Молекулярное моделирование пептидов в мембранах: от изучения механизмов связывания с бислоем к направленному изменению активности тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат физико-математических наук Полянский, Антон Александрович

• Полянский, Антон Александрович
• кандидат физико-математических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат физико-математических наук Полянский, Антон Александрович

СОДЕРЖАНИЕ.

Глава I. ВВЕДЕНИЕ.

Глава 11. Моделирование поведения МАП в явно заданных гидратированных мембранных системах (обзор литературы).

11.1. МД расчеты водно-липидных систем.

11.1.1. Цвиттерионные мембранные системы.

11.1.2. Заряженные бислои и мицеллы.

II. 1.3. Многокомпонентные мембраны.

11.2. МД расчеты пептидов в мембранах.

И.З. Резюме.

Глава III. Результаты и обсуждение.

III. 1. Разработка моделей явно заданных гидратированных заряженных и нейтральных мембранных систем.

III.1.1 Роль заряда полярной головки в структурной организации модельной мембраны. Сравнительное моделирование заряженного и цвиттерионного бислоев.

III. 1.2. Создание базы данных (БД) модельных водно-липидных систем и изучение их структурно-динамических свойств.

III. 1.3. Создание смешанных бислоев, имитирующих реальные клеточные мембраны.

111.2. Определение структуры МАП в модельных мицеллах, сравнение с экспериментом. Влияние гидрофобной организации водно-липидного интерфейса на конформацию пептида в связанном состоянии.

111.3. Влияние динамического состояния мембраны на характер встраивания МАП (на примере фузионного пептида Е5).

111.3.1. Конформация пептида в связанном состоянии.

111.3.2. Мода встраивания в липидные бислои.

111.3.3. Связывание пептида на поверхности мембраны. Роль гидрофобных соответствий.

111.3.4. Мембранный ответ, вызванный встраиванием ФП.

111.3.5. Резюме.

111.4. Роль специфических контактов остатков пептида с полярными головками липидов в дестабилизации заряженных и нейтральных мембран.

111.4.1. Расчеты МД пенетратина и его аналогов.

111.4.2. Взаимодействие pAntp с цвиттерионными (ДОФХ) и заряженными (ДОФС) бислоями.

111.4.3. Мембранный ответ, вызываемый пептидом.

111.4.4. Взаимодействие аналогов пенетратина с бислоем ДОФС.

111.4.5. Влияние гидрофобной организации поверхности мембраны на характер связывания пептида.

111.4.6. Резюме.

111.5. Особенности аминокислотной организации МАП, обусловливающие различные механизмы связывания с мембраной (на примере антимикробных пептидов).

III. 5.1 Основные результаты моделирования Ltc2a и Ltcl в мембранах

Эритроциты» и «Грам-».

111.5.2. Разработка аналогов Ltc2a с измененной активностью.

111.6. Краткое описание разработанной технологии моделирования МАП.

Этап I. Создание и оптимизация теоретических моделей полноатомных гидратированных мембран-имитирующих систем.

Этап II. Моделирование периферически связывающихся пептидов в присутствии полноатомных гидратированных мембранных систем.

Глава IV. Заключение.

IV. 1. Обзор проведенных исследований и полученных результатов.

IV.2. Научно-практическое значение работы.

IV.3. Перспективы.

V. Методы.

V.I. Используемые теоретические подходы.

V. 1.1.Метод молекулярного гидрофобного потенциала (МГП).

V.I.2.Meтoд молекулярной динамики (МД) явно заданных гидратированных мембранных систем.

V.2. Используемые МАП.

V.3. Вычислительные протоколы.

V.3.I. Получение равновесных структур бислоев и мицелл.

V.3.2. МД Ltc2a с мицеллой ДСН60.

V.3.3. МД Е5 с бислоями ДМФХ и ДПФХ.

V.3.4. МД pAntp в воде и с бислоями ДОФХ / ДОФС.

V.3.5. МД Ltcl и Ltc2a с бислоями «Эритроциты» / «Грам-».

V.4. Анализ данных МД.

V.4.I. Картирование структурно-динамических свойств на поверхности модельных мембран.

V.4.2. Расчет основных параметров для пептидов и мембран.

V.4.3. Визуализация молекулярных структур.

VI. ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярное моделирование пептидов в мембранах: от изучения механизмов связывания с бислоем к направленному изменению активности»

Мембранные процессы чрезвычайно важны для функционирования живой клетки.При этом огромную роль выполняет липидный бислой, который является сложной гетерогенной структурой, гибко реагирующей на внешние воздействия и тем самым влияюший на работу мембранных и мембрано-активных белков и пептидов. Мембраноактивные пептиды (МАП) представляют класс соединений, выделенных из природныхисточников или синтезированных de novo, которые обладают широким спектром биологической активности, часто связанной с изменением физико-химических параметров клеточной мембраны. Действие таких агентов модулируется набором многих факторов(конформация пептида, мода связывания, рП, фазовое состояние и липидный составмембраны, и др.). Понимание структурных предпосылок, определяющих различныефункциональные особенности МАП - одна из важнейших фундаментальных задач в изучении белок-мембранных взаимодействий. Помимо фундаментального значения для современной структурной биологии (установление основных принципов функционирования белков в мембранах, их фолдинг в неполярном окружении и др.), исследования вданной области важны для оптимизации и разработки новых соединений, имеющихпрактическое применение в современной биотехнологии и фармацевтической промышленности - направленная доставка лекарств через клеточную мембрану, создание МАП сзаданной активностью, генная терапия и борьба с различными заболеваниями, в частности, инфекционными и онкологическими.Изучение свойств природных белок-липидых систем экспериментальными методами сильно затруднено ввиду их сложности. Поэтому широкое распространение получили модельные мембранные системы (мицеллы, везикулы, бицеллы), имитирующие реальные мембраны. Па данный момент эти системы хорошо изучены с помощью различных экспериментальных методик (электронная микроскопия, нейтронное рассеяние,рентгеноструктурный анализ, ЯМР, ЭПР) (Chapman, 1988; Auger, 2000). Однако частоэкспериментальные данные являются противоречивыми и при этом отражают лишь общую (усредненную) картину организации мембранных систем (геометрия системы, параметры упаковки и подвижность липидов). Паряду с экспериментальными работами, впоследние годы стало возможным исследовать модельные мембранные системы с помощью техники компьютерного моделирования, основанного на применении высокопроизводительных многопроцессорных вычислительных платформ. Наиболее информативными из них являются расчеты молекулярной динамики (МД) явно заданных воднолипидных систем и метод Монте-Карло (МК), которые позволяют детально описыватьструктурные и динамические параметры исследуемых объектов. В настоящее время спомощью указанных методик исследован целый ряд модельных бислоев и мицелл (Ash etal, 2004; Saiz & Klein, 2002; Chiu et al, 1999; Tieleman et al., 1997). При этом подавляющеечисло работ посвящено изучению «чистых» цвиттерионных насыщенных и ненасыщенных бислоев и нейтральных мицелл. В то же время существуют лишь несколько примеров успешного моделирования систем, которые наиболее приближены к реальным биологическим мембранам - заряженных бислоев и мембран, содержащих смеси липидов(Pandit & Berkowitz, 2002; Polyansky et al., 2005; Murzyn et al., 2005). Это объясняется целым рядом технических трудностей, возникающих при изучении заряженных систем.Еще более сложным является моделирование взаимодействий модельных бислоев и мицелл с МАП. Для решения подобных задач могут эффективно применяться методы МД иМК (Wong & Kamath, 2002; Bond & Sansom, 2003), которые позволяют исследовать картину взаимодействий на атомном уровне. Тем не менее, во многих современных работах,посвященных моделированию МАП в мембранном окружении, ряд важных аспектовпептид-мембранных взаимодействий остается за рамками проводимых исследований.Например, роль различных аминокислотных остатков в дестабилизации бислоя, специфическое влияние пептидов на структурно-динамические свойства мембраны («мембранный ответ»), гетерогенность поверхностных свойств границ раздела (интерфейсов)водно-липидных систем и др. Одним из возможных объяснений этому является сложность моделируемых объектов и отсутствие общих системных подходов к проблеме белок-мембранных взаимодействий.Таким образом, основной целью настоящей работы стало создание новых подходов в моделировании МАП, позволяющих детально описывать картину взаимодействияпептидов с водно-липидными системами, и их применение в теоретическом изучениимембранного связывания ряда объектов, обладающих важной биологической активностью (фузионные и антимикробные пептиды (ФП, АМП), неспецифические пептидныепереносчики через клеточные мембраны (ППК)).При этом были созданы новые методики анализа данных МД, дающих важнуюинформацию о характере мембранного ответа, вызванного встраиванием пептидов, гетерогенной структурно-динамической организации интерфейсов водно-липидных систем,распределении поверхностных гидрофобных свойств модельных мембран, специфических взаимодействиях различных аминокислотных остатков пептидов с молекулами ли8пидов и детергентов, а также их роли в дестабилизации мембраны. Особое внимание было уделено разработке и апробации теоретических моделей разных мембранных систем,отличающихся по своим физико-химическим свойствам и липидному составу. Среди нихбыли рассмотрены заряженные и нейтральные бислои и мицеллы с разной химическойструктурой полярной головки и ацильных цепей (ДМФХ, ДПФХ, ПОФХ, ПОФЭ, ДОФХ,ДМФС, ПОФС, ПОФГ, ДОФС, ДФС, ДСН). Подобные системы часто используют в экспериментальных исследованиях с помощью методов ЯМР, ЭПР, рентгеноструктурногоанализа (Nagle «& Tristram-Nagle, 2000), поэтому сопоставление результатов моделирования и имеющихся экспериментальных данных позволило произвести оптимизацию вычислительных алгоритмов для получения наилучшего согласия между ними. Также былапроведена разработка смешанных бислойных систем, по своим физико-химическимсвойствам (поверхностный заряд, ненасыщенность и пр.) и липидному составу приближенных к реальным биологическим мембранам (эукариотические, бактериальные). Моделирование МАП в различных мембранных системах позволило учесть влияние рядафакторов на процесс их взаимодействия (химическая стурктура и заряд полярной головки, насыщенность ацильных цепей, динамическое состояние мембраны и др.). При этомбыла создана база данных (БД) бислоев и мицелл различного липидного состава, разработано новое программное обеспечение (ПО) на основании стандартного пакета МДGROMACS (Lindahl et al., 2002), позволяющее в полуавтоматическом режиме создаватьявно заданные гидратированные пептид-мембранные системы и проводить анализ данных МД. На основании полученных результатов была создана технология, оптимизирующая задачу моделирования периферически связывающихся пептидов в явно заданных мембрано-имитирующих системах (см. далее).Рассмотрение МАП, обладающих различной биологической и функциональнойактивностью, позволило выявить ряд интересных и важных аспектов их взаимодействияс мембранами. Встраивание вглубь интерфейса сопровождается реорганизацией пространственной структуры пептида в соответствии с аминокислотным составом и поверхностным распределением гидрофобных и гидрофильных свойств. Дополнительное влияние на структуру пептида оказывают невалентные взаимодействия аминокислотных остатков внутри молекулы и с мембранным окружением. Это придает определенную конформационную подвижность МАП, которая может быть связана с его биологической активностью. Полученные данные расширяют традиционные представления о процессесворачивания полипептидной цепи на границе полярной и неполярной фаз, основанныеисключительно на амфифильных свойствах последовательностей. Установлено, что мембранный ответ на действие МАП имеет локальный характер, то есть изменение структурно-динамических параметров наблюдается только в области контакта пептида с бислоем, зачастую, не влияя на интегральные характеристики мембраны. Для разных МАПдействие на мембрану характеризуется наличием как общих черт (уменьшение подвижности липидов в области контактов, нарушение характера их упаковки и др.), так и особенностей, связанных с функциональной активностью пептида. При этом в дестабилизации мембраны ключевую роль часто играют специфические контакты остатков пептидовс липидными молекулами. Указанные эффекты зависят от аминокислотного состава пептидов и химического строения полярных головок липидов. Это позволяет выявлять молекулярные основы селективности МАП к различным типам клеточных мембран.В целом, широкое рассмотрение проблемы мембранного ответа на действие биологически-активных пептидов и сравнительное изучение разных мембранных систем,проведенное в рамках настоящей работы, позволило сделать существенный шаг в понимании функционирования липидной составляющей клеточной мембраны, а также расширить представления о механизмах белок-мембранных взаимодействий. Полученныерезультаты могут стать необходимой теоретической базой для направленного дизайнапептидов, обладающих разной биологической активностью (АМП, противораковые, переносчики и пр.), которые могут быть использованы в медицинской биоинженерии новых лекарственных препаратов. В частности первые результаты по направленному изменению активности АМП на основании данных молекулярного моделирования были по

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Полянский, Антон Александрович

VI. выводы

1. Разработаны и оптимизированы методики исследования поведения пептидов в явно заданных модельных мембранах, основанные на расчетах МД. Реализованные новые подходы в анализе МД-данных с использованием процедур картирования различных структурно-динамических свойств поверхности мембран позволяют получать детальную картину мембранного ответа, вызванного встраиванием пептидов. На основании систематизации полученных результатов создана интегрированная технология моделирования МАП.

2. Характер связывания фузионного пептида Е5, пептидного переносчика пенетратина и антимикробного пептида Ltc2a является следствием их адаптации к различному мембранному окружению. Основными факторами служат: а) конформа-ционная подвижность пептида; б) заряд, динамическое состояние и кривизна поверхности мембраны; в) гидрофобная организация водно-липидного интерфейса.

3. Дестабилизация мембран в процессе связывания ряда биологически активных пептидов происходит в результате образования специфических контактов аминокислотных остатков с полярными головками липидных молекул, а). Взаимодействие остатков глутаминовой кислоты фузионного пептида Е5 с ФХ приводит к вытеснению липидов из плоскости мембраны, б). Формирование комплексов ароматических и катионных остатков пентератина с ФС способствует возникновению «гидрофобных дефектов» на поверхности мембраны.

4. Особенности аминокислотной организации АМП Ltcl и Ltc2a обусловливают различный характер их связывания с моделями бактериальных и эукариотических мембран. В частности, распределение ароматических остатков в молекулах пептидов и гидрофобная организация их спиралей определяют периферическую моду связывания для Ltc2a и заглубленную - для Ltcl.

5. На основании молекулярного моделирования предсказаны полярные аминокислотные замены в гидрофобных областях антимикробного пептида Ltc2a (Ile7Gln, PhelOLys), направленные на уменьшение его гемолитической активности. Данные биологического тестирования для полученных аналогов (Ltc2aI7Q, Ltc2aF10K) показали высокую эффективность предложенных мутаций.

Список литературы диссертационного исследования кандидат физико-математических наук Полянский, Антон Александрович, 2006 год

1. Aliste М.Р., MacCallum J.L., Tieleman D P. Molecular dynamics simulations of pentapeptides at interfaces: salt bridge and cation-pi interactions. Biochemistry (2003) 42, 8976-8987.

2. Andree H.A, Reutelingsperger C.P., Hauptmann R., Hemker H.C., Hermens W. Т., Willems G.M. Binding of vascular anticoagulant alpha (VAC alpha) to planar phospholipid bilayers J Biol Chem (1990)265,4923-4928.

3. Anezo C., de Vries A.H., Holtje H.D., Tieleman D. P., Marrink S.J. Methodological issues in lipid bilayer simulations. J Phys Chem В (2003)107,9424-9433.

4. Appelt C., Eisenmenger F., Kuhne R., Schmieder P., Soderhall J.A. Interaction of the antimicrobial peptide cyclo(RRWWRF) with membranes by molecular dynamics simulations. Bio-phys J (2005) 89, 2296-306.

5. Ash W.L., Zlomislic M.R., Oloo E.O., Tieleman D.P. Computer simulations of membrane proteins. Biochim BiophysActa. (2004) 1666, 158-189.

6. Auger M. Biological membrane structure by solid-state NMR. Curr. Issues Mol Biol. (2000) 2, 119-124.

7. Balali-Mood K., Harroun T.A., Bradshaw J.P. Molecular dynamics simulations of a mixed DOPC/DOPG bilayer. Eur. Phys. J. (2003) 12, 136-140.

8. Binder H, Lindblom G. A molecular view on the interaction of the trojan peptide penetratin with the polar interface of lipid bilayers. Biophys J. (2004) 87, 332-343.

9. Binder H, Lindblom G. Charge-dependent translocation of the Trojan peptide penetratin across lipid membranes. Biophys. J. (2003) 85, 982-995.

10. Bjorklund J., Biverstahl H., Graslund A., Maler L., Brzezinski P. Real-time transmembrane translocation of penetratin driven by light-generated proton pumping. Biophys. J. (2006) 91, L29-3I.

11. Bockmann R.A., Нас A., Heimburg Т., Grubmuller H. Effect of sodium chloride on a lipid bilayer. Biophys J. (2003)85, 1647-1655

12. Bond P.J., Sansom M.S. Membrane protein dynamics versus environment: simulations of OmpA in a micelle and in a bilayer. J. Mol. Biol. (2003) 329,1035-1053.

13. Brogden K.A. Antimicrobial peptides: pore formers or metabolic inhibitors in bacteria? Nat Rev. Microbiol. (2005)3, 238-250.

14. Brooks III C.L., Bruccoleri R.E., Olafson B.D., States D.J., Swamiathan S., Karplus M. CHARMM: a program for macromolecular energy minimization and dynamics calculations. J. Comput Chem. (1983)4,187-217.

15. Bruce C.D., Berkowitz M.L., Perera L., Forbes M D.E. Molecular Dynamics Simulation of Sodium Dodecyl Sulfate Micelle in Water: Micellar Structural Characteristics and Counterion Distribution. J Phys Chem В (2002) 106,3788-3793.

16. Bruckheimer E.M., Schroit A.J. Membrane phospholipid asymmetry: host response to the ex-ternalization of phosphatidylserine. JLeukoc Biol. (1996) 59, 784-788.

17. Caesar C.E., Esbjorner E.K., Lincoln P., Norden B. Membrane interactions of cell-penetrating peptides probed by tryptophan fluorescence and dichroism techniques: correlations of structure to cellular uptake. Biochemistry (2006) 45, 7682-7692.

18. Chapman D. Biomembrane structure and function: recent studies and new techniques. Parasitology (1988) 96 Suppl: SI 1-23.

19. Chiu S.W., Jakobsson E., Subramaniam S., Scott H.L. Combined monte carlo and molecular dynamics simulation of fully hydrated dioleyl and palmitoyl-oleyl phosphatidylcholine lipid bilayers. Biophys J. (1999) 77,2462-2469.

20. Chiu S.W., Jakobsson E., Scott H.L. Combined Monte Carlo and molecular dynamics simulation of hydrated lipid-cholesterol lipid bilayers at low cholesterol concentration. Biophys J. (2001)80,1104-1114.

21. Chiu S.W., Jakobsson E., Mashl J., Scott H.L. Cholesterol-Induced Modifications in Lipid Bilayers: A Simulation Study. Biophys J. (2002) 83, 1842-1853.

22. Christiaens В., Grooten J., Reusens M., Joliot A., Goethals M., Vandekerckhove J., Prochiantz A., Rosseneu M. Membrane interaction and cellular internalization of penetratin peptides. Eur. J. Biochem (2004) 271,1187-1197.

23. Clayton A.H., Atcliffe B.W., Howlett G.J., Sawyer W.H. Conformation and orientation of penetratin in phospholipid membranes. J. Pept. Sci (2006) 12,233-238.

24. Cocca B.A., Seal S.N., D'Agnillo P., Mueller Y.M., Katsikis P.D., Rauch J., Weigert M., Radic M.Z. Structural basis for autoantibody recognition of phosphatidylserine-beta 2 glycoprotein I and apoptotic cells. Proc Natl Acad Sci USA (2001)98, 13826.

25. Connolly M.L. Solvent-accessible surfaces of proteins and nucleic acids. Science (1983) 221, 709-713.

26. Czajlik A., Mesko E., Репке В., Perczel A. Investigation of penetratin peptides. Part 1. The environment dependent conformational properties of penetratin and two of its derivatives. J Pept Sci (2002)8,151-171.

27. Dennison S.R., Wallace J., Harris F., Phoenix D.A. Amphiphilic alpha-helical antimicrobial peptides and their structure/function relationships. Protein Pept Lett. (2005) 12, 31-39.

28. Derossi D., Joliot A.H., Chassaing G., Prochiantz A. The third helix of the Antennapedia ho-meodomain translocates through biological membranes. J. Biol Chem. (1994) 269, 1044410450.

29. Derossi D., Calvet S., Trembleau A., Brunissen A., Chassaing G., Prochiantz A. Cell internalization of the third helix of the Antennapedia homeodomain is receptor-independent, J Biol. Chem (1996)271, 18188-18193.

30. Derossi D., Chassaing G. Prochiantz A. Trojan peptides: the penetratin system for intracellular delivery. Orends Cell Biol (1998) 8, 84-87.

31. Deshayes S, Morris M.C., Divita G., Heitz F. Cell-penetrating peptides: tools for intracellular delivery of therapeutics. Cell Mol Life Sci. (2005) 62, 1839-1849.

32. Drin G., Mazel M., Clair P., Mathieu D., Kaczoreck M., Temsamani J. Physico-chemical requirements for cellular uptake of pAntp peptide. Role of lipid-binding affinity. Eur. J. Biochem (2001)268,1304-1314.

33. Dubovskii P.V., Volynsky P.E., Polyansky A.A., Chupin V.V., Efremov R.G., Arseniev A.S. Spatial structure and activity mechanism of a novel spider antimicrobial peptide. Biochemistry (2006)45,10759-10767.

34. Dubovskii P.V., Li H., Takahashi S., Arseniev A.S., Akasaka K. Structure of an analog of fusion peptide from hemagglutinin. Protein Sci. (2000) 9, 786-798.

35. Efremov R.G., Gulyaev D.I., Vergoten G., Modyanov N.N. Application of 3D molecular hy-drophobicity potential to the analysis of spatial organization of membrane domains in proteins.

36. Hydrophobic properties of transmembrane segments of Na,K-ATPase. J Prot. Chem (1992)1., 665-675.

37. Efremov R.G., Vergoten G. Hydrophobic organization of alpha-helix membrane bundle in bac-teriorhodopsin. J. Protein Chem (1996) 15, 63-76.

38. Efremov R.G., Nolde D.E., Konshina A.G., Syrtcev N.P., Arseniev A.S. Peptides and proteins in membranes: what can we learn via computer simulations? Curr. Med Chem. (2004) 11, 2421-2442.

39. Epand, R.M. Fusion peptides and the mechanism of viral fusion. Biochim. Biophys Acta (2003)1614,116-121.

40. Epand R.M., Epand R.F., Martin I., Ruysschaert J.M. Membrane interactions of mutated forms of the influenza fusion peptide. Biochemistry (2001) 40, 8800-8807.

41. Essex J.W., Hann M.M., Richards W.G. Molecular dynamics simulation of a hydrated phospholipid bilayer. Phil. Trans. R Soc. Lond В (1994) 344, 239-260.

42. Essmann U., Регега L., Berkowitz M.L., Darden Т., Lee H., Pedersen L.G. A smooth particle mesh Ewald method. JChem Phys. (1995) 103, 8577-8593.

43. Fauchare J.L., Quarendon P., Kaetterer L. Estimating and representing hydrophobicity potential. J Mol Graphics (1988) 6, 203-206.

44. Forrest L. R., Sansom M.S. Membrane simulations: bigger and better? Curr Opin Struct Biol2000)10,174-181.

45. Furet P., Sele A., Cohen N.C. 3D molecular lipophilicity potential profiles: a new tool in molecular modeling. J. Mol Graphics (1988) 6, 182-200.

46. Giangaspero, A., Sandri, L., and Tossi, A. Amphipathic alpha helical antimicrobial peptides. Eur.J Biochem (2001)268,5589-5600.

47. Giesen P.L., Willems G.M., Hemker H.C., Hermens W.T. Membrane-mediated assembly of the prothrombinase complex. JBiolChem (1991)266, 18720-18725.

48. Golden Software, Inc. (1999). SURFER User Manual, version 7.0.

49. Goldmann, W. H., Isenberg, G. Actin-related protein (Arp2) inserts into artificial lipid membranes. Cell. Biol Int. (2002) 26, 1073.

50. Gray C., Tamm L.K. pH-induced conformational changes of membrane-bound influenza hemagglutinin and its effect on target lipid bilayers. Protein Sci. (1998) 7,2359-2373.

51. Han X., Bushweller J.H., Cafiso D.S., Tamm L.K. Membrane structure and fusion-triggering conformational change of the fusion domain from influenza hemagglutinin. Nat Struct Biol.2001)8,715-720.

52. Hancock R.E.W., Lehrer R. Cationic peptides: a new source of antibiotics. Trends Biotechnol. (1998) 16, 82-88.

53. Huang Q., Chen Ch.-L., Herrmann A. Bilayer conformation of fusion peptide of influenza virus hamgglutinin: a molecular dynamics study. Biophys J (2004)87, 14-22.

54. Huber T, Botelho A.V., Beyer K., Brown M.F. Membrane Model for the G-Protein-Coupled Receptor Rhodopsin: Hydrophobic Interface and Dynamical Structure. Biophys J. (2004) 86, 2078-2100

55. Hubner W., Blume A. Interactions at the lipid-water interface. Chem. Phys Lipids (1998) 96, 99-123.

56. Humphrey W., Dalke A., Shulten K. (1996) VMD Visual molecular dynamics. J. Mol. Graph., 14.1, 33-38

57. Jiang F.Y., Bouret Y., Kindt J.T. Molecular Dynamics Simulations of the Lipid Bilayer Edge Biophys J. (2004) 87,182-192.

58. Jorgensen W.L., Tirado-Rives J. The OPLS potential functions for proteins. Energy minimizations for crystals of cyclic peptides and crambin. J. Amer. Chem Soc (1988) 110,1657-1666.

59. Kabsch W., Sander C. Dictionary of protein secondary structure: pattern recognition of hydrogen-bonded and geometrical features. Biopolymers (1983) 22,2577-2637.

60. Kamath S., Wong T.C. Membrane structure of the human immunodeficiency virus gp41 fusion domain by molecular dynamics simulation. BiophysJ. (2002) 83,135-143.

61. Kandasamy S.K, Larson R.G. Binding and insertion of alpha-helical anti-microbial peptides in POPC bi layers studied by molecular dynamics simulations. Chem. Phys Lipids (2004) 132, 113-132.

62. Khandelia H., Kaznessis Y.N. Molecular dynamics simulations of helical antimicrobial peptides in SDS micelles: what do point mutations achieve? Peptides (2005a) 26, 2037-2049.

63. Khandelia H., Kaznessis Y.N. Molecular dynamics simulations of the helical antimicrobial peptide ovispirin-1 in a zwitterionic dodecylphosphocholine micelle: insights into host-cell toxicity. J Phys Chem В (2005b) 109,12990- 2996.

64. Korte Т., Epand R.F., Epand R.M., Blumenthal R. Role of the Glu residues of the influenza hemagglutinin fusion peptide in the pH dependence of fusion activity. Virology (2001) 289, 353-361.

65. Magzoub M., Eriksson L.E., Graslund A. Conformational states of the cell-penetrating peptide penetratin when interacting with phospholipid vesicles: effects of surface charge and peptide concentration. Biochim Biophys Acta (2002) 1563, 53-63.

66. Magzoub M., Pramanik A., Graslund A. Modeling the endosomal escape of cell-penetrating peptides: transmembrane pH gradient driven translocation across phospholipid bilayers. Biochemistry (2005) 44,14890-14897.

67. Magzoub M., Grasslund A. Cell-penetrating peptides: from inception to application, Q ReV. Biophys (2004)37, 147-195.

68. Magzoub M., Kirk K., Eriksson L.E.G., Langel U., Grasslund. A. Interaction and structure induction of cell-penetrating peptides in the presence of phospholipid vesicles. Biochim Biophys Acta, Biomembr. (2001) 1512, 77-89.

69. Marrink S.J., Mark A.E. Molecular Dynamics Simulations of Mixed Micelles Modeling Human Bile. Biochemistry (2002) 41, 5375-5382.

70. Marrink Siewert J. and Alan E. Mark The Mechanism of Vesicle Fusion as Revealed by Molecular Dynamics Simulations J Am Chem. Soc. (2003) 125, 11144-11145

71. Marrink S.J., Mark A.E. Molecular View of Hexagonal Phase Formation in Phospholipid Membranes. Biophys J (2004) 87, 3894-3900.

72. Marrink S.J., Tieleman D.P. Molecular Dynamics Simulation of Spontaneous Membrane Fusion during a Cubic-Hexagonal Phase Transition. Biophys. J. (2002) 83, 2386-2392.

73. Marrink S.J., Lindahl E., Edholm O., Mark A.E. Simulation of the Spontaneous Aggregation of Phospholipids into Bilayers. J. Am. Chem Soc. (2001) 123, 8638- 8639.

74. Mashl R.J., Scott H.L., Subramaniam S., Jakobsson E. Molecular simulation of dioleoylphos-phatidylcholine lipid bilayers at differing levels of hydration. Biophys J. (2001) 81, 3005-3015.

75. Morris K.F., Gao X., Wong T.C. The interactions of the HIV gp41 fusion peptides with zwit-terionic membrane mimics determined by NMR spectroscopy. Biochim. Biophys Acta (2004) 1667, 67-81.

76. Mukhopadhyay P., Monticelli L., Tieleman D.P. Molecular dynamics simulation of a palmi-toyl-oleoyl phosphatidylserine bilayer with Na+ counterions and NaCl. Biophys. J. (2004) 86, 1601-1609.

77. Murzyn K., Rog Т., Pasenkiewicz-Gierula M. Phosphatidylethanolamine-phosphatidylglycerol bilayer as a model of the inner bacterial membrane. Biophys J. (2005) 88, 1091-1103.

78. Murzyn K., Rog Т., Jezierski G., Takaoka Y., Pasenkiewicz-Gierula M. Effects of Phospholipid Unsaturation on the Membrane/Water Interfaced Molecular Simulation Study Biophys. J. (2001)81, 170-183.

79. Nagle J. F., Tristram-Nagle S. Structure of lipid bilayers. Biochim Biophys. Acta (2000) 1469, 159-195.

80. Рак С.С., Fidler I.J. Molecular mechanisms for activated macrophage recognition of tumor cells. Semin Cancer Biol. (1991) 2,189-195.

81. Palm C., Netzereab S., Hallbrink M. Quantitatively determined uptake of cell-penetrating peptides in non-mammalian cells with an evaluation of degradation and antimicrobial effects. Peptides (2006)27, 1710-1716.

82. Pandit S.A., Berkowitz M.L. Molecular dynamics simulation of dipalmitoylphosphatidylserine bilayer with Na+ counterions. BiophysJ. (2002) 82,1818-1827.

83. Pandit S. A., Bostick D., Berkowitz M. L. Mixed bilayer containing dipalmitoylphosphatidyl-choline and dipalmitoylphosphatidylserine: lipid complexation, ion binding, and electrostatics. Biophys J. (2003) 85,3120-31.

84. Pandit S.A., Jakobsson E., Scott H.L. Simulation of the Early Stages of Nano-Domain Formation in Mixed Bilayers of Sphingomyelin, Cholesterol, and Dioleylphosphatidylcholine Biophys J. (2004a) 87, 3312-3322

85. Pandit S. A., Bostick D., Berkowitz M. L. Complexation of Phosphatidylcholine Lipids with Cholesterol Biophys J. (2004b) 87,1345-1356.

86. Patra M., Karttunen M., Hyvonen M.T., Falck E., Lindqvist P., Vattulainen I. Molecular dynamics simulations of lipid bilayers: major artifacts due to truncating electrostatic interactions. Biophys J. (2003) 84, 3636-3645.

87. Persson D., Thoren, P.E.G., Norden B. Penetratin-induced aggregation and subsequent dissociation of negatively charged phospholipid vesicles. FEBSLett. (2001) 505,307-312.

88. Petrache H. I., Tristram-Nagle S., Gawrisch K., Harries D., Parsegian V. A., Nagle J.F. Structure and fluctuations of charged phosphatidylserine bilayers in the absence of salt. Biophys J. (2004) 86, 1574-1586.

89. Pinheiro T. J., Cheng H., Seeholzer S. H., Roder H. Direct evidence for the cooperative unfolding of cytochrome с in lipid membranes from H-(2)H exchange kinetics. J. Mol Biol. (2000) 303, 617-626.

90. Polyansky A.A., Volynsky P.E., Nolde D.E., Arseniev A S. Efremov R.G. Role of Lipid Charge in Organization of Water/Lipid Bilayer Interface: Insights via Computer Simulations. J. Phys. Chem. В (2005) 109, 15052-15059

91. Powers J.P., Hancock R.E. The relationship between peptide structure and antibacterial activity. Peptides (2003)24, 1681-1691.

92. Robinson A.J., Richards W.G., Thomas P.J., Hann M.M. Head group and chain behavior in biological membranes: a molecular dynamics computer simulation. Biophys J. (1994) 67, 23452354.

93. Rog Т., Pasenkiewicz-Gierula M. Effects of epicholesterol on the phosphatidylcholine bilayer: a molecular simulation study. Biophys J. (2003) 84, 1818-1826.

94. Rog Т., Murzyn K., Pasenkiewicz-Gierula M. Molecular dynamics simulations of charged and neutral lipid bilayers: treatment of electrostatic interactions. Acta Biochim Pol. (2003) 50, 789.

95. Rog Т., Murzyn K., Gurbiel R., Takaoka Y., Kusumi A., Pasenkiewicz-Gierula M. Structural Properties of a Highly Polyunsaturated Lipid Bilayer from Molecular Dynamics Simulations. J Lipid Res. (2004) 45,326-336.

96. Sachs J.N., Nanda H., Petrache H.I., Woolf T.B. Changes in Phosphatidylcholine Headgroup Tilt and Water Order Induced by Monovalent Salts: Molecular Dynamics Simulations Biophys. J (2004) 86 3772-3782.

97. Saiz L., Klein M.L. Computer simulation studies of model biological membranes. Acc Chem Res (2002)35,482-489.

98. Saiz L., Klein M.L. Structural Properties of a Highly Polyunsaturated Lipid Bilayer from Molecular Dynamics Simulations Biophys J (2001) 81,204-216.

99. Sankararamakrishnan R.H. Weinstein H. Molecular dynamics simulations predict a tilted orientation for the helical region of dynorphin A(l—17) in dimyristoylphosphatidylcholine bilayers. Biophys. J (2000) 79,2331- 2344.

100. Sanner M.F, Spehner J.C. Olson A .J. Reduced surface: an efficient way to compute molecular surfaces, Biopolymers (1996) 38 305-320.

101. Schamberger J., Clarke R. J. Hydrophobic ion hydration and the magnitude of the dipole potential. Biophys J. (2002) 82, 3081-3088.

102. Shepherd C.M, Vogel H J, Tieleman D P. Interactions of the designed antimicrobial peptide MB21 and truncateddermaseptin S3 with lipid bilayers: molecular-dynamics simulations. Biochem J. (2003)370, 233-243.

103. Stouch T.R. Lipid membrane structure and dynamics studied by all-atom molecular dynamics simulations of hydrated phospholipid bilayers. Mol. Simulation (1993) 10,335-362.

104. Tamm L.K., Crane J., Kiessling V. Membrane fusion: a structural perspective on the interplay of lipids and proteins. Curr. Opp m Struct Biol (2003) 13, 453-466.

105. Tarek M. Membrane Electroporation: A Molecular Dynamics Simulation. Biophys. J. (2005) 88,4045-4053.

106. Terrone D., Sang S.L., Roudaia L., Silvius J.R. Penetratin and related cell-penetrating cationic peptides can translocate across lipid bilayers in the presence of a transbilayer potential. Biochemistry (2№) 42, 13787-13799.

107. Tieleman D.P. The molecular basis of electroporation BMC Biochemistry (2004), 5, 10

108. Tieleman D.P., Berendsen H.J.C. Molecular dynamics simulations of a fully hydrated dipalmi-toylphosphatidylcholine bilayer with different macroscopic boundary conditions and parameters. J. Chem Phys. (1996) 105, 4871-4880.

109. Tieleman D.P., Marrink S.J., Berendsen H.J.C. A computer perspective of membranes: molecular dynamics studies of lipid bilayer systems. Biochim. Biophys Acta (1997) 1331,235-270.

110. Tristram-Nagle S., Petrache H.I., Nagle J.F. Structure and interactions of fully hydrated diole-oylphosphatidylcholine bilayers Biophys J. (1998) 75, 917-925.

111. Tsou L.K., Tatko C.D., Waters M.L. Simple cation-pi interaction between a phenyl ring and a protonated amine stabilizes an alpha-helix in water. J. Am Chem. Soc. (2002) 1124, 1491714921.

112. Vaccaro L., Cross K.J., Kleinjung J., Straus S.K.,. Thomas D.J, Wharton S.A., Skehel J.J., Frat-emali F. Plasticity of influenza haemagglutinin fusion peptides and their interaction with lipid bilayers. Biophys J.( 2005) 88,25-36.

113. Van der Spoel D., van Buuren A.R., Apol A., MeulenhoffPJ., Tieleman P., Sijbers A.L.T.M., van Drunen R., Berendsen H.J.C. (1996).CROMACS User Manual, ver. 2.0, University of Groningen.

114. Van Gunsteren, W. F., Berendsen, H. J. C. 1987, Gromos-87 manual. Biomos BV. Nijenborgh 4, 9747 AG Groningen, the Netherlands.

115. Vanderkooi G. Computation of mixed phosphatidylcholine-cholesterol bilayer structures by energy minimization. BiophysJ (1994) 66, 1457-1468.

116. Vergoten G. Molecular Dynamics Simulations of Biomembrane Models. Biospectroscopy (1998) 4, S41-S46.

117. Vogel H.J., Schibli D.J., Jing W., Lohmeier-Vogel E.M., Epand R.F., Epand R.M. Towards a structure-function analysis of bovine lactoferricin and related tryptophan- and arginine-containing peptides. Biochem Cell Biol (2002) 80, 667-677.

118. Volynsky P.E., Polyansky A.A., Simakov N.A., Arseniev A.S., Efremov R.G. Effect of lipid composition on the "membrane response" induced by a fusion peptide. Biochemistry (2005) 44, 14626-14637.

119. Walsh C. Molecular mechanisms that confer antibacterial drug resistance. Nature. (2000) 406, 775-781

120. Wang S.X., Cai G.P., Sui S.F. The insertion of human apolipoprotein H into phospholipid membranes: a monolayer study. Biochem J. (1998), 335,225-232.

121. Webb R.J., East J.M., Sharma R.P, Lee A.G. Hydrophobic mismatch and the incorporation of peptides into lipid bilayers: a possible mechanism for retention in the Golgi. Biochemistry (1998)37, 673-679.

122. Weiner S.J., Kollman P.A., Case D.A., Singh U.C., Ghio C., Alagona G., Profeta S., Weiner P. A new force field for molecular mechanical simulation of nucleic acids and proteins. J Amer. Chem Soc. (1984) 106, 765-784.

123. White S.H., Wimley W.C. Peptides in lipid bilayers: structural and thermodynamic basis for partitioning and folding. Curr. Op. Struct Biol (1993) 4, 79-86.

124. White S.H., Wimley W.C. Hydrophobic interactions of peptides with membrane interfaces. Biochim Biophys Acta (1998) 1376,339-352.

125. Wilson M. A., Pohorille A Molecular dynamics of a water-lipid bilayer interface. J Am. Chem Soc. (1994) 116, 1490-1501.

126. Wymore Т., Wong T.C. The structure and dynamics of ACTH (1-10) on the surface of a sodium dodecylsulfate (SDS) micelle: a molecular dynamics simulation study. J Biomol Struct Dyn (2000)18,461-476

127. Yarrow F., Vlugt T.J.H., van der Eerden J.P.J.M., Snel M.M.E. Melting of a DPPC lipid bilayer observed with Atomic Force Miscroscopy and computer simulation. J. Crystal Growth, (2005) 275, el417-el421.

128. Zhang W. Smith S.O. Mechanism of Penetration of Antp(43-58) into Membrane Bilayers. Biochemistry (2005)44,10110-10118.

129. Выражаю особую благодарность сотрудникам Лаборатории структурной биологии ИБХ РАН Дубовскому П. В. и Феофанову А. В., результаты экспериментальных исследований которых позволили существенно усилить научную составляющую данной работы.

130. За дружескую и творческую атмосферу в лаборатории хочу поблагодарить весь коллектив Группы молекулярного моделирования Лаборатории структурной биологии ИБХ РАН.

131. Я глубоко признателен моей семье за постоянную заботу и поддержку, без чего данная работа была бы невозможна.