopolysaccharides I I Eur. J. Biochem. 1980. - Vol. 107. - P. 131-135.

148. Gorshkova R.P., Korchagina N.I., Medonova T.A., Kalmykova E.N., Besednova N.N., Ovodov Y.S. Studies of lipopolysaccharides from Yersinia pseudotuberculosis subtypes VA and VB // Carbohydr. Res. 1980. - Vol. 84. - P. 237-243.

149. Gorshkova R.P., Zubkov V.A., Ovodov Y.S. Chemical and immunochemical studies on lipopolysaccharide from Yersinia pseudotuberculosis type VI // Im-munochemistry. 1976. - Vol. 13. - P. 581-583.

150. Gottesman S. Regulation of capsule synthesis: modification of the two-component paradigm by an accessory unstable regulator // Two-component signal transduction / Hoch J.A., Silhavy T.J. (ed.). ASM Press: Washington, DC, 1995.-P. 253-262.

151. Gremyakova T.A., Vinogradov E.V., Lindner B., Kocharova N.A., Senchenkova S.N., Shashkov A.S., Knirel Y.A., Hoist O., Shaikhutdinova R.Z., Anisimov A.P.

152. The core structure of the lipopolysaccharide of Yersinia pestis strain KM218. Influence of growth temperature // Adv. Exp. Med. Biol. 2003. - Vol. 529. - P. 229-231.

153. Groissman E.A. How bacteria resist killing by host-defence peptides // Trends Microbiol. 1994. - Vol. 2. - P. 444-449.

154. Gunn J.S. Bacterial modification of LPS and resistance to antimicrobial peptides // J. Endotoxin Res. 2001. - Vol. 7. - P. 57-62.

155. Gunn J.S., Lim K.B., Krueger J., Kim K., Guo L., Hackett M., Miller S.I. PmrA-PmrB-regulated genes necessary for 4-aminoarabinose lipid A modification and polymyxin resistance // Mol. Microbiol. 1998. - Vol. 27. - P. 1171-1182.

156. Gunn J.S., Miller S.I. PhoP-PhoQ activates transcription of pmrAB, encoding a two-component regulatory system involved in Salmonella typhimurium antimicrobial peptide resistance // J. Bacteriol. 1996. - Vol. 178. - P. 6857-6864.

157. Guo L., Lim K.B., Poduje C.M., Daniel M., Gunn J.S., Hackett M., Miller S.I. Lipid A acylation and bacterial resistance against vertebrate antimicrobial peptides//Cell. 1998. - Vol. 95.-P. 189-198.

158. Gupta D.K., Sharma R.C., Bhatt R.M., Gautam A.S. Sensitivity of mosquito-pathogenic bacterial strains to various antibiotics // Indian J. Exp. Biol. 1992. -Vol. 30.-P. 915-917.

159. Gustman T., Hagge S.O., David A., Roes S., Bouchling M.U., Hammer M.U., Sey-del U. Lipid-mediated resistance of Gram-negative bacteria against various pore-forming antimicrobial peptides // J. Endotoxin Res. 2005. - Vol. 11. - P. 167-173.

160. Gutsmann T., Schramm A.B., Brandenburg K. The physicochemistry of endotoxins in relation to bioactivity // Int. J. Med. Microbiol. 2007. - Vol. 297 - P. 341-352.

161. Hagiwara D., Sugiura M., Oshima T. Mori H., Aiba H., Yamashino T., Mizuno T. Genome-wide analyses revealing a signaling network of the RcsC-YojN-RcsB phosphorelay system in Escherichia coli II J. Bacteriol. 2003. - Vol. 185 -P. 5735-5746.

162. Haishima Y, Hoist O, Brade H. Structural investigation on the lipopolysaccharide of Escherichia coli rough mutant F653 representing the R3 core type // Eur. J. Biochem. 1992. - Vol. 203. - P. 127-134.

163. Haishima Y., Hoist O., Brade H. Structural investigation on the lipopolysaccharide of Escherichia coli rough mutant F653 representing the R3 core type Erratum. // Eur. J. Biochem. 1992. - Vol. 207. - P. 1129.

164. Hammerling G., Lehmann V., Liideritz O. Structural studies on the heptose region of Salmonella lipopolysaccharides 11 Eur. J. Biochem. 1973. - Vol. 38. - P. 453-458.

165. Hancock R.E.W., Falla T., Brown M. Cationic bactericidal peptides // Adv. Microb. Physiol. 1995.-Vol. 37.-P. 135-175.

166. Heinrichs D.E. Yethon JA, Whitfield C. Molecular basis for structural diversity in the core regions of the lipopolysaccharides of Escherichia coli and Salmonella enterica II Mol. Microbiol. 1998. - Vol. 30. - P. 221-232.

167. Helander I.M., Kilpelainen I., Vaara M. Increased substitution of phosphate groups in lipopolysaccharides and lipid A of the polymyxin-resistant pmrA mutants of Salmonella typhimurium: a 31P-NMR study 11 Mol. Microbiol. 1994. -Vol. 11.-P. 481-487.

168. Hinnebusch B.J. Transmission factors: Yersinia pestis genes required to infect the flea vector of plague // Adv. Exp. Med. Biol. 2003. - Vol. 529. - P. 55-62.

169. Hitchcock P.J. Preparation of proteinase K-treated cell lysates for SDS-PAGE //J. Bacteriol. 1983. - Vol. 154. - P. 269-277.

170. Hodgson J.C. Endotoxin and mammalian host responses during experimental disease // J. Comp. Pathol. 2006. - Vol. 135. - P. 157-175.

171. Hoist O. The structures of core regions from enterobacterial lipopolysaccha-rides an update // FEMS Microbiol. Lett. - 2007. - Vol. 271. - P. 3-11.

172. Hoist O. Chemical structure of the core region of lipopolysaccharides // Endotoxin in health and disease / Brade H., Opal S.M., Vogel S.N., Morrison D.C. (ed.) Marcel Dekker: New York, 1999. - P. 115-154.

173. Hoist O. Lipopolysaccharides of Yersinia. An overview // Adv. Exp. Med. Biol. 2003.-Vol. 529.-P. 219-228.

174. Hoist O., Brade H. Chemical structure of the core region of lipopolysaccha-ride, V. I. // Bacterial endotoxic lipopolysaccharides / Morrison D.C., Rayn J.L. (ed.). Boca Raton, FL: CRC Press, 1992. P. 134-170.

175. Hoist O., Brade H. Structural studies of the core region of the lipopolysaccharide from Salmonella minnesota strain R7 (rough mutant chemotype Rdl) // Carbohydr. Res. 1991. - Vol. 219. - P. 247-251.

176. Hoist O., Zahringer U., Brade H., Zamojski A. Structural analysis of the hep-tose/hexose region of the lipopolysaccharide from Escherichia coli K-12 strain W3100// Carbohydr. Res. 1991-Vol. 215.-P. 323-335.

177. Hone D.M., Powell J., Crowley R.W., Maneval D., Lewis G.K. Lipopolysaccharide from an Escherichia coli htrB msbB mutant induces high levels of MIP1 a and MIP-1 ßsecretion without inducing TNF-a and IL-1 ß // J. Hum. Virol. 1998.-Vol. l.-P. 251-256.

178. Hood D.W., Moxon E.R. Lipopolysaccharide phase variation in Haemophilus and Neisseria (Chapter 3) // Endotoxins in health and disease / Brade H., Opal S.M., Vogel S.N., Morrison D.C. (ed.). Marcel Dekker: New York, 1999. -P. 39-54.

179. Hooke A.M., Bellanti J.A., Oeschger M.P. Live attenuated bacterial vaccines: new approaches for safety and efficacy // Lancet. 1985. - Vol. l.-P. 1472-1474.

180. Hurst M.R., Becher S.A., Young S.D., Nelson T.L., Glare T.R. Yersinia ento-mophaga sp. nov., isolated from the New Zealand grass grub Costelytra zealan-dica II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011. - Vol. 61. - P. 844-849.

181. Isakov V.V., Komandrova N.A., Gorshkova R.P., Ovodov Y.S. 13C NMR spectrum of the O-specific polysaccharide from the lipopolysaccharide of Yersinia pseudotuberculosis serovar III //Bioorg. Khim. 1983. - Vol. 9. - P. 1565-1567.

182. Jackson S., Burrows, T.W. The virulence-enhancing effect of iron on non-pigmented mutants of virulent strains of Pasteurella pestis 11 Br. J. Exp. Pathol. 1956. - Vol. 37. - P. 577-583.

183. Jansson P.-E., Lindberg A.A., Lindberg B., Wollin R. Structural studies on the hexose region of the core in lipopolysaccharides from Enterobacteriaceae II Eur. J. Biochem. 1981. - Vol. 115. - P. 571-577.

184. Jarvis G.A. Analysis of C3 deposition and degradation on Neisseria meningitidis and Neisseria gonorrhoeae II Infect. Immun. 1994. - Vol. 62. - p. 1755-1760.

185. Jerala R. Structural biology of the lipopolysaccharide recognition // Int. J. Med. Microbiol. 2007. - Vol. 297. - P. 353-363.

186. Joiner K.A. Complement evasion by bacteria and parasites // Annu. Rev. Microbiol. 1988. - Vol. 42. - P. 201-230.

187. Joiner K.A., Grossman N., Schmetz M., Leive L. C3 binds preferentialle to long-chain lipopolysaccharide during alternative pathway activation by Salmonella montevideo II J. Immunol. 1986. - Vol. 136. - P. 710-715.

188. Kadavy D.R., Hornby J.M., Haverkost T., Nickerson K.W. Natural antibiotic resistance of bacteria isolated from larvae of the oil fly, Helaeomyia petrolei II Appl. Environ. Microbiol. 2000. - Vol. 66. - P. 4615-4619.

189. Kalupahana R., Emilianus A.R., Maskell D., Blacklaws B. Salmonella enterica serovar Typhimurium expressing mutant lipid A with decreased endotoxicity causes maturation of murine dendritic cells // Infect. Immun. 2003 - Vol. 70 -P. 6132-6140.

190. Kanamori M. Biological activities of endotoxins from Yersinia enterocolitica II Jpn. J. Microbiol. 1976. - Vol. 20. - P. 273-280.

191. Kaniuk N.A., Monteiro M.A., Parker C.T., Whitfield C. Molecular diversity of the genetic loci responsible for lipopolysaccharide core oligosaccharide assembly within the genus Salmonella II Mol. Microbiol. 2002. - Vol. 46. - P. 1305-1318.

192. Karow M., Georgopoulos C. Isolation and characterization of the Escherichia coli msbB gene, a multicopy suppressor of null mutations in the high-temperature requirement gene htrB II J. Bacteriol. 1992. - Vol. 174. - P. 702-710.

193. Kauffman A.S., Paul M.J., Zucker I. Increased heat loss affects hibernation in golden-mantled ground squirrels // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2004. - Vol. 287. - P. R167-R173.

194. Kawahara K., Isshiki Y., Ezaki T., Moll H., Kosma P., Zähringer U. Chemical characterization of the inner core-lipid A region of the lipopolysaccharide isolated from Pseudomonas (Burkholderia) cepacia II J. Endotoxin Res. 1994. - Vol. 1. - P. 52.

195. Kawahara K., Tsukano H., Watanabe H., Lindner B., Matsuura M. Modification of the structure and activity of lipid A in Yersinia pestis lipopolysaccharide by growth temperature // Infect. Immun. 2002. - Vol. 70. - P. 4092-4098.

196. Kawasaki K., Ernst R.K., Miller S.I. 3-O-deacylation of lipid A by PagL, a PhoP/PhoQ-regulated deacylase of Salmonella typhimurium, modulates signaling through toll-like receptor 4 // J. Biol. Chem. 2004. - Vol. 279. - P. 20044-20048.

197. Khan S.A., Everest P., Servos S., Foxwell N., Zäringer U., Brade H., Rietschel E.Th., Dougan G., Charles I.G., Maskell D.J. A lethal role for lipid A in Salmonella infections // Mol. Microbiol. 1998. - Vol. 29. - P. 571-579.

198. Krüger M., Schroeder C. Bacteriophage T3 and bacteriophage T7 virus-host cell interactions // Microbiol. Rev. 1981. - Vol. 45. - P. 9-51.

199. Kim S.H., Jia W., Bishop R.E., Gyles C. An msbB homologue carried in plas-mid p0157 encodes an acytransferase involved in lipid A biosynthesis in Escherichia coli 0157:H7 // Infect. Immun. 2004. - Vol. 72. - P. 1174-1180.

200. Kneidinger B., Maroida C., M. Graninger, A. Zamyatina, F. McArthur, P. Kosma, M. A. Valvano, P. Messner. Biosynthesis pathway of ÄDP-L-glycero-§-D-manno-heptose in Escherichia coli II J. Bacteriol. 2002. - Vol. 184. - P. 363-369.

201. Koebnik R., Locher K.P., Van Gelder P. Structure and function of bacterial outer membrane proteins: barrels in a nutshell // Mol. Microbiol. 2000. -Vol. 37.-P. 239-253.

202. Kolodziejek A.M., Sinclair D.J., Seo K.S., Schnider D.R., Deobald C.F., Rohde H.N., Viall A.K., Minnich S.S., Hovde C.J., Minnich S.A., Bohach G.A.

203. Phenotypic characterization of OmpX, an Ail homologue of Yersinia pestis KIM // Microbiology. 2007. - Vol. 153. - P. 2941-2951.

204. Komandrova N.A., Gorshkova R.P., Isakov V.V., Ovodov Y.S. Structure of the O-specific polysaccharide isolated from the lipopolysaccharide of Yersinia pseudotuberculosis serovar 1A // Bioorg. Khim 1984. - Vol. 10. - P. 232-237.

205. Kondakova A.N., Bystrova O.V., Shaikhutdinova R.Z., Ivanov S.A., Dentovs-kaya S.V., Shashkov A.S., Knirel Y.A., Anisimov A.P. Structure of the O-polysaccharide of Yersinia pseudotuberculosis 0:2b // Carbohydr. Res. 2009. -Vol. 344. - P. 405-407.

206. Kondakova A.N., Bystrova O.V., Shaikhutdinova R.Z., Ivanov S.A., Dentovs-kaya S.V., Shashkov A.S., Knirel Y.A., Anisimov A.P. Structure of the O-antigen of Yersinia pseudotuberculosis 04a revised // Carbohydr. Res. 2009. -Vol. 344.-P. 531-544.

207. Kondakova A.N., Bystrova O.V., Shaikhutdinova R.Z., Ivanov S.A., Dentovs-kaya S.V., Shashkov A.S., Knirel Y.A., Anisimov A.P. Structure of the O-antigen of Yersinia pseudotuberculosis 04b // Carbohydr. Res. 2009. -Vol. 344.-P. 152-154.

208. Kondakova A.N., Shaikhutdinova R.Z., Ivanov S.A., Dentovskaya S.V., Shashkov A.S., Anisimov A.P., Knirel Y.A. Revision of the O-polysaccharide structure of Yersinia pseudotuberculosis O: lb // Carbohydr. Res. 2009. - Vol. 344. - P. 2421-2423.

209. Kool J.L. Risk of person-to-person transmission of pneumonic plague // Clin. Infect. Dis. 2005. - Vol. 40, - P. 1166-1172.

210. Kox L.F.F., Wo'sten M.M.S.M., Groisman E.A A small protein that mediates the activation of a two-component system by another two-component system // EMBO J.-2000.-Vol. 19.-P. 1861-1872.

211. Krishna G., R. K. Chitkara. Pneumonic plague // Semin. Respir. Infect. 2003. -Vol. 18.-P. 159-167.

212. Kropinski A.M. Measurement of the rate of attachment of bacteriophage to cells // Methods Mol. Biol. 2009. - Vol. 501.-P. 151-155.

213. Kuhn H.-M., Meier-Dieter U., Mayer H. ECA, the enterobacterial common antigen // FEMS Microbiol. Rev. 1988. - Vol. 54. - P. 195-222.

214. Kukkonen M., Korhonen T.K. The omptin family of enterobacterial surface proteases/adhesins: from housekeeping in Escherichia coli to systemic spread of Yersinia pestis II Int. J. Med. Microbiol. 2004. - Vol. 294. - P. 7-14.

215. Kulshin V.A., Zahringer U., Lindner B., Frasch C.E., Tsai C., Dimitriev A., Rietschel E.T. Stuctural characterization of the lipid A component of pathogenic Neisseria meningitides II J. Bacteriol. 1992. - Vol. 174. - P. 1793-1800.

216. Kusumoto S., Fukase K., Fukase Y., Kataoka M., Yoshizaki H., Sato K., Oikawa M., Suda Y. Structural basis for endotoxic and antagonistic activities: investigation with novel synthetic lipid A analogs // J. Endotoxin Res. 2003. - Vol. 9. - P. 361-366.

217. Laemmli U. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. 1970. - Vol. 227. - P. 680-685.

218. Lähteenmäki K., Kuusela P., Korhonen T.K. Bacterial plasminogen activators and receptors // FEMS Microbiol. Rev. 2001. - Vol. 25. - P. 531-552.

219. Laird M.W., Kloser A.W., Misra R. Assembly of LamB and OmpF in deep rough lipopolysaccharide mutants of Escherichia coli K-12 // J. Bacteriol. -1994.-Vol. 176.-2259-2264.

220. Lee H., Hsu F.F., Turk J., Groisman E.A. The PmrA-regulatedpmrC gene mediates phosphoethanolamine modification of lipid A and polymyxin resistance in Salmonella enterica II J. Bacteriol. 2004. - V. 186. - P. 4124-4133.

221. Lehmann K.B., Neumann R. Atlas und grundriss der bakteriologie und lehrbuch der speziellen bakteriologischen diagnostic. München, 1896. - 276 .

222. Lehmann V., Luderitz O., Westphal O. The linkage of pyrophosphoiylethanolamine to heptose in the core of Salmonella minnesota lipopolysaccharides II Eur. J. Bio-chem 1971. - Vol. 21. -P. 339-347.

223. Lien-Teh W. Liande Wu. A treatise on pneumonic plague. League of Nations, Health Organisation; printed by Berger-Levrault, 1926. 466 p.

224. Lien-Teh W., Chun J.W.H., Pollitzer R., Wu C.Y. Plague: A manual for medical & public health workers. Shanghai, 1936. - 547 p.

225. Lindberg A.A. Bacteriophage receptors // Ann. Rev. Microbiol. 1973. -Vol. 27.-P. 205-241.

226. Lobo L.A. Functional studies of purified transmembrane proteases, omptins, of Yersinia pestis and Salmonella enteric: Academic Dissertation in General Microbiology. University of Helsinki, Helsinki, 2006. - 40 p.

227. Loppnow H., Brade H., Durrbaum I., Dinarello C.A., Kusumoto S., Rietschel E.T., Flad H.D. IL-1 induction-capacity of defined lipopolysaccharide partial structures // J. Immunol. 1989. - Vol. 142. - P. 3229-3238.

228. Luchi M., Morrison D.C. Comparable endotoxic properties of lipopolysaccha-rides are manifest in diverse clinical isolates of gram-negative bacteria // Infect. Immun. -2000. Vol. 68. -P. 1899-1904.

229. Lysenko E., Richards J.C., Cox A.D., Stewart A., Martin A., Kapoor M., Weiser J.N.The position of phosphorylcholine on the lipopolysaccharide of

230. Haemophilus influenzae affects binding and sensitivity to C-reactive proteinmediated killing // Mol. Microbiol. 2000. - Vol. 35. - P. 234-245.

231. Mandrell R.E. Further antigenic similarities of Neisseria gonorrhoeae lipooli-gosaccharides and human glycosphingolipids // Infect. Immun. 1992. - Vol. 60-P. 3017-30120.

232. Mandrell R.E., Apicella M.A. Lipo-oligosaccharides (LOS) of mucosal pathogens: molecular mimicry and host-modification of LOS // Immunobiology. -1993.-Vol. 187.-P. 382-402.

233. Maniatis T., Fritsch E.F., Sambrook J. Molecular cloning: a laboratory manual. N.Y.: Cold Spring Harbor, Cold Spring Harbor Laboratory. - 1982. - 480 p.

234. Maniero G.D. Classical pathway serum complement activity throughout various stages of the annual cycle of a mammalian hibernator, the golden-mantled ground squirrel, Spermophilus lateralis II Dev. Comp. Immunol. 2002. - Vol. 26. - P. 563-574.

235. Mansfield L.P., Billett E., Olsen E., Forsythe S.J. Variation in Salmonella core lipopolysaccharide as detected by the monoclonal antibody Ml05 // Lett. Appl. Microbiol. 1996. - Vol. 23 - P. 104-106.

236. Mansfield L.P., Forsythe S.J. Demonstration of the Rb| lipopolysaccharide core structure in Salmonella strains with the monoclonal antibody Ml05 // J. Med. Microbiol. 2001. - Vol. 50. - P. 339-344.

237. Marceau M., Sebbane F., Collyn F., Simonet M. Function and regulation of the Salmonella like pmrF antimicrobial peptide resistance operon in Yersinia pseudotuberculosis II Adv. Exp. Med. Biol. 2003. - Vol. 529. - P. 253-256.

238. Marra A. Can virulence factors be viable antibacterial targets? // Expert. Rev. Anti. Infect. Ther. 2004. - Vol. 2. - P. 61-62.

239. Marshall J.D., Jr., Bartelloni P.J., Cavanaugh D.C., Kadull P.J., Meyer K.F. Plague immunization. II. Relation of adverse clinical reactions to multiple immunizations with killed vaccine // J. Infect. Dis. 1974. - Vol. 129 (Suppl.). - P. 19-25.

240. Masoud H., Martin A., Thibaut P., Moxon E.R., Richards J.C. Structure of extended lipopolysaccharide glycoforms containing two globotriose units in Haemophilus influenzae serotype b strain RM7004 // Biochemistry. 2003. - Vol. 42. - P. 4463-4475.

241. Mata-Haro V. Cekic C., Martin M., Chilton P.M., Casella C.R., Mitchell T.C. The vaccine adjuvant monophosphoryl lipid A as a TRIF-biased agonist of TLR4 // Science. 2007. - Vol. 316. - P. 1628-1632.

242. McCoy A.J., Liu H., Falla T.J., Gunn J.S. Identification of Proteus mirabilis mutants with increased sensitivity to antimicrobial peptides // Antimicrob. Agents Chemother. 2001. - Vol. 45. - P. 2030-2037.

243. Meredith T.C., Aggarwal P., Mamat U., Lindner B., Woodard R.W. Redefining the requisite lipopolysaccharide structure in Escherichia coli // ACS Chem. Biol. 2006. - Vol. 1. - P. 33-42.

244. Meri S., Pangburg M.K. A mechanism of activation of the alternative complement pathway by the classical pathway: protection of C3b from inactivation by covalent attachment to C4b // Eur. J. Immunol. 1990. - Vol. 20. - P. 2555-2561.

245. Merino S., Camprubi S., Albert! S., Benedi V.J., Tomás J.M. Mechanisms of Klebsiella pneumoniae resistance to complement-mediated killing // Infect. Immun. 1992. - Vol. 60. - P. 2529-2535.

246. Meyer K.F. Effectiveness of live or killed plague vaccines in man // Bull. World Health Organ. 1970. - Vol. 42. - P. 653-666.

247. Miller V.L., Beer K.B., Heusipp G., Young B.M., Wachtel M.R. Identification of regions of Ail required for the invasion and serum resistance phenotypes // Mol. Microbiol. 2001. - Vol. 41. - P. 1053-1062.

248. Miller V.L., Finlay B.B., Falkow S. Factors essential for the penetration of mammalian cells by Yersinia II Curr. Top. Microbiol. Immunol. 1988. - Vol. 138. - P. 15-39.

249. Minka S., Bruneteau M. Isolement et caractérisation chimique des lipopoly-saccharides de type R dans une souche hypovirulente de Yersinia pestis // Can. J. Microbiol. 1998. - Vol. 44. - P. 477-481.

250. Moran A.P., Prendergast M.M. Molecular mimicry in Campylobacter jejuni and Helicobacter pylori lipopolysaccharides: contribution of gastrointestinal infections to autoimmunity // J. Autoimmun. 2001. - Vol. 16. - P. 241-256.

251. Moran E.E., Brandt B.L., Zollinger W.D. Expression of the L8 lipopolysaccha-ride determinant increases the sensitivity of Neisseria meningitidis to serum bactericidal activity // Infect. Immun. 1994. Vol. 62. - P. 5290-5295.

252. Morris M., Li L. Molecular mechanisms and pathological consequences of endotoxin tolerance and priming // Arch. Immunol. Ther. Exp. (Warsz.). 2012. -Vol. 60.-P. 13-18.

253. Morrison D.C., Rayn D.L. Endotoxins and disease mechanisms // Annu. Rev. Med. 1987.-Vol. 38.-P. 417-432.

254. Mouslim C, Groisman EA. Control of the Salmonella ugd gene by three two-component regulatory systems // Mol. Microbiol. 2003. - Vol. 47. - P. 335-344.

255. Mouslim C, Latifi T, Groisman EA. Signal-dependent requirement for the co-activator protein RcsA in transcription of the RcsB-regulated ugd gene // J. Biol. Chem. 2003. - Vol. 278. - P. 50588-50595.

256. Miiller-Loennies S, Hoist O, Brade H. Chemical structure of the core region of Escherichia coli J-5 lipopolysaccharide // Eur. J. Biochem. -1994. Vol. 224. - P. 751-760.

257. Miiller-Loennies S., Hoist O., Lindner B., Brade H. Isolation and structural analysis of phosphorylated oligosaccharides obtained from Escherichia coli J-5 lipopolysaccharide // Eur. J. Biochem. 1999. - Vol. 260. - P. 235-249.

258. Miiller-Loennies S., Lindner B., Brade H. Structural analysis of deacylated lipopolysaccharide of Escherichia coli strains 2513 (R4 core-type) and F653 (R3 core-type) // Eur. J. Biochem. 2002. - Vol. 269. - P. 5982-5991.

259. Muller-Eberhard H.J. Complement // Ann. Rev. Biochem. 1975. - Vol. 44. -P. 695-724.

260. Murray G.L., Attridge S.R., Morona R. Regulation of Salmonella typhimurium lipopolysaccharide O antigen chain length is required for virulence; identification of FepE as a second Wzz // Mol Microbiol. 2003. - Vol. 47. - P. 1395-406.

261. Murray S.R., Bermudes D., de Felipe K.S., Low K.B. Extragenic suppressors of growth defects in msbB Salmonella II J. Bacterid. 2001. - Vol. 183. - P. 5554-5561.

262. Murros-Kontiainen A., Fredriksson-Ahomaa M., Korkeala H., Johansson P., Rahkila R., Bjorkroth J. Yersinia nurmii sp. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011. - Vol. 61. - P. 2368-2372.

263. Naylor H.B., Fukui G.M., McDuff C.R. Effect of temperature on growth and virulence of Pasteurella pestis. Physical and nutritional requirements for restoration of virulence // J. Bacteriol. 1961. - Vol. 81. - P. 649-655.

264. Nicolas P., Mor A. Peptides as weapons against microorganism in the chemical defense system of vertebrates // Annu. Rev. Microbiol. 1995. - Vol. 49. - P. 277-304.

265. Nikaido H. Molecular basis of bacterial outer membrane permeability revisited // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2003. - Vol. 67. - P. 593-656.

266. Nikaido H., Vaara M. Molecular basis of bacterial outer membrane permeability // Microbiol. Rev. 1985. - Vol. 49. - P. 1-32.

267. Nizet V. Antimicrobial peptide resistance mechanisms of human bacterial pathogens // Curr. Issues Mol. Biol. 2006. - Vol. 8. - P. 223-238.

268. Noreen M., Shah M.A., Mall S.M., Choudhary S., Hussain T., Ahmed I., Jalil S.F., Raza M.I. TLR4 polymorphisms and disease susceptibility // Inflamm. Res.-2012.-Vol. 61.-P. 177-188.

269. Novik R., Clowes R., Cohen S., Curtiss R 3rd, Datta N, Falkow S. Uniform nomenclature for bacterial plasmids: a proposal // Bacteriol. Rev. 1976. -Vol. 40. - P. 168-189.

270. O'Toole G., Kaplan H.B., Kolter R. Biofilm formation as microbial development//Annu. Rev. Microbiol. 2000. - Vol. 54. - P.49-79.

271. Oertelt C., Lindner B., Skurnik M., Hoist O. Isolation and structural characterization of an R-form lipopolysaccharide from Yersinia enterocolitica serotype 0:8 // Eur. J. Biochem. 2001. - Vol. 268. - P. 554-564.

272. Okan N.A., Mena P., Benach J.L., Bliska J.B., Karzai A.W. The smpB-ssrA mutant of Yersinia pestis functions as a live attenuated vaccine to protect mice against pulmonary plague infection // Infect. Immun. 2010. - Vol. 78. - P. 1284-1293.

273. Olsthoorn M.M.A., Petersen B.O., Schlecht S., Haverkamp J., Bock K., Thomas-Oates J.E., Hoist O. Identification of a novel core type in Salmonella lipopolysaccharide

274. Complete structural analysis of the core region of the lipopolysaccharide from Salmonella enterica sv. Arizonae 062 // J. Biol. Chem. -1998. Vol. 273. - P. 3817-3829.

275. Ong G.L., Baker A.E., Mattes M.J. Analysis of high complement levels in Mus hortulanus and BUB mice I I J. Immunol. Methods. 1992. - Vol. 154. - P. 37-45.

276. Onishi H.R., Pelak B.A., Gerckens L.S., Silver L.L., Kahan F.M., Chen M.H., Pat-chett A.A., Galloway S.M., Hyland S.A., Anderson M.S., Raetz C.R. Antibacterial agents that inhibit lipid A biosynthesis // Science. -1996. Vol. 274. - P. 980-982.

277. Opal S.M. The host response to endotoxin, antilipopolysaccharide strategies, and the management of severe sepsis // Int. J. Med. Microbiol. 2007. -Vol. 297. - P. 365-377.

278. Ortmann S., Heldmaier G. Regulation of body temperature and energy requirements of hibernating alpine marmots {Marmota marmota) II Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2000. - Vol. 278. - P. R698-R704.

279. Pacinelli E., Wang L, Reeves PR. Relationship of Yersinia pseudotuberculosis O antigens I A, II A, and IVB: the IIA gene cluster was derived from that of IVB // Infect. Immun. 2002. - Vol. 70. - P. 3271-3276.

280. Pajunen M., Kiljunen S., Skurnik M. Bacteriophage (|)Ye03-12, specific for Yersinia enterocolitica serotype 0:3, is related to coliphages T3 and T7 // J. Bacteriol. 2000. - Vol. 182.-P. 5114-5120.

281. Pangburg M.K., Muller-Eberhard H.J. Complement C3 convertase: cell surface restriction of |31H control and generation of restriction on neuraminidase-treated cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1978. - Vol. 75. - P. 2416-2420.

282. Paquette S.M. Evasion of LPS-TLR4 signaling as a virulence determinate for Yersinia pestis: GSBS Dissertations and Theses. University of Massachusetts Medical School, 2009. - P. 458.

283. Parillo JE. Pathogenic mechanisms of septic shock // N. Engl. J. Med. 1993. -Vol. 328.-P. 1471-1478.

284. Parker C.T., Pradel E., Schnaitman C.A. Indentification and sequences of lipopolysaccharide core biosynthetic genes rfaQ, rfaP, and rfaG of Escherichia coli K-12 // J. Bacteriol. 1992. - Vol. 174. - P. 930-934.

285. Pawelek J.M., Low K.B., Bermudes D. Tumor-targeted Salmonella as a novel anticancer vector// Cancer Research. 1997. - Vol. 57. - P. 4537-4544.

286. Pérez-Gutiérrez C., Llobet E., Llompart C.M., Reinés M., Bengoechea J.A. Role of lipid A acylation in Yersinia enterocolitica virulence // Infect. Immun. 2010. Vol. 78. - P. 2768-2781,

287. Perry R.D. A plague of fleas survival and transmission of Yersinia pestis II ASM News. - 2003. - Vol. 69. - P. 336-340.

288. Perry R.D., Fetherston J.D. Yersinia pestis etiologic agent of plague // Clin. Microbiol. Rev. - 1997. - Vol. 10. - P. 35-66.

289. Persing D.H., Coler R.N., Lacy M.J., Johnson D.A., Baldridge J.R., Hershberg R.M., Reed S.G. Taking toll: lipid A mimetics as adjuvants and immunomodulators // Trends Microbiol. 2002. - Vol. 10. - S32-S37.

290. Peschel A. How do bacteria resist human antimicrobial peptides? // Trens Microbiol. 2002. - Vol. 10.-P. 179-186.

291. Pierson D.E., Falkow S. The ail gene of Yersinia enterocolitica has a role in the ability of the organism to survive serum killing // Infect Immun. 1993. -Vol. 61. - P. 1846-1852.

292. Pollitzer R. Plague. Geneva: World Health Organization, 1954. - 698 p.

293. Porat R., McCabe W.R., Brubaker R.R. Lipopolysaccharide associated resistance to killing of yersiniae by complement // J. Endotoxin Res. 1995. - Vol. 2. - P. 91-97.

294. Portnoy D.A., Falkow S. Virulence-associated plasmids from Yersinia enterocolitica and Yersinia pestis II J. Bacteriol. 1981. - Vol. 148. - P. 877-883.

295. Portnoy D.A., Moseley S.L., Falkow S. Characterization of plasmids and plasmid-associated determinants of Yersinia enterocolitica pathogenesis // Infect. Immun. 1981. - Vol. 31. - P. 775-782.

296. Post D.M.B., Phillips N.J., Shao J.Q., Entz D.D., Gibson B.W., Apicella M.A. Intracellular survival of Neisseria gonorrhoeae in male urethral epithelial cells: importance of a hexaacyl lipid A // Infect. Immun. 2002 - Vol. 70. - P. 909-920.

297. Pouillot F., Derbise A., Kukkonen M., Foulon J., Korhonen T.K., Carniel E. Evaluation of O-antigen inactivation on Pla activity and virulence of Yersinia pseudotuberculosis harbouring the pPla plasmid // Microbiology. 2005. -Vol. 151. - P. 3759-3768.

298. Prehm P., Jann B., Jann K., Schmidt G., Stirm S. On a bacteriophage T3 and T4 receptor region within the cell wall lipopoly saccharide of Escherichia coli II J. Mol. Biol. 1976.-Vol. 101.-P. 277-281.

299. Prendergast B.J., Freeman D.A., Zucker I., Nelson R.J. Periodic arousal from hibernation is necessary for initiation of immune responses in ground squirrels // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2002. - Vol. 282. - P. R1054-R1062.

300. Prior J.L., Hitchen P.G., Williamson E.D., Reason A.J., Morris H.R., Dell A., Wren B.W., Titball R.W. Characterization of the lipopolysaccharide of Yersinia pestis II Microb. Pathog. 2001. - Vol. 30. - Vol. 49-57.

301. Quenee L.E., Schneewind O. Plague vaccines and the molecular basis of immunity against Yersiniapestis II Hum. Vaccin. 2009. - Vol. 5. - P. 817-823.

302. Radziejewska-Lebrecht J., Shashkov A.S., Stroobant V., Wartenberg K., Warth C., Mayer H. The inner core region of Yersinia enterocolitica Ye 75 R (O: 3) lipopolysaccharide // Eur. J. Biochem. 1994. - Vol. 221. - P. 343-351.

303. Radziejewska-Lebrecht J., Skurnik M., Shashkov A.S., Brade L., Bartodzieska B., Mayer H. Immunochemical studies on R mutants of Yersinia enterocolitica O: 3 // Acta Biochim. Pol. 1998. - Vol. 45. - P. 1011-1019.

304. Raetz C.R.H. Bacterial endotoxins: extraordinary lipids that activate eucaryo-tic signal transduction // J. Bacteriol. 1993. - Vol. 175. - P. 5745-5753.

305. Raetz C.R.H. Biochemistry of endotoxins // Annu. Rev. Biochem. 1990. -Vol. 59.-P. 129-170.

306. Raetz C.R.H., Whitfield C. Lipopolysaccharide endotoxins // Annu. Rev. Biochem. 2002. - Vol. 71. - P. 635-700.

307. Rappuoli R. Reverse vaccinology // Curr. Opin. Microbiol. 2000. - Vol. 3. -P. 445-450.

308. Ray M.K., Kumar G.S., Shivaji S. Phosphorylation of lipopolysaccharides in the antarctic psychotropic Pseudomonas syringae: a possible role in temperature adaptation I I J. Bacteriol. 1994. - Vol. 176. - P. 4243-4249.

309. Rebeil R., Ernst R.K., Gowen B., Miller S.I., Hinnebusch B.J. Variation in lipid A structure pathogenic yersiniae // Mol. Microbiol. 2004. - Vol. 52. - P. 1363-1373.

310. Rebeil R, Ernst R.K., Jarrett C.O., Adams K.N., Miller S.I., Hinnebusch B.J. Characterization of late acyltransferase genes of Yersinia pestis and their role in temperature-dependent lipid A variation // J. Bacteriol. 2006. - Vol. 188. - P. 1381-1388.

311. Reeves P., Pacinelli E., Wang L. O antigen gene clusters of Yersinia pseudotuberculosis 11 Adv. Exp. Med. Biol. 2003. - Vol. 529. - P. 199-209.

312. Reeves P.R., Hobbs M., Valvano M.A., Skurnik M., Whitfield C., Coplin D., Kido N., Klena J., Maskell D., Raetz C.R.H., Rick P.D. Bacterial polysaccharide synthesis and gene nomenclature // Trends Microbiol. 1996. - Vol. 4. - P. 495-503.

313. Regué M., Cliement N., Abitiu N. Genetic characterisation of the Klebsiella pneumoniae waa gene cluster, involved in core lipopolysaccharide biosynthesis //J. Bacteriol.-2001.-Vol. 183.-P. 3564-3573.

314. Reisman R.E. Allergic reactions due to plague vaccine // J. Allergy. 1970. -Vol. 46.-P. 49-56.

315. Rick P.D. Lipopolysaccharide biosynthesis. In: Neidhardt F.C., Ingraham J.L., Low K.B., Magasanik B., Schaechter M., Umbarger H.E., eds. Escherichia coli and Salmonella: cellular and molecular biology. Vol. 1. Washington, DS: ASM Press, 1987: 648-662.

316. Riehm J.M., Vergnaud G, Kiefer D, Damdindorj T, Dashdavaa O, Khurelsukh T, Zöller L, Wölfel R, Le Flèche P, Scholz HC. Yersinia pestis lineages in Mongolia II PLoS One. 2012. - Vol. 7. - e30624.

317. Rietschel E.T., Kirikae T., Schade F.U., Mamat U., Schmidt G, Loppnow H., et al. Bacterial endotoxin: molecular relationships of structure to activity and function // FASEB J. 1994. - Vol. 8. - P. 217-225.

318. Robey M., O'Connell W., Cianciotto N.P. Identification of Legionella pneumophila rep, a pagP-Yike gene that confers resistance to cationic antimicrobial peptides and promotes intracellular infection // Infect. Immun. 2001. - Vol. 69.-P. 4276-4286.

319. Robinson V.L., Oyston P.C., Titball R.W. A dam mutant of Yersinia pestis is attenuated and induces protection against plague // FEMS Microbiol Lett. -2005. Vol. 252. - P. 251-256.

320. Roland K.L., Martin L.E., Esther C.R., Spitznagel J.K. Spontaneous pmrA mutants of Salmonella typhimurium LT2 define a new two-component regulatory system with possible role in virulence // J. Bacteriol. 1993. - 175. - P. 4154-4164.

321. Rothfield L., Romeo D. Role of lipids in the biosynthesis of the bacterial cell envelope // Bacteriol. Rev. 1971. - Vol. 35. - P. 14-38.

322. Ruckdeschel K., Roggenkamp A., Lafont V., Mangeat P., Heesemann J., Rouot B. Interaction of Yersinia enterocolitica with macrophages leads to macrophage cell death through apoptosis // Infect. Immun. 1997. - Vol. 65. - P. 4813-4821.

323. Ruff M.R., Gifford G.E. Purification and physico-chemical characterization of rabbit tumor necrosis factor // J. Immunol. 1980. - Vol. 125. - P. 1671-1677.

324. Samuelsson K., Lindberg B., Brubaker R.R. Structure of O-specific side chains of lipopolysaccharides from Yersinia pseudotuberculosis II J. Bacteriol. -1974.-Vol. 117.-P. 1010-1016.

325. Sandstrom G., Sjostedt A., Johansson T., Kuoppa K., Williams J. C. Immuno-genicity and toxicity of lipopolysaccharide from Francisella tularensis LVS II FEMS Microbiol. Immunol. 1992. - Vol. 5. - P. 201-210.

326. Schnaitman C.A., Klena J.D. Genetics of lipopolysaccharide biosynthesis in enteric bacteria // Microbiol. Rev. 1993. - Vol. 53. - P. 655-682.

327. Schnaitman C.A., Parker C.T., Klena J.D. Physical maps of the rfa locus of Escherichia coli K-12 and Salmonella typhimurium II J. Bacteriol. 1991. -Vol. 173.-P. 7410-7411.

328. Schwab G.E., Reeves P.R. Comparison of the bactericidal activity of different vertebrate sera // J. Bacteriol. 1966. - Vol. 91. - P. 106-112.

329. Sebbane F., Gardner D., Long D., Gowen B.B., Hinnebusch B. J. Kinetics of disease progression and host response in a rat model of bubonic plague // Am. J. Pathol.-2005.-Vol. 166.-P. 1427-1439.

330. Seyberth H.W., Schmidt-Gayk H., Hackental E. Toxicity, clearance and distribution of endotoxin in mice as influenced by actinomycin D, cycloheximide, amanitin and lead acetate // Toxicon. 1972. - Vol. 10. - P. 491-500.

331. Skrzypek E., Haddix P.L., Piano G.V., Straley S.C. New suicide vector for gene replacement in yersiniae and other gram-negative bacteria // Plasmid. -1993.-Vol. 29.-P. 160-163.

332. Skurnik M. Lack of correlation between the presence of plasmids and fimbriae in Yersinia enterocolitica and Yersinia pseudotuberculosis II J. Appl. Bact. -1984.-Vol. 56.-P. 355-363.

333. Skurnik M. Molecular genetics of Yersinia lipopolysaccaharide. In: Goldberg JB. (ed) Genetics of bacterial polysaccharides. Boca Raton, FL: CRC Press LLC, 1999; 23-51.

334. Skurnik M., Bengoechea J.A. The biosynthesis and biological role of lipopoly-saccharide O-antigens of pathogenic yersiniae // Carbohyd. Res. 2003. -Vol. 338. - P. 2521-2529.

335. Skurnik M., Venho R, Bengoechea J.A., Moriyon I. The lipopolysaccharide outer core of Yersinia enterocolitica serotype 0:3 is required for virulence and plays a role in outer membrane integrity // Mol Microbiol. -1999. Vol. 31. - P. 1443-1462.

336. Skurnik M., Venho R., Toivanen P., al-Hendy A. A novel locus of Yersinia enterocolitica serotype 0:3 involved in lipopolysaccharide outer core biosynthesis // Mol. Microbiol. 1995. - Vol. 17. - P. 575-594.

337. Skurnik M., Zang L. Molecular genetics and biochemistry of Yersinia lipopolysaccaharide // APMIS. 1996. - Vol. 104. - P. 849-872.

338. Smiley S.T. Immune defense against pneumonic plague // Immunol. Rev. -2008. Vol. 225. - P. 256-271.

339. Somerville J. E., Cassiano L., Bainbridge B., Cunningham M.D., Darveau R.P. A novel Escherichia coli lipid A mutant that produces an anti-inflammatory lipopolysaccharide // J. Clin. Invest. 1996. - Vol. 97. - P. 359-365.

340. Somerville J.E., Cassiano L., Darveau R.P. Escherichia coli msbB gene as a virulence factor and a therapeutic target // Infect. Immun. -1999. Vol. 67. - P. 6583-6590.

341. Soncini F.C., Groisman E.A. Two-component regulatory systems can interact to process multiple environmental signals // J. Bacteriol. -1996. Vol. 178. - P. 6796-6801.

342. Starner T.D., Swords W.E., Apicella M.A., McCray P.B., Jr. Susceptibility of nontypeable Haemophilus influenzae to human ß-defensins is influenced by li-pooligosaccharide acylation // Infect. Immun. 2002. - Vol. 70. - P. 5287-5289.

343. Steeghs L., den Hartog R., den Boer A., Zomer B., van der Ley P. Meningitis bacterium is viable without endotoxin // Nature. 1998. - Vol. 392. - P. 449-450.

344. Straley SC, Perry RD Environmental modulation of gene expression and pathogenesis in Yersinia II Trends Microbiol. 1995. - Vol. 3. - P. 310-317.

345. Sun W., Roland K.L., Branger C.G., Kuang X., Curtiss R. The role of relA and spoT in Yersiniapestis KIM5 pathogenicity // PLoS One. 2009. - Vol. 4. - e6720.

346. Sun W., Wang S., Curtiss R. Highly efficient method for introducing successive multiple scarless gene deletions and markerless gene insertions into the Yersinia pestis chromosome // Appl. Environ. Microbiol. 2008. - Vol. 74. - P. 4241-4245.

347. Tan L., Darby C. Yersinia pestis is viable with endotoxin composed of only lipid A // J. Bacteriol. 2005. - Vol. 187. - P. 6599-6600.

348. Tan L., Darby C. Yersinia pestis YrbH is a multifunctional protein required for both 3-deoxy-D-ma««o-oct-2-ulosonic acid biosynthesis and biofilm formation // Mol. Microbiol. 2006. - Vol. 61. - P. 861-870.

349. Taylor V.L., Titball R.W., Oyston P.C. Oral immunization with a dam mutant of Yersinia pseudotuberculosis protects against plague // Microbiology. 2005. -Vol. 151 -P. 1919-1926.

350. Tenner A.J., Ziccardi R.J., Cooper N.R. Antibody-independent CI activation by Escherichia coli II J. Immunol. 1984. - Vol. 133. - P. 886-891.

351. Therisod H., Karibian D, Perry M.B, Caroff M. Structural analysis of Yersinia pseudotuberculosis ATCC 29833 lipid A // Int. J. Mass Spectrom. 2002. -Vol. 219.-P. 540-557.

352. Titball R.W., Williamson E.D. Vaccination against bubonic and pneumonic plague//Vaccine.-2001.-Vol. 19.-P. 4175-4184.

353. Tomshich S.V., Gorshkova R.P., Ovodov Y.S. Structural study of the core of Yersinia pseudotuberculosis lipopolysaccharides // Khim. Prirod. Soed. 1985. -N 6.- 751-755.

354. Tsai C.M. Frash C.E. A sensitive silverstain for detecting lipopolysaccharides in polyacrylamide gels // Anal. Biochem. 1982. - Vol. 119. - P. 115-119.

355. Tsubokura M., Aleksic S. A simplified antigenic scheme for serotyping of Yersinia pseudotuberculosis: phenotypic characterization of reference strains and preparation of O and H factor sera // Contrib. Microbiol. Immunol. 1995. -Vol. 13.-P. 99-105.

356. Vaara M., Vaara T., Jensen M., Helander I., Nurminen M., Rietschel E.T., Makela P.H. Characterization of the lipopolysaccharide from the polymyxin-resistant pmrA mutants of Salmonella typhimurium IIFEBS Lett. 1981. - Vol. 129.-P. 145-149.

357. Vaara M. Agents that increase the permeability of the outer membrane // Microbiol. Rev. 1992. - Vol. 56. - P. 395^111.

358. Vaara M. Antibiotic-supersusceptible mutants of Escherichia coli and Salmonella typhimurium II Antimicrob. Agents Chemother. 1993. - Vol. 37. - P. 2255-2260.

359. Vaara M. Lipopolysaccharide and the permeability of the bacterial outer membrane // Endotoxin in health and disease / Brade H., Opal S.M., Vogel S.N., Morrison D.C. (ed.) Marcel Dekker: New York, 1999. - P. 31-38.

360. Vaara M., Nurminen M. Outer membrane permeability barrier in Escherichia coli mutants that are defective in the late acyltransferases of lipid A biosynthesis // Antimicrob. Agents Chemother. 1999. - Vol. 43. - P. 1459-1462.

361. Valvano M.A., Messner P., Kosma P. Novel pathways for biosynthesis of nucleo-tide-activated glycero-manno-hspiosQ precursors of bacterial glycoproteins and cell surface polysaccharides // Microbiology. 2002. - Vol. 148. - P. 1979-1989.

362. Van Amersfoort E.S., Van Berkel T.J., Kuiper J. Receptors, mediators, and mechanisms involved in bacterial sepsis and septic shock // Clin. Microbiol. Rev.-2003.-Vol. 16.-P. 379-414.

363. Van der Poll T., van Deventer S.J. Cytokines and anticytokines in the pathogenesis of sepsis // Infect. Dis. Clin. North. Am. 1999. - Vol. 13. - P. 413-426.

364. Van Loghem J.J. The classification of plague-bacillus // Antonie van Leeuwen-hoek Journal of Microbiology and Serology. 1944. - Vol. 10. - P. 15-16.

365. VanPutten J.P. Phase variation of lipopolysaccharide directs interconversion of invasive and immuno-resistant phenotypes of Neisseria gonorrhoeae II EMBO J. 1993.-Vol. 12.-P. 4043-4051.

366. Venkatesan M.M., Goldberg M.B., Rose D.J., Grotbeck E.J., Burland V., Blattner F.R. Complete DNA sequence and analysis of the large virulence plas-mid of Shigella flexneri II Infect. Immun. 2001. - Vol. 69. - P. 3271-3285.

367. Viboud G.I., Bliska J.B. Yersinia outer proteins: role in modulation of host cell signaling responses and pathogenesis // Annu. Rev. Microbiol. 2005. -Vol. 59. - P. 69-89.

368. Vinogradov E, Cedzynski M, Ziolkowski A, Swierzko A. The structure of the core region of the lipopolysaccharide from Klebsiella pneumoniae 0:3 // Eur. J. Biochem. 2001. - Vol. 268. - P. 1722-1729.

369. Vinogradov E., Lindner B., Seltmann G., Radziejewska-Lebrecht J., Hoist O. The structures of the core-lipid a regions of lipopolysaccharides from Serratia marcescens IIXXI Intern. Carbohydr. Symp., Cairns, Australia 2002. - P. 279.

370. Vinogradov E., Perry M.B. Structural analysis of the core region of the lipopolysaccharides from eight serotypes of Klebsiella pneumoniae II Carbohydr. Res. -2001.-Vol. 335.-P. 291-296.

371. Vinogradov E.V., Bock K., Petersen B.O., Hoist O., Brade H. The structure of the carbohydrate backbone of the lipopolysaccharide from Acinetobacter strain ATCC 17905 // Eur. J. Biochem. 1997. - Vol. 243. - P. 122-127.

372. Vishwanath S., Hackstadt T. Lipopolysaccharide phase variation determines the complement-mediated serum susceptibility of Coxiella burnetii II Infect. Immun. 1988. - Vol. 56. - P. 40-44.

373. Walker R.V., Barnes M.G., Higgins E.D. Composition of and physiopathology produced by plague endotoxins // Nature. 1966. - Vol. 209. - P. 1246.

374. Walsh A.G., Matewish M.J., Burrows L.L., Monteiro M.A., Perry M.B., Lam J.S. Lipopolysaccharide core phosphates are requered for viability and intrinsic drug resistance of Pseudomonas aeruginosa II Mol. Microbiol. -2000. -Vol. 35.-P. 718-727.

375. Wang X., Quinn P.J. Lipopolysaccharide: Biosynthetic pathway and structure modification // Prog. Lipid Res. 2010. - Vol 49. - P. 97-107.

376. Wauters G, Aleksis S., Charlier J., Schutze G. Somatic and flagellar antigens of Yersinia enterocolitica and related species // Contrib. Microb. Immunol. -1991.-Vol. 12.-P. 239-243.

377. Weidel W. Bacterial viruses (With particular reference to adsorption penetration) // Ann. Rev. Microbiol. 1958. - Vol. 12. - P. 27-48.

378. Westphal O., Jann K. Bacterial lipopolysaccharides: extraction with phenol-water and further application of the procedure // Methods in carbohydrate chemistry / Roy L. Whistler (ed.). New York: Academic Press. Inc., 1965. Vol. 5. - P. 83-91.

379. Whitfield C., Heinrichs D.E., Yethon J.A., Amor K.L., Monteiro M.A., Perry M.B. Assembly of the Rl-core oligosaccharide of Escherichia coli lipopolysac-charide // J. Endotoxin. Res. 1999. - Vol. 5. - P. 151-156.

380. Wiese A., Gustman T., Seydel U. Towards antibacterial strategies: studies on the mechanisms of interaction between antibacterial peptides and model membranes // J. Endotoxin Res. 2003. - Vol. 9. - P. 67-84.

381. Winfield M.D., Latifi T., Groisman E.A. Transcriptional regulation of the 4-amino-4-deoxy-L-arabinose biosynthetic genes in Yersinia pestis // J. Biol. Chem. 2005. - Vol. 280. - P. 14765-14772.

382. Worku M., Morris A. Binding of different forms of lipopolysaccharide and gene expression in bovine blood neutrophils // J. Dairy Sei. 2009. - Vol. 92. -P. 3185-3193.

383. World Health Organization. Health aspects of chemical and biological weapons. Geneva, Switzerland: World Health Organization, 1970. - P. 98-109.

384. Wösten M.M.S.M., Groisman E.A. Molecular characterization of the PmrA regulon // J. Biol. Chem. 1999. - Vol. 274. - P. 27185-27190.

385. Wright A., McConnell M., Kanegasaki S. Lipopolysaccharide as a bacteriophage receptor // Virus Receptors / Randall L.L., Philipson L. (ed.). London: Chapmann and Hall, 1980. - P. 27-57.

386. Yethon J.A., Whifield C. Lipopolysaccharide is a taget for the development of novel therapeutics in Gram-negative bacteria // Curr. Drug Tagets Infect. Disord. 2001.-Vol. 1.-P. 91-106.

387. Yethon J.A., Whifield C. Purification and characterization of WaaP from Escherichia coli, a lipopolysaccharide kinase essential for outer membrane stability // J. Biol. Chem. 2001. - Vol. 276. - P 5498-5504.

388. Yoshizaki H., Fukuda N., Sato K., Oikawa M., Fukase K., Suda Y., Kusumoto S. First total synthesis of the Re-type lipopolysaccharide // Angew. Chem. Int. Ed.-2001.-Vol. 8-P. 1475-1480.

389. Zahringer U., Lindner B., Rietschel E.T. Molecular structure of lipid A, the en-dotoxic center of bacterial lipopolysaccharides // Adv. Carbohydr. Chem. Biochem. 1994. - Vol. 50. - P. 211-276.

390. Zhao X., Lam J.S. WaaP Pseudomonas aeruginosa is a novel eukaryotic type protein-tyrosine kinase as well as a sugar kinase essential for the biosynthesis of core lipopolysaccharide // J. Biol. Chem. 2002. - Vol. 277. - P. 4722-4730.

391. Zhao X., Wenzel C.Q., Lam J.S. Nonradiolabeling assay for WaaP, an essential sugar kinase involved in biosynthesis of core lipopolysaccharide // Antimi-crob. Agents Chemother. 2002. - Vol. 46. - P. 2035-2037.

392. Zhao X., Wu W., Qi Z., Cui Y., Yan Y., Guo Z., Wang Z., Wang H., Deng H., Xue Y., Chen W., Wang X., Yang R. The complete genome sequence and pro-teomics of Yersinia pestis phage Yep-cp // J. Gen. Virol. 2011. - Vol. 92. -P. 216-221.

393. Zhou D., Han Y., Song Y., Huang P., Yang R. Comparative and evolutionary genomics of Yersinia pestis II Microbes Infect. 2004. - Vol. 6. - P. 1226-1234.

394. Zimmer S.M., Zughaier S.M., Tzeng Y.-L., Stephens D. S. Human MD-2 discrimination of meningococcal lipid A structures and activation of TLR4 // Gly-cobiology. 2007. - Vol. 17. - P. 847-856.

395. Zughaier S.M., Tzeng Y.L., Zimmer S.M., Datta A., Carlson R.W., Stephens D.S. Neisseria meningitidis lipooligosaccharide structure-dependent activation of the macrophage CD14/Toll-like receptor 4 pathway // Infect. Immun. 2004. -Vol. 72.-P. 371-380.